Streszczenie

Drożdże piekarnicze Saccharomyces cerevisiae są najlepiej poznanymi na poziomie genetyki i fi­zjologii komórki organizmami eukariotycznymi. Konserwatyzm molekularnych mechanizmów komórkowych między drożdżami a człowiekiem pozwala na użycie komórek S. cerevisiae jako modelu do badań mechanizmów doprowadzających do różnych chorób człowieka. Obecnie droż­dże, choć pozbawione układu nerwowego, z powodzeniem używane są do badań schorzeń neuro­degeneracyjnych, takich jak choroba Alzheimera, choroba Parkinsona czy choroba Huntingtona. Szeroki warsztat metod biologii molekularnej umożliwia zarówno badanie homologów ludzkich genów w komórkach drożdży, jak i heterologiczną ekspresję ludzkich białek. Przyczyny patolo­gicznych zmian w ukształtowaniu białka, mutacje powodujące zmianę funkcji lub tworzenie tok­sycznych agregatów – wszystkie te aspekty mogą i z powodzeniem są badane z użyciem modelu drożdżowego. W pracy przedstawiono obecny stan wykorzystania modelu drożdżowego w bada­niach nad wyjaśnieniem mechanizmów doprowadzających do schorzeń neurodegeneracyjnych.

Słowa kluczowe:Saccharomyces cerevisiae • drożdże • choroby neurodegeneracyjne • choroba Alzheimera • choroba Parkinsona • choroba Huntingtona • amyloidozy

Summary

At the level of genetics and physiology the yeast Saccharomyces cerevisiae is are the best cha­racterized eukaryotic cells. The yeast cells can be used as a model to study the mechanisms in­volved in human disease. Yeast shares conserved cellular mechanisms with all eukaryotes inclu­ding mammals and human. Nowadays, despite the lack of a neural system, yeasts are successfully used in the study of neurodegenerative disorders such as Alzheimer’s disease, Huntington’s di­sease and Parkinson’s disease. Exquisite genetics and molecular tools used in biology allow exa­mination of the role of yeast homologues of human genes as well as heterologous expression of human genes in yeast. Yeasts have become a suitable model to study the causes of pathological changes in protein folding, mutations and formation of aggregates.

Key words:Saccharomyces cerevisiae • yeast • neurodegenerative disease • Alzheimer’s disease • Huntington’s disease • amyloidosis

Wykaz skrótów:

AD – choroba Alzheimera; APP – białko prekursorowe APP; Aβ – amyloid beta; C99 – domena błonowa APP; FAD – postać rodzinna AD; HD – choroba Huntingtona; Htt – huntingtyna; PD – choroba Parkinsona; poliQ – N-terminalna domena Htt z powtórzeniami glutaminy; SAD – postać sporadyczna AD; tau – białko tau.

Wstęp

Drożdże piekarnicze Saccharomyces cerevisiae od wie­ków towarzyszą człowiekowi. Są modelowym organizmem biologii molekularnej eukariotów. Łatwe w hodowli, tanie w utrzymaniu, nietoksyczne, niepatogenne są dobrym ma­teriałem w badaniach. Drożdże odegrały dużą rolę w pozna­niu biologii komórki eukariotycznej, zwłaszcza w dziedzinie genetyki i biogenezy mitochondriów, a także dziedziczeniu mejotycznym. Sekwencja genomu drożdżowego została opu­blikowana w 1996 r. [32]. Znacznie ułatwiło to badania nad genomami różnych organizmów. Umożliwia to określenie ho­mologii między genami drożdżowymi i pozostałych organi­zmów eukariotycznych, w tym człowieka. Łatwość wprowa­dzania pojedynczych mutacji w DNA lub wręcz usuwania całych genów pozwala na badanie bezpośredniej roli ge­nów poprzez obserwacje wynikających z mutacji zmian fe­notypowych komórki. Możliwa jest również heterologiczna ekspresja genów innych eukariontów w komórkach drożdży i obserwacje wpływu ich produktów na cykl życiowy, mor­fologię czy fizjologię drożdży. Możliwość dedukcji funkcji ludzkich białek na podstawie badania roli ich drożdżowych homologów zaowocowało pomysłem badania białek ludz­kich przez ich bezpośrednie ekspresjonowanie w komór­kach Saccharomyces cerevisiae. Możliwość heterologicznej ekspresji nabrała większego znaczenia kiedy okazało sie, że wiele chorobotwórczych lub wręcz letalnych mutacji znaj­duje się w genach ludzkich, które mają ortologii w genomie drożdży. W obu przypadkach badania drożdżowych homo­logów genów ludzkich i badania bezpośredniej heterologicz­nej ekspresji są bardzo ważne i stanowią duży krok w kierun­ku zrozumienia mechanizmu transformacji nowotworowych.

Od prawie 30 lat drożdże z powodzeniem są używane jako mikrofabryki do produkcji leków np. hirudiny, szczepio­nek na wirusowe zapalenie wątroby typu B czy insuliny. Od kilku lat specjalnie uzdatnione szczepy drożdżowe uży­wane są do produkcji małych molekuł np. hydrokortyzo­nu czy artemisyny [78]. W drożdżach upatruje się kan­dydatów do produkcji szczepionek antynowotworowych. Ponadto drożdże odegrały i nadal mają ogromne znacze­nie w badaniach nad zjawiskiem wielolekowej oporności. Bezpośrednie badania na drożdżach pozwoliły na szeroką, szczegółową charakterystykę białek z rodziny ABC trans­porterów, głównych mediatorów wielolekowej oporności u prokariotów i eukariotów [9].

Obecnie w drożdżach upatruje się szansę na zrozumienie mechanizmów i opracowanie metod walki z chorobami cywilizacyjnymi o ogromnym znaczeniu ekonomicznym i społecznym. W ciagu ostatnich kilku lat drożdże stały się doskonałym modelem badań molekularnych mechani­zmów związanych z różnymi zaburzeniami neurodegenera­cyjnymi spowodowanymi złym fałdowaniem patogennych białek: choroby Alzheimera (AD), choroby Huntingtona (HD), choroby Parkinsona czy chorób związanych z agre­gacją białka tau [2,90] (tabela 1). Poniżej podjęto próbę przedstawienia wykorzystania drożdży w badaniach cho­rób neurodegeneracyjnych.

Tabela 1. Przykłady wykorzystania Saccharomyces cerevisiae w badaniach mechanizmów wybranych chorób neurodegeneracyjnych

Choroby neurodegeneracyjne jako wynik błędów w fałdowaniu białek

Choroby neurodegeneracyjne, takie jak PD, AD i HD należą do schorzeń spowodowanych nieprawidłowym fałdowaniem białek, amyloidoz. Uważa sie, że głównym powodem tych chorób jest nieprawidłowe fałdowanie konkretnych białek, które zaczynają przyjmować anormalne konformacje sprzy­jające agregacji i tworzeniu złogów amyloidowych. W wy­niku ułatwionej agregacji, białka te przybierają postać nie­rozpuszczalnych fibrylarnych struktur, które tworzą złogi wewnątrz komórek lub w przestrzeniach międzykomórko­wych. Kompozycja złogów i ich umiejscowienie w tkankach lub organach jest swoista dla każdej choroby. Następstwem nieprawidłowego fałdowania białek jest utrata funkcji lub nabycie toksycznych właściwości, co w obu przypadkach może doprowadzić do śmierci organizmu [43,65]. Złogi amyloidowe przyjmują zawsze, bez względu jakie białko je tworzy, postać fibryli o strukturze β-kartki. Pojawianie się amyloidów, złogów białkowych, powiązano z pojawia­jącymi się zaburzeniami organów. Choć znamy już wiele białek tworzących złogi amyloidowe, w większości niewy­jaśniona jest ich funkcja w komórce. Trudno więc określić co powoduje nagłą zmianę konformacji białka prowadzącą do utraty naturalnej funkcji lub nadającej białku nowej, acz toksycznej cechy. Początkowo uważano, że pojawienie się nierozpuszczalnych złogów w komórce zawsze wiązało sie z działaniem cytotoksycznym. Obecne badania wykazują, że prawdopodobnie cytotoksyczne właściwości mają tylko małe agregaty (dimery i oligomery), podczas gdy duże złogi mogą mieć właściwości ochraniające komórkę [1,5,11,59,61].

Drożdże S. cerevisiae, to organizmy jednokomórkowe, choć pozbawione systemu nerwowego są doskonałym mo­delem do badania ludzkich chorób neurodegeneracyjnych, ponieważ większość ścieżek sygnałowych i białek zwią­zanych z chorobami neurologicznymi jest konserwatyw­na u eukariota.

Drożdże w chorobie Alzheimera

Szacuje się, że ponad 24 mln ludzi na świecie cierpi na de­mencje. Choroba Alzheimera (Alzheimer’s disease – AD) jest odpowiedzialna za prawie 60% przypadków demencji [22]. Choroba Alzheimera to postępująca, degeneracyjna choroba ośrodkowego układu nerwowego związana z pode­szłym wiekiem. W chorobie Alzheimera wyróżniamy po­stać wczesną (przed 65 rokiem życia) i późną (po 65 roku życia). Wyróżniamy postać rodzinną (familial Alzhaimer’s disease – FAD) i sporadyczną (sporadic Alzheimer’s dise­ase – SAD). Rodzinna postać choroby – FAD jest dziedzi­czona autosomalnie dominująco. Dowiedziono, że więk­szość przypadków FAD wiązała się z mutacjami w genach APP, PSEN1 i PSEN2. Postać FAD stanowi jednak tylko 5% przypadków AD, w 95% są to postaci SAD [30,46,70].

