Streszczenie

Metylacja DNA jest modyfikacją epigenetyczną odgrywającą główną rolę w procesie piętno­wania gamet. Piętnowanie gamet określa zjawisko zróżnicowanej ekspresji dla puli genów ro­dzicielskich w nowo powstałym organizmie. Celem piętnowania jest to, aby z pary alleli odzie­dziczonych od rodziców, ekspresji ulegał tylko jeden określony allel matczyny lub ojcowski. Zaburzenia w piętnowaniu rodzicielskim mogą powodować występowanie chorób genetycznych potomstwa (m.in. zespoły Angelmana (AS)/Pradera-Williego (PWS), Beckwitha-Wiedemanna (BWS), Silver-Russella (SRS)) oraz wpływać na pojawienie się zmian nowotworowych. Ponadto zastosowanie niedojrzałych gamet (również pod względem piętna) w technikach wspomaganego rozrodu niesie ryzyko wystąpienia chorób genetycznych w rozwoju osobniczym. Rodzicielskie piętno genomowe ustalone podczas gametogenezy jest dziedziczone przez potomstwo i nie ule­ga zmianom podczas rozwoju osobniczego.

Słowa kluczowe:piętnowanie gamet/genomu • metylacja DNA • modyfikacje epigenetyczne

Summary

Differences in epigenetic patterns in male and female organisms highlight the key role of epige­netic mechanisms in development, initiated in gametogenesis. A consequence of imprinting is the expression of only one allele – maternal or paternal. Disturbances in imprinting cause genetic disorders (e.g., Angelman syndrome, Prader-Willi syndrome, Beckwith-Wiedemann syndrome, Silver-Russell syndrome) or influence cancer development. Also immature gametes used in artifi­cial reproductive technologies may increase the risk of genetic disorders in offspring. Imprinting is heritable and does not change during the lifetime of an organism.

Key words:gametic/genomic imprinting • DNA methylation • epigenetic modifications

Wykaz skrótów:

ART – techniki wspomaganego rozrodu (human-assisted reproduction technologies); BORIS – białko regulacyjne miejsc z piętnem (brother of regulation of imprinted sites); CTCF – czynnik wiążący CCCTF (CCCTF-binding factor); DMD/DMR – domena/region o zróżnicowanej metylacji (differentially methylated domain/differentially methylated region); DNMT – metylotransferaza DNA (DNA-methyltranspherase); IC/ICR – centrum piętnowania/region kontroli piętnowania (imprinting center/imprinting control region); ICSI – docytoplazmatyczna mikroiniekcja plemnika (intracytoplasmic sperm injection); UPD – disomia jednorodzicielska (uniparental disomy).

Zmiany epigenetyczne są odpowiedzialne za występowa­nie i dziedziczenie wzoru ekspresji genów, przy czym nie wpływają na sekwencję nukleotydową DNA. Głównym me­chanizmem epigenetycznym regulującym ekspresję genów, oprócz czynników epigenetycznych, takich jak acetylacja czy fosforylacja jest symetryczna metylacja cytozyny w po­zycji 5′ dinukleotydu CpG. Metylacja odpowiedzialna jest za piętnowanie gamet, inaktywację chromosomu X, a także zmiany w konformacji białek oraz wyciszanie ekspresji ge­nów z udziałem niskocząsteczkowego RNA [46]. Ponadto metylacja reszt lizynowych histonów wpływa na zmiany konfiguracji chromatyny, tzn. w zależności od tego, któ­ra lizyna jest zmetylowana, różny jest poziom aktywności transkrypcyjnej danego genu, np. metylacja H3K4 w miej­scu startu transkrypcji jest skorelowana z aktywną ekspre­sją genu, w przeciwieństwie do metylacji H3K9 w promo­torze, wywołującej brak ekspresji genu [9]. Obserwowane od lat różnice we wzorach metylacji genomu w zależności od płci, wskazują na istotną rolę mechanizmów epigene­tycznych w prawidłowym rozwoju organizmów począw­szy od gametogenezy.

Do prawidłowego rozwoju ludzkiego zarodka konieczna jest jednoczesna obecność genomów męskiego i żeńskie­go, które różnią się w funkcjonowaniu, co zostało odkry­te podczas uzyskiwania zarodków mysich w wyniku mi­kromanipulacyjnego podawania przedjądrza do oocytu [16,33,41]. Zaobserwowano, że embriony ginogenetycz­ne (dwa przedjądrza żeńskie w oocycie) oraz androgene­tyczne (męskie) nie rozwijały się prawidłowo i obumiera­ły, mimo prawidłowej liczby chromosomów. Wykazano, że genom ojcowski jest odpowiedzialny za wczesny rozwój łożyska, natomiast matczyny za rozwój zarodka, co jedno­znacznie oznacza nierównocenność genetyczną genomów matki i ojca [5,17]. Różnice funkcjonalne genomów rodzi­cielskich wynikają z tzw. piętnowania gamet (imprinting), do którego dochodzi podczas gametogenezy.

Piętnowanie gamet a metylacja DNA

Piętnowanie (wyłączenie) określa zjawisko zróżnicowanej ekspresji dla pewnej puli genów rodzicielskich w nowo po­wstałym organizmie i dotyczy 0,1-1% wszystkich genów [59]. Jest rzeczą funkcjonalnie istotną, aby z pary alle­li odziedziczonych od rodziców, ekspresji ulegał tylko je­den określony allel (matczyny lub ojcowski). Dotychczas u ssaków zidentyfikowano 27 regionów chromosomów zawierających prawie 80 jednostek transkrypcyjnych (tj. grup transkryptów o wspólnej lokalizacji chromosomowej) ulegających piętnowaniu, w tym około 40 u ludzi i ponad 2000 u myszy [53,60]. Mechanizm piętnowania polega na metylacji DNA, w wyniku której geny metylowane stają się nieaktywne. Nałożenie piętna poprzez metylację DNA zachodzi podczas gametogenezy (ryc. 1) [1,8].

