Streszczenie

Bakteriofagi (fagi) stanowią naturalny czynnik regulujący liczebność populacji bakteryjnych w przyrodzie. Zainteresowanie bakteriofagami ciągle wzrasta ze względu na ich ogromną liczeb­ność w naturalnym środowisku, a tym samym wpływ na funkcjonowanie organizmów żywych oraz zastosowanie w terapii przeciwko patogennym bakteriom opornym na stosowane antybio­tyki. Za swoistość i za zjadliwość fagów wobec bakterii odpowiadają białka wchodzące w skład cząstki fagowej. Białkami tymi są adhezyny rozpoznające receptory na komórkach gospodarzy oraz enzymy degradujące określone struktury ściany komórkowej lub otoczki bakterii. Inne białka fagowe pełnią funkcję strukturalną, wchodząc w skład kapsydów. Białka te chronią fagowy kwas nukleinowy oraz umożliwiają przekazanie wirusowego genomu do wnętrza komórki bakteryjnej, a tym samym odpowiadają za proces infekcji i namnażania fagów potomnych. Enzymy fagowe są ważną grupą białek, które degradują struktury ścian i otoczek bakteryjnych od zewnętrznej, a także od wewnętrznej strony komórki gospodarza. Są to enzymy lityczne hydrolizujące kompo­nenty cukrowe oraz białkowe. Bliższe poznanie natury bakteriofagów oraz pojawienie się leko­oporności wśród patogennych bakterii, spowodowało wzrost zainteresowania fagami, jako czyn­nikami leczniczymi. Bakteriofagi coraz częściej wykorzystywane są także w innych dziedzinach życia człowieka. Testowano je nie tylko w terapii roślin, zwierząt i ludzi, ale także zapropono­wano ich użycie do odkażania żywności i środowiska.

Słowa kluczowe:bakteriofagi • fagi • białka fagowe • adhezyny fagowe • enzymy fagowe • kapsyd

Summary

Bacteriophages (phages) are viruses specific towards bacterial strains and are natural regulators of bacterial populations in nature. Interest in the therapeutic use of phages is growing due to the emergence of antibiotic resistant pathogens. Bacteriophage proteins are responsible for phage specificity and virulence. These proteins are i) adhesins, capable of recognizing specific recep­tors on the bacterial surface, ii) enzymes responsible for destroying bacterial cell wall compo­nents or bacterial slime, and iii) structural proteins making up the phage capsid. Bacteriophage enzymes destroy the bacterial cell wall from both outside and inside by hydrolyzing carbohydra­te and protein components. All these proteins protect phage genetic material, secure injection of the phage nucleic acid into the bacterial cell, and promote phage propagation. Our better under­standing of how bacterial viruses function may help to combat antibiotic resistant human patho­gens and expand the use of bacteriophages to animal and plant care. Other applications may in­clude food processing and environmental protection.

Key words:Bacteriophage • phage • phage proteins • phage adhesins • phage enzymes • capsid

1. Wstęp

Bakteriofagi stanowią najbardziej zróżnicowaną i prawdo­podobnie najliczniejszą grupę wirusów. Liczba poznanych bakteriofagów co roku powiększa się o około stu nowych przedstawicieli [1]. Po raz pierwszy bakteriofagi odkry­to na początku dwudziestego stulecia. Wtedy to Ernest Hankin zauważył, że woda z rzek Gangesu i Jumny ma właściwości antybakteryjne, które znikają po jej przego­towaniu. Po zbadaniu wpływu wody na Vibrio cholerae Hankin stwierdził, że substancje w niej zawarte zapobie­gają rozprzestrzenianiu się epidemii cholery wśród ludzi pijących wodę z Gangesu i Jumny [39]. Wirusy te mogą być skuteczne w bardzo specyficznym leczeniu infekcji bakteryjnych, stanowiąc swoistą alternatywę dla antybio­tyków [34,35,53,54,74] oraz mogą być stosowane do lecze­nia zakażeń antybiotykoopornymi szczepami bakterii [8]. Bakteriofagi mają zastosowanie w przemyśle spożywczym, a także jako środki ochrony roślin i zwierząt przed infek­cjami bakteryjnymi [5,72]. Dzięki nowoczesnym metodom badawczym odkryto, że wiele toksyn wytwarzanych przez patogenne bakterie jest kodowanych w genomach fagowych [22]. Liczba fagów na całej Ziemi szacuje się na około 1031 cząstek. Są one prawdopodobnie najbardziej zróżnicowaną grupą wirusów zawierającą 10⁸ różnych genotypów [70]. Przykładem różnorodności fagów mogą być wirusy pałe­czek Klebsiella, które różnią się wrażliwością na zmiany termiczne i morfologią łysinek [61]. Nie wykazano kore­lacji między właściwościami serologicznymi, a zakresem litycznym tych bakteriofagów [63]. Bakteriofagi wykry­to wszędzie tam, gdzie obecne są bakterie. Licznie wy­stępują zarówno w wodach słodkich jak i oceanach [16]. Szacuje się, że w środowisku wodnym bakteriofagi są obec­ne w liczbie 10⁴-10⁸ cząstek w 1 ml. W wodach słodkich jest ich od 0,65·10⁹/g do 3·10⁹/g. W glebie liczbę bakte­riofagów szacuje się do 2,7·10⁸ cząstek na gram. Na jedną komórkę bakteryjną może przypadać do stu cząstek fago­wych [21], a stosunek ten zmienia się w zależności od śro­dowiska. Na wzrost i przetrwanie cząstek fagowych w śro­dowisku wpływa wiele czynników, głównie temperatura, pH oraz obecność komórek gospodarza [2].