Mózg chorego na AD charakteryzuje się głębokim zani­kiem komórek nerwowych, zwłaszcza neuronów i synaps w regionach mózgu odpowiedzialnych za uczenie i zapa­miętywanie. Poza atrofią komórek nerwowych w mózgu chorych na AD zidentyfikowano zewnątrzkomórkowe płyt­ki amyloidowe zwane płytkami starczymi (senile plaques) i tzw. sploty neurofibrylarne (neurofibrillary tangles – NFT) [62]. Płytki starcze zbudowane są z 39-43 aminokwaso­wego białka amyloidu β (Aβ). Białko Aβ jest naturalnym produktem powstałym z cięcia białka prekursorowego APP (amyloid precursor protein). Choć u zdrowych osób wytwarzanie peptydu Aβ nie działa toksycznie, białko to jest głównym elementem wywołującym AD. Zwiększone wytwarzanie Aβ jest powiązane z wczesną postacią AD. Zwiekszenie ilości Aβ w komórce wiąże się z mutacją w APP lub kompleksie γ-sekretazy. Kumulowanie się Aβ w komórce lub powstawanie postaci o zwiększonej zdol­ności do agregacji powoduje powstawanie toksycznych oligomerów [2,42]. W przypadku późnych postaci AD zwiększenie ilości Aβ związane jest raczej z zaburzenia­mi degradacji białka [15,19].

APP (białko prekursorowe amyloidu) jest białkiem trans­błonowym zidentyfikowanym w wiekszości organów. Gen kodujący APP jest umiejscowiony na 21 chromosomie [67]. Przypuszcza sie, że białko APP bierze udział w ad­hezji komórek, migracji i przesyłaniu sygnału nerwowe­go [2,95]. Białko prekursorowe amyloidu ulega proce­sowaniu przez sekretazy. Proteoliza katalizowana przez β-sekretazy powoduje powstanie uwalnianej do cytopla­zmy N-terminalnej domeny (sAPPβ) i związanej z błoną domeny C99. Transbłonowa domena C99 jest następnie cięta przez α-sekretazę i powstają krótkie fragmenty bia­łek nieskupiających się do amyloidu. Domena C99 może być również cięta przez γ-sekretazę, które to cięcie pro­wadzi do powstania 40/42 aminokwasowych fragmentów (Aβ40/42). To właśnie fragmenty Aβ42 wykazują naj­większą skłonność do agregacji i tworzenia płytek amy­loidowych, stanowiących trzon płytek starczych w mózgu chorego na AD [2]. Regulacja i mechanizm katalizowa­nej przez sekretazy proteolizy białka APP jest wciąż nie­wyjaśniona. Szansę na wyjaśnienie tych procesów upatru­je się w badaniach prowadzonych na komórkach drożdzy Saccharomyces cerevisiae.

W poczatkowej fazie badań prowadzonych na modelu droż­dżowym podjęto próby heterologicznej ekspresji ludzkie­go białka APP w komórkach drożdży S. cerevisiae. Zhang i wsp. [96] wykazali, że ekspresja ludzkiego białka w ko­mórkach drożdży jest możliwa, a uzyskane białko nie jest dla mikroorganizmu toksyczne. Okazało się jednak, że białko APP podlegało w komórkach drożdży dzieleniu na dwie części. Część odpowiadającą N-terminalnej roz­puszczalnej domenie była usuwana na zewnątrz komórki, natomiast C-terminalna domena pozostawała w cytopla­zmie. Wskazywało to na obecność w komórkach droż­dży białka o aktywności podobnej do α-sekretazy ludz­kiej [96]. Badania prowadzone na drożdżowych szczepach różnych mutantów delecyjnych wskazywały poszczególne geny i szlaki metaboliczne biorące udział w regulacji lub w procesowaniu APP. W ten sposób określono, że prote­oliza APP jest niezależna od systemów transportu do wa­kuoli lub na powierzchnię komórki, ponieważ białko APP było cięte w mutantach sec1 i sec7 [97]. Wykazano jed­nak zależność proteolizy od sieci białek regulujących pro­ces transportu z retikulum endoplazmatycznego do aparatu Golgiego. Białko APP nie było cięte, kiedy ekspresjo­nowano je w mutantach sec17 i sec 18. Kolejne badania z użyciem drożdżowych mutantów delecyjnych wykazały znaczną redukcję proteolizy APP w komórkach z usunię­tym genem proteazy YAP3 lub proteazy MKC7. Inhibicja aktywności proteolitycznej względem APP następowała również w przypadku ekspresji postaci zmutowanej biał­ka APP-K612Q. Wskazuje to na prawdopodobną rolę bia­łek Yap3 i Mkc7 w procesie proteolizy APP w późnych pę­cherzykach Golgiego [2,97].

Kolejnym procesem badanym w drożdżach była aktyw­ność β- i γ-sekretazy. Beta- i gamma-sekretaza są główny­mi białkami powodującymi powstanie zdolnej do agrego­wania domeny Aβ42. Dotychczas nie scharakteryzowano żadnej mutacji w genie kodującym β-sekretazę związanej z AD, co wiecej tylko w nielicznych przypadkach u cho­rych na AD stwierdzono podwyższone stężenie β-sekre­tazy [47]. W jaki więc sposób aktywność β-sekretazy jest regulowana? Aby to wyjaśnić przygotowano specjalnie udoskonalone szczepy S. cerevisiae. W komórkach tych C-końcowa transmembranowa część ludzkiego białka APP była podłączona do C-końca drożdżowego enzymu inwertazy. Inwertaza jest naturalnie wydzielana przez ko­mórki, co jest warunkiem niezbędnym do wzrostu drożdży na sacharozie, katalizuje bowiem jej rozkład do glukozy i fruktozy [10]. Chybrydowe białko inwertaza-APP eks­presjonowane w komórkach drożdżowych pozbawionych endogennej inwertazy kumulowało się wewnątrz cytopla­zmy. Jednoczesna ekspresja ludzkiej β-sekretazy (BACT) umożliwiała wzrost komórek na podłożu z sacharozą dzię­ki hydrolizie chimerycznego białka i uwalnianiu inwerta­zy poprzez cięcie APP przez sekretazy [48]. W ten sposób możliwe było przeszukiwanie szerokiej gamy związków w celu wyszukania inhibitorów β-sekretazy.

W procesowaniu APP bierze udział również γ-sekretaza, która nacina domenę C99, uwalniając krótkie 40/42 ami­nokwasowe fragmenty. Gamma-sekretaza zbudowana jest co najmniej z czterech białek transmembranowych: pre­seniliny (PS), nicastrin (Nct), anterior pharynx-1 (Aph-1) i presenilin enhancer-2 (Pen-2). Drożdże S. cerevisiae nie zawierają białek o aktywności γ-sekretazy. W celu charak­terystyki kompleksu γ-sekretazy skonstruowano szczepy drożdżowe pozbawione endogennej peptydazy Pep4, eks­presjonujące ludzkie geny kompleksu γ-sekretazy i białko APP. Wykazano aktywność ludzkiej γ-sekretazy w komór­kach drożdży poprzez pojawianie sie ciętych postaci APP: Aβ40, Aβ42, Aβ43 [92]. Aktywność składników γ-sekre­tazy w procesie endoproteolizy związanej z błoną badano w drożdżach również za pomocą systemu genu reportero­wego GAL4 [75]. Gen reporterowy ekspresjonowano w ko­mórkach drożdży z jednoczesną ekspresją poszczególnych komponentów γ-sekretazy. Wykazano w ten sposób zależ­ność aktywności γ-sekretazy od perseniliny (PS1), nicastri­ny (Nct) Pen-2 i APH-I [75,76]. Użycie systemu drożdżo­wego pozwoliło na zidentyfikowanie już ponad 15 mutacji w genie PS1 [25]. Możliwość badania poszczególnych kom­ponentów γ-sekretazy w drożdżach otwiera ogromną szan­sę na identyfikację mutacji odpowiedzialnych za tworzenie 40-42 aminokwasowych fragmentów o dużej zdolności do agregacji. Niemożliwym jest prowadzenie podobnych ba­dań w systemie ssaczym.

W przypadku spontanicznej późnej postaci AD główną rolę w powstawaniu płytek starczych upatruje się w zaburze­niach systemu degradacji białek przez proteasom. Liczba powstających w wyniku aktywności sekretazy fragmentów C99 zdaje się ważnym elementem warunkującym groma­dzenie sie płytek starczych [55]. Dzięki użyciu szczepów drożdżowych pozbawionych genów proteasomu pre1 i pre2, wykazano powstawanie większej różnorodności fragmen­tów z cięcia domeny C99. Dysfunkcja proteasomu powo­dowała nagromadzenie się C99 i fragmentów powstałych z cięcia tej domeny, które to stawały się substratami dla in­nych enzymów komórkowych. Możliwe jest więc, że mu­tacje proteasomu promują powstawanie fragmentów o du­żej zdolności do agregacji [2,73].

