Streszczenie

W skład układu grupowego ABO, który należy do najważniejszych układów grupowych krwi ludzkiej, wchodzą antygeny A i B oraz przeciwciała je rozpoznające. Antygeny A i B, które różnią się terminalnym cukrem (N-acetylogalaktozamina w antygenie A i galaktoza w antygenie B) powstają w aparacie Golgiego w wyniku działania swoistych glikozylotransferaz A i B, które przenoszą odpowiednie cukry na akceptor oligosacharydowy, nazywany antygenem H. Sekwencje aminokwasowe glikozylotransferaz A i B różnią się czterema resztami aminokwasowymi, z czego tylko dwie decydują o zmianie swoistości enzymu. Są to aminokwasy w pozycji 266 (leucyna w A, metionina w B) i 268 (glicyna w A, alanina w B). Badania strukturalne wykazały, że obecność metioniny i alaniny, aminokwasów o większych łańcuchach bocznych, w transferazie B powoduje, że enzym może związać tylko galaktozę, a nie N-acetylogalaktozaminę. Fenotyp O, który jest cechą recesywną, charakteryzuje się brakiem determinant antygenowych A i B; przyczyną jego powstania jest obecność nieaktywnego enzymu, w którym najczęściej brakuje domeny katalitycznej w wyniku zmiany ramy odczytu spowodowanej przez delecję jednego nukleotydu. Oprócz podstawowych wariantów genu ABO, istnieje wiele rzadziej spotykanych jego odmian, których ekspresja może spowodować powstanie fenotypów o zmienionej charakterystyce. W pracy opisano mechanizm powstawania antygenów A i B, molekularne podstawy zmienności genów ABO, ich alleliczne warianty oraz możliwe przyczyny ich powstawania.

Słowa kluczowe:układ grupowy ABO • antygeny ABO(H) • polimorfizm genu ABO • glikozylotransferazy A i B

Summary

The ABO human blood group system consists of A antigens, B antigens, and antibodies against these antigens. The antigenic determinants are synthesized in the Golgi apparatus by specific glycosyltransferases which transfer proper sugars to an oligosaccharide acceptor, called H antigen. N-acetylgalactosaminotransferase (transferase A) uses a UDP-GalNac donor to convert the H antigen to A antigen, whereas galactosyltransferase (transferase B) uses a UDP-galactose donor to convert the H antigen to B antigen. The amino-acid sequences of transferases A and B differ by four residues, of which only two cause a change in enzyme specificity. These residues are Leu/ Met266 and Gly/Ala268 in transferases A and B, respectively. Structural studies revealed that the presence of amino acids with bulky side chains (methionine and alanine) in transferase B cause its inability to bind N-acetylgalactosamine. The recessive trait O, in which antigens A and B are not present, is caused by the expression of an incomplete enzyme as a result of a base deletion and a subsequent reading frame change. In addition to the basic ABO gene variants, several alleles are rarely found that may lead to the expression of enzymes with different specificities. In this article the mechanism of the synthesis of A and B antigens, the molecular background of ABO gene variablity, their allelic variants, and possible mechanisms by which they emerge are described.

Key words:ABO blood group system • antigens ABO(H) • polymorphism of ABO gene • glycosyltransferases A and B

Wykaz skrótów:

GTA – UDP-N-acetylogalaktozamino: β-galaktozydo-α-1,3-N-acetylogalaktozaminylotransferaza (N-acetylogalaktozylotransferaza); GTB – UDP-galaktozo: β-galaktozydo-α-1,3-N-galaktozylotransferaza (galaktozylotransferaza); pz – pary zasad

WPROWADZENIE

Odkrycie grup krwi i wykazanie, że warunkiem powodzenia transfuzji jest ich zgodność, należy do najważniejszych odkryć XX wieku. Postęp w biochemii i genetyce molekularnej pozwolił na wyjaśnienie struktury genów i białek oraz przyczynił się do przemiany immunohematologii z opisowej serologii w naukę badającą zależności struktury i funkcji antygenów grupowych krwi na poziomie molekularnym. Antygeny grupowe ABO są strukturami węglowodanowymi, które powstają w wyniku działania glikozylotransferaz, czyli enzymów przenoszących cukry. Struktura antygenów ABO oraz genów kodujących te glikozylotrasferazy została określona, a ich charakterystyka oraz zmienność jest tematem niniejszego opracowania.

Karol Landsteiner, odkrywca układu grupowego krwi ABO, opisał w roku 1900 zjawisko izoaglutynacji ludzkich erytrocytów przez surowice ludzkie i zwierzęce [26], a rok później, na podstawie obserwacji dokonanych podczas mieszania krwi różnych osób wyróżnił trzy podstawowe grupy krwi, które nazwał I, II i III. Erytrocyty grupy I nie zawierały receptorów dla aglutynin wykrywanych w grupie II i III, podczas gdy erytrocyty grupy II i III zawierały dwa rodzaje receptorów, nazwane później B i A. Obserwacje te pozwoliły na sformułowanie wniosku, że w krwi ludzkiej występują różne i charakterystyczne dla poszczególnych osób „naturalne” izoaglutyniny, oraz że są one odpowiedzialne za aglutynację [27] (Nagroda Nobla 1930). W roku 1901 jego uczniowie, Sturli oraz von Decastello, wyodrębnili kolejną, czwartą (IV) grupę nazwaną później AB [10]. Pracę nad systemem grupowym ABO prowadził również Ludwik Hirszfeld; wraz z Erichem von Dungernem wykazali, że grupy krwi dziedziczą się zgodnie z prawami Mendla. Sugerowali oni istnienie dwóch dominujących alleli A i B oraz recesywnego allelu H. Zmienili także nazwy grup krwi z ustalonych przez Landsteinera na stosowane do dziś A, B, O i AB [11,38].

Uważa się, że układ ABO (układ nr 1 według Międzynarodowego Towarzystwa Transfuzji Krwi – ISBT) ma największe znaczenie w transfuzji krwi. W układzie tym wyróżnia się cztery podstawowe fenotypy. Charakteryzują je odpowiednio: grupa A – antygen A na krwinkach i przeciwciała anty-B w osoczu, grupa B – antygen B na krwinkach i przeciwciała anty-A, grupa O – na krwinkach znajdują się antygeny H (prekursory antygenów A i B), a w osoczu są obecne zarówno przeciwciała anty-A jak i anty-B, grupa AB: antygeny A i B na erytrocytach, brak przeciwciał w osoczu (ryc. 1).

Ryc. 1. Antygeny układu grupowego ABO występujące na erytrocytach oraz przeciwciała występujące w osoczu

BUDOWA ANTYGENÓW ABO

Antygeny układu grupowego ABO są łańcuchami oligosacharydowymi glikolipidów lub glikoprotein obecnymi zarówno na erytrocytach, jak i komórkach somatycznych oraz w wydzielinach. Podstawą ich budowy jest łańcuch prekursorowy, który występuje w dwóch typach, różniących się wiązaniem między końcową galaktozą a poprzedzająca ją N-acetyloglukozaminą. Wiązanie β1-3 obecne jest w typie I łańcuchów, które występują w tkankach i wydzielinach, a wiązanie β1-4 znajduje się w łańcuchach typu II, które są charakterystyczne dla krwinek. W wyniku przyłączenia fukozy do łańcucha prekursorowego typu I lub II powstaje antygen H (Fucα1-2Galβ1-3/4), który z kolei jest strukturą prekursorową dla antygenów A i B. Różnica między tymi antygenami polega na terminalnym cukrze: w antygenie A jest to N-acetylogalaktozamina, a w antygenie B galaktoza (ryc. 2). Oba antygeny powstają w wyniku działania enzymów nazywanych transferazami A i B: pierwsza z nich przenosi resztę N-acetylogalaktozaminy i tworzy antygen A, druga resztę galaktozy i tworzy antygen B. Enzymy te wykazują swoistość zarówno co do rodzaju przenoszonego monocukru, jak i rozpoznawanego akceptora [8,48]. Schemat ich działania przedstawiono na ryc. 2.