Bakteriofagi będące pasożytami bakterii mogą się namna­żać wyłącznie w żywych i wrażliwych na danego faga bak­teriach. Początkowo cząstki fagowe wiążą się do specjal­nych receptorów na komórce bakteryjnej, po czym następuje proces wniknięcia genomu fagowego do wnętrza komórki gospodarza. Od chwili adsorpcji bakteriofaga do komórki bakteryjnej rozpoczyna się okres latencji, który trwa aż do lizy komórki. Czas latencji jest zróżnicowany, zależy od ro­dzaju faga i szczepu bakterii oraz warunków środowisko­wych. Podobnie jest z liczbą uwalnianych bakteriofagów, określaną jako wielkość wyrzutu (burst size), po okresie ich namnożenia. Okres, w którym wytworzone są kopie wegetatywnych bakteriofagów określa się mianem eklip­sy. W tym okresie następuje wiele procesów, które wpły­wają na ostateczny kształt potomnych fagów [2]. W okresie eklipsy nowo powstałe cząstki faga wymieniają swój ma­teriał genetyczny. U wielu fagów liniowy DNA wnikający do komórki gospodarza ma kohezyjne końce, składające się z krótkich sekwencji zasad komplementarnych. Łączenie się zasad w pary na tych końcach przekształca liniowy DNA w postać kolistą. Koło zostaje zamknięte przez połączenie przerw w pojedynczych niciach z udziałem ligazy [26]. Na początku zostaje zahamowana synteza bakteryjnego DNA, RNA i białek, a rozpoczyna się synteza DNA fagowego [68]. Powstaje także wiele nowych białek, zwanych „biał­kami wczesnymi”. Należą do nich m.in. enzymy koniecz­ne do syntezy DNA bakteriofagowego: polimeraza DNA (EC 2.7.7.7), kinaza niezbędna do wytworzenia trifosfora­nów nukleotydów (EC 3.6.1.15) oraz syntetaza tymidylano­wa (EC 2.1.1.45). W przypadku niektórych bakteriofagów T potrzebne są również enzymy wykorzystywane do syn­tezy hydroksymetylocytozyny oraz enzymy niszczące de­oksycytydylotrifosforan gospodarza [2]. W fazie pośredniej następuje synteza białek kapsydu i dodatkowych struktur białkowych wirusów, natomiast w fazie późnej tworzone są nowe wirusy przez łączenie kapsydu z kwasami nukleino­wymi, a także z elementami białkowymi [38]. Bakteriofagi mogą wykazywać także inne cykle rozwojowe: lityczny, li­zogenny, pseudolizogenny oraz cykl przewlekłej infekcji [80]. Cykl lizogenny polega na zespoleniu genomu fagowe­go z genomem gospodarza i tym samym wprowadza faga w stan uśpienia. Postać taka określana jest mianem profa­ga, a fagi inicjujące proces lizogenii określa się mianem fa­gów łagodnych, umiarkowanych, utemperowanych (tempe­rate phages). Infekcja przewlekła charakteryzuje się tym, że potomne cząstki fagowe są wytwarzane przez zainfekowane komórki bakteryjne w równych odstępach czasowych i wy­dzielane do środowiska w pęcherzykach. Podczas tego pro­cesu nie zachodzi liza komórki bakteryjnej. Wyróżniono też stan zakażenia trwałego (persistent infection) określanego także jako stan pseudolizogenny (ryc. 1) [68].

Ryc. 1. Cykle rozwojowe bakteriofagów (na podstawie [22] zmodyfikowano)

Cząstki fagowe zbudowane są głównie z białek i kwasów nukleinowych. Fag T2 zawiera także około 2% lipidów, a bakteriofag PM2 z rodziny Corticoviridae zawiera nawet do 14% lipidów w swojej cząstce [33]. Białka są budulcem głównych komponentów strukturalnych cząstek fagowych, uczestniczą w procesach adhezji do komórek bakteryjnych oraz mają aktywność enzymatyczną.

2. Białka strukturalne

Bakteriofagi filamentowe poza kapsydem, wewnątrz któ­rego znajduje się kwas nukleinowy, mają także ogonki i włókienka [48,56,75]. Większość fagów przypomina wyglądem kijanki z długimi ogonkami przyłączonymi do sferycznej, cylindrycznej lub polihedralnej główki. Znane są także bakteriofagi bez ogonków o kształcie kulistym lub o kształcie wielościanu z bardzo małym ogonkiem. Główka, rdzeń, pochewka i włókna ogonka faga zbudo­wane są z białek. Dzięki rozwojowi technik badawczych poznano obecnie wiele struktur przestrzennych bakterio­fagów oraz ich komponentów strukturalnych. Bardzo zło­żoną strukturą przestrzenną charakteryzuje się fag T4. Jest on zbudowany z ponad 40 różnych białek (ryc. 4), wśród których można wyróżnić białka główki chroniące mate­riał genetyczny, ponadto białka ogonka i białka włókie­nek przytwierdzonych do ogonka (ryc. 2).

Ryc. 2. Budowa bakteriofaga T4 (na podstawie [24] zmodyfikowano)

Izometryczna główka bakteriofaga T4 składa się ze 120 heksamerów białka określanego jako gp23 (gene product 23) i 11 pentamerów białka gp24, które nadają osłonce DNA grubość 30 A. Ogólnie główka bakteriofaga T4 za­wiera około 12 rodzajów białek, które tworzą w sumie po­nad 3000 łańcuchów polipeptydowych. Na uwagę zasłu­gują regiony gpHoc (highly antigenic outer capsid protein) i gpSoc (small outer capsid protein). GpSoc tworzy białko­wą siatkę na powierzchni powłoki, która również zawiera heksamery białek gp23. Ze względu na wiązanie dwóch podjednostek gp23 przez gpSoc, białko to spełnia rolę sta­bilizującą strukturę główki w ekstremalnych warunkach środowiska [44]. GpHoc jest białkiem wystającym oko­ło 50 A ponad powierzchnię główki bakteriofagów, może być umiejscowione wewnątrz każdego heksameru gp23. Funkcja gpHoc nie została poznana. Jednak badania prze­prowadzone na fagu T4 i jego mutancie pozbawionym białek gpHoc – HAP1 – są dowodem istnienia znacznych różnic w ich aktywności. Fag HAP1 w porównaniu z T4, prze­jawia mniejszą aktywność w oddziaływaniach z płytkami krwi i komórkami T, natomiast wykazuje większą aktyw­ność przeciwnowotworową [14]. Ogonek faga T4 zbudo­wany jest z białek kodowanych przez 22 geny i składa się z dwóch współśrodkowych cylindrów, zakończonych u dołu płytką podstawową z włókienkami. Wewnętrzny białkowy kanał ogonka jest złożony ze 144 kopii białka gp19 i bierze udział w przekazywaniu DNA z główki faga do zainfeko­wanej komórki bakteryjnej. Zewnętrzny cylinder ogonka ciasno otacza cylinder wewnętrzny, osiągając średnicę 210 A i zbudowany jest ze 144 kopii białka gp18. Podjednostki obu cylindrów tworzą prawoskrętną helisę o kącie skrę­cenia równym 17° [44]. Ogonek przytwierdzony jest do główki za pośrednictwem szyjki zbudowanej z heksame­rowych pierścieni, utworzonych z białek gp3, gp13, gp14, gp15. Od góry szyjka ograniczona jest kołnierzem z wąsa­mi. Głównym ich składnikiem jest fibrytyna [10,36]. Płytka podstawowa obejmuje około 130 podjednostek białkowych stanowiących produkty 14 genów. Podczas adsorpcji płyt­ka podstawowa przybiera kształt sześcioramiennej gwiaz­dy. Na środku płytki podstawowej faga umieszczony jest szpic zbudowany z białek gp5, gp27 i gp29 [44]. Białko gp27 stanowi element dopasowujący sześć obwodowych białkowych klinów z centralnie położonym węzłem. Białko gp5, jako jedyne jest aktywne enzymatycznie. Odpowiada za zniszczenie peptydoglikanu komórki bakteryjnej [66]. Bakteriofag T4 ma trzy rodzaje białkowych włókienek: dłu­gie (LTF), krótkie (STF) i wąsy. Długie włókienka ogon­ka pełnią rolę czujników oraz są niezbędne przy adsorpcji faga na komórce bakteryjnej. Włókienka te z płytką pod­stawową połączone są za pomocą białek gp9 i gp7 osią­gając długość 1450 A [49]. Białka włókienka LTF są ho­motrimerami, a wyjątek stanowi białko gp35, które jest monomerem. Każde włókienko zbudowane jest z 2 części: bliższej – kodowanej przez gen 34 i dalszej – kodowanej przez geny 36 i 37. Obie części połączone są ze sobą przez białko gp35, które łączy się z białkiem gp34 należącym do części bliższej i białkiem gp36 części dalszej. Koniec C białka gp37 wiąże się z bakteryjnym lipopolisacharydem występującym na zewnętrznej powierzchni komórki [49]. Włókienka ogonka mogą przybierać dwa stany – „górny”, wtedy ustawione są wzdłuż powłoki ogonka, oraz „dolny”, kiedy są luźno opuszczone („up” i „out”). Pozycja włókie­nek jest określona przez warunki otaczającego środowiska, tj. temperaturę i pH [36]. Ciekawe obserwacje dotyczące zmian w metabolizmie szczepu Eschericha coli B, po in­fekcji niekompletnym fagiem T2 opisał Lehman i wsp. Fag T2 pozbawiony był kwasu nukleinowego, zaś komponenty białkowe były nienaruszone. Okazało się, że w wyniku in­fekcji dochodziło do zahamowania syntezy bakteryjnego kwasu nukleinowego i początkowo proces zakażenia zacho­dził analogicznie, jak w przypadku faga kompletnego [42]. Obserwacja ta wskazuje na istotność składników białko­wych cząstek fagowych. Inne badania dotyczące białek fa­gowych pozwoliły na wskazanie różnic oraz podobieństw w obrębie białek fagowych i w obrębie białek wszystkich znanych wirusów. Przykładem może być odkrycie podo­bieństwa między białkami kapsydu bakteriofaga PRD1, a białkami ludzkiego adenowirusa, co sugeruje ich ewo­lucyjne spokrewnienie [6,67].

