Streszczenie

Utrzymanie homeostazy organizmu zależne jest od prawidłowego funkcjonowania poszczegól­nych układów czynnościowych, co z kolei jest wynikiem sprawnej komunikacji pomiędzy ele­mentami każdego z systemów, a nierzadko również pomiędzy układami. Komunikacja ta reali­zować się może między sąsiadującymi komórkami, jak również na odległość, drogą endokrynną. Jako przekaźniki informacji funkcjonują cząsteczki białkowe, takie jak hormony, neuroprzekaź­niki i cytokiny. Obecnie wiadomo też, że regulacja funkcjonowania komórki odbywać się może ponadto za pośrednictwem krótkich odcinków RNA. Mechanizm odkryty relatywnie niedawno, zdążył już doczekać się tysięcy publikacji opisujących jego rolę zarówno w prawidłowym funk­cjonowaniu organizmu, jak i w patogenezie m.in. nowotworów i schorzeń autoimmunizacyjnych.
Krótkie regulacyjne RNA (srRNA) mogą powstawać na bazie genomu (zarówno eksonów jak i in­tronów) danej komórki, bądź być do niej wprowadzane z zewnątrz. U ssaków, dzięki swej komple­mentarności do docelowych mRNA i kooperacji z białkami rodziny Ago/PIWI, z którymi tworzą efektorowe kompleksy rybonukleoproteinowe, srRNA kontrolują ekspresję genów na poziomie potranskrypcyjnym, poprzez zahamowanie translacji mRNA bądź degradację transkryptu.
SrRNA kontrolują wszystkie etapy rozwoju i funkcjonowania komórek układu immunologiczne­go, począwszy od komórek pnia układu hematopoetycznego po aktywowane komórki efektorowe, tak odpowiedzi wrodzonej jak i adoptywnej. Ponadto pewne populacje komórek regulatorowych wpływają na funkcje innych komórek endokrynnie, poprzez uwalnianie cząstek interferującego RNA.

Słowa kluczowe:interferencja RNA • miRNA • immunoregulacja • limfocyty regulatorowe

Summary

The functioning of an organism depends on the precise control mechanisms, constantly adjusted to the actual state. Therefore, there is a need for efficient communication between both adjacent and distant cells, which may be executed by proteins such as hormones, neurotransmitters and cy­tokines. Recently another means of regulation has emerged – short regulatory RNAs (srRNAs). Although discovered only a couple of years ago, the mechanism of RNA interference has alre­ady become a topic of thousands of publications, defining its roles in both physiological and pa­thological processes, such as cancerogenesis and autoimmunization.
RNAs regulating cell function may be coded in its genome (both exons and introns) or be intro­duced from the external environment. In mammals microRNAs (miRNAs) cooperate with prote­ins from the Ago/PIWI family to form effector ribonucleoprotein complexes, and owing to their complementarity to the target mRNA, control genes’ expression at the posttranscriptional level, either through the suppression of mRNA translation or through mRNA degradation.
SrRNAs are crucial regulators throughout the development of immune cells, starting from hema­topoietic stem cells, up to the effector cells of the adaptive immune response. Moreover, some of the regulatory cells perform their function by releasing miRNAs, which are then transported to the target cells, possibly enclosed in the exosomes.

Key words:RNA interference • miRNA • immunoregulation • regulatory lymphocytes

1. Wstęp

Wiedza na temat budowy i funkcji RNA w komórce cią­gle ulega pogłębieniu. Dotychczasowy repertuar funkcji – mRNA jako transkryptu genu, tRNA – transportera amino­kwasów w cytoplazmie czy budulcowej roli rybosomalnych RNA (rRNA) nie obejmuje całości funkcji sprawowanych przez RNA. Elementy transkrybowane na bazie eksonów, a także niekodujących odcinków DNA (intronów, dawniej uważanych za śmieciową postać RNA), obecnie stanowią przedmiot przełomowych badań nad regulacyjną funkcją kwasów rybonukleinowych.

Od czasu odkrycia zjawiska hamowania ekspresji genów przez dwuniciowy RNA (dsRNA) – interferencji RNA (RNAi) i przyznania Nagrody Nobla uczonym amerykań­skim Andrewowi Z. Firemu i Craigowi C. Melli (2006), ob­serwujemy lawinowy wzrost publikacji podejmujących te­matykę regulacji z udziałem krótkich, niekodujących RNA.

Nadal poszerzana jest wiedza na temat sposobu realizowa­nia funkcji RNAi. Zaproponowany początkowo stosunkowo prosty mechanizm regulacyjny polegający na komplemen­tarnym przyłączaniu interferującego RNA do odpowied­niej nici mRNA, co prowadzi do enzymatycznej degrada­cji transkryptu i w konsekwencji zahamowania translacji białka, nie jest już jedynym. Publikowane są doniesienia o coraz to nowych funkcjach niekodujących RNA: w regu­lacji ekspresji genów (a więc wpływających na metabolizm, wzrost i różnicowanie komórek), udziale w obronie przeciw­wirusowej czy w hamowaniu rozprzestrzeniania się rucho­mych elementów genetycznych, takich jak transpozony [72].

W pracy omówiono problematykę niekodujących RNA, będących fizjologicznymi regulatorami ekspresji genów. W większości należą one do klasy microRNA (miRNA), a geny je kodujące stanowią około 1% ludzkiego geno­mu [12]. U człowieka opisano dotąd 1424 różnych miR­NA [53]. Ocenia się, że regulacji tej podlega nawet 30% mRNA kodujących białka [45]. Dlatego, w związku z sze­rokim zakresem działania regulacyjnych RNA, poszuku­je się ich wpływu na procesy chorobowe, nowotworzenie i schorzenia autoimmunizacyjne.

Artykuł jest próbą podsumowania aktualnego stanu wiedzy na temat regulacji funkcjonowania układu immunologicz­nego przez interferencyjny, dwuniciowy RNA.

2. Szlaki regulacyjne wykorzystujące srRNA

Małe, regulacyjne RNA (small regulatory RNA – srRNA) podzielono na wiele klas, różniących się biogenezą, dłu­gością i strukturą, modyfikacjami chemicznymi łańcucha (obecność urydyny bądź fosforylacja końca 5′, O-metylacja końca 3′), czy w końcu sposobem w jaki realizują swą funkcję.

Obecnie rozróżnia się dwa główne szlaki regulacyjne wy­korzystujące krótkie RNA – miRNA i intereferencji RNA (RNAi) [22]. Szlak miRNA, realizowany z udziałem miR­NA, odpowiada za regulację ekspresji genów podczas rozwoju i funkcjonowania organizmu. Funkcja ta zwykle realizowana jest przez miRNA o niecałkowitej komple­mentarności do docelowych mRNA. Efektem oddziaływa­nia między tymi cząstkami jest najczęściej supresja trans­lacji mRNA, choć w pewnych warunkach oddziaływanie z miRNA prowadzić może do wzmożenia translacji [78]. Interferencja RNA natomiast powstała w toku ewolucji jako mechanizm obrony przeciwwirusowej i kontroli eks­presji materiału genetycznego zawartego w transpozonach. Cząstką regulującą jest tu siRNA (small interfering RNA), a czynnikiem decydującym o uruchomieniu tego szlaku jest całkowita komplementarność interferującego RNA do wyciszanego mRNA. Zahamowanie ekspresji białka wy­nika w tym przypadku z degradacji transkryptu mRNA.

Oprócz wyżej opisanej regulacji na poziomie potranskryp­cyjnym (post-transcriptional gene silencing – PTGS), RNA może kontrolować ekspresję genów na poziomie transkrypcji (transcriptional gene silencing – TGS) – przez epigenetyczne modyfikacje materiału genetyczne­go. Interferujący RNA oddziałując z RNA-polimerazą za­leżną od RNA i z metylotransferazą histonową promuje metylację histonów, co prowadzi do wyciszenia centrome­rowego DNA i/lub formowania heterochromatyny, która nie podlega transkrypcji [58]. Mechanizm ten zaobser­wowano u drożdży, roślin i muszek owocowych, lecz do tej pory brak jednoznacznych doniesień na temat jego roli u ssaków. Wprawdzie opublikowano wyniki [36] opisują­ce regulację transkrypcji genów (dokładnie podjednostki RNA polimerazy III) przez miR-320 w hodowlach ludz­kich komórek, jednak możliwość realizacji TGS za po­średnictwem endogennych RNA u ludzi pozostaje nadal kwestią sporną.

Wspomniane wyżej różne mechanizmy wyciszenia do­celowego mRNA, polegające na zahamowaniu translacji, degradacji transkryptu czy zmianie struktury chromaty­ny, determinowane są rodzajem efektorowego kompleksu białkowo-rybonukleinowego (RNP), z którym dana klasa srRNA oddziałuje. I tak rozcięcie docelowej nici RNA od­bywa się z udziałem kompleksu RISC (RNA-induced silen­cing complex), zahamowanie translacji wymaga komplek­su miRNP (microribonucleoprotein), a regulacja ekspresji genu przez wpływ na strukturę chromatyny jest realizowa­na w kooperacji z kompleksem RITS (RNA-induced trans­criptional gene silencing) [52].

Głównym komponentem RNP jest białko z rodziny Argonaute/Piwi (Ago/Piwi). Ma ono budowę domenową, a poszczególne domeny pełnią istotne funkcje w realiza­cji interferencji RNA. Sąsiadująca z domeną N-końcową domena PAZ oraz środkowa MID, odpowiadają za wią­zanie odpowiednio 3′ i 5′ końca interferującego RNA. Domena C-końcowa, Piwi, wykazuje aktywność RNazy H [75], a więc jest endonukleazą swoistą dla dsRNA [68]. Poszczególne białka z rodziny Argonaute wykazują nieco odmienne funkcje. W badaniach na Drosophila wykaza­no, że miRNA są preferencyjnie wiązane przez Ago1, co hamuje translację, natomiast siRNA uruchamiają degra­dację mRNA dzięki oddziałującemu z nimi Ago2 [21]. U ssaków rodzina Argonaute obejmuje osiem białek, po­dzielonych na dwie podrodziny: Ago oraz Piwi (występu­jące w komórkach zarodka) [26,48]. SiRNA są preferen­cyjnie wiązane przez Ago1 lub Ago2, natomiast miRNA wykorzystywać może każde z czterech Ago [70].

3. Struktura i biogeneza srRNA

Oprócz wspomnianych wcześniej kryteriów podziału srR­NA na klasy, jako dodatkowe wymienić można struktu­rę odcinka prekursorowego. W zależności od niej wy­różniamy dwie główne kategorie. Pierwsza, obejmująca miRNA (micro RNA) i siRNA (small interfering RNA), to RNA wywodzące się z odcinków dwuniciowego RNA. Do drugiej należą m.in. piRNA (Piwi-interacting small RNA) i niektóre rasiRNA (repeat-associated-siRNA), a ich prekursorem są transkrypty prawdopodobnie inne niż dwuniciowe [18]. Ze względu na przypuszczalnie nie­wielkie znaczenie u ssaków dwóch ostatnich klas, poniż­szy artykuł dotyczyć będzie miRNA oraz w mniejszym stopniu siRNA.