Ryc. 2. Struktura antygenów grupowych układu ABO oraz ścieżki ich biosyntezy

GENY KODUJĄCE TRANSFERAZY ABO

Transferazy ABO, podobnie jak inne glikozylotransferazy, są białkami transbłonowymi typu II. Cząsteczka enzymu składa się z krótkiego N-końcowego odcinka cytoplazmatycznego, fragmentu transbłonowego oraz długiej części C-końcowej skierowanej do wnętrza aparatu Golgiego. W C-końcowym fragmencie znajduje się centrum aktywne enzymu [8,39].

Transferazy A i B (dalej nazywane GTA i GTB) różnią się siedmioma pojedynczymi mutacjami (tabela 1), z których cztery powodują zmianę aminokwasu, a tylko dwie (C796A, G803C) zmieniają swoistość enzymu wobec przenoszonej reszty cukrowej. Oprócz tego możemy również wyróżnić wiele aminokwasów, które mają zasadnicze znaczenie w aktywności enzymu. Według Seltsam i wsp. [40], resztami tymi są: Met214, Phe216, Glu223, Asp291 i Arg352. Zmiana któregokolwiek z wymienionych aminokwasów znacząco obniża aktywność enzymu. Aktywność enzymatyczna GTB jest mniejsza niż aktywność GTA, w związku z czym liczba antygenów B na powierzchni erytrocytu jest mniejsza niż liczba antygenów A [32].

Tabela 1. Znaczące różnice pomiędzy transferazami A i B

Enzymy odpowiedzialne za syntezę antygenów układu grupowego ABO kodowane są przez trzy geny zlokalizowane w trzech osobnych loci: Hh, Sese i ABO.

Gen Hh (GenBank DQ092446; ENSEMBL ENSG00000174951): jego locus znajduje się u człowieka na 19 chromosomie (19q13.3). Gen Hh ma długość 3,6 kpz, składa się z 8 eksonów, przy czym region kodujący obejmuje 1 ekson i ma długość 1095 par zasad (365 aminokwasów). Gen ten koduje α-1,2-L-fukozylotransferazę (FUT1), enzym katalizujący przyłączenie fukozy do galaktozy, w wyniku czego powstaje antygen H. Antygen ten jest prekursorem antygenów A i B na erytrocytach i komórkach śródbłonka. Niekiedy (1:13 000 w Indiach, 1:312 000 w Niemczech) stwierdza się defektywną postać tego enzymu, która nie jest zdolna do przyłączenia fukozy. Gen kodujący taki enzym nosi nazwę h; stwierdzono, że przyczyną utraty aktywności mogą być mutacje powodujące powstanie nieaktywnego białka [19]. Przykładem może być mutacja nukleotydu w pozycji 948, w wyniku czego następuje przedwczesna terminacja łańcucha polipeptydowego [17]. Gen H ujawnia się zarówno u homozygot H/H jak i heterozygot H/h. Rzadki przypadek homozygoty h/h powoduje brak przyłączenia fukozy, do struktutry prekursorowej, do której transferazy A lub B nie są w stanie przyłączyć odpowiedniej reszty cukrowej. W efekcie powstaje pozorna grupa O, mimo że gen ABO może wytwarzać prawidłowe enzymy. Fenotyp taki nosi nazwę „Bombay” a bardziej prawidłowo O_h lub ABH_null [19].

Gen Sese (GenBank DQ321371; ENSEMBL ENSG00000176920) znajduje się również na chromosomie 19 w odległości 20 kpz od genu Hh. Podobnie jak gen Hh, gen Sese koduje α-1,2-L-fukozylotransferazę, ale enzym nazywany jest FUT2. Oba geny wykazują 70% homologii sekwencji nukleotydowej. Gen Sese składa się z 2 eksonów, przy czym region kodujący obejmuje 1 ekson i ma długość 1029 par zasad (343 aminokwasy). Gen Se (zwany genem sekrecji, FUT2) koduje enzym o takiej samej aktywności co gen Hh, różnica między nimi polega na tym, że enzym ten katalizuje powstawanie antygenu H w tkankach innych niż krew (głównie w nabłonkach) ślinie oraz płynach ustrojowych. Podobnie jak w przypadku genu Hh, mutacje mogą powodować powstanie nieaktywnego białka; gen kodujący takie nieaktywne białko nazywa się genem se [19]. W zależności od allelu genu Se, ludzi można podzielić na wydzielaczy (o genotypie Se/Se lub Se/se), którzy charakteryzują się obecnością antygenów ABO w tkankach i wydzielinach, oraz niewydzielaczy, którzy mają nieaktywny enzym FUT2 (z genotypem se/se). Niewydzielacze stanowią prawie 25% populacji ludzkiej [20]. W Europie i Azji najczęściej spotykaną postacią genu se jest gen zawierający mutację G428T, która powoduje powstanie kodonu zatrzymania (Trp143ter) [18], podczas gdy w Afryce dominuje mutacja A385T (Ile129Phe) [19].

Gen ABO (GenBank BC111575; ENSEMBL ENSG00000175164) jest umiejscowiony na długim ramieniu chromosomu 9 (9q34). W zależności od sekwencji nukleotydowej, gen ten koduje transferazę A (UDP-N-acetylogalaktozamino: β-galaktozydo-α-1,3-N-acetylogalaktozaminylotransferaza, w skrócie N-acetylogalaktozaminylotransferaza) lub transferazę B (UDP-galaktozo: β-galaktozydo-α-1,3-N-galaktozylotransferaza, w skrócie galaktozylotransferaza). Gen ma długość 19,5 kpz, region kodujący ma długość 1065 par zasad (353 aminokwasów) i składa się z siedmiu eksonów (ryc. 3). W bazie danych ENSEMBL podano omyłkowo osiem eksonów. Centrum katalityczne jest kodowane w 91% przez eksony 6 i 7. Eksony 1-5 kodują część N-końcową oraz odcinek transbłonowy. Istnieją trzy allele genu ABO: A i B są dominujące, natomiast O jest recesywny.

Ryc. 3. Schemat organizacji genu ABO; podano numery eksonów oraz wielkość eksonów i intronów w parach zasad

Z układem grupowym ABO związany jest układ grupowy Lewis. Antygeny tego układu znajdują się na komórkach nabłonka i w płynach ustrojowych, a powstają w wyniku działania fukozylotransferaz katalizujących powstanie wiązania α1-3 lub α1-4. Molekularne podstawy powstawania antygenów Lewis oraz ich charakterystyka zostały omówione w innym artykule [36].

STRUKTURA TRANSFERAZ ABO

Transferazy ABO zaliczamy do rodziny szóstej glikozylotransferaz (GT6), enzymów przenoszących galaktozę lub N-acetylogalaktozoaminę z urydylodifosforanu na akceptor z wytworzeniem wiązania α1-3 [14]. Charakterystyczną ich cechą jest obecność motywu DVD (kwas asparaginowy, walina, kwas asparaginowy), który koordynacyjnie wiąże niezbędny dla aktywności enzymatycznej jon manganowy [6]. W 2007 r. w bazie danych CAZY (http://www. cazy.org) znajdowały się 103 sekwencje glikozylotransferaz należących do rodziny GT6. U człowieka do rodziny GT6 należą: transferaza ABO, syntetaza Forssman (nieaktywna) i syntaza iGB3, odpowiedzialna za syntezę glikolipidów serii Globo.

Istotną cechą transferaz ABO jest przenoszenie reszty N-acetylogalaktozaminy lub galaktozy na resztę galaktozy z podstawioną fukozą, czyli antygen H. Krystaliczna struktura transferaz ABO została opracowana przez Patenaude i wsp. [37]. Wykazano, że topologia transferaz ABO przypomina strukturę nieaktywnej u człowieka transferazy galaktozy α1-3 [6,12]: łańcuch polipeptydowy transferazy ABO tworzy dwie domeny wiążące, pomiędzy którymi znajduje się szczelina z miejscem aktywnym. Szczelina ma około 13 A szerokości i zawiera dwie reszty aminokwasowe, różne w transferazach A i B, których obecność jest niezbędna do określenia swoistości enzymu. Fragment N-końcowy zawiera „kieszeń Rossmana” – fragment, który wiąże cukier połączony z nukleotydem. Disacharydowy akceptor jest rozpoznawany przez domenę C-końcową (ryc. 4). Glikozylotransferazy ABO tworzące wiązanie α-glikozydowe są zaliczane do transferaz zachowujących (retaining) konformację α cukru związanego z nukleotydem, który jest donorem w reakcji przyłączania (w przeciwieństwie do transferaz odwracających – inverting). Nazwa pochodzi stąd, że w UDP-cukrze wiązanie glikozydowe jest typu α, a wiązanie przyłączonego cukru (galaktozy lub N-acetylogalaktozaminy) jest również typu α, czyli enzym zachowuje konformację pomiędzy cukrem a cząsteczką. Podobnie jak w przypadku większości glikozylotransferaz, centrum katalityczne enzymu zawiera motyw DVD (Asp211, Val212 i Asp213). Dwie reszty kwasu asparaginowego wiążą jon Mn²⁺, którego rola polega na koordynacyjnym wiązaniu reszt fosforanowych w UDP-cukrze.

