Streszczenie

W pracy przedstawiono badania z zakresu swoistej odporności komórkowej u ludzi oraz u zwierząt laboratoryjnych i gospodarskich w zakażeniu lub immunizacji bakteriami zaliczanymi obecnie do rodzaju Chlamydia sp. i Chlamydophila sp. Wykazano, że zakażenie lub immunizacja tymi drobnoustrojami wpływa na liczbę limfocytów T i ich subpopulacje, a także cytotoksyczność tych komórek oraz wydzielanych przez nie cytokin. Zmiany te pojawiają się już po kilku godzinach i utrzymują do kilku-kilkudziesięciu dni od infekcji lub immunizacji.

Słowa kluczowe:Chlamydia sp. • Chlamydophila sp. • odporność swoista komórkowa

Summary

In this paper studies are presented on specific cell-mediated immunity in humans and in laboratory and farm animals upon infection or immunization with bacteria of the genera Chlamydia and Chlamydophila. Such infection or immunization was demonstrated to affect the total number of T lymphocytes, their subpopulation profiles their cytotoxicity, and the activity of cytokines. The changes appeared already a few hours after infection or immunization and persisted for days or weeks.

Key words:Chlamydia sp. • Chlamydophila sp. • specific cellular immunity

* Nazwy bakterii podano za autorami poszczególnych publikacji, nowa systematyka rzędu Chlamydiales i rodziny Chlamydiaceae z rodzajami Chlamydia sp. i Chlamydophila sp. została opublikowana w 1999 [22].

1. WPROWADZENIE

Swoista odporność komórkowa warunkowana jest limfocytami T oraz ich subpopulacjami, poprzez ich aktywność cytotoksyczną oraz aktywność substancji wydzielanych przez te komórki, to jest interleukinami, limfokinami oraz substancjami niebędącymi nimi, np. IFN-g

. Badania tej odporności in vitro i in vivo, u ludzi i zwierząt w zakażeniu i immunizacji drobnoustrojami Chlamydia sp. i Chlamydophila sp., należącymi do rzędu Chlamydiales (tab. 1), dotyczą liczby limfocytów T i ich subpopulacji [1,2,8,9,13,16,17,19,20,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38,39,40,42,44,45,46,47,48,49,50, 51,52,54,55,56,57,58,59,60,61,62,63,64,65,66,67,68,69,70,71,72,73,74,75,76,77,78,79,80,81,82,83,85], zjawisk cytotoksyczności tych komórek [3,23] oraz niektórych wydzielanych przez nie substancji [4,5,6,7,10,11,12,13,14,15,18,19,20,21,24,26,27,28,29,36,41,43, 51,53,61,62,69,71,84,85].

Tabela 1. Systematyka rzędu Chlamydiales [22].

2. ODPORNOŚĆ U LUDZI

Udział i rolę ludzkich limfocytów T w infekcjach chlamydialnych wykazali in vitro Goodal i wsp. [25], którzy dodatkowo udokumentowali, że Ch. trachomatis oddziałuje na limfocyty Th za pomocą komórek polimorfonuklearnych (PMN). Tę rolę limfocytów T potwierdzili także Monno i wsp. [45], którzy u ludzi zakażonych naturalnie Ch. trachomatis, dowiedli, że ta infekcja powoduje obniżenie liczby limfocytów T z receptorem CD4. Natomiast Qvigstad i wsp. [54,55,56] udowodnili, że analogiczna infekcja Ch. trachomatis, zwiększa in vitro proliferację limfocytów T, której maksimum przypada między 60 a 84 godziną od zetknięcia się z antygenem [54]. Badania Konopki i wsp. [32] udokumentowały, że ludzie dorośli dotknięci ornitozą, wykazują zmiany liczby limfocytów T, a także limfocytów B we krwi obwodowej. Stwierdzono także [32], że w hodowli komórek T i B stymulowanych takimi mitogenami, jak konkawalina A (ConA), mitogen szkarłatki (PWM) i fitohemaglutynina (PHA), wzrasta ich liczba od 3 tygodnia i utrzymuje się do 10–20 tygodnia. Surcell i wsp. [70] obserwując kobiety z zapalaniem płuc wywołanym przez Ch. pneumoniae – szczep K6, stwierdzili także zwiększoną proliferację limfocytów T, natomiast u ludzi zakażonych Ch. trachomatis – biotyp trachomatis i LGV, nie wykazano zwiększonej aktywności tych komórek T w teście odporności typu późnego (DTH) [2]. Także zespól Ramseya [57] oraz inni autorzy [30] wykazali, że główną rolę w odpowiedzi przeciw Ch. trachomatis odgrywają limfocyty T [57], szczególnie subpopulacje Th, Tc i limfocyty z receptorem Tgd

 [cyt.30]. De Boer i wsp. [17] udowodnili jednakże, że limfocyty T obecne w płytce miażdżycowej osób z podwyższonym poziomem przeciwciał anty-Ch. pneumoniae, wykazują zwiększoną proliferację oraz zwiększoną sekrecję IFN-g

, co potwierdzałoby rolę komórek T w tej infekcji. Udział tych komórek w zakażeniu chlamydiami potwierdza stwierdzony wysoki poziom IFN-g

 już w 14 godzinie w hodowli ludzkich komórek mononuklearnych krwi na liniach HeLa229 i SiHa, w odpowiedzi na zakażenie Ch. trachomatis – serotyp L2 i K [27]. Potwierdzono to także badając w hodowli ludzkich komórek T24, wpływ zrekombinowanego IFN-g

 na namnażanie Ch. psittaci – szczep 6BC [11], gdzie dowiedziono, że jego supresyjne działanie, które jak się przyjmuje, powstaje wskutek zahamowania katabolizmu tryptofanu. Udowodniono [11], że hamujące działanie IFN-g

 wobec chlamydii, wiąże się także z mechanizmami bójczymi zależnymi od tlenu. Niekorzystny wpływ IFN-g

 na tworzenie się inkluzji Ch. psittaci w ludzkich leukocytach, potwierdzili również Rothermel i wsp. [61], zaś zespół Bobo [4] podał, że naturalne zakażenie Ch. trachomatis człowieka, wzmaga nie tylko wytwarzanie IFN-g

, ale także TNF-a

 oraz IL-1, a stan ten jest zależny od zaawansowania infekcji. Friedek i wsp. [24] obserwując kobiety z zapaleniem płuc wywołanym przez Ch. pneumoniae, stwierdzili także zwiększone wydzielanie IFN-g

. Również inne badania [71] wykazały, że w naturalnym zakażeniu człowieka Ch. pneumoniae są zaangażowane limfocyty T, głównie z receptorem CD4 i CD8 oraz IFN-g

. Natomiast de la Maza i wsp. [18] badając wpływ IFN-g

 na namnażanie Ch. trachomatis serotyp L1, wykazali w komórkach McCoya, że już nawet mała ilość tej cytokiny, powoduje hamowanie namnażania się tych zarazków. Stwierdzono in vitro [15], że zakażenie Ch. pneumoniae hodowli komórek U-937, powoduje podwyższenie syntezy m.in. IL-10, IL-6, co również stanowi dowód o roli limfocytów T w odporności przeciwchlamydialnej.