3.1 miRNA

miRNA charakteryzują się długością między 20 a 23nt, a ich formy prekursorowe (pri-miRNA) zakodowane są w geno­mie. Geny je kodujące mogą stanowić odrębne jednostki transkrypcyjne, ale najczęściej są elementem intronów ge­nów kodujących białka. Od kilku lat wskazuje się ponadto na dodatkowe źródło miRNA, tzw. mirtony. Są to krótkie intro­ny, z których miRNA generowane jest w sposób charaktery­styczny dla mRNA, a więc w wyniku splicingu, niezależne­go od enzymów katalizujących syntezę pozostałych miRNA [56]. Pierwotny transkrypt miRNA (pri-miRNA), o długo­ści mogącej przekraczać 1000nt [12], generowany jest przez RNA polimerazę II w jądrze, a następnie podlega katalitycz­nej obróbce przez enzymy z klasy RNaz III. Na pierwszym etapie, katalizowanym przez rybonukleazę Drosha, powsta­je 60-70-nukleotydowy pre-miRNA, o strukturze spinki do włosów, a więc zawierającej fragment dwuniciowy. Jest on transportowany do cytoplazmy w sposób aktywny (w obec­ności GTP) [4] z udziałem kompleksu białkowego o aktyw­ności GTP-azy i zawierającego receptor dsRNA. U ssaków białkiem tym jest eksportyna 5 (Xpo5) [86]. W cytoplazmie rybonukleaza Dicer generuje dwuniciowy RNA, zawierający na końcu 3′ dwa niesparowane nukleotydy. Jest on 19-23-nu­kleotydowym dupleksem, od którego jedna z nici (tzw. miR­NA*) jest następnie uwalniana i zwykle degradowana przez białko ze wspomnianej wyżej rodziny Ago/Piwi, Ago2 [por. ryc. 3]. Druga nić, czyli dojrzały miRNA, tworzy hybrydę z kompleksem efektorowym RNP, która skanuje nić mRNA w poszukiwaniu docelowej sekwencji, przynajmniej częścio­wo komplementarnej do miRNA, w czym uczestniczy impor­tyna P [54]. Częściowa komplementarność warunkuje możli­wość wielokierunkowego działania jednego odcinka miRNA. Do prawidłowego połączenia między miRNA a mRNA nie­zbędna jest tylko komplementarność tzw. seed regionu, od­cinka o długości 6-7 nukleotydów na 5′ końcu miRNA do elementów rozpoznających miRNA (miRNA recognition elements – MREs) na 3′ końcu mRNA [37]. Wiązanie to zależy jednak od wielu innych czynników, takich jak obec­ność i interakcje między wieloma MREs, drugorzędowa struktura docelowego mRNA, sekwencje AU czy bliskość kodonu “STOP” [47]. W zależności od stopnia dopasowa­nia miRNA do mRNA różne są mechanizmy jego działania. Oddziaływanie miRNA-mRNA na zasadzie częściowej kom­plementarności prowadzi do zmniejszenia ekspresji białka przez zahamowanie translacji, po czym może dochodzić do degradacji mRNA, niezależnej od sekwencji nukleotydów, w ciałkach P (processing bodies) [15]. Proponowane są róż­ne hipotezy dotyczące mechanizmu samej supresji translacji. Może ona być skutkiem bezpośredniego wiązania czapecz­ki m7G mRNA przez miRNP, co przez kompetycję z czyn­nikiem inicjującym eIF4E zmniejsza efektywność syntezy białka lub blokuje połączenie podjednostek rybosomów [15]. Inne możliwości inhibicji to destabilizacja mRNA przez jego deadenylację, zahamowanie translacji już po jej rozpoczęciu bądź przedwczesna dysocjacja rybosomów [52]. Rzadziej, w przypadku całkowitej komplementarności miRNA do do­celowego RNA, następuje swoiste względem sekwencji roz­cięcie oraz degradacja mRNA, w którym to procesie, jak już wspomniano, udział bierze katalityczny komponent RNP, Ago2 [48] (ryc. 1).

Ryc. 1. Mechanizmy supresji ekspresji białka przez miRNA. Efektorowy kompleks białkowo-rybonukleinowy (miRNP) oddziałuje na określone sekwencje docelowe dzięki komplementarności miRNA do mRNA. W zależności od stopnia komplementarności dochodzić może do degradacji transkryptu, bądź supresji translacji. MRNA, których translacja została zahamowana, mogą być transportowane do ciałek P, gdzie są magazynowane lub podlegają nieswoistej degradacji

Trzeba zaznaczyć, że miRNA może kontrolować ekspresję zarówno pojedynczych, kardynalnych dla danego procesu białek, jak i całych grup białek (np. zbędnych na danym etapie rozwoju organizmu). Może też oddziaływać na eks­presję pośrednio, przez kontrolę czynników transkrypcyj­nych, a także przez wpływ na regulatory alternatywnego splicingu pre-mRNA.

3.2. siRNA

Drugą znaczącą klasą krótkich regulacyjnych RNA są siR­NA. Przeważnie są one dostarczane do komórki z zewnątrz (jako cząstki wirusowe lub syntetyczne, wprowadzane eks­perymentalnie) i włączane do szlaku aktywacji supresji na etapie katalizowanym przez rybonukleazę Dicer w cytopla­zmie. siRNA pochodzenia endogennego charakteryzowano jako typowe dla roślin i Caenorhabditis elegans, aczkol­wiek pojawiły się doniesienia o ich występowaniu i funk­cjonowaniu w mysich oocytach [81]. Powstały z udziałem Dicer dupleks siRNA składa się z nici antysensownej, tzw. guide strand, która odpowiada za jego supresyjną aktyw­ność oraz nici sensownej, passenger strand.

3.3. tsRNA

Niedawno odkryto istnienie nowej klasy niekodujących RNA, są to tzw. tsRNA (tRNA-derived small RNA) [27]. Wywodzą się one z transkryptów tRNA, a w ich powstawa­niu nie bierze udziału rybonukleaza Drosha. Generowany przez polimerazę III transkrypt tRNA podlega obrób­ce przez RNazy P i Z, tnące odpowiednio jego koniec 5′ i 3′. tsRNA dzielą się na dwie klasy. tsRNA II jest pro­duktem uwalnianym w wyniku cięcia przez RNazę Z, a tsRNA I powstają w cytoplazmie, w wyniku obróbki doj­rzałego tRNA przez rybonukleazę Dicer. Obie klasy wy­stępują w cytoplazmie, gdzie mogą wchodzić w interakcje z białkami Argonaute. Wskazuje to na złożoność szlaków wyciszania przez RNA oraz możliwość kompetycji mię­dzy poszczególnymi klasami krótkich RNA o komponen­ty tych szlaków, co implikuje nowe możliwości regulacji ich działania [27].

4. Nomenklatura miRNA

Ze względu na ciągły postęp badań nad microRNA – u czło­wieka opisano już ponad tysiąc miRNA – zaistniała po­trzeba wprowadzenia ujednoliconego systemu nazewnictwa tych cząstek, a także utworzenia wiarygodnej bazy, kata­logującej już opisane microRNA. Zapewnia to dynamicz­nie rozwijająca się miRBase, dostępna za pośrednictwem sieci internetowej (http://microrna.sanger.ac.uk/). Została podzielona na trzy działy, skrótowo opisane niżej [23].

MiRBase Registry służy nadawaniu nazw nowym miR­NA, po przyjęciu do druku publikacji po raz pierwszy je opisujących. Nowo odkryte miRNA podlega weryfikacji poprzez klonowanie genów je kodujących lub na podstawie doświadczalnych dowodów ich ekspresji i funkcjonowa­nia. Zgodnie z oficjalną nomenklaturą nazwę konkretnego miRNA poprzedza trzyliterowy przedrostek, oznaczają­cy gatunek, u którego opisuje się dany miRNA (np. hsa – Homo sapiens – dla ludzkich, mmu – Mus musculus – dla mysich miRNA). Sekwencje dojrzałego microRNA oznaczane są jako ‘miR’, jego prekursora zaś (pre-miR­NA) – „mir”, po czym następuje oznaczenie liczbowe (np. miR-150), przy czym numer tego samego miRNA pozo­staje niezmienny bez względu na gatunek, u którego wy­stępuje. Niewielkie różnice w budowie miRNA mogą być zaznaczone np. dodaniem na końcu litery lub liczby (np. miR-13a, miR-13b). W przypadku powstawania dwóch różnych miRNA z jednego odcinka dsRNA wprowadza się dodatkowe oznaczenia – np. miR-17-5p dla miRNA powstającego na bazie nici 5′, a miR-17-3p dla powstają­cego na bazie nici 3′. Ponadto zarówno dojrzałym odcin­kom miRNA jak i ich prekursorom – pre-miRNA w miR­Base nadawane są niezmienne numery (np. odpowiednio: MIMAT0000029 i MI0000015), co umożliwia poprawną identyfikację w przypadku zmiany nazwy samego miR­NA, spowodowanej nowymi odkryciami.

Baza miRBase Sequence stanowi zbiór sekwencji wszyst­kich opisanych dojrzałych miRNA, zawiera także prawdo­podobną sekwencję odpowiedniego pre-miRNA i infor­macje dotyczące jego odkrycia, struktury i funkcji. Baza kataloguje zarówno dojrzałe miRNA, doświadczalnie zba­dane i opisane (z odnośnikami do prac źródłowych), jak i miRNA homologiczne do tych opisanych doświadczal­nie u innych gatunków (na podstawie m.in. podobieństwa sekwencji, cech pre-miRNA, konserwatyzmu dojrzałego miRNA). W przypadku organizmów o zsekwencjonowa­nych genomach dostarczane są również informacje na temat pozycji badanego miRNA w genomie (dokładne położe­nie w zakresie intronu bądź eksonu). Często też uzysku­jemy odnośnik do informacji na temat sekwencji docelo­wych dla interesującej nas cząstki miRNA.

Trzecią składową miRBase jest microCosm, platforma umożliwiająca określenie sekwencji docelowych dla ba­danych miRNA. Dopasowywanie miRNA-mRNA odby­wa się z użyciem algorytmu miRanda [23].

5. Międzykomórkowy transport srRNA

Kolejnym przedmiotem zainteresowania są sposoby mię­dzykomórkowego przekazywania informacji zawartych w kwasie rybonukleinowym [3]. U C. elegans odkryto gen Sid-1, kodujący białko przezbłonowe, tworzące por trans­portujący dsRNA [82]. Homologi tego genu opisano tak­że u ludzi i innych ssaków, brak ich jednak u Drosophila melanogaster. Jednocześnie opisano działanie pozako­mórkowego dsRNA u tej muszki, co może sugerować, że transportujące białko przezbłonowe nie jest jedynym spo­sobem międzykomórkowego przenoszenia informacji za­wartej w RNA [11]. Możliwa jest komunikacja przez na­norurki, łączące cytoplazmy sąsiadujących komórek. Rurki te mogłyby hipotetycznie transportować pęcherzyki endo­somalne zawierające kwasy nukleinowe.