Białko APP ulega w komórce modyfikacjom, a zachodzą­ce w aparacie Golgiego O-glikozylacja i N-glikozylacja są niezbędne do dojrzewania białka i umiejscowienia w bło­nie. Ludzkie APP ekspresjonowane w drożdżach ulegało jednak tylko O-mannosylacji, nie obserwowano postaci N-glikozylowanych. Wykazano, że modyfikacja ta zależna jest od Pmt4p, gdyż brak tego białka powodował zwolnione dojrzewanie APP, zmniejszone wytwarzanie fragmentów i agregację. Pozwala to wnioskować, ze O-mannosylacja jest potrzebna do utrzymania płynności APP [54].

Ponieważ agregacje domen Aβ są odpowiedzialne za two­rzenie płytek starczych użyto drożdży do badania bezpo­średnich przyczyn polimeryzacji. W komórkach drożdży obserwowano wewnątrzkomórkowe umiejscowienie zło­gów amyloidu. Białko Aβ znakowano GFP (białkiem zielo­nej fluorescencji). Chimeryczne białko Aβ-GFP i GFP-Aβ ulegało ekspresji w komórkach drożdży, było obserwowa­ne w mikroskopie fluorescencyjnym, a także wykrywa­ne metodą immunodetekcji. Obserwacje w mikroskopie fluorescencyjnym wykazały wewnątrzkomórkowe punk­towe umiejscowienie białka Aβ-GFP, natomiast badania immunochemiczne wskazywały na obecność tego białka we frakcjach błonowych [2]. Ekspresja GFP-Aβ wpływała na obniżenie tempa wzrostu komórek i zwiększoną wraż­liwość drożdży na szok termiczny, wskazując na ich tok­syczność dla drożdży [8].

W drożdżach przeprowadzono również badania in vivo dynamiki agregacji Aβ42. W tym celu użyto systemu dwuhybrydowego, w którym użyto Aβ42 związanego do LexA, domeny wiążącej do DNA (jako bait) i B42 dome­nę aktywująca (jako prei). Interakcja białek w komórkach S. cerevisiae wykazywana była jako ekspresja genu lacZ i LEU2 pod kontrolą promotora zależnego od LexA. Badając mutanty AβF19T, F20T wykazano obecność swoistych in­terakcji między domenami Aβ, których nie obserwowano w przypadku postaci zmutowanych [40].

W badaniach związków wpływających na ekspresję Aβ wykazano, że kwas foliowy powoduje zwiększenie fluore­scencji GFP-Aβ w komórkach drożdży pozbawionych endo­gennej syntezy kwasu foliowego. Kwas foliowy jest związ­kiem o właściwościach antyoksydacyjnych. Przypuszcza się, że nagromadzenie złogów uaktywnia szlak szoku oksy­dacyjnego [49].

W badaniach warunków oligomeryzacji Aβ wykorzystano również białko Sup35. Proteina Sup35 jest niezbędna do ży­cia komórki drożdżowej. Białko to ma jednak N-terminalną domenę charakterystyczną dla białek prionowych, która warunkuje agregację Sup35. Konsekwencją agregacji jest utrata aktywności białka. Używając szczepów drożdżo­wych, gdzie N-terminalna domena białka Sup35 była za­stąpiona przez różne wersje mutowanych Aβ42, a aktyw­ność tych postaci była badana jako zdolność do odtworzenia wzrostu na podłożu bez adeniny (mutant ade1-14) identy­fikowano aminokwasy odpowiedzialne za swoistą własną agregację Aβ [39,86].

Użycie modelu drożdżowego pozwoliło na ustalenie warun­ków odpowiednich do badań nad toksycznym charakterem niefibrylarnych i fibrylarnych postaci Aβ42. Prowadzenie badań nad toksycznością Aβ42 bezpośrednio w komór­kach ludzkich jest utrudnione ze wzgledu na występowa­nie rożnych postaci białka: toksycznych i naturalnie wy­stepujących w komórce. Dodatkowym utrudnieniem jest niecałkowita sekrecja Aβ42 do przestrzeni miedzykomór­kowych. Bharadwaj i wsp. [3] wykorzystali nowy system do badań toksycznego charakteru Aβ42 w komórkach droż­dży S. cerevisiae. W komórkach ludzkich do badań uży­wano odpowiednich podłoży i serum, uzyskiwano więc zawsze mieszaninę różnych postaci Aβ42. Nowa metoda polega na badaniu toksyczności Aβ42 w roztworach wod­nych, w warunkach, które umożliwiają stabilizację po­szczególnych izoform Aβ42. Uzyskanie stabilnej posta­ci oligomerycznej czy fibrylarnej białka Aβ42 pozwala na badanie i porównywanie właściwości poszczególnych postaci. Używajac testów przeżywalności drożdży wyka­zano, że toksyczny charakter Aβ42 jest zależny od ilości białka, a rozpuszczalna postać oligomeryczna jest znacz­nie bardziej toksyczna niż fibrylarna [3]. Potwierdzono w ten sposób obserwacje, że zwiększona ekspresja białka APP i tworzenie płytek starczych poprzez oligomeryzację Aβ42 jest główną przyczyną dysfunkcji systemu nerwowe­go w chorobie Alzheimera. Testy przeżywalności komórek drożdżowych umożliwiają również badanie wpływu róż­nych warunków fizycznych i chemicznych na żywotność komórek drożdżowych ekspresjonujących poszczególne izoformy Aβ42. Zwiększa to znacznie szanse na identyfi­kację potencjalnych inhibitorów toksycznych postaci Aβ42.

Z chorobą Alzheimera powiązano również białko tau. Białko tau jest proteiną wchodzącą w interakcje z mikro­tubulami. Uważa się, że fizjologiczną rolą białka tau jest stabilizacja mikrotubul, regulacja transportu aksonalne­go w mózgu i stabilizacja struktury neuronów. Wiązanie tau z mikrotubulami regulowane jest poprzez fosforyla­cję. Zaburzenia fosforylacji tau, a zwłaszcza hiperfosfo­rylacja tego białka doprowadza do zaburzeń i zmian pato­logicznych. Zmienione białko wykazuje słabsze wiązanie do tubuliny i tendencję do agregacji tworząc podwójne skręcone filamenty (paired helical filaments – PHU-tau). Patologiczne agregaty PHU-tau stwierdzono u chorych na AD, a także w otępieniu czołowo-skroniowym, zwyrodnie­niu korowo-podstawnym i postępującym porażeniu nad­jądrowym. Wszystkie te schorzenia określane są jako tau­lopatie [18,45,50,68]. W komórce powstaje sześć izoform białka tau, wszystkie są wynikiem alternatywnego splicin­gu mRNA genu 17g21-22. Izoformy różnią się liczbą do­datkowych powtórzeń na N-końcu białka (izoformy 0N, 1N, 2N) i powtórzeń na C-końcu białka odpowiedzialnych za wiązanie z mikrotubulami (izoformy 3R i 4R). Z suk­cesem ekspresjonowano ludzkie białko tau w komórkach drożdżowych w systemie heterologicznej ekspresji [82]. Wykazano, że tau-3R i tau-4R wykazują tendencję do agre­gacji w komórkach drożdżowych. Za fosforylację i agrega­cję białka tau w komórkach drożdży odpowiedzialne są ki­nazy Mds1 i Pho85 [81]. Obecnie zmapowano już ponad 40 mutacji powodujących taulopatie [63,64]. Serie klinicznie diagnozowanych mutantów tau ekspresjonowano w droż­dżach w celu określenia krytycznych dla patologicznych agregacji zmian w izoformach tau. Pozwoliło to na scha­rakteryzowanie S409 – najważniejszego miejsca fosfory­lacji białka tau. Badania na drożdżach wykazały też głów­ną rolę dysfunkcji mitochondriów i stresu oksydacyjnego na tworzenie agregatów tau [83].

Drożdze w modelu choroby Huntingtona

Chorobę pierwszy opisał George Huntington w 1878 r. Choroba Huntingtona (chorea chronica hereditaria progressiva, ang. Huntington’s disease, chorea progressiva maior – HD) należy do grupy zaburzeń neurodegeneracyjnych. Objawami choroby są ruchy pląsawicze, zmiany osobowości, agre­sja, autoagresja, depresja i otępienie. U podstaw choroby Huntingtona leżą mutacje w genie IT15 kodującym hun­tinktynę (Htt), duże białko o masie 348 kDa [4,87]. Choroba HD dziedziczona jest w sposób autosomalny dominujący. Mutacje w Htt obejmują przyrost zróżnicowanej liczby po­wtórzeń CAG, kodonu glutaminy, w obrębie eksonu 1 po­wodując powstawanie długich regionów poliglutaminowych (poliQ) na N-końcu białka. Region poliglutaminowy wyka­zuje duży polimorfizm w populacji, a liczbę powtórzeń glu­taminy szacuje się między 4 a 35. Wydłużenie regionu po­liQ do 36-39 znacznie zwiększa ryzyko wystąpienia HD, podczas gdy 40 lub wiecej powtórzeń glutaminy powoduje wczesne rozwinięcie się choroby HD [20,66] nawet w wie­ku 2 lat. Wydłużanie i polimeryzacja regionu poliQ powo­duje złe fałdowanie białka Htt, jego agregację w jądrze i tok­syczność dla komórek [54]. Fizjologiczna rola huntingtyny nie została jeszcze określona, wiadomo jednak, że białko to wiąże się z retikulum endoplazmatycznym, mitochondria­mi i tubulami [79,84]. Wykazano, że huntinktyna wchodzi w interakcje z kilkudziesięcioma różnymi białkami, regu­luje transkrypcję przez wpływ na przenoszenie czynników transkrypcyjnych między cytoplazmą a jądrem, wpływa na transport pęcherzykowy i procesy apoptozy [26,27,35,37].