3. ODPORNOŚĆ U ZWIERZĄT LABORATORYJNYCH

Badania z tego zakresu wykazały, że myszy pozbawione limfocytów T z receptorem TCRab

, cechują się wyższą śmiertelnością po zakażeniu Ch. trachomatis – biotyp mysi, co świadczyłoby o roli tych komórek w opisanej infekcji [83]. Nadto zarejestrowano [83], że jeżeli u myszy, jest podwyższona aktywność limfocytów T z receptorem TCRab

, nie rejestruje się wzrostu syntezy IFN-g

, natomiast w przypadku obniżonej aktywności limfocytów T z receptorem TCRgd

, stwierdza się wzrost ilości IFN-g

. Na tej podstawie wysnuto wniosek [83], że limfocyty T o receptorze TCRab

 stanowią u tych zwierząt główną populację komórek T biorących udział w odporności przy infekcji Ch. trachomatis, a limfocyty T o receptorze TCRgd

, odgrywają jedynie rolę regulacyjną. Potwierdzają to Wizel i wsp. [82], którzy wykazali in vitro, u myszy zakażonych Ch. pneumoniae aktywację głównie limfocytów T o receptorze CD8, a także zwiększoną syntezę IFN-g

. Na rolę limfocytów o receptorze CD8 wobec Ch. trachomatis – szczep L2, wskazali Beatty i Stephens [3], którzy zarejestrowali hamujące oddziaływanie tych komórek na hodowlę tego zarazka. Dowodzą to także inne obserwacje [23], w których wykazano rolę limfocytów Tc/Ts w hodowli mysich limfocytów, zainfekowanych Ch. trachomatis – szczep 434/Bu (biotyp L₂). Lammert [35] badając in vitro i in vivo, reaktywność komórek T, pochodzących z jamy otrzewnowej u myszy, na PHA i ConA, zaobserwował, że Ch. psittaci – szczep Cal 10, powoduje zahamowanie ich transformacji trwającej nawet 4 tygodnie. Autor ten [35] twierdzi, że zjawisko to nie zależy od koncentracji ciałek elementarynych (EB) Chlamydii w komórce, ale substancji supresorowych powstałych z rozpadu osłonki tych ciałek. Również Morrison i wsp. [47], prowadząc badania u myszy zakażonych Ch. trachomatis (biotyp mysi), stwierdzili, że powtórna infekcja tym zarazkiem, powoduje wzrost we krwi obwodowej aktywności limfocytów T CD4, przy braku zmian w liczbie limfocytów T z receptorem CD8, co świadczy o roli limfocytów w odpowiedzi przeciwchlamydialnej. Rolę i udział limfocytów Th we krwi obwodowej u myszy zakażonych Ch. trachomatis – biotyp mysi, potwie rdzili także Landers i wsp. [37], którzy u tych zwierząt z zablokowanymi przeciwciałami monoklonalnymi limfocytami Th, duże namnożenie się Chlamydii w jajowodzie tych zwierząt. Także Maxion i wsp. [39] zwrócili uwagę na udział limfocytów Th i cytokin przez nie syntetyzowanych w odpowiedzi przeciwchlamydialnej. Infekując myszy Ch. trachomatis stwierdzili oni [39] wzrost ilości Ip-10 (CXCL10), MIG (CXCL9) oraz RANTEM (CCLS). Podobne obserwacje poczynili Rottenberg i wsp. [63], którzy wykazali u myszy pozbawionych receptorów limfocytów T i cytokin, a zakażonych Ch. pneumoniae – szczep Kajaani, że brak komórek z receptorem CD8+ powoduje zwiększone namnażanie się bakterii, których jest 10-krotnie więcej niż w przypadku infekcji u myszy niemodyfikowanych. Zespół TerWee [72] stwierdził in vitro u kotów, jako zwierząt laboratoryjnych, zakażonych eksperymentalnie Ch. psittaci – szczep Cello, pozytywny test blastyczny limfocytów w 12 dniu po ekspozycji ich na ciałka EB i spadek liczby limfocytów krwi obwodowej. Van Loock i wsp. [77] zarejestrowali u indyków jako zwierząt doświadczalnych, a immunizowanych szczepionką pcDNA: MOMP D (plazmid DNA zawierający geny kodujące białka błony zewnętrznej serotypu D), a następnie zakażonych Ch. psittaci – szczep 84/55 z serotypu indyków, że odpowiedź proliferacyjna limfocytów T u tych ptaków jest bardzo duża już w 18 dniu po zakażeniu. Natomiast Cain i Rank [13] zakażając myszy Ch. trachomatis (biotyp mysi), zarejestrowali zwiększoną proliferację limfocytów T w tkance limfatycznej dróg rodnych, których maksimum przypadło na 3 tydzień po infekcji. W doświadczeniu tym [13] wykazano również zwiększone wytwarzanie IFN-g

 oraz IL-4, z tym, że największe stężenie IFN-g

 zanotowano w pierwszym tygodniu po infekcji, a IL-4 cechowała się wysokim poziomem przez 4 tygodnie. W innych badaniach [69] wykazano, że u myszy zakażonych Ch. trachomatis – szczep MoPn, którym przeniesiono uczulone limfocyty T z receptorem CD4 i CD8, jedynie zwiększoną aktywność limfocytów T z receptorem CD4 oraz zwiększoną syntezę IL-12, IFN-g