5.1. Transport za pośrednictwem pęcherzyków błonowych

Egzosomy i mikropęcherzyki wydzielane przez, jak się wydaje, wszystkie komórki są uznawane za ważny kompo­nent komunikacji międzykomórkowej. Ich źródłem mogą być prawdopodobnie wszystkie komórki, w tym zarów­no komórki macierzyste i leukocyty, jak i płytki krwi oraz komórki guza nowotworowego [3]. Realizują one swo­ją funkcję przez transport bioaktywnych lipidów, białek oraz mRNA. Zaczęto je nawet nazywać „fizjologicznymi liposomami”, o możliwym wykorzystaniu w celach tera­peutycznych. Komunikacja poprzez wydzielanie kwasów rybonukleinowych upakowanych w pęcherzykach błono­wych (egzosomach) została już opisana m.in. dla zarod­kowych komórek macierzystych, mastocytów i komórek z tkanki guza. Zarodkowa komórka macierzysta wydzie­la egzosomy zawierające swoiste mRNA, transportowane następnie do komórek progenitorowych układu hematopo­etycznego i stymulujące w nich określone zmiany fenoty­powe [62]. Opisano też mikropęcherzyki wydzielane przez tkankę guza, transportujące mRNA do monocytów w bez­pośrednim sąsiedztwie guza, aktywujące je do wydziela­nia cytokin nasilających wzrost guza i tłumiących odpo­wiedź immunologiczną [1]. Odkryto również, że mRNA zawarte w egzosomach wydzielanych przez mastocyty stanowi określony, wyselekcjonowany zestaw rybonukle­otydów. Ten materiał genetyczny ulega ekspresji nawet w znacznie oddalonych komórkach-biorcach, wywołując w nich określone zmiany fenotypowe. Co więcej, egzoso­my te zawierają też cząstki miRNA [77]. Postawiono hi­potezę, że mikropęcherzyki obecne we krwi obwodowej w warunkach fizjologicznych zawierają miRNA, co zwią­zane jest z ich funkcją w komunikacji pomiędzy komór­kami różnych tkanek i indukcji w nich zmian ekspresji ge­nów [30]. Mikropęcherzyki izolowane z osocza ludzkiej krwi pochodziły głównie z płytek krwi, ale też z fagocy­tów jednojądrowych, a w mniejszym stopniu z limfocytów T, neutrofili i komórek endotelialnych. Przeprowadzone profilowanie miRNA wyizolowanego z mikropęcherzy­ków w porównaniu do tego izolowanego z jednojądrowych komórek krwi obwodowej (peripheral blood mononucle­ar cells – PBMC) wykazało pewne różnice w poziomie ekspresji poszczególnych cząstek miRNA. Główne miR­NA wykryte w mikropęcherzykach krwi obwodowej to: miR-223, -484, -191, -146a, -16, -26a, -222, -24, -126, i -32, natomiast w PBMCs: miR-150, -146b, -19b i -20a. Oprócz tych różnic zauważono, że pewne miRNA (miR-223,-484, -191, -146a, -16 i -26a) są wspólne dla mikropęcherzyków i PBMC. Możliwe, że miRNA w mikropęcherzykach jest transportowane do ściśle określonych tkanek. miRNA prze­ważające w mikropęcherzykach pod względem swej funk­cji związane były z regulacją hematopoezy i różnicowania komórek [30]. Nie do końca poznane są jeszcze mecha­nizmy kontrolujące tworzenie i wydzielanie egzosomów. Istnieją sugestie, że pęcherzyk tworząc się „porywa” przy­padkową część cytoplazmy; inne mówią o regulacji two­rzenia pęcherzyków przez sam proces kolejności tworzenia endosomów (endosomal trafficking). Selekcja miRNA do mikropęcherzyka może się odbywać z udziałem ciałek P (P-bodies), które w cytoplazmie komórki są umiejscowio­ne w sąsiedztwie miRNA [30]. Dostarczono też dowodów na możliwość międzykomórkowego transportu miRNA za pośrednictwem mikropęcherzyków. Inkubowano egzosomy wydzielane przez zarodkowe komórki macierzyste (ESMVs) z mysimi zarodkowymi fibroblastami (MEFs), uprzednio poddanymi napromieniowaniu g (zahamowanie rozwoju). Porównanie poziomu miRNA w MEFs z tym w MEFs in­kubowanych z ESMVs wykazało wzrost stężenia miR-290, miR-291-3p, miR-292-3p, miR-294 i miR-295, co sugero­wało ich międzykomórkowy transfer. Trzeba jednak do­dać, że nie wszystkie badane miRNA były przenoszone z tą samą efektywnością, najbardziej znaczące efekty ob­serwowane były dla miRNA występujących obficie w za­rodkowych komórkach macierzystych, ale nie w MEFs. Prawdopodobnie więc transfer miRNA jest procesem ak­tywnym, podlegającym regulacji przez białka obecne w mi­kropęcherzykach bądź przez receptory na powierzchni ko­mórek-biorców. Kontrola może być również realizowana przez swoiste komórkowo nukleazy – tak więc stężenie „wszędobylskiego” miR-16, w przeciwieństwie do miR­NA charakterystycznego dla zarodkowych komórek macie­rzystych, w mysich zarodkowych fibroblastach jest utrzy­mywane na określonym poziomie [87].

Ostatnie badania sugerują ponadto, że miRNA transpor­towany między komórkami w mikropęcherzykach jest ak­tywny biologicznie [88]. Testowano mikropęcherzyki wy­dzielane przez komórki ludzkiej linii MON/Mf (THP-1). W odpowiedzi na bodźce zapalne komórki te selektyw­nie upakowywały i wydzielały w pęcherzykach miR-150. MikroRNA to pełni swą funkcję poprzez supresję czynni­ka transkrypcyjnego c-Myb, odgrywającego rolę w regu­lacji proliferacji, różnicowania i migracji komórek [83]. Celem zdefiniowania wpływu miR-150 przekazywanego w pęcherzykach, inkubowano THP-1 z ludzkimi komór­kami śródbłonka (HMEC-1). W komórkach tych zaob­serwowano znaczny wzrost miR-150, który nie korelował ze wzrostem pre-miR150, z czego wnioskować można, że jest to skutkiem internalizacji pęcherzyków, a nie pobu­dzenia ekspresji endogennego miR-150. Egzogenny miR-150 zmniejszał ekspresję c-Myb w komórkach-biorcach, wymiernym wynikiem tego było zwiększenie zdolności migracji HMEC-1.

6. Rola miRNA w regulacji funkcjonowania układu immunologicznego

Supresja (za pośrednictwem syntetycznych antagomirów – sekwencji antysensownyh dla miRNA, swoistych inhibito­rów działania miRNA) lub nadekspresja (przez transfekcję syntetycznego miRNA bądź ekspresję pre-miRNA z pla­zmidów lub wektorów wirusowych) określonych miRNA oraz badania na organizmach knock-outowych (pozbawio­nych genów dla danych miRNA) umożliwiają scharakte­ryzowanie funkcji poszczególnych cząstek regulacyjnego RNA, a w konsekwencji poznawane są sekwencje dla nich docelowe, mechanizm aktywacji supresji, sposób jej reali­zacji. Dostrzegane są związki między zaburzonym dzia­łaniem immunoregulacji przez RNA a procesami nowo­tworzenia i autoimmunizacji. W przyszłości planuje się szerokie terapeutyczne wykorzystanie sztucznie syntety­zowanych, swoistych siRNA.

W ostatnim czasie opisywane jest wielopłaszczyznowe od­działywanie miRNA na elementy układu odpornościowe­go człowieka. MiRNA jest ważnym regulatorem rozwo­ju, różnicowania i apoptozy poszczególnych linii komórek układu immunologicznego, bierze udział w kontroli zarów­no odporności wrodzonej jak i nabytej. Dotychczas opi­sano ponad 100 odrębnych miRNA regulujących ekspre­sję genów w komórkach układu immunologicznego [54].

Funkcja miRNA w układzie immunologicznym realizu­je się głównie przez wpływ na czynniki transkrypcyjne, białka proapoptotyczne, elementy szlaków związanych z transdukcją sygnału, a w mniejszym zakresie na kofak­tory i modulatory chromatyny (tab. 1). Białka pozostają­ce pod kontrolą miRNA są najważniejszymi dla procesów komórkowych, stąd nawet niewielka zmiana ich poziomu powoduje znaczące skutki biologiczne. Ponadto jeden miR­NA może kontrolować wiele różnych mRNA (najczęściej biorących udział w jednym szlaku regulacyjnym), a jed­no mRNA może mieć miejsca wiążące kilka różnych miR­NA [84], co wskazuje na plejotropizm jako cechę regulacji przez miRNA. Istnieje więc możliwość kompensacji zabu­rzeń działania jednego z miRNA kontrolujących ekspresję danego odcinka mRNA przez inne o tym samym punkcie uchwytu. Kontrola przez miRNA charakteryzowana jest także tzw. „efektem dawki”. Zgodnie z tym efektem, skut­ki nieprawidłowości w funkcjonowaniu poszczególnych miRNA kontrolujących dany proces mają różne nasilenie, a w przypadku defektu więcej niż jednego miRNA mogą się kumulować. miRNA często są też ze sobą powiązane w funkcjonalne grupy (klastery), kontrolujące wiele skła­dowych jednego procesu bądź pojedyncze składowe kil­ku powiązanych ze sobą szlaków. Odrębne miRNA mogą także ulegać koekspresji i kontrolować dany proces w spo­sób kooperacyjny [84].

Tabela 1. Wpływ interferencji RNA na funkcjonowanie układu immunologicznego; przykłady różnych punktów uchwytu miRNA

Niżej pokrótce scharakteryzowano główne obszary aktyw­ności miRNA w układzie immunologicznym [47].

6.1. Wpływ miRNA na rozwój komórek układu immunologicznego

MiRNA pełnią istotną funkcję w regulacji rozwoju, róż­nicowania i apoptozy komórek układu immunologiczne­go [2] (ryc. 2). Do cząstek odgrywających znaczną rolę w rozwoju limfocytów T i B należą takie miRNA jak miR-150, miR-181a i klaster miR17~92. MiRNA biorące udział w regulacji rozwoju komórek immunologicznych wykazują zróżnicowaną ekspresję w grasicy i szpiku. Mechanizm ich działania często opiera się na wpływie na czynniki trans­krypcyjne lub białka proapoptotyczne. Ich ekspresja ak­tywuje przeżywalność komórek, co w przypadku soma­tycznych mutacji i amplifikacji miRNA może prowadzić do ekspansji określonej populacji komórek, wzrostu praw­dopodobieństwa akumulacji mutacji i transformacji nowo­tworowej (białaczki i chłoniaki) [85].

Ryc. 2. Wpływ miRNA na rozwój i funkcjonowanie komórek układu immunologicznego. Na podstawie [2,47] zmodyfikowano

Należące do policistronowego klasteru miR-17~92 cząstki, takie jak miR-17, miR-18a, miR-19a, miR-20a, miR-19b-1, miR-92-1, biorą udział w regulacji rozwoju limfocytów B. Limfocyty pre-B wykazują wysoką ekspresję miR-17~92, co nasila ich proliferację przez inhibicję cząstki supresorowej Pten oraz hamuje ich apoptozę przez zmniejszenie stęże­nia proapoptycznego białka Bim [79,85]. Zaobserwowano, że region chromosomu 13, w którym znajdują się geny ko­dujące te miRNA ulega zwielokrotnieniu w chłoniakach z limfocytów B [57], a nadekspresja tych genów u myszy wywołuje ten nowotwór [28]. Badania na organizmach KO z usuniętymi genami klasteru miR-17~92 i rybonukleazy Dicer pozwoliły stwierdzić, że nieprawidłowości w rozwo­ju limfocytów B pojawiają się na etapie przejścia z fazy pro-B do pre-B [39,79]. Organizmy z tym defektem wy­kazują zmniejszoną przeżywalność, związaną z hipoplazją płuc i wadą zastawki międzykomorowej [79].