Ryc. 4. Przestrzenna struktura transferazy B. Enzym składa się z dwóch domen rozdzielonych szeroką szczeliną z centrum aktywnym, wiążącym substraty, które zaznaczono kolorem granatowym: antygen H (akceptor) i UDP (donor). Aminokwasy Asp211 i Asp213 (kolor pomarańczowy) wchodzą w skład motywu DVD wiążącego koordynacyjnie jon Mn²⁺ (pomarańczowa kula). Aminokwasy, które w transferazie B są inne niż w transferazie A (Gly176, Ser235, Met266 i Ala268) zaznaczono kolorem fioletowym. Nieuporządkowaną pętlę obejmującą reszty 179-194 przedstawiono zieloną przerywaną linią. Ryc. opracowana za pomocą programu PyMol na podstawie struktury 1LZJ z Protein Data Bank

Domena wiążąca akceptor jest umiejscowiona w obrębie reszt aminokwasowych 228-337, a rozpoznawanym fragmentem łańcucha jest Fucα1-2Gal, czyli antygen H. Kluczowymi resztami zaangażowanymi w rozpoznawanie tego antygenu są: His233, Glu303 i Thr245, które wiążą cząsteczkę galaktozy, oraz Asp326, która wiąże fukozę. Dodatkowo, obie reszty akceptora (Gal i Fuc) tworzą silne wiązania z grupą β-fosforanową UDP związanego z donorem, co sugeruje, że wiązanie tej cząsteczki jest niezbędnym krokiem poprzedzającym rozpoznanie akceptora (ryc. 5A).

Ryc. 5. A. Schemat miejsca aktywnego transferazy B z uwzględnieniem wiązań między resztami aminokwasowymi centrum aktywnego oraz łańcuchem H i UDP-galaktozą. B. Schematyczne przedstawienie centrum aktywnego transferaz A i B. Transferaza B nie może związać UDP-N-acetylogalaktozaminy, ponieważ centrum aktywne zawiera większe reszty aminokwasowe (Met266 i Ala268), które ograniczają dostęp dla większego substratu. W przypadku transferazy A, mniejsze reszty aminokwasowe (Gly268 i Leu266) pozwalają na związanie większego cukru. Ponadto, obniżone dno szczeliny w GTA pozwala na utworzenie wiązania wodorowego między His233 i grupą acetamidową N-acetylogalaktozy, dzięki czemu cukier ten może być właściwie umiejscowiony

Wśród glikozylotransferaz wykazujących różną swoistość, glikozylotransferazy A i B należą do najbardziej homologicznych, ponieważ różnią się tylko czterema resztami aminokwasowymi. Wiązanie dwóch różnych monosacharydów w domenie wiążącej donor jest uzależnione od obecności różnych aminokwasów w czterech pozycjach: 176, 235, 266 i 268. Reszty Arg/Gly 176 i Gly/Ser 235 nie tworzą bezpośrednich wiązań z cząsteczką donora, przez co ich znaczenie dla swoistości enzymu jest mniejsze, chociaż ich obecność ma znaczenie dla aktywności. Nieuporządkowana pętla, obejmująca reszty 179-194 odgrywa rolę w uwalnianiu produktu; wykazano, że obecność glicyny w pozycji 176 (tak jak w transferazie B) powoduje 11-krotne obniżenie liczby obrotów enzymu. Krytyczna reszta Gly/Ser w pozycji 235 nie oddziałuje bezpośrednio z donorem, ale powoduje, że alifatyczny fragment akceptora w glikozylotransferazach A i B przyjmuje różne pozycje. Uważa się, że taka zmiana pozycji akceptora jest przyczyną trzykrotnego podwyższenia stałej K_m dla GTA w porównaniu z GTB [37].

Zmiana którejkolwiek z dwóch pozostałych reszt (Leu/Met 266 i Gly/Ala 268) ma znaczący wpływ na swoistość enzymu. Badania kinetyczne wykazały, że zamiana leucyny na metioninę w pozycji 266 ma większy wpływ na zmianę swoistości, niż obecność reszty Gly lub Ala w pozycji 268. Aminokwas w pozycji 266 (Leu/Met) znajduje się w miejscu umożliwiającym kontakt z grupą hydroksylową (w przypadku GTB) lub acetamidową (w przypadku GTA), natomiast Gly/Ala 268 wiąże się z grupami hydroksylowymi przy trzecim i czwartym węglu donora, identycznymi w obu przyłączanych monosacharydach. Można więc powiedzieć, że obecność leucyny lub metioniny w pozycji 266 decyduje bezpośrednio o wiązaniu różnych cukrów, czyli odpowiednio N-acetylogalaktozaminy w grupie A i galaktozy w grupie B, a znaczenie reszty 268 jest mniejsze. W przypadku transferazy B oba aminokwasy (Met266 i Ala268) mają większe łańcuchy boczne, niż w przypadku transferazy A (Leu266, Gly268), przez co domena wiążąca w GTB może związać galaktozę, ale nie jest w stanie przyłączyć N-acetylogalaktozaminy, ponieważ jej cząsteczka ma większe rozmiary. Glikozylotransferaza A ma szczelinę o zbyt dużej objętości, aby galaktoza mogła utworzyć wiązania ze wszystkimi niezbędnymi resztami aminokwasowymi. Ponadto, obniżone dno szczeliny w miejscu aktywnym GTA pozwala na odsłonięcie histydyny w pozycji 233, która może utworzyć wiązanie wodorowe z grupą acetamidową N-acetylogalaktozaminy, dzięki czemu cukier ten może być właściwie umiejscowiony (ryc. 5B).

Swoistość enzymu może się zmienić również w wyniku zmiany reszty aminokwasowej innej niż 266 i 268. Jak wykazali Marcus i wsp., podstawienie proliny 234 przez serynę powoduje, że transferaza B może przenosić nie tylko UDP-Gal, ale i UDP-GalNAc, a więc enzym taki może syntetyzować zarówno antygeny A, jak i antygeny B. Jest to spowodowane tym, że reszta seryny w miejscu 234 poprzez oddziaływania steryczne wpływa na położenie krytycznej reszty Met 266, co z kolei umożliwia związanie się N-acetylogalaktozaminy w miejscu aktywnym GTB [29].

PODGRUPY W UKŁADZIE ABO

Oprócz trzech podstawowych grup (A, B i O) wyróżniamy wiele podgrup różniących się głównie ilością antygenu obecnego na krwinkach. Wynika to z różnorodnych rzadkich mutacji w genach kodujących transferazy grupowe, co niejednokrotnie przekłada się na zmiany aktywności enzymu i w następstwie na ilościową zmianę ekspresji antygenu. Aktywność transferaz kodowanych przez poszczególne allele jest zależna od ilości mutacji w genie oraz od tego, czy mutacje te dotyczą reszt uznawanych za krytyczne (takimi resztami są np. reszty różnicujące swoistość transferaz A i B). Ogólnie, malejąca aktywność transferaz układa się w szereg dający podgrupy z malejącą ilością antygenu [49]:
• dla alleli A: A1>A2>A3>Ax>Ael
• dla alleli B: B>B3>Bx>Bel

W obrębie podgrup mogą występować różne dodatkowe mutacje.