 i IL-6. Badania naszego zespołu [51,52], dotyczące subpopulacji limfocytów u królików immunizowanych Ch. psittaci – szczep 6BC (biotyp 3-9) oraz szczepami CAMP R-24 i Gočaltovo (biotyp 1), udowodniły wpływ tych antygenów na ilość poszczególnych subpopulacji limfocytów o receptorach CD4, CD5, CD8, CD19, CD25** we krwi obwodowej tych zwierząt, z tym, że obraz ten, był uzależniony od rodzaju szczepów – biotypów tego zarazka. Stwierdzono [51,52], że Ch. psittaci – szczep 6BC, powoduje zarówno wzrost, jak i spadek liczby limfocytów T (CD5), Tc/Ts (CD8) i pobudzonych komórek T (CD25) oraz obniża liczbę limfocytów Th (CD4). W przypadku Ch. psittaci – szczep CAMP R-24 i szczep Gočaltovo, stwierdzono wzrost prawie wszystkich badanych subpopulacji limfocytów (limfocyty T i Tc/Ts, aktywne limfocyty T), z wyjątkiem limfocytów Th, które przy szczepie CAMP R-24 wykazały spadek [51,52]. Obraz ten potwierdzają Morrison i Morrison [46], którzy u myszy reinfekowanej Ch. trachomatis wykazali zwiększoną liczbę limfocytów Th i Tc. Zbliżony obraz uzyskali także Lu i Zhang [38], którzy zarejestrowali również wzrost liczby limfocytów Th u tych zwierząt po podaniu im komórek dendrytycznych uczulonych Ch. trachomatis – szczep MoPn. Zgodne jest to także z obserwacjami del Rio i wsp. [20], którzy wykazali u myszy zainfekowanych Chlamydophila abortus (dawniej Chlamydia psittaci biotyp 1), wzrost od 3 dnia po infekcji w wątrobie i śledzionie nie tylko liczby limfocytów T, ale także komórek PMN oraz limfocytów B. Wzrost ten dotyczył szczególnie limfocytów T z receptorem CD8, choć także komórek T ze znacznikiem CD4 i utrzymał się u tych zwierząt przez 7 dni. Autorzy ci [20] zarejestrowali także w surowicy krwi tych myszy podwyższone stężenia IFN-g

, IL-4, IL-10 oraz TNF-a

. De Oca i wsp. [19] wykazali, także na modelu mysim, że odporność przeciwko Ch. abortus jest związana z limfocytami Th₁ i modulowana przez komórki PMN, które oddziaływają na układ odpornościowy głównie poprzez IL-12, a poprzez IL-10 aktywują limfocyty Th₂. W badaniach tych [19] wykazano również i to, że zwiększa się liczba limfocytów T z receptorem CD4 i CD8 we krwi, w wątrobie i łożysku. Autorzy [19] sugerują, że prawdopodobny mechanizm zwiększenia się liczby tych limfocytów, choć także komórek PMN, a nawet i makrofagów, łączy się z wydzielaniem IL-8, MIP-1a

, które to substancje są m.in. chemoatraktantami dla tych białych ciałek krwi. Rolę limfocytów T w obronie przeciwchlamydialnej potwierdzili nadto zespoły Buzoni-Gatela [9] i Starnbacha [67,68], którzy wykazali u myszy zakażonych Ch. psittaci – szczep AB7 [9] oraz Ch. trachomatis – serotyp L2, zwiększoną liczbę i aktywność limfocytów T [67,68]. Również Maxion i wsp. [40] zarejestrowali u myszy zainfekowanych Ch. muridarum, wzrost liczby limfocytów CD4⁺ w drogach rodnych tych zwierząt już 7 dnia od zakażenia, przy czym nie stwierdzono zwiększonej liczby limfocytów CD8⁺. Według Thoma i wsp. [73], u myszy zakażonych Ch. trachomatis – szczep MoPn, są zaangażowane nie tylko limfocyty Th (CD4), ale także limfocyty Tc/Ts (CD8). Kelly i wsp. [31] zakażając myszy donosowo, doustnie lub przez drogi rodne, Ch. trachomatis – szczep MoPn, stwierdzili, że infekcja ta powoduje głównie aktywację limfocytów Th₁, a zakażając te zwierzęta domięśniowo stwierdzono głównie zwiększoną aktywność limfocytów Th₂. Autorzy ci [31] zarejestrowali ponadto w śledzionie i węzłach chłonnych wzrost liczby limfocytów T, wytwarzających IFN-g 

oraz spadek liczby limfocytów B syntetyzujących IL-4. Obserwację tę potwierdzono w analogicznym doświadczeniu [79] u myszy zakażonych Ch. trachomatis – szczepem MoPn, w którym wykazano, że brak aktywności limfocytów Th₁ wynikająca ze związania tych komórek z przeciwciałami monoklonalnymi powoduje, że rola IFN-g

 w odpowiedzi przeciwchlamydialnej jest zmniejszona. Na rolę i udział IFN-g 

w odpowiedzi przeciwchlamydialnej wskazali Byrne i Kreuger [10], którzy dodatkowo udowodnili, że rola IFN-g

 jest istotniejsza wobec szczepów Ch. trachomatis niż Ch. psittaci (szczep 6BC i Cal10). Natomiast McCafert i wsp. [43] wykazali, że podanie myszom IFN-g

 we wczesnym stadium infekcji Ch. psittaci prowadzi do zahamowania namazania się tych bakterii. Także Buenida i wsp. [7], badając myszy zakażone eksperymentalnie Ch. abortus – szczep AB7 wykazali duże stężenie IFN-g

 począwszy już od drugiego dnia po infekcji. Autorzy ci stwierdzili, że tak wysoki poziom tej cytokiny zależy również od aktywności komórek NK. Także Ch. pneumoniae – szczep Kajaani powoduje u myszy zakażonych tą bakterią zwiększoną syntezę IFN-g

 [62]. Odmienne obserwacje poczynili Caro i wsp. [14], którzy u myszy immunizowanych szczepionką z inaktywowanym szczepem AB7 Ch. abortus, a następnie zakażonych tym szczepem, stwierdzili małe stężenie IFN-g

. W innym badaniu [5] wykazano u myszy zakażonych czterema szczepami Ch. abortus (AB7, AB16, LLG i POS), że stymulacja wytwarzania IFN-g

 nie zależy od ilości IFU (jednostek tworzących inkluzje). Natomiast Dong-Ji i wsp. [21] wykazali u tych zwierząt, immunizowanych szczepionką DNA MOMP i dodatkowo stymulowanych kompleksem immunologicznym ISCOM, a następnie zakażonych Ch. trachomatis – szczep MoPn, wysoki poziom IFN-g

 i IL-10 oraz silną reakcję w teście DTH. Również Lampe i wsp. [36] wskazali na istotną rolę IFN-g

 u myszy pozbawionych genów kodujących tę cytokinę, a zakażonych Ch. trachomatis – serotyp L₂. W doświadczeniu tym dowiedziono, że brak IFN-g powoduje silne namnożenie się tej bakterii [36]. Tymczasem Igietseme [29] wykazał, że zakażając myszy Ch. trachomatis (biotyp mysi), uzyskuje się zwiększoną proliferację limfocytów T, a także zwiększoną syntezę IFN-g