Chociaż drożdże S. cerevisiae nie mają genu dla Htt, hete­rologiczna ekspresja ludzkiego i mysiego genu Htt w ko­mórkach drożdży pozwoliła na wyjaśnienie wielu elemen­tów wpływających na toksyczność tego białka dla komórek eukariotycznych [29]. PoliQ Htt ekspresjonowano z powo­dzeniem w komórkach drożdży pod kontrolą różnych re­gulowanych promotorów np. GAL1, CUP1. Pierwsze ba­dania prowadzone na drożdżach wykazały, że agregacja domen poliQ jest zależna od ilości powtórzonych glutamin [44,53]. Badania fenotypowe wykazały, że ekspresja po­liQ ludzkiego białka Htt powoduje spowolnienie wzrostu komórek, wpływa na cykl komórkowy drożdży i stymulu­je powstawanie zarówno cytoplazmatycznych, jak i jądro­wych agregatów. Używając chimerycznych postaci poliQ­-GFP wykazano chrakterystyczne agregacje w cytoplazmie [56]. Zaobserwowano również, że agregacja i toksyczność poliQ Htt jest zależna od drożdżowego białka prionowego Rnq1 [51,58,72]. Oznaczałoby to, że toksyczny charakter agregatów poliQ nie wynika bezpośrednio z samego Htt. Nie ma jednak bezpośrednich dowodów na koagregacje poliQ i priona Rnq1, choć obecność agregatów poliQ uła­twia formowanie priona Sup35 w komórkach drożdży [14].

Przeprowadzone na modelu drożdżowym badania wykaza­ły, że toksyczność agregatów Htt zależy nie tylko od samej domeny poliQ, lecz również od sekwencji otaczających, zwłaszcza od regionu bogatego w prolinę. Obecność en­dogennej domeny bogatej w prolinę przekształca toksycz­ną postać poliQ w postać nietoksyczną [13,19].

Prowadzone badania wykazują zatrzymywanie wydłużo­nych form poliQ w jądrze komórek drożdżowych, przy czym translokacja do jądra wymaga obecności funkcjo­nalnego białka kaspazy Yca1 [71].

Badania fragmentów poliQ w drożdżach pozwoliły na wyka­zanie, że wydłużone regiony poliQ są zdolne do zwiększonej asocjacji do zewnętrznej błony mitochondrialnej zaburzając funkcję mitochondriów. Pozwala to przypuszczać, że tok­syczny charakter poliQ polega na zaburzaniu procesów od­dechowych komórki przez obniżanie funkcji mitochondriów.

Defekty te są niwelowane przez zwiększone wytwarzanie białka Hap4p, głównego pozytywnego regulatora ekspresji genów biogenezy mitochondriów [57]. Wykazano również, że agregacja wydłużonych domen poliQ jest zależna od bia­łek opiekuńczych Hsp104, Hsp40 i Hsp70. Nadekspresja Hsp104, Ssp1 i Hsp 40 powoduje supresję defektów wzro­stu komórek wynikających z ekspresji toksycznych postaci poliQ [13,57]. Model drożdżowy pozwolił rónież na wy­kazanie związku agregacji poliQ z procesem endocytozy. Toksyczność poliQ jest zwiększona w mutantach z zaburzo­nym procesem endocytozy, natomiast pojawienie się agre­gatów poliQ w komórkach dzikich powoduje natychmiasto­we zatrzymanie procesów endocytozy [52].

Międzynarodowe projekty delecji genów drożdżowych pozwoliły na utworzenie kolekcji szczepów drożdżowych z usuniętymi poszczególnymi genami (yeast haploid and diploid deletion strains) [91]. Kolekcja ta posłużyła do wy­szukania genów wpływających na toksyczny charakter po­liQ. Nietoksyczne poliQ wprowadzono i ekspresjonowa­no w 4850 haploidalnych mutantach drożdżowych w celu wyszukania tych, u których obecność poliQ jest toksyczna. W ten sposób wyselekcjonowano 52 mutanty z uszkodzo­nymi genami systemu fałdowania białek, zależnej od ubi­kwityny degradacji białek przez proteasom i odpowiedzi na stres, które były wyjątkowo wrażliwe na obecność po­liQ [89]. W kolejnym teście do komórek mutantów delecyj­nych wprowadzano toksyczne poliQ i wyszukiwano szcze­py o zwiększonej przeżywalności [28]. Zidentyfikowano w ten sposób 28 mutantów, w ich komórkach stwierdzono obecność wydłużonych poliQ, lecz nie obserwowano efek­tów cytotoksycznych. Potwierdza to tezę, że sama obec­ność domen poliQ nie warunkuje toksyczności. Wśród wyizolowanych genów znalazły się geny odpowiedzialne za transport pęcherzykowy, sortowanie białek, regulację transkrypcji i białka prionowe. Jednym z genów supresu­jących toksyczny charakter poliQ okazał się BNA4. Gen ten koduje monooksydazę kinureninową, konserwatyw­ny dla wszystkich eukariota enzym ze szlaku degradacji tryptofanu i wytwarzania NAD⁺. Delecja BNA4 powoduje zmniejszenie wrażliwości komórek na stres oksydacyjny i na obecność toksycznych poliQ. Podobny efekt ochronny ma zastosowanie Ro 61-8048, inhibitora ssaczej monook­sydazy kinureninowej [28]. Analogiczny system drożdżo­wy pozwolił na identyfikację nowego inhibitora procesu agregacji poliQ [98].

Model drożdżowy w chorobie Parkinsona

Choroba Parkinsona (morbus Parkinsoni, ang. Parkinson’s disease – PD) jest drugim co do częstości występowania schorzeniem neurodegeneracyjnym związanym z wie­kiem. PD wystepuje u 2% osób po 65 roku życia. Choroba Parkinsona jest postępującym schorzeniem ośrodkowego układu nerwowego, którego główną przyczyną jest zwy­rodnienie neuronów dopaminergicznych układu nigro­striatalnego. Objawami choroby są spowolnienie ruchowe, sztywność mięśni, drżenie, ale też otępienie i depresja [41].

U postaw PD leży postępująca degeneracja neuronów do­paminergicznych istoty czarnej (substantia nigra pars compacta). W zmienionych komórkach chorych na PD wy­kazano obecność ciałek Lewiego (Lewy bodies), wkrętów komórkowych zbudowanych głównie z agregatów białka α-synukleiny [74]. Na rozwój PD wpływ mają zarów­no czynniki środowiska, jak i czynniki genetyczne, choć rodzinna postać PD występuje stosunkowo rzadko [31]. Dotychczas wyznaczono kilka genów związanych z PD. Pierwszym scharakteryzowanym genem był α-syn kodu­jący białko α-synukleinę. Zarówno mutacje (A30P, A53T i E46K), jak i duplikacje locus α-syn powiązano z rodzin­ną postacią choroby Parkinsona [36]. Z rodzinną PD po­wiązano również mutacje w genach: LRRK2 kodującym dardarynę; Dj-1; PINK1 kodującym kinazę 1; genie kodu­jącym parkinę; UCH-L1 kodującym hydrolazę L1 ubikwi­tyny; ATP13A2 kodującym P typu ATP-azę; genie HTRA2 kodującym peptydazę serynową 2 HtrA. Produkty tych ge­nów odgrywają ważną rolę w funkcjonowaniu mitochon­driów, systemie degradacji przez proteasom, ubikwityna­cji i transporcie błonowym [26,36,90].

Ciałka Lewiego pojawiające się w komórkach chorych na PD zbudowane są głównie z α-synukleiny. Białko to wystę­puje w zdrowych komórkach ośrodkowego układu nerwowe­go, głównie zakończeniach nerwowych. W warunkach fizjo­logicznych wpływa na homeostazę dopaminy. Patologiczna zagregowana alfa-synukleina traci swoją funkcję doprowa­dzając do nagromadzenia dopaminy w komórkach, czego konsekwencją jest wytwarzanie wolnych rodników uszka­dzających DNA i białka. U drożdży brak homologa genu α-synukleiny, jej funkcję bada się więc przy zastosowaniu systemów heterologicznej ekspresji. W natywnych warun­kach α-syn występuje w postaci rozpuszczalnych mono­merów, jednak pod wpływem różnych warunków streso­wych, przybiera strukturę β-harmonijki, może formować oligomery, które następnie agregują tworząc podobne do amyloidu struktury fibrylarne, toksyczne dla komórki [86].