Rolę pozytywnego regulatora rozwoju limfocytów B od­grywa również miR-181. Stymuluje on różnicowanie ko­mórki prekursorowej szeregu limfoidalnego w kierun­ku limfocyta pro-B [10]. Dodatkowo miR-181 wpływa na odporność nabytą [46], wywierając aktywujący wpływ na funkcję limfocytów T (por. 6.2.1).

Na rozwój limfocytów B znaczący wpływ ma ponadto miR-150, regulujący poziom czynnika transkrypcyjnego c-Myb. Jego zwiększona ekspresja blokuje rozwój tych komórek na etapie pro-B, zmniejszona zaś wiąże się z rozwojem przewlekłej białaczki limfocytarnej [89].

Uzyskano również dowody na udział miR-17~92 w roz­woju limfocytów T. Stymulacja tego klasteru, tak w przy­padku wspomnianych wcześniej limfocytów B, jak i T, prowadzi do rozwoju chorób limfoproliferacyjnych i au­toimmunizacji, przy czym wykazuje się nie tylko wzrost liczby aktywowanych limfocytów B, lecz także – nawet bardziej znaczny – wzrost liczby aktywowanych limfocy­tów T CD4⁺ i w mniejszym stopniu T CD8⁺ [85]. Promocja różnicowania na etapie pre- do pro- zarówno w linii B jak i T jest wynikiem nasilonej proliferacji oraz przeżywalno­ści (przez supresję białek proapoptotycznych) komórek.

Głównym miRNA kontrolującym rozwój, różnicowanie i funkcję komórek mieloidalnych jest miR-223. Jego małe stężenie obserwowane jest w komórkach zarodkowych i pro­genitorowych układu hematopoetycznego, a nasilona eks­presja w komórkach progenitorowych linii mieloidalnej, ze wzrostem stężenia w miarę różnicowania się komórek. Wskazuje to, że miR-223 jest regulatorem granulopoezy [10,34]. U myszy pozbawionych genu miR-223 spodzie­wano się więc braku granulocytów. Wykazano u nich jed­nak dwukrotny wzrost liczby granulocytów (w stosunku do zwierząt wild type), przy czym komórki te wykazywały zwiększoną reaktywność, co powodowało zmiany zapal­ne, prowadzące do uszkodzenia tkanki płuc oraz rozwoju ostrego stanu zapalnego w obrębie wątroby, mięśni i ne­rek [34]. Działanie miR-223 realizowane jest przez supre­sję czynnika transkrypcyjnego mef2c, promującego pro­liferację prekursorów linii mieloidalnej lub receptora IGF [34]. Zablokowana translacja mef2c prowadzi do rozregu­lowania mielopoezy.

MiR-17-5p, miR-20a, miR-106a, należące do klasteru miR-17~92, są aktywnymi regulatorami różnicowania i dojrze­wania monocytów. Pozostają one w pętli ujemnego sprzę­żenia zwrotnego z białkiem AML-1. Białko to jest wiążącą DNA podjednostką czynnika transkrypcyjnego, zwiększa­jącego na monocytach ekspresję receptora M-CSF, a tak­że innych cytokin (IL-3, GM-CSF) [19].

6.2. Wpływ miRNA na funkcjonowanie komórek układu immunologicznego

Opisany wyżej wpływ miRNA na rozwój komórek układu immunologicznego jest pośrednim czynnikiem regulują­cym immunologiczną odpowiedź wrodzoną jak i nabytą. Ponadto istnieją inne poziomy kontroli odpowiedzi odpor­nościowej organizmu przez miRNA [2] (ryc.2).

6.2.1. Wpływ miRNA na odporność wrodzoną

Za regulację odporności wrodzonej odpowiadają m.in. miR-146 i miR-155. Aktywacja nieswoistej odpowiedzi im­munologicznej prowadzi do gwałtownych zmian ich eks­presji. Funkcją tych mikroRNA jest regulacja ostrej odpo­wiedzi zapalnej (uwalniania IL-8 i RANTES). Dzieje się to na skutek zahamowania ekspresji białek związanych z przekazywaniem sygnału w toku odpowiedzi immu­nologicznej po aktywacji TLR, bądź poprzez bezpośred­ni wpływ na translację białek mediatorów zapalenia (np. IL-8, TNF-α, RANTES).

Wykazano, że aktywacja TLR-2, -4, -5 przez fragmenty ścian komórkowych bakterii lub grzybów, bądź ekspozycja komórki na cytokiny prozapalne (IL-1β, TNF-α) powoduje wzrost ekspresji miR-146a i b. Jako punkty uchwytu dla tych miRNA zaproponowano białka powiązane z receptorami IL-1 (IRAK1, IRAK2) i TNF (TRAF6). Wnioskować moż­na, że wzrost ekspresji miR-146 prowadzić będzie do spadku ekspresji tych molekuł, a więc na skutek ujemnego sprzę­żenia zwrotnego hamować aktywację TLR. Zwiększenie ekspresji miR-146a obserwuje się jednak tylko przy znacz­nym stężeniu IL-1, kiedy jest to niezbędne dla zapobieże­nia nadmiernemu rozprzestrzenianiu ostrego stanu zapal­nego [60]. MiR-146a pełni więc rolę w rozwoju tolerancji na endotoksyny; ekspozycja na LPS prowadzi do spadku wrażliwości komórek immunologicznych i obniżenia sekre­cji cytokin prozapalnych przy kolejnym z nim kontakcie.

Stymulacja TLR-2 bądź TLR-4 ich odpowiednimi liganda­mi: lipoproteiną i lipopolisacharydem powoduje też wzrost ekspresji miR-155 w monocytach i makrofagach. Poziom miR-155 w tych komórkach wzrasta również po rozpozna­niu nukleotydów bakteryjnych lub wirusowych przez TLR-3 i TLR-9. W przeciwieństwie do miR-146a, miR-155 nasila (por. niżej) wydzielanie cytokin prozapalnych i podatność na szok septyczny [74]. Cząstka ta jest też stymulatorem proliferacji granulocytów i monocytów. Utrzymujące się podwyższone stężenie tego miRNA w komórkach szpiku kostnego po stymulacji LPSem może prowadzić do eks­pansji komórek typu granulocyt/monocyt i rozwoju ostrej białaczki szpikowej. Może to sugerować, że istotny zwią­zek między stanem zapalnym a nowotworzeniem ma swoją przyczynę w chronicznie nasilonej ekspresji miR-155 [55].

Dodać należy, że choć pewne miRNA mogą mieć działanie onkogenów (miR17~92, miR155), inne (miR15a, miR16, miR29ab, miR181b), poprzez supresję onkogenów i białek ułatwiających przeżywanie komórek nowotworowych, dzia­łają jak supresory nowotworów [12,54].

Jak wcześniej wspomniano, w trakcie biogenezy miRNA jego komplementarna nić jest najczęściej degradowana. Wykazano jednak, że regulacja stężenia cytokin prozapal­nych po stymulacji TLR-7 plazmocytoidalnych komórek dendrytycznych jest wynikiem kooperacji między miR155 a jego partnerem, miR155* (ryc. 3). Zaobserwowano, że poziom miR155* jest najwyższy w czwartej godzinie od stymulacji, co koreluje ze wzrostem wydzielania IFN-α/β. Jest to spowodowane supresją kinazy hamującej szlak ak­tywacji TLR, IRAKM, przez miR155*. Ekspresja miR155 natomiast nasila się znacznie wolniej, osiągając maksimum po dwunastu godzinach od stymulacji, w chwili ogranicza­nia toczącej się odpowiedzi zapalnej. MiR155 hamując translację cząstki adaptorowej TAB2, niezbędnego elemen­tu szlaku aktywacji TLR, przyczynia się do zmniejszenia wytwarzania IFN-α/β [90]. Trzeba również zaznaczyć, że w badanym modelu na 174 wykrytych miRNA przypadło 33 miRNA*, z czego w 9 przypadkach nie towarzyszy­ły im odpowiednie cząstki RNA, co wskazuje, że chociaż miRNA występuje w przewadze, to miRNA* może unik­nąć degradacji i brać istotny udział w regulacji syntezy białek, często w kooperacji z komplementarnym miRNA.

Ryc. 3. Regulacja wydzielania cytokin prozapalnych przez miR155 jest wypadkową kooperacji obu nici powstających z cząstki prekursorowej, miRNA-155 i miRNA155*. W odpowiedzi na stymulację receptorów TLR-7 i TLR-9 w jądrze komórkowym stymulowana jest transkrypcja mRNA cytokin prozapalnych oraz prekursora regulatorowego RNA – pre-miRNA 155. Na pierwszym etapie przeważa ekspresja miR-155*, który poprzez supresję IRAKM aktywuje wydzielanie IFN-α/β. W miarę upływu czasu stosunek miR155*/miR155 wzrasta, osiągając najwyższy poziom około 12 h od aktywacji, kiedy to miR155 poprzez inhibicję Tab2 hamuje syntezę IFN-α/β; strzałkami nieciągłymi zaznaczono procesy wieloetapowe, których przebiegu nie uwzględniono na schemacie

Ponadto opisano także miRNA będące konstytutywnym re­gulatorem stanu zapalnego – miR-16. Duże stężenie tego mikroRNA obserwowany jest w wielu tkankach i komór­kach zaangażowanych w stan zapalny: monocytach, neu­trofilach, a także limfocytach B, limfocytach T CD4⁺, jak i T CD8⁺. Jego działanie realizuje się przez szybką de­gradację białek mediujących stan zapalny, takich jak IL-6, IL-8, TNF-α. Jest to możliwe dzięki podobieństwu bu­dowy tych cytokin: bogatych w sekwencje AU struktur na ich końcu 3′, komplementarnych do sekwencji na 5′ koń­cu miR-16 [33].

6.2.2. Wpływ miRNA na odporność adoptywną

Regulacja immunologicznej odpowiedzi nabytej przez RNA realizuje się m.in. przez wspomniane wyżej miR-155 i miR-181a. Wpływają one na wytwarzanie przeciwciał, uwalnianie mediatorów zapalenia, a w końcu odgrywają rolę w rozwoju i różnicowaniu komórek immunologicz­nych (por. 6.1). W przeciwieństwie jednak do odporności wrodzonej nie ma dowodów na to, że aktywacja szlaków TCR i BCR wpływa na odpowiedź limfocytów T i B po­przez zmiany ekspresji odpowiednich miRNA.