 i tlenku azotu. Hamujący wpływ IFN-g

 in vitro, na rozwój Ch. trachomatis potwierdzili też Mayer i wsp. [41], którzy wykazali także, że infekcja ta powoduje indukcję wytwarzania, przez mysie komórki MN, tlenku azotu, który jest jednym z elementów warunkujących zjawisko cytotoksyczności komórek T i PMN. Rolę komórek T potwierdzili również Huang i wsp. [28] wykazując u myszy zainfekowanych Ch. psittaci – szczep B577, zwiększoną syntezę IL-12, która moduluje – poprzez limfocyty Th₁ – odpowiedź immunologiczną przeciwko tym drobnoustrojom. Badacze ci [28] wykazali dodatkowo u tych zwierząt, że podanie IL-12, obniża zachorowalność i śmiertelność myszy zakażonych tym zarazkiem. Badania Kuo i Grayston [34] dowiodły u świnek morskich, stymulowanych zabitym antygenem Ch. trachomatis (biotyp trachoma) wzrost w 9 dniu po immunizacji aktywności swoistej odporności komórkowej mierzonej testem DTH. Zaobserwowano [34] u tych zwierząt – uczulonych ciałkami EB tego zarazka – dodatnią reakcją w teście DTH, poczynając od 4–6 godz, a której maksimum przypada na 24 godzinę i zanikała pomiędzy 48 a 72 godziną. Autorzy ci [34], stwierdzili ponadto in vitro, zwiększoną transformację limfocytów T u tych zwierząt. Odmienną reakcję od wyżej opisanej zanotowali także u świnek morskich Senyk i wsp. [65,66], którzy immunizując zwierzęta zarówno Ch. trachomatis – szczep LB₁ oraz Ch. psittaci – szczep 6BC, nie uzyskali dodatniej reakcji w teście DTH. Brak odpowiedzi lub słabą reaktywność limfocytów T w teście DTH, zaobserwowali również Rank i wsp. [58] u świnek morskich – zakażonych szczepem GPIC Ch. psittaci [58] oraz u myszy zakażonych Ch. trachomatis – szczep MoPn [57]. Natomiast pozytywne wyniki w tym teście uzyskano u świnek morskich, zakażonych Ch. psittaci – szczep GPIC, który był dodatni między 5 a 10 dniem od infekcji [44,59,78]. Także u małp zainfekowanych Ch. trachomatis – biotyp trachoma, stwierdzono analogiczną odpowiedź, lecz zarejestrowano ją dopiero w 21 dniu po zakażeniu [64]. To późne pojawienie się dodatniej reakcji DTH u małp, opisali także Barron i wsp. [1], badając odpowiedź w tym teście u zakażonych myszy Ch. trachomatis – biotyp mysi (MoPn), u których stwierdzili, że dodatnia odpowiedź występuje dopiero w 25 dniu od immunizacji. Nieco odmienną reakcję u myszy zainfekowanych Ch. trachomatis – biotyp trachoma, opisali Kuo i Chen [33], którzy dodatni wynik testu DTH stwierdzili pomiędzy 5 a 7 dniem po zakażeniu. Natomiast Zhang i wsp. [84] immunizując myszy żywym antygenem Ch. trachomatis – biotyp mysi, zarejestrowali pozytywną odpowiedź w teście DTH dopiero w 6 tygodniu po zakażeniu. W tym doświadczeniu [84] wykazano dodatkowo wysoki poziom IFN-g

 i IL-10 w komórkach śledziony, co także potwierdził Perry i wsp. [53] u myszy zainfekowanych biotypem mysim Ch. trachomatis, u których oprócz podwyższonej ilości cytokin (IFN-g

, IL-10), stwierdzono także podwyższoną ilość IL-6. Obserwacje te potwierdza Zhang i wsp. [85], którzy u myszy immunizowanych szczepionkę DNA, zawierającą gen białka MOMP – Ch. trachomatis – biotyp mysi, wykazali wzrost ilości IFN-g

 i IL-10 oraz dodatnią reakcję w teście DTH. Pal i wsp. [50] immunizując myszy inaktywowanymi ciałkami EB i RB Ch. trachomatis – szczep NiggII, a następnie zakażając je tym szczepem, stwierdzili silną odpowiedź w teście DTH między 11 a 20 dniem po zakażeniu, która to reakcja osłabła dopiero w 40 dniu.

** Receptor CD25 IL-2R występuje na pobudzonych limfocytach T i B.

4. ODPORNOŚĆ U ZWIERZĄT GOSPODARSKICH

Badania z zakresu swoistej odporności komórkowej u zwierząt gospodarskich przeprowadzono jedynie u bydła i owiec. Müller i wsp. [48], u cieląt zakażonych eksperymentalnie Ch. psittaci szczep Stamm240, wykazali pozytywny test transformacji limfocytów krwi obwodowej między 8 a 21 dniem po infekcji. Badając rozwój Ch. psittaci w hodowli owczych fibroblastów, wykazano hamujący wpływ na ten proces zrekombinowanego IFN-g

 [26]. Dowiedziono także, iż dodanie tryptofanu do hodowli powoduje namnażanie się Chlamydia sp., co jak się sądzi, jest spowodowane powstaniem równowagi pomiędzy interferonem a tryptofanem i stan taki, jak się przyjmuje, jest odpowiedzialny za powstawanie zakażeń latentnych, rejestrowanych przy chlamydiozach u zwierząt [26]. Podobną korelację między IFN-g

 a tryptofanem w hodowli owczych fibroblastów, opisali Brown i wsp. [6] oraz McCafferty [42], badając wpływ LPS i ConA na limfocyty T u owiec zakażonych szczepem Ch. psittaci – wywołującym ronienia. Autorzy ci [6] zarejestrowali dodatkowo brak proliferacji komórek T, co może sugerować supresyjne oddziaływania zarazka na nie. Natomiast badania dotyczące odpowiedzi immunologicznej u owiec mierzonej testem DTH, którym podano szczepionkę zawierającą zabity szczep A22 Ch. psittaci i następnie zakażonych tym zarazkiem, wykazały, że reakcja jest bardzo słaba [81]. Natomiast u zwierząt nieszczepionych, którym podano żywy antygen Ch. psittaci – szczep A22 reakcja była bardzo wyraźna i pojawia się już po 72 godzinach po podaniu tego antygenu [60]. Także Travniček i wsp. [75] u owiec naturalnie zakażonych Ch. psittaci, zarejestrowali zwiększoną aktywność limfocytów T w teście DTH, po podaniu szczepionki, co potwierdzałoby rolę limfocytów T w odpowiedzi przeciwchlamydialnej u tych zwierząt. Ci sami autorzy [74,76] stwierdzili u owiec ze stad, w których notowano ronienia na tle chlamydiowym, pozytywny test DTH w odpowiedzi na antygen Ch. psittaci szczep CAMP R-24. Podobne rezultaty uzyskał Dawson i wsp. [16] u owiec zakażonych eksperymentalnie Ch. psittaci – szczep A22, B/1, S26/3 i S95/3, u których stwierdził także pozytywny test DTH. Również u owiec ciężarnych zakażonych naturalnie Ch. psittaci, Wilsmore i wsp. [80] zaobserwowali pozytywną reakcję testu skórnego. Buxton i wsp. [8] wykazali u owiec po porodzie, eksperymentalnie zakażonych w czasie ciąży Ch. abortus – szczep S26/3, zwiększoną liczbę limfocytów T CD4^+, CD8⁺ limfocytów komórek T z receptorem TCRgd