Grupa A i jej podgrupy

Grupa A1 jest podstawową, konsensową i najprawdopodobniej najstarszą ewolucyjnie grupą krwi; dodatkowo wyróżniamy wiele jej podgrup różniących się pojedynczymi mutacjami (tabela 2A) [9,47]. Najczęściej są to substytucje, które nie powodują zmian fenotypowych, należą do nich podgrupy:
A101 – klasyczny, podstawowy,
A102 – charakteryzuje się obecnością znaczącej mutacji C467T (Pro156Leu); mutacja ta nie zmienia jednak swoistości transferazy ani jej aktywności,
A103 – tak jak A102 plus dodatkowo C564T,
A104 – tak jak A101 plus A297G,
A112 – tak jak A102 plus A297G,
A113 – jak A101 i dodatkowo mutacja C526G (Arg176Gly), która to mutacja jest identyczna z jedną z mutacji odróżniających transferazy A od B [49].

Tabela 2A. Punktowe mutacje obecne w allelach grup A, B, O w porównaniu z konsensowym allelem A 101

Podgrupa A2: allel A2 jest również polimorficzny i w jego obrębie można wyróżnić wiele mutacji; podgrupa A2 jest często spotykana w Europie, na Bliskim Wschodzie i w Afryce [49].
A201 – najczęściej występująca podgrupa zawiera dwie charakterystyczne mutacje: substytucję C467T (Leu156Pro) oraz delecję jednej z trzech cytozyn pomiędzy nukleotydem 1059–1061. Ta ostatnia zmiana powoduje przesunięcie ramy odczytu i przesunięcie kodonu zatrzymania, co powoduje wydłużenie łańcucha polipeptydowego enzymu o 21 aminokwasów. Aktywność enzymatyczna białka powstałego w wyniku transkrypcji takiego genu jest obniżona o co najmniej 50%, w wyniku czego liczba antygenów A na powierzchni erytrocytów grupy A2 jest również znacząco niższa. Pozostałe warianty grupy A2 to:
A202 – C1054T (Arg352Trp),
A203 – C1054G (Arg352Gly),
A204 – ma cztery mutacje A297G, C526G (Arg176Gly), C657T, G703A (Gly235Ser) jak w grupie B oraz dwie analogiczne do O: C771T, G829A (Val277Met), co sugeruje, że jest to allel hybrydowy. Jeżeli allel ten występuje z allelem O to daje grupę A1, a jeżeli z B to powstaje A2B,
A206 – del1060C,
A206 – A1009G (Arg337Gly),

Podgrupa A3: w grupie tej wyróżnić możemy dwie podgrupy prowadzące do powstania fenotypu A3, charakteryzującego się znacznym obniżeniem ilości antygenów A na erytrocytach [4,49]:
A301 – G871A (Asp291Asn),
A302 – G829A (Val277Met) jak w O201, 1060delC jak w A201

Molekularne podstawy tego fenotypu nie są do końca poznane, dotąd zsekwencjonowano tylko 6 i 7 ekson allelu A3. Ze względu na obecność mutacji znalezionych wcześniej w innych allelach możliwe jest również, że A3 jest hybrydowym allelem powstałym z połączenia A201-O201- A201 [4].

Podgrupa Ax: fenotyp ten wykazuje znaczny spadek aktywności transferazy; jako główną mutację wyróżniającą tę podgrupę podaje się substytucję T646A (Ile216Phe), najprawdopodobniej mającą znaczny wpływ na zmniejszenie aktywności enzymu. Co ciekawe, żadna z mutacji występujących w allelach Ax nie jest charakterystyczna tylko dla nich; nasuwa to przypuszczenie, że podgrupa ta powstaje w wyniku łączenia się dwóch alleli – A lub B/O2 (O301) z O1υ (O201):
Ax01 – T646A,
Ax02 – A297G, T646A, G681A, C771T, G829A,
Ax03 – T646A, G681A C771T, G829A,
Ax04 – T646A, G681A.

Dziedziczenie tej grupy jest dosyć skomplikowane, w niektórych przypadkach jest ono zgodne z zasadami Mendla, ale są również udokumentowane przypadki odstępstw od tych reguł. Podejrzewa się, że wytłumaczeniem może być zjawisko wzmocnienia allelicznego (omówionego w dalszej części pracy) [31,34,49].

Podgrupa Ae1: bardzo rzadka, charakteryzująca się insercją G w obrębie siedmiu guanin pomiędzy nukleotydami 798-804. Mutacja ta powoduje zmianę ramy odczytu i przesunięcie kodonu zatrzymania, co powoduje wydłużenie łańcucha polipeptydowego o 37 aminokwasów, obniżając tym samym aktywność enzymatyczną białka. Stwierdzono również podstawienie w miejscu splajsingowym eksonu 6 w pozycji +5 (konsensowe miejsce GTAAGT zmienia się na GTAAAT). W wyniku takiego podstawienia cały ekson 6 zostaje wycięty w czasie potranskrypcyjnej obróbki mRNA [44]. Fenotypowo grupa ta objawia się brakiem aglutynacji z przeciwciałami anty-A i anty-AB, ale erytrocyty takie silnie reagują z anty-H. Zazwyczaj w osoczu obecne są przeciwciała anty-A:
Ael01 – ins800G,
Ael02 – A102 (C476T) i T646A oraz G681A jak w O201, zawiera więc mutację Phe216Ile, która znacznie zmniejsza aktywność enzymu.

Podgrupa Am: fenotyp ten charakteryzuje obniżona ilość antygenu na krwinkach, podczas gdy jego ilość w ślinie pozostaje niezmieniona. Mutacja G664A (Val222Met) może obniżać aktywność enzymu, możliwe jest również, że istnieją mutacje w regionie promotorowym, zmniejszające wydajność transkrypcji [2,28].

Podgrupa Aend: zmiana w miejscu splajsingowym w intronie 6, A do G w pozycji +4.

Podgrupa Abantu: jest allelem rekombinowanym, powstałym w wyniku połączenia się alleli O1υ (O201) i A2 z miejscem crossing-over w eksonie piątym. Delecja guaniny w czwartym intronie zmienia miejsce splajsingowe, co powoduje wyłączanie z transkryptu całego eksonu czwartego [16].

Grupa B i jej podgrupy

Grupa B różni się od konsensowej A1 siedmioma mutacjami nukleotydowymi, z czego cztery powodują zmianę aminokwasu (tabela 1).

Zmiany aminokwasów prowadzą do zmiany swoistości enzymu, który uzyskuje w ten sposób swoistość wobec galaktozy zamiast N-acetylogalaktozaminy, a aktywność enzymu ulega obniżeniu. Grupa B, podobnie jak A, nie jest genotypowo homogenna i można ją podzielić na wiele podgrup (tabela 2B) [49].

Tabela 2B. Punktowe mutacje obecne w allelach grup A, B, O w porównaniu z konsensowym allelem A 101

Podgrupa B1 – zaliczamy do niej:
B101 – klasyczna, zawiera mutacje wymienione w tabeli 1,
B102 – nie ma mutacji nukleotydu 930,
B103 – nie ma mutacji nukleotydu 657,
B107 – nie ma mutacji nukleotydu 526, która jest jedną z mutacji znaczących, odróżniających grupę A i B. Swoistość enzymu pozostaje niezmieniona,
B108 – nie ma mutacji nukleotydu 297.

1 Podgrupa B301 wykazuje mutację na miejscu +5 trzeciego intronu, które jest miejscem splajsingowym. Zamiana guaniny na adeninę powoduje zmiany w obróbce potranskrypcyjnej mRNA, czego skutkiem jest brak eksonu 3 w końcowym transkrypcie. Białko takie ma niekompletny fragment transbłonowy i w większości pozostaje w cytoplazmie [51]. Ponadto allele takie mają substytucję C1054T (Arg352Trp). Erytrocyty tej grupy wykazują słabą aglutynację erytrocytów przez przeciwciała anty-B.

Podgrupa Bx ma mutację G871A (Asp291Asn). Aktywność enzymu jest obniżona.

Podgrupa Bel ma mutacje prowadzące do tak znacznego obniżenia transkrypcji, że aktywność transferazy B jest praktycznie niewykrywalna:
Bel 01 – T641G (Met214Arg),
Bel 02 – G669T (Glu223Asp).