Pierwsze próby badania α-syn w komórkach drożdży pod­jęto w 2003 r. [60]. W badaniach tych wykazano, że eks­presja alfa-syn inhibuje wzrost drożdży i doprowadza do śmierci komórki w sposób zależny od stężenia. Ekspresja chimerycznego białka α-syn-GFP w drożdżach wykazała jego agregację w postaci małych foci w błonie komórko­wej, które z czasem powiększają się i przesuwają do cyto­plazmy. Niektóre z agregatów przyjmowały formę β-kart­ki, co wykazano przez barwienie tioflawiną S. Agregacja α-syn wiązała sie z inhibicją fosfolipazy D, blokowaniem transportu między retikulum endoplazmatycznym i apara­tem Golgiego, jak i zaburzeniami endocytozy [17,59,94]. W odróżnieniu od dzikiej postaci α-syn, postać zmutowa­na A30P umiejscawia się tylko cytoplazmatycznie i nie wykazuje tendencji do agregacji. Jest to prawdopodob­nie związane ze słabym jej powinowactem do błony, po­nieważ zwiększenie zawartości lipidów poprzez traktowa­nie komórek DMSO odtwarza funkcje agregacji mutanta [94]. Delecja genów związanych z metabolizmem lipidów i transportem pęcherzykowym zwiększa wrażliwość ko­mórek drożdży na α-syn, co pozwala przypuszczać o inte­rakcji α-syn z lipidami i wpływie tego wiązania na cyto­toksyczność [89]. Użycie różnych mutantów drożdżowych pozwoliło na wykazanie, że same inkluzje α-syn nie są toksyczne dla komórki. Cytotoksyczność α-syn zależy od tła genetycznego. Volles i wsp. [85] wykazali, że toksycz­ność α-syn w drożdżach zależna jest od zdolności formo­wania α-harmonijki, a nie tworzenia struktur fibrylarnych. W przypadku komórek S. pombe α-syn nie jest kierowane do błony komórkowej i mimo agregacji w cytoplazmie nie wykazuje działania cytotoksycznego [6]. Ekspresja muto­wanych α-syn w komórkach drożdży wskazuje na głów­ną rolę centralnej hydrofobowej części białka w aktywno­ści cytotoksycznej [34]. Delecja genów kodujących białka proteasomu również wzmagała cytotoksyczny charakter α­-syn, prawdopodobnie przez wpływ α-syn na kompozycje proteasomu [69]. Jednym z najlepszych supresorów tok­syczności α-syn okazała sie RabGTPaza Ypt1. Nadmierne wytwarzanie Rab1, mysiego homologa Ybt1, znosi cyto­toksyczne działanie α-syn w komórkach neuronów myszy [12]. Szczepy drożdżowych mutantów delecyjnych okazały sie przydatne w wyznaczeniu genów zwiazanych z lokaliza­cją alfa-syn w komórce. W ten sposób wyznaczono zwią­zek genów endocytozy i degradacji w wakuoli z prawidło­wym umiejscowieniem α-syn [93]. Drożdże były również użyte w celu wyszukania ewentualnych chemioterapeuty­ków inhibujących cytotoksyczne działanie α-syn [23,77]. Wykazano inhibujące toksyczność α-syn działanie dwóch flawonoidów, quercetyny i EGCG [91], co potwierdza rolę stresu oksydacyjnego w degeneracji komórek warunkowa­nej α-syn. W najnowszych badaniach, Su i wsp. [77] ziden­tyfikowali klasę substancji małocząsteczkowych o działaniu przywracającym prawidłowy transport ER-aparat Golgiego, chroniących mitochondria przed działaniem α-syn i ograni­czajacy agregację tego białka w komórkach drożdży.

W patologii PD dużą rolę odgrywa stres oksydacyjny. Wpływ stresu oksydacyjnego na toksyczność α-syn badano na modelu drożdżowym. Wykazano, że indukcja wytwa­rzania wolnych rodników poprzez ekspozycję drożdży na jony żelaza powodowała znaczne zwiększenie cytotoksycz­ności α-syn i przekształcanie białka w fibrylarne [34,94]. Wykazano, że α-syn powoduje zwiększone wytwarzanie wolnych rodników, uwalnianie cytochromu C z mitochon­driów i eksternalizację fosfatydyloseryny. Okazuje się, że komórki drożdży mogą być chronione przed indukowanym przez α-syn wytwarzaniem i działaniem wolnych rodni­ków przez działanie glutationu, geldamycyny (aktywator odpowiedzi na szok termiczny), słaby szok termiczny lub nadmierne wytwarzanie Ssa3 [7,24]. Nie wyjaśniono do­tychczas w jaki sposób szok termiczny odwraca toksyczne działanie α-syn, prawdopodobnie α-syn wchodzi w interakcje z Ssa3. Ochronę przed indukowanym α-syn przyro­stem wolnych rodników obserwowano również w mutantach drożdżowych pozbawionych genu metakaspazy Yca1 [24].

Toksyczność α-syn w komórkach drożdży warunkowana jest również modyfikacjami potranslacyjnymi. Delecja ge­nów kinaz Yck1 lub Yck2, powoduje zmniejszenie fosfo­rylacji α-syn i przez to zmniejszoną cytotoksyczność [93].

Podsumowanie

Przez wieki drożdże służyły człowiekowi. Powszechnie uży­wane w przemyśle piekarniczym i browarnictwie, obecnie z powodzeniem również używane w przemyśle farmaceu­tycznym i biotechnologii. Zaawansowane techniki biologii molekularnej dostępne dla drożdży S. cerevisiae pozwalają na wdrażanie coraz to nowych metod w badaniach nad geno­mem i proteasomem drożdżowym. Dostępne obecnie biblio­teki szczepów drożdżowych noszących insercje transpozono­we, delecje genów, czy znakowane epitopami białka, stanowią zachęcający i obiecujący warsztat dla biologa eksperymen­talnego. Warsztat ten jest z powodzeniem wykorzystywany w badaniu funkcji zarówno drożdżowych genów, jak również do badania funkcji białek innych organizmów – w tym czło­wieka. Duże podobieństwo eukariotycznych komórek droż­dżowych i komórek ssaczych pozwala na badanie konser­watywnych dla wszystkich eukariota procesów właśnie na modelu drożdżowym. Umiejętne zastosowanie technik he­terologicznej ekspresji pozwala na obserwacje ‘zachowań’ ludzkich białek w komórkach drożdży i dedukowanie na tej podstawie o ich fizjologicznej funkcji. Zdolność fermenta­cji czyni drożdże wspaniałym modelem do badań chorób związanych z dysfunkcją mitochondriów. Można bowiem obserwować zmiany fizjologiczne wynikające z mutacji ge­nów wpływających na funkcję mitochondriów. Możliwość pracy na haploidalnych szczepach drożdżowych pozwala na obserwację efektów mutacji recesywnych. Drożdże są rów­nież doskonałym modelem w badaniach właściwości białek prionowych, wielorakiej oporności komórek na inhibitory, w tym leki antynowotworowe i opisanych w tej pracy cho­robach neurodegeneracyjnych. Drożdżowe biblioteki mu­tantów delecyjnych z powodzeniem służą wyszukiwaniu nowych inhibitorów, jak i czynników związanych z danym schorzeniem. W drożdżach upatruje się więc szansę na wy­znaczenie nowych czynników prewencyjnych, a także poten­cjalnych leków dla wielu schorzeń. Chociaż wyniki otrzy­mane dla drożdży wymagają potwierdzeń in vivo i in vitro w innych modelach np. Drosophila sp., Caenorhabdities sp., myszach czy hodowlach tkankowych, te proste jedno­komórkowe organizmy umożliwiają nam użycie metod nie­dostępnych dla wyższych eukariota. Choć Saccharomyces cerevisiae jest najbardziej rozpowszechniony w badaniach molekularnych, należy również wspomnieć o innych droż­dżach wnoszących duży wkład w zrozumienie funkcjono­wania komórek eukariotycznych: Schizosaccharomyces pombe, Kluyveromyces lactis czy Hansenula polymorpha.