 w łożysku oraz zwiększoną ekspresję mRNA IFN-g 

w tych komórkach. U bydła z odoskrzelowym zapaleniem płuc wykazano, że współistniejące zakażenie Ch. psittaci [49] powoduje wzrost we krwi obwodowej liczby limfocytów T, Th i Tc.

5. PODSUMOWANIE

Z powyższych badań wynika, że Chlamydie czy chlamydofile oddziaływają i wpływają na elementy tworzące swoistą odporność komórkową. Wykazano, że w wyniku zakażenia czy też immunizacji dochodzi w większości przypadków, zarówno u ludzi jak i u zwierząt do zwiększenia liczby limfocytów T, w tym także zwiększenia ich aktywności w teście DTH oraz aktywności cytotoksycznej i zwiększenia wydzielania przez nie wielu cytokin. Z badań wynika, że największe wahania dotyczą liczby limfocytów Th. Obraz ten zależy w dużym stopniu od użytego w doświadczeniu modelu badawczego in vitro czy in vivo oraz użytego zwierzęcia doświadczalnego. U ludzi zakażonych Ch. trachomatis oraz u królików immunizowanych Ch. abortus i Ch. psittaci (dawniej szczepy należące do Ch. psittaci) wykazano obniżenie liczby tych komórek, zaś u myszy zakażanych Ch. abortus stwierdzono wzrost komórek Th. Analogiczny wzrost, jaki opisano dla limfocytów Th, obserwowano w przypadku limfocytów Tc/Ts, choć w tym przypadku był on nieco mniejszy. W tych infekcjach zmiany liczby limfocytów T, a także ich subpopulacji, stwierdzane są zarówno we krwi obwodowej, jak i w narządach (śledziona, wątroba). Zarejestrowane zmiany w liczbie limfocytów T i ich subpopulacji w przypadku różnych szczepów Ch. psittaci, należących do jednego biotypu, mogą świadczyć o ich odmiennej immunogenności. Wykazano, że limfocyty T odgrywają także ważną rolę w odpowiedzi przeciwchlamydialnej, poprzez właściwości cytotoksyczności, jak i zwiększone wytwarzanie, takich cytokin jak IFN-g

, IL-4, -6, -8, -10, -12 czy chemokin MIP-1, MIP-2, Ip-10, MIG, RANTEM. Wydaje się, że szczególnie istotną rolę spełnia IFN-g

, który hamuje rozwój tych zarazków, ale w chwili pozostawania w równowadze z tryptofanem, może się przyczyniać do powstania zakażeń latentnych. Stwierdzono również, że w niszczeniu Chlamydii czy Chlamydofili, biorą udział również komórki dendrytyczne, które bądź niszczą te zarazki za pośrednictwem lizy, bądź w typowym dla siebie „stylu” prezentują je limfocytom T. Te wszystkie zmiany w elementach tworzących swoistą odporność komórkową, obserwowane są in vivo już po kilku godzinach (4–6 godzin) po infekcji i/lub immunizacji i utrzymują się przez kilka tygodni (8 tygodni).

PIŚMIENNICTWO

[1] Barron A.L., Rank R.G., Moses E.B.: Immune response in mice infected in the genital tract with mouse pneumonitis agent (Chlamydia trachomatis biovar). Infect. Immun., 1984; 44: 82-85
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Barwell C.F., Dunlop E.M., Race J.W.: Results of complement-fixation and intradermal tests for Bedsoniae in genital infection, disease of the eye and Reiter’s disease. Am. J. Ophthalmol., 1967; 63: 1527-1534
[PubMed]  

[3] Beatty P.R., Stephens R.S.: CD8⁺ T lymphocyte-mediated lysis of Chlamydia-infected L cells using an endogenous antigen pathway. J. Immunol., 1994; 153: 4588-4595
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[4] Bobo L., Novak N., Mkocha H., Vitale S., West S., Quinn T.C.: Evidence for a predominant proinflammatory conjunctival cytokine response in individuals with trachoma. Infect. Immun., 1996; 64: 3273-3279
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[5] Bouakane A., Benchaieb I., Rodolakis A.: Abortive potency of Chlamydophila abortus in pregnant mice is not directly correlated with placental and fetal colonization levels. Infect. Immun., 2003; 71: 7219-7222
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Brown J., Howie S.E., Entrican G.: A role for tryptophan in immune control of chlamydial abortion in sheep. Vet. Immunol. Immunopathol., 2001; 82: 107-119
[PubMed]  

[7] Buendia A.J., Martinez C.M., Ortega N., Del Rio L., Caro M.R., Gallego M.C., Sanchez J., Navarro J.A., Cuello F., Salinas J.: Natural killer (NK) cells play a critical role in the early innate immune response to Chlamydophila abortus infection in mice. J. Comp. Pathol., 2004; 130: 48-57
[PubMed]  

[8] Buxton D., Anderson I.E., Longbottom D., Livingstone M., Wattegedera S., Entrican G.: Ovine chlamydial abortion: characterization of the inflammatory immune response in placental tissues. J. Comp. Pathol., 2002; 127: 133-141
[PubMed]  

[9] Buzoni-Gatel D., Guilloteau L., Bernard F., Bernard S., Chardes T., Rocca A.: Protection against Chlamydia psittaci in mice conferred by Lyt-2⁺ T cells. Immunology, 1992; 77: 284-288
[PubMed]  