3. Adhezyny

Bakteriofagi wykazują swoistość wobec bakterii, rozpozna­jąc różnego rodzaju cząsteczki obecne na komórce gospoda­rza. Może to być lipopolisacharyd (LPS), odpowiednie biał­ka, cząsteczki cukrowe, a także fimbrie [4,20,52,57,60,71].

LPS (ryc. 3) jest składnikiem zewnętrznej błony bakte­rii Gram-ujemnych. Jest to heteropolimer, składający się z trzech podstawowych części, mających określone funk­cje biologiczne: lipidu A, oligosacharydowego rdzenia, antygenu O-swoistego. Połączone ze sobą kowalencyj­nie te trzy części tworzą LPS typu S (smooth). Postać R (rough) LPS pozbawiona jest najbardziej zmiennej części O-swoistej, która jest zarazem najbardziej zewnętrzną czę­ścią. Antygen O-swoisty jest homo- lub heteropolimerem składającym się z powtarzających się podjednostek oligo­sacharydowych, z których każda zawiera do ośmiu reszt monocukrowych (najczęściej są to rzadko spotykane cu­kry). Wspomniane podjednostki wykazują zróżnicowanie pod względem składu chemicznego, kolejności ułożenia cukrów, typu wiązań, rodzaju odgałęzień bocznych oraz za­wartości np. kwasu sjalowego lub niecukrowych podstaw­ników, takich jak: aminokwasy, fosforany, rybitol, glicerol. Cukry obecne w łańcuchu O-swoistym nadają mu charak­ter obojętny, kwaśny lub zasadowy [76]. W części rdze­niowej LPS wyróżnia się region zewnętrzny i wewnętrzny, do którego przyłączony jest lipid A. Lipid A jest elemen­tem bardzo konserwatywnym, podobnie jak kwas 2-ke­to-3-deoksyoktulozonowy (Kdo) części rdzeniowej i pod względem budowy jest identyczny u większości bakterii Gram-ujemnych. Zarówno lipid A, jak i wewnętrzny re­gion rdzenia są ufosforylowane [73].

Ryc. 3. Struktura warstw zewnętrznych (A) bakterii Gram-dodatnich i (B) Gram-ujemnych w oparciu o [11] oraz (C) schemat budowy LPS u różnych bakterii Gram-ujemnych, na podstawie [45]

Do połączenia bakteriofaga T4 z komórką E. coli B do­chodzi przez LPS obecny na jej powierzchni zewnętrznej, który jest swoiście rozpoznawany przez faga, a konkretnie przez niektóre jego białka [44]. Za pierwszy etap adsorpcji faga T4 do komórki gospodarza odpowiedzialne jest białko gp37, rozpoznające resztę glukozy w rdzeniu lipopolisacha­rydowym [3]. Inny fag – FX174 – łączy się z LPS z udzia­łem białka G, znajdującego się na ogonku [32]. Kolejnymi przykładami mogą być białka pb5 fagów T5 i BF23 oraz białko P2 faga PRD1, których regiony wiążące bakteryj­ne receptory zostały dobrze poznane [25,51]. Fagi c2, ml3 i sk1, zakażające szczepy Lactococcus lactis, rozpoznają białko błonowe bakterii o masie 99 kDa. Mutanty bakte­ryjne pozbawione zdolności syntezy tego białka, stawały się oporne na infekcję wspomnianymi bakteriofagami [37]. Lindberg wyodrębnił cztery różne modele adsorpcji fagów do bakterii: adsorpcja małych fagów typu fX174 do postaci LPS szorstkiej u enterobakterii, adsorpcja fagów do otocz­ki egzopolisacharydowej u bakterii otoczkowych, adsorp­cja fagów do części O-swoistej LPS enterobakterii lub do kwasu tejchojowego u bakterii Gram-dodatnich, adsorp­cja dużych fagów typu T4 do szorstkiej postaci LPS u en­terobakterii [73]. Szersze zestawienie bakteriofagów i ich receptorów podano w tabeli 1.

Tabela 1. Receptory bakteryjne fagów (na podstawie [78])

Zakażenie bakteriofagiem komórki bakteryjnej mającej otoczkę jest uwarunkowane rozbiciem warstwy wielocu­kru otoczkowego i to zarówno wtedy, gdy jest to dla faga swoisty receptor, jak i gdy swoisty receptor umiejscowio­ny jest głębiej, w ścianie komórkowej. Bakteriofagi wiążą się z wielocukrowymi otoczkami Klebsiella na zasadzie re­akcji enzym-substrat. Istnieje enzym degradujący otoczkę komórkową podczas zakażenia bakteriofagiem. Enzym ten dyfunduje do podłoża, pozbawia otoczek komórki rosną­ce wokół łysinek i pojawia się strefa przejaśnienia zwana strefą „halo”. Strefa ta nie musi się pojawiać w niektórych przypadkach infekcji komórek otoczkowych przez bakte­riofagi zdolne do niszczenia otoczek [59].