PIŚMIENNICTWO

[1] Arrasate M., Mitra S., Schweitzer E.S., Segal M.R., Finkbeiner S.: Inclusion body formation reduces level of mutant huntingtin and risk of neuronal death. Nature, 2004; 431: 805-810
[PubMed]  

[2] Bharadwaj P., Martins R., Macreadie I.: Yeast as a model for studying Alzheimer’s disease. FEMS Yeast Res., 2010; 10: 961-969
[PubMed]  

[3] Bharadwaj P., Waddington L., Varghese J., Macreadie I.G.: A new method to measure cellular toxicity of non-fibrillar and fibrillar Alzheimer’s Aβ using yeast. J. Alzheimers Dis., 2008; 13: 147-150
[PubMed]  

[4] Bocharova N., Chave-Cox R., Sokolov S., Knorre D., Severin F.: Protein aggregation and neurodegeneration: clues from a yeast model of Huntington’s disease. Biochemistry (Mosc.), 2009; 74: 231-234
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Bodner R.A., Outeiro T.F., Altmann S., Maxwell M.M., Cho S.H., Hyman B.T., McLean P.J., Young A.B., Housman D.E., Kazantsev A.G.: Pharmacological promotion of inclusion formation: a therapeutic approach for Huntington’s and Parkinson’s diseases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 4246-4251
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Brandis K.A., Holmes I.F., England S.J., Sharma N., Kukreja L., DebBurman S.K.: Alpha-synuclein fission yeast model: concentration-dependent aggregation without plasma membrane localization or toxicity. J. Mol. Neurosci., 2006; 28: 179-191
[PubMed]  

[7] Büttner S., Bitto A., Ring J., Augsten M., Zabrocki P., Eisenberg T., Jungwirth H., Hutter S., Carmona-Gutierrez D., Kroemer G., Winderickx J., Madeo F.: Functional mitochondria are required for α-synuclein toxicity in aging yeast. J. Biol. Chem., 2008; 283: 7554-7560
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Caine J., Sankovich S., Antony H., Waddington L., Macreadie P., Varghese J., Macreadie I.: Alzheimer’s Aβ fused to green fluorescent protein induces growth stress and a heat shock response. FEMS Yeast Res., 2007; 7: 1230-1236
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Cannon R.D., Lamping E., Holmes A.R., Niimi K., Baret P.V., Keniya M.V., Tanabe K., Niimi M., Goffeau A., Monk B.C.: Efflux-mediated antifungal drug resistance. Clin. Microbiol. Rev., 2009; 22: 291-321
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Carlson M., Botstein D.: Organization of the SUC gene family in Saccharomyces. Mol. Cell. Biol., 1983; 3: 351-359
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[11] Chen L., Periquet M., Wang X., Negro A., McLean P.J., Hyman B.T., Feany M.B.: Tyrosine and serine phosphorylation of α-synuclein have opposing effects on neurotoxicity and soluble oligomer formation. J. Clin. Invest., 2009; 119: 3257-3265
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Cooper A.A., Gitler A.D., Cashikar A., Haynes C.M., Hill K.J., Bhullar B., Liu K., Xu K., Strathearn K.E., Liu F., Cao S., Caldwell K.A., Caldwell G.A., Marsischky G., Kolodner R.D., Labaer J., Rochet J.C., Bonini N.M., Lindquist S.: α-synuclein blocks ER-Golgi traffic and Rab1 rescues neuron loss in Parkinson’s models. Science, 2006; 313: 324-328
[PubMed]  

[13] Dehay B., Bertolotti A.: Critical role of the proline-rich region in Huntingtin for aggregation and cytotoxicity in yeast. J. Biol. Chem., 2006; 281: 35608-35615
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[14] De Jonghe C., Esselens C., Kumar-Singh S., Craessaerts K., Serneels S., Checler F., Annaert W., Van Broeckhoven C., De Strooper B.: Pathogenic APP mutations near the γ-secretase cleavage site differentially affect Aβ secretion and APP C-terminal fragment stability. Hum. Mol. Genet., 2001; 10: 1665-1671
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Derkatch I.L., Uptain S.M., Outeiro T.F., Krishnan R., Lindquist S.L., Liebman S.W.: Effects of Q/N-rich, polyQ, and non-polyQ amyloids on the de novo formation of the [PSI+] prion in yeast and aggregation of Sup35 in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 12934-12939
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] De Strooper B.: Proteases and proteolysis in Alzheimer disease: a multifactorial view on the disease process. Physiol. Rev., 2010; 90: 465-494
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] DiFiglia M., Sapp E., Chase K.O., Davis S.W., Bates G.P., Vonsattel J.P., Aronin N.: Aggregation of huntingtin in neuronal intranuclear inclusions and dystrophic neurites in brain. Science, 1997; 277: 1990-1993
[PubMed]  

[18] Dixon C., Mathias N., Zweig R.M., Davis D.A., Gross D.S.: α-synuclein targets the plasma membrane via the secretory pathway and induces toxicity in yeast. Genetics, 2005; 170: 47-59
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Drewes G.: MARKing tau for tangles and toxicity. Trends Biochem. Sci., 2004; 29: 548-555
[PubMed]  

[20] Duennwald M.L., Jagadish S., Muchowski P.J., Lindquist S.: Flanking sequences profoundly alter polyglutamine toxicity in yeast. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 11045-11050
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Duyao M., Ambrose C., Myers R., Novelletto A., Persichetti F., Frontali M., Folstein S., Ross C., Franz M., Abbott M.: Trinucleotide repeat length instability and age of onset in Huntington’s disease. Nat. Genet., 1993; 4: 387-392
[PubMed]  

[22] Faber P.W., Barnes G.T., Srinidhi J., Chen J., Gusella J.F., MacDonald M.E.: Huntingtin interacts with a family of WW domain proteins. Hum. Mol. Genet., 1998; 7: 1463-1474
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[23] Ferri C.P., Prince M., Brayne C., Brodaty H., Fratiglioni L., Ganguli M., Hall K., Hasegawa K., Hendrie H., Huang Y., Jorm A., Mathers C., Menezes P.R., Rimmer E., Scazufca M.: Global prevalence of dementia: a Delphi consensus study. Lancet, 2005; 366: 2112-2117
[PubMed]  

[24] Fleming J., Outeiro T.F., Slack M., Lindquist S.L., Bulawa C.E.: Detection of compounds that rescue Rab1-synuclein toxicity. Methods Enzymol., 2008; 439: 339-351
[PubMed]  

[25] Flower T.R., Chesnokova L.R., Froelich C.A., Dixon C., Witt S.N.: Heat shock prevents alpha-synuclein-induced apoptosis in a yeast model of Parkinson’s disease. J. Mol. Biol., 2005; 351: 1081-1100
[PubMed]  

[26] Futai E., Yagishita S., Ishiura S.: Nicastrin is dispensable for γ-secretase protease activity in the presence of specific presenilin mutations. J. Biol. Chem., 2009; 284: 13013-13022
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[27] Gasser T.: Genetics of Parkinson’s disease. J. Neurol., 2001; 248 :833-840
[PubMed]  

[28] Gauthier L.R., Charrin B.C., Borrell-Pages M., Dompierre J.P., Rangone H., Cordelieres F.P., de Mey J., MacDonald M.E., Lessmann V., Humbert S., Saudou F.: Huntingtin controls neurotrophic support and survival of neurons by enhancing BDNF vesicular transport along microtubules. Cell, 2004; 118: 127-138
[PubMed]  

[29] Giorgini F., Guidetti P., Nguyen Q., Bennett S.C., Muchowski P.J.: A genomic screen in yeast implicates kynurenine 3-monooxygenase as a therapeutic target for Huntington disease. Nat. Genet., 2005; 37: 526-531
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[30] Giorgini F., Muchowski P.J.: Exploiting yeast genetics to inform therapeutic strategies for Huntington’s disease. Methods Mol. Biol., 2009; 548: 161-174
[PubMed]  

[31] Goate A., Chartier-Harlin M.C., Mullan M., Brown J., Crawford F., Fidani L., Giuffra L., Haynes A., Irving N., James L.: Segregation of a missense mutation in the amyloid precursor protein gene with familial Alzheimer’s disease. Nature, 1991; 349: 704-706
[PubMed]  

[32] Goedert M.: Parkinson’s disease and other alpha-synucleinopathies. Clin. Chem. Lab. Med., 2001; 39: 308-312
[PubMed]  

[33] Goffeau A., Barrell B.G., Bussey H., Davis R.W., Dujon B., Feldmann H., Galibert F., Hoheisel J.D., Jacq C., Johnston M., Louis E.J., Mewes H.W., Murakami Y., Philippsen P., Tettelin H., Oliver S.G.: Life with 6000 genes. Science, 1996; 274: 546, 563-567
[PubMed]  

[34] Gokhale K.C., Newnam G.P., Sherman M.Y., Chernoff Y.O.: Modulation of prion-dependent polyglutamine aggregation and toxicity by chaperone proteins in the yeast model. J. Biol. Chem., 2005; 280: 22809-22818
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Griffioen G., Duhamel H., Van Damme N., Pellens N., Zabrocki P., Pannecouque C., van Leuven F., Winderickx J., Wera S.: A yeast-based model of alpha-synucleinopathy identifies compounds with therapeutic potential. Biochim. Biophys. Acta, 2006; 1762: 312-318
[PubMed]  

[36] Hackam A.S., Yassa A.S., Singaraja R., Metzler M., Gutekunst C.A., Gan L., Warby S., Wellington C.L., Vaillancourt J., Chen N., Gervais F.G., Raymond L., Nicholson D.W., Hayden M.R.: Huntingtin interacting protein 1 induces apoptosis via a novel caspase-dependent death effector domain. J. Biol. Chem., 2000; 275: 41299-41308
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Hardy J., Cai H., Cookson M.R., Gwinn-Hardy K., Singleton A.: Genetics of Parkinson’s disease and parkinsonism. Ann. Neurol., 2006; 60: 389-398
[PubMed]  

[38] Harjes P., Wanker E.E.: The hunt for huntingtin function: interaction partners tell many different stories. Trends Biochem. Sci., 2003; 28: 425-433
[PubMed]  