[10] Byrne G.I., Krueger D.A.: Lymphokine-mediated inhibition of Chlamydia replication in mouse fibroblasts is neutralized by anti-gamma interferon immunoglobulin. Infect. Immun., 1983; 42: 1152-1158
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[11] Byrne G.I., Lehmann L.K., Landry G.J.: Induction of tryptophan catabolism is the mechanism for gamma-interferon-mediated inhibition of intracellular Chlamydia psittaci replication in T24 cells. Infect. Immun., 1986; 53: 347-351
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Byrne G.I., Rothermel C.D.: Differential susceptibility of chlamydiae to exogenous fibroblast interferon. Infect. Immun., 1983; 39: 1004-1005
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Cain T.K., Rank R.G.: Local Th1-like responses are induced by intravaginal infection of mice with the mouse pneumonitis biovar of Chlamydia trachomatis. Infect. Immun., 1995; 63: 1784-1789
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[14] Caro M.R., Ortega N., Buendia A.J., Gallego M.C., Del Rio L., Cuello F., Salinas J.: Protection conferred by commercially available vaccines against Chlamydophila abortus in a mouse model. Vet. Rec., 2001; 149: 492-493
[PubMed]  

[15] Caspar-Bauguil S., Puissant B., Nazzal D., Lefevre J.C., Thomsen M., Salvayre R., Benoist H.: Chlamydia pneumoniae induces interleukin-10 production that down-regulates major histocompatibility complex class I expression. J. Infect. Dis., 2000; 182: 1394-1401
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Dawson M., Venables C., Wilsmore A.J.: Immune responses of sheep experimentally infected with ovine abortion isolates of Chlamydia psittaci. W: Chlamydial disease of ruminants. Red.:. I.D. Aitken, Luxemburg, Comm. Eur. Communities 1986, p. 97-106

[17] de Boer O.J., van der Wal A.C., Houtkamp M.A., Ossewaarde J.M., Teeling P., Becker A.E.: Unstable atherosclerotic plaques contain T-cells that respond to Chlamydia pneumoniae. Cardiovasc. Res., 2000; 48: 402-408
[PubMed]  

[18] de la Maza L.M., Peterson E.M., Fennie C.W., Czarniecki C.W.: The anti-chlamydial and anti-proliferative activities of recombinant murine interferon-g

 are not dependent on tryptophan concentrations. J. Immunol., 1985; 135: 4198-4200
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[19] de Oca R.M., Buendia A.J., Del Rio L., Sanchez J., Salinas J., Navarro J.A.: Polymorphonuclear neutrophils are necessary for the recruitment of CD8(+) T cells in the liver in a pregnant mouse model of Chlamydophila abortus (Chlamydia psittaci serotype 1) infection. Infect. Immun., 2000; 68: 1746-1751
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Del Rio L., Buendia A.J., Sanchez J., Garces B., Caro M.R., Gallego M.C., Bernabe A., Cuello F., Salinas J.: Chlamydophila abortus (Chlamydia psittaci serotype 1) clearance is associated with the early recruitment of neutrophils and CD8(+) T cells in a mouse model. J. Comp. Pathol., 2000; 123: 171-181
[PubMed]  

[21] Dong-Ji Z., Yang X., Shen C., Lu H., Murdin A., Brunham R.C.: Priming with Chlamydia trachomatis major outer membrane protein (MOMP) DNA followed by MOMP ISCOM boosting enhances protection and is associated with increased immunoglobulin A and Th1 cellular immune responses. Infect. Immun., 2000; 68: 3074-3078
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Everett K.D., Bush R.M., Andersen A.A.: Emended description of the order Chlamydiales, proposal of Parachlamydiaceae fam. nov., each containing one monotypic genus, revised taxonomy of the family Chlamydiaceae, including a new genus and five new species, and standards for the identification of organisms. Int. J. Syst. Bacteriol.; 1999; 49: 415-440
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[23] Fling S.P., Sutherland A.R., Steele L.N., Hess B., D’Orazio S.E., Maisonneuve J., Lampe M.F., Probst P., Starnbach M.N.: CD8⁺ T cells recognize an inclusion membrane-associated protein from the vacuolar pathogen Chlamydia trachomatis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98: 1160-1165
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Friedek D., Romanik M., Szulakowski P., Wiechuła B., Ekiel A.: Stężenia IL-12, IL-18 i IFNg

 w zakażeniu Chlamydophila pneumoniae u chorych na astmę oskrzelową. Mat. XI Zjazdu Pol. Tow. Immunol. Dośw. Klin., Olsztyn 2002, s. 46-47

[25] Goodall J.C., Yeo G., Huang M., Raggiaschi R., Gaston J.S.: Identification of Chlamydia trachomatis antigens recognized by human CD4+ T lymphocytes by screening an expression library. Eur. J. Immunol., 2001; 31: 1513-1522
[PubMed]  

[26] Graham S.P., Jones G.E., MacLean M., Livingstone M., Entrican G.: Recombinant ovine interferon gamma inhibits the multiplication of Chlamydia psittaci in ovine cells. J. Comp. Pathol., 1995; 112: 185-195
[PubMed]  

[27] Hook C.E., Telyatnikova N., Goodall J.C., Braud V.M., Carmichael A.J., Wills M.R., Gaston J.S.: Effects of Chlamydia trachomatis infection on the expression of natural killer (NK) cell ligands and susceptibility to NK cell lysis. Clin. Exp. Immunol., 2004; 138: 54-60
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Huang J., Wang M.D., Lenz S., Gao D., Kaltenboeck B.: Il-12 administered during Chlamydia psittaci lung infection in mice confers immediate and long-term protection and reduces macrophage inflammatory protein-2 level and neutrophil infiltration in lung tissue. J. Immunol., 1999; 162: 2217-2226
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Igietseme J.U.: The molecular mechanism of T-cell control of Chlamydia in mice: role of nitric oxide. Immunology, 1996; 87: 1-8
[PubMed]  

[30] Kelly K.A.: Cellular immunity and Chlamydia genital infection: induction, recruitment, and effector mechanisms. Int. Rev. Immunol., 2003; 22: 3-41
[PubMed]  

[31] Kelly K.A., Robinson E.A., Rank R.G.: Initial route of antigen administration alters the T-cell cytokine profile produced in response to the mouse pneumonitis biovar of Chlamydia trachomatis following genital infection. Infect. Immun., 1996; 64: 4976-4983
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[32] Konopka L., Koba S., Partyka M., Maślanka K., Kryczka W., Szerszeń B., Bartosz B.: Disturbances of cell-mediated immunity in ornithosis. Arch. Immunol. Ther. Exp., 1984; 32: 177-184
[PubMed]  

[33] Kuo C., Chen W.J.: A mouse model of Chlamydia trachomatis pneumonitis. J. Infect. Dis., 1980; 141: 198-202
[PubMed]  