Zanim fag będzie mógł się zaadsorbować na powierzchni komórki bakteryjnej, jej powierzchnia musi ulec modyfi­kacji. Polega to na przyłączeniu kationów, a w niektórych przypadkach tryptofanu lub innych kofaktorów, takich jak: fenyloalaniny, tyrozyny lub dijodotyrozyny. Niektóre czyn­niki, takie jak 2-pirydyloalanina i 3-pirydyloalanina uła­twiają adsorpcję wirusa na bakterii. Jeżeli jednak znajdą się w podłożu w czasie namnażania wirusa, hamują two­rzenie łysinek. Stają się więc czynnikiem antywirusowym. Wykazano, że obecność elektrolitów w podłożu hodowla­nym nie tylko wspomaga adsorpcję cząstek fagowych do bakterii, ale również wpływa na skuteczne zakażenie ko­mórki gospodarza [28]. Obecność jonów wapnia, magne­zu, baru może z kolei hamować działanie niektórych fagów, natomiast w pewnych przypadkach jony wapnia wydają się czynnikiem niezbędnym do adsorpcji wirusa [82]. Brak elektrolitów może spowodować adsorpcję odwracalną bez zakażenia bakterii fagiem. Niskocząsteczkowe związki or­ganiczne przyłączają się do cząstek fagowych powodując ich aktywację. Wykazano np., że do aktywacji bakterio­faga T4 potrzeba sześć cząsteczek tryptofanu. Indol nato­miast hamuje adsorpcję bakteriofaga do komórki bakte­ryjnej. Prawdopodobnie związki organiczne wpływają na zmianę konformacji miejsc odpowiedzialnych za wiązanie się z komórką bakteryjną przez co ułatwiają, albo też unie­możliwiają zajście procesu adsorpcji. Nieodwracalne po­łączenie faga z komórką gospodarza poprzedza faza połą­czenia odwracalnego. Stwierdzono, że za pierwszy kontakt bakteriofaga z gospodarzem odpowiadają oddziaływania elektrostatyczne. Głównymi grupami funkcyjnymi biorą­cymi udział w oddziaływaniach elektrostatycznych są gru­py hydroksylowe i aminowe [2,28,82].

Jeden z ciekawszych mechanizmów adsorpcji występuje u fagów filamentowych – fd, zakażających bakterie E. coli. Łączą się one z rzęską F komórki poprzez białko g3p, po czym białko fagowe przechodzi przez zewnętrzną błonę komórkową bakterii i łączy się z innym białkiem bakteryj­nym – TolQRA – obecnym w przestrzeni peryplazmatycz­nej [64]. TolQRA jest kompleksem trzech białek, z których TolA jako pierwsze łączy się z białkiem faga g3p i dzięki temu formowany jest otwór, umożliwiający penetrację fa­gowego DNA [28].

Niektóre bakterie mają zdolność wytwarzania egzopolisa­charydowych otoczek zewnętrznych, które wówczas chronią komórkę przed zakażeniem przez faga. Przykładem może być szczep Rhizobium meliloti M11S, którego otoczka chro­ni bakterię przed adsorpcją faga NM8 [15].

Prowadzono także badania nad powinowactwem bakterio­fagów do innych komórek niż bakteryjne. Okazało się, że bakteriofagi T2 mają zdolność wiązania się do leukocy­tów końskich oraz leukocytów świnek morskich zarówno in vitro jak i in vivo [27,30], a także do komórek nowotwo­rowych myszy [29]. Z innych badań natomiast wiadomo, że przeciwciała uzyskane przeciwko bakteryjnemu kwa­sowi polisjalowemu w równym stopniu rozpoznają kwas polisjalowy ludzkich komórek nerwowych. Na tej podsta­wie można wnioskować, że bakteriofagi, dla których re­ceptorem jest właśnie kwas α-2,8-polisjalowy, będą mogły rozpoznawać ten sam receptor na komórkach ośrodkowe­go układu nerwowego u człowieka [77].

4. Enzymy

Bakteriofagi zawierają enzymy uczestniczące w degrada­cji ścian i otoczek komórek bakteryjnych. Są to enzymy lityczne hydrolizujące komponenty cukrowe oraz białkowe peptydoglikanu i działają zarówno od strony zewnętrznej, jak i wewnętrznej komórki gospodarza [18]. Dzięki tym właściwościom bakteriofagi wzbudzają powszechne zainte­resowanie jako czynniki lecznicze [34,35,53,54,74], a tak­że coraz częściej do usuwania drobnoustrojów w przemy­śle spożywczym [5,13,72].

Bakteriofagi degradują struktury komórkowe gospodarza za pomocą specjalnych enzymów, aby wprowadzić swój materiał genetyczny. Po namnożeniu się faga dochodzi do lizy komórki i uwolnienia nowo powstałych cząstek fago­wych. W procesie lizy komórkowej również uczestniczą specjalne enzymy, degradujące błonę komórkową od we­wnątrz. Fagi zakażające szczepy E. coli K1 mają enzymy, które niszczą otoczkę polisacharydową zbudowaną z kwasu polisjalowego (PSA), określanego jako kwas kolominowy. Jest to polimer kwasu α-2,8-N-acetyloneuraminowego, któ­ry może być O-acetylowany [31,41,47]. Wyodrębniono kil­ka bakteriofagów zdolnych do zakażania bakterii z otocz­ką PSA. Fagi te mają enzymy o aktywności endosjalidaz (EC 3.2.1.129), katalizujących reakcje cięcia polimeru. Wykazano także, że substraty tych enzymów nie mogą za­wierać mniej niż 5 reszt kwasu sjalowego [31]. Jednymi z bakteriofagów mających enzym o aktywności endosja­lidazy są fagi ΦK1E oraz PK1A. Prawdopodobnie en­zym odpowiadający za degradację bakteryjnego polisa­charydu otoczkowego jest umiejscowiony na filamencie fagowym. Inny bakteriofag ΦK5 zakaża bakterie E. coli mające w swej otoczce polimer zbudowany z jednostek α-N-acetyloglukozaminy i kwasu β-glukuronowego (an­tygen K5). Dzięki obecności enzymu degradującego an­tygen K5, bakteriofag rozpoznaje swoiście daną bakterię. Znanych jest także wiele innych bakteriofagów rozpozna­jących swoiście inne antygeny sjalowe: K3, K7, K12, K13, K20. Wyizolowano także bakteriofaga ΦK1-5, który zdol­ny był do rozpoznawania i namnażania się w dwóch szcze­pach E. coli K1 i K5. Bakteriofag ten miał dwa rodzaje enzymów degradujących dwa różne polimery kwasu sja­lowego [69,71]. Dotąd poznane endosjalidazy fagowe od­znaczają się wysoce konserwatywną domeną katalityczną oraz charakterystyczną domeną C-końcową, uczestniczącą w procesie fałdowania. Domena ta jest odcinana po utwo­rzeniu się holoenzymu [43].

