Streszczenie

Ostre białaczki szpikowe (OBS) stanowią niejednorodną grupę chorób, zróżnicowaną pod wzglę­dem przebiegu, odpowiedzi na terapię oraz zmian cytogenetycznych i molekularnych. Zmiany te mają znaczenie prognostyczne. Korzystnie rokują chorzy z t(8;21), inv(16)/t(16;16) i t(15;17). Chorzy z prawidłowym kariotypem i aberracjami: +6, +8, -Y, t(9;11) i del(12p) należą do gru­py rokowania pośredniego. W przypadku chorych ze złożonym kariotypem lub zmianami typu: inv(3)/t(3;3), t(6;9), -5, -7, del(5q), del(7q), rearanżacje 11q23 – rokowanie jest niekorzystne. Do niekorzystnych molekularnych czynników prognostycznych zalicza się: amplifikację C-MYC, amplifikacje i rearanżacje MLL, FLT3-ITD, mutację WT1, nadekspresję BAALC, ERG i MN1. Mutacje genów CEBPA i NPM1 uznaje się za korzystne czynniki prognostyczne. Istotne rokow­niczo w OBS są także zmiany ekspresji niektórych miRNA.
Heterogenność OBS uzasadnia potrzebę prowadzenia badań cytogenetycznych i molekularnych w celu określenia zmian m.in. u chorych z prawidłowym kariotypem w klasycznym badaniu cy­togenetycznym. Techniki macierzowe umożliwiają analizę genomowego DNA oraz profilowanie ekspresji genów w poszukiwaniu sygnatur prognostycznych i predykcyjnych.

Słowa kluczowe:ostra białaczka szpikowa • zmiany genetyczne • czynniki prognostyczne • mikromacierze CGH • mikroRNA

Summary

Acute myeloid leukemia (AML) constitutes a group of diseases that are very heterogeneous with re­gard to clinical course, response to therapy as well as cytogenetic aberrations and gene mutations. Such lesions are of prognostic value. Patients with t(8;21), inv(16)/t(16;16) or t(15;17) have a favo­rable prognosis. Patients with normal karyotype and aberrations +6, +8 -Y, t(9;11) and del(12p) are classified in the group of intermediate prognosis. In the case of patients with complex karyotype or with the aberrations inv(3)/t(3;3), t(6;9), -5, -7, del(5q), del(7q) and 11q23 rearrangements, the pro­gnosis is poor. Unfavorable molecular factors include C-MYC amplification, MLL amplification and rearrangement, FLT3-ITD, WT1 mutation and overexpression of BAALC, ERG or MN1. The chan­ges in miRNA expression may also be important for AML prognosis. That is why the cases with normal karyotype (CN-AML) and cases with complex aberrations remain to be better characteri­zed at the genetic level. Array technology enables the analysis of genomic DNA and gene expres­sion. This approach may be used in the search for new prognostic and predictive markers in AML.

Key words:acute myeloid leukemia • genetic lesions • prognostic factors • array CGH • microRNA

Wprowadzenie

Ostra białaczka szpikowa (OBS, acute myeloid leukemia – AML) jest chorobą klonalną, w której dochodzi do nadmier­nej proliferacji i kumulacji niedojrzałych morfologicznie oraz czynnościowo komórek blastycznych [12]. Komórki te wy­wodzą się z prekursorowej, transformowanej nowotworowo macierzystej komórki hematopoetycznej szpiku [12,15], z wy­łączeniem linii limfoidalnej. OBS stanowi 75-80% przypad­ków ostrych białaczek u dorosłych, natomiast u dzieci wystę­puje w około 15% wszystkich przypadków [2]. W Europie częstość występowania i częstość zgonów z powodu OBS są oceniane odpowiednio na 5-8 i 4-6/100000/rok [17]. Roczna liczba zachorowań zwiększa się wraz z wiekiem do 10/100000/rok u osób powyżej 60 roku życia. Białaczki wy­stępują częściej u mężczyzn niż u kobiet (3:2) [27].

Ostrą białaczkę szpikową dzieli się na pierwotną i wtór­ną, w zależności od tego czy rozwinęła się jako schorze­nie pierwotne (de novo OBS), czy też była poprzedzona zespołem mielodysplastycznym (MDS) lub rozwinęła się w następstwie radio- lub chemioterapii nowotworów na­rządowych [2].