[34] Kuo C.C., Grayston J.T.: Studies on delayed hypersensitivity with trachoma organisms. III. Lymphokines. J. Immunol., 1974; 112: 540-545
[PubMed]  

[35] Lammert J.K.: Cytotoxic cells induced after Chlamydia psittaci infection in mice. Infect. Immun., 1982; 35: 1011-1017
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Lampe M.F., Wilson C.B., Bevan M.J., Starnbach M.N.: Gamma interferon production by cytotoxic T lymphocytes is required for resolution of Chlamydia trachomatis infection. Infect. Immun., 1998; 66: 5457-5461
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Landers D.V., Erlich K., Sung M., Schachter J.: Role of L3T4-bearing T-cell populations in experimental murine chlamydial salpingitis. Infect. Immun., 1991; 59: 3774-3777
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Lu H., Zhong G.: Interleukin-12 production is required for chlamydial antigen-pulsed dendritic cells to induce protection against live Chlamydia trachomatis infection. Infect. Immun., 1999; 67: 1763-1769
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Maxion H.K., Kelly K.A.: Chemokine expression patterns differ within anatomically distinct regions of the genital tract during Chlamydia trachomatis infection. Infect. Immun., 2002; 70: 1538-1546
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] Maxion H.K., Liu W., Chang M.H., Kelly K.A.: The infecting dose of Chlamydia muridarum modulates the innate immune response and ascending infection. Infect. Immun., 2004; 72: 6330-6340
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[41] Mayer J., Woods M.L., Vavrin Z., Hibbs J.B.Jr.: Gamma interferon-induced nitric oxide production reduces Chlamydia trachomatis infectivity in McCoy cells. Infect. Immun., 1993; 61: 491-497
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] McCafferty M.C.: The development of proliferative responses of ovine peripheral blood mononuclear cells to Chlamydia psittaci during pregnancy. Vet. Immunol. Immunopathol., 1994; 41: 173-180
[PubMed]  

[43] McCafferty M.C., Maley S.W., Entrican G., Buxton D.: The importance of interferon-g

 in an early infection of Chlamydia psittaci in mice. Immunology, 1994; 81: 631-636
[PubMed]  

[44] Modabber F., Bear S.E., Cerny J.: The effect of cyclophosphamide on the recovery from a local chlamydial infection. Guinea-pig inclusion conjunctivitis (GPIC). Immunology, 1976; 30: 929-933
[PubMed]  

[45] Monno R., Vena G., Cafforio P., Milone E.: Polymorphonuclear cell function impairment in patients with Chlamydia trachomatis urogenital infections. Acta Microbiol. Hung., 1991; 38: 75-79
[PubMed]  

[46] Morrison S.G., Morrison R.P.: Resolution of secondary Chlamydia trachomatis genital tract infection in immune mice with depletion of both CD4⁺ and CD8⁺ T cells. Infect. Immun., 2001; 69: 2643-2649
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Morrison S.G., Su H., Caldwell H.D., Morrison R.P.: Immunity to murine Chlamydia trachomatis genital tract reinfection involves B cells and CD4⁺ T cells but not CD8⁺ T cells. Infect. Immun., 2000; 68: 6979-6987
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Muller G., Wehr J., Finsterbusch L.: Zur Transformation peripherer Lymphozyten des Kalbes bei Immunisierung und Infektion mit Chlamydien. Arch. Exp. Veterinarmed., 1988; 42: 52-58
[PubMed]  

[49] Niemczuk K., Bednarek D.: Changes in the peripheral leukocyte phenotype of calves in clinical cases of bronchopneumonia complicated with chlamydial co-infectious agent. Pol. J. Vet. Sci., 2003; 6: 125-129
[PubMed]  

[50] Pal S., Rangel J., Peterson E.M., de la Maza L.M.: Immunogenic and protective ability of the two developmental forms of Chlamydiae in a mouse model of infertility. Vaccine, 1999; 18: 752-761
[PubMed]  

[51] Pawlikowska M.: Kształtowanie się wybranych parametrów odporności u królików immunizowanych różnymi szczepami Chlamydia sp. Praca doktorska, Wydział Nauk Przyrodniczych, Uniwersytet Szczeciński 2003

[52] Pawlikowska M., Deptuła W.: Lymphocytes and their subpopulations in peripheral blood of rabbits immunised with Chlamydia psittaci – Gocaltovo strain. Pol. J. Vet. Sci., 2003; 6(3 Suppl.): 34-36
[PubMed]  

[53] Perry L.L., Feilzer K., Hughes S., Caldwell H.D.: Clearance of Chlamydia trachomatis from the murine genital mucosa does not require perforin-mediated cytolysis or Fas-mediated apoptosis. Infect. Immun., 1999; 67: 1379-1385
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Qvigstad E., Digranes S., Thorsby E.: Antigen-specific proliferative human T-lymphocyte clones with specificity for Chlamydia trachomatis. Scand. J. Immunol., 1983; 18: 291-297
[PubMed]  

[55] Qvigstad E., Hirschberg H.: Lack of cell-mediated cytotoxicity towards Chlamydia trachomatis infected target cells in humans. Acta Pathol. Microbiol. Immunol. Scand. Sect. C, 1984; 92: 153-159
[PubMed]  

[56] Qvigstad E., Skaug K., Thorsby E.: Proliferative human T cell responses to Chlamydia trachomatis in vitro. Acta Pathol. Microbiol. Immunol. Scand. Sect. C, 1983; 91: 203-209
[PubMed]  

[57] Ramsey K.H., Rank R.G.: Resolution of chlamydial genital infection with antigen-specific T-lymphocyte lines. Infect. Immun., 1991; 59: 925-931
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[58] Rank R.G., Soderberg L.S., Sanders M.M., Batteiger B.E.: Role of cell-mediated immunity in the resolution of secondary chlamydial genital infection in guinea pigs infected with the agent of guinea pig inclusion conjunctivitis. Infect. Immun., 1989; 57: 706-710
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Rank R.G., White H.J., Barron A.L.: Humoral immunity in the resolution of genital infection in female guinea pigs infected with the agent of guinea pig inclusion conjunctivitis. Infect. Immun., 1979; 26: 573-579
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[60] Rodolakis A., Dufrenoy J., Souriau A.: Diagnostic allerique de la chlamydiose abortive de la chevre. Ann. Rech. Vet., 1977; 8: 213-219
[PubMed]  

[61] Rothermel C.D., Rubin B.Y., Murray H.W.: g

-interferon is the factor in lymphokine that activates human macrophages to inhibit intracellular Chlamydia psittaci replication. J. Immunol., 1983; 131: 2542-2544
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[62] Rothfuchs A.G., Kreuger M.R., Wigzell H., Rottenberg M.E.: Macrophages, CD4+ or CD8+ cells are each sufficient for protection against Chlamydia pneumoniae infection through their ability to secrete IFN-g