Do tych dwóch podtypów [49] dodać można kolejny z mutacją C502T, zidentyfikowany przez Sun i wsp., mutacja ta, choć nieznacząca, jest podawana przez autorów jako przyczyna powstawania fenotypu Bel [43].

Podgrupa Bm: antygen B jest bardzo trudny do wykrycia, nie reaguje z przeciwciałami anty-B i anty-AB, a słaba aktywność transferazy B powoduje, że jedynie niewielki procent antygenów H jest podstawiony galaktozą. Przyczyna jego powstawania nie jest dokładnie znana, najprawdopodobniej jest wynikiem mutacji w obrębie genu ABO [42,50].

Podgrupa B(A): w przypadku tej grupy na krwinkach znajduje się prawidłowa ilość antygenu B i dodatkowo pewna ilość antygenu A, który można zidentyfikować za pomocą monoklonalnych przeciwciał anty-A. Obecność antygenu A na krwinkach typowanych jako B tłumaczy się nieco zmienioną swoistością enzymu kodowanego przez allel B(A). Enzym taki może przenosić nie tylko galaktozę, ale i N-acetylogalaktozaminę. Zjawisko to występuje również w przypadku krwinek typowanych jako B, z tym że w przypadku allelu B(A) efekt ten jest wzmocniony poprzez mutacje nukleotydów krytycznych dla różnicowania się grup A i B (tabela 2B); wyróżniamy trzy podgrupy powodujące powstanie fenotypu B(A):
B(A)01 – (w porównaniu z allelem B101): T657C (mutacja cicha), A703G (Ser235Gly),
B(A)02 – (w porównaniu z allelem B101): C700G (Pro234Ala) mutacja ta zmienia nie tylko krytyczną resztę (G703A, Gly235Ser), ale i resztę z nią sąsiadującą, co może mieć wpływ na budowę centrum katalitycznego i zmianę swoistości enzymu,
B(A) var – C657T oraz G703A (Gly235Ser).

Podgrupa cisAB: fenotypowo objawia się w identyczny sposób jak AB, czyli jednoczesną ekspresją na krwinkach antygenów A i B. Typowa grupa AB, nazywana również transAB, powstaje w wyniku kodominacji dwóch alleli (zarówno A jak i B), co prowadzi do powstania dwóch enzymów o różnych aktywnościach. Natomiast cisAB powstaje, kiedy jeden allel koduje enzym o aktywności transferazowej zarówno A jak i B [48]. Zmiana jednego z czterech aminokwasów swoistych dla grupy B powoduje zmianę w centrum aktywnym, w wyniku czego enzym uzyskuje zdolność do przenoszenia reszt zarówno galaktozy jak i N-acetylogalaktozminy;
cisAB01 – (w porównaniu z grupą A102): G803C (Gly268Ala) (czyli dodatkowo mutacja C476T – Pro156Leu),
cisAB02 – (w porównaniu z grupą B101): A796C,
cisAB03 – (w porównaniu z grupą B101) C700T (Pro234Ser) [48].

Grupa O i jej podgrupy

Fenotyp O charakteryzuje się brakiem determinant antygenowych A i B na erytrocytach. Allel O w wyniku mutacji stracił zdolność do kodowania aktywnych postaci enzymów. Grupa ta jest niezwykle zróżnicowana, w bazie alleli ABO na stronie Blood Group Antygen Mutation Database [5] znajduje się 68 alleli o różnych sekwencjach (część z nich przedstawiono w tabeli 2C). Można jednak wyróżnić dwie grupy zasadniczo różniące się między sobą [15,33]. Pierwszą z nich jest grupa alleli zawierających konstytutywną delecję guaniny w pozycji 261, która powoduje pojawienie się wcześniejszego kodonu zatrzymania. Zmiana ta jest głównym powodem utraty aktywności przez enzym, ponieważ powstałe białko jest złożone tylko z 88 aminokwasów i brak w nim centrum aktywnego, w wyniku czego nie ma możliwości katalizowania reakcji przeniesienia reszty cukrowej na odpowiedni donor. Najczęściej spotykany allel 0101 jest identyczny z allelem A101, a jedyną różnicą między nimi jest delecja w pozycji 261. Allele grupy O mogą zawierać również inne mutacje, zarówno identyczne z mutacjami w grupach A i B jak i zupełnie nowe, charakterystyczne tylko dla danego allelu O. Do tych pierwszych (zawierających mutacje znane wcześniej z allelu A lub B) zaliczymy allele, takie jak: O102 (T579C), O117 (768A), czy O107 (mutacja C467T charakterystyczna dla allelu A102) oraz O110 (substytucja C657T – typowa dla allelu B101).

Jeżeli oprócz delecji nukleotydu 261 (261delG), allel zawiera również mutację A297G, to zaliczany jest do grupy O1υ, nazywanej inaczej O201 [7]. Zaliczamy tu allele, takie jak: O205 z podstawieniami T646A, G681A, C771T, G829A; O212 mający dodatkową substytucję G351A w porównaniu z O205, czy O209 z dodatkową w stosunku do O205 zamianą G542A (tabela 2C).

Tabela 2C. Punktowe mutacje obecne w allelach grup A, B, O w porównaniu z konsensowym allelem A 101

Allele O niezawierające delecji 261G mają charakterystyczną substytucję G802A. Mutacja ta powoduje zmianę Gly268Arg, a jej obecność uniemożliwia wiązanie substratu w miejscu aktywnym enzymu [1]. Do grupy tej zaliczamy allele, takie jak O303, O304, O302 czy O301. Wszystkie one mają mutację G802A oraz inne dodatkowe mutacje. Ostatnie doniesienia wskazują jednak na to, że w niektórych przypadkach niedelecyjne allele O mogą kodować białko mające niewielką aktywność transferazową, zdolne do wytwarzania antygenu A. Aktywność katalityczna takiego enzymu jest bardzo mała, a antygeny wykrywane są jedynie bardzo czułymi metodami typu absorpcja – elucja [40].

Schematy najważniejszych alleli ABO oraz białek przez nie kodowanych przedstawiono na ryc. 6.

Ryc. 6. A. Otwarte ramy odczytu (długość podana w parach zasad) głównych alleli ABO oraz miejsca mutacji powodujących zmianę aminokwasu (czarne kreski) w sekwencji nukleotydowej w porównaniu z konsensowym allelem A1. Sekwencję prawidłową (sensowną) przedstawiono w postaci pustej ramki, a sekwencję nonsensowną (ze zmienioną ramką odczytu) w postaci wypełnionego prostokąta. Allel A2 zawiera mutacje w pozycjach 467 i 1060; allel B w pozycjach 526, 703, 796 i 803; allele 01 i 01v w pozycji 261, a allel O2 w pozycjach 526 i 802. B. Schematyczny obraz łańcuchów polipeptydowych kodowanych przez geny ABO. Zaznaczono numery reszt aminokwasowych, które są inne niż w konsensowym allelu A1

MOŻLIWE MECHANIZMY POWSTAWANIA WARIANTÓW ABO

Rekombinacja w obrębie genu ABO – allele hybrydowe

Niektóre allele genu ABO powstają w wyniku rekombinacji, czyli łączenia się dwóch różnych alleli. Istnieją dwa mechanizmy mogące prowadzić do powstawania takich hybrydowych genów: crossing-over i konwersja genów. Jeśli fragment jednego allelu otoczony jest przez inny, to mamy do czynienia z konwersją genów, natomiast jeśli jedna część genu pochodzi od jednego, a druga od innego allelu, to mówimy o crossing-over. Takie właśnie mechanizmy mogą być odpowiedzialne za ogromną różnorodność alleli układu grupowego ABO. Według przeglądowego artykułu Yip z 2002 roku prawie połowa alleli, z wymienionych siedemdziesięciu jeden, powstała w wyniku rekombinacji [34,41,49].

Crossing-over

Allele powstałe w wyniku crossing-over składają się z dwóch części pochodzących od dwóch różnych alleli. Dzięki analizom SNP (single nucleotide polymorphism – pojedyncze zmiany nukleotydów) w intronach można stwierdzić czy przyczyną powstania podgrupy była wymiana części chromosomu oraz dosyć dokładnie określić miejsce ich łączenia (przykłady alleli na ryc. 7A).