Badania enzymów aktywnych w czasie infekcji fagiem pałeczek Klebsiella wykazały istnienie hydrolazy degra­dującej zarówno wiązania glukozylo-fukozowe, jak i glu­kozylo-mannozowe, obecne w polisacharydach otoczek ko­mórkowych. Stwierdzono, że enzym ten to β-D-glukozydaza (EC 3.2.1.21). Inne poznane enzymy to endogalaktozyda­zy hydrolizujące wiązanie β-Gal(1-3)Gal (EC 3.2.1.145), występujące w polisacharydach typu K8 Klebsiella aero­genes. Wykryto także inne glikanazy, a najlepiej pozna­nym enzymem był enzym faga 11 o aktywności endoglu­kozydazy hydrolizującej wiązanie β-Glc(1-3)GlcA (EC 3.2.1.39). Enzym ten miał także aktywność endogalakto­zydazy i uczestniczył w hydrolizowaniu wiązania Gal(1-3)Glc. Kolejne poznane depolimerazy to galaktozydaza faga 328 B, aktywna wobec wielocukru K20 i glikozydaza faga XI (K24), hydrolizująca wielocukier K24. Obie depolime­razy były aktywne wobec wielu szczepów, mających takie same wielocukry otoczkowe. W przypadku galaktozyda­zy faga 328 B stwierdzono, że hydrolizuje ona wielocukry K18 i K30. Innym fagiem pałeczek Klebsiella o aktywno­ści enzymatycznej typu glikanazowego okazał się fag 13, depolimeryzujący wielocukier K13 przez hydrolizę wią­zania β-D-glukopiranozylowo-D-mannopiranozowego. Prawdopodobnie aktywność enzymatyczna tych fagów zawarta jest w kolcach płytki podstawowej. Dalsze depo­limerazy, swoiste dla wielocukrów otoczkowych pałeczek Klebsiella, wykryto w bakteriofagach Φ izolowanych ze ścieków. Degradowały one wielocukry otoczkowe K17, K23, K36, K46, K60, K63, K74. Wielocukry te różniły się składem, strukturą i stopniem polimeryzacji, degradowane były jednak do oligosacharydów w podobny i swoisty spo­sób. Swoistość działania fagowych enzymów degradują­cych otoczki bakteryjne związanych z fagami decyduje o ich otoczkowej swoistości i zakresie litycznym. Podobieństwo struktur wielocukrów zewnątrzkomórkowych bakterii może tłumaczyć aktywność określonego faga w stosunku do szczepów o różnych antygenach K. Trudniej jest wy­jaśnić brak aktywności tego samego faga w stosunku do szczepów o identycznych antygenach otoczkowych [62].

Podczas lizy komórkowej dzięki specjalnym hydrolazom dochodzi do strawienia mureiny (EC 3.5.1.28). Inna gru­pa enzymów degraduje błonę komórkową, przez którą wy­dostaje się zawartość komórki na zewnątrz wraz z namno­żonymi wirusami [81]. Endolizyny są to enzymy fagowe, wytwarzane w końcowej fazie namnażania wirusa w ko­mórce bakteryjnej. Uczestniczą one w degradacji ściany komórkowej, dzięki czemu dochodzi do uwolnienia czą­stek fagowych [17]. Endolizyny syntetyzowane są w po­staci nieaktywnej, jako prekursory enzymów (preendoli­zyny). Bliższe badania pozwoliły podzielić endolizyny na pięć klas: N-acetylomuraminidazy (lizozym) (EC 3.2.1.17), endo-β-N-acetyloglukozaminidazy (EC 3.2.1.96), lityczne transglikozylazy (wszystkie wymienione enzymy odcinają resztę cukrową peptydoglikanu), endopeptydazy – odcina­jące jednostki peptydowe, amidazy N-acetylomuramylo-L-alaninowe (EC 3.5.1.28), które przecinają wiązanie ami­dowe między L-alaniną, a resztą N-acetylomuramylową. Warto dodać, że wszystkie endolizyny, z wyjątkiem trans­glikozylazy, są hydrolazami. Większość endolizyn wyka­zuje tylko jeden rodzaj aktywności, np. muramidazową lub endopeptydazową. Rzadko endolizyny są dwufunkcyjne, chociaż i takie udało się wykryć u bakteriofagów: B30, Φ11, NCTC11237, ΦWMY, dla których gospodarzami są odpowiednio: Streptococcus agalactiae, Staphylococcus aureus, S. warneri [9].

Wynika z tego, że endolizyny stanowią grupę enzymów, które nie należą do tego samego typu, toteż proces lizy komórki bakteryjnej spowodowany zakażeniem fagami może być odmienny u różnych bakterii [81]. W przypad­ku fagów T4 i λ do wystąpienia lizy komórkowej niezbęd­ne są białka nazywane holinami. Są to niskocząsteczko­we białka błonowe, które kontrolują aktywność endolizyn. Synteza holin następuje w końcowej fazie tworzenia wi­rionów. Białka te degradują błonę cytoplazmatyczną, co pozwala cytosolowym endolizynom na trawienie kolej­nych składników komórkowych [55,79]. Holiny stanowią bardzo różnorodną grupę, ale bazując na topologii odcin­ka błonowego, podzielono je na trzy grupy. W przypadku faga P1 lub faga 21 lizozym (endolizyna) jest transporto­wany do przestrzeni peryplazmatycznej przez specjalny, bakteryjny system sekrecyjny – sec, przez co nie jest wy­magana obecność holin (ryc. 4) [55].

Ryc. 4. Schemat budowy bakteriofaga T4 z uwzględnieniem rozmieszczenia białek (na podstawie [44,49] zmodyfikowano)

5. Genomy fagowe

W celu określenia rodzaju i funkcji białek bakteriofagów stosuje się także analizy sekwencji DNA genomów fago­wych. Znane są genomy bakteriofagów kodujące około 200 i więcej białek, ale i takie, które mają tylko 3 geny [26]. Przykładem może być analiza genomu bakteriofaga φKZ, u którego stwierdzono występowanie 306 otwartych ramek odczytu (open reading frame – ORF) [50]. Dalsza analiza kodujących sekwencji wykazała homologię do 59 znanych białek różnych organizmów, m.in.: reduktazy dihydrofola­nowej (EC 1.5.1.3), reduktazy difosforanowej (EC 1.17.4.1), syntazy tymidylanowej (EC 2.1.1.45), (EC 2.1.1.148), kinazy tymidylanowej (EC 2.7.4.9), deaminazy deoksycytydyno- trifosforanowej (EC 3.5.4.13). Ponadto piętnaście produk­tów białkowych wykazywało homologię do białek organi­zmów patogennych włączając Mycobacterium tuberculosis, Haemophilus influenzae, Listeria, Rickettsia prowazeki i Vibrio cholerae. Spośród białek kodowanych przez faga φKZ, jedenaście wykazywało podobieństwo sekwencyjne do białek innych fagów zakażających szczepy Eschericha coli, Bacillus, Lactococcus, Streptomyces [49]. W przypad­ku bakteriofaga T1 analiza sekwencji nukleotydowych w ge­nomie tego wirusa wykazała brak pokrewieństwa z innymi fagami T. Fag ten kodował nieznane dotąd białka, uczestni­czące w syntezie kapsydu [65]. Kolifagi DNA mają także białka odpowiedzialne za końcowy etap formowania po­tomnych wirionów, są to białka określane jako terminazy [59]. Podobne badania wykonano dla bakteriofagów zaka­żających szczepy Staphylococcus aureus i Mycobacterium tuberculosis [40]. W obrębie pierwszej grupy fagów stwier­dzono ogromną różnorodność proteomów i wykazano obecność 55% zupełnie nieznanych ORF. Podobne re­zultaty uzyskano dla fagów Mycobacterium, dla których 50-75% ORF nie wykazywało homologii do opisanych w bazie GenBank. Genom faga T4 koduje około 290 bia­łek, 8 tRNA, a także stabilne RNA o nieznanej dotąd funk­cji. Niektóre genomy bakteriofagów RNA zostały poznane, np. MS2 ma genom o długości 3569 nukleotydów i zawie­ra 4 geny [58]. Trudniej jest określić, jakie białka kodu­ją fagowe geny nakładające się na siebie. Jest tak w przy­padku faga ΦX174, atakującego E. coli R1. Nakładanie się genów rozwiązuje problem małej ilości DNA kodującego, pozwalając na bardziej efektywne wykorzystanie informa­cji genetycznej, ale jednocześnie stwarza niebezpieczeń­stwo, że jedna mutacja może wpłynąć na dwa geny [23].