Stosowany przez wiele lat podział ostrej białaczki szpiko­wej według klasyfikacji francusko-amerykańsko-brytyj­skiej (French-American-British – FAB) dostarczał głównie informacji na temat morfologii komórek białaczkowych. Później został wzbogacony o badania cytochemiczne, które pozwoliły na bardziej precyzyjne określenie podtypu bia­łaczki [13]. Klasyfikacja Światowej Organizacji Zdrowia (World Health Organization – WHO) łączy w sobie ele­menty klasyfikacji FAB oraz wyodrębnia różne pod wzglę­dem biologicznym podtypy, które zostały sklasyfikowane w oparciu o cechy morfologiczne oraz zmiany cytogene­tyczne i molekularne (tab. 1) [13].

Tabela 1. Podział ostrych białaczek szpikowych według WHO z 2008 roku [65]

Wiele czynników wpływa na prawdopodobieństwo uzy­skania całkowitej remisji i prawdopodobieństwo długiego przeżycia z OBS: ogólny stan zdrowia, potencjalna zdol­ność przeżycia intensywnej chemioterapii oraz wiek cho­rego w chwili rozpoznania [30].

Chemioterapia indukująca remisję u dorosłych chorych na OBS pozwala na uzyskanie całkowitej remisji hematolo­gicznej w około 60% przypadków. Umożliwia to konty­nuację leczenia, w tym przeszczepienie szpiku kostnego. Transplantacja macierzystych komórek hematopoetycznych szpiku kostnego (bone marrow transplantation – BMT) lub krwi obwodowej (peripheral blood stem cell transplanta­tion – PBSCT) – autologiczna lub alogeniczna – pozwala na uzyskanie długoletniego przeżycia, odpowiednio u 50 i 70% chorych [2].

Zaawansowany wiek związany jest z gorszym rokowa­niem i zmniejsza szanse przeżycia terapii indukcyjnej [23]. W starszych grupach wiekowych zwiększa się odsetek cho­rych wykazujących oporność na leczenie. Wiek może tak­że warunkować wynik leczenia z tego powodu, że OBS u starszych osób charakteryzuje się odmienną biologią [57]. Komórki białaczkowe u takich chorych częściej wykazu­ją ekspresję antygenu CD34 i genu MDR1 (multidrug resi­stance 1), kodującego jedno z białek oporności wieloleko­wej (P-glycoprotein 1 – PGP1). Odpowiada ono za aktywne wypompowywanie cytostatyków z komórki, co zmniejsza efektywność terapii. Tolerancję intensywnego leczenia cy­tostatycznego osłabiają dodatkowo schorzenia współistnie­jące. Przy ustalaniu strategii leczenia brane są pod uwagę m.in. wyniki badań cytogenetycznych u chorych z OBS [23].

Udoskonalenie technik cytogenetycznych i wprowadzenie badań molekularnych spowodowało wzrost znaczenia tych metod przede wszystkim w diagnostyce, określeniu roko­wania oraz monitorowaniu choroby resztkowej u chorych na OBS. Analiza cytogenetyczna i molekularna są me­todami komplementarnymi, rutynowo wykorzystywany­mi w klinicznej praktyce hematologicznej. Identyfikacja aberracji chromosomowych i mutacji punktowych na po­czątku choroby ma decydujące znaczenie dla właściwego rozpoznania OBS wg klasyfikacji WHO, oraz dla podję­cia właściwego leczenia [13]. Istotne są zwłaszcza bada­nia obejmujące:
• mutacje czynnika aktywującego transkrypcję genów kodujących receptory hematopoetycznych czynników wzrostu (core binding factor – CBF),
• rearanżacje genów kodujących receptory kwasu retinowego,
• rearanżacje genów kodujących koaktywatory transkryp­cji (np. CREBBP, MYST3) [4,27].

Tylko dobrze potwierdzone klinicznie zmiany są uwzględ­niane w klasyfikacji WHO (tab. 1) [27].

Cytogenetyczne czynniki prognostyczne

Proces onkogenezy jest nierozerwalnie związany ze zmia­nami genomu. Niektóre z nich pojawiają się już na etapie inicjacji nowotworu, mając znaczenie dla jego patogene­zy, inne rozwijają się jako zmiany wtórne. Zmiany genomu mogą obejmować duże obszary (aberracje chromosomo­we) lub dotyczyć pojedynczych genów (mutacje punkto­we). Najczęściej prowadzą one do upośledzenia bądź wy­padnięcia funkcji genów (zmiany poziomu ekspresji genów i struktury/funkcji kodowanych przez nie białek) lub – zwłaszcza w wyniku przegrupowań – do utworzenia tzw. genów fuzyjnych, których produkty nie występują w pra­widłowych komórkach [18].