Ryc. 1. Zjawisko piętnowania gamet (schemat); na chromosomach zaznaczono kolorami: czerwony – piętnowanie genów matki, zielony – piętnowanie genów ojca

Piętnowanie w oocytach odbywa się podczas fazy wzrostu oocytów I rzędu. W stadium pęcherzyków pierwotnych lub pierwszorzędowych napiętnowaniu ulegają geny: Snrpn, Znf127, Ndn; natomiast przy pęcherzykach drugorzędo­wych piętnowanie dotyczy genów: Peg3, Igf2r i p57^KIP2 [26,47,54]. W męskich komórkach rozrodczych do nało­żenia piętna dochodzi w spermatocytach I rzędu w czasie leptotenu i zygotenu [1,8,38]. W męskiej linii komórek rozrodczych dotychczas szczegółowo zajęto się 3 genami: IGF2/H19, Rasgrf1, Gtl2 [44,70]. Wzór piętna odziedzi­czony od rodziców nie ulega zmianom w trakcie rozwo­ju organizmu, mimo że procesom różnicowania komórek i tkanek towarzyszą liczne modyfikacje epigenetyczne ca­łego genomu. Cykl przeprogramowania komórek zosta­je zakończony na wczesnych etapach rozwoju zarodka. Wtedy to dochodzi do wytworzenia pierwotnych komó­rek płciowych, które ulegają przemieszczeniu do zawiąz­ków gonad. W tym czasie rozpoczyna się wymazywanie rodzicielskiego piętna genomowego. Proces ten zostaje za­kończony w profazie I podziału mejotycznego w przypad­ku oocytów, natomiast w przypadku spermatogonii odby­wa się to na etapie mitozy [1,49].

Jedną z modyfikacji epigenetycznych całego genomu jest metylacja towarzysząca piętnowaniu gamet, ale całkowi­cie niezależna od procesu gametogenezy. Podczas rozwo­ju gamet, kiedy dochodzi do wymazania i ponownego na­łożenia piętna gametom, występuje spadek a następnie wzrost liczby metylowanych grup DNA. Po zapłodnieniu dochodzi do gwałtownej demetylacji obu genomów, zanim zarodek osiągnie stadium moruli. Genom ojcowski ulega gwałtownej demetylacji jeszcze przed utworzeniem przed­jądrza męskiego, natomiast demetylacja genomu matczy­nego rozpoczyna się i stopniowo postępuje po powstaniu obu przedjądrzy. Jedynie geny, których dotyczy zjawisko piętnowania nie ulegają zmianom w metylacji i tym sa­mym zarodek dziedziczy wzór piętnowania od rodziców. Po osiągnięciu przez zarodek stadium moruli oba genomy ulegają de novo metylacji (ryc. 1) [1,8,10,20,24]. Metylacja genomu zarodka (niezależna od piętnowania), jest kontro­lowana podczas kolejnych cykli replikacyjnych przez mety­lotransferazy DNA (DNMT – DNA-methyltranspherase), głównie DNMT3a, DNMT3b oraz DNMT3L [11,25,55,56].

Zaobserwowano, że zaburzenia w funkcjonowaniu tych en­zymów lub brak ich funkcji podczas spermatogenezy po­wodują zaburzenia przebiegu metylacji lub jej zatrzymanie. Metylazy DNMT (homolog mysi – Dnmt) katalizują prze­niesienie grupy metylowej z donora (S-adenozylometionina) na pozycję 5′ pierścienia cytozyny w dinukleotydach wysp CpG (ryc. 2). W czasie trwania stadiów zygota – blastocy­sta odbywa się pasywna demetylacja genomu zależna od replikacji, ponieważ enzym Dnmt1 nie ma dostępu do jądra komórkowego aż do zarodkowego stadium ośmiokomór­kowego, kiedy to wnika do niego i bierze udział w jednym cyklu replikacyjnym, a następnie ponownie zostaje wyklu­czony [29]. Sposób funkcjonowania metylazy Dnmt1 od­kryto u myszy, u których zastosowano wykluczenie genu (nokaut) postaci Dnmt1 oocytowej i przedimplantacyjnej, kiedy to wykazano, że brak tego enzymu w oocytach po­woduje obumieranie większości potomstwa na wczesnym etapie rozwoju. Ponadto allele z piętnem tracą około 50% metylacji, co podkreśla rolę enzymu podczas zapłodnie­nia [43,59]. Po implantacji zarodka niezmetylowane allele genów z piętnem ulegają metylacji de novo przez metyla­zy Dnmt3a i 3b [11,24,25,55,56]. Potwierdziły to badania prowadzone na myszach z nokautami genów kolejnych de­metylaz DNA:
(i) genotyp Dnmt1^-/-: zatrzymanie rozwoju zarodka od 8,5 dnia po demetylacji genomu;
(ii) genotyp Dnmt3a^-/-: zaburzenia funkcjonowania jeli­ta, defekt spermatogenezy oraz śmierć w wieku 4 ty­godni;
(iii) genotyp Dnmt3b^-/-: demetylacja satelitarnego DNA, defekty w cewie nerwowej oraz obumarcie zarodka w 14,5-18,5 dniu rozwoju;
(iv) genotyp Dnmt3a^-/-, 3b^-/-: zablokowanie inicjacji me­tylacji DNA zarodka de novo po implantacji oraz za­trzymanie rozwoju zarodka po 8,5 dniach;
(v) genotyp Dnmt3l^-/-: uniemożliwienie utrzymania pięt­na matczynego w oocytach oraz niepłodność samców na skutek defektów spermatogenezy [55]. Demetylaza Dnmt3l ma zdolność autometylacji [1,73].