6. Podsumowanie

Badania dotyczące analizy strukturalnej oraz właściwości i funkcji fagowych kapsydów pozwalają nie tylko na po­znanie morfologii cząstek fagowych, ale także na opisanie istotnych procesów łączenia się wirusów z komórkami go­spodarzy, uwalniania materiału genetycznego, a dalej repli­kacji i w końcu powstawania i uwalniania nowych cząstek fagowych. Fagowe enzymy lityczne mogą być wykorzysty­wane w terapii przeciwko patogenom opornym na stoso­wane antybiotyki, a dzięki inżynierii genetycznej można polepszać efektywność ich działania [17]. Enzymy fagowe są swoiste, działają na wybrane szczepy bakteryjne i nie uszkadzają naturalnej flory jelitowej, jednak w przypadku podawania preparatów fagowych wymagane jest ich dokład­ne oczyszczenie z resztek komórek bakteryjnych, co jest obecnie bardzo poważnym wyzwaniem naukowym [13].

Bakteriofagi lityczne mają specjalne enzymy, które degra­dują peptydoglikan. Są to endolizyny, enzymy wytwarzane w końcowej fazie cyklu litycznego [9]. Badania wykaza­ły, że niszczą one bakterie również od zewnętrznej stro­ny komórki. Łączą się swoiście z określonymi elementa­mi na komórkach bakteryjnych nawet szczepów opornych na antybiotyki syntetyczne. Innym przykładem fagowego antybiotyku białkowego może być białko A₂. Jest to białko kapsydu faga Qb, które hamuje aktywność enzymu kata­lizującego biosyntezę mureiny [7]. Innym enzymem o ak­tywności muramidazy jest białko Pal (N-acetylo-muramylo-L-alanino amidaza (EC 3.5.1.28)) oraz białko Cpl-1 fagów litycznych zakażających pneumokoki [19,46]. Endolizyny fagowe mogłyby być z powodzeniem stosowane jako anty­biotyki, jednakże są to białka obce dla ludzkiego organi­zmu i rozpoznawane są przez czynniki układu obronnego człowieka, podobnie jak całe cząstki fagowe [12]. Enzymy fagowe od dawna są stosowane w badaniach strukturalnych otoczek bakteryjnych do ich depolimeryzacji i otrzymywa­nia oligosacharydów. Białka adhezyjne fagów mogą rów­nież znaleźć zastosowanie praktyczne jako immunodiagno­styki do specyficznego rozpoznawania bakterii.

PIŚMIENNICTWO

[1] Ackermann H.W.: 5500 phages examined in electron microscope. Brief Review. Arch. Virol., 2007; 152: 227-243
[PubMed]  

[2] Adams M.H.: Bacteriophages. Interscience publishers, INC; New York 1959

[3] Arisaka F.: Assembly and infection process of bacteriophage T4. Chaos, 2005; 15: 047502.
[PubMed]  

[4] Bartell P.F, Orr T.E., Reese J.F., Imaeda T.: Interaction of Pseudomonas bacteriophage 2 with the slime polysaccharide and lipopolysaccharide of Pseudomonas aeruginosa strain BI. J. Virol., 1971; 8: 311-317
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Bennett A.R., Davis F.G., Vlahodimou S., Banks J.G., Betts R.P.: The use of bacteriophage-based systems for the separation and concentration of Salmonella. J. Appl. Microbiol., 1997; 83: 259-265
[PubMed]  

[6] Benson S.D., Bamford J.K., Bamford D.H., Burnett R.M.: Viral evolution revealed by bacteriophage PRD1 and human adenovirus coat protein structure. Cell,1999; 98: 825-833
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Bernhardt T.G., Wang I.N., Struck D.K., Young R.: A protein antibiotic in the phage Q virion: diversity in lysis targets. Science, 2001; 292: 2326-2329
[PubMed]  

[8] Biswas B., Adhya S., Washart P., Paul B., Trostel A.N., Powell B., Carlton R., Merril C.R.: Bacteriophage therapy rescues mice bacteremic from a clinical isolate of vancomycin-resistant Enterococcus faecium. Infect. Immun., 2002; 70: 204-210
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Borysowski J., Weber-Dąbrowska B., Górski A.: Bacteriophage endolysins as a novel class of antibacterial agents. Exp. Biol. Med., 2006; 231: 366-377
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Boudko S.P., Strelkov S.V., Engel J., Stetefeld J.: Design and crystal structure of bacteriophage T4 mini – fibritin NCCF. J. Mol. Biol., 2004; 339: 927-935
[PubMed]  

[11] Cabeen M.T., Jacobs-Wagner C.: Bacterial cell shape. Nat. Rev. Microbiol., 2005; 3: 601-610
[PubMed]  

[12] Cisło M., Dąbrowski M., Weber-Dąbrowska B., Woytoń A.: Bacteriophage treatment of suppurative skin infections. Arch. Immunol. Ther. Exp., 1987; 35: 175-183
[PubMed]  

[13] Clark J.R., March J.B.: Bacteriophages and biotechnology: vaccines, gene therapy and antibacterial. Trends Biotechnol., 2006; 24: 212-218
[PubMed]  

[14] Dąbrowska K., Świtała-Jeleń K., Opolski A., Górski A.: Possible association between phages, Hoc protein and immune system. Arch. Virol., 2006; 151: 209-215
[PubMed]  

[15] Defives C., Werquin M., Mary P., Hornez J.P.: Roles of exopolysaccharides and lipopolysaccharides in the adsorption of the Siphovirus phage NM8 to Rhizobium meliloti M11S cells. Curr. Microbiol., 1996; 33: 371-376
[PubMed]  

[16] Demuth J., Neve H., Witzel K.P.: Direct electron microscopy study on the morphological diversity of bacteriophage population in Lake Plußsee. Appl. Environ. Microbiol., 1993; 59: 3378-3384

[17] Fischetti V.A.: Bacteriophage lytic enzymes: novel anti-infectives. Trends Microbiol., 2005; 13: 491-496
[PubMed]  