Ryc. 7. A. Przykłady alleli ABO powstałych w wyniku rekombinacji crossing-over w intronie między eksonami 6 i 7. Nazwy alleli podlegających rekombinacji podano poniżej eksonów, a nazwę nowego allela po prawej stronie rysunku. Przybliżone położenie miejsca rekombinacji oznaczono czerwonym kolorem oraz numerami nukleotydów (numeracja od początku intronu). B. Przykłady alleli ABO powstałych w wyniku konwersji genów w eksonie 7. Nazwy alleli podlegających rekombinacji podano poniżej eksonów, a nazwę nowego allela po prawej stronie rysunku. Zaznaczono miejsca, w których wystąpiła konwersja genów, oraz mutacje nukleotydowe wprowadzone w wyniku konwersji

W zależności od tego, który z eksonów pochodzi z którego allelu, mogą powstawać różne podgrupy. Na przykład rekombinacja O101-O201 powoduje powstanie grupy O202, a O201-O101 grupy O103. Różne są też miejsca rekombinacji dla tych alleli; miejsce dla O202 znajduje się pomiędzy nukleotydami 235-446 intronu szóstego, a dla O103 pomiędzy 950-1011 tego samego intronu. Przykładem alleli, które powstały w wyniku crossingover mogą być również allele: B108 powstały w wyniku połączenia A102 i B101, oraz A112 złożony z A104 i B102. Miejsce rekombinacji w obu przypadkach znajduje się w intronie szóstym [30]. Wyróżnić można co najmniej pięć miejsc rekombinacji wspólnych dla wielu alleli: są to nukleotydy 188-226, 280-446, 786-891, 950-1011 (wszystkie w intronie 6) i od 1013 nukleotydu w intronie 6 do 526 w eksonie 7 [30]. Częstsze występowanie rekombinacji crossing-over w obrębie genu ABO może być związane z sekwencjami chi (5’-GCTGGTGG-3’) i chi-podobnymi (5’-GCTGGCGG-3’), które występują przy 3’-końcu szóstego eksonu (nukleotydy 853-860) i które pokrywają się z jednym z pięciu częstych miejsc rekombinacji wymienianych przez Ogasawarę, oraz w intronie trzecim (nt. 269-276) [32,49]. Sekwencje te są określane jako „gorące miejsca”, czyli miejsca inicjacji procesu crossing-over (chi – crossover hotspot instigator).

Wykazano, że w organizmach prokariotycznych sekwencje te stymulują nukleazę RecBCD, która jest enzymem mogącym inicjować homologiczną rekombinację. Enzym RecBCD (złożony z trzech podjednostek) wykazuje aktywność helikazy, egzonukleazy, endonukleazy oraz ATP-azy zależnej od DNA. Białko to przesuwa się wzdłuż dwuniciowego DNA, rozwijając je i nacinając. Po napotkaniu sekwencji chi nacinana jest nić 3’, a następnie podjednostka mająca aktywność nukleazową ulega dezaktywacji. W wyniku tego powstaje jednoniciowe DNA rozpoznawane przez białko RecA, a powstały w ten sposób kompleks RecA-ssDNA atakuje homologiczny chromosom i przesuwa się wzdłuż niego w poszukiwaniu komplementarnych sekwencji. Pomiędzy komplementarną sekwencją a nicią związaną z białkiem RecA tworzą się wiązania wodorowe i powstaje trypleks. Następnie nić z sekwencją chi odsuwa drugą z nici dwuniciowego DNA, która to nić może następnie parować z nicią „pozostawioną” przez nić 3’ mającą sekwencję chi [3]. Do tej pory udowodniono znaczenie sekwencji chi w rekombinacji u Prokaryota (głównie u bakterii E. coli) niemniej jednak to, że miejsca crossingover znajdują się często na długim ramieniu chromosomu 9 (czyli w locus genu ABO) może świadczyć o tym, że również u ludzi sekwencje chi mogą być zaangażowane jako „hot-spot” wymiany części chromosomów.

Konwersja genów

Drugim typem rekombinacji wpływającym na różnorodność alleli ABO jest konwersja genów. Znane są dwa mechanizmy dające taki efekt. Pierwszy z nich występuje, jeśli podczas replikacji jedna z nici znajdzie się podczas mejozy pomiędzy rozplecionymi nićmi homologicznego chromosomu; na matrycy homologicznego chromosomu dosyntetyzowany jest wtedy fragment genu. W drugi mechanizm zaangażowane są systemy naprawcze DNA: występuje wtedy, kiedy następuje błędne parowanie zasad i enzymy naprawcze na podstawie drugiej, losowo wybranej nici naprawiają ten błąd. Jeżeli wybrana nić pochodzi z chromosomu homologicznego, mówimy o konwersji genów. Zrekombinowany gen, który powstał w wyniku działania jednego z wymienionych mechanizmów, ma krótki fragment sekwencji pochodzącej z drugiego allelu. Proces ten różni się od crossing-over tym, że nie zachodzi tu wymiana części chromosomu, ale włączenie fragmentu jednego genu w drugi, homologiczny [45].

Allele ABO, które powstały w ten sposób, mają jedną lub kilka mutacji pochodzących z innego allelu. Jako przykład można wymienić allel B107, który nie ma charakterystycznej dla alleli B substytucji C526G, tylko sekwencję zgodną z konsensowym allelem A101 (ryc. 7B). Działanie tego mechanizmu tłumaczy również powstanie alleli cis- AB, które mają część mutacji, takich jak allel A, a część jak B. Oprócz tego istnieją również allele, które powstały w wyniku więcej niż jednej konwersji. Takim allelem jest np. A110, który prawdopodobnie jest złożony z alleli A-B-A-O2-A.

Wzmocnienie alleliczne (allelic enhancement)

Zjawisko to polega na wzmacnianiu ekspresji jednego z alleli przez drugi homologiczny allel. W wyniku takiego mechanizmu jeden z alleli, którego ekspresja jest słaba lub nie ma jej wcale, w wyniku obecności drugiego allelu daje sygnał większy niż spodziewany. Mechanizm działania allelicznego wzmocnienia nie jest do końca poznany, aczkolwiek istnieją dwie hipotezy tłumaczące jego powstawanie.

Pierwsza zaproponowana przez Hosseini-Maff i wsp. [15] podaje jako możliwą przyczynę powstawania wzmocnienia allelicznego mitotyczną rekombinację w komórkach szpiku kostnego. W jej wyniku, za pośrednictwem rekombinacji homologicznej lub konwersji genów, miałoby dochodzić do wymiany części chromosomu pomiędzy dwoma allelami. W ten sposób, z dwóch niefunkcjonalnych alleli (np. O1 i O2) powstałyby podczas rekombinacji dwa nowe, z których jeden mógłby kodować białko mające aktywność enzymatyczną. Autorzy jako potencjalne miejsca rekombinacji wymieniają opisane wcześniej sekwencje chi.

Autorzy drugiej hipotezy [35] sugerują, że wzmacnianie odbywa się nie na poziomie genu, ale białka, a „osłabiona” mutacjami transferaza może być wzmacniana przez pełnej długości peptyd. Wzmocnienie odbywałoby się poprzez stabilizowanie struktury nieaktywnego normalnie enzymu w wyniku tworzenia dimeru pomiędzy nieaktywnym białkiem a białkiem ulegającym ekspresji z drugiego allelu.

Jednym z przykładów ilustrujących działanie wzmocnienia allelicznego jest opisany przez Cho i wsp. [9] allel Avar. W zależności od allelu, z którym jest współdziedziczony, allel taki może prowadzić do powstania różnych fenotypów. Jeśli współdziedziczonym allelem jest O, powstaje grupa krwi O, jeśli zaś takim allelem jest B, to ujawnia się słaba grupa A połączona z B (A_weakB).

Podobny mechanizm opisano również w przypadku grupy Ax. Wykazano, że jeśli allel Ax jest współdziedziczony z allelem B, to na erytrocytach jest podwyższona ekspresja antygenu A. Jeżeli natomiast allel ten jest dziedziczony wspólnie z O, to ekspresja antygenu A jest obniżona. W tym przypadku mechanizm jest podobny: allel B zdaje się wzmacniać ekspresję antygenu A [35].

