Streszczenie

Tiamina (wit. B₁) od ponad 70 lat cieszy się niesłabnącym zainteresowaniem biologów, bioche­mików i lekarzy ze względu na swój udział w głównych procesach biochemicznych i fizjologicz­nych. Cząsteczka tiaminy składa się z pierścienia pirymidynowego i tiazolowego połączonych mostkiem metylenowym. Jest ona syntetyzowana w komórkach mikroorganizmów, grzybów i ro­ślin, natomiast zwierzęta i ludzie muszą pobierać ją z pożywieniem. W komórkach tiamina wy­stępuje w postaci wolnej oraz estrów fosforanowych (mono-, piro- i trifosforanu), a także – co niedawno stwierdzono – w postaci adenozynotrifosfotiaminy. Pirofosforan tiaminy jest koenzy­mem ponad 20 scharakteryzowanych enzymów związanych z różnymi szlakami metaboliczny­mi (udział w przemianach katabolicznych prowadzących do syntezy ATP, biosynteza pentoz nie­zbędnych do budowy nukleotydów, metabolizm aminokwasów i innych związków organicznych). Badania ostatnich lat dowodzą również niekoenzymatycznej funkcji pochodnych tiaminy w re­gulacji ekspresji genów (ryboprzełączniki u mikroorganizmów i roślin), reakcjach stresowych, transdukcji sygnałów nerwowych, a także w nieznanych dotąd szlakach transdukcji odbierają­cych bodźce związane z niekorzystnymi warunkami środowiska. Niedobory tiaminy są kojarzo­ne z wieloma stanami patologicznymi, takimi jak beri-beri, choroba Parkinsona, Alzheimera, Wernickego-Korsakowa, a także innymi patologiami układu nerwowego i krwionośnego. Dlatego witamina ta jest stosowana jako lek wspomagający w tych przypadkach. Rosnące zainteresowa­nie wzbudza uzyskiwanie coraz to nowych syntetycznych analogów tiaminy i możliwości ich wy­korzystania jako antybiotyków, cytostatyków, herbicydów, czy też farmaceutyków łagodzących stan deficytu tej witaminy. W pracy przedstawiamy aktualny stan wiedzy dotyczący tiaminy i jej naturalnych, a także syntetycznych pochodnych, wskazując na udział tych związków w regulacji metabolizmu komórek przez ich funkcję koenzymatyczną i niekoenzymatyczną.

Słowa kluczowe:biosynteza i transport tiaminy • monofosforan tiaminy • pirofosforan tiaminy • trifosforan tiaminy • adenozynotrifosfotiamina • antywitaminy • funkcja koenzymatyczna i niekoenzymatyczna

Summary

For over 70 years thiamine (vitamin B1) has aroused the interest of biologists, biochemists and medical doctors because of its multilateral participation in key biochemical and physiological processes. The thiamine molecule is composed of pyrimidine and thiazole rings which are lin­ked by a methylene bridge. It is synthesized by microorganisms, fungi and plants, whereas ani­mals and humans have to obtain it from food. There are several known forms of vitamin B1 in­side cells: free thiamine, three phosphate esters (mono-, di-, and triphosphate), and the recently found adenosine thiamine triphosphate. Thiamine has a dual, coenzymatic and non-coenzymatic role. First of all, it is a precursor of thiamin diphosphate, which is a coenzyme for over 20 cha­racterized enzymes which are involved in cell bioenergetic processes leading to the synthesis of ATP. Moreover, these enzymes take part in the biosynthesis of pentose (required for the synthe­sis of nucleotides), amino acids and other organic compounds of cell metabolism. On the other hand, recent discoveries show the non-coenzymatic role of thiamine derivatives in the process of regulation of gene expression (riboswitches in microorganisms and plants), the stress response, and perhaps so far unknown signal transduction pathways associated with adverse environmen­tal conditions, or transduction of nerve signals with participation of thiamine triphosphate and adenosine thiamine triphosphate. From the clinical point of view thiamine deficiency is related to beri-beri, Parkinson disease, Alzheimer disease, Wernicke-Korsakoff syndrome and other pa­thologies of the nervous system, and it is successfully applied in medical practice. On the other hand, identifying new synthetic analogues of thiamine which could be used as cytostatics, her­bicides or agents preventing deficiency of vitamin B1 is currently the major goal of the research. In this paper we present the current state of knowledge of thiamine and its derivatives, indicating the participation of these compounds in the regulation of cell metabolism at both the coenzyma­tic and non-coenzymatic level.

Key words:biosynthesis and transport of thiamine • thiamine phosphate • antivitamins • coenzymatic and non-coenzymatic role

1. Wprowadzenie

Odkrycie witamin, w tym tiaminy (ryc. 1A) stanowiło istot­ny etap rozwoju medycyny. Wiązało się z poszukiwaniem substancji biologicznie czynnych, zapobiegających różnym stanom chorobowym. Zidentyfikowanie czynnika, którego niedobór prowadził do zapalenia wielonerwowgo (polyneu­ritis), przejawiającego się objawami klinicznymi typowy­mi dla choroby beri-beri, przyczyniło się do wyodrębnie­nia, ustalenia budowy chemicznej i opracowania metod syntezy in vitro witaminy B₁, czyli tiaminy.

Ryc. 1. Budowa chemiczna tiaminy, chlorowodorku chlorku tiaminy i jonu obojnaczego pirofosforanu tiaminy; A – tiamina, kolor czerwony – pierścień pirymidynowy, kolor niebieski – mostek metylenowy, kolor zielony – pierścień tiazolowy, B – chlorowodorek chlorku tiaminy, C – Ylid, aktywna postać pirofosforanu tiaminy, na ryc. przedstawiono rozmieszczenie ładunków elektrycznych w jonie obojnaczym powstałym po deprotonacji atomu C2 pierścienia tiazolowego

Choroba beri-beri w XIX w. powszechnie występowa­ła w Azji, gdzie podstawą diety ludzi i zwierząt był ryż. Rozpowszechnienie technologii łuskania i mielenia ryżu, która pozbawiała go tiaminy zawartej w osłonkach zia­ren, przyczyniło się do wzrostu liczby przypadków be­ri-beri pod koniec XIX w. Choroba ta dotykała głównie biedne populacje Dalekiego Wschodu, więźniów, maryna­rzy, niedożywione kobiety w ciąży, niemowlęta i dzieci. Głównymi objawami beri-beri, powodowanymi awitami­nozą B₁, były zaburzenia sercowo-naczyniowe, nadci­śnienie tętnicze i obrzęki obwodowe – tzw. mokra postać beri-beri lub symetryczna polineuropatia obwodowa za­równo ruchowa jak i czuciowa – tzw. sucha postać beri­-beri. Piorunująca postać beri-beri, zwana także zespołem Shoshina, cechowała się natomiast ostrą niewydolno­ścią układu krążenia połączoną z obrzękiem płuc [105]. Fundamentalnych odkryć związanych z ustaleniem przy­czyny beri-beri dokonano na przełomie XIX i XX wieku [81,187]. Holenderski lekarz Christiaan Eijkman w 1897 r. pracując nad sposobami leczenia beri-beri stwierdził, że w otrębach ryżowych jest zawarty czynnik, którego brak w organizmie powoduje objawy tej choroby. Za swoje od­krycia uhonorowano go Nagrodą Nobla w 1929 r. W ba­daniach eksperymentalnych wykazał, że objawy beri-be­ri można wywołać karmiąc kurczęta polerowanym ryżem (ziarnem pozbawionym osłonek ziaren). Natomiast poda­wanie kurczętom otrąb ryżowych powodowało ustąpienie choroby. Obserwacje Eijkmana wyznaczyły kierunek dal­szych badań, których celem było wyodrębnienie substan­cji zapobiegającej beri-beri. Pierwsze próby jej izolacji z otrąb ryżowych prowadzono na początku XX w. W la­tach 1911-1912 polski biochemik Kazimierz Funk pracując w Instytucie Listera w Londynie nad czynnikami wywołu­jącymi awitaminozę wyodrębnił z otrąb ryżowych substan­cję, która przeciwdziałała objawom beri-beri. Otrzymana substancja nie była jednorodna pod względem chemicz­nym. Funk stwierdził, że substancja ta w swojej struktu­rze zawierała grupę aminową. Zaproponował więc nazwę witamina, czyli amina życia. Nazwą witaminy określa się obecnie wszystkie drobnocząsteczkowe związki organicz­ne biorące udział w katalizie enzymatycznej lub niezbęd­ne do zapewnienia innych procesów biochemiczno-fizjo­logicznych w organizmach, które nie mogą syntetyzować tych związków de novo, lecz muszą je pozyskiwać z po­żywieniem lub w wyniku symbiozy z mikroorganizmami.

Częściowo oczyszczony preparat, którego dzienna daw­ka 50 mg zapobiegała objawom beri-beri, a później bar­dziej oczyszczoną jego postać pozwalającą na sześcio­krotne zmniejszenie dawki, uzyskali w 1926 r. niemieccy biochemicy Barend Coenraad Petrus Jansen i Willem Frederik Donath. Wyodrębnioną i oczyszczoną substan­cję nazwali oni aneuryną. Nie udało się im jednak ustalić prawidłowego wzoru strukturalnego aneuryny. W latach trzydziestych ub.w., dzięki wynikom badań Adolfa Otty Reinholda Windausa, który opracował skuteczną metody­kę izolacji aneuryny z drożdży oraz stwierdził obecność siarki w cząsteczce udało się ustalić chemiczną strukturę i metody syntezy tej witaminy. Robert Runnels Williams w latach 1933-1936 ostatecznie sprecyzował wzór struk­turalny tiaminy i opracował metodę jej syntezy in vitro. Uzyskany preparat miał podobną aktywność biologicz­ną do związku z otrąb ryżowych. Williams jako pierwszy zaproponował nazwę tiamina, odzwierciedlającą obecność zarówno siarki jak i grupy aminowej w cząsteczce [187].

Cząsteczka tiaminy składa się z dwóch podstawionych pier­ścieni: pirymidynowego i tiazolowego połączonych most­kiem metylenowym (ryc. 1A). Ze względu na atom azotu wbudowany w strukturę pierścienia tiazolowego cała czą­steczka uzyskuje ładunek dodatni i łatwo tworzy stabilne sole tiazolowe [22,86,95].

Obecnie objawy beri-beri związane ze skrajną hipowita­minozą B₁ są dość rzadkie w związku z dużym urozma­iceniem pożywienia i szeroką dostępnością suplementów diety zawierających tiaminę, najczęściej w postaci chloro­wodorku chlorku tiaminy (chlorku amoniowego tiaminy, ryc. 1B). Mimo to stany hipowitaminozy B₁ mogą wystę­pować w przypadkach diety niedoborowej lub jako skutki towarzyszące niektórym schorzeniom czy nadmiernemu stosowaniu niektórych leków (np. furosemid) oraz nad­używaniu alkoholu [105,149,159]. Fizjologiczne objawy łagodnych deficytów tiaminy to głównie uczucie zmęcze­nia, drażliwość, pogorszenie nastroju, zaburzenia koncen­tracji. Obecnie w społeczeństwach wysoko rozwiniętych do grupy ryzyka niedoboru tiaminy należą np. ludzie w po­deszłym wieku, cukrzycy, alkoholicy, pacjenci po rozle­głych operacjach, kobiety w ciąży i w okresie laktacji, palacze tytoniu i młodzież preferująca dietę wysokowę­glowodanową [105].

Stany chorobowe wywołane niedoborem tiaminy związa­ne są głównie z obniżeniem aktywności enzymów, których kofaktorem jest pirofosforan tiaminy (ryc. 1C). W konse­kwencji prowadzi to do nagromadzenia substratów reakcji katalizowanych przez te enzymy. Objawy deficytu tiaminy najszybciej obserwowane są w obrębie układu nerwowe­go, prawdopodobnie ze względu na toksyczne działanie mleczanu, akumulowanego w wyniku zmniejszonej ak­tywności kompleksu dehydrogenazy pirogronianowej (EC 1.2.4.1, tab. 4). Wzrost stężenia mleczanu może prowadzić do zwiększonego napływu jonów sodowych do komórek, a w konsekwencji do ich obrzęku na skutek nagromadze­nia wody [73]. Kolejną przyczyną negatywnych skutków niedoboru tiaminy może być zaburzenie syntezy jedne­go z neuroprzekaźników – acetylocholiny. W jej powsta­wanie zaangażowane są enzymy zależne od pirofosforanu tiaminy [64,175]. Niezależnie od bezpośredniej przyczy­ny, stany niedoborów witaminy B1 oprócz zapalenia wie­lonerwowego (polyneuritis), stanów drgawkowych, kwa­sicy mleczanowej czy porażenia mięśniowego, objawiają się także w postaci zakłóceń pracy serca czy też ogólne­go osłabienia [73]. Opisane wyżej neurofizjologiczne ob­jawy towarzyszą niekiedy dysfunkcjom przewodu pokar­mowego. Ich podłożem może być wówczas zaburzenie wchłaniania tiaminy, w następstwie czego dochodzi do stanu deficytu tej witaminy, mimo jej obfitości w spoży­wanym pokarmie.

Podsumowując, rolę tiaminy i jej pochodnych (ryc. 1 i 2) w metabolizmie komórek możemy rozpatrywać w dwóch aspektach. Po pierwsze, jako kofaktora wielu bardzo istot­nych reakcji enzymatycznych (ryc. 3) kontrolujących pro­cesy bioenergetyczne [153,154,155,171]), metabolizm aminokwasów [23,66] oraz przemiany różnych związków organicznych, w tym pentoz niezbędnych do wytwarzania nukleotydów [191].

Ryc. 2. Budowa chemiczna fosforylowanych pochodnych tiaminy; A – monofosforan tiaminy, B – pirofosforan tiaminy, koenzymatyczna postać tiaminy,C – trifosforan tiaminy, D – adenozynotrifosfotiamina

Ryc. 3. Podstawowe szlaki metaboliczne, w których uczestniczą enzymy zależne od pirofosforanu tiaminy. Reakcje zależne od pirofosforanu tiaminy wraz z ich najistotniejszymi substratami i produktami zaznaczono na czerwono. Numery w kolorze czerwonym oznaczają następujące enzymy: 1 – kompleks dehydrogenazy pirogronianowej, 2 – dekarboksylaza pirogronianowa, 3 – kompleks dehydrogenazy 2-oksoglutaranowej, 4 – transketolaza, 5 – kompleks dehydrogenazy 2-oksokwasów o rozgałęzionych łańcuchach. Szlaki metaboliczne oznaczono kolorami: niebieski – szlak pentozofosforanowy, brązowy – glikoliza, żółty – cykl Krebsa, zielony – katabolizm aminokwasów o rozgałęzionych łańcuchach. Przerywane strzałki oznaczają połączenia pomiędzy poszczególnymi szlakami metabolicznymi. IB-CoA – izobutyrylo CoA, IV-CoA – izowalerylo CoA, KIC – kwas 2-oksokaprylowy, KIV – kwas 2-oksoizowalerianowy, KMV – kwas 2-oksometylowalerianowy, MB-CoA – α-metylobutyrylo CoA

Po drugie, nie sposób lekceważyć niekoenzymatycznej roli fosforylowanych pochodnych tiaminy w kontroli me­tabolizmu komórek przez allosteryczną regulację enzy­mów związanych z bioenergetyką komórki [25,153,152, 71], udział w przekazywaniu sygnałów nerwowych w sy­napsach i prawdopodobny udział w szlakach sygnało­wych związanych z odbieraniem bodźców ze środowiska [15,22,53,115]. Dodatkowo pirofosforan tiaminy może bez­pośrednio regulować proces biosyntezy białek związanych z produkcją tiaminy i jej przemianami poprzez uruchamia­nie tzw. ryboprzełączników (riboswitches) u mikroorga­nizmów i roślin [24,136]. Ponadto wyniki najnowszych badań dobitnie wskazują, że tiamina i jej fosforylowane pochodne odgrywają ważną rolę w reakcji mikroorgani­zmów [77], zwierząt [98,179] i roślin [3,129,170,180] na różnego rodzaju niekorzystne czynniki środowiska, stres oksydacyjny i patogeny.

W pracy przedstawiono podstawową wiedzę na temat do­stępności tiaminy i jej udziału w kontroli metabolizmu komórek na poziomie koenzymatycznym. Umieszczono również aktualny przegląd informacji dotyczących nieko­enzymatycznej funkcji tiaminy oraz jej pochodnych ak­centując możliwości związane z wykorzystaniem tiaminy i jej różnorodnych analogów w rozwiązywaniu aktualnych problemów medycznych.

2. Biosynteza i rozkład tiaminy

Bakterie, niektóre pierwotniaki, grzyby i rośliny syn­tetyzują tiaminę de novo [10,56,87,181]. Fragment pirymidynowy (4-amino-5-hydroksymetylo-2-metylopirymidynopirofosforan – HMP-PP) i tiazolowy (5-(2hydroksyetylo)-4-metylotiazolofosforan – HET-P) syntetyzowane są osobno, a następnie kondensowane do monofosfornau tiaminy.