[18] Fischetti V.A.: Using phage lytic enzymes to control pathogenic bacteria. BMC Oral Health, 2006; 6 (Suppl. 1): S16
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Garcia J.L., Garcia E., Arraras A., Garcia P., Ronda C., Lopez R.: Cloning, purification, and biochemical characterization of the pneumococcal bacteriophage Cp-1 lysine. J. Virol., 1978; 61: 2573-2580
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] German G.J., Misra R.: The ToIC protein of Escherichia coli serves a cell-surface receptor for the new characterized TLS bacteriophage. J. Mol. Biol., 2001; 308: 579-585
[PubMed]  

[21] Górski A., Weber-Dąbrowska B.: The potential role of endogenous bacteriophages in controlling invading pathogens. Cell Mol. Life Sci., 2005; 62: 511-519
[PubMed]  

[22] Gregoraci G.B.: The biology of bacteriophages. W: Modern bacteriophage biology and biotechnology, red.: G. Węgrzyn, Research Signpost, Trivandrum, India, 2006

[23] Hayashi M.N., Hayashi M., Imai M.: Bacteriophage phiX174-specific mRNA synthesis in cells deficient in termination factor rho activity. J. Virol., 1981; 38: 198-207
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Häusler T.: Viruses vs. Superbugs: A Solution to the Antibiotics Crisis. Macmillan, 2007

[25] Hewat E.: The bacteriophage PRD1 uses a pseudo-β-propeller to bind to its cellular receptor. Structure, 2003; 11: 239-240
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Jawetz E.J., Melnick E., Adelberg A.: Przegląd Mikrobiologii Lekarskiej; Państwowy Zakład Wydawnictw Lekarskich; 1991

[27] Kańtoch M.: Badania nad wiązaniem wirusów bakteryjnych przez leukocyty. Postępy Hig. Med. Dośw., 1958; 12: 637-640

[28] Kańtoch M.: Wybrane zagadnienia z nauki o bakteriofagach. Postępy Hig. Med. Dośw., 1956; 10: 47-86

[29] Kańtoch M., Mordarski M.: Wiązanie wirusów bakteryjnych przez komórki nowotworowe in vitro. Postępy Hig. Med. Dośw., 1958; 12: 191-192

[30] Kańtoch M., Skurski A., Wieczorek Z.: Hamowanie in vitro fagocytozy bakterii za pomocą wirusów bakteryjnych. Postępy Hig. Med. Dośw., 1958; 12: 95-96

[31] Kataoka Y., Miyake K., Iijima S.: Coliphage derived sialidase preferentially recognizes nonreducing end of polysialic acid. J. Biosci. Bioeng., 2006; 101: 198-201
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[32] Kawaura T., Inagaki M., Karita S., Kato M., Nishikawa S., Kashimura N.: Recognition of receptor lipopolisaccharides by spike G protein of bacteriophage φX174. Biosci. Biotechnol. Biochem., 2000; 64: 1993-1997
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[33] Kivelä H.M., Kalkkinen N., Bamford D.H.: Bacteriophage PM2 has a protein capsid surrounding a spherical proteinaceous lipid core. J. Virol., 2002; 76: 8169-8178
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Kokocińska I., Rossowski H.: Profilaktyczne zastosowanie bakteriofaga czerwonkowego S. sonnei w domu dziecka. Przegl. Epidemiol., 1974; 28: 497-498

[35] Kostrzewski J., Mulczyk M., Ślopek S.: Próby zapobiegania zakażeniom czerwonkowym w zbiorowiskach ludzi z pomocą wieloważnych bakteriofagów czerwonkowych S. flexneri i S. sonnei. Przegl. Epidemiol., 1974; 28: 483-507

[36] Kostyuchenko A., Chipman P.R., Leiman P.G., Arisaka F., Mesyanzhinov V.V., Rossmann M.G.: The tail structure of bacteriophage T4 and its mechanism of contraction. Nat. Struct. Mol. Biol., 2005; 190: 810-813
[PubMed]  

[37] Kraus J., Geller B.L.: Membrane receptor for prolate phages is not required for infection of Lactococcus lactis by smaller large isometric phages. J. Dairy Sci., 1998; 81: 2329-2333

[38] Kunicki-Goldfinger W.J.: Życie bakterii; PWN; 2005

[39] Kutter E.: Phage therapy: bacteriophages as natural, self-limiting antibiotics. W: Textbook of Natural Medicine, t.1, red.: J. Pizzorno, M. Murray, Churchill Livingstone, Philadelphia, 2005; 1147-1161

[40] Kwan T., Liu J., DuBow M., Gros P., Pelletier J.: Comparative genomic analysis of 18 Pseudomonas aeruginosa bacteriophages. J. Bacteriol., 2006; 188: 1184-1187
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[41] Kwiatkowski B., Boschek B., Thiele H., Stirm S.: Endo-N-acetylneuramidase associated with bacteriophage particles. J. Virol., 1982; 43: 697-704
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Lehman I.R., Herriott R.M.: The protein coats or “ghosts” of coliphage T2. III. Metabolic studies of Escherichia coli B infected with T2 bacteriophage “ghosts”. J. Gen. Physiol., 1958; 41: 1067-1082
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Leiman P.G., Battisti A.J., Bowman V.D., Stummeyer K., Műhlenhoff M., Gerardy-Schahn R., Scholl D., Molineux I.J.: The structures of bacteriophages K1E and K1-5 explain processive degradation of new host specificities. J. Mol. Biol., 2007; 371: 836-849
[PubMed]  

[44] Leiman P.G., Kanamaru S., Mesyanzhinov V.V., Arisaka F., Rossmann M.D.: Structure and morphogenesis of bacteriophage T4. Cell Mol. Life Sci., 2003; 60: 2356-2370
[PubMed]  

[45] Lodowska J., Zięba A., Wolny D., Węglarz L., Dzierżewicz Z.: Metody derywatyzacji komponentów lipopolisacharydów w ocenie ich struktury chemicznej technikami chromatograficznymi. Postępy Hig. Med. Dośw., 2006; 60: 113-128
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Loeffler J.M., Djurkovic S., Fischetti V.A.: Phage lytic enzyme Cpl-1 as a novel antimicrobial for pneumococcal bacteremia. Infect. Immun., 2003; 6199-6204
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Long G.S., Bryant J.M., Taylor P.W., Luzio J.P.: Complete nucleotide sequence of the gene encoding bacteriophage endosialidase: implications for K1E endosialidase structure and function. Biochem. J., 1995; 309: 543-550
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Marvin D.A., Welsh L.C., Symmons M.F., Scot W.R.P.: Molecular structure of fd (f1, M13) filamentous bacteriophage refined with respect to X-ray fibre diffraction and solid-state NMR data supports specific models of phage assembly at the bacterial membrane. J. Mol. Biol., 2006; 355: 294-309
[PubMed]  