Niektóre zmiany genomu są charakterystyczne dla określonych nowotworów. Ich analiza ma nie tylko wartość diagnostyczną, rokowniczą i predykcyjną. Przyczynia się także do rozwoju badań w zakresie terapii celowanej, ukierunkowanej na swo­istą biologiczną odmienność komórki nowotworowej [26].

Aberracje chromosomowe obecne w komórkach szpiku lub krwi w chwili rozpoznania są istotnymi niezależny­mi czynnikami, uwzględnianymi w rokowaniu i ustalaniu strategii leczenia OBS [18,49]. Klonalne aberracje wystę­pują u 60-70% chorych na OBS [5]. Dotychczas opisano ponad 200 strukturalnych i liczbowych zaburzeń, m.in. translokacje zrównoważone i niezrównoważone, wzajem­ne i niewzajemne, insercje, delecje, izochromosomy oraz izolowane trisomie lub monosomie [25]. Częstość wy­stępowania tych zmian jest różna, niektóre opisano tyl­ko w pojedynczych przypadkach. Istnieje korelacja mię­dzy rodzajem występujących aberracji chromosomowych a wiekiem chorych, np. t(8;21), inv(16) i t(15;17) częściej stwierdza się w młodszej grupie wiekowej [13]. Niektóre aberracje strukturalne są związane z określonym podtypem cytomorfologicznym białaczki wg FAB, np. translokacje t(8;21) z podtypem M2; t(15;17), t(11;17), t(5;17) z pod­typem M3; inv/del(l6) z wariantem eozynofilowym OBS M4 (OBS M4eo). Inne aberracje, np. +8, -7/del(7q) lub del(5q), występują w różnych typach OBS (często wtór­nych), a także w MDS i nie mają związku z określonym typem morfologicznym [67].

Chorzy z t(8;21)(q22;q22) lub inv(16)(p13q22)/t(16;16)(p13;q22), prowadzącymi do rearanżacji odpowiednio CBFA lub CBFB (białaczki CBF) oraz chorzy z t(15;17)(q22;q21) są zaliczani do grupy tzw. korzystnego ryzy­ka cytogenetycznego [4]. Chorzy z t(15;17) mają bar­dzo dobrą prognozę, co związane jest z dostępnością le­czenia celowanego preparatem ATRA, a chorzy z t(8;21) i inv(16)/t(16;16) – dobrą [68].

Translokacja t(8;21)(q22;q22) występuje u 8-12% cho­rych na OBS i u 20-40% chorych z podtypem M2 wg FAB [24]. W wyniku t(8;21)(q22;q22) powstaje gen fuzyjny RUNX1 (AML1, CBFA2) – RUNX1T1 (ETO, CBFA2T1) [33]. Obecność antygenu CD56 w OBS z t(8;21) jest uwa­żana za czynnik pogarszający rokowanie [13].

Inwersja chromosomu 16 [inv(16)] występuje z podobną częstością u dorosłych i starszych dzieci. Wśród dorosłych dotyczy przede wszystkim młodszej grupy wiekowej [28]. Zaburzenie to koreluje z wysoką leukocytozą w chwili roz­poznania oraz hepatosplenomegalią. W wyniku inv(16) powstaje gen fuzyjny CBFB-MYH11, którego transkrypt jest wykrywany metodą RT-PCR w około 10-12% przy­padków pierwotnej OBS i u ponad 40% chorych na OBS M4eo [13]. Niewielkie zmiany w kariotypie w przypadku inv(16) powodują, że trudno jest wykryć tę aberrację kla­sycznymi metodami cytogenetycznymi [46].

Translokacja t(15;17)(q22;q21) występuje u chorych z ostrą białaczką promielocytową M3 wg klasyfikacji FAB. Ten podtyp OBS występuje przede wszystkim u młodych dorosłych i osób w średnim wieku. Rzadko wykrywa się t(15;17) u dzieci poniżej 12 miesiąca życia [43]. Następstwem translokacji jest powstanie genu fuzyjne­go PML-RARA, który stwierdza się w 5-15% wszyst­kich przypadków OBS [13]. Białko PML-RARA hamuje apoptozę, zwiększa proliferację komórek oraz powoduje zaburzenia mechanizmu naprawy DNA [50]. Obecność antygenu CD56 na powierzchni komórek białaczkowych u chorych z t(15;17) jest stwierdzana rzadko, jednak jego występowanie jest zawsze związane z gorszym przebie­giem klinicznym choroby [28].