U bakterii, roślin i drożdży ufosforylowany pierścień pi­rymidynowy powstaje z histydyny i pirydoksalo-5-fos­foranu tworząc 5-aminoimidazol rybotydu, który ule­ga przekształceniu do HMP-P w reakcji katalizowanej przez kinazę HMP-P (nazwa systematyczna: hydroxyme­thylpyrimidine kinase, EC 2.7.1.49) zwaną THIC. O po­dobnym szlaku syntezy części pirymidynowej tiaminy u bakterii i roślin świadczy stwierdzenie genu homolo­gicznego z bakteryjnym THIC u Arabidopsis thaliana, gdzie aktywność THIC stwierdzono w stromie chloro­plastów [85,131]. Powyższa reakcja wymaga dostarczenia S-adenozylometioniny i zredukowanego nikotynamidu.

Następnie HMP-P ulega fosforylacji do HMP-PP przez ki­nazę HMP-P (HMPPK, nazwa systematyczna: phosphome­thylpyrimidine kinase, EC 2.7.4.7), o podobnej sekwencji aminokwasów u bakterii i roślin. Wykazano, że enzym ten u roślin (w przypadku Zea mays białko THI3) wykazuje podwójną swoistość substratową. Może fosforylować HMP i HMP-P, a także uczestniczyć w kolejnym etapie biosyn­tezy tiaminy łącząc oba ufosforylowane pierścienie (tia­zolowy i pirymidynowy) w monofosforan tiaminy [130].

Prekursorami ufosforylowanego pierścienia tiazolowego u bakterii są 1-deoksy-D-ksyluloza, siarka pochodząca z cysteiny, fragment C2-N2 z grupy aminowej tyrozyny. Pierścień tiazolu ulega fosforylacji w jednostopniowym pro­cesie, katalizowanym przez kinazę tiazolową, w obecności ATP i jonów magnezu [11,160]. Biosynteza ufosforylowa­nego fragmentu tiazolowego (HET-P) przebiega podobnie u drożdży i roślin. W procesie bierze udział NAD⁺ jako donor pentoz lub D-pentulozo-5-fosforan (który może być zastąpiony przez metabolity szlaku pentozofosforanowe­go, jak D-rybulozo-5-fosforan lub D-ksylulozo-5-fosforan), glicyna i donor siarki, którym najprawdopodobniej jest cy­steina [32,33,87]. Z syntezą tiazolowego prekursora tiami­ny związany jest enzym kinaza HET-P (nazwa systema­tyczna: hydroxyethylthiazole kinase, EC 2.7.1.50), którego gen THI4 został scharakteryzowany u drożdży, a jego ho­mologi stwierdzono u kilku gatunków roślin [12,99,134]. Mutanty ryżu o zmniejszonej ekspresji genu kodującego kinazę HET-P charakteryzowały się zredukowaną w sto­sunku do typu dzikiego zawartością tiaminy [180]. Badania białka THI1 z Arabidopsis thaliana wykazały, że jest to oktamer związany z biosyntezą pierścienia tiazolowego tia­miny wykorzystujący NAD jako substratu, podobnie jak w przypadku kinazy HET-P u drożdży [32,55]. Enzym ten jest umiejscowiony w chloroplastach i mitochondriach ro­ślin i prócz udziału w biosyntezie tiaminy ma prawdopo­dobnie związek z ochroną mitochondrialnego DNA [4,30].

W kolejnym etapie biosyntezy tiaminy ufosforylowane pre­kursory obu pierścieni (HET-P i HMP-PP) są kondensowa­ne do monofosforanu tiaminy przez pirofosforylazę fosfo­ranu tiaminy (nazwa systematyczna: thiamine-phosphate diphosphorylase, EC 2.5.1.3) zwaną też syntetazą tiamino­fosforanową u bakterii [11,78,86,160]. Roślinne geny THI3 (Zea mays), BTH1 (Brassica napus), TH1 (Arabidopsis thaliana) kodują białka o podobnej aktywności, co bakte­ryjna pirofosforylaza monofosforanu tiaminy na C-końcu i bakteryjna kinaza HMP-P na N-końcu. Dualizm struktu­ry tych białek umożliwia im zarówno kondensację ufosfo­rylowanych pierścieni tiazolowego i pirymidynowego, jak i fosforylację pirymidynowego prekursora tiaminy [56,130].

Komórki drożdży mają dodatkowy szlak biosyntezy tiami­ny, w którym przy dostępności nieufosforylowanych pre­kursorów tiaminy (HET i HMP) w środowisku mogą je pobierać, a następnie fosforylować do HET-P i HMP-PP i włączać w szlak prowadzący do ich kondensacji do mo­nofosforanu tiaminy [82,117].

U Enterobacteriaceae monofosforan tiaminy może zostać ufosforylowany do postaci koenzymatycznej, czyli pirofos­foranu tiaminy przez kinazę tiaminofosforanową (nazwa systematyczna: ATP: thiamine-phosphate phosphotransfe­rase, EC 2.7.4.16) wykorzystującą ATP jako dawcę grupy fosforanowej. U pozostałych bakterii, roślin i innych eu­kariontów zdolnych do syntezy witaminy B₁ monofosfo­ran tiaminy w wyniku reakcji katalizowanej przez nieswo­iste hydrolazy, ulega defosforylacji do wolnej tiaminy, by następnie uległa ona jednoetapowej fosforylacji do piro­fosforanu tiaminy. Reakcję tę katalizuje pirofosfokinaza tiaminowa (nazwa systematyczna: ATP: thiamine dipho­sphotransferase, EC 2.7.6.2) – enzym występuje także u or­ganizmów niezdolnych do syntezy tiaminy de novo. Enzym ten wykorzystuje różne trifosforany nukleotydów jako do­nory grupy pirofosforanowej z różnym powinowactwem w zależności od gatunku (w przypadku ludzkiego enzy­mu UTP wykazuje większe powinowactwo niż ATP [119], u Zea mays najbardziej efektywnym donorem grup fosfo­ranowych jest GTP [128]). Ostatnio u roślin (Arabidopsis thaliana) scharakteryzowano dwa geny AtTPK1 i AtTPK2 kodujące białka o podobnej sekwencji aminokwasów do pirofosfokinazy tiaminowej znanej u zwierząt i grzybów. Ogromne znaczenie tych genów w biosyntezie pirofosfora­nu tiaminy wykazano u roślin, gdzie mutanty pozbawione obu genów akumulowały wolną tiaminę i były prawie cał­kowicie pozbawione pirofosforanu tiaminy w wyniku czego siewki obumierały. Letalny efekt mutacji można było cof­nąć podając siewkom egzogenny pirofosforan tiaminy [4].

Biosynteza tiaminy u bakterii [136,147] i roślin [24,163] jest regulowana przez tzw. ryboprzełączniki (riboswitches). Są one fragmentami mRNA, kodowanymi w genach odpo­wiedzialnych za biosyntezę witaminy B₁, do których może się przyłączać pirofosforan tiaminy. Po związaniu pirofos­foranu tiaminy ryboprzełącznik działa jak przedwczesny terminator transkrypcji powodując powstanie niewłaści­wego mRNA lub jako inhibitor translacji. W warunkach niedoboru tiaminy ryboprzełączniki pozostają nieaktyw­ne, pozwalając na prawidłowy przebieg syntezy enzymów niezbędnych do jej wytwarzania.

Ryboprzełączniki, których ligandem jest pirofosforan tia­miny występują, u wszystkich roślin nasiennych, w regio­nie nieulegającym translacji (3′ UTR) mRNA kodowane­go w obrębie genu THIC. Gen ten koduje enzym związany z powstawaniem ufosforylowanego pierścienia pirymidy­nowego. U mszaków, widłaków, sagowcowatych za kon­trolę syntezy pierścienia tiazolowego odpowiada ryboprze­łącznik zlokalizowany w obszarach 3′ UTR transkryptów genu THI1 [19,24,178].

Enzymy rozkładające tiaminę – tiaminazy – wykryto u bak­terii, drożdży, niektórych ryb i skorupiaków, a także u ro­ślin [21,71,111,118]. Tiaminaza I jest transferazą pirymidyno­wą mogącą wykorzystywać różne akceptory. W warunkach in vitro rozkłada tiaminę wymieniając pierścień tiazolowy na prolinę lub cysteinę. Znaczenie fizjologiczne tego enzy­mu nie jest dokładnie poznane, ale jego obecność i aktyw­ność może wywoływać zatrucia zwierząt, np. u przeżuwa­czy i koni, wypasanych na otwartych pastwiskach, a także ludzi, których głównym pożywieniem są skorupiaki i ryby zawierające ten dość stabilny enzym. Tiaminaza II jest hy­drolazą rozkładającą wolną tiaminę na część tiazolową i pi­rymidynową. Enzym nie wykazuje aktywności w stosun­ku do fosforylowanych pochodnych tiaminy. Niektóre dane wskazują, że enzym ten może być zaangażowany w odzy­skiwanie produktów degradacji tiaminy i przekształcanie ich do prekursorów niezbędnych do ponownej biosyntezy tej witaminy. Wyniki badań przeprowadzonych na drożdżach i Bacillus subtilis wskazują, że metaboliczną rolą tiamina­zy II, oprócz rozkładu tiaminy, może być także regeneracja pirymidyny [61,71,118]. Wykazano, że tiaminaza II może przekształcać formylaminopirymidynę powstającą w glebie do aminopirymidyny lub hydroksypirymidyny, które mogą zostać wykorzystane do powtórnej syntezy tiaminy [71,118].

3. Zapotrzebowanie człowieka na tiaminę, jej dostępność w żywności oraz implikacje medyczne

Tiamina dla zwierząt i człowieka jest substancją egzogen­ną. W celu zaspokojenia potrzeb metabolicznych musi­my dostarczać do organizmu odpowiednie jej ilości wraz z pożywieniem, gdzie jest dostępna zarówno w postaci wolnej, jak również w postaci mono-, piro- i trifosforano­wych estrów (ryc. 1A, ryc. 2). Zapotrzebowanie na wita­minę B₁ jest zróżnicowane i zależy m.in. od masy ciała, wieku, płci, rodzaju wykonywanej pracy oraz stanu fizjo­logicznego organizmu. Zalecana dawka tiaminy waha się 0,5-2,2 mg/dobę. Najmniejsze zapotrzebowanie na tia­minę mają niemowlęta, największe ilości tiaminy są nie­zbędne kobietom w stanie laktacji. Zalecana dawka dobo­wa (RDA) dla mężczyzn wynosi 1,2-1,5 mg, a dla kobiet 1,0-1,1 mg [105]. Głównym źródłem tiaminy dla ludzi jest pożywienie, ponadto śladowe jej ilości mogą być do­starczane przez mikroflorę jelitową. Najbardziej obfitymi w tiaminę składnikami diety są pełnoziarniste pieczywo (chleb razowy, żytni, słonecznikowy), mięso, nasiona ro­ślin motylkowych, różnego rodzaju produkty zawierające otręby zbożowe, a także produkty przygotowane z wyko­rzystaniem drożdży (tab. 1).

Tabela 1. Zawartość tiaminy w wybranych produktach żywnościowych (wg [105])

Za transport tiaminy do komórek organizmów zwierzę­cych odpowiadają trzy białka z rodziny transporterów bło­nowych SLC19A [50]. SLC19A1 przenosi monofosforan i pirofosforan tiaminy, przyczyniając się do zachowania homeostazy fosforylowanych pochodnych witaminy B₁ w układzie nerwowym [192]. Dwa pozostałe transportery, THTR-1 i THTR-2, są swoistymi antyporterami tiaminy i jonów wodorowych. Występują one powszechnie w tkan­kach ssaków, ale THTR-2 (Km = 10^-7-10^-8 M) wykazuje znacznie większe powinowactwo do tiaminy w porówna­niu z THTR-1 (Km = 10^-5-10^-6 M) [42,138]. Przemiany tiaminy wewnątrz komórek, w wyniku działania pirofos­fokinazy tiaminowej, prowadzą do jej przekształcenia do pirofosforanu tiaminy (ryc. 1). Spośród organelli komó­rek zwierzęcych mitochondria odznaczają się dużym za­potrzebowaniem na ten koenzym. Jednak nie stwierdzono aktywności pirofosfokinazy tiaminowej w tym przedziale subkomórkowym. Opisano i scharakteryzowano kilka bia­łek odpowiedzialnych za transport pirofosforanu tiaminy do mitochondriów. W mitochondriach człowieka rolę tę spełnia białko Tpc [91], w komórkach muszki owocowej białko DmTpc1p [68], a u drożdży białko Tpc1p [107].

W praktyce klinicznej zaleca się zapobieganie niedoborom tiaminy przez podawanie nie więcej niż 30 mg chlorowodor­ku chlorku tiaminy (ryc. 1B) dziennie. Profilaktyka ta doty­czy głównie grup pacjentów zagrożonych hipowitaminozą B₁. Przedawkowanie i zatrucie tiaminą w praktyce klinicznej jest rzadko spotykane. Wynika to z dobrej rozpuszczalności tiaminy w wodzie i jej stosunkowo niewielkiego powinowac­twa do białek surowicy krwi. Wszystko to sprzyja wydajnej filtracji witaminy B₁ w kłębuszkach nerkowych i jej wyda­laniu z moczem. Szybkość filtracji tiaminy w nerkach jest proporcjonalna do jej stężenia we krwi. Przy niskich stęże­niach tiaminy we krwi wzrasta również tempo jej reabsorpcji w nerkach [184]. W stanach chorobowych, takich jak kwasi­ca cukrzycowa czy mleczanowa lub ostra niewydolność mię­śnia sercowego stosuje się tiaminę w postaci pirofosforanu w iniekcjach domięśniowych, podskórnych lub nawet dożyl­nych w dawkach 100-200 mg/dobę. Bardzo wysokie dawki tiaminy, nawet 3 g/dobę, były korzystne w terapii choroby Alzheimera, nie dając jakichkolwiek objawów przedawko­wania [105]. Podczas takiej terapii obserwowano redukcję stresu oksydacyjnego i poprawę metabolizmu glukozy [52].

Niedobory tiaminy i związane z tym zaburzenia leżą rów­nież u podstaw innych chorób neurodegeneracyjnych, a od­powiednie dawkowanie tiaminy hamuje rozwój i łagodzi objawy tych chorób [53]. Wyniki badań eksperymental­nych [164] świadczą, że tiamina może znacząco opóźniać wystąpienie komplikacji naczyniowych i metabolicznych wywołanych przewlekłą cukrzycą, gdyż wpływa ona nor­malizująco na metabolizm lipidów (stężenie cholestero­lu i triacylogliceroli) oraz weglowodanów (uaktywnienie transketolazy – EC 2.2.1.1 i łagodzenie stanu nagroma­dzenia fosforanów trioz). Dlatego też sugeruje się wzbo­gacanie diety chorych na cukrzycę znaczną ilością tiaminy w celu zapobiegania i łagodzenia groźnych powikłań [164].

Badania kliniczne wykazały, że pacjenci z przewlekły­mi chorobami układu krążenia są szczególnie narażeni na niekorzystne działanie niedoborów tiaminy. W tych przy­padkach niedobory tiaminy i innych witamin z grupy B są związane z niepożądanym działaniem niektórych le­ków. Wtórny niedobór tiaminy obserwowano u pacjen­tów z przewlekłą niewydolnością serca i zastoinową nie­wydolnością serca długotrwale przyjmujących furosemid [149]. Późniejsze badania potwierdziły niekorzystne dzia­łanie furosemidu i wykazały, że jest ono zależne od daw­ki leku i sprowadza się do nadmiernego wydalania tiami­ny z moczem [189]. Podawanie tiaminy przez 7 tygodni dożylnie lub doustnie znacząco usprawniało pracę serca (o 22% zwiększenie efektywności wyrzutowej lewej ko­mory serca u 90% testowanych pacjentów). Najnowsze ba­dania eksperymentalne [38] i kliniczne [83] wskazują, że podawanie furosemidu nie jest pierwotną przyczyną nie­doborów tiaminy, ale może znacząco pogłębiać deficyt wi­taminy B₁ w przypadkach zbyt małej podaży tej witami­ny z pożywieniem. Należy zaznaczyć, że hipowitaminoza u pacjentów z chorobami serca nie dotyczy tylko tiaminy, ale również innych witamin z grupy B (głównie pirydok­syny i ryboflawiny).

Niedobór tiaminy stanowi istotny problem w geriatrii. Badania przeprowadzone w dwóch grupach pacjentów, w przedzia­le wiekowym 76-90 lat, wykazały stan hipowitaminozy B₁ u przeszło 40% osób hospitalizowanych i 20% przypadków ambulatoryjnych [122]. U chorych z niedoborem tiaminy czę­ściej odnotowywano przypadki choroby Alzheimera, depre­sje, uszkodzenia mięśnia sercowego. Niedobór tiaminy wiąza­no z zażywaniem diuretyków, niezbilansowaną dietą, a także z pogorszeniem tempa wchłaniania tiaminy w układzie po­karmowym z upływem lat [74]. Z danych tych wynika, że kontrolowane uzupełnianie diety tiaminą może w znaczący sposób poprawić komfort życia osób starszych.

Tiamina stosowana jest też jako środek wspomagający dzia­łanie niesteroidowych leków przeciwbólowych w zespołach bólowych kręgosłupa. Witamina B₁ podawana zwierzętom doświadczalnym osobno lub z innymi witaminami z grupy B mogła łagodzić ból poprzez zahamowanie aktywności neu­ronów rdzeniowych i wzgórzowych, wpływając na efektyw­ność neuroprzekaźników: 5-hydroksytryptaminy i noradre­naliny [79]. Rozważa się także możliwość wykorzystania tiaminy w połączeniu z analgetykami w celu przeciwdziałania przewlekłym bólom powodowanym przez nowotwory [70].