Regulacja ekspresji genu ABO

Gen ABO znajduje się pod kontrolą konstytutywnego promotora znajdującego się tuż przed miejscem inicjacji transkrypcji (oznaczanym jako +1), oraz alternatywnego promotora umiejscowionego bezpośrednio za 5’-końcem wysp GC [21,23,46]. Oprócz tego w regionie powyżej miejsca początku transkrypcji znajdują się sekwencje regulatorowe (ryc. 8).

Ryc. 8. Schemat budowy regionu promotorowego genu ABO. Powyżej genu zaznaczono sekwencje regulatorowe, poniżej czynniki transkrypcyjne, które się do nich wiążą. Czynniki CBF/NF-Y oraz SpI powodują wzrost transkrypcji, natomiast czynnik RACAP działa hamująco

Jedną z nich jest obszar pomiędzy –117 a +31 nukleotydem. W regionie tym znajdują się liczne wyspy GC, będące miejscem przyłączenia się czynnika Sp1 (wiąże się on do sekwencji pomiędzy –22 a –14 nukleotydem regionu powyżej miejsca początku transkrypcji). Czynnik ten jest białkiem kontrolującym transkrypcję.

Wyspy GC są również potencjalnym miejscem metylacji, wpływającym na przyłączanie się czynnika Sp1. Zależność między metylacją a wzmacnianiem jest odwrotnie proporcjonalna – im bardziej metylowane są cytozyny w parach GC, tym słabiej wiąże się białko wzmacniające i w rezultacie transkryptu jest mniej. Hipermetylacja może nawet doprowadzić do zupełnego braku ekspresji genu [13,24].

Elementami mogącymi mieć wpływ na wzmocnienie transkrypcji są również tandemowo powtarzające się minisatelitarne sekwencje w regionie od –3899 do –3618. Do miejsc tych wiąże się czynnik transkrypcyjny CBF/NF-Y, rozpoznający sekwencję CCAAT [25]. Wykazano, że liczba tych powtórzeń jest zależna od grupy krwi, a im więcej powtórzeń, tym proces transkrypcji jest bardziej efektywny. Allele A1 i O2 (O301) mają po jednym powtórzeniu, a allele A2, B, O i O1υ (O201) po cztery [8]. Więcej wzmacniaczy w przypadku genu B prawdopodobnie powoduje podwyższoną ekspresję mRNA dla tego genu, co częściowo może kompensować obniżoną aktywność enzymatyczną transferazy B [8].

Oprócz sekwencji wzmacniających, wpływ na transkrypcję mogą mieć również sekwencje hamujące. Negatywnym regulatorem transkrypcji jest położony w obrębie nukleotydów od –191 do –119 tzw. N-box o sekwencji CACNAG. Element ten rozpoznawany jest przez czynniki jądrowe, które nie są jeszcze dokładnie określone, a stosuje się do nich wspólną nazwę RACP (repressor for the ABO constitutive promoter – represor konstytutywnego promotora ABO) [22]. N-box jest również rozpoznawany przez czynniki z rodziny bHLH, które mogą oddziaływać z kompleksem deacetylującym histony, co również wpływa na hamowanie transkrypcji.

Dodatkowymi czynnikami wpływającymi na regulację ekspresji mogą być również czynniki translacyjne oraz lokalizacja w aparacie Golgiego.

NAZEWNICTWO

Nomenklatura alleli ABO jest bardzo niejednorodna, ponieważ prawie każdy autor ma własny pomysł na nazewnictwo poszczególnych alleli; na przykład podstawowy allel A101 jest również określany jako A^1-1, ABO*A101, ABO*A(Pro). Największą niejednorodność napotkamy przy nazewnictwie alleli Ο, które są najbardziej zróżnicowane, a w dodatku dają taki sam fenotyp. Dodatkowym utrudnieniem są liczne mutacje w obrębie intronów, przez co pojawiają się allele o takim samym nazewnictwie a z indeksem „intronic” lub „exonic” [8].

PODZIĘKOWANIE

Autorzy dziękują Pani Profesor Elwirze Lisowskiej za przeczytanie manuskryptu i cenne uwagi.

PIŚMIENNICTWO

[1] Amado M., Bennett E.P., Carneiro F., Clausen H.: Characterization of the histo-blood group O(2) gene and its protein product. Vox Sang., 2000; 79: 219-226
[PubMed]  

[2] Asamura H., Ota M., Takayanagi K., Saito S., Tsukada K., Fukushima H.: Molecular genetic analysis of the Am phenotype of the ABO blood group system. Vox Sang., 2002; 83: 263-267
[PubMed]  

[3] Baj J., Markiewicz Z.: Biologia molekularna bakterii. Wydawnictwo Naukowe PWN 2006

[4] Barjas-Castro M.L., Carvalho M.H., Locatelli M.F., Bordin S., Saad S.T.: Molecular heterogeneity of the A3 subgroup. Clin. Lab. Haematol., 2000; 22: 73-78
[PubMed]  

[5] Blumenfeld O.O., Patnaik S.K.: Allelic genes of blood group antigens: a source of human mutations and cSNPs documented in the Blood Group Antigen Gene Mutation Database. Human Mutat., 2004, 23: 8-16
[PubMed]  

[6] Boix E., Zhang Y., Swaminathan G.J., Brew K., Acharya K.R.: Structural basis of ordered binding of donor and acceptor substrates to the retaining glycosyltransferase, alpha-1,3-galactosyltransferase. J. Biol. Chem., 2002; 277: 28310-28318
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Bugert P., Rutten L., Goerg S., Kluter H.: Characterization of a novel O(1) variant allele at the ABO blood group locus. Tissue Antigens, 2001; 58: 422-424
[PubMed]  

[8] Chester M.A., Olsson M.L.: The ABO blood group gene: a locus of considerable genetic diversity. Transfus Med Rev., 2001, 15: 177-200
[PubMed]  

[9] Cho D., Shin M.G., Yazer M.H., Kee S.J., Shin J.H., Suh S.P., Jeon M.J., Song J.W., Ki C.S., Ryang D.W.: The genetic and phenotypic basis of blood group A subtypes in Koreans. Transfus. Med., 2005; 15: 329-334
[PubMed]  

[10] Decastello A. von, Sturli A.: Ueber die Isoagglutinine im Serum gesunder und kranker Menschen. Muenchener Mediziniesche Wochenschrif, 1902; 49: 1090-1095

[11] Dungern E. von, Hirszfeld L.: Über Vererbung gruppenspezifischer Strukturen des Blutes. Z Immun. Forsch. Exper. Ther., 1910; 6: 284-292

[12] Gastinel L.N., Bignon C., Misra A.K., Hindsgaul O., Shaper J.H., Joziasse D.H.: Bovine alpha1,3-galactosyltransferase catalytic domain structure and its relationship with ABO histo-blood group and glycosphingolipid glycosyltransferases. EMBO J., 2001; 20: 638-649
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Hata Y., Kominato Y., Yamamoto F.I., Takizawa H.: Characterization of the human ABO gene promoter in erythroid cell lineage. Vox Sang., 2002; 82: 39-46
[PubMed]  

[14] Hennet T.: The galactosyltransferase family. Cell. Mol. Life Sci., 2002; 59: 1081-1095
[PubMed]  

[15] Hosseini-Maaf B., Irshaid N.M., Hellberg A., Wagner T., Levene C., Hustinx H., Steffensen R., Chester M.A., Olsson M.L.: New and unusual O alleles at the ABO locus are implicated in unexpected blood group phenotypes. Transfusion, 2005; 45: 70-81
[PubMed]  

[16] Hosseini-Maaf B., Smart E., Chester M.A., Olsson M.L.: The Abantu phenotype in the ABO blood group system is due to a splice-site mutation in a hybrid between a new O1-like allelic lineage and the A2 allele. Vox Sang., 2005; 88: 256-264
[PubMed]  