[39] Hatano T., Kubo S., Sato S., Hattori N.: Pathogenesis of familial Parkinson’s disease: new insights based on monogenic forms of Parkinson’s disease. J. Neurochem., 2009; 111: 1075-1093
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] Hilbich C., Kisters-Woike B., Reed J., Masters C.L., Beyreuther K.: Substitutions of hydrophobic amino acids reduce the amyloidogenicity of Alzheimer’s disease beta A4 peptides. J. Mol. Biol., 1992; 228: 460-473
[PubMed]  

[41] Hughes S.R., Goyal S., Sun J.E., Gonzalez-DeWhitt P., Fortes M.A., Riedel N.G., Sahasrabudhe S.R.: Two-hybrid system as a model to study the interaction of β-amyloid peptide monomers. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996; 93: 2065-2070
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[42] Jankovic J.: Parkinson’s disease: clinical features and diagnosis. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry, 2008; 79: 368-376
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Kayed R., Head E., Thompson J.L., McIntire T.M., Milton S.C., Cotman C.W., Glabe C.G.: Common structure of soluble amyloid oligomers implies common mechanism of pathogenesis. Science, 2003; 300: 486-489
[PubMed]  

[44] Krobitsch S., Lindquist S.: Aggregation of huntingtin in yeast varies with the length of the polyglutamine expansion and the expression of chaperone proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000; 97: 1589-1594
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[45] Lee V.M., Goedert M., Trojanowski J.Q.: Neurodegenerative tauopathies. Annu. Rev. Neurosci., 2001; 24: 1121-1159
[PubMed]  

[46] Levy-Lahad E., Wijsman E.M., Nemens E., Anderson L., Goddard K.A., Weber J.L., Bird T.D., Schellenberg G.D.: A familial Alzheimer’s disease locus on chromosome 1. Science, 1995; 269: 970-973
[PubMed]  

[47] Li S.H., Li X.J.: Huntingtin-protein interactions and the pathogenesis of Huntington’s disease. Trends Genet., 2004; 20: 146-154
[PubMed]  

[48] Lüthi U., Schaerer-Brodbeck C., Tanner S., Middendorp O., Edler K., Barberis A.: Human beta-secretase activity in yeast detected by a novel cellular growth selection system. Biochim. Biophys. Acta, 2003; 1620: 167-178
[PubMed]  

[49] Macreadie I., Lotfi-Miri M., Mohotti S., Shapira D., Bennett L., Varghese J.: Validation of folate in a convenient yeast assay suited for identification of inhibitors of Alzheimer’s amyloid-β aggregation. J. Alzheimers Dis., 2008; 15: 391-396
[PubMed]  

[50] Mandelkow E.M., Stamer K., Vogel R., Thies E., Mandelkow E.: Clogging of axons by tau, inhibition of axonal traffic and starvation of synapses. Neurobiol. Aging, 2003; 24: 1079-1085
[PubMed]  

[51] Meriin A.B., Zhang X., He X., Newnam G.P., Chernoff Y.O., Sherman M.Y.: Huntington toxicity in yeast model depends on polyglutamine aggregation mediated by a prion-like protein Rnq1. J. Cell Biol., 2002; 157: 997-1004
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] Meriin A.B., Zhang X., Miliaras N.B., Kazantsev A., Chernoff Y.O., McCaffery J.M., Wendland B., Sherman M.Y.: Aggregation of expanded polyglutamine domain in yeast leads to defects in endocytosis. Mol. Cell. Biol., 2003; 23: 7554-7565
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Muchowski P.J., Schaffar G., Sittler A., Wanker E.E., Hayer-Hartl M.K., Hartl F.U.: Hsp70 and hsp40 chaperones can inhibit self-assembly of polyglutamine proteins into amyloid-like fibrils. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000; 97: 7841-7846
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[54] Murakami-Sekimata A., Sato K., Sato K., Takashima A., Nakano A.: O-mannosylation is required for the solubilization of heterologously expressed human β-amyloid precursor protein in Saccharomyces cerevisiae. Genes Cells, 2009; 14: 205-215
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Nunan J., Shearman M.S., Checler F., Cappai R., Evin G., Beyreuther K., Masters C.L., Small D.H.: The C-terminal fragment of the Alzheimer’s disease amyloid protein precursor is degraded by a proteasome dependent mechanism distinct from γ-secretase. Eur. J. Biochem., 2001; 268: 5329-5336
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Ocampo A., Barrientos A., Amaratunga D., Morrison T., Brenan C.J., Ilyin S.: From the bakery to the brain business: developing inducible yeast models of human neurodegenerative disorders. Biotechniques, 2008; 45: Pvii-Pxiv
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[57] Ocampo A., Zambrano A., Barrientos A.: Suppression of polyglutamine-induced cytotoxicity in Saccharomyces cerevisiae by enhancement of mitochondrial biogenesis. FASEB J., 2010; 24: 1431-1441
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[58] Orłowska-Matuszewska G., Wawrzycka D.: A novel phenotype of eight spores asci in deletants of the prion-like Rnq1p in Saccharomyces cerevisiae. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2006; 340: 190-193
[PubMed]  

[59] Outeiro T.F., Kontopoulos E., Altmann S.M., Kufareva I., Strathearn K.E., Amore A.M., Volk C.B., Maxwell M.M., Rochet J.C., McLean P.J., Young A.B., Abagyan R., Feany M.B., Hyman B.T., Kazantsev A.G.: Sirtuin 2 inhibitors rescue α-synuclein-mediated toxicity in models of Parkinson’s disease. Science, 2007; 317: 516-519
[PubMed]  

[60] Outeiro T.F., Lindquist S.: Yeast cells provide insight into alpha-synuclein biology and pathobiology. Science, 2003; 302: 1772-1775
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[61] Polyakova O., Dear D., Stern I., Martin S., Hirst E., Bawumia S., Nash A., Dodson G., Bronstein I., Bayley P.M.: Proteolysis of prion protein by cathepsin S generates a soluble β-structured intermediate oligomeric form, with potential implications for neurotoxic mechanisms. Eur. Biophys. J., 2009; 38: 209-218
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[62] Price J.L., Davis P.B., Morris J.C., White D.L.: The distribution of tangles, plaques and related immunohistochemical markers in healthy aging and Alzheimer’s disease. Neurobiol. Aging, 1991; 12: 295-312
[PubMed]  

[63] Rademakers R., Cruts M., van Broeckhoven C.: The role of tau (MAPT) in frontotemporal dementia and related tauopathies. Hum. Mutat., 2004; 24: 277-295
[PubMed]  

[64] Reynolds C.H., Betts J.C., Blackstock W.P., Nebreda A.R., Anderton B.H.: Phosphorylation sites on tau identified by nanoelectrospray mass spectrometry: differences in vitro between the mitogen-activated protein kinases ERK2, c-Jun N-terminal kinase and P38, and glycogen synthase kinase-3β. J. Neurochem., 2000; 74: 1587-1595
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Rochet J.C., Lansbury P.T. Jr.: Amyloid fibrillogenesis: themes and variations. Curr. Opin. Struct. Biol., 2000; 10: 60-68
[PubMed]  

[66] Rubinsztein D.C., Leggo J., Coles R., Almqvist E., Biancalana V., Cassiman J.J., Chotai K., Connarty M., Crauford D., Curtis A., Curtis D., Davidson M.J., Differ A.M., Dode C., Dodge A., Frontali M., Ranen N.G., Stine O.C., Sherr M., Abbott M.H., Franz M.L., Graham C.A., Harper P.S., Hedreen J.C., Jackson A., Kaplan J.C., Losekoot M., MacMillan J.C., Morrison P., Trottier Y., Novelletto A., Simpson S.A., Theilmann J., Whittaker J.L., Folstein S.E., Rossl C.A., Hayden M.R.: Phenotypic characterization of individuals with 30-40 CAG repeats in the Huntington disease (HD) gene reveals HD cases with 36 repeats and apparently normal elderly individuals with 36-39 repeats. Am. J. Hum. Genet., 1996; 59: 16-22
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[67] Schmechel D.E., Goldgaber D., Burkhart D.S., Gilbert J.R., Gajdusek D.C., Roses A.D..: Cellular localization of messenger RNA encoding amyloid-beta-protein in normal tissue and in Alzheimer disease. Alzheimer Dis. Assoc. Disord., 1988; 2: 96-111
[PubMed]  

[68] Sergeant N., Delacourte A., Buée L.: Tau protein as a differential biomarker of tauopathies. Biochim. Biophys. Acta, 2005; 1739: 179-197
[PubMed]  

[69] Sharma N., Brandis K.A., Herrera S.K., Johnson B.E., Vaidya T., Shrestha R., Debburman S.K.: alpha-Synuclein budding yeast model: toxicity enhanced by impaired proteasome and oxidative stress. J. Mol. Neurosci., 2006; 28: 161-178
[PubMed]  

[70] Sherrington R., Rogaev E.I., Liang Y., Rogaeva E.A., Levesque G., Ikeda M., Chi H., Lin C., Li G., Holman K., Tsuda T., Mar L., Foncin J.F., Bruni A.C., Montesi M.P., Sorbi S., Rainero I., Pinessi L., Nee L., Chumakov I., Pollen D., Brookes A., Sanseau P., Polinsky R.J., Wasco W., Da Silva H.A., Haines J.L., Perkicak-Vance M.A., Tanzi R.E., Roses A.D., Fraser P.E., Rommens J.M., St. George-Hyslop P.H.: Cloning of a gene bearing missense mutation in early-onset familial Alzheimer’s disease. Nature, 1995; 375: 754-760
[PubMed]  