Wyniki najnowszych badań wskazują, że tiamina może wspomagać detoksykację w zatruciu ołowiem wiążąc ten metal z pierścieniem pirymidynowym i obniżając jego stę­żenie we krwi, nerkach i kościach [133].

Przytoczone przykłady udanych zastosowań klinicznych tiaminy, a także narażenie ludzi na jej niedobory zwią­zane z różnymi stanami chorobowymi i fizjologicznymi przekonująco uzasadniają konieczność profilaktycznego stosowania tej witaminy oraz podejmowania dalszych ba­dań prowadzących do poznania nowych możliwości jakie daje umiejętne stosowanie tej stosunkowo prostej w budo­wie i łatwej do uzyskania cząsteczki.

4. Tiamina i jej estry fosforanowe w metabolizmie komórek, ich funkcja koenzymatyczna i niekoenzymatyczna

W komórkach wszystkich organizmów żywych tiamina powszechnie występuje w postaci wolnej (ryc. 1A), trzech estrów fosforanowych: monofosforanu tiaminy (ryc. 2A), pirofosforanu tiaminy (ryc. 2B) i trifosforanu tiaminy (ryc. 2C), jak i adenozynotrifosfotiaminy (ryc. 2D).

Całkowite stężenie tiaminy i jej pochodnych we krwi zwie­rząt (mysz, szczur, świnka morska, królik, pies, kurczę, gołąb) wynosi około 1 µM, natomiast u ludzi zaledwie 0,1 µM. Spośród estrów fosforanowych tiaminy w osoczu krwi człowieka stwierdza się niewielkie stężenie monofos­foranu tiaminy (10-15 nM). W tkance nerwowej szczura tia­mina i jej pochodne występują w stężeniach 6-13 nmoli/g świeżej masy, podczas gdy u ludzi stężenie tych związków w mózgu wynosi zaledwie 3-4 nmole/g [13]. Szczegółowe dane dotyczące zawartości tiaminy i jej fosforylowanych pochodnych w różnych narządach ludzkich przedstawia tabela 3. Dane te jednoznacznie wskazują człowieka jako gatunek szczególnie narażony na negatywne skutki nie­doborów tiaminy.

W materiale biologicznym, spośród wszystkich fosfory­lowanych pochodnych, w największych stężeniach wystę­puje pirofosforan tiaminy (70-90%, tab. 2). Właśnie on pełni funkcję koenzymu wielu enzymów. Wolną tiaminę i jej pozostałe estry fosforanowe stwierdza się w znacznie niższych stężeniach (tab. 2, 3). Coraz częściej estrom tia­miny przypisuje się rolę regulatorów metabolizmu w spo­sób niekoenzymatyczny, zarówno u roślin jak i u zwierząt.

Tabela 2. Zawartość tiaminy i jej pochodnych w wybranych tkankach i organizmach (wg [101])

Tabela 3. Zawartość tiaminy i jej pochodnych w niektórych tkankach i organach człowieka (wg [50])

W ostatnich latach ukazało się wiele prac dotyczących roli tiaminy w kształtowaniu oporności roślin na choro­by i różnorodne czynniki stresowe. Wyniki badań wska­zują, że tiamina i jej pochodne aktywują ekspresję genów białek związanych z odpowiedzią roślin na patogeny (np. PR-1 u Nicotiana tabacum) powodując uruchomienie lo­kalnej odpowiedzi obronnej zależnej od kwasu salicy­lowego [103]. Późniejsze badania wykazały, że tiamina może również indukować systemiczną odpowiedź naby­tą (SAR – systemic acquired resistance) u różnych gatun­ków roślin. Wykazano, że rośliny wcześniej poddawane działaniu egzogennej tiaminy, po infekcji patogena aku­mulują znacznie większe ilości mRNA białek z rodziny PR (pathogenesie-related proteins) w porównaniu z rośli­nami kontrolnymi [2,3]. Dane zgromadzone w ostatnich latach jednoznacznie wskazują, że tiamina i jej fosforylo­wane pochodne pełnią rolę cząsteczki sygnałowej w odpo­wiedzi roślin na atak patogenów [56,180,183]. Wykazano jednak, że zawartość tiaminy i jej estrów fosforanowych u Zea mays i Arabidopsis thaliana znacznie wzrasta w wa­runkach stresowych wywołanych czynnikami abiotyczny­mi, takimi jak stres oksydacyjny, zasolenie, podwyższo­na i obniżona temperatura zbyt intensywne oświetlenie [129,170]. Obserwowany efekt był skorelowany ze wzro­stem tempa ekspresji genów kodujących enzymy związane z biosyntezą tiaminy (kinazy HET-P, kinazy HMP-P, piro­fosfokinazy tiaminowej, pirofosforylazy fosforanu tiami­ny). Dane przytoczone wyżej wskazują, że tiamina może również pełnić rolę cząsteczki sygnałowej podczas urucha­miania roślinnych mechanizmów adaptacyjnych, wywoła­nych czynnikami abiotycznymi [56].

W poniższych podrozdziałach scharakteryzowano udział poszczególnych fosforylowanych pochodnych tiaminy w re­gulacji metabolizmu komórek.

4.1. Monofosforan tiaminy

Monofosforan tiaminy (ryc. 2A) jest obecny w różnych tkankach ludzkich, zwierzęcych i roślinnych oraz u grzy­bów i wśród organizmów prokariotycznych (tab. 2 i 3). Największe jego stężenia stwierdzono w tkance nerwowej zwierząt i ludzi (6-7% w odniesieniu do sumarycznej za­wartości tiaminy i jej fosforylowanych pochodnych). Wśród przebadanych organizmów (kilkanaście gatunków) najmniej zasobnymi w monofosforan tiaminy okazały się rośliny [101]. Źródłem monofosforanu tiaminy może być rozpad pirofosforanu tiaminy katalizowany przez różne fosfatazy o różnej swoistości substratowej. Mimo że hydroliza piro­fosforanu tiaminy do jego monofosforanu i fosforanu nie­organicznego jest uznawana za reakcję markerową aparatu Golgiego, jak dotąd nie udało się wyizolować i scharak­teryzować absolutnie swoistej fosfatazy katalizującej ten proces. Fizjologiczna rola monofosforanu tiaminy jest jesz­cze nieznana. Jest on uważany za intermediat w szlakach transformacji fosforylowanych pochodnych tiaminy. W ko­mórkach jest on zapewne szybko przekształcany do wolnej tiaminy pod wpływem różnych fosfataz, chociaż również w tym przypadku, nie licząc bakterii, nie udało się wyizo­lować absolutnie swoistej monofosfatazy tiaminowej [15].

4.2. Pirofosforan tiaminy i enzymy od niego zależne

Pirofosforan tiaminy (ryc. 2B) powstaje przeważnie w wy­niku fosforylacji wolnej tiaminy przez pirofosfokinazę tia­minową wykorzystującą nukleotydy trifosforanowe jako donory grup fosforanowych [119]. Innymi źródłami piro­fosforanu tiaminy mogą być: defosforylacja trifosforanu tiaminy, rozpad adenozynotrifosfotiaminy połączony z de­fosforylacją lub uwalnianie koenzymu z zawierających go enzymów ulegających proteolizie [15]. Wolny pirofosfo­ran tiaminy w cytosolu jest szybko wiązany przez trans­ketolazę [92] i inne enzymy zależne od tiaminy. Większa część puli pirofosforanu tiaminy jest transportowana do mitochondriów z udziałem przenośnika SLC25A19 [91], gdzie jest on wbudowywany w centra aktywne enzymów od niego zależnych. Badania ostatnich lat wskazują, że pewna część cytosolowej puli pirofosforanu tiaminy jest przenoszona do peroksysomów [46]. Obecnie znanych jest ponad 20 różnych enzymów zależnych od pirofosforanu tiaminy (tabela 4), z których najwięcej występuje u orga­nizmów prokariotycznych. Enzymy te biorą przeważnie udział w podstawowych procesach metabolizmu komórek wszystkich organizmów żywych (ryc. 3), takich jak: cykl Krebsa, oksydacyjna dekarboksylacja pirogronianu, reakcje fermentacyjne i inne związane z syntezą ATP, szlak pen­tozofosforanowy, biosynteza i degradacja aminokwasów [47,75,124,166]. Pirofosforan tiaminy bierze udział w ka­talizie kilku typów reakcji. Oprócz dobrze poznanych wła­ściwości rozrywania i tworzenia wiązania węgiel-węgiel (dekarboksylacja 2-oksokwasów), formowania chiralnych 2-hydroksyketonów (synteza (R)-fenylacetylokarbinolu, intermediatu w syntezie efedryny) i reakcji transferazo­wych (przenoszenie grup glikoaldehydowych pomiędzy ufosforylowanymi cukrami), pirofosforan tiaminy może uczestniczyć również w tworzeniu wiązań węgiel-azot, węgiel-siarka, węgiel-tlen [123,124]. Mechanizm działania pirofosforanu tiaminy bez względu na typ katalizowanej reakcji polega na deprotonacji węgla w pozycji C-2 pier­ścienia tiazolowego i wytworzeniu 2-karboanionu o cha­rakterze ylidu (ryc. 1C), tzn. jonu obojnaczego z ładunka­mi elektrycznymi rozmieszczonymi na sąsiadujących ze sobą atomach [47,104]. Na przykład podczas reakcji de­karboksylacji karboanion reaguje ze spolaryzowaną grupą karbonylową z wytworzeniem wiązania kowalencyjnego. Następnie dochodzi do rozerwania określonego wiązania C-C (między grupą karbonylową a karboksylową), czemu towarzyszy uwalnianie się CO₂. Jeśli substratem jest piro­gronian, to w wyniku dekarboksylacji powstaje 2-hydrok­syetylotiamina, która następnie rozpada się na pirofosfo­ran tiaminy i aldehyd octowy [1].

Tabela 4. Niektóre enzymy zależne od pirofosforanu tiaminy (wg [47,124])

4.2.1. Wieloenzymatyczne kompleksy dehydrogenaz 2-oksokwasów

Do dobrze poznanych enzymów zależnych od pirofosfo­ranu tiaminy należą wieloenzymatyczne kompleksy dehy­drogenaz 2-oksokwasów. Do tej grupy należą komplek­sy dehydrogenazy pirogronianowej [155], dehydrogenazy 2-oksoglutaranowej [154,171] oraz nieco rzadziej opisy­wany kompleks dehydrogenazy 2-oksokwasów o rozgałę­zionych łańcuchach [23,60]. Wszystkie wyżej wymienione kompleksy zawierają trzy enzymy składowe występujące w wielu kopiach:
• swoistą względem substratu, zależną od pirofosforanu tiaminy dehydrogenazę (pirogronianową – EC 1.2.4.1, 2-oksoglutaranową – EC 1.2.4.2, lub dehydrogena­zę 2-oksokwasów o rozgałęzionych łańcuchach – EC 1.2.4.4) zwaną składnikiem E1 (tab. 4);
• swoistą względem pośredniego produktu reakcji, podob­ną w funkcjonowaniu transferazę acylodihydroliponia­nową zwaną składnikiem E2;
• zależną od FAD dehydrogenazę dihydroliponianową zwaną składnikiem E3.

Rdzeniem we wszystkich trzech kompleksach jest składnik E2 występujący w kompleksie dehydrogenazy pirogronia­nowej ssaków w 60 powtórzeniach, natomiast w komplek­sie dehydrogenazy 2-oksoglutaranowej i w kompleksie de­hydrogenazy 2-oksokwasów o rozgałęzionych łańcuchach w 24 powtórzeniach. Wokół rdzenia rozmieszczone są satelitarne oligomeryczne lub dimeryczne cząsteczki E1 (odpowiednio w trzydziestu, sześciu i dwunastu kopiach) i E3 we wszystkich kompleksach po 6 dimerycznych czą­steczek. Mechanizm reakcji wszystkich tych kompleksów wieloenzymatycznych jest podobny. W pierwszym etapie następuje reakcja oksydacyjnej dekarboksylacji odpowied­niego substratu (2-oksokwasu) z udziałem pirofosforanu tiaminy, związanego ze składnikiem E1, z uwolnieniem di­tlenku węgla. Pozostały fragment substratu przenoszony jest na lipoamid związany ze składnikiem E2 kompleksu, gdzie dochodzi do powstania odpowiedniego acylo-CoA i redukcji lipoamidu. Ostatnim etapem reakcji katalizo­wanym przez składnik E3 kompleksu jest odtworzenie utlenionej postaci lipoamidu z udziałem FAD jako ak­ceptora elektronów, a następnie redukcja NAD⁺ z udzia­łem elektronów z FAD z wytworzeniem NADH i odtwo­rzenie utlenionej postaci FAD. Kompleks dehydrogenazy pirogronianowej pełni ważną rolę w procesach bioenerge­tycznych komórek eukariotycznych regulując dopływ ace­tylo-CoA do cyklu Krebsa i innych reakcji (oksydacyjna dekarboksylacja pirogronianu, ryc. 3). Kompleks dehy­drogenazy 2-oksoglutaranowej stanowi jedno z głównych ogniw regulatorowych cyklu Krebsa (ryc. 3). Dostarcza on sukcynylo-CoA do fosforylacji substratowej GDP lub do syntez wielu aminokwasów i hemu. Kompleks dehy­drogenazy 2-oksokwasów o rozgałęzionych łańcuchach jest z kolei ograniczającym ogniwem katabolizmu wali­ny, leucyny i izoleucyny. Aminokwasy te po transaminacji z udziałem 2-oksoglutaranu są przekształcane do glutami­nianu i odpowiednich 2-oksokwasów: 2-oksoizowaleriano­wego, 2-oksometylowalerianowego i 2-oksoizokapronowe­go. Następnym ograniczającym etapem katabolizmu wyżej wspomnianych aminokwasów jest zależna od pirofosfora­nu tiaminy oksydacyjna dekarboksylacja 2-oksokwasów przeprowadzana przez kompleks dehydrogenazy 2-okso­kwasów o rozgałęzionych łańcuchach. W wyniku tej re­akcji powstają: izobutyrylo-CoA, α-metylobutyrylo-CoA, izowalerylo-CoA i NADH (ryc. 3). Powstające w wyniku reakcji pochodne acylowe CoA mogą być następnie prze­kształcane do sukcynylo-CoA lub acetylo CoA i włączone do cyklu Krebsa lub do biosyntezy różnych związków or­ganicznych. Ze względu na główną rolę wyżej opisanych kompleksów wieloenzymatycznych w metabolizmie ko­mórek ich prawidłowe funkcjonowanie jest kontrolowane na wielu płaszczyznach [59,153,154,155,171]. Wszystkie kompleksy są regulowane izosterycznie i allosterycznie. Produkty reakcji hamują ich aktywność, podczas gdy al­losteryczne efektory dodatnie, do których można zaliczyć pirofosforan tiaminy w przypadku kompleksu pirogronia­nowego lub ADP i fosforan nieorganiczny w przypadku kompleksu 2-oksoglutaranowego, znacząco podwyższa­ją powinowactwo tych kompleksów do swoich substratów [152]. Ponadto kompleks dehydrogenazy pirogronianowej i kompleks dehydrogenazy 2-oksokwasów o rozgałęzio­nych łańcuchach są efektywnie regulowane przez fosfory­lację (kinazy) i defosforylację (fosfatazy) składników E1 [8,50]. Proces fosforylacji powoduje inaktywację komplek­sów, podczas gdy defosforylacja składnika E1 przyczynia się do przywrócenia aktywności całego kompleksu. W od­różnieniu od kompleksu dehydrogenazy pirogronianowej i dehydrogenazy 2-oksokwasów o rozgałęzionych łańcu­chach, aktywność kompleksu dehydrogenazy 2-oksoglu­taranowej nie zależy od bezpośredniej fosforylacji skład­nika E1. Jednak wyniki badań wskazują na możliwość regulacji tego kompleksu przez fosforylację w inny spo­sób [116,142]. U sinic, serynowo/treoninowa kinaza biał­kowa G poprzez fosforylację inhibitorowego białka (OdhI) powoduje jego dysocjację od kompleksu i wzrost aktyw­ności. Natomiast jeśli białko inhibitorowe pozostaje nie­ufosforylowane łączy się z kompleksem powodując silne wyhamowanie jego aktywności (Ki=2,4 nM).