[17] Kelly R.J., Ernst L.K., Larsen R.D., Bryant J.G., Robinson J.S., Lowe J.B.: Molecular basis for H blood group deficiency in Bombay (Oh) and para-Bombay individuals. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994; 91: 5843-5847
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Kelly R.J., Rouquier S., Giorgi D., Lennon G.G., Lowe J.B.: Sequence and expression of a candidate for the human secretor blood group alpha (1,2)fucosyltransferase gene (FUT2): Homozygosity for an enzyme-inactivating nonsense mutation commonly correlates with the non-secretor phenotype. J. Biol. Chem., 1995; 270: 4640-4649
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Koda Y., Soejima M., Kimura H.: The polymorphisms of fucosyltransferases. Leg. Med. (Tokyo), 2001; 3: 2-14
[PubMed]  

[20] Koda Y., Soejima M., Liu Y., Kimura H.: Molecular basis for secretor type alpha(1,2)-fucosyltransferase gene deficiency in a Japanese population: a fusion gene generated by unequal crossover responsible for the enzyme deficiency. Am. J. Hum. Genet., 1996; 59: 343-350
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Kominato Y., Hata Y., Matsui K., Takizawa H.: Regulation of ABO gene expression. Leg. Med. (Tokyo), 2005; 7: 263-265
[PubMed]  

[22] Kominato Y., Hata Y., Matsui K., Takizawa H., Tsukada J., Nakajima T., Kaneko Y., Kishi K.: Transcriptional regulation of the human ABO histo-blood group genes is dependent on the N box upstream of the proximal promoter. Transfusion, 2004; 44: 1741-1749
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[23] Kominato Y., Hata Y., Takizawa H., Matsumoto K., Yasui K., Tsukada J., Yamamoto F.: Alternative promoter identified between a hypermethylated upstream region of repetitive elements and a CpG island in human ABO histo-blood group genes. J. Biol. Chem., 2002; 277: 37936-37948
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Kominato Y., Hata Y., Takizawa H., Tsuchiya T., Tsukada J., Yamamoto F.: Expression of human histo-blood group ABO genes is dependent upon DNA methylation of the promoter region. J. Biol. Chem., 1999; 274: 37240-53720
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Kominato Y., Tsuchiya T., Hata N., Takizawa H., Yamamoto F.: Transcription of human ABO histo-blood group genes is dependent upon binding of transcription factor CBF/NF-Y to minisatellite sequence. J. Biol. Chem., 1997; 272: 25890-25898
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Landsteiner K.: Zur Kenntnis des antifermentativen, lytischen und agglutinierenden Wirkungen des Blutserums und der Lymphe. Zentralbl. Bakteriol., 1900; 27: 357-362

[27] Landsteiner K.: Ueber Agglutinationserschienunegn normalen menschlichen Blutes. Wiener Klinische Wochenschrift., 1901; 46: 1132-1134

[28] Lin M., Hou M.J., Twu Y.C., Yu L.C.: A novel A allele with 664G>A mutation identified in a family with the Am phenotype. Transfusion, 2005; 45: 63-69
[PubMed]  

[29] Marcus S.L., Polakowski R., Seto N.O., Leinala E., Borisova S., Blancher A., Roubinet F., Evans S.V., Palcic M.M.: A single point mutation reverses the donor specificity of human blood group B-synthesizing galactosyltransferase. J. Biol. Chem., 2003; 278: 12403-12405
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Ogasawara K., Yabe R., Uchikawa M., Nakata K., Watanabe J., Takahashi Y., Tokunaga K.: Recombination and gene conversion-like events may contribute to ABO gene diversity causing various phenotypes. Immunogenetics, 2001; 53: 190-199
[PubMed]  

[31] Olsson M.L., Chester M.A.: Heterogeneity of the blood group Ax allele: genetic recombination of common alleles can result in the Ax phenotype. Transfus. Med., 1998; 8: 231-238
[PubMed]  

[32] Olsson M.L., Chester M.A.: Polymorphism and recombination events at the ABO locus: a major challenge for genomic ABO blood grouping strategies. Transfus. Med. 2001, 11: 295-313
[PubMed]  

[33] Olsson M.L., Guerreiro J.F., Zago M.A., Chester M.A.: Molecular analysis of the O alleles at the blood group ABO locus in populations of different ethnic origin reveals novel crossing-over events and point mutations. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1997; 234: 779-782
[PubMed]  

[34] Olsson M.L., Irshaid N.M., Hosseini-Maaf B., Hellberg A., Moulds M.K., Sareneva H., Chester M.A.: Genomic analysis of clinical samples with serologic ABO blood grouping discrepancies: identification of 15 novel A and B subgroup alleles. Blood, 2001; 98: 1585-1593
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Olsson M.L., Michalewska B., Hellberg A., Walaszczyk A., Chester M.A.: A clue to the basis of allelic enhancement: occurrence of the Ax subgroup in the offspring of blood group O parents. Transfus. Med., 2005; 15: 435-442
[PubMed]  

[36] Orczyk-Pawilowicz M.: The role of fucosylation of glycoconjugates in health and disease. Post. Hig. Med. Dosw., 2007; 61: 240-252
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Patenaude S.I., Seto N.O., Borisova S.N., Szpacenko A., Marcus S.L., Palcic M.M., Evans S.V.:The structural basis for specificity in human ABO(H) blood group biosynthesis. Nat. Struct. Biol., 2002; 9: 685-690
[PubMed]  

[38] Schwarz H.P., Dorner F.: Karl Landsteiner and his major contributions to haematology. Br. J. Haematol., 2003; 121: 556-565
[PubMed]  

[39] Seltsam A., Blasczyk R.: Missense mutations outside the catalytic domain of the ABO glycosyltransferase can cause weak blood group A and B phenotypes. Transfusion, 2005; 45: 1663-1669
[PubMed]  

[40] Seltsam A., Das Gupta C., Wagner F.F., Blasczyk R.: Nondeletional ABO*O alleles express weak blood group A phenotypes. Transfusion, 2005; 45: 359-365
[PubMed]  

[41] Seltsam A., Hallensleben M., Kollmann A., Blasczyk R.: The nature of diversity and diversification at the ABO locus. Blood, 2003; 102: 3035-3042
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Sousa N., Anicchino-Bizzacchi J.M., Leite E.M., Locatelli M.F., Albuquerque D., Costa F.F., Barjas-Castro M.L.: Association of ABO gene mutations resulting in a rare B subgroup. Vox Sang., 2005; 88: 31-34
[PubMed]  

[43] Sun C.F., Chen D.P., Lin K.T., Wang W.T., Wang Y.C., Yu L.C.: Molecular genetic analysis of the Bel phenotype. Vox Sang., 2003; 85: 216-220
[PubMed]  

[44] Sun C.F., Yu L.C., Chen I.P., Chou D.L., Twu Y.C., Wang W.T., Lin M.: Molecular genetic analysis for the Ae1 and A3 alleles. Transfusion, 2003; 43: 1138-1144
[PubMed]  

[45] Watson J., Baker T., Bell S., Gann A., Levine M., Losick R.: Molecular Biology of the Gene, Benjamin Cummings, 2004

[46] Yamamoto F.: Review: ABO blood group system–ABH oligosaccharide antigens, anti-A and anti-B, A and B glycosyltransferases, and ABO genes. Immunohematol., 2004; 20: 3-22
[PubMed]  

[47] Yamamoto F., Marken J., Tsuji T., White.T, Clausen H., Hakomori S.: Cloning and characterization of DNA complementary to human UDP-GalNAc: Fucα1–>2Galα1–>3GalNAc transferase (histo-blood group A transferase) mRNA. J. Biol. Chem., 1990; 265: 1146-1151
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[48] Yazer M.H.: What a difference 2 nucleotides make: a short review of ABO genetics. Transfus. Med. Rev., 2005; 19: 200-209
[PubMed]  

[49] Yip S.P.: Sequence variation at the human ABO locus. Ann. Hum. Genet., 2002; 66: 1-27
[PubMed]  

[50] Yoshida A., Yamato K., Dave V., Yamaguchi H., Okubo Y.: A case of weak blood group B expression (Bm) associated with abnormal blood group galactosyltransferase. Blood, 1982; 59: 323-327
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[51] Yu L.C., Twu Y.C., Chou M.L., Chang C.Y., Wu C.Y., Lin M.: Molecular genetic analysis for the B(3) allele. Blood, 2002; 100: 1490-1492
[PubMed]  

Full text