[71] Sokolov S., Pozniakovsky A., Bocharova N., Knorre D., Severin F.: Expression of an expanded polyglutamine domain in yeast causes death with apoptotic markers. Biochim. Biophys. Acta, 2006; 1757: 660-666
[PubMed]  

[72] Sondheimer N., Lindquist S.: Rnq1: an epigenetic modifier of protein function in yeast. Mol. Cell, 2000; 5: 163-172
[PubMed]  

[73] Sparvero L.J., Patz S., Brodsky J.L., Coughlan C.M.: Proteomic analysis of the amyloid precursor protein fragment C99: expression in yeast. Anal. Biochem., 2007; 370: 162-170
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[74] Spillantini M.G., Crowther R.A., Jakes R., Cairns N.J., Lantos P.L., Goedert M.: Filamentous α-synuclein inclusions link multiple system athrophy with Parkinson’s disease and demetia with Lewy bodies. Neurosci. Lett., 1998; 251: 205-208
[PubMed]  

[75] Steiner H., Pesold B., Haass C.: An in vivo assay for the identification of target proteases which cleave membrane-associated substrates. FEBS Lett., 1999; 463: 245-249
[PubMed]  

[76] Steiner H., Revesz T., Neumann M., Romig H., Grim M.G., Pesold B., Kretzschmar H.A., Hardy J., Holton J.L., Baumeister R., Houlden H., Haass C.: A pathogenic presenilin-1 deletion causes abberrant Aβ42 production in the absence of congophilic amyloid plaques. J. Biol. Chem., 2001; 276: 7233-7239
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[77] Su L.J., Auluck P.K., Outeiro T.F., Yeger-Lotem E., Kritzer J.A., Tardiff D.F., Strathearn K.E., Liu F., Cao S., Hamamichi S., Hill K.J., Caldwell K.A., Bell G.W., Fraenkel E., Cooper A.A., Caldwell G.A., McCaffery J.M., Rochet J.C., Lindquist S.: Compounds from an unbiased chemical screen reverse both ER-to-Golgi trafficking defects and mitochondrial dysfunction in Parkinson’s disease models. Dis. Model Mech., 2010; 3: 194-208
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Szczebara F.M., Chandelier C., Villeret C., Masurel C., Bourot S., Duport C., Blanchard S., Groisillier A., Testet E., Costaglioli P., Cauet G., Degryse E., Balbuena D., Winter J., Achstetter T., Spagnoli R., Pompon D., Dumas B.: Total biosynthesis of hydrocortisone from a simple carbon source in yeast. Nat. Biotechnol., 2003; 21: 143-149
[PubMed]  

[79] Trottier Y., Devys D., Imbert G., Saudou F., An I., Lutz Y., Weber C., Agid Y., Hirsch E.C., Mandel J.L.: Cellular localization of the Huntington’s disease protein and discrimination of the normal and mutated form. Nat. Genet., 1995; 10: 104-110
[PubMed]  

[80] Uversky V.N.: Neuropathology, biochemistry, and biophysics of α-synuclein aggregation. J. Neurochem., 2007; 103: 17-37
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[81] Vandebroek T., Terwel D., Vanhelmont T., Gysemans M., Van Haesendonck C., Engelborghs Y., Winderickx J., Van Leuven F.: Microtubule binding and clustering of human Tau-4R and Tau-P301L proteins isolated from yeast deficient in orthologues of glycogen synthase kinase-3β or cdk5. J. Biol. Chem., 2006; 281: 25388-25397
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[82] Vandebroek T., Vanhelmont T., Terwel D., Borghgraef P., Lemaire K., Snauwaert J., Wera S., Van Leuven F., Winderickx J.: Identification and isolation of a hyperphosphorylated, conformationally changed intermediate of human protein tau expressed in yeast. Biochemistry, 2005; 44: 11466-11475
[PubMed]  

[83] Vanhelmont T., Vandebroek T, De Vos A., Terwel D., Lemaire K., Anandhakumar J., Franssens V., Swinnen E., Van Leuven F., Winderickx J.: Serine-409 phosphorylation and oxidative damage define aggregation of human protein tau in yeast. FEMS Yeast Res., 2010; 10: 992-1005
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[84] Velier J., Kim M., Schwarz C., Kim T.W., Sapp E., Chase K., Aronin N., DiFiglia M.: Wild-type and mutant huntingtins function in vesicle trafficking in the secretory and endocytic pathways. Exp. Neurol., 1998; 152: 34-40
[PubMed]  

[85] Volles M.J, Lansbury P.T. Jr.: Relationships between the sequence of alpha-synuclein and its membrane affinity, fibrillization propensity, and yeast toxicity. J. Mol. Biol., 2007; 366: 1510-1522
[PubMed]  

[86] von der Haar T., Jossé L., Wright P., Zenthon J., Tuite M.F.: Development of a novel yeast cell-based system for studying the aggregation of Alzheimer’s disease-associated Aβ peptides in vivo. Neurodegener. Dis., 2007; 4: 136-147
[PubMed]  

[87] Walker F.O.: Huntington’s disease. Lancet, 2007; 369: 218-228
[PubMed]  

[88] Weller R.O., Massey A., Newman T.A., Hutchings M., Kuo Y.M., Roher A.E.: Cerebral amyloid angiopathy: amyloid β accumulates in putative insterstitial fluid drainage pathways in Alzheimer’s disease. Am. J. Pathol., 1998; 153: 725-733
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[89] Willingham S., Outeiro T.F., DeVit M.J., Lindquist S.L., Muchowski P.J.: Yeast genes that enhance the toxicity of a mutant huntingtin fragment or α-synuclein. Science, 2003; 302: 1769-1772
[PubMed]  

[90] Winderickx J., Delay C., De Vos A., Klinger H., Pellens K., Vanhelmont T., Van Leuven F., Zabrocki P.: Protein folding diseases and neurodegeneration: lessons learned from yeast. Biochim. Biophys. Acta, 2008; 1783: 1381-1395
[PubMed]  

[91] Winzeler E.A., Shoemaker D.D., Astromoff A., Liang H., Anderson K., Andre B., Bangham R., Benito R., Boeke J.D., Bussey H., Chu A.M., Connelly C., Davis K., Dietrich F., Dow S.W., El Bakkoury M., Foury F., Friend S.H., Gentalen E., Giaever G., Hegemann J.H., Jones T., Laub M., Liao H., Liebundguth N., Lockhart D.J., Lucau-Danila A., Lussier M., M’Rabet N., Menard P., Mittmann M., Pai C., Rebischung C., Revuelta J.L., Riles L., Roberts C.J., Ross-MacDonald P., Scherens B., Snyder M., Sookhai-Mahadeo S., Storms R.K., Véronneau S., Voet M., Volckaert G., Ward T.R., Wysocki R., Yen G.S., Yu K., Zimmermann K., Philippsen P., Johnston M., Davis R.W.: Functional characterization of the S. cerevisiae genome by gene deletion and parallel analysis. Science, 1999; 285: 901-906
[PubMed]  

[92] Yagishita S., Futai E., Ishiura S.: In vitro reconstitution of γ-secretase activity using yeast microsomes. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2008; 377: 141-145
[PubMed]  

[93] Zabrocki P., Bastiaens I., Delay C., Bammens T., Ghillebert R., Pellens K., De Virgilio C., Van Leuven F., Winderickx J.: Phosphorylation, lipid raft interaction and traffic of α-synuclein in a yeast model for Parkinson. Biochim. Biophys. Acta, 2008; 1783: 1767-1780
[PubMed]  

[94] Zabrocki P., Pellens K., Vanhelmont T., Vandebroek T., Griffioen G., Wera S., Van Leuven F., Winderickx J.: Characterization of α-synuclein aggregation and synergistic toxicity with protein tau in yeast. FEBS J., 2005; 272: 1386-1400
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[95] Zhang H., Komano H., Fuller R.S., Gandy S.E., Frail D.E.: Proteolytic processing and secretion of human β-amyloid precursor protein in yeast. Evidence for a yeast secretase activity. J. Biol. Chem., 1994; 269: 27799-27802
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[96] Zhang W., Espinoza D., Hines V., Innis M., Mehta P., Miller D.L.: Characterisation of β-amyloid peptide precursor processing by the yeast Yap3 and Mkc7 proteases. Biochim. Biophys. Acta, 1997; 1359: 110-122
[PubMed]  

[97] Zhang X., Smith D.L., Meriin A.B., Engemann S., Russel D.E., Roark M., Washington S.L., Maxwell M.M., Marsh J.L., Thompson L.M., Wanker E.E., Young A.B., Housman D.E., Bates G.P., Sherman M.Y., Kazantsev A.G.: A potent small molecule inhibits polyglutamine aggregation in Huntington’s disease neurons and suppresses neurodegeneration in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 892-897
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[98] Zheng H., Koo E.H.: The amyloid precursor protein: beyond amyloid. Mol. Neurodegener., 2006; 1: 5
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorka deklaruje brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text