. J. Immunol., 2004; 172: 2407-2415
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[63] Rottenberg M.E., Gigliotti Rothfuchs A.C., Gigliotti D., Svanholm C., Bandholtz L., Wigzell H.: Role of innate and adaptive immunity in the outcome of primary infection with Chlamydia pneumoniae, as analyzed in genetically modified mice. J. Immunol., 1999; 162: 2829-2836
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[64] Sacks D.L., Todd W.J., Macdonald A.B.: Cell-mediated immune responses in owl monkeys (Aotus trivirgatus) with trachoma to soluble antigens of Chlamydia trachomatis. Clin. Exp. Immunol., 1978; 33: 57-64
[PubMed]  

[65] Senyk G., Kerlan R., Stites D.P., Schanzlin D.J., Ostler H.B., Hanna L., Keshishyan H., Jawetz E.: Cell-mediated and humoral immune responses to chlamydial antigens in guinea pigs infected ocularly with the agent of guinea pig inclusion conjunctivitis. Infect. Immun., 1981; 32: 304-310
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] Senyk G., Sharp M., Stites D.P., Hanna L., Keshishyan H., Jawetz E.: Cell-mediated immune responses to chlamydial antigens in guinea pigs injected with inactivated chlamydiae. Med. Microbiol. Immunol., 1980; 168: 91-101
[PubMed]  

[67] Starnbach M.N., Bevan M.J., Lampe M.F.: Murine cytotoxic T lymphocytes induced following Chlamydia trachomatis intraperitoneal or genital tract infection respond to cells infected with multiple serovars. Infect. Immun., 1995; 63: 3527-3530
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[68] Starnbach M.N., Bevan M.J., Lampe M.F.: Protective cytotoxic T lymphocytes are induced during murine infection with Chlamydia trachomatis. J. Immunol., 1994; 153: 5183-5189
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[69] Su H., Caldwell H.D.: CD4⁺ T cells play a significant role in adoptive immunity to Chlamydia trachomatis infection of the mouse genital tract. Infect. Immun., 1995; 63: 3302-3308
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[70] Surcel H.M.: Chlamydia pneumoniae infection and disease: Immunity to Chlamydia pneumoniae. W: Chlamydia pneumoniae. Infection and disease. Red.: H. Friedman. Y. Yamamoto, M. Bendinelli, Kluwer Academic, New York 2004, pp. 81-97

[71] Surcel H.M., Syrjala H., Leinonen M., Saikku P., Herva E.: Cell-mediated immunity to Chlamydia pneumoniae measured as lymphocyte blast transformation in vitro. Infect. Immun., 1993; 61: 2196-2199
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[72] TerWee J., Sabara M., Kokjohn K., Sandbulte J., Frenchick P., Dreier K.J.: Characterization of the systemic disease and ocular signs induced by experimental infection with Chlamydia psittaci in cats. Vet. Microbiol., 1998; 59: 259-281
[PubMed]  

[73] Thoma-Uszynski S., Simnacher U., Marre R., Essig A.: Clearance of Chlamydia trachomatis-induced polyserositis in SCID mice requires both CD4⁺ and CD8⁺ cells. Med. Microbiol. Immunol., 1998; 187: 71-78
[PubMed]  

[74] Travnicek M.: Chlamydiovy potrat oviec-diagnostika a immunoprofilaxia. Praca habilitacyjna, Koszyce 1991

[75] Travnicek M., Deptuła W., Gazdic J.: Koźny alergicky test pri chlamydiovom potrate oviec. Vet. Med. (Praha), 1991; 36: 561-567
[PubMed]  

[76] Travnicek M., Gazdic J.: Kozny alergicky test a serologicke vysetrene u chlamydioveho potratu oviec. Veterinarstvi, 1991; 41: 7-8

[77] Van Loock M., Lambin S., Volckaert G., Goddeeris B.M., Vanrompay D.: Influence of maternal antibodies on Chlamydophila psittaci-specific immune responses in turkeys elicited by naked DNA. Vaccine, 2004; 22: 1616-1623
[PubMed]  

[78] Watson R.R., MacDonald A.B., Murray E.S., Modabber F.Z.: Immunity to chlamydial infections of the eye. 3. Presence and duration of delayed hypersensitivity to guinea pig inclusion conjunctivitis. J. Immunol., 1973; 111: 618-623
[PubMed]  

[79] Williams D.M., Grubbs B.G., Pack E., Kelly K., Rank R.G.: Humoral and cellular immunity in secondary infection due to murine Chlamydia trachomatis. Infect. Immun., 1997; 65: 2876-2882
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[80] Wilsmore A.J., Cain B.C., Dawson M., Venables C.: Skin sensitivity in naturally infected and vaccinated sheep. W: Chlamydial disease of ruminants. Red.: I.D. Aitken, Luxemburg, Comm. Eur. Communities 1986, 97-111

[81] Wilsmore A.J., Wilsmore B.C., Dagnall G.J., Izzard K.A., Woodland R.M., Dawson M., Venables C.: Clinical and immunological responses of ewes following vaccination with an experimental formalin-inactivated Chlamydia psittaci (ovis) vaccine and subsequent challenge with the live organism during pregnancy. Br. Vet. J., 1990; 146: 341-348
[PubMed]  

[82] Wizel B., Starcher B.C., Samten B., Chroneos Z., Barnes P.F., Dzuris J., Higashimoto Y., Appella E., Sette A.: Multiple Chlamydia pneumoniae antigens prime CD8⁺ Tc1 responses that inhibit intracellular growth of this vacuolar pathogen. J. Immunol., 2002; 169: 2524-2535
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[83] Yang X., Hayglass K.T., Brunham R.C.: Different roles are played by ab

 and gd

 T cells in acquired immunity to Chlamydia trachomatis pulmonary infection. Immunology, 1998; 94: 469-475
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[84] Zhang D., Yang X., Lu H., Zhong G., Brunham R.C.: Immunity to Chlamydia trachomatis mouse pneumonitis induced by vaccination with live organisms correlates with early granulocyte-macrophage colony stimulating factor and interleukin-12 production and with dendritic cell-like maturation. Infect. Immun., 1999; 67: 1606-1613
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[85] Zhang D.J., Yang X., Shen C., Brunham R.C.: Characterization of immune responses following intramuscular DNA immunization with the MOMP gene of Chlamydia trachomatis mouse pneumonitis strain. Immunology, 1999; 96: 314-321
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Full text