Ryc. 2. Mechanizm metylacji cytozyny w pozycji 5 przez metylotransferazę DNMT

Piętnowanie gamet a techniki wspomaganego rozrodu

Liczne badania dowiodły, że zaburzenia wzoru piętna mogą być odpowiedzialne za nieprawidłowy rozwój zarodka oraz mogą wykazywać ścisły związek z niektórymi choroba­mi o podłożu genetycznym [2,3,15,28,46,48,69]. Do pra­widłowego rozwoju zarodka niezbędne jest wymazanie piętna gamet podczas gametogenezy. Jeżeli w technikach wspomaganego rozrodu (ART – human-assisted reproduc­tion technologies) stanowiących w niektórych krajach aż 1-3% wszystkich żywych urodzeń, zostaną wykorzystane gamety, które nie osiągnęły wymaganego poziomu dojrza­łości, w powstałym zarodku mogą się pojawić zaburze­nia rozwoju na skutek braku prawidłowej aktywacji ge­nów niezbędnych do jego rozwoju [12,14,48,49]. Dotyczy to w szczególności zastosowania metody docytoplazma­tycznej mikroiniekcji plemnika (ICSI – intracytoplasmic sperm injection) [51]. Zaburzenia piętnowania mogą tak­że wynikać z dojrzewania oocytów in vitro, przeprowa­dzania manipulacji na oocytach i hiperstymulacji jajników, a także w wyniku pozyskiwania do rozrodu niedojrzałych plemników [2]. Może to wynikać z tego, iż geny ulega­ją piętnowaniu na różnym etapie rozwoju komórek roz­rodczych [64]. Zaobserwowano więcej nieprawidłowości w piętnowaniu matczynym [76]. Ciekawym wydaje się stwierdzenie, że zmiany wzoru metylacji DNA towarzy­szące piętnowaniu, mogą być także wynikiem sposobu od­żywiania się matki podczas ciąży [42,66,74] oraz mogą być związane z przebytym stresem [6]. Wpływ zmian epigenetycznych daje się zauważyć również w przypad­ku klonowania somatycznego [16]. Większość zarodków uzyskanych w ten sposób charakteryzuje się wieloma za­burzeniami rozwojowymi lub zamiera krótko po implan­tacji. Sugeruje się, że przyczyną tego zjawiska może być brak odpowiednich warunków do przeprogramowania ją­dra somatycznego w zygotyczne. Jądro komórki somatycz­nej ma bowiem już swoją historię i po wielu podziałach mitotycznych ekspresja genów jest w nim inna od ekspre­sji genów jądra zygotycznego.

Zaburzenia piętnowania gamet a choroby genetyczne

W przypadku większości genów autosomalnych allele ojca i matki są równocenne – nie ma różnic w potencjale ekspresji między dwoma rodzicielskimi allelami. Jednak wiele genów u człowieka znanych jest z ekspresji tylko jednego allelu rodzicielskiego – matczynego lub ojcow­skiego, nigdy zaś z obu jednocześnie. Jeden z alleli ulega represji w danym typie komórki przy zachowaniu prawi­dłowej, niezmienionej aktywności drugiego allelu. W nie­których przypadkach wybór allelu ulegającego ekspresji nie jest przypadkowy, a allel ulegający represji jest wtedy dziedziczony zawsze po ojcu lub zawsze po matce (ryc. 3) [1,42,43,56,59].

Ryc. 3. Mechanizmy prowadzące do zaburzenia ekspresji genów z piętnem znajdujących się na chromosomach matczynym lub/i ojcowskim; ICR – region kontroli piętnowania

Zaobserwowano związek zaburzeń piętnowania rodziciel­skiego z chorobami genetycznymi potomstwa, których jednym z objawów jest opóźniony rozwój umysłowy. Są to m.in.: zespół Angelmana (AS)/Pradera-Williego (PWS) (locus 15q11-q13), Beckwitha-Wiedemanna (BWS) (11p15.5), Silvera-Russella (SRS) oraz tzw. syndrom dużego potomstwa (u owiec i bydła) [2,19,52,68,72]. Zaobserwowano także związek zaburzeń piętnowania z po­jawianiem się zmian nowotworowych. Sugeruje się, że na skutek hipometylacji protoonkogenów dochodzi do ich eks­presji i pojawienia się nowotworu [20,62]. Zaobserwowano także zmieniony wzór metylacji genu H19 (11p15.5) u 25% mężczyzn z oligozoospermią [18,50,51]. Gen H19 piętno­wany jest ojcowsko, obserwuje się stosunkowo wysoki po­ziom mRNA dla tego genu i ulega on ekspresji w trofobla­ście [62,70]. Zaobserwowano, że hipometylacja genu H19 może być czynnikiem prowadzącym do inaktywacji genu IGF2 w obu allelach rodzicielskich, co skutkuje zaburze­niami w rozwoju zarodka i może być przyczyną powsta­nia kosmówczaka [62,70].

U człowieka opisano dotąd wiele przykładów chorób zwią­zanych z zaburzeniami piętnowania, jakkolwiek zespoły Angelmana (AS), Pradera-Williego (PWS) oraz Beckwitha-Wiedemanna (BWS) i Silvera-Russella (SRS) stanowią choroby opisywane zarówno klinicznie jak i molekularnie.

Zespół Angelmana – występuje z częstotliwością 1/12000 urodzeń, charakteryzuje się opóźnieniem umysłowym, za­burzeniami mowy, ataksją ruchową, autyzmem, nadpobu­dliwością (częsty śmiech, podniecenie). Często towarzyszy mu mniejsza masa mózgu. Jest wynikiem braku ekspresji lub też utraty funkcjonalności genu UBE3A dziedziczo­nego po matce, umiejscowionego w locus 15q11.2-q13 [22,49]. Produkt tego genu – ligaza ubikwitynowa, jest odpowiedzialny za wskazanie wybranych białek do degra­dacji poprzez ich ubikwitynację. Gen UBE3A jest genem napiętnowanym i ulega ekspresji tylko w mózgu z allelu matczynego, natomiast ojcowska kopia pozostaje wyci­szona [22,49,75].