Oprócz wspomnianej wcześniej roli miR-155 w regulacji odpowiedzi wrodzonej, pełni on również główną rolę w re­gulacji odpowiedzi limfocytów T i B. Jego nadekspresję obserwuje się w chłoniakach pochodzenia B limfocytar­nego, co nasunęło przypuszczenia, że miR-155 jest regu­latorem rozwoju tych komórek [17]. Badania na myszach knock-out dla tego miRNA wykazały znaczne niedobory odpornościowe, ujawniające się obniżoną ochroną prze­ciwbakteryjną. Ma to związek z wpływem miR-155 na funkcje limfocytów B: wytwarzanie IgG1 o dużym powi­nowactwie oraz na rozwój pamięci immunologicznej komó­rek B [73,80]. Ponadto miR-155 wpływa na różnicowanie limfocytów T. Jego punktem uchwytu jest czynnik trans­krypcyjny IL-2, cytokiny podstawowej dla różnicowania w kierunku Th1. Brak miR-155 promuje rozwój naiwnych komórek T w kierunku typu Th2 i związane z tym wytwa­rzanie takich cytokin jak IL-4, IL-5, IL-10. Następstwem jest nieprawidłowe działanie limfocytów T w ostrej odpo­wiedzi zapalnej, wyrażające się zmniejszoną sekrecją IL-2 i IFN-α w odpowiedzi na antygen [64].

Aktywujący wpływ na funkcję limfocytów T wywiera miR­-181a. Poprzez zahamowanie aktywności fosfataz, w tym tych będących negatywnymi regulatorami szlaku aktywa­cji TCR, nasila sygnał aktywacji TCR i obniża próg akty­wacji limfocytów T [46].

6.2.3. Udział miRNA w realizacji funkcji komórek supresyjnych

Integralność mechanizmów generujących miRNA w lim­focytach regulacyjnych (supresyjnych) warunkuje ich sku­teczność w kontrolowaniu odpowiedzi immunologicznej. Wykazano, że selektywny knock-out rybonukleazy Dicer w komórkach Treg Foxp3+ prowadzi do ich dysfunkcji, co ujawnia się odblokowaniem kontroli limfocytów efek­torowych i systemową aktywacją reakcji autoimmunolo­gicznych [91]. Badania te wskazują, że funkcja limfocy­tów supresyjnych jest związana z miRNA, nie dają jednak odpowiedzi, jaki jest jej mechanizm – czy miRNA wytwo­rzone w danej komórce działają w jej obrębie, regulując aktywność supresyjną, czy też są eksportowane poza ko­mórki i na zasadzie parakrynnej lub endokrynnej wpływają hamująco na komórki docelowe. Odpowiedź na to pytanie dać mogą ostatnie badania Bryniarskiego i wsp.

Zespół ten prowadzi badania nad supresją komórkowej od­powiedzi immunologicznej przez interferencyjny, nisko­cząsteczkowy RNA. Przedmiotem zainteresowania jest nadwrażliwość kontaktowa (CS), będąca postacią nad­wrażliwości typu późnego (DTH).

Mechanizm CS, jak każdy inny mechanizm immunolo­giczny, niesie ze sobą ryzyko uszkodzenia zdrowych tka­nek organizmu, a więc musi pozostawać pod kontrolą ob­wodów regulacyjnych. Początkowo uznawano, że funkcję tę realizuje specjalna klasa limfocytów T, tzw. limfocy­ty supresyjne (Ts) o fenotypie CD8⁺. Obecnie wiadomo, że jako komórki supresyjne mogą działać także limfocy­ty CD8⁺CD28^–, CD4⁺CD25⁺, CD4⁺CD25^–, komórki NKT, a także monocyty i makrofagi. Mogą one działać zarówno w procesie sekrecji cytokin o charakterze hamującym (np. TGF-β), cytotoksyczności względem komórek docelowych, jak i poprzez indukcję ich apoptozy [59,76].

Stosując mysi model nadwrażliwości kontaktowej na hapte­ny Bryniarski i wsp. wykazali, że limfocyty węzłów chłon­nych i śledzion zwierząt poddanych dożylnemu oraz na­stępującemu po nim naskórnemu uczuleniu określonym haptenem uwalniają tzw. czynnik supresyjny limfocytów T (TsF) [5]. Ma on zdolność hamowania funkcji efek­torowych limfocytów reakcji CS – supresji reakcji aler­gicznej. Kompletny TsF składa się z dwóch komponen­tów [61]. Składowa powstająca po naskórnej immunizacji myszy haptenem ma swoistość antygenową, a wytwarza­na jest przez limfocyty B1 i jest przeciwciałem IgM lub jego fragmentem [71]. Druga składowa, odpowiadająca za właściwe działanie regulacyjne, indukowana jest dożylnym podaniem znakowanych haptenem syngenicznych erytro­cytów. Metodą enzymatycznej degradacji stwierdzono, że supresyjny komponent TsF stanowi RNA. TsF inkubowa­ny in vitro z haptenowoswoistymi uczulonymi limfocytami efektorowymi powoduje, przy transferze tych komórek do naiwnych myszy [5], zmniejszenie reakcji nadwrażliwości kontaktowej o 50-90%. Przez zastosowanie chromatogra­fii na kolumnach Qiagen uzyskano czysty, aktywny RNA czynnika, TsF QRNA. Czynnik supresyjny wrażliwy jest na trawienie RNazą A, traktowany DNazą natomiast za­chowuje swe działanie, a izolat DNA nie wykazuje żad­nych właściwości supresyjnych [5]. Kolejnym krokiem było poznanie struktury RNA w TsFQRNA. Jego aktyw­ność znoszona jest przez RNazę III, co świadczy o tym, że jest to dwuniciowy kwas rybonukleinowy. Rozdział elek­troforetyczny TsFQRNA na sekwencyjnym żelu poliakry­lamidowym doprowadził do uzyskania pięciu prążków, z których dwa (stanowiące faktycznie jeden duży), wyka­zują aktywność immunosupresyjną. Szczegółowe badania wykazały, że ten supresyjny odcinek RNA ma 75-80 za­sad [6], a analiza bioinformatyczna wskazuje, że badaną cząstką może być miR150 lub jego prekursor [Askenase i wsp., dane nieopublikowane]. Wykazaliśmy, że egzoso­my wyizolowane z supernatantów komórek wytwarzających TsF mają właściwości supresyjne. Podsumowując, badany przez nas TsF może być cząstką krótkiego, regulacyjnego RNA (miR150), transportowanego z komórki supresyjnej do efektorowej w postaci egzosomów [7].

6.3. Transfer factor

Mimo że większość prac charakteryzujących miRNA zo­stała opublikowana w ostatnich latach, przesłanki o możli­wości regulacji odpowiedzi immunologicznej przez RNA pojawiły się już w latach pięćdziesiątych XX w. Opisano wtedy tzw. transfer factor (TF), czynnik izolowany z leu­kocytów zwierząt uczulonych, zdolny do przenoszenia in­formacji immunologicznej (w tym wypadku nadwrażliwo­ści kontaktowej) na osobniki naiwne. Oznacza to, że już pierwszy kontakt z antygenem osobnika, który uprzednio otrzymał TF umożliwia wywołanie u niego wtórnej od­powiedzi immunologicznej. Zjawisko to było odtwarzal­ne w wielu reakcjach typu komórkowego, np. w uczuleniu białkami bakteryjnymi czy haptenami [32,41]. Wykazano, że transfer factor jest odporny na trawienie DNazą, trzust­kową RNazą (rozkładającą jednoniciowy RNA) i trypsy­ną [42], a także że jest cząstką na tyle małą, że przechodzi przez błonę dializacyjną, nie może więc być ani białkiem, ani cząstką je kodującą [43]. Kolejnym krokiem były prace Dresslera i Rosenfelda z lat siedemdziesiątych. Badali oni transfer factor uzyskiwany w systemie podwójnego naskór­nego uczulenia świnek morskich haptenami: DNCB (dini­trochlorobenzen) i OCBC (ortodichlorobenzen). Czynnik ten wykazywał aktywność w przenoszeniu nadwrażliwo­ści kontaktowej na naiwnych biorców, wywołując u nich odpowiedź wtórną już po pierwszym kontakcie z antyge­nem. Co ważne, nie wykazano reaktywności krzyżowej – transfer factor od zwierząt uczulonych DNCB przekazy­wał wrażliwość na DNCB, ale nie na OCBC i na odwrót – reakcja ta była więc swoista antygenowo. Ponadto nasi­lenie wtórnej reakcji immunologicznej u biorców TF było zależne od dawki tego czynnika [65]. W kolejnych testach badacze starali się ustalić budowę chemiczną TF [16]. Ustalili, że jego aktywność nie jest znoszona przez DNazę, trzustkową RNazę i T1 RNazę (oba te enzymy rozkłada­ją jednoniciowy RNA) oraz proteazę. Natomiast trawienie RNazą III (swoistą dla dwuniciowych RNA) powodowa­ło brak oczekiwanej aktywności TF, co nasunęło wniosek, że przynajmniej w części, TF składa się z niskocząstecz­kowego, dwuniciowego RNA. Badania termowrażliwości czynnika przyniosły tego potwierdzenie; TF ulegał inak­tywacji w temperaturze 90°C, a więc charakterystycznej dla rozkładu dwuniciowego RNA. Już wtedy sugerowano, że działanie kwasu rybonukleinowego może się realizować przez jego komplementarność do represorów transkryp­cji białka bądź do określonego odcinka DNA, aktywując jego transkrypcję.

W latach 70. i 80. ub.w. przeprowadzono wiele badań nad możliwością terapeutycznego działania TF. Czynnik ten, o odpowiedniej swoistości antygenowej, wykorzystywa­no do leczenia schorzeń, w patogenezie których zasadni­cze znaczenie ma nieprawidłowa funkcja limfocytów T, m.in. chorób grzybiczych (kandydozy), wirusowych (HSV, Varicella zoster), parazytoz (leiszmanioza), a w końcu nowotworów (melanoma, osteosarkoma) [20]. Niemniej jednak, na skutek niedostatecznego rozwoju immunolo­gii w tamtym okresie badania te nie wywołały większego oddźwięku, a w związku z niemożnością sprecyzowania mechanizmu działania TF były traktowane jako swego ro­dzaju ciekawostka i nie doczekały się gruntownego zbada­nia ani kontynuacji [66].

6.4. Rola w infekcjach wirusowych

Cząstki miRNA odgrywają też znaczną rolę w interakcjach wirus-gospodarz. Istnieją hipotezy zakładające, że interfe­rencja RNA wykształciła się jako mechanizm obronny ko­mórki przed wirusami o genomie w postaci dwuniciowe­go RNA. Opublikowano wiele prac dowodzących wpływu miRNA gospodarza na cykl życiowy wirusa, jego tropizm i patogenezę chorób wirusowych. Przykładem może być miR-32, który zmniejszając stężenie białek wirusa PFV-1 (primate foamy virus type 1) niezbędnych mu do replikacji skutecznie ją hamuje [44]. Niestety w toku ewolucji wie­le wirusów wykształciło mechanizmy chroniące je przed działaniem interferujących RNA gospodarza [25] (np. przez wytwarzanie białek zaburzających funkcję czynników zaan­gażowanych w dojrzewanie miRNA), bądź wręcz zaczęło wykorzystywać je na swoją korzyść (np. wirus HCV, wy­korzystując interakcje z miR-122 propaguje swoją repli­kację [35]). Ponadto wirusy wytwarzają własne miRNA, które są istotnym czynnikiem umożliwiającym im unik­nięcie odpowiedzi immunologicznej organizmu. Na przy­kład ludzki wirus cytomegalii (HCMV) wytwarza cząstkę miR-UL112, która zmniejsza ekspresję liganda (MICB) re­ceptora aktywującego komórkę NK (NKG2D), co pozwa­la na uniknięcie eliminacji komórek zainfekowanych CMV przez komórki NK [69].