U 40-49% chorych na OBS obecne są niewielkie zmiany strukturalne chromosomów, niewykrywalne w standardo­wym badaniu cytogenetycznym, czego następstwem jest prawidłowy wynik badania. Rozpoznanie prawidłowego ka­riotypu można postawić dopiero po dokładnej analizie, co najmniej 20 metafaz komórek szpiku [58]. Chorzy z takim prawidłowym kariotypem (cytogenetically normal AML – CN-AML) stanowią największy odsetek OBS i są klasyfi­kowani do grupy pośredniego ryzyka, razem z nosicielami t(9;11) i trisomii chromosomu 8 (+8) [42].

Do grupy pośredniego ryzyka cytogenetycznego klasyfi­kowani są również chorzy z trisomią chromosomu 6 (+6). Aberracja ta, jako izolowane zaburzenie cytogenetycz­ne, jest charakterystyczna dla podtypu Ml OBS wg FAB. Obecność dodatkowego chromosomu 6 stwierdza się tak­że u chorych z MDS [13].

Kolejnym zaburzeniem kojarzonym z pośrednim ryzykiem u chorych na OBS jest utrata chromosomu Y. Odsetek ko­mórek z delecją chromosomu Y wzrasta z wiekiem, trudno więc czasem rozstrzygnąć, czy aberracja ta jest konsekwen­cją naturalnego procesu starzenia się organizmu, czy też jest związana z obecnością klonu nowotworowego. Jednak utrata chromosomu Y w większości metafaz (75-100%) wskazuje na jej związek z procesem białaczkowym nawet u starszych mężczyzn. Utratę chromosomu Y obserwuje się również u chorych z przewlekłymi nowotworami mie­loproliferacyjnymi, MDS, natomiast rzadko u osób z cho­robami limfoproliferacyjnymi [13].

Delecja krótkiego ramienia chromosomu 12 [del(12p)] stwierdzana jest nie tylko w OBS (najczęściej wtórnych), ale także w innych nowotworach układu krwiotwórczego. Jako izolowaną zmianę del(12p) obserwuje się u 1-2% chorych na OBS. Często również towarzyszy ona aber­racjom chromosomów 5 i 7 [4]. Region chromosomu 12, w którym doszło do złamania, może determinować róż­nice w przebiegu klinicznym choroby. Utrata mniejszego fragmentu 12p wiąże się z łagodniejszym przebiegiem kli­nicznym OBS. Delecji większego fragmentu 12p towarzy­szą często dodatkowe zaburzenia chromosomowe, wtedy rokowanie jest gorsze [13].

Chorzy z aberracjami chromosomu 3, angażującymi regio­ny 3q21 i 3q26 [inv(3)(q21q26)/t(3;3)(q21;q26)], rearanża­cjami regionu 11q23, translokacją t(6;9)(p23;q34), utratą chromosomów 5 i 7 lub delecjami w ich obrębie [del(5q), del(7q)], są zaliczani do grupy tzw. niekorzystnego ryzy­ka cytogenetycznego [13,27]. Podobnie niekorzystne ro­kowanie dotyczy chorych ze złożonym kariotypem, czyli z obecnością trzech lub więcej aberracji [68].

Aberracje chromosomu 3 [inv(3)(q21q26)/t(3;3)(q21;q26)] mogą wystąpić we wszystkich podtypach OBS u starszych chorych. Często współistnieją ze zmianami strukturalnymi lub liczbowymi chromosomów 5 i 7 [-5/del(5q), -7/del(7q)] lub są jedną ze zmian u chorych ze złożonym kariotypem. Zmiany 3q21q26 są niekorzystnym czynnikiem progno­stycznym i predykcyjnym – chorzy z tą aberracją wyka­zują wielolekową oporność [13].