Zespół Pradera-Williego – charakteryzuje się hipotonią, problemami z ssaniem u noworodka oraz nadmiernym apetytem prowadzącym z wiekiem do rozwoju otyłości (przypuszczalnie na skutek zaburzonej regulacji home­ostazy glukozy przez białko regulatorowe NRF-1 lub za­burzonej ekspresji genu MEGEL2 na wczesnych etapach rozwoju układu nerwowego) [13,57]. Również zdolności motoryczne i nauka mowy są nieprawidłowe. Towarzyszą mu także hipogonadyzm i niepłodność. Przypuszcza się, że za uwidocznienie fenotypu PWS odpowiedzialna jest ekspresja allelu ojcowskiego, przy wyciszonym allelu mat­ki [22,49,72].

Oba zespoły, zarówno AS jak i PWS, wykazują różne, cha­rakterystyczne dla siebie objawy fenotypowe, tym niemniej mikrodelecja regionu 15q11.2-q13 jest elementem wspól­nym obu zespołów. W regionie tym znajduje się wiele ge­nów, których delecja oraz zjawisko piętnowania powodu­je, że ta sama wada genetyczna fenotypowo objawia się w różny sposób. W przypadku AS występuje mikrode­lecja genu UBE3A na allelu matczynym, gdzie znajduje się aktywna kopia tego genu, jakkolwiek cechy fenotypo­we nie wynikają z utraty innych genów z piętnem znajdu­jących się także w tym regionie. Natomiast w przypadku PWS jest odwrotnie – fenotyp jest wynikiem mikrodelecji prowadzącej do utraty genów, które ulegały ekspresji z al­lelu ojcowskiego, a utrata ojcowskiej kopii genu UBE3A nie jest czynnikiem prowadzącym do zmian fenotypowych, ponieważ gen ten jest wyciszony [22,71].

Istnieje wiele mechanizmów molekularnych oprócz opisa­nej wyżej mikrodelecji, które mogą wywoływać obydwa zespoły [2,28,71]. Delecja regionu 15q11.2-q13 zawiera­jącego aktywną kopię genu UBE3A występuje w 65-75% przypadków AS [2,28,71]. Do innych przyczyn należy tak­że ojcowska disomia jednorodzicielska (UPD – paternal uniparental disomy), w której obie kopie chromosomu 15 są dziedziczone ojcowsko i tym samym zawierają piętno ojcowskie z wyciszoną kopią genu UBE3A [28,71]. W ta­kim przypadku mówi się o przyczynach epigenetycznych AS, a nie genetycznych, ponieważ nie dochodzi do zmian w sekwencji DNA. Mechanizm ten stanowi 5% przypad­ków AS. Ponadto mutacje punktowe genu UBE3A (10% przypadków) prowadzące do utraty funkcji genu, przy jed­noczesnej ekspresji kopii matczynej i zachowanym prawi­dłowym wzorze piętnowania, też mogą powodować AS [28,71]. Również zakłócenia samego piętnowania polega­jące na tym, iż kopia matczyna ma epigenom ojcowski, sta­nowią 2-3% przypadków AS. Tego typu zakłócenia pro­wadzić mogą do zmian w sekwencji nukleotydowej DNA, a zwłaszcza do małych delecji nukleotydów w tzw. cen­trum piętnowania (IC – imprinting center lub ICR – im­printing control region), którego funkcja nie jest dokład­nie poznana, ale przypuszcza się, że może mieć udział w ustalaniu prawidłowego wzoru piętnowania alleli ro­dzicielskich [72]. Na przykład domena o zróżnicowanej metylacji (DMD – differentially methylated domain lub DMR – differentially methylated region) [58], długości 2 kpz, umiejscowiona na allelu ojcowskim genu H19 w od­ległości -2 do -4 kpz od miejsca startu transkrypcji, od­grywa rolę centrum piętnowania, którego delecja powo­duje utratę piętna genów H19 i IGF2 [4,58,65]. IC/ICR są to sekwencje DNA umiejscowione w pobliżu promo­torów genów piętnowanych. Regiony te zawierają tande­mowo ułożone sekwencje repetytywne. Średnia długość ICR wynosi 18-170 pz i jest powtórzona 6-9 razy. Do ta­kich miejsc mogą się przyłączać czynniki transkrypcyj­ne, np. CTCF (CCCTC-binding factor – istotny dla ICR piętnowanej domeny H19/Igf2), czy czynnik YY1 (dla DMR genu Peg3) [34,35,60,61]. YY1 jest białkiem typu Gli-Kruppel, które rozpoznaje sekwencję CGCCATnTT (n – dowolny nukleotyd) umiejscowioną blisko promoto­ra lub pierwszego intronu genów Peg3, Xist, Tsix, Nespas. YY1 zawiera motyw palców cynkowych wiążących się do DMR wymienionych genów [35,36,37]. Białko to powodu­je wzrost wydajności transkrypcyjnej. Ponadto wpływa na zmianę oddziaływań przestrzennych między składnikami kompleksu transkrypcyjnego poprzez wyginanie cząstecz­ki DNA w rejonie promotora. Wzór metylacji IC/ICR jest różny w zależności od pochodzenia – centrum matczyne zawiera więcej metylowanych wysp CpG niż centrum oj­cowskie [40]. Około 80% genów z piętnem jest fizycznie połączonych między sobą zespołowo, co umożliwia wspól­ny udział ICR i elementów regulatorowych [60].

Zespół Beckwitha-Wiedemanna – pojawia się z częstotli­wością 1/14000 żywych narodzin i charakteryzuje się: ma­krosomią płodową, ubytkiem powłok jamy brzusznej, hipo­glikemią okołourodzeniową oraz powiększonym językiem. Ponadto BWS często towarzyszą: hemihipertrofia (nierówny wzrost jednej części ciała względem drugiej), organomega­lia, charakterystyczny wygląd twarzy i kształt uszu. Dzieci z zespołem BWS częściej zapadają na nowotwory zarodkowe oraz guz Willmsa (u 5-7% dzieci z BWS). Zaobserwowano, że wszystkie przyczyny występowania BWS są ściśle zwią­zane ze zjawiskiem piętnowania. Największy odsetek spora­dycznych przypadków BWS (60%) wynika ze zmian mety­lacji wpływających na ekspresję alleli z piętnem ojcowskim (IGF2 i KCNQ1OT) lub matczynym (H19 i CDKN1C). Prawie 20% stanowią przypadki wynikające z disomii jed­norodzicielskiej ze strony ojcowskiej, natomiast etiologia mechanizmu powstawania około 25% przypadków pozo­staje niewyjaśniona [48,49]. Prawie 40% przypadków BWS jest następstwem utraty metylacji matczynej, co prowadzi do epimutacji i defektu w IC2. Szacuje się, że wśród około 1% przypadków BWS pojawieniu się AS mogą towarzyszyć niezrównoważone translokacje chromosomowe obejmujące region na ramieniu q chromosomu 15 [48].