4.2.2. Dekarboksylaza pirogronianowa

Innym enzymem zależnym od pirofosforanu tiaminy jest dekarboksylaza pirogronianowa (nazwa systematyczna: karboksylaza 2-oksokwasów, EC 4.1.1.1, tab. 4) – enzym charakterystyczny dla organizmów pozyskujących energię w wyniku procesów beztlenowych (np. drożdże). Jest to jeden z lepiej poznanych enzymów zależnych od pirofos­foranu tiaminy. Katalitycznie aktywny enzym z drożdży piwowarskich i bakterii jest tetramerem złożonym z iden­tycznych lub prawie identycznych podjednostek, u roślin występują natomiast większe, oligomeryczne kompleksy [48,97]. Każdy dimer wchodzący w skład tetrameru zawiera dwa miejsca przyłączenia pirofosforanu tiaminy w dwóch centrach aktywnych. Haploidalny genom drożdży koduje trzy wysoce homologiczne izoformy dekarboksylazy piro­gronianowej przez geny: Pdc1, Pdc5 i Pdc6. Każda z izo­form może niezależnie utworzyć aktywny enzym i w związ­ku z tym ekspresja tylko jednego z genów wystarcza, by komórki drożdży wykazywały aktywność dekarboksyla­zy pirogronianowej. W regulacji ekspresji wyżej wymie­nionych genów bierze udział wolna tiamina, która silnie hamuje ekspresję Pdc5, ale nie wpływa na ekspresję Pdc1 [66]. Dekarboksylaza pirogronianowa jako enzym zależ­ny od pirofosforanu tiaminy zasługuje na szczególną uwa­gę z dwóch powodów. Po pierwsze, jest ważnym ogniwem podczas fermentacji alkoholowej zabezpieczającej potrze­by energetyczne organizmów czerpiących ATP z glikolizy w warunkach beztlenowych. Katalizuje ona bowiem nie­odwracalną reakcję dekarboksylacji pirogronianu – końco­wego produktu glikolizy – do aldehydu octowego (ryc. 3). Jest to pierwszy krok do wytwarzania etanolu podczas fer­mentacji alkoholowej, który powstaje w wyniku redukcji al­dehydu octowego z udziałem dehydrogenazy alkoholowej. Reakcja katalizowana przez dehydrogenazę alkoholową, do której substratu dostarcza dekarboksylaza pirogronianowa jest jednym z wydajniejszych sposobów odtwarzania utle­nionej postaci NAD⁺ niezbędnej do prawidłowego przebie­gu glikolizy w warunkach beztlenowych. Po drugie, reak­cje katalizowane przez dekarboksylazę pirogronianową są powszechnie wykorzystywane w przemyśle spożywczym i mogą dostarczać ważnych substratów dla przemysłu far­maceutycznego. Jedną z reakcji, katalizowanych przez de­karboksylazę pirogronianową, jest kondensacja aldolowa zachodzącą między dwiema cząsteczkami aldehydu octo­wego, w wyniku czego powstaje acetoina [9,151]. Innym procesem biotransformacji z użyciem tego enzymu może być wytwarzanie fenyloacetylkarbinolu, prekursora L – efedryny, w wyniku kondensacji aldehydu benzoesowego i pirogronianu z wykorzystaniem całych komórek drożdży lub izolowanego preparatu enzymatycznego [141].

4.2.3. Enzymy zależne od pirofosforanu tiaminy związane z alternatywnymi drogami syntezy ATP

Swoiste enzymy zależne od pirofosforanu tiaminy utle­nianiające pirogronian u bakterii uczestniczą w powsta­waniu ATP w alternatywnych w stosunku do organizmów eukariotycznych szlakach metabolizmu [166]. Do enzy­mów takich należy oksydoreduktaza pirogronianowo-fer­rodoksynowa (nazwa systematyczna: pyruvate: ferredoxin 2-oxidoreductase (CoA-acetylating), EC 1.2.7.1, tab. 4), któ­ra odwracalnie przekształca pirogronian i CoA w acetylo­-CoA i CO₂ wykorzystując ferrodoksynę lub flawodoksy­nę jako ostateczny akceptor elektronów. Ponieważ reakcja ta może przebiegać w odwrotnym kierunku (synteza piro­gronianu), jest ona wykorzystywana przez bakterie aceto­genne i zielone do asymilacji ditlenku węgla [6,44,126]. Innym enzymem zależnym od pirofosforanu tiaminy utle­niającym pirogronian jest oksydaza pirogronianowa (na­zwa systematyczna: pyruvate: oxygen 2-oxidoreductase (phosphorylating), EC 1.2.3.3, tab. 4). Enzym ten wystę­puje u bakterii i może funkcjonować w dwa odmienne sposoby. Enzym z Lactobacillus plantarum jest zdolny do przekształcenia pirogronianu w obecności tlenu, jo­nów fosforanowych i jonów wodorowych do wysokoener­getycznego acetylofosforanu z wytworzeniem CO₂ i nad­tlenku wodoru. Acetylofosforan może zostać zużyty do fosforylacji ADP do ATP z udziałem kinazy octanowej [161,165]. Odmienny mechanizm działania reprezentuje oksydaza pirogronianowa z Escherichia coli. Enzym ten jest białkiem błonowym ulokowanym po stronie cytopla­zmatycznej. Interakcja białka z błoną jest związana z re­dukcją kofaktora flawinowego. Enzym nie jest zależny od jonów fosforanowych i w odróżnieniu od oksydazy piro­gronianowej z Lactobacillus plantarum przekształca piro­gronian w octan i CO₂, wykorzystując jony OH^– i poprzez flawinę redukując błonowy przenośnik elektronów ubichi­non 8 (Q₈) będący ogniwem łańcucha oddechowego. W ten sposób oksydaza pirogronianowa z E. coli może się przy­czyniać do poprawy wydajności syntezy ATP w łańcuchu oddechowym [114]. Przytoczone wyżej przykłady wska­zują, że zależne od pirofosforanu tiaminy enzymy utlenia­jące pirogronian u bakterii przyczyniają się do poprawy wydajności procesów bioenergetycznych wytwarzając wy­sokoenergetyczne metabolity (acetylo-CoA, acetylofosfo­ran czy zredukowaną flawinę), które mogą zostać zużyte do syntezy ATP lub wykorzystane jako aktywowane inter­mediaty w procesach anabolicznych.

4.2.4. Transketolaza

Enzymem zależnym od pirofosforanu tiaminy, związanym z metabolizmem węglowodanów jest również transketo­laza (nazwa systematyczna: sedoheptulose-7-phosphate: D-glyceraldehyde-3-phosphate glycolaldehydetransferase, EC 2.2.1.1, tab. 4). W badaniach nad strukturą tego enzy­mu stwierdzono, że jest on homodimerem zawierającym dwa centra katalityczne wiążące z dużym powinowactwem pirofosforan tiaminy [34,84]. Enzym izolowany z różnych źródeł charakteryzuje się podobną budową i właściwościa­mi kinetycznymi, jednak transketolaza ssaków jest bar­dziej selektywna pod względem wykorzystywanych sub­stratów w porównaniu z enzymem z innych źródeł [140]. Transketolaza jest głównym enzymem nieutleniającej gałę­zi szlaku pentozofosforanowego katalizującym odwracalny transfer fragmentu dwuwęglowego z ksylulozo-5-fosfora­nu na rybozo-5-fosforan lub erytrozo-4-fosforan, w wyni­ku czego powstają sedoheptulozo-7-fosforan lub frukto­zo-6-fosforan i aldehyd-3-fosfoglicerynowy (ryc. 3). Przez swój udział w szlaku pentozofosforanowym transketolaza spełnia trzy ważne funkcje w metabolizmie komórek. Po pierwsze dostarcza pentoz (rybozo-5-fosforan) do synte­zy nukleotydów niezbędnych do budowy kwasów nukle­inowych, a także w przetwarzaniu i magazynowaniu me­tabolicznie użytecznej energii (nukleotydy adenylowe). Po drugie, dostarcza metabolitów o dużej energii swo­bodnej do szlaku glikolizy (aldehyd 3-fosfoglicerynowy). Po trzecie, pośrednio może wpływać na wydajność synte­zy NADPH niezbędnego do różnego rodzaju syntez (np. biosynteza kwasów tłuszczowych) i redukcji naturalnych antyoksydantów (glutation, kwas askorbinowy). NADPH jest szczególnie potrzebny do utrzymania odpowiedniego stopnia zredukowania glutationu w układzie nerwowym. Z tego względu utrzymywanie aktywność transketolazy na odpowiednim poziomie jest istotne dla prawidłowego funk­cjonowania układu nerwowego, gospodarki tłuszczowej i cukrowej organizmu. Liczne badania wskazują na udział transketolazy w patogenezie chorób neurodegeneracyjnych, cukrzycy i nowotworów, a także na jej ważna rolę w lecze­niu i profilaktyce tych chorób [5,95,191].

Pomiary aktywności transketolazy w erytrocytach są wy­korzystywane w diagnostyce medycznej do stwierdze­nia niedoborów tiaminy. Porównując pomiar bazowy (bez egzogennego pirofosforanu tiaminy) z wynikiem pomia­ru przeprowadzonego po wzbogaceniu mieszaniny reak­cyjnej w egzogenny pirofosforan tiaminy można określić stan deficytu tiaminy w organizmie. Kiedy różnica obu po­miarów mieści się w zakresie 0-15%, stężenie tiaminy jest w normie. Jeśli różnica jest większa niż 15%, lecz nie prze­kracza 25% wskazuje to na stan umiarkowanego deficytu tiaminy. Natomiast kiedy różnica przekracza 25% świad­czy to o głębokim niedoborze tiaminy w organizmie [40].

4.3. Trifosforan tiaminy i adenozynotrifosfotiamina

Jak wskazują najnowsze badania, fosforylowane pochodne tiaminy, oprócz udziału w wyżej opisanych przemianach enzymatycznych (pirofosforan tiaminy), mogą regulować metabolizm komórek na poziomie niekoenzymatycznym. Dotyczy to trifosforanu tiaminy (ryc. 2C) i adenozynotri­fosfotiaminy (ryc. 2D).

Trifosforan tiaminy powszechnie występuje w komórkach organizmów żywych. Związek ten najczęściej jest stwier­dzany w ilościach śladowych i jego zawartość nie przekra­cza kilku procent całkowitej puli tiaminy i jej pochodnych obecnych w komórkach. Stosunkowo bogata w ten zwią­zek jest tkanka nerwowa zwierząt (tab. 2 [101]). W tkan­kach ludzkich trifosforan tiaminy występuje w śladowych ilościach (tab. 3 [50]). Mimo szerokiego rozpowszechnie­nia trifosforanu tiaminy u organizmów żywych, proces jego syntezy dotąd nie został całkowicie wyjaśniony. We wcze­śniejszych badaniach stwierdzono, że kinaza pirofosfora­nu tiaminy wykorzystując ATP może z bardzo powoli syn­tetyzować trifosforan tiaminy [176]. Jednak wyniki badań ostatnich lat podważają słuszność wcześniejszych obserwa­cji. Okazało się, że we wspomnianej reakcji powstaje inna fosforylowana pochodna tiaminy jaką jest adenozynotrifos­fotiamina [100]. Udowodniono, że synteyzować trifosforan tiaminy w cytoplazmie komórek mięśniowych może kina­za adenylanowa I, wykorzystując ADP [109]. Późniejsze badania wykazały jednak, że transgeniczne myszy pozba­wione aktywności kinazy adenylanowej I miały prawidło­we stężenie trifosforanu tiaminy [102]. Wyniki wyżej cy­towanych prac wskazują, że może istnieć inny, nieznany mechanizm syntezy trifosforanu tiaminy. Przypuszczalnym miejscem syntezy trifosforanu tiaminy mogą być mito­chondria lub inne organella komórkowe, a nie, jak dotąd sądzono, cytosol komórki [15]. Hydrolizę trifosforanu tia­miny do pirofosforanu tiaminy katalizuje enzym fosfata­za trifosforanu tiaminy (nazwa systematyczna: thiamine­-triphosphate phosphohydrolase, EC 3.6.1.28). Enzym ten występuje w dwóch postaciach: związanej z błonami i cy­tosolowej. Postać związana z błonami występuje w mię­śniach, jest aktywowana przez aniony (I^– i NO₃^–), co wy­różnia ją od enzymu występującego w mózgu, który jest hamowany przez te aniony i aktywowany przez jony me­tali dwuwartościowych (Mg²⁺, Ca²⁺, Mn²⁺). Optimum pH dla tej reakcji wynosi 6,5. Postać cytosolowa enzymu jest białkiem o niewielkiej masie molekularnej (około 25 kDa), monomerycznym, zależnym od jonów metali dwuwartościo­wych, hydrofilnym, z optimum reakcji w pH=9,0. Białko to wykazuje bardzo dużą swoistość substratową w stosunku do trifosforanu tiaminy i dużą efektywność katalityczną. Aktywność tego białka jest powszechna w tkankach ssa­ków i chociaż powstają stosunkowo niewielkie jego ilości, to dzięki dużej sprawności katalitycznej utrzymuje ono stę­żenie trifosforanu tiaminy w komórkach na bardzo niskim poziomie [89,101]. Uważa się, że trifosforan tiaminy odgry­wa szczególną rolę w mechanizmach przenoszenia sygna­łów nerwowych, aktywując kanały anionowe Cl^– o małej swoistości bramkowane napięciem [14,22,53]. Sugeruje się także, że trifosforan tiaminy pełni swoistą funkcję w me­chanizmie neurotransmisji. Ponadto na podstawie badań nad białkiem rapsyną 43K, które jest zasocjowane z recep­torami acetylocholinowymi (nAChR) w błonie postsynap­tycznej wykazano, że swoista kinaza białkowa fosforyluje rapsynę 43K wykorzystując trifosforan tiaminy jako do­nor grupy fosforanowej. W związku z tym trifosforan tia­miny może brać udział w fosforylacji białek związanych z przekazywaniem sygnału przez synapsy [115]. Najnowsze badania wskazują jednak, że być może trifosforan tiami­ny pełni bardziej ogólną metaboliczną rolę niż tylko do­nor grup fosforanowych w przebiegu fosforylacji białek sy­naptycznych. Hipotezę tę potwierdza obecność trifosforanu tiaminy w różnych tkankach, u różnych organizmów, po­czynając od bakterii poprzez jednokomórkowce i rośliny, kończąc na zwierzętach i człowieku (tab. 2). Trifosforan tiaminy potencjalnie może być wykorzystywany do fosfo­rylacji różnych białek podobnie jak ATP. Wskazuje to, że proces fosforylacji białek przez trifosforan tiaminy może być częścią nowej, nieznanej dotąd kaskady przekazywa­nia sygnałów w komórkach [15,101]. U Escherichia coli stwierdzono, że trifosforan tiaminy jest syntetyzowany (lub jego rozpad z udziałem swoistej fosfatazy jest hamowa­ny) w odpowiedzi na brak aminokwasów w pożywce, co może świadczyć, że jest on cząsteczką sygnałową wytwa­rzaną w odpowiedzi na zmiany w środowisku życia bakte­rii. Ponadto wyniki tych badań wskazują, że utrzymywanie odpowiedniego stężenia trifosforanu tiaminy w komórkach bakterii jest warunkiem koniecznym do podtrzymywania wzrostu kultury E. coli przy braku aminokwasów w po­żywce [90]. Wyżej przytoczone obserwacje są jak dotąd jedynym eksperymentalnym przykładem na to, że trifos­foran tiaminy jest konieczny w procesie adaptacji organi­zmów żywych w skrajnie niekorzystnych warunkach śro­dowiska. Obserwacja ta w powiązaniu z istnieniem bardzo swoistego i wydajnego mechanizmu regulacji stężenia tri­fosforanu tiaminy poprzez fosfatazę trifosforanu tiaminy sugeruje istnienie szlaku sygnałowego związanego praw­dopodobnie z fosforylacją białek z udziałem trifosforanu tiaminy, gdzie głównym elementem może być regulacja aktywności swoistej fosfatazy w odpowiedzi na bodźce ze środowiska.

Dodatkowych argumentów na korzyść niekoenzymatycz­nej roli fosforanowych pochodnych tiaminy w regulacji metabolizmu komórek dostarczyło odkrycie nieznanej do niedawna pochodnej tiaminy – adenozynotrifosfotiami­ny ([16], ryc. 2D). Związek ten stwierdzono w śladowych ilościach w niektórych tkankach ludzkich, szczurzych, komórkach E. coli, kulturach in vitro komórek ludzkich, mysich i szczurzych [16,50,54]. W przypadku bakterii adenozynotrifosfotiamina jest prawdopodobnie syntetyzo­wana przez swoisty enzym transferazę adenylo-tiaminopi­rofosforanową. Enzym ten wykorzystuje ATP lub ADP jako dawcę grupy adenylowej, którą przyłącza do pirofosfora­nu tiaminy. Jest on prawdopodobnie kompleksem białek o dużej masie molekularnej, który do osiągnięcia pełnej aktywności wymaga drobnocząsteczkowego białkowego aktywatora [100]. Adenozynotrifosfotiamina jest akumu­lowana u E. coli w odpowiedzi na brak węgla organiczne­go w pożywce lub upośledzony metabolizm oksydacyjny pirogronianu. Może więc ona być, podobnie jak trifosforan tiaminy, cząsteczką sygnałową biorącą udział w odpowie­dzi stresowej i w adaptacji do niekorzystnych warunków środowiska. Argumentem przemawiającym za taką hipo­tezą jest to, że po uzupełnieniu pożywki w glukozę nastę­puje gwałtowny spadek stężenia adenozynotrifosfotiaminy w komórkach. Ponadto w preparatach zwierzęcych zawie­rających znaczne stężenia trifosforanu tiaminy nie stwier­dza się adenylowanej pochodnej i odwrotnie. Sugeruje to istnienie układu enzymatycznego zdolnego do szybkiej i precyzyjnej regulacji stężenia obu wyżej wspomnianych pochodnych tiaminy w komórce. Dalsze badania wskaza­ły, że trifosforan tiaminy hamuje syntezę adenozynotrifos­fotiaminy [54]. Biorąc pod uwagę, że E. coli jest zasob­na w znaczną pulę pirofosforanu tiaminy (nawet do 60%), który może być łatwo przekształcony w obie wspomnia­ne pochodne tiaminy, można sądzić, że zaniżona synteza ATP w wyniku braku zasilania w węgiel organiczny nie jest jedynym warunkiem stymulującym syntezę adeno­zynotrifosfotiaminy. Aby doszło do nagromadzenia tego metabolitu w komórkach bakterii, musi dodatkowo zostać zablokowana synteza lub przyspieszona degradacja trifos­foranu tiaminy. Sugeruje to silną współzależność syntezy i degradacji wszystkich fosforylowanych pochodnych tia­miny w procesach odpowiedzi na niekorzystne warunki środowiska i istnienie zintegrowanego systemu enzyma­tycznego regulującego stężenie fosforylowanych pochod­nych tiaminy w zależności od bodźców napływających ze środowiska zewnętrznego. Być może wyhamowanie tem­pa wzrostu bakterii w warunkach głodzenia jest mechani­zmem, regulowanej przez fosforylowane pochodne tiaminy, adaptacji pozwalającej „przeczekać trudny okres” w wa­runkach ograniczonego tempa metabolizmu. W przypad­ku organizmów eukariotycznych nie ma danych ekspery­mentalnych potwierdzających udział trifosforanu tiaminy i adenozynotrifosfotiaminy w procesach przystosowaw­czych. Do tej pory nie udało się ustalić warunków, w któ­rych wyżej wymienione pochodne tiaminy byłyby groma­dzone lub hydrolizowane. Ostatnio stwierdzono jednak w badaniach tkanek ludzkich, że w przypadkach niektó­rych stanów patologicznych (niedokrwienie wątroby) na­stępuje wzrost stężenia wolnej tiaminy i spadek stężenia trifosforanu tiaminy [50].