7. Potencjalne zastosowanie terapeutyczne

Opisana wyżej fizjologiczna rola miRNA w regulacji eks­presji genów to jednak nie jedyny sposób ujawniania re­gulacyjnego działania RNA. Zjawisko to szeroko wyko­rzystywane jest jako narzędzie badawcze, umożliwiające poznanie funkcji genów. Określenie sekwencji genu po­zwala na skonstruowanie komplementarnego do niego odcinka siRNA, a interakcja tych cząstek prowadzi do wy­łączenia działania genu, co ma określone i możliwe do za­obserwowania skutki. W znacznej mierze przyczyniło się to do poszerzenia stanu wiedzy m.in. na temat funkcjono­wania układu immunologicznego, zarówno jego kompo­nentu wrodzonego jak i swoistego (szczegółowy przegląd odkryć w tej dziedzinie por. [50]).

7.1. Terapeutyczne wykorzystanie srRNA

RNAi może mieć potencjalnie nieograniczone zastoso­wanie w terapii, zarówno chorób metabolicznych, gene­tycznych, infekcyjnych (w tym wirusowych), jak i aler­gicznych, autoimmunizacyjnych oraz nowotworowych. Wymaga to jednak m.in. polepszenia własności farma­kodynamicznych RNA i zmniejszenia działań niepożąda­nych jego podania [8,40].

7.2. Ograniczenia metodyczne

7.2.1. Stabilność i selektywne dostarczenie

RNA jest wyjątkowo niestabilny w płynach ustrojowych, podatny na degradację przez wszechobecne rybonukleazy i fagocytozę w układzie RES, podlega filtracji i wydalaniu przez nerki. Znaczny problem stanowi ponadto efektywne dostarczenie siRNA do komórki docelowej. Zarówno roz­miar jak i ujemny ładunek tej cząstki stanowią przeszko­dę w pokonywaniu błony komórkowej. Kolejne wyzwanie stawia konieczność działania RNAi w ściśle określonych komórkach. Ważny jest też odpowiednio długi czas zaha­mowania ekspresji genu. Do tej pory zaproponowano wie­le rozwiązań, od bezpośredniego dostarczenia siRNA do komórki, przez propozycje upakowania tego RNA w na­nocząstki przypominające liposomy, po dalsze chemicz­ne i biologiczne modyfikacje, a w końcu użycie wektorów wirusowych [13]. Podejmowane próby chemicznych mo­dyfikacji siRNA [40] mają na celu głównie zwiększenie jego stabilności, odporności na działanie rybonukleaz (np. przez wprowadzenie podstawień fosforotiolowych lub syn­tetycznych analogów kwasów nukleinowych, LNA – loc­ked nucleic acids), ale również ułatwienie przechodzenia przez błony komórkowe (dodanie grup lipofilowych, np. kwasów litocholowych, pochodnych cholesterolu [49]), bądź też umożliwienie obserwacji ich dystrybucji w komór­ce (wyznakowanie markerami fluorescencyjnymi). Należy oczywiście pamiętać, że wprowadzane modyfikacje nie mogą wpływać na aktywność supresyjną danego siRNA. Jednym z pryncypiów jest zachowanie fosforylacji grupy hydroksylowej na końcu 5′ guide strand, co jest niezbęd­ne do wejścia siRNA na szlak RNAi [51]. Wektory wiru­sowe stosuje się wtedy, gdy istotne jest utrzymanie efektu wyciszenia danego genu, np. w chorobach metabolicznych bądź przewlekłych infekcjach. Obecnie stosuje się trzy ich typy: wektory retrowirusowe, adenowirusowe i wirusy ade­nosatelitarne [40]. Geny kodujące strukturę spinkową siR­NA, po uprzednim ich zaopatrzeniu w odpowiednie promo­tory, wprowadzane są do odpowiednio zmodyfikowanych genetycznie, niepatogennych cząstek wirusów i za ich po­średnictwem wprowadzane do komórki. Takie rozwiązanie oprócz zalet ma też oczywiście wady, wśród nich poten­cjalną immunogenność, stymulowanie mutacji w genomie wirusa przez wprowadzenie do niego obcych genów, czy cytotoksyczność [8].

7.2.2. Działania niepożądane

Oprócz problemów z samym dostarczeniem interferujące­go RNA, należy stawić czoła interferencji – zarówno gu­ide jak i passenger strand – z genami innymi niż docelowy (tzw. off-target effects). Jest to skutkiem wysokiej komple­mentarności seed region siRNA do fragmentów 3′ mRNA różnych genów (zjawisko plejotropizmu, por. 3.1). Zjawisku temu zapobiegać można wprowadzając chemicznie zmo­dyfikowane rybonukleotydy do siRNA. Jak już wspomnia­no, manipulacje te nie mogą znosić jego aktywności regu­lacyjnej, stąd też łatwiej jest znieść efekty off-target nici sensownej, która nie odpowiada za właściwe działanie siRNA. W przypadku nici antysensownej rozwiązaniem może być metylacja rybozy drugiego nukleotydu, co wy­starcza do zapobieżenia nieoczekiwanej interferencji i po­zostaje bez wpływu na zamierzone działanie siRNA [31].

7.2.3. Interferencja ze szlakami fizjologicznymi

Dodatkowo wprowadzone do komórki sztuczne interferują­ce RNA może zakłócać działanie fizjologicznych miRNA. Tor RNAi, jak każdy inny szlak metaboliczny czy regula­cyjny, charakteryzuje wysycalność. siRNA współzawod­niczy z miRNA o wiązanie do eksportyny 5 oraz do RNP [9]. Ma to poważne implikacje; wywołuje zaburzenie fi­zjologicznej regulacji ekspresji genów, a także może do­prowadzić do śmierci organizmu [24].

7.2.4. Stymulacja odpowiedzi interferonowej

Początkowo zakładano, że tylko dwuniciowe RNA (dsR­NA) o długości powyżej 30 nukleotydów może poprzez re­ceptory TLR pobudzać odpowiedź interferonową komórki. Udowodniono jednak, że siRNA stymuluje reakcję immuno­logiczną za pośrednictwem kinazy białkowej R [67], a praw­dopodobnie także po rozpoznaniu przez TLR-3 i TLR-7. Trzeba zaznaczyć, że rozpoznaniu przez TLR podlegają siRNA zawierające określone motywy, co umożliwia od­powiednie ich projektowanie, by nie pobudzić odpowiedzi interferonowej. Wykazano, że 2′-O-metylacja sensownej nici siRNA wystarcza do uniknięcia tego efektu, nie zno­sząc przy tym supresyjnej aktywności danego RNA [63].

7.3. Próby kliniczne

Pomimo tych nie do końca jeszcze pokonanych trudno­ści, w znacznym tempie rośnie liczba projektów zmierza­jących do terapeutycznego wykorzystania RNAi, spośród których kilkanaście znajduje się na etapie testów klinicz­nych [29,40].

Najbardziej zaawansowane (III faza badań klinicznych) są prace nad wykorzystaniem siRNA w leczeniu zwyrodnie­nia plamki żółtej (AMD). W chorobie tej dochodzi do prze­rostu naczyń krwionośnych za siatkówką, co prowadzi do utraty wzroku. Czynnikami ułatwiającymi wykorzystanie RNAi w przypadku chorób gałki ocznej są ograniczona prze­strzeń oka, mała aktywność nukleaz oraz możliwość bez­pośredniego dostarczenia terapeutyku do ciałka szklistego. Celem jest zablokowanie genu czynnika wzrostu śródbłon­ka naczyniowego – VEGF, co powinno zahamować angio­genezę. Inną strategią leczenia tej choroby jest chemicznie zmodyfikowany siRNA, blokujący ekspresję genu receptora VEGF (II faza testów klinicznych). Jednakże oparty na RNAi mechanizm działania ww siRNA został poddany w wątpli­wość [40]. Uważa się, że ich efekty nie są spowodowane interferencją RNA, ale prawdopodobnie nieswoistą akty­wacją TLR-3 przez RNA, prowadzącą do indukcji IFN-γ i IL-12, co skutkuje zmniejszeniem ekspresji VEGF [38].

Duże nadzieje pokłada się także w możliwości wykorzysta­nia siRNA w terapii chorób wirusowych (por. 6.4). W kręgu zainteresowań badaczy pozostają m.in. infekcje wirusami RSV, HIV-1, HBV, HCV, SARS-koronawirus, czy wirusa­mi grypy i polio [40]. Ze względu na unikanie przez wirusy odpowiedzi immunologicznej organizmu, w tym również RNAi, należy wykorzystywać siRNA skierowane przeciw białkom niezbędnym wirusom (np. cis-acting replication element – CRE), których mutacja byłaby dla wirusa zgub­na. Można również stosować RNA blokujące białka go­spodarza potrzebne wirusowi. W drugiej fazie badań kli­nicznych znajduje się siRNA skierowany przeciw genowi białka nukleokapsydu RSV, niezbędnego wirusowi do re­plikacji. Łatwość donosowego, selektywnego dla układu oddechowego podania siRNA przy braku działań niepo­żądanych [14] oraz aktywność antywirusowa (II faza ba­dań) sugerują zasadność tego rozwiązania.

W terapii nowotworów wskazuje się na kilka poten­cjalnych punktów działania RNAi [40]. Odpowiednio zaprojektowane siRNA mogą wyciszać onkogeny (za­hamowanie proliferacji komórek nowotworowych), geny odpowiedzialne za angiogenezę i przerzutowanie czy za oporność wielolekową MDR (zwiększenie podatności na chemioterapię). W badaniach klinicznych testowany jest siRNA przeciw antygenowi glejaka wielopostaciowego, tenascin-C. Zastosowanie tego RNA zapobiegało wzno­wie po operacyjnym usunięciu guza u chorych z tym no­wotworem [92].

Innym podejściem jest supresja fizjologicznych miRNA. Na przykład blokada miR-122, zaangażowanego w repli­kację HCV w wątrobie za pomocą anty-miRNA (w postaci LNA), stanowi nową możliwość terapii infekcji tym wiru­sem [8]. Co ciekawe, miR-122 wpływa również na stęże­nie cholesterolu w surowicy i potencjalnie jego supresja może obniżać hipercholesterolemię. Ta wielokierunkowość działania regulacyjnych RNA skłania jednakże do rozważ­nego ich stosowania.

Opisane w pracy mechanizmy regulacyjne wykorzystujące krótkie odcinki RNA stanowią coraz częściej zauważany element kontroli funkcjonowania układu immunologiczne­go. Poznanie mechanizmów rządzących interferencją RNA oraz możliwością przekazywania rybonukleinowych sygna­łów regulacyjnych między komórkami jest istotne zarów­no z naukowej, jak i klinicznej perspektywy.