Zespół Silvera-Russella – jest klinicznie heterogennym zespołem zaobserwowanym po raz pierwszy w połowie lat 50 ub.w. niezależnie przez Silvera i Russella [19,21,63]. Charakteryzuje się m.in. opóźnionym wzrostem wewnątrz­macicznym, któremu towarzyszą asymetria i dysmorfia cia­ła, zahamowany rozwój czaszki, charakterystyczne rysy twa­rzy (w tym nisko osadzone uszy), nadmierna potliwość oraz hipoglikemia. Zespół ten nie jest szczegółowo opisany pod względem molekularnym, jednak wiadomo, że jego wy­stępowanie ma ścisły związek z piętnem genów umiejsco­wionych na chromosomach 7, 8, 11, 15, 17 i 18 [7,19,21,63]. Przyczynami SRS opisanymi najszerzej są zaburzenia piętna na chromosomach 7 i 11, co stanowi 70% przypadków tego zespołu. W tym 60% dotyczy dysregulacji genów z pięt­nem w locus 11p15, gdzie dochodzi do epimutacji ICR1, a to z kolei prowadzi do hipometylacji ICR1 w locus ge­nów IGF2/H19 [19,63]. Szacuje się, że w 35-65% przy­padków SRS fenotyp jest ściśle związany z hipometylacją genu H19 [21,63]. Około 10% przypadków dotyczy diso­mi jednorodzicielskiej (UPD) chromosomu 7 pochodzenia matczynego, na którym zaburzeniu ulega wzór piętna w loci 7p11.2-p13 i/lub 7q31-qter. Również dziedziczenie mutacji genu CFTR pochodzenia matczynego może być przyczy­ną wystąpienia SRS, jednak nadal nie jest to pewne [7,63].

Białko BORIS

Białko BORIS (brother of regulation of imprinted sites) jest swoistym dla męskich komórek rozrodczych paralo­giem białka CTCF [39,67]. Obydwa białka biorą udział w regulacji epigenetycznej genów przez tworzenie insu­latorów wrażliwych na metylację, które są odpowiedzialne m.in. za inaktywację chromosomu X oraz ekspresję genów z piętnem [77]. Są to białka zachowane w ewolucji, które pojawiły się przeszło 100 mln lat temu [27]. Ulegają ubi­kwitynacji oraz mogą się wiązać do ponad 20000 miejsc w ludzkim genomie. Ponadto mają domenę złożoną z 11 palców cynkowych, ale różne końce: aminowy i karbok­sylowy, co jest czynnikiem decydującym o zróżnicowanej funkcji obu białek [45]. CTCF ulega ekspresji we wszyst­kich tkankach organizmu, natomiast BORIS obecne jest wyłącznie w gonadzie męskiej i ulega ekspresji w trak­cie spermatogenezy [45,67]. Wyjątek stanowią nowotwo­ry, w obecności których dochodzi do ekspresji tego białka w różnych tkankach. BORIS odpowiedzialne jest za utrzy­manie różnego wzoru metylacji w ICR genów IGF2/H19 [32]. U myszy, u których ekspresja genów zależy od ICR, BORIS wiąże się podczas metylacji z ICR, CTCF rów­nież do ICR, ale tylko do niezmetylowanego chromoso­mu pochodzenia matczynego. Można więc powiedzieć, że BORIS ustanawia wzór metylacji, który następnie ulega interpretacji przez CTFC, a to w konsekwencji prowadzi do regulacji ekspresji genów piętnowanych Igf2/H19 [7].

Sposób dziedziczenia fenotypu spowodowanego przez mu­tację genu z piętnem nie przekłada się na sposób dziedzi­czenia autosomalny dominujący, autosomalny recesywny czy związany z chromosomem X. Fenotyp obecny jest wy­łącznie wtedy, gdy zmutowany allel jest dziedziczony na chromosomie ojcowskim i ulega ekspresji w przeciwień­stwie do wyciszonego. Powoduje to obecność tych samych nieprawidłowości genetycznych u odległych sobie człon­ków rodziny. W przypadku mutacji w genie UBE3A lub też wystąpieniu defektu IC, niezwykle istotne jest to, kto przekazuje zmutowany allel potomstwu. AS obserwowany jest tylko w wyniku przekazania mutacji w linii matczynej [75]. Mutacja tego genu w kopii allelu odziedziczonego po ojcu będzie wyciszona i tym samym nie pojawi się feno­typ AS. Ojciec nosiciel zmutowanego allelu przekaże mu­tację 50% potomstwa (zawiera 2 allele, 1 z mutacją, dru­gi bez), a ponieważ jednocześnie ma on allel podlegający imprintingowi, gen będzie wyciszony [75]. Matka, która odziedziczyła zmutowany gen po swoim ojcu będzie z kolei przekazywała potomstwu to piętnowanie i tym samym, je­śli przekaże ona zmutowaną kopię potomstwu, będzie ono posiadało mutację na aktywnym allelu [75].

Należy zwrócić również uwagę na tzw. hipotezę konfliktu materiału genetycznego ojca i matki [23,30,31,52]. Mówi ona, że genom ojcowski ukierunkowany jest na maksy­malne wykorzystanie zasobów matczynych do rozwoju potomstwa, aby było duże, zdrowe i dobrze rozwinięte. Jednocześnie genom matki nastawiony jest na zabezpiecze­nie zasobów przyszłemu potomstwu, tak aby ich wielkość i liczebność pozostała optymalna. Hipoteza konfliktu jest zgodna z obserwacjami prawidłowej ekspresji większości genów ulegających piętnowaniu.