5. Inne pochodne tiaminy

W ostatnich latach pojawiło się wiele informacji na te­mat różnych analogów tiaminy [1,95,162]. W zależności od rodzaju modyfikacji w budowie cząsteczki pochodne tiaminy mogą być rozpuszczalne w wodzie bądź w tłusz­czach i rozpuszczalnikach organicznych. Różnice w budo­wie w stosunku do tiaminy decydują także o tym, czy dany analog jest aktywny biologicznie (tab. 5). Wiele modyfi­kacji związanych z różnymi podstawnikami w pierścieniu pirymidynowym bądź tiazolowym sprawia, że pochodna, w odróżnieniu od tiaminy, może być nieaktywna biolo­gicznie, mimo podobnej budowy chemicznej (ryc. 1A i 4). W przypadku takich analogów możemy mówić o antyme­tabolitach lub antywitaminach. Brak aktywności biologicz­nej niektórych pochodnych tiaminy może wynikać z nie­możności tworzenia fosforanowych estrów lub niezdolności do formowania jonu obojnaczego. Takie antywitaminowe pochodne mogą się wiązać z centrami aktywnymi zależ­nych od tiaminy enzymów powodując ich zablokowanie, a w konsekwencji hamowanie całych szlaków metabolicz­nych, w których enzymy te uczestniczą (ryc. 3). Niektóre analogi tiaminy nie są zdolne do interakcji z centrami ak­tywnymi enzymów np. w związku z brakiem możliwości osiągania konformacji „V” lub niemożliwością tworzenia estrów pirofosforanowych. Takie pochodne mogą jednak wpływać na dystrybucję tiaminy w komórkach lub inten­sywność pobierania witaminy B₁ do komórek, w wyniku blokowania transporterów tiaminy.

Ryc. 4. Struktura chemiczna wybranych pochodnych tiaminy; A – oksytiamina, B – pirytiamina, C – amprolium, D – pirofosforan 3-deazotiaminy, E – benfotiamina, F – fursultiamina, G – allitiamina, H – sulbutiamina

Tabela 5. Charakterystyka niektórych pochodnych tiaminy

Wśród licznych pochodnych tiaminy są takie, które cechu­ją się chociażby lepszą przyswajalnością niż tiamina, a fi­zjologicznym skutkiem ich działania może być podwyż­szenie wewnątrzkomórkowego stężenia tiaminy. Tego typu analogów nie należy kwalifikować do grupy antywitamin. Obie wymienione grupy pochodnych tiaminy mimo skraj­nie różnego działania znajdują coraz większe zastosowa­nie w praktyce medycznej i weterynaryjnej.

Niżej przedstawiono krótki przegląd niektórych pochod­nych tiaminy wskazując na mechanizm ich działania i po­tencjalne lub faktyczne zastosowanie w praktyce.

Do grupy antywitaminowych pochodnych tiaminy należy oksytiamina (ryc. 4A). W cząsteczce oksytiaminy grupa aminowa w pozycji 4 pierścienia pirymidynowego, która jest niezbędna do zachowania właściwości katalitycznych, została zastąpiona grupą hydroksylową.

Antywitaminowe działanie oksytiaminy wynika z tego, że pod wpływem pirofosfokinazy tiaminowej tworzy ona pi­rofosforan oksytiaminy, który może się łączyć z enzymami zależnymi od pirofosforanu tiaminy blokując w ten sposób możliwość przyłączenia aktywnego koenzymu. Brak gru­py NH₂ przy czwartym węglu pierścienia pirymidynowe­go, w przypadku oksytiaminy, uniemożliwia deprotonację węgla C2 pierścienia tiazolowego, nie dopuszczając w kon­sekwencji do formowania jonu obojnaczego, którego po­wstanie jest warunkiem koniecznym do zajścia aktu kata­litycznego. Na tej podstawie można sądzić, że oksytiamina jest inhibitorem wszystkich reakcji zależnych od pirofosfo­ranu tiaminy. Obserwowano to w przypadku dekarboksyla­zy pirogronianowej u mikroorganizmów, a także komplek­sów dehydrogenaz 2-oksokwasów i transketolazy, zarówno w badaniach enzymologicznych in vitro, jak i w ekspery­mentach in vivo u drożdży i zwierząt [156,157,162,172].

Oksytiamina, w związku ze swoimi właściwościami, może być przydatna w leczeniu nowotworów oraz grzybic. Związek ten wpływając na aktywność enzymów zależnych od pirofosforanu tiaminy może hamować szlaki bioener­getyczne, wytwarzanie fosforanów pentoz niezbędnych do syntezy nukleotydów i tempo syntezy oraz rozkładu ami­nokwasów. Na zakłócenia wyżej wymienionych procesów szczególnie wrażliwe są szybko dzielące się komórki no­wotworowe i komórki grzybów odpowiedzialnych za po­wierzchniowe i wewnątrzustrojowe infekcje. Wyhamowanie proliferacji komórek nowotworowych w warunkach in vitro, a także regresję guza Ehrlicha u myszy pod wpływem oksy­tiaminy wykazano w warunkach laboratoryjnych [20,127]. Zastosowanie oksytiaminy w kulturach in vitro grzybów (Saccharomyces cerevisiae, Malassezia pachydermatis) powodowało ograniczenie tempa przyrostu liczby komó­rek, a w wyższych stężeniach było nawet cytotoksyczne [173,193]. Podawanie oksytiaminy zwierzętom doświad­czalnym wywołuje wiele działań o charakterze toksycz­nym. Powoduje u nich m.in. ospałość, utratę masy ciała oraz bradykardię. Oksytiamina nie wywołuje natomiast objawów charakterystycznych dla beri-beri. Jest to spowo­dowane prawdopodobnie tym, że nie może ona przenikać bariery krew-mózg i gromadzić się w komórkach układu nerwowego [20,94].

Kolejną pochodną tiaminy, która może być alternatywnym substratem dla pirofosfokinazy tiaminowej jest pirytiami­na (ryc. 4B). Antywitamina ta zamiast pierścienia tiazo­lowego ma pierścień pirydynowy. Antykoenzymatyczne działanie pirytiaminy jest podobne jak w przypadku oksy­tiaminy, gdyż udowodniono eksperymentalnie, że mimo różnicy w strukturze chemicznej związek ten może po­dobnie jak tiamina ulegać fosforylacji [94] i jako analog koenzymu konkurować o wiązanie w centrach aktywnych enzymów zależnych od pirofosforanu tiaminy powodując ich inaktywację [185]. Pirytiamina jest jedną z najsilniej­szych antywitamin tiaminy. Niewielkie dawki rzędu 0,5 mg są letalne dla młodych myszy, a kilkakrotnie niższe po­wodują zaburzenia w rozwoju noworodków myszy [186]. Toksyczne działanie pirytiaminy stwierdzono w przypadku niektórych grzybów, glonów i bakterii [37,88,158]. Ciekawy proces zaobserwowano w przypadku działania antywita­min tiaminy na komórki Saccharomyces cerevisiae. Otóż podawanie drożdżom oksytiaminy lub pirytiaminy osob­no powodowało wyhamowanie tempa przyrostu liczby komórek, a dodanie oksytiaminy do kultury wcześniej po­traktowanej pirytiaminą spowodowało powrót kultury do kontrolnego tempa wzrostu [69]. Prawdopodobnie droż­dże mogą rozszczepiać antywitaminy, a następnie wyko­rzystując pierścień tiazolowy oksytiaminy i pirymidyno­wy pirytiaminy, syntetyzować prawidłową witaminę B₁. Pirytiamina powoduje objawy neurologiczne podobne do zespołu Wernickego-Korsakowa i inne zaburzenia metabo­liczne [36,94,135]. Może ona także zaburzać proces syn­tezy tiaminy u mikroorganizmów poprzez interakcje z ry­boprzełącznikami regulującymi proces biosyntezy białek związanych z wytwarzaniem tiaminy [18,158]. Efekt ten może mieć znaczenie w badaniach nad nowymi generacja­mi leków. W badaniach eksperymentalnych antywitami­na ta, a także oksytiamina są stosowane do wywoływania objawów podobnych do niedoboru tiaminy w organizmie [27,113]. Jednak w odróżnieniu od rzeczywistego niedo­boru tiaminy w diecie, efekt uzyskiwany eksperymentalnie przez podawanie in vivo jej analogów może sprzyjać wy­stępowaniu zjawiska preferencyjnego hamowania aktyw­ności enzymów zależnych od pirofosforanu tiaminy. Nie jest to zazwyczaj uwzględniane podczas interpretacji wy­ników badań nad zespołem Wernickego-Korsakowa [27], a także przy modelowaniu hipowitaminozy B₁ u szczurów [113] i myszy [168], przez podawanie pirytiaminy i innych antymetabolitów tiaminy [26,63,135].

Do antagonistów tiaminy należy również amprolium (ryc. 4C). Zastąpienie grupy metylowej -CH₃ w pozycji 2 pier­ścienia pirymidynowego podstawnikiem o dłuższym łańcu­chu węglowodorowym -C₃H₇ skutkuje obniżeniem aktyw­ności biologicznej związku. Brak grupy hydroksyetylowej -CH₂CH₂OH w pozycji 5, która jest konieczna do utwo­rzenia postaci pirofosforanowej powoduje, że analog ten jest nieczynny jako antykoenzym.

Amprolium wzmaga defosforylację pirofosforanu tiaminy do monofosforanu tiaminy, hamuje również dokomórko­wy transport tiaminy oraz wchłanianie tiaminy w przewo­dzie pokarmowym. Amprolium, występujące pod nazwami handlowymi Amprovine, Amprolium, Amprol, Anticoccid, Corid jest dodawane do pasz i wykorzystywane jako środek przeciwko kokcydiozie (chorobie pasożytniczej zwierząt gospodarskich, psów i kotów wywoływanej przez pierwot­niaki z rodzaju Eimeria) [51,76,132,137,150].

Jednym z najsilniejszych inhibitorów enzymów zależnych od pirofosforanu tiaminy jest 3-deazotiamina. Związek ten został zsyntetyzowany dopiero w 2001 roku [62]. Budową różni się od tiaminy tym, że w drugim pierścieniu atom azotu N-3 został zastąpiony atomem węgla. W badaniach enzymologicznych wykazano, że pirofosforan 3-deazo­tiaminy (ryc. 4D) jest bardzo silnym, nieodwracalnym in­hibitorem dekarboksylazy pirogronianowej i komplek­su dehydrogenazy 2-oksoglutaranowej [106]. Wiąże się z centrami aktywnymi wyżej wymienionych enzymów ze znacznie większym powinowactwem niż pirofosforan tiaminy, a ponieważ nie jest zdolny do formowania jonu obojnaczego powoduje ich inaktywację. Proponuje się, że analog ten będzie inaktywował równie skutecznie inne enzymy zależne od tiaminy, takie jak transketolaza i kom­pleks dehydrogenazy pirogronianowej [1]. Mimo że synte­za 3-deazotiaminy jest skomplikowana i wymaga przepro­wadzenia reakcji w 12 etapach, związek ten ze względu na swoje właściwości względem enzymów zależnych od pi­rofosforanu tiaminy może mieć potencjalne zastosowania praktyczne. Jeżeli wyniki uzyskane w badaniach z uży­ciem izolowanych enzymów potwierdzą się w warunkach in vivo, 3-deazotiamina może się okazać skutecznym an­tybiotykiem i cytostatykiem.

Niektóre związki zbliżone do tiaminy pod względem bu­dowy chemicznej są stosowane jako herbicydy i antybio­tyki. Przykładem herbicydu może być metsulfuron metylu hamujący aktywność zależnej od tiaminy syntazy kwasu hydroksyoctowego. Enzym ten jest niezbędny do syntezy aminokwasów o rozgałęzionych łańcuchach. Metsulfuron metylu uniemożliwia wiązanie pirofosforanu tiaminy w cen­trum aktywnym syntazy kwasu hydroksyoctowego [108]. Innym herbicydem będącym analogiem tiaminy jest kloma­zon. Związek ten jest w komórkach przekształcany w 5-ke­toklomazon, który hamuje aktywność syntazy 5-fosforanu deoksyksylulozy – enzymu zaangażowanego w biosynte­zę terpenów w szlaku niemewalonianowym u roślin [110]. Interesującym analogiem pierścienia tiazolowego tiami­ny jest metronidazol – antybiotyk stosowany w zwalcza­niu infekcji bakteryjnych i powodowanych przez niektóre pierwotniaki. Związek ten zastępuje pierścień tiazolowy w tiaminie powodując powstanie analogu tiaminy, który bardzo wydajnie hamuje aktywność pirofosfokinazy tia­miny wpływając tym samym negatywnie na aktywność wszystkich enzymów zależnych od tiaminy [1].

Dużą grupę wśród analogów tiaminy stanowią jej tiolo­we pochodne. Związki te, w odróżnieniu od omówionych wyżej, nie działają antagonistycznie w stosunku do wita­miny B₁, ale mogą się przyczyniać do podwyższenia we­wnątrzkomórkowego stężenia tiaminy. Do tej grupy po­chodnych należą: benfotiamina (ryc. 4E), fursultiamina (ryc. 4F), allitiamina (ryc. 4G), sulbutiamina (ryc. 4H). Budzą one szerokie zainteresowanie naukowców ze wzglę­du na obecność bardzo reaktywnej grupy tiolowej -SH, co stwarza niemal nieograniczone możliwości syntezy innych pochodnych (tab. 5).

Benfotiamina (S-benzoilo, O-monofosforan tiaminy) jest S-acylową pochodną tiaminy. W odróżnieniu od disiarcz­kowych pochodnych tiaminy, benfotiamina nie jest związ­kiem lipofilowym. Podawana doustnie może przenikać przez błonę komórkową dopiero po defosforylacji do S-benzoilotiaminy w wyniku działania fosfatazy zasa­dowej, która jest wydzielana przez rąbki szczoteczkowe śluzówki jelita cienkiego. S-benzoilotiamina dyfunduje do komórek śródbłonka jelita, a następnie do krwi skąd znaczna jej część trafia do erytrocytów, gdzie jest prze­kształcana w wolną tiaminę w wyniku przeniesienia grupy S-benzoilowej na glutation. W wątrobie S-benzoilotiamina może być przetwarzana do tiaminy przez tioesterazę obec­ną w hepatocytach.

Prawdopodobnie w wyniku zwiększenia stężenia tkanko­wego pirofosforanu tiaminy oraz przez zwiększenie aktyw­ności transketolazy, która katalizuje przemianę aldehydu 3-fosfoglicerynowego i fruktozo-6-fosforanu do pentoz i in­nych cukrów, benfotiamina zapobiega rozwojowi i pogłę­bianiu przewlekłych powikłań w cukrzycy, takich jak re­tinopatia cukrzycowa, czy nefropatia cukrzycowa. Dzięki tej reakcji zostają również zahamowane niekorzystne dla śródbłonka naczyń krwionośnych szlaki przemiany glu­kozy. Benfotiamina podawana doustnie powoduje znaczą­cy wzrost stężenia tiaminy, a także jej mono- i pirofosfo­ranu we krwi oraz w wątrobie. Nie ma żadnych dowodów na niekorzystne działaniu benfotiaminy na ośrodkowy układ nerwowy. Wyniki niektórych badań wskazują, że benfo­tiamina poprawia pamięć u gryzoni, a także u ludzi. Jest to prawdopodobnie wynik aktywacji układu cholinergicz­nego i dopaminergicznego [7,58,95,174].

Kolejną tiolową postacią tiaminy jest fursultiamina (tetra­hydrofurfurylodisiarczek tiaminy). Jest to disiarczkowa pochodna tiaminy. Ze względu na swój lipofilny charakter cząsteczka fursultiaminy łatwo przenika do wnętrza komór­ki, gdzie jest przekształcana w tiaminę, a następnie w wy­niku działania pirofosfokinazy tiaminowej w pirofosforan tiaminy. Fursultiamina ma korzystne działanie izotropowe na mięsień sercowy. Działa również jako czynnik przeciw­zapalny, prawdopodobnie poprzez zahamowanie kaskady biosyntezy kwasu arachidonowego [67,95,96,167,174,182].