PIŚMIENNICTWO

[1] Baj-Krzyworzeka M., Szatanek R., Weglarczyk K., Baran J., Zembala M.: Tumour-derived microvesicles modulate biological activity of human monocytes. Immunol. Lett., 2007; 113: 76-82
[PubMed]  

[2] Baltimore D., Boldin M.P., O’Connell R.M., Rao D.S., Taganov K.D: MicroRNAs: new regulators of immune cell development and function. Nat. Immunol., 2008; 9: 839-845
[PubMed]  

[3] Belting M., Wittrup A.: Nanotubes, exosomes, and nucleic acid-binding peptides provide novel mechanisms of intercellular communication in eukaryotic cells: implications in health and disease. J. Cell Biol., 2008; 183: 1187-1191
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Bohnsack M.T., Czaplinski K., Gorlich D.: Exportin 5 is a RanGTP-dependent dsRNA-binding protein that mediates nuclear export of pre-miRNAs. RNA, 2004; 10: 185-191
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Bryniarski K., Ptak M., Sikora E., Szczepanik M., Guerrier-Takada C., Altman S., Askenase P.W., Ptak W.: Role of low molecular weight RNA in contact sensitivity response. Proceedings of the 2nd European Congress of Immunology, Berlin Sept. 2009; 183-186

[6] Bryniarski K., Ptak M., Szczepanik M., Askenase P.W., Ptak W.: Role of low molecular weight RNA in contact sensitivity response – preliminary results. Centr. Eur. J. Immunol., 2005; 30 (Suppl. 1): 6

[7] Bryniarski K., Ptak M., Szczepanik M., Guerrier-Takada C., Altman S., Askenase P.W., Ptak W.: Role of low molecular weight RNA in suppression of contact sensitivity response. Eur. J. Immunol., 2009; 39 (Suppl. 1), S436

[8] Castanotto D., Rossi J.J.: The promises and pitfalls of RNA-interference-based therapeutics. Nature, 2009; 457: 426-433
[PubMed]  

[9] Castanotto D., Sakurai K., Lingeman R., Li H., Shively L., Aagaard L., Soifer H., Gatignol A., Riggs A., Rossi J.J.: Combinatorial delivery of small interfering RNAs reduces RNAi efficacy by selective incorporation into RISC. Nucleic Acids Res., 2007; 35: 5154-5164
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Chen C.Z., Li L., Lodish H.F., Bartel D.P.: MicroRNAs modulate hematopoietic lineage differentiation. Science, 2004; 303: 83-86
[PubMed]  

[11] Clemens J.C.,Worby C.A., Simonson-Leff N., Muda M., Maehama T., Hemmings B.A., Dixon J.E.: Use of double-stranded RNA interference in Drosophila cell lines to dissect signal transduction pathways. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000; 97: 6499-6503
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Davidson-Moncada J., Papavasiliou F.N., Tam W.: MicroRNAs of the immune system: roles in inflammation and cancer. Ann. NY Acad. Sci., 2010; 1183: 183-194
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] de Fougerolles A.R.: Delivery vehicles for small interfering RNA in vivo. Hum. Gene Ther., 2008; 19:125-132
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[14] DeVincenzo J., Cehelsky J.E., Alvarez R., Elbashir S., Harborth J., Toudjarska I., Nechev L., Murugaiah V., Van Vliet A., Vaishnaw A.K., Meyers R.: Evaluation of the safety, tolerability and pharmacokinetics of ALN-RSV01, a novel RNAi antiviral therapeutic directed against respiratory syncytial virus (RSV). Antiviral Res., 2008; 77; 225-231
[PubMed]  

[15] Djuranovic S., Nahvi A., Green R.: A parsimonious model for gene regulation by miRNAs. Science, 2011; 331: 550-553
[PubMed]  

[16] Dressler D., Rosenfeld S.: On the chemical nature of transfer factor. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1974; 71: 4429-4434
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[17] Eis P.S., Tam W., Sun L., Chadburn A., Li Z., Gomez M.F., Lund E., Dahlberg J.E.: Accumulation of miR-155 and BIC RNA in human B cell lymphomas. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 3627-3632
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Farazi T.A., Juranek S.A., Tuschl T.: The growing catalog of small RNAs and their association with distinct Argonaute/Piwi family members. Development, 2008; 135: 1201-1214
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Fontana L., Pelosi E., Greco P., Racanicchi S., Testa U., Liuzzi F., Croce C.M., Brunetti E., Grignani F., Peschle C.: MicroRNAs 17-5p-20a-106a control monocytopoiesis through AML1 targeting and M-CSF receptor upregulation. Nat. Cell Biol., 2007; 9: 775-787
[PubMed]  

[20] Fudenberg H.H., Fudenberg H.H.: Transfer factor: past, present and future. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol., 1989; 29: 475-516
[PubMed]  

[21] Ghildiyal M., Xu J., Seitz H., Weng Z., Zamore P.D.: Sorting of Drosophila small silencing RNAs partitions microRNA* strands into the RNA interference pathway. RNA, 2010; 16: 43-56
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Ghildiyal M., Zamore P.D.: Small silencing RNAs: an expanding universe. Nat. Rev. Genet., 2009; 10: 94-108
[PubMed]  

[23] Griffiths-Jones S., Grocock R.J., van Dongen S., Bateman A., Enright A.J: miRBase: microRNA sequences, targets and gene nomenclature. Nucleic Acids Res., 2006; 34 (Database issue): D140-D144
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Grimm D., Streetz K.L., Jopling C.L., Storm T.A., Pandey K., Davis C.R., Marion P., Salazar F., Kay M.A.: Fatality in mice due to oversaturation of cellular microRNA/short hairpin RNA pathways. Nature, 2006; 441: 537-541
[PubMed]  

[25] Haasnoot J., de Vries W., Geutjes E.J., Prins M., de Haan P., Berkhout B.: The Ebola virus VP35 protein is a suppressor of RNA silencing. PLoS Pathog., 2007; 3: e86
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Hall T.M.: Structure and function of argonaute proteins. Structure, 2005; 13: 1403-1408
[PubMed]  

[27] Haussecker D., Huang Y., Lau A., Parameswaran P., Fire A.Z., Kay M.A.: Human tRNA-derived small RNAs in the global regulation of RNA silencing. RNA, 2010; 16: 673-695
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] He L., Thomson J.M., Hemann M.T., Hernando-Monge E., Mu D., Goodson S., Powers S., Cordon-Cardo C., Lowe S.W., Hannon G.J., Hammond S.M.: A microRNA polycistron as a potential human oncogene. Nature, 2005; 435: 828-833
[PubMed]  

[29] Higuchi Y., Kawakami S., Hashida M.: Strategies for in vivo delivery of siRNAs: recent progress. BioDrugs, 2010; 24: 195-205
[PubMed]  

[30] Hunter M.P., Ismail N., Zhang X., Aguda B.D., Lee E.J., Yu L., Xiao T., Schafer J., Lee M.L., Schmittgen T.D., Nana-Sinkam S.P., Jarjoura D., Marsh CB.: Detection of microRNA expression in human peripheral blood microvesicles. PLoS One, 2008; 3: e3694
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Jackson A.L., Burchard J., Leake D., Reynolds A., Schelter J., Guo J., Johnson J.M., Lim L., Karpilow J., Nichols K., Marshall W., Khvorova A., Linsley P.S.: Position-specific chemical modification of siRNAs reduces “off-target” transcript silencing. RNA, 2006; 12: 1197-1205
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[32] Jeter W.S., Tremaine M.M., Seebohm P.M.: Passive transfer of delayed hypersensitivity to 2,4-dinitrochlorobenzene in guinea pigs with leukocytic extracts. Proc. Soc. Exp. Biol. Med., 1954; 86: 251-253
[PubMed]  

[33] Jing Q., Huang S., Guth S., Zarubin T., Motoyama A., Chen J., Di Padova F., Lin S.C., Gram H., Han J.: Involvement of microRNA in AU-rich element-mediated mRNA instability. Cell, 2005; 120: 623-634
[PubMed]  

[34] Johnnidis J.B., Harris M.H., Wheeler R.T., Stehling-Sun S., Lam M.H., Kirak O., Brummelkamp T.R., Fleming M.D., Camargo F.D.: Regulation of progenitor cell proliferation and granulocyte function by microRNA-223. Nature, 2008; 451: 1125-1129
[PubMed]  

[35] Jopling C.L., Yi M., Lancaster A.M., Lemon S.M., Sarnow P.: Modulation of hepatitis C virus RNA abundance by a liver-specific MicroRNA. Science, 2005; 309: 1577-1581
[PubMed]  

[36] Kim D.H., Saetrom P., Snove O.Jr., Rossi J.J.: MicroRNA-directed transcriptional gene silencing in mammalian cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 16230-16235
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Kim V.N.: MicroRNA biogenesis: coordinated cropping and dicing. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2005; 6: 376-385
[PubMed]  

[38] Kleinman M.E., Yamada K., Takeda A., Chandrasekaran V., Nozaki M., Baffi J.Z., Albuquerque R.J., Yamasaki S., Itaya M., Pan Y., Appukuttan B., Gibbs D., Yang Z., Karikó K., Ambati B.K., Wilgus T.A., DiPietro L.A., Sakurai E., Zhang K., Smith J.R., Taylor E.W., Ambati J.: Sequence- and target-independent angiogenesis suppression by siRNA via TLR-3. Nature, 2008; 452: 591-597
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Koralov S.B., Muljo S.A., Galler G.R., Krek A., Chakraborty T., Kanellopoulou C., Jensen K., Cobb B.S., Merkenschlager M., Rajewsky N., Rajewsky K.: Dicer ablation affects antibody diversity and cell survival in the B lymphocyte lineage. Cell, 2008; 132: 860-874
[PubMed]  

[40] Kurreck J.: RNA interference: from basic research to therapeutic applications. Angew. Chem. Int. Ed. Engl., 2009; 48: 1378-1398
[PubMed]  

[41] Lawrence H.S.: The transfer of generalized cutaneous hypersensitivity of the delayed tuberculin type in man by means of constituents of disrupted leukocytes. J. Clin. Invest., 1954; 33; 951-952

[42] Lawrence H.S.: The transfer of hypersensitivity of the delayed type in man. Cellular and humoral aspects of hypersensitivity states. Red.: H.S. Lawrence (Paul B. Hoebner, Inc., New York), 1959: 279-319

[43] Lawrence H.S., Al-Askari S., David J., Franklin E., Zweiman B.: Transfer of immunological information in humans with dialysates of leukocyte extracts. Trans. Ass. Amer. Physicians, 1963; 76: 84-89

[44] Lecellier C.H., Dunoyer P., Arar K., Lehmann-Che J., Eyquem S., Himber C., Saib A., Voinnet O.: A cellular microRNA mediates antiviral defense in human cells. Science, 2005; 308: 557-560
[PubMed]  

[45] Lewis B.P., Burge C.B., Bartel D.P.: Conserved seed pairing, often flanked by adenosines, indicates that thousands of human genes are microRNA targets. Cell, 2005; 120: 15-20
[PubMed]  

[46] Li Q.J. Chau J., Ebert P.J., Sylvester G., Min H., Liu G., Braich R., Manoharan M., Soutschek J., Skare P., Klein L.O., Davis M.M., Chen C.Z.: miR-181a is an intrinsic modulator of T cell sensitivity and selection. Cell, 2007; 129: 147-161
[PubMed]  

[47] Lindsay M.A.: microRNAs and the immune response. Trends Immunol., 2008; 29: 343-351
[PubMed]  

[48] Liu J., Carmell M.A., Rivas F.V., Marsden C.G., Thomson J.M., Song J.J., Hammond S.M., Joshua-Tor L., Hannon G.J.: Argonaute2 is the catalytic engine of mammalian RNAi. Science, 2004; 305: 1437-1441
[PubMed]  

[49] Lorenz C., Hadwiger P., John M., Vornlocher H.P., Unverzagt C.: Steroid and lipid conjugates of siRNAs to enhance cellular uptake and gene silencing in liver cells. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2004; 14: 4975-4977
[PubMed]  