Piętnowanie genów odgrywa znaczącą rolę podczas roz­woju nowego organizmu, rozwoju poszczególnych linii komórkowych oraz w uwarunkowaniu niektórych cho­rób, tak więc poznanie zasad rządzących zmianami epi­genetycznymi, zwłaszcza dotyczących wzorów metylacji poszczególnych genów, chromosomów, a nawet całego genomu, wydaje się jednym z ważnych priorytetów współ­czesnej nauki.

PIŚMIENNICTWO

[1] Allegrucci C., Thurston A., Lucas E., Young L.: Epigenetics and the germline. Reproduction, 2005; 129: 137-149
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Allen C., Reardon W.: Assisted reproduction technology and defects of genomic imprinting. BJOG, 2005; 112: 1589-1594
[PubMed]  

[3] Amor D.J., Halliday J.: A review of known imprinting syndromes and their association with assisted reproduction technologies. Hum. Reprod., 2008; 23: 2826-2834
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Arney K.L.: H19 and Igf2 – enhancing the confusion? Trends Genet., 2003; 19: 17-23
[PubMed]  

[5] Barton S.C., Surani M.A., Norris M.L.: Role of paternal and maternal genomes in mouse development. Nature, 1984; 311: 374-376
[PubMed]  

[6] Bellinger D.L., Lubahn C., Lorton D.: Maternal and early life stress effects on immune function: relevance to immunotoxicology. J. Immunotoxicol., 2008; 5: 419-444
[PubMed]  

[7] Bernier-Latmani J., Baumer A., Shaw P.: No evidence for mutations of CTCFL/BORIS in Silver-Russell syndrome patients with IGF2/H19 imprinting control region 1 hypomethylation. PLoS One, 2009; 4: e6631
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Biermann K., Steger K.: Epigenetics in male germ cells. J. Androl., 2007; 28: 466-480
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Black J.C., Whetstine J.R.: Chromatin landscape: Methylation beyond transcription. Epigenetics, 2011; 6: 9-15
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[10] Bourc’his D., Proudhon C.: Sexual dimorphism in parental imprint ontogeny and contribution to embryonic development. Mol. Cell. Endocrinol., 2008; 282: 87-94
[PubMed]  

[11] Bourc’his D., Xu G.L., Lin C.S., Bollman B., Bestor T.H.: Dnmt3L and the establishment of maternal genomic imprints. Science, 2001; 294: 2536-2539
[PubMed]  

[12] Bukulmez O.: Does assisted reproductive technology cause birth defects? Curr. Opin. Obstet. Gynecol., 2009; 21: 260-264
[PubMed]  

[13] Cam H., Balciunaite E., Blais A., Spektor A., Scarpulla R.C., Young R., Kluger Y., Dynlacht B.D.: A common set of gene regulatory networks links metabolism and growth inhibition. Mol. Cell, 2004; 16: 399-411
[PubMed]  

[14] Carrell D.T.: Contributions of spermatozoa to embryogenesis: assays to evaluate their genetic and epigenetic fitness. Reprod. Biomed. Online, 2008; 16: 474-484
[PubMed]  

[15] De Rycke M., Liebaers I., Van Steirteghem A.: Epigenetic risks related to assisted reproductive technologies: risk analysis and epigenetic inheritance. Hum. Reprod., 2002; 17: 2487-2494
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Eilertsen K.J., Power R.A., Harkins L.L., Misica P.: Targeting cellular memory to reprogram the epigenome, restore potential, and improve somatic cell nuclear transfer. Anim. Reprod. Sci., 2007; 98: 129-146
[PubMed]  

[17] Engelstädter J.: Constraints of the evolution of asexual reproduction. Bioessays, 2008; 30: 1138-1150
[PubMed]  

[18] Filipponi D., Feil R.: Perturbation of genomic imprinting in oligozoospermia. Epigenetics, 2009; 4: 27-30
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[19] Gicquel C., Rossignol S., Cabrol S., Houang M., Steunou V., Barbu V., Danton F., Thibaud N., Le Merrer M., Burglen L., Bertrand A.M., Netchine I., Le Bouc Y.: Epimutation of the telomeric imprinting center region on chromosome 11p15 in Silver-Russell syndrome. Nat. Genet., 2005; 37: 1003-1007
[PubMed]  

[20] Godmann M., Lambrot R., Kimmins S.: The dynamic epigenetic program in male germ cells: Its role in spermatogenesis, testis cancer, and its response to the environment. Microsc. Res. Tech., 2009; 72: 603-619
[PubMed]  

[21] Gucev Z.S., Tasic V., Jancevska A., Kirovski I.: A case of Silver-Russell syndrome (SRS): multiple pituitary hormone deficiency, lack of H19 hypomethylation and favourable growth hormone (GH) treanment response. J. Genet., 2009; 88: 239-243
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[22] Gurrieri F., Accadia M.: Genetic imprinting: the paradigm of Prader-Willi and Angelman syndromes. Endocr. Dev., 2009; 14: 20-28
[PubMed]  

[23] Haig D.: Genomic imprinting and the theory of parent-offspring conflict. Semin. Dev. Biol., 1992; 3: 153-160

[24] Hajkova P., Erhardt S., Lane N., Haaf T., El-Maarri O., Reik W., Walter J., Surani M.A.: Epigenetic reprogramming in mouse primordial germ cells. Mech. Dev., 2002; 117: 15-23
[PubMed]  