Allitiamina (disiarczek allilotiaminy) jest allilodisiarcz­kową pochodną tiaminy. Podobnie jak pozostałe disiarcz­kowe pochodne tiaminy nie rozpuszcza się w wodzie, jest jednak dobrze rozpuszczalna w tłuszczach i rozpuszczalni­kach organicznych. Allitiamina z łatwością przenika przez błonę komórkową, co prowadzi do zwiększonej koncentra­cji witaminy B₁ wewnątrz komórki. Dyfuzja do komórki nie wymaga żadnego systemu przenośników. W związku z tym pochodna ta może powodować szybkie nagromadze­nie dużej ilości tiaminy wewnątrz komórek nawet w wy­padkach zakłócenia funkcjonowania błonowych transpor­terów witaminy B₁ [174].

Sulbutiamina (O-izobutyrylo disiarczek tiaminy, ryc. 4H) podobnie jak fursultiamina i allitiamina jest również di­siarczkową pochodną tiaminy. Ze względu na lipofilowy charakter związek ten może przenikać do mózgu i swoiście oddziaływać na neurony. Sulbutiamina powoduje wzrost stężenia tiaminy i jej estrów fosforanowych w mózgu i tkan­kach obwodowych u szczurów. Jest podawana w przypad­kach ogólnego osłabienia i przemęczenia – astenii [17,174].

6. Podsumowanie

Mimo że minęło już ponad 70 lat od ustalenia struktury chemicznej tiaminy związek ten nadal odkrywa przed nami swoje tajemnice. W świetle wyników najnowszych badań wyjaśnienie udziału fosforanowych pochodnych tiaminy (trifosforan tiaminy i adenozynotrifosfotiamina) w regu­lacji metabolizmu komórek na poziomie niekoenzyma­tycznym może rzucić zupełnie nowe światło na zagadnie­nie udziału witamin z grupy B w regulacji metabolizmu komórek. Aktualnie stawiane hipotezy o udziale fosfory­lowanych pochodnych tiaminy w procesach transdukcji sy­gnału są dyskusyjne i wymagają potwierdzenia.

Wyniki badań świadczą o ciągłym zagrożeniu łagodnymi stanami niedoborów witaminy B₁. Stany te dotyczą zwłasz­cza dzieci i osób starszych, mogą się przyczyniać do po­głębiania powikłań w chorobach przewlekłych, takich jak np. cukrzyca. Szczegółowe poznanie udziału pirofosfora­nu tiaminy w procesie katalizy enzymatycznej przyczy­niło się do wyjaśnienia podłoża różnego rodzaju chorób i opracowania nowych sposobów leczenia z wykorzysta­niem witaminy B₁ i rozwoju perspektyw zastosowania ana­logów tiaminy w medycynie. Dalsze odkrycia w tej dzie­dzinie z pewnością przyczynią się do powstawania nowych leków i metod leczenia z wykorzystaniem tiaminy i jej ana­logów w przypadku tak niebezpiecznych z punktu widze­nia ludzi schorzeń jak grzybice czy nowotwory. Bardzo przydatne wydają się badania dotyczące wykorzystania najnowszych odkryć w dziedzinie regulacji biosyntezy tiaminy (ryboprzełączniki) do produkcji nowej generacji antybiotyków, cytostatyków i herbicydów.

Zagadnienie regulacji metabolizmu komórek z udziałem tiaminy i jej różnorakich pochodnych, mimo nagromadze­nia znacznej wiedzy nadal pozostaje fascynującym zada­niem badawczym, a wszelkie odkrycia w tej dziedzinie mogą być niezwykle istotne z punktu widzenia zarówno medycyny, biologii jak i gospodarki.

PIŚMIENNICTWO

[1] Agyei-Owusu K., Leeper F.J.: Thiamin diphosphate in biological chemistry: analogues of thiamin diphosphate in studies of enzymes and riboswitches. FEBS J., 2009; 276: 2905-2916
[PubMed]  

[2] Ahn I.P., Kim S., Lee Y.H.: Vitamin B1 functions as an activator of plant disease resistance. Plant Physiol., 2005; 138: 1505-1515
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Ahn I.P., Kim S., Lee Y.H., Suh S.C.: Vitamin B1-induced priming is dependent on hydrogen peroxide and the NPR1 gene in Arabidopsis. Plant Physiol., 2007; 143: 838-848
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Ajjawi I., Tsegaye Y., Shintani D.: Determination of the genetic, molecular, and biochemical basis of the Arabidopsis thaliana thiamin auxotrophy th1. Arch. Biochem. Biophys., 2007; 459: 107-114
[PubMed]  

[5] Aleksander-Kaufman K., Harper C.: Transketolase: observations in alcohol-related brain damage research. Int. J. Biochem. Cell Biol., 2009; 41: 717-720
[PubMed]  

[6] Astashkin A.V., Seravalli J., Mansoorabadi S.O., Reed G.H., Ragsdale S.W.: Pulsed electron paramagnetic resonance experiments identify he paramagnetic intermediates in the pyruvate ferrodoxin oxidoreductase catalytic cycle. J. Am. Chem. Soc., 2006; 128: 3888-3889
[PubMed]  

[7] Babaei-Jadidi R., Karachalias N., Achmed N., Battah S., Thornalley P.J.: Prevention of incipient diabetic nephropathy by high-dose thiamine and benfotiamine. Diabetes, 2003; 52: 2110-2120
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Bao H., Kasten S.A., Yan X., Hiromasa Y., Roche T.E.: Pyruvate dehydrogenase kinase isoform 2 activity stimulated by speeding up the rate of dissociation of ADP. Biochemistry, 2004; 43: 13442-13451
[PubMed]  

[9] Baykal A, Chakraborty S, Dodoo A, Jordan F.: Synthesis with good enantiomeric excess of both enantiomers of alpha-ketols and acetolactates by two thiamin diphosphate-dependent decarboxylases. Bioorg. Chem., 2006; 34: 380-393
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Begley T.P., Chatterjee A., Hanes J.W., Hazra A., Ealick S.E.: Cofastors biosynthesis – still yielding fascinating new biological chemistry. Curr. Opin. Chem. Biol., 2008; 12: 118-125
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[11] Begley T.P., Downs D.M., Ealick S.E., McLafferty F.W., Van Loon A., Taylor S., Campobasso N., Chiu N., Kinsland C., Reddick J., Xi J.: Thiamin biosynthesis in prokaryotes. Arch. Microbiol., 1999; 171: 293-300
[PubMed]  

[12] Belanger F., Leustek T., Chu B., Kirz A.: Evidence for the thiamine biosynthetic pathway in higher plants plastids and its developmental regulation. Plant Mol. Biol., 1995; 29: 809-821
[PubMed]  

[13] Bettendorff L.: Thiamine in excitable tissues: reflections on a non-cofactor role. Metab. Brain Dis., 1994; 9: 183-209
[PubMed]  

[14] Bettendorff L., Peeters M., Wins P., Schoffeniels E.: Matabolism of thiamin triphosphate in rat brain: correlation with chloride permeability. J. Neurochem., 1993; 60: 423-434
[PubMed]  

[15] Bettendorff L., Wins P.: Thiamin diphosphate in biological chemistry: new aspects of thiamin metabolism, especially triphosphate derivatives action other than as cofactors. FEBS J., 2009; 276: 2917-2925
[PubMed]  

[16] Bettendorff L., Wirtzfeld B., Makarchikov A.F., Mazzucchelli G., Frederich M., Gigliobianco T., Gangolf M., De Pauw E., Angenot L., Wins P.: Discovery of a natural thiamine adenine nucleotide. Nat. Chem. Biol., 2007; 3: 211-212
[PubMed]  

[17] Bizot J.C., Herpin A., Pothion S., Pirot S., Trovero F., Ollat H.: Chronic treatment with sulbutiamine improves memory in an object recognition task and reduces some amnesic effects of dizocilpine in a spatial delayed-non-match-to-sample task. Prog. Neuropsychopharmacol. Biol. Psychiatry, 2005; 29: 928-935
[PubMed]  

[18] Blound K.F., Breaker R.R.: Riboswitches as antibacterial drug targets. Nat. Biotechnol., 2006; 24: 1558-1564
[PubMed]  

[19] Bocobza S., Adato A., Mandel T., Shapira M., Nudler E., Aharoni A.: Riboswitch-dependent gene regulation and its evolution in the plant kingdom. Genes Dev., 2007; 21: 2874-2879
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Boros L.G., Puigjaner J., Cascante M., Lee W.N., Brandes J.L., Bassilian S., Yusuf F.I., Williams R.D., Muscarella P., Melvin W.S., Schirmer W.J.: Oxythiamine and dehydroepiandrosterone inhibit the nonoxidative synthesis of ribose and tumor cell proliferation. Cancer Res., 1997; 57: 4242-4248
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[21] Boś M.: Hipotetyczna funkcja tiaminy w układzie nerwowym. Postępy Biol. Kom., 2001; 16: 213-220

[22] Boś M., Kozik A.: Some molecular and enzymatic properties of a homogeneous preparation thiaminase I purified form carp liver. J. Protein Chem., 2000; 19: 75-84
[PubMed]  

[23] Brosnan J.T., Brosnan M.E.: Branched-chain amino acid: enzyme and substrate regulation. J. Nutr., 2006; 136: 207S-211S
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Bugała K., Żywicki M., Wyszko E., Barciszewska M.Z., Barciszewski J.: Przełączniki RNA. Postępy Bioch., 2005; 51: 111-119
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[25] Bunik V.I., Strumiło S.: Regulation of catalysis within cellular network: metabolic and signaling implications of the 2-oxoglutarate oxidative decarboxylation. Curr. Chem. Biol., 2009; 3: 279-290

[26] Butterworth R.F.: Thiamine deficiency-related brain dysfunction in chronic liver failure. Metab. Brain. Dis., 2009; 24: 189-196
[PubMed]  

[27] Butterworth R.F., Kril J.J., Harper C.G.: Thiamine-dependent enzyme changes in the brains of alcoholics: relationship to the Wernicke-Korsakoff syndrome. Alcohol. Clin. Exp. Res., 1993; 17: 1084-1088
[PubMed]  

[28] Caines M.E., Elkins J.M., Hewitson K.S., Schofield C.J.: Crystal structure and mechanistic implications of N²-(2-carboxyethyl)arginine synthase, the first enzyme in the clavulanic acid biosynthesis pathway. J. Biol. Chem., 2004; 279: 5685-5692
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Casteels M., Foulon V., Mannaerts G.P., Van Veldhoven P.P.: Alpha-oxidation of 3-methyl-substituted fatty acids and its thiamine dependence. Eur. J. Biochem., 2003; 270: 1619-1627
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Chabregas S.M., Luche D.D., Farias L.P., Ribeiro A.F., van Sluys M.A., Menck C.F., Silva-Filho M.C.: Dual targeting properties of the N-terminal signal sequence of Arabidopsis thalian THI1 protein to mitochondria and chloroplasts. Plant Mol. Biol., 2001; 46: 639-650
[PubMed]  

[31] Chabriere E., Vernede C., Guigliarelli B., Charon M.H., Hatchikian E.C., Fontecilla-Camps J.C.: Crystal structure of the free radical intermediate of pyruvate: ferredoxin oxidoreductase. Science, 2001; 294: 2559-2663
[PubMed]  

[32] Chatterjee A., Jurgenson C.T., Shroeder F.C., Ealick S.E., Begley T.P.: Biosynthesis of thiamin thiazole in eukaryotes: conversion of NAD to an advanced intermediate. J. Am. Chem. Soc., 2007; 129: 2914-2922
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Chatterjee A., Shroeder F.C., Jurgenson C.T., Ealick S.E., Begley T.P.: Biosynthesis of the thiamin thiazole in eukaryotes: identification of a thiazole tautomer intermediate. J. Am. Chem. Soc., 2008; 130: 11394-11398
[PubMed]  

[34] Chen J., Anderson J.B., De Weese-Scott C., Fedorova N.D., Geer L.Y., He S., Hurwitz D.I., Jackson J.D., Jacobs A.R., Lanczycki C.J., Liebert C.A., Liu C., Madej T., Marchler-Bauer A., Marchler G.H., Mazumder R., Nikolskaya A.N., Rao B.S., Panchenko A.R., Shoemaker B.A., Simonyan V., Song J.S., Thiessen P.A., Vasudevan S., Wang Y., Yamashita R.A., Yin J.J., Bryant S.H.: MMDB: Entrez’s D-structure database. Nucleic Acid Res., 2003; 31: 474-477
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Chipman D.M., Duggleby R.G., Tittmann K.: Mechanisms of acetohydroxyacid synthasas. Curr. Opin. Chem. Biol., 2005; 9: 475-481
[PubMed]  

[36] Chornyy S.A., Parkhomenko M.: Comparative characteristic of thiamine antagonists on apoptosis induction In different types of nerve cell lines. Ukr. Biochem. Zhurn., 2008; 80: 76-84
[PubMed]  

[37] Croft M.T., Moulin M., Webb M.E., Smith A.G.: Thiamine biosynthesis in algae is regulated by riboswitches. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 20770-20775
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] da Cunha S., Cunha Bastos J., Salles J.B., Silva M.C., Cunha Bastos V.L., Mandarim-de-Lacerda C.A.: Cardiac alterations in furosemide-treated thiamine-deprived rats. J. Card. Fail., 2007; 13: 774-784
[PubMed]  

[39] Demir A.S., Sesenoglu O., Dunkelmann P., Muller M.: Benzaldehyde lyase-catalysed enantioselective carboligation of aromatic aldehydes with mono- and dimethoxy acetaldehyde. Org. Lett., 2003; 5: 2047-2050
[PubMed]  

[40] Doolman R., Dinbar A., Sela B.A.: Improved measurement of transketolase activity in the assessment of “TPP effect”. Eur. J. Clin. Chem. Clin. Biochem., 1995; 33: 445-446
[PubMed]  

[41] Duggleby R.G., Pang S.S., Yu H., Guddat L.W.: Systematic characterization of mutations In yeast acetohydroxyacid synthase. Interpretation of herbicide-resistance data. Eur. J. Biochem., 2003; 270: 2895-2904
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Dutta B., Huang W., Molero M., Kekuda R., Leibach F.R., Devoe L.D., Ganapathy V., Prasad P.D.: Cloning of the human thiamin transporter, a member of the folate transporter family. J. Biol. Chem., 1999; 274: 31925-31929
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Estevez J.M., Cantero A., Romero C., Kawaide H., Jimenez L.F., Kuzuyama T., Seto H., Kamiya Y., Leon P.: Analysis of the expression of CLA1, a gene that encodes the 1-deoxyxylulose 5-phosphate synthase of the 2-C-methyl-D-erythritol-4-phosphate pathway in Arabidopsis. Plant Physiol., 2000; 124: 95-104
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] Evans M.C.W., Buchanan B.B., Arnon D.I.: A new ferredoxin dependent carbon reduction cycle in photosynthetic bacterium. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1966; 55: 928-934
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[45] Foulon V., Sniekers M., Huysmans E., Asselberghs S., Mahieu V., Mannaerts G.P., Van Veldhoven P.P., Casteels M.: Breakdown of 2-hydroxylated straight chain fatty acids via peroxisomal 2-hydroxyphytanoyl-CoA lyase: a revised pathway for the α-oxidation of straight chain fatty acids. J. Biol. Chem., 2005; 280: 9802-9812
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Fraccascia P., Sniekers M., Casteels M., Van Veldhoven P.P.: Presence of thiamine pyrophosphate in mammalian peroxisomes. BMC Biochem., 2007; 8: 10
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Frank R.A.W., Leeper F.J., Luisi B.F.: Structure, mechanism and catalytic duality of thiamine-dependent enzymes. Cell. Mol. Life Sci., 2007; 64: 892-905
[PubMed]  

[48] Furey W., Arjunan P., Chen L., Sax M., Guo F., Jordan F.: Structure – function relationships and flexible tetramer assembly in pyruvate decarboxylase revealed by analysis of crystal structures. Biochim. Biophys. Acta, 1998; 1385: 253-270
[PubMed]  

[49] Ganapathy V., Smith S.B., Prasad P.D.: SLC19: the folate/thiamin transporter family. Pflugers Arch., 2004; 447: 641-646
[PubMed]  

[50] Gangolf M., Czerniecki J., Radermecker M., Detry O., Nisolle M., Jouan C., Martin D., Chantraine F., Lakaye B., Wins P., Grisar T., Bettendorff L.: Thiamine status in human and contrnt of phospharylated thiamine derivatives in biopsies and cultured cells. PLoS ONE, 2010; 5: e13616
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Ghanem M.M, Radwan M.E., Moustafa A.M.M., Ebeid M.H.: Comparative therapeutic effect of toltrazuril, sulphadimidine and amprolium on Eimeria bovis and Eimeria zuernii given at different times following infection in buffalo calves (Bubalus bubalis). Prev. Vet. Med., 2008; 84: 161-170
[PubMed]  

[52] Gibson G.E., Blass J.P.: Thiamine-dependent processes and treatment strategies in neurodegeneration. Antioxid. Redox Signal., 2007; 9: 1605-1619
[PubMed]  

[53] Gibson G.E., Zhang H.: Interactions of oxidative stress with thiamine homeostasis promote neurodegeneration. Neurochem. Int., 2002; 40: 493-504
[PubMed]  