[50] Mao C.P., Lin Y.Y., Hung C.F., Wu T.C.: Immunological research using RNA interference technology. Immunology, 2007; 121: 295-307
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Martinez J., Patkaniowska A., Urlaub H., Lührmann R., Tuschl T.: Single-stranded antisense siRNAs guide target RNA cleavage in RNAi. Cell, 2002; 110: 563-574
[PubMed]  

[52] Meister G., Tuschl T.: Mechanisms of gene silencing by double-stranded RNA. Nature, 2004; 431: 343-349
[PubMed]  

[53] miRBase Release 17. http://www.mirbase.org (28.04.2011)
http://www.mirbase.org/blog/2011/04/mirbase-17-released/

[54] O’Connell R.M., Rao D.S., Chaudhuri A.A., Baltimore D.: Physiological and pathological roles for microRNAs in the immune system. Nat. Rev. Immunol., 2010; 10: 111-122
[PubMed]  

[55] O’Connell R.M., Rao D.S., Chaudhuri A.A., Boldin M.P., Taganov K.D., Nicoll J., Paquette R.L., Baltimore D.: Sustained expression of microRNA-155 in hematopoietic stem cells causes a myeloproliferative disorder. J. Exp. Med., 2008; 205: 585-594
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Okamura K., Hagen J.W., Duan H., Tyler D.M., Lai E.C.: The mirtron pathway generates microRNA-class regulatory RNAs in Drosophila. Cell, 2007; 130, 89-100
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[57] Ota A., Tagawa H., Karnan S., Tsuzuki S., Karpas A., Kira S., Yoshida Y., Seto M.: Identification and characterization of a novel gene, C13orf25, as a target for 13q31-q32 amplification in malignant lymphoma. Cancer Res., 2004; 64: 3087-3095
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[58] Paddison P.J., Vogt P.K.: RNA interference. Springer-Verlag Berlin Heidelberg, 2008; 216-220

[59] Palomares O., Yaman G., Azkur A.K., Akkoc T., Akdis M., Akdis C.A.: Role of Treg in immune regulation of allergic diseases. Eur. J. Immunol., 2010; 40:1232-1240
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[60] Perry M.M., Moschos S.A., Williams A.E., Shepherd N.J., Larner-Svensson H.M., Lindsay M.A.: Rapid changes in microRNA-146a expression negatively regulate the IL-1β-induced inflammatory response in human lung alveolar epithelial cells. J. Immunol., 2008; 180: 5689-5698
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] Ptak W., Rosenstein R.W., Gershon R.K.: Interactions between molecules (subfactors) released by different T cell sets that yield a complete factor with biological (suppressive) activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1982; 79: 2375-2378
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[62] Ratajczak J., Miekus K., Kucia M., Zhang J., Reca R., Dvorak P., Ratajczak M.Z.: Embryonic stem cell-derived microvesicles reprogram hematopoietic progenitors: evidence for horizontal transfer of mRNA and protein delivery. Leukemia, 2006; 20: 847-856
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[63] Robbins M., Judge A., Liang L., McClintock K., Yaworski E., MacLachlan I.: 2′-O-methyl-modified RNAs act as TLR7 antagonists. Mol. Ther., 2007; 15: 1663-1669
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[64] Rodriguez A., Vigorito E., Clare S., Warren M.V., Couttet P., Soond D.R., van Dongen S., Grocock R.J., Das P.P., Miska E.A., Vetrie D., Okkenhaug K., Enright A.J., Dougan G., Turner M., Bradley A.: Requirement of bic/microRNA-155 for normal immune function. Science, 2007; 316: 608-611
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[65] Rosenfeld S., Dressler D.: Transfer factor: a subcellular component that transmits information for specific immune responses. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1974; 71: 2473-2477
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[66] Silverstein A.M.: A history of immunology. Academic Press, Inc., 1989, 140-141

[67] Sledz C.A., Holko M., de Veer M.J., Silverman R.H., Williams B.R.: Activation of the interferon system by short-interfering RNAs. Nat. Cell Biol., 2003; 5: 834-839
[PubMed]  

[68] Song J.J., Smith S.K., Hannon G.J., Joshua-Tor L.: Crystal structure of Argonaute and its implications for RISC slicer activity. Science, 2004; 305: 1434-1437
[PubMed]  

[69] Stern-Ginossar N., Elefant N., Zimmermann A., Wolf D.G., Saleh N., Biton M., Horwitz E., Prokocimer Z., Prichard M., Hahn G., Goldman-Wohl D., Greenfield C., Yagel S., Hengel H., Altuvia Y., Margalit H., Mandelboim O.: Host immune system gene targeting by a viral miRNA. Science, 2007; 317: 376-381
[PubMed]  

[70] Su H., Trombly M.I., Chen J., Wang X.: Essential and overlapping functions for mammalian Argonautes in microRNA silencing. Genes Dev., 2009; 23: 304-317
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[71] Szczepanik M., Akahira-Azuma M., Bryniarski K., Tsuji R.F., Kawikova I., Ptak W., Kiener C., Campos R.A., Askenase P.W.: B-1 B cells mediate required early T cell recruitment to elicit protein-induced delayed-type hypersensitivity. J. Immunol., 2003; 171: 6225-6235
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[72] Taganov K.D., Boldin M.P., Baltimore D.: MicroRNAs and immunity: tiny players in a big field. Immunity, 2007; 26: 133-137
[PubMed]  

[73] Thai T.H., Calado D.P., Casola S., Ansel K.M., Xiao C., Xue Y., Murphy A., Frendewey D., Valenzuela D., Kutok J.L., Schmidt-Supprian M., Rajewsky N., Yancopoulos G., Rao A., Rajewsky K.: Regulation of germinal center response by microRNA-155. Science, 2007; 316: 604-608
[PubMed]  

[74] Tili E., Michaille J.J., Cimino A., Costinean S., Dumitru C.D., Adair B., Fabbri M., Alder H., Liu C.G., Calin G.A., Croce C.M.: Modulation of miR-155 and miR-125b levels following lipopolysaccharide/TNF-α stimulation and their possible roles in regulating the response to endotoxin shock. J. Immunol., 2007; 179: 5082-5089
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[75] Tolia N.H., Joshua-Tor L.: Slicer and the Argonautes. Nat. Chem. Biol., 2007; 3: 36-43
[PubMed]  

[76] Tsai Y.G., Yang K.D., Niu D.M., Chien J.W., Lin C.Y.: TLR2 agonists enhance CD8⁺Foxp3⁺ regulatory T cells and suppress Th2 immune responses during allergen immunotherapy. J. Immunol., 2010; 184: 7229-7237
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[77] Valadi H., Ekström K., Bossios A., Sjöstrand M., Lee J.J., Lötvall J.O.: Exosome-mediated transfer of mRNAs and microRNAs is a novel mechanism of genetic exchange between cells. Nat. Cell Biol., 2007; 9: 654-659
[PubMed]  

[78] Vasudevan S., Tong Y., Steitz J.A.: Switching from repression to activation: microRNAs can up-regulate translation. Science, 2007; 318: 1931-1934
[PubMed]  

[79] Ventura A., Young A.G., Winslow M.M., Lintault L., Meissner A., Erkeland S.J., Newman J., Bronson R.T., Crowley D., Stone J.R., Jaenisch R., Sharp P.A., Jacks T.: Targeted deletion reveals essential and overlapping functions of the miR-17 through 92 family of miRNA clusters. Cell, 2008; 132: 875-886
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[80] Vigorito E., Perks K.L., Abreu-Goodger C., Bunting S., Xiang Z., Kohlhaas S., Das P.P., Miska E.A., Rodriguez A., Bradley A., Smith K.G., Rada C., Enright A.J., Toellner K.M., Maclennan I.C., Turner M.: microRNA-155 regulates the generation of immunoglobulin class-switched plasma cells. Immunity, 2007; 27: 847-859
[PubMed]  

[81] Watanabe T., Totoki Y., Toyoda A., Kaneda M., Kuramochi-Miyagawa S., Obata Y., Chiba H., Kohara Y., Kono T., Nakano T., Surani M.A., Sakaki Y., Sasaki H.: Endogenous siRNAs from naturally formed dsRNAs regulate transcripts in mouse oocytes. Nature, 2008; 453: 539-543
[PubMed]  

[82] Winston W.M., Molodowitch C., Hunter C.P.: Systemic RNAi in C. elegans requires the putative transmembrane protein SID-1. Science, 2002; 295: 2456-2459
[PubMed]  

[83] Xiao C., Calado D.P., Galler G., Thai T.H., Patterson H.C., Wang J., Rajewsky N., Bender T.P., Rajewsky K.: MiR-150 controls B cell differentiation by targeting the transcription factor c-Myb. Cell, 2007; 131: 146-159
[PubMed]  

[84] Xiao C., Rajewsky K.: MicroRNA control in the immune system: basic principles. Cell, 2009; 136: 26-36
[PubMed]  

[85] Xiao C., Srinivasan L., Calado D.P., Patterson H.C., Zhang B., Wang J., Henderson J.M., Kutok J.L., Rajewsky K.: Lymphoproliferative disease and autoimmunity in mice with increased miR-17-92 expression in lymphocytes. Nat. Immunol., 2008; 9: 405-414
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[86] Yi R., Qin Y., Macara I.G., Cullen B.R.: Exportin-5 mediates the nuclear export of pre-microRNAs and short hairpin RNAs. Genes Dev., 2003; 17: 3011-3016
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[87] Yuan A., Farber E.L., Rapoport A.L., Tejada D., Deniskin R., Akhmedov N.B., Farber D.B.: Transfer of microRNAs by embryonic stem cell microvesicles. PLoS One, 2009; 4: e4722
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[88] Zhang Y., Liu D., Chen X., Li J., Li L., Bian Z., Sun F., Lu J., Yin Y., Cai X., Sun Q., Wang K., Ba Y., Wang Q., Wang D., Yang J., Liu P., Xu T., Yan Q., Zhang J., Zen K., Zhang C.Y.: Secreted monocytic miR-150 enhances targeted endothelial cell migration. Mol. Cell, 2010; 39, 133-144
[PubMed]  

[89] Zhou B., Wang S., Mayr C., Bartel D.P., Lodish H.F.: miR-150, a microRNA expressed in mature B and T cells, blocks early B cell development when expressed prematurely. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 7080-7085
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[90] Zhou H., Huang X., Cui H., Luo X., Tang Y., Chen S., Wu L., Shen N.: miR-155 and its star-form partner miR-155* cooperatively regulate type I interferon production by human plasmacytoid dendritic cells. Blood, 2010; 116: 5885-5894
[PubMed]  

[91] Zhou X., Jeker L.T., Fife B.T., Zhu S., Anderson M.S., McManus M.T., Bluestone J.A.: Selective miRNA disruption in T reg cells leads to uncontrolled autoimmunity. J. Exp. Med., 2008; 205: 1983-1991
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[92] Zukiel R., Nowak S., Wyszko E., Rolle K., Gawronska I., Barciszewska M.Z., Barciszewski J.: Suppression of human brain tumor with interference RNA specific for tenascin-C. Cancer Biol. Ther., 2006; 5: 1002-1007
[PubMed]  [Full Text PDF]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text