[25] Hata K., Okano M., Lei H., Li E.: Dnmt3L cooperates with the Dnmt3 family of de novo DNA methyltransferases to establish maternal imprints in mice. Development, 2002; 129: 1983-1993
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Hiura H., Obata Y., Komiyama J., Shirai M., Kono T.: Oocyte growth-dependent progression of maternal imprinting in mice. Genes Cells, 2006; 11: 353-361
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[27] Hore T.A., Deakin J.E., Marshall Graves J.A.: The evolution of epigenetic regulators CTCF and BORIS/CTCFL in amniotes. PLoS Genet., 2008; 4: e1000169
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Horsthemke B., Wagstaff J.: Mechanisms of imprinting of the Prader-Willi/Angelman region. Am. J. Med. Genet. A, 2008; 146A: 2041-2052
[PubMed]  

[29] Howell C.Y., Bestor T.H., Ding F., Latham K.E., Mertineit C., Trasler J.M., Chaillet J.R.: Genomic imprinting disrupted by a maternal effect mutation in the Dnmt1 gene. Cell, 2001; 104: 829-838
[PubMed]  

[30] Isles A.R., Holland A.J.: Imprinted genes and mother-offspring interactions. Early Hum. Dev., 2005; 81: 73-77
[PubMed]  

[31] Iwasa Y.: The conflict theory of genomic imprinting: how much can be explained? Curr. Top. Dev. Biol., 1998; 40: 255-293
[PubMed]  

[32] Jelinic P., Stehle J.C., Shaw P.: The testis-specific factor CTCFL cooperates with the protein methyltransferase PRMT7 in H19 imprinting control region methylation. PLoS Biol., 2006; 4: e355
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Jiang H., Sun B., Wang W., Zhang Z., Gao F., Shi G., Cui B., Kong X., He Z., Ding X., Kuang Y., Fei J., Sun Y.J., Feng Y., Jin Y.: Activation of paternally expressed imprinted genes in newly derived germline-competent mouse parthenogenetic embryonic stem cell lines. Cell Res., 2007; 17: 792-803
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Kim J.: Multiple YY1 and CTCF binding sites in imprinting control regions. Epigenetics, 2008; 3: 115-118
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[35] Kim J., Kollhoff A., Bergmann A., Stubbs L.: Methylation-sensitive binding of transcription factor YY1 to an insulator sequence within the paternally expressed imprinted gene, Peg3. Hum. Mol. Genet., 2003; 12: 233-245
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Kim J.D., Hinz A.K., Bergmann A., Huang J.M., Ovcharenko I., Stubbs L., Kim J.: Identification of clustered YY1 binding sites in imprinting control regions. Genome Res., 2006; 16: 901-911
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Kim J.D., Hinz A.K., Choo J.H., Stubbs L., Kim J.: YY1 as a controlling factor for the Peg3 and Gnas imprinted domains. Genomics, 2007; 89: 262-269
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[38] Kimmins S., Sassone-Corsi P.: Chromatin remodelling and epigenetic features of germ cells. Nature, 2005; 434: 583-589
[PubMed]  

[39] Klenova E.M., Morse H.C. 3^rd, Ohlsson R., Lobanenkov V.V.: The novel BORIS + CTCF gene family is uniquely involved in the epigenetics of normal biology and cancer. Semin. Cancer Biol., 2002; 12: 399-414
[PubMed]  

[40] Kobayashi H., Suda C., Abe T., Kohara Y., Ikemura T., Sasaki H.: Bisulfite sequencing and dinucleotide content analysis of 15 imprinted mouse differentially methylated regions (DMRs): paternally methylated DMRs contain less CpGs than maternally methylated DMRs. Cytogenet. Genome Res., 2006; 113: 130-137
[PubMed]  

[41] Kono T.: Genetic modification for bimaternal embryo development. Reprod. Fertil. Dev., 2009; 21: 31-36
[PubMed]  

[42] Le Clair C., Abbi T., Sandhu H., Tappia P.S.: Impact of maternal undernutrition on diabetes and cardiovascular disease risk in adult offspring. Can. J. Physiol. Pharmacol., 2009; 87: 161-179
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[43] Li E.: Chromatin modification and epigenetic reprogramming in mammalian development. Nat. Rev. Genet., 2002; 3: 662-673
[PubMed]  

[44] Li J.Y., Lees-Murdock D.J., Xu G.L., Walsh C.P.: Timing of establishment of paternal methylation imprints in the mouse. Genomics, 2004; 84: 952-960
[PubMed]  

[45] Loukinov D.I., Pugacheva E., Vatolin S., Pack S.D., Moon H., Chernukhin I., Mannan P., Larsson E., Kanduri C., Vostrov A.A., Cui H., Niemitz E.L., Rasko J.E., Docquier F.M., Kistler M., Breen J.J., Zhuang Z., Quitschke W.W., Renkawitz R., Klenova E.M., Feinberg A.P., Ohlsson R., Morse H.C. 3^rd, Lobanenkov V.V.: BORIS, a novel male germ-line-specific protein associated with epigenetic reprogramming events, shares the same 11-zinc-finger domain with CTCF, the insulator protein involved in reading imprinting marks in the soma. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 6806-6811
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Lucifero D., Chaillet J.R., Trasler J.M.: Potential significance of genomic imprinting defects for reproduction and assisted reproductive technology. Hum. Reprod. Update, 2004; 10: 3-18
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Lucifero D., Mann M.R., Bartolomei M.S., Trasler J.M.: Gene-specific timing and epigenetic memory in oocyte imprinting. Hum. Mol. Genet., 2004; 13: 839-849
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Maher E.: Imprinting and assisted reproductive technology. Hum. Mol. Genet., 2005; 14 (Suppl. 1): R133-R138
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[49] Manipalviratn S., DeCherney A., Segars J.: Imprinting disorders and assisted reproductive technology. Fertil. Steril., 2009; 91: 305-315
[PubMed]  

[50] Marques C.J., Costa P., Vaz B., Carvalho F., Fernandes S., Barros A., Sousa M.: Abnormal methylation of imprinted genes in human sperm is associated with oligozoospermia. Mol. Hum. Reprod., 2008; 14: 67-74
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Marques C.J., Francisco T., Sousa S., Carvalho F., Barros A., Sousa M.: Methylation defects of imprinted genes in human testicular spermatozoa. Fertil. Steril., 2010; 94: 585-594
[PubMed]  