[49] Mesyanzhinow, V.V., Leiman P.G., Kostyuchenko V.A., Kurochkina L.P., Miroshikov K.A., Sykilinda N.N., Shneider M.M.: Molecular architecture of bacteriophage T4. Biochemistry, 2004; 69: 1190-1202
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Mesyanzhinov V.V., Robben J., Grymonprez B., Kostyuchenko V.A., Bourkaltseva M.V., Sykilinda N.N., Krylov V.N., Volckaert G.: The genome of bacteriophage φKZ of Pseudomonas aeruginosa. J. Mol. Biol., 2002; 317: 1-19
[PubMed]  

[51] Mondigler M., Holz T., Heller K.J.: Identification of the receptor-binding regions of pb5 proteins of bacteriophages T5 and BF23. Virology, 1996; 219: 19-28
[PubMed]  

[52] Morona R., Krämer C., Henning U.: Bacteriophage receptor area of outer membrane protein OmpA of Eschericha coli K-12. J. Bacteriol., 1985; 12: 539-545
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Mulczyk M., Ślopek S.: Znaczenie swoistych bakteriofagów w zwalczaniu nosicielstwa pałeczki Shigella sonnei. Przegl. Epidemiol., 1971; 25: 475-476

[54] Nowak-Lipińska K., Libich M.: Profilaktyczne zastosowanie bakteriofaga czerwonkowego Sh. sonnei w Zakładach Dziecięcych w Łodzi. Przegl. Epidemiol., 1974; 28: 498-504

[55] Park T., Struck D.K., Deaton J.F., Young R.: Topological dynamics of holins in programmed bacterial lysis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 19713-19718
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Pederson D.M., Welsh L.C., Marvin D.A., Sampson M., Perham R.N., Yu M., Slater M.R.: The protein capsid of filamentous bacteriophage PH75 from Thermus thermophilus. J. Mol. Biol., 2001; 309: 401-421
[PubMed]  

[57] Plancon L., Janmot C., le Maire M., Desmadril M., Bonhivers M., Letellier L., Boulanger P.: Characterization of a high-affinity complex between the bacterial outer membrane protein FhuA and the phage T5 protein pb5. J. Mol. Biol., 2002; 318: 557-569
[PubMed]  

[58] Poot R.A., Tsareva N.V., Boni I.V., van Duin J.: RNA holding kinetics regulates translation of phage MS2 maturation gene. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997; 94: 10110-10115
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Przondo-Hessek A.: Podstawy lizotypii pałeczek Klebsiella, 1. Rola struktur powierzchniowych pałeczek Klebsiella w wiązaniu bakteriofagów. Postępy Hig. Med. Dośw., 1985; 39: 264-310
[PubMed]  

[60] Przondo-Hessek A., Romanowska E.: Lipopolysaccharides of Shigella flexneri 6 as phage receptors. Acta Microbiol. Pol., 1978; 27: 7-102
[PubMed]  

[61] Przondo-Hessek A., Ślopek S.: Morphology and thermal sensitivity of Klebsiella bacteriophages of the collection of Przondo-Hessek. Arch. Immunol. Ther. Exp., 1967; 15: 547-556
[PubMed]  

[62] Przondo-Hessek A., Ślopek S.: Typing of Klebsiella bacilli by means of Klebsiella bacteriophages from the collection of Przondo-Hessek. Arch. Immunol. Ther. Exp., 1967; 15: 563-577
[PubMed]  

[63] Przondo-Hessek A., Ślopek S., Miodońska J: Serologic characterization of the Klebsiella bacteriophages of the Przondo-Hessek collection. Arch. Immunol. Ther. Exp., 1967; 15: 557-562
[PubMed]  

[64] Riechmann L, Holliger P.: The C-terminal domain of TolA is the coreceptor for filamentous phage infection of E. coli. Cell, 1997; 90: 351-360
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Roberts M.D., Martin N.L., Kropinski A.M.: The genome and proteome of coliphage T1. Virology, 2004; 318: 245-266
[PubMed]  

[66] Rossman M.G, Mesyanzhinov V.V, Arisaka F., Leiman P.G.: The bacteriophage T4 DNA injection machine. Curr. Opin. Struct. Biol., 2004; 14: 171-180
[PubMed]  

[67] San Martin C., Huiskonen J.T., Bamford J.K., Butcher S.J., Fuller S.D., Bamford D.H., Burnett R.M.: Minor proteins, mobile arms and membrane-capsid interactions in the bacteriophage PRD1 capsid. Nat. Struct. Biol., 2002; 9: 756-763
[PubMed]  

[68] Schlegel H.G.: Mikrobiologia ogólna, PWN; 1996

[69] Scholl D., Rogers S., Adhya S., Merril C.R.: Bacteriophage K1-5 encodes two different tail fiber proteins, allowing it to infect and replicate on both K1 and K5 strains of Eschericha coli. J. Virol., 2001; 75: 2509-2515
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[70] Serwer P., Hayes S.J., Thomas J.A., Hardies S.C.: Propagating the missing bacteriophages: a large bacteriophage in a new class. J. Virol., 2007; 4: 1-5
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[71] Skurnik M., Strauch E.: Phage Therapy: facts and fiction. Int. J. Med. Microbiol., 2006; 296: 5-14
[PubMed]  

[72] Smith H.W., Huggins M.B.: Successful treatment of experimental Escherichia coli infections in mice using phage: its general superiority over antibiotics. J. Gen. Microbiol., 1982; 128: 307-318
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[73] Sutherland I.: Surface carbohydrate of the prokaryotic cell. Academic Press, London, 1977

[74] Szkudlarek D: Profilaktyczne zastosowanie bakteriofaga S. sonnei w domu dziecka. Przegl. Epidemiol., 1974; 28: 505-506

[75] Thiriot S.D., Nevzorov A.A, Zagyanskiy L., Wu C.W., Opella S.J.: Structure of the coat protein in Pf1 bacteriophage determined by solid-state NMR spectroscopy. J. Mol. Biol., 2004; 341: 869-879
[PubMed]  

[76] Tichaczek-Goska D., Cisowska A.: Wybrane właściwości lipopolisacharydów bakterii Gram-ujemnych zawierających mannan w łańcuchu O-swoistym. Adv. Clin. Exp. Med., 2007; 16: 105-112

[77] Vimr E.R., McCoy R.D., Vollger H.F., Wilkison N.C., Troy F.A: Use of prokaryotic-derived probes to identify poly(sialic acid) in neonatal neuronal membranes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 1984; 81: 1971-1975
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Vinga, I., Sao-Jones, C., Tavares, P., Santos, M.A.: Bacteriophage entry in the host cell. W: Modern bacteriophage biology and biotechnology, red. G. Węgrzyn, Research Signpost, Trivandrum, India, 2006; 165-205

[79] Wang I.N., Smith D.L., Young R.: Holins: the protein clocks of bacteriophage infections. Annu. Rev. Microbiol., 2000; 54: 799-825
[PubMed]  

[80] Weinbauer M.: Ecology of prokaryotic viruses. FEMS Microbiol. Rev., 2004; 28: 127-181
[PubMed]  

[81] Young R.: Bacteriophage lysis: mechanism and regulation. Microbiol. Rev., 1992; 56: 430-481
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[82] Zakrzewski K.: Biochemia wirusa bakteryjnego. Postępy Hig. Med. Dośw., 1951; 4: 135-186

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text