[54] Gigliobianco T., Lakaye B., Wins P., El Moualij B., Zorzi W., Bettendorff L.: Adenosine thiamine triphosphate accumulates in Escherichia coli cells in response to specific conditions of metabolic stress. BMC Microbiol., 2010; 10: 148
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Godoi P.H., Galhardo R.S., Luche D.D., Van Sluys M.A., Menck C.F., Oliva G.: Structure of thiazole biosynthetic enzyme THI1 from Arabidopsis thaliana. J. Biol. Chem., 2006; 281: 30957-30966
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Goyer A.: Thiamine in plants: Aspects of its metabolism and functions. Phytochemistry, 2010; 71: 1615-1624
[PubMed]  

[57] Graupner M., Xu H., White R.H.: Identification of the gene encoding sulfopyruvate decarboxylase, an enzyme involved in biosynthesis of coenzyme M. J. Bacteriol., 2000; 182: 4862-4867
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[58] Hammes H.P., Du X., Edelstein D., Taguchi T., Matsumura T, Ju Q., Lin J., Bierhaus A., Nawroth P., Hannak D., Neumaier M., Bergfeld R., Giardino I., Brownlee M.: Benfotiamine blocks three major pathways of hyperglycemic damage and prevents experimental diabetic retinopathy. Nat. Med., 2003; 9: 294-299
[PubMed]  

[59] Harris R.A., Joshi M., Jeoung N.H.: Mechanisms responsible for regulation of branched-chain amino acid catabolism. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2004; 313: 391-396
[PubMed]  

[60] Harris R.A., Kobayashi R., Murakami T., Shimomura Y.: Regulation of branched-chain α-keto acid dehydrogenase kinase expression in rat liver. J. Nutr., 2001; 131: 841S-845S
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] Hass A.L., Laun N.P., Begley T.P.: Thi20, a remarkable enzyme for Saccharomyces cerevisiae with dual thiamin biosynthetic and degradation activities. Bioorg. Chem., 2005; 33: 338-344
[PubMed]  

[62] Hawksley D., Griffin D.A., Leeper F.J.: Synthesis of 3-deazathiamin. J. Chem. Soc. Perkin. Trans., 2001; 1: 144-148

[63] Hazell A.S., Butterworth R.F.: Update of cell damage mechanisms in thiamine deficiency: focus on oxidative stress, excitotoxicity and inflammation. Alcohol Alcohol, 2009; 44: 141-147
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[64] Heinrich C.P., Stadler H., Weiser H.: The effect of thiamine deficiency on the acetyl coenzymeA and acetylcholine levels in the rat brain. J. Neurochem., 1973; 21: 1273-1281
[PubMed]  

[65] Hghiem H.O., Bettendorff L., Changeux J.P.: Specific phosphorylation of Torpedo 43K rapsin by endogenous kinase(s) with thiamine triphosphate as the ohosphate donor. FASEB J., 2000; 14: 543-554
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] Hohmann S., Meacock P. A.: Thiamin metabolism and thiamin diphosphate – dependent enzymes in the yeast Saccharomyces cerevisiae: genetic regulation. Biochim. Biophys. Acta, 1998; 1358: 201-219
[PubMed]  

[67] Houzen H., Kanno M.: Thiamine and its derivatives inhibit delayed rectifier potassium channels of rat cultured cortical neurons. Neuropharmacol., 1998; 37: 313-322
[PubMed]  

[68] Iacopetta D., Carrisi C., De Filippis G., Calcagnile V.M., Cappello A.R., Chimento A., Curcio R., Santoro A., Vozza A., Dolce V., Palmieri F., Capobianco L.: The biochemical properties of the mitochondrial thiamine pyrophosphate carrier from Drosofila melanogaster. FEBS J., 2010; 277: 1172-1181
[PubMed]  

[69] Iwashima A., Yoshioka K., Nishimura H, Nosaka K.: Reversal of pyrithiamine-induced growth inhibition of Saccharomyces cerevisiae by oxythiamine. Experientia, 1984; 40: 582-583
[PubMed]  

[70] Jakubowski P.: Patofizjologia bólu i jej znaczenie dla działania leków przeciwbólowych. Terapia i Leki, 2000; 1: 5-8

[71] Jenkins A.H., Shyns G., Potot S., Sun G., Begley T.P.: A new thiamin salvage pathway. Nat. Chem. Biol., 2007; 3: 492-497
[PubMed]  

[72] Jeong D.W., Lee J.M., Lee H.J.: Cloning and characterization of a gene encoding phosphoketolase in a Lactobacillus paraplantarum isolated from Kimchi. J. Microbiol. Biotechnol., 2007; 17: 822-829
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[73] Jhala S.S., Hazell A.S.: Modeling neurogenerative disease pathophysiology in thiamine deficiency: consequences of impaired oxidative metabolism. Neurochem. Int., 2011; 58: 248-260
[PubMed]  

[74] Johnson K. A., Bernard M.A., Funderburg K.: Vitamin nutrition in older adults. Clin. Geriatr. Med., 2002; 18: 773-799
[PubMed]  

[75] Jordan F.: Current mechanistic understanding of thiamine diphosphate-dependent enzymatic reactions. Nat. Prod. Rep., 2003; 20: 184-201
[PubMed]  

[76] Joyner L.P., Norton C.C.: The anticoccidial effects of amprolium, dinitolmide and monensin against Eimeria maxima, E. brunetti and E. acervulina with particular reference to oocyst sporulation. Parasitology, 1977; 75: 155-164
[PubMed]  

[77] Jung I.L., Kim I.G.: Thiamin protects against paraquat-induced damage: scavening activity of reactive oxygen species. Environ. Toxicol. Pharmacol., 2003; 15: 19-26

[78] Jurgenson C.T., Begley T.P., Ealick S.E.: The strustural and biochemical foundations of thiamin biosynthesis. Annu. Rev. Biochem., 2009; 78: 569-603
[PubMed]  

[79] Jurna I.: Analgesic and analgesiapotentiating action of B vitamins. Schmerz, 1998; 12: 136-141
[PubMed]  

[80] Kaplun A., Binshtein E., Vyazmensky M., Steinmetz A., Barak Z., Chipman D.M., Tittmann K., Shaanan B.: Glyoxylate carboligase lacks the canonical active site glutamate of thiamine-dependent enzymes. Nat. Chem. Biol., 2008; 4: 113-118
[PubMed]  

[81] Karlson P.: The structure of vitamin B1. Trends Biochem. Sci., 1984; 9: 536-537

[82] Kawasaki Y., Onozuka M., Mizote T., Nosaka K.: Biosynthesis of hydroxymethylpyrimidine pyrophosphate in Saccharomyces cerevisiae. Curr. Genet., 2005; 47: 156-162
[PubMed]  

[83] Keith M.E., Walsh N.A., Darling P.B., Hanninen S.A., Thirugnanam S., Leong-Poi H., Barr A., Sole M.J.: B-vitamin deficiency in hospitalized patients with heart failure. J. Am. Diet. Assoc., 2009; 109: 1406-1410
[PubMed]  

[84] Kochetov G.A., Sevostyanova I.A.: Binding of the coenzyme and formation of the transketolase active center. IUBMB Life, 2005; 57: 491-497
[PubMed]  

[85] Kong D., Zhu Y., Wu H., Cheng X., Liang H., Ling H.Q.: AtTHIC, a gene involved in thiamine biosynthesis in Arabidopsis thaliana. Annu. Rev. Biochem., 2008; 38: 213-240
[Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[86] Kotas I.: Biosynteza i bioaktywacja tiaminy. Postępy Biol. Kom., 2001; 28, Suppl.16: 199-212
[Abstract]  

[87] Kowalska E., Kozik A.: The genes and enzymes involved in the biosynthesis of thiamin and thiamin diphosphate in yeasts. Cell. Mol. Biol. Lett., 2008; 13: 271-282
[PubMed]  

[88] Kubodera T., Yamashita N., Nishimura A.: Pyrithiamine resistance gene (ptrA) of Aspergillus oryzae: cloning, characterisation and application sa a dominant selectable marker for transformation. Biosci. Biotechnol. Biochem., 2000; 64: 1416-1421
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[89] Lakaye B., Makarchikov A.F., Antunes A.F., Zorzi W., Coumans B., De Pauw E., Wins P., Grisar T., Bettendorff L.: Molecular characterization of a specific thiamin triphosphatase widely expressed in mammalian tissues. J. Biol. Chem., 2002; 277: 13771-13777
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[90] Lakaye B., Verlaet M., Dubail J., Czerniecki J., Bontems S., Makarchikov A.F., Wins P., Piette J., Grisar T., Bettendorff L.: Expression of 25 kDa thiamin triphosphateas in rodent tissues using quantitative PCR and charakterization of its mRNA. Int. J. Biochem. Cell Biol., 2004; 36: 2032-2041
[PubMed]  

[91] Lindhurst M.J., Fiermonte G., Song. S., Struys E., De Leonardis F., Schwertzberg P.L., Chen A., Castegna A., Verhoeven N., Mathews C.K.: Knockout of Slc25a19 causes mitochondrial thiamine pyrophosphate depletion, embryonic lethality, CNS malformations and anemia. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 15927-15932
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[92] Lindqvist Y., Schneider G., Ermler U., Sundstrom M.: Three-dimensional structure of transketolase, a thiamine diphosphate dependent enzyme, at 2,5 A resolution. EMBO J., 1992; 11: 2373-2379
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[93] Lingen B., Kolter-Jung D., Dünkelmann P., Feldmann R., Grötzinger J., Pohl M., Müller M.: Alteration of the substrate specificity of benzoylformate decarboxylase from Pseudomonas putida by directed evolution. ChemBioChem., 2003; 4: 721-726
[PubMed]  

[94] Liu J.Y., Timm D.E., Hurley T.D.: Pyrithiamine as a substrate for thiamine pyrophosphokinase. J. Biol. Chem., 2006; 281: 6601-6607
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[95] Lonsdale D.: A review of the biochemistry, metabolism and clinical benefits of thiamin(e) and its derivatives. eCAM, 2006; 3: 49-59
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[96] Lonsdale D.: Thiamine tetrahydrofurfuryl disulfide: a little know therapeutic agent. Med. Sci. Monit., 2004; 10: RA199-RA203

[97] Lu G., Dobritzsch D., Baumann S., Schneider G., Konig S.: The structural basic of substrate activation in yeast pyruvate decarboxylase. A crystallographic and kinetic study. Eur. J. Biochem., 2000; 267: 861-868
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[98] Lukienko P.I., Melnichenko N.G., Zverinskii I.V., Zabrodskaya S.V.: Antioxidant properties of thiamine. Bull. Exp. Biol. Med., 2000; 130: 874-876
[PubMed]  

[99] Machado C.R., de Oliveira R.L., Boiteux S., Praekelt U.M., Meacock P.A., Menck C.F.: Thi1, a thiamin biosynthetic gene in Arabidopsis thaliana, complements bacterial defects in DNA repair. Plant Mol. Biol., 1996; 31: 585-593
[PubMed]  

[100] Makarchikov A.F., Brans A., Bettendorff L.: Thiamin diphosphate adenylyl transferase form E. coli: functional charakterization of the enzyme synthesizing adenosine thiamin triphosphate. BMC Biochem., 2007; 8: 17
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[101] Makarchikov A.F., Lakaye B., Gulyai I.E., Czerniecki J., Coumans B., Wins P., Grisar T., Bettendorff L.: Thiamine triphosphate and thiamine triphosphatase activities: from bacteria to mamals. CMLS Cell. Mol. Life Sci., 2003; 60: 1477-1488
[PubMed]  

[102] Makarchikov A.F., Wins P., Janssen E., Wieringa B., Grisar T., Bettendorff L.: Adenyl kinase 1 knockout mice have normal thiamin triphosphate levels. Biochim. Biophys. Acta, 2002; 1592: 117-121
[PubMed]  

[103] Malamy J., Sanchez Casas P., Hennig J., Guo A.L., Klessig D.F.: Dissection of the salicylic acid signaling pathway in tobacco. Mol. Plant-Microbe Interact., 1996; 9: 474-482

[104] Malandrinos G., Louloudi M., Hadjiliadis N.: Thiamine models and perspectives on the mechanism of action of thiamine-depedent enzymes. Chem. Soc. Rev., 2006; 35: 684-692
[PubMed]  

[105] Małecka S.A., Popławski K., Bilski B.: Profilaktyczne i terapeutyczne zastosowanie tiaminy (witaminy B1) – nowe spojrzenie na stary lek. Wiad. Lek., 2006; 59: 383-387
[PubMed]  

[106] Mann S., Perez Melero C., Hawskley D., Lepper F.J.: Inhibition of tiamin diphosphate dependent enzymes by 3-deazathiamin diphosphate. Org. Biomol. Chem., 2004; 2: 1732-1741
[PubMed]  

[107] Marobbio C.M., Vozza A., Harding M., Bissacia F., Palmieri F., Walker J.E.: Identification and reconstruction of the yeasts mitohondrial transporter for thiamine pyrophosphate. EMBO J., 2002; 21: 5653-5661
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[108] McCourt J.A., Pang S.S., King-Scott J., Guddat L.W., Duggleby R.G.: Herbicide-binding sites revealed in the structure of plant acetohydroxyacid synthase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 569-573
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[109] Miyoshi K., Egi Y., Shioda T., Kawasaki T.: Evidence for in vivo synthesis of thiamin triphosphate by cytosolic adenylate kinase in chicken skeletal muscle. J. Biochem. (Tokyo), 1990; 108: 267-270
[PubMed]  

[110] Mueller C., Schwender J., Zeidler J., Lichtenthaler H.K.: Properties and inhibition of the first two enzymes of the non-mevalonate pathway of isoprenoid biosynthesis. Biochem. Soc. Trans., 2000; 28: 792-793
[PubMed]  

[111] Murata K.: Actions of two types of thiaminase on thiamin and its analogues. Ann. N.Y. Acad. Sci., 1982; 378: 146-156
[PubMed]  

[112] Nakai T., Nakagawa N., Maoka N., Masui R., Kuramitsu S., Kamiya N.: Ligand-induced conformational changes and a reaction intermediate in branched-chain 2-oxoacid dehydrogenase (E1) from Thermus thermophilus HB8, as revealed by X-ray crystallography. J. Mol. Biol., 2004; 337: 1011-1033
[PubMed]  

[113] Navarro D., Zwingmann C., Butterworth R.F.: Region-selective alterations of glucose oxidation and amino acid synthesis in the thiamine-deficient rat brain: a re-evaluation using 1H/13C nuclear magnetic resonance spectroscopy. J. Neurochem., 2008; 106: 603-612
[PubMed]  

[114] Neumann P., Weidner A., Pech A., Stubbs M.T., Tittmann K.: Structure basis of membrane binding and catalytic activation of the peripherial membrane enzyme pyruvate oxidase from Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 17390-17395
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[115] Nghiem H.O., Bettendorff L., Changeux J.P.: Specific phosphorylation of Torpedo 43K rapsyn by endogenous kinase(s) with thiamine triphosphate as the phosphate donor. FASEB J., 2000; 14: 543-554
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[116] Niebisch A., Kabus A., Schultz C., Weil B., Bott M.: Corynebacterial protein kinase G controls 2-oxoglutarate dehydrogenase activity via the phosphorylation status of the OdhI protein. J. Biol. Chem., 2006; 281: 12300-12307
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[117] Nosaka K., Nishimura H., Kawasaki J., Tsujihara T., Iwashima A.: Isolation and characterization of the THI6 gene encoding a bifunctional thiamin-phosphate pyrophosphorylase/hydroxyethylthiazole kinase from Saccharomyces cerevisiae. J. Biol. Chem., 1994; 269: 30510-30516
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[118] Onozuka M., Konno H., Kawasaki Y., Akaji K., Nosaka K.: Involvement of thiaminase II encoded by the THI20 gene in thiamin salvage of Saccharomyces cerevisiae. FEMS Yeast Res., 2008; 8: 266-275
[PubMed]  

[119] Onozuka M., Nosaka K.: Steady-state kinetics and mutational studies of recombinant human thiamin pyrophosphokinase. J. Nutr. Sci. Vitaminol. (Tokio), 2003; 49: 156-162
[PubMed]  

[120] Pang S.S., Duggleby R.G., Guddat L.W.: Crystal structure of yeast acetohydroxyacid synthase: a target for herbicidal inhibitors. J. Mol. Biol., 2002; 317: 249-262
[PubMed]  

[121] Pang S.S., Duggleby R.G., Showen R.L., Guddat L.W.: The cristal structures of Klebsiella pneumoniae acetolactate synthase with enzyme-bound cofactor and with an unusual intermediate. J. Biol. Chem., 2004; 279: 2242-2253
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[122] Pepersack T., Garbusinski J., Robberecht J., Beyer I., Willems D., Fuss M.: Clinical relevance of thiamine status amongst hospitalized elderly patients. Gerontology, 1999; 45: 96-101
[PubMed]  

[123] Pohl M., Lingen B., Muller M.: Thiamin-diphosphate-dependent enzymes: new aspects of asymmetric C-C bound formation. Chemistry, 2002; 8: 5288-5295
[PubMed]  

[124] Pohl M., Sprenger G.A., Muller M.: A new perspectives on thiamine catalysis. Curr. Opin. Biotechnol., 2004; 15: 335-342
[PubMed]  