[52] Moore T., Haig D.: Genomic imprinting in mammalian development: a parental tug-of-war. Trends Genet., 1991; 7: 45-49
[PubMed]  

[53] Morison I.M., Ramsay J.P., Spencer H.G.: A census of mammalian imprinting. Trends Genet., 2005; 21: 457-465
[PubMed]  

[54] Obata Y., Kono T.: Maternal primary imprinting is established at a specific time for each gene throughout oocyte growth. J. Biol. Chem., 2002; 277: 5285-5289
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Okano M., Bell D.W., Haber D.A., Li E.: DNA methyltransferases Dnmt3a and Dnmt3b are essential for de novo methylation and mammalian development. Cell, 1999; 99: 247-257
[PubMed]  

[56] Okano M., Xie S., Li E.: Dnmt2 is not required for de novo and maintenance methylation of viral DNA in embryonic stem cells. Nucleic Acids Res., 1998; 26: 2536-2540
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[57] O’Neill M.A., Farooqi I.S., Wevrick R.: Evaluation of Prader-Willi Syndrome gene MAGEL2 in severe childhood-onset obesity. Obes. Res., 2005; 13: 1841-1842
[PubMed]  

[58] Paoloni-Giacobino A., D’Aiuto L., Cirio M.C., Reinhart B., Chaillet J.R.: Conserved features of imprinted differentially methylated domains. Gene, 2007; 399: 33-45
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[59] Reik W., Santos F., Dean W.: Mammalian epigenomics: reprogramming the genome for development and therapy. Theriogenology, 2003; 59: 21-32
[PubMed]  

[60] Reinhart B., Chaillet J.R.: Genomic imprinting: cis-acting sequences and regional control. Int. Rev. Cytol., 2005; 243: 173-213
[PubMed]  

[61] Reinhart B., Paoloni-Giacobino A., Chaillet J.R.: Specific differentially methylated domain sequences direct the maintenance of methylation at imprinted genes. Mol. Cell. Biol., 2006; 26: 8347-8356
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[62] Riccio A., Sparago A., Verde G., De Crescenzo A., Citro V., Cubellis M.V., Ferrero G.B., Silengo M.C., Russo S., Larizza L., Cerrato F.: Inherited and sporadic epimutations at the IGF2-H19 locus in Beckwith-Wiedemann syndrome and Wilms’ tumor. Endocr. Dev., 2009; 14: 1-9
[PubMed]  

[63] Rossignol S., Netchine I., Le Bouc Y., Gicquel C.: Epigenetics in Silver-Russell syndrome. Best Pract. Res. Clin. Endocrinol. Metab., 2008; 22: 403-414
[PubMed]  

[64] Sato A., Otsu E., Negishi H., Utsunomiya T., Arima T.: Aberrant DNA methylation of imprinted loci in superovulated oocytes. Hum. Reprod., 2007; 22: 26-35
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Smith R.J., Arnaud P., Kelsey G.: Identification and properties of imprinted genes and their control elements. Cytogenet. Genome Res., 2004; 105: 335-345
[PubMed]  

[66] Sovik O., Tansek M.Z., Sagen J.V., Njolstad P.R.: Management of neonatal and infancy-onset diabetes mellitus. Endocr. Dev., 2007; 11: 94-105
[PubMed]  

[67] Tamminga J., Kathiria P., Koturbash I., Kovalchuk O.: DNA damage-induced upregulation of miR-709 in the germline downregulates BORIS to counteract aberrant DNA hypomethylation. Cell Cycle, 2008; 7: 3731-3736
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[68] Temple I.K.: Imprinting in human disease with special reference to transient neonatal diabetes and Beckwith-Wiedemann syndrome. Endocr. Dev., 2007; 12: 113-123
[PubMed]  

[69] Thompson J.R., Williams C.J.: Genomic imprinting and assisted reproductive technology: connections and potential risks. Semin. Reprod. Med., 2005; 23: 285-295
[PubMed]  

[70] Ueda T., Abe K., Miura A., Yuzuriha M., Zubair M., Noguchi M., Niwa K., Kawase Y., Kono T., Matsuda Y., Fujimoto H., Shibata H., Hayashizaki Y., Sasaki H.: The paternal methylation imprint of the mouse H19 locus is acquired in the gonocyte stage during foetal testis development. Genes Cells, 2000; 5: 649-659
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[71] Varela M.C., Kok F., Setian N., Kim C.A., Koiffmann C.P.: Impact of molecular mechanisms, including deletion size, on Prader-Willi syndrome phenotype: study of 75 patients. Clin. Genet., 2005; 67: 47-52
[PubMed]  

[72] Verona R.I., Mann M.R., Bartolomei M.S.: Genomic imprinting: intricacies of epigenetic regulation in clusters. Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 2003; 19: 237-259
[PubMed]  

[73] Waggoner D.: Mechanisms of disease: epigenesis. Semin. Pediatr. Neurol., 2007; 14: 7-14
[PubMed]  

[74] Waterland R.A., Jirtle R.L.: Early nutrition, epigenetic changes at transposons and imprinted genes, and enhanced susceptibility to adult chronic diseases. Nutrition, 2004; 20: 63-68
[PubMed]  

[75] Webster K.E., O’Bryan M.K., Fletcher S., Crewther P.E., Aapola U., Craig J., Harrison D.K., Aung H., Phutikanit N., Lyle R., Meachem S.J., Antonarakis S.E., de Kretser D.M., Hedger M.P., Peterson P., Carroll B.J., Scott H.S.: Meiotic and epigenetic defects in Dnmt3L-knockout mouse spermatogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 4068-4073
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Wilkins-Haug L.: Epigenetics and assisted reproduction. Curr. Opin. Obstet. Gynecol., 2009; 21: 201-206
[PubMed]  

[77] Xu N., Donohoe M.E., Silva S.S., Lee J.T.: Evidence that homologous X-chromosome pairing requires transcription and Ctcf protein. Nat. Genet., 2007: 39: 1390-1396
[PubMed]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text