[125] Polovnikova E.S., Mc Leish M.J., Sergienko E.A., Burgner J. T., Anderson N.L., Bera A.K., Jordan F., Kenyon G.L., Hasson M.S.: Structural and kinetic analysis of catalysis by a thiamin diphosphate-dependent enzyme, benzyloformate decarboxylase. Biochemistry, 2003; 42: 1820-1830
[PubMed]  

[126] Ragsdale S.W.: Pyruvate ferrodoxin oxidoreductase and its radical intermediate. Chem. Rev., 2003; 103: 2333-2346
[PubMed]  

[127] Rais B., Comin B., Puigjaner J., Brandes J.L., Creppy E., Saboureau D., Ennamany R., Lee W.P., Boros L.G., Cascante M.: Oxythiamine and dehydroepiandrosterone induce a G₁ phase cycle arrest in Ehrlich’s tumor cells through inhibition of the pentose cycle. FEBS Lett., 1999; 456: 113-118
[PubMed]  

[128] Rąpała-Kozik M., Golda A., Kujda M.: Enzymes that control the thiamine diphosphate pool in plant tissues. Properties of thiamine pyrophosphokinase and thiamine-(di)phosphate phosphatase purified from Zea mays seedlings. Plant Physiol. Biochem., 2009; 47: 237-242
[PubMed]  

[129] Rąpała-Kozik M., Kowalska E., Ostrowska K.: Modulation of thiamine metabolism in Zea mays seedlings under conditions of abiotic stress. J. Exp. Bot., 2008; 59: 4133-4143
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[130] Rąpała-Kozik M., Olczak M., Ostrowska K., Starosta A., Kozik A.: Molecular characterization of the thi3 gene involved in thiamine biosynthesis in Zea Mays: cDNA sequence and enzymatic and structural properties of the recombinant bifunctional protein with 4-amino-5-hydroxymethyl-2-methylpyrimidine (phosphate) kinase and thiamine monophosphate synthase activities. Biochem. J., 2007; 408: 149-159
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[131] Raschke M., Burkle L., Muller N., Nunes-Nesi A., Fernie A.R., Arigoni D., Amrhein N., Fitzpatrick T.B.: Vitamin B1 biosynthesis in plant requires the essential iron sulfur cluster protein, THIC. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 19637-19642
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[132] Rathinam T., Chapman H.D.: Sensitivity of isolates of Eimeria from turkey flocks to the anticoccidial drugs amprolium, clopidol, diclazuril, and monensin. Avian Dis., 2009; 53: 405-408
[PubMed]  

[133] Reddy S.Y., Pullakhandam R., Dinesh Kumar B.: Thiamine reduces tissue lead levels in rats: mechanism of interaction. Biometals, 2010; 23: 247-253
[PubMed]  

[134] Ribeiro A., Prakekelt U., Akkermans A.D., Meacock P.A., van Kammen A., Bisseling T., Pawlowski K.: Identification of agthi1, whose product is involved in the biosynthesis of the thiamine precursor thiazole, in actinorhizal nodules of Alnus glutinosa. Plant J., 1996; 10: 361-368
[PubMed]  

[135] Rindi G., Patrini C., Nauti A., Bellazzi R., Magni P.: Three thiamine analogues differently alter thiamine transport and metabolism in nervous tissue: an in vivo kinetic study using rats. Metab. Brain Dis., 2003; 18: 245-263
[PubMed]  

[136] Rodinov D., Vitreschak A., Mironov A., Glefand M.: Comparative genomics of thiamine biosynthesis in procaryotes. New genes and regulatory mechanisms. J. Biol. Chem., 2002; 277: 48949-48959
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[137] Ruff M.D., Garcia R., Chute M.B., Tamas T.: Effect of amprolium on production, sporulation, and infectivity of Eimeria oocysts. Avian Dis., 1993; 37: 988-992
[PubMed]  

[138] Said H.M., Balamurugan K., Subramanian V.S., Marchant J.S.: Expression and functional contribution of hTHTR-2 in thiamin absorption in human intestine. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol., 2004; 286: G491-G498
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[139] Sanchez-Gonzalez M., Rosazza J.P.: Mixed aromatic acyloin condensations with recombinant benzaldehyde lyase: synthesis of α-hydroxydihydrochalcones and related α-hydroxyketones. Adv. Synth. Catal., 2003; 345: 819-824

[140] Schenk G., Duggleby R.G., Nixon P.F.: Properties and function of the thiamin diphosphate dependent enzymes transketolase. Int. J. Biochem. Cell Biol., 1998; 30: 1297-1318
[PubMed]  

[141] Schorken U., Sprenger G.A.: Thiamine – dependent enzymes as catalysts in chemoenzymatic syntheses. Biochim. Biophys. Acta, 1998; 1385: 229-243
[PubMed]  

[142] Schultz C., Niebisch A., Gebel L.: Glutamate production by Corynebacterium glutamicum: dependence on the oxoglutarate dehydrogenase inhibitor protein OdhI and protein kinase PknG. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2007; 76: 691-700
[PubMed]  

[143] Schürmann M., Sprenger G.A.: Fructose 6-phosphate aldolase and 1-deoxy-_D-xylulose 5-phosphate synthase from Escherichia coli as tools in enzymatic synthesis of 1-deoxysugars. J. Molec. Catal. B-Enzymatic, 2002; 19: 247-252

[144] Schütz A., Golbik R., Tittmann K., Svergun D.I., Koch M.H., Hübner G., König S.: Studied on structure-function relationships of indolepyruvate decarboxylase from Enterobacter cloacae, a key enzyme of the indole acetic acid pathway. Eur. J. Biochem., 2003; 270: 2322-2331
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[145] Schütz A., Sandalova T., Ricagno S., Hübner G., König S., Schneider G.: Crystal structure of thiamindiphosphate-dependent indolepyruvate decarboxylase from Enterobacter cloacae, an enzyme involved in the biosynthesis of the plant hormone indole-3-acetic acid. Eur. J. Biochem., 2003; 270: 2312-2321
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[146] Seo J.G., Park S.W., Park H., Kim S.Y., Ro Y.T., Kim E., Cho J.W., Kim Y.M.: Cloning, characterization and expression of a gene encoding dihydroksyacetone synthase in Mycobacterium sp. strain JC1 DSM 3803. Microbiology, 2007; 153: 4174-4182
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[147] Serganov A., Polanskaia A., Phan A.T., Breaker R.R., Patel D.J.: Structural basis for gene regulation by a thiamine pyrophosphate-sensing riboswitch. Nature, 2006; 441: 1167-1171
[PubMed]  

[148] Sevostyanova I.A., Solovieva O.N., Kochetov G.A.: A hitherto unknown transketolase-catalyzed reaction. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2004; 313: 771-774
[PubMed]  

[149] Shimon I., Almog S., Vered Z., Seligmann H., Shefi M., Peleg E., Rosenthal T., Motro M., Halkin H., Ezra D.: Improved left ventricular function after thiamine supplementation in patients with congestive heart failure receiving long-term furosemide therapy. Am. J. Med., 1995; 98: 485-490
[PubMed]  

[150] Squadrone S., Mauro C., Ferro G.L., Amato G., Abete M.C.: Determination of amprolium in feed by a liquid chromatography – mass spectrometry method. J. Pharm. Biomed. Anal., 2008; 48: 1457-1461
[PubMed]  

[151] Stivers J., Washabaugh M.W.: Catalitis of acetoin formation by brewer’s yeast pyruvate decarboxylase isozymes. Biochemistry, 1993; 32: 13472-13482
[PubMed]  

[152] Strumiło S.: Often ignored facts about the control of the 2-oxoglutarate dehydrogenase complex. BAMBED, 2005; 33: 284-287

[153] Strumiło S.: Short-term regulation of the alpha-ketoglutarate dehydrogenase complex by energy-linked and some other effectors. Biochemistry (Moscow), 2005; 70: 726-729
[PubMed]  

[154] Strumiło S.: Short-term regulation of the mammalian pyruvate dehydrogenase complex. Acta Biochim. Pol., 2005; 52: 759-764
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[155] Strumiło S., Czerniecki J., Dobrzyń P.: Regulatory effect of thiamine pyrophosphate on pig heart pyruvate dehydrogenase complex. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1999; 256: 341-343
[PubMed]  

[156] Strumiło S.A., Czygier M., Markiewicz J.: Different extent of inhibition of pyruvate dehydrogenase and 2-oxoglutarate dehydrogenase both containing endogous thiamine pyrophosphate, by some anticoenzyme analogues. J. Enzyme Inhib., 1995; 10: 65-72
[PubMed]  

[157] Strumiło S.A., Senkevich S.B., Vinogradov V.V.: Effect of oxythiamine on adrenal thiamine pyrophosphate-dependent enzyme activities. Biomed. Biochim. Acta, 1984; 43: 159-163
[PubMed]  

[158] Sudarsan N., Cohen-Chalamish S., Nakamura S., Emilson G.M., Breaker R.R.: Thiamine pyrophosphate riboswitches are targets for antimicrobial compounds pyrithiamine. Chem. Biol., 2005; 12: 1325-1335
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[159] Suter P.M., Haller J., Hany A., Vetter W.: Diuretic use: a risk for subclinical thiamine deficiency in elderly patients. J. Nutr. Health. Aging, 2000; 4: 69-71
[PubMed]  

[160] Taylor S.V., Kelleher N.L., Kinsland C., Chiu H.J., Costello C.A., Backstorm A.D., McLafferty F.W., Begley T.P.: Thiamin biosynthesis in Escherichia coli. Identification of ThiS thiocarboxylate as the immediate sulfur donor in the thiazole formation. J. Biol. Chem., 1998; 273: 16555-16560
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[161] Thauer R.K., Jungermann K., Decker K.: Energy-conservation in hemotropic anaerobic bacteria. Becteriol. Rev., 1977; 41: 100-180
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[162] Thomas A.A., Le Huerou Y., De Meese J., Gunawardana I., Kaplan T., Romoff T.T., Gonzales S.S., Condroski K., Boyd S.A., Ballard J., Bernat B., DeWolf W., Han M., Lee P., Lemieux C., Pedersen R., Pheneger J., Poch G., Smith D., Sullivan F., Weiler S., Wright S.K., Lin J., Brandhuber B., Vigers G.: Synthesis, in vitro and in vivo activity of thiamine antagonist transketolase inhibitors. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2008; 18: 2206-2210
[PubMed]  

[163] Thore S., Frick C., Ban N.: Structural basis of thiamine pyrophosphate analogues binding to the eukaryotic riboswitch. J. Am. Chem. Soc., 2008; 130: 8116-8117
[PubMed]  

[164] Thornalley P.J.: The potential role of thiamine (vitamin B1) in diabetic complications. Curr. Diabetes Rev., 2005; 1: 287-298
[PubMed]  

[165] Tittmann K.: Reaction mechanisms of thiamin diphosphate enzymes: redox reactions. FEBS J., 2009; 276: 2454-2468
[PubMed]  

[166] Tittmann K., Golbik R., Ghisla S., Hubner G.: Mechanism of elementary catalytic step of pyruvate oxidase from Lactobacillus plantarum. Biochemistry, 2000; 39: 10747-10757
[PubMed]  

[167] Tohse N., Houzen H., Kanno M.: Inhibition of the delayed rectifier K current in guinea-pig cardiomyocytes by thiamine tetrahydrofurfuryl disulfide. Naunyn-Schmiedeberg’s Arch. Pharmacol., 1998; 375: 540-547
[PubMed]  

[168] Tood K., Butterworth R.: Mechanism of selective neuronal cell death due to thiamine deficiency. Ann. N.Y. Acad. Sci., 1999; 893: 404-411
[PubMed]  

[169] Townsend C.A.: New reactions in clavulanic acid biosynthesis. Curr. Opin. Chem. Biol., 2002; 6: 583-589
[PubMed]  

[170] Tunc-Ozdemir M., Miller G., Song L., Kim J., Sodek A., Koussevitzky S., Misra A.N., Mittler R., Shintani D.: Thiamin confers enhanced tolerance to oxidative stress in Arabidopsis. Plant Physiol., 2009; 151: 421-432
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[171] Tylicki A., Bunik V.I., Strumiło S.: Kompleks dehydrogenazy 2-oksoglutaranowej i jego wielopłaszczyznowa regulacja. Postępy Bioch., 2011 (w druku)

[172] Tylicki A., Czerniecki J., Dobrzyń P., Matanowska A., Olechno A., Strumiło S.: Modification of thiamine pyrophosphate dependent enzyme activity by oxythiamine in Saccharomyces cerevisiae cells. Can. J. Microbiol., 2005; 51: 833-839
[PubMed]  

[173] Tylicki A., Łempicka A., Romaniuk-Demonchaux K., Czerniecki J., Dobrzyń P., Strumiło S.: Effect of oxythiamin on growth rate, survival ability and pyruvate decarboxylase activity in Saccharomyces cerevisiae. J. Basic Microbiol., 2003; 43: 522-529
[PubMed]  

[174] Volvert M.L., Seyen S., Piette M., Evrard B., Gangolf M., Plumier J.C., Betendorff L.: Benfotiamine, a synthetic S-acyl thiamine derivative, has different mechanisms of action and a different pharmacological profile than lipid-solube thiamine disulfide derivatives. BMC Pharmacol., 2008; 8: 10
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[175] Vorhees C.V., Schmidt D.E., Barrett R.J., Schenker S.: Effects of thiamine deficiency on acetylocholine levels and utilization in vivo in rat brain. J. Nutr., 1977; 107: 1902-1908
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[176] Voskoboyev A.I., Chernikevich I.P., Luchko V.S.: Studies on thiamin diphosphate kinase (EC 2.7.4.15) from brewer’s yeast: purification and some properties. Biomed. Biochem. Acta, 1987; 46: 3-13
[PubMed]  

[177] Vuralhan Z., Morais M.A.,Tai S.L., Piper M.D., Pronk J.T.: Identification and characterisation of phenylpyruvate decarboxylase genes in Saccharomyces cerevisiae. Appl. Environ. Microbiol., 2003; 69: 4534-4541
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[178] Wachter A., Tunc-Ozdemir M., Grove B.C., Green P.J., Shintani D.K., Breaker R.R.: Riboswitch control of gene expression in plants by splicing and alternative 3? end processing of mRNAs. Plant Cell., 2007; 19: 3437-3450
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[179] Wang C., Liang J., Zhang C., Bi Y., Shi X., Shi Q.: Effect of ascorbic acid and thiamin supplementation at different concentrations on lead toxicity in liver. Ann. Occup. Hyg., 2007; 51: 563-569
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[180] Wang G., Ding X., Yuan M., Qiu D., Li X., Xu C., Wang S.: Dual function of rice OsDR8 gene in disease resistance and thiamin accumulation. Plant Mol. Biol., 2006; 60: 437-449
[PubMed]  

[181] Webb M.E., Marquet A., Mendel R.R., Rebeille F., Smith A.G.: Elucidating biosynthesis pathways for vitamins and cofactors. Nat. Prod. Rep., 2007; 24: 988-1008
[PubMed]  

[182] Webster M.J., Scheett T.P., Doyle M.R., Branz M.: The effect of a thiamin derivative on exercise performance. Eur. J. Appl. Physiol., 1997; 75: 520-524
[PubMed]  

[183] Wen N., Chu Z., Wang S.: Three types of defense-responsive genes are involved in resistance to bacterial blight and fungal blast diseases in rice. Mol. Genet. Genomics, 2003; 269: 331-339
[PubMed]  

[184] Wilcox C.S.: Do diuretics cause thiamine deficiency? J. Lab. Clin. Med., 1999; 134: 192-193
[PubMed]  

[185] Wittorf J., Gubler C.: Coenzyme binding in yeast pyruvate decarboxylase. Kinetic studies with thiamine diphosphate analogues. Eur. J. Biochem., 1971; 22: 544-550
[PubMed]  

[186] Woley D.W.: Pyrithiamine and neopyrithiamine. J. Am. Chem. Soc., 1950; 72: 5763-5765

[187] Wuest H.M.: The history of thiamine, Ann. N.Y. Acad. Sci., 1962; 98: 385-400
[PubMed]  

[188] Xiang S., Usunow G., Lange G., Bush M., Tong L.: Crystal structure of 1-deoxy-d-xylulose 5-phosphate synthase, a crucial enzyme for isoprenoids biosynthesis. J. Biol. Chem., 2007; 282: 2676-2682
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[189] Zenuk C., Healey J., Donnelly J., Vaillancourt R., Almalki Y., Smith S.: Thiamine deficiency in congestive heart failure patients receiving long term furosemide therapy. Can. J. Clin Pharmacol., 2003; 10: 184-188
[PubMed]  

[190] Zhang G., Dai J., Lu Z., Dunaway-Mariano D.: The phosphonopyruvate decarboxylase from Bacterioides fragilis. J. Biol. Chem., 2003; 278: 41302-41308
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[191] Zhao J., Zhong C.J.: A reviev on research progress of transketolase. Neurosci. Bull., 2009; 25: 94-99
[PubMed]  

[192] Zhao R., Gao F., Goldman I.D.: Reduced folate carrier transports thiamin monophosphate: an alternative route for thiamin delivery into mammalian cell. Am. J. Physiol. Cell Physiol., 2002; 282: C1512-C1517
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[193] Ziółkowska G., Tokarzewski S., Strumiło S., Tylicki A.: Antifungal efficacy of oxythiamine – antivitamin derivative of vitamin B1. Annales UMCS Sectio DD, 2006; 51: 69-73

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text