Translokacje 11q23 stwierdza się w pierwotnej i wtórnej OBS, a także w ostrych białaczkach limfoblastycznych. Wśród OBS z tą zmianą najczęściej rozpoznaje się podty­py M5a (50%) oraz M4 (20%) wg FAB. Komórki białacz­kowe chorych z aberracjami 11q23 charakteryzuje, oprócz ekspresji antygenów typowych dla linii mieloidalnej, tak­że ekspresja antygenów monocytoidalnych (CD11b, CD14, CD36, CD64) [13]. Aberracje 11q23 występują u około 6% chorych z OBS i dotyczą głównie dwóch grup: dzieci w wieku niemowlęcym i chorych uprzednio leczonych le­kami alkilującymi, inhibitorami topoizomerazy II lub ra­dioterapią [13,29]. W regionie 11q23 znajduje się locus genu MLL, który w wyniku translokacji może ulegać fu­zji z innymi genami, co – podobnie jak jego amplifikacja – jest czynnikiem niekorzystnego rokowania [6].

Czynnikiem niepomyślnego rokowania jest także translo­kacja t(6;9)(p23;q34). Stwierdzana jest u około 1% cho­rych na OBS (najczęściej w podtypie M2 wg FAB), często w przypadkach OBS wtórnych do MDS. Aberracja ta może występować w każdej grupie wiekowej [13]. Zazwyczaj jest zmianą izolowaną, chociaż mogą jej towarzyszyć trisomie chromosomów 8 i 21 [13].

Złożony kariotyp stwierdza się u około 10% chorych z roz­poznaniem pierwotnej OBS, częściej w starszej grupie wiekowej [5]. Z obecnością złożonego kariotypu u cho­rych na OBS jest związany niekorzystny przebieg klinicz­ny; niski odsetek uzyskiwanych całkowitych remisji nie­zależnie od rodzaju zastosowanego leczenia i krótki czas przeżycia. Rokowanie dodatkowo pogarsza współistnienie aberracji określanych jako niekorzystne, np. -5/del(5q) lub -7/del(7q) [5,13].

Molekularne czynniki prognostyczne

Przyczyny transformacji białaczkowej i rozwoju choroby są złożone. Należy uwzględniać czynniki zewnętrzne, mo­gące powodować mutacje genów oraz czynniki osobnicze, takie jak osłabienie komórkowych mechanizmów kontroli proliferacji i układów kontroli immunologicznej.

Mutacje punktowe mogą prowadzić do transformacji nowo­tworowej komórki macierzystej szpiku i komórek progeni­torowych. Transformowana komórka nabywa zdolności do proliferacji niezależnej od działania tkankowych i ogólno­ustrojowych mechanizmów regulatorowych. Klony komórek niezróżnicowanych, charakteryzujących się nieograniczoną zdolnością proliferacji i unikania apoptozy powstają w wy­niku niestabilności genomu. Do transformacji białaczkowej potrzebne jest jednoczasowe zaistnienie dwóch lub więcej zmian genetycznych [31]. Często obserwowane w OBS muta­cje genów kodujących kinazy tyrozynowe i białka sygnaliza­cyjne z nimi związane prowadzą do pobudzenia proliferacji. Z kolei mutacje genów kodujących czynniki transkrypcyjne powodują zahamowanie procesów różnicowania i dojrzewa­nia. Izolowana mutacja w obrębie genów kinaz tyrozynowych może więc powodować rozwój zespołu mieloproliferacyjne­go, a mutacje genów kodujących czynniki transkrypcyjne są przyczyną mielodysplazji. Dopiero jednoczesne pobudzenie proliferacji i zahamowanie dojrzewania komórek blastycz­nych prowadzi do rozwoju ostrej białaczki [31,35].

U 50-60% chorych na OBS stwierdza się obecność mu­tacji w obrębie genów receptorów kinaz tyrozynowych. Nieprawidłowe funkcjonowanie ich produktów białkowych powoduje zmianę aktywności składowych głównych szla­ków sygnałowych decydujących o życiu i śmierci komór­ki, m.in. MAPK (mitogen activated protein kinase), mTOR (mammalian target of rapamycin), STAT (signal transdu­cer and activator of transcription) i NF-kappa B (nucle­ar factor B) [31].

Aberracje strukturalne i liczbowe typowe dla niektórych białaczek obejmują regiony chromosomów, w których umiejscowione są onkogeny. Geny te odgrywają znaczą­cą rolę w sterowaniu proliferacją komórek, ich różnico­waniem i dojrzewaniem. Kodują między innymi błonowe receptory kwasu retinowego, cytokin regulujących hema­topoezę oraz przekaźniki sygnału, np. geny kodujące ki­nazy tyrozynowe [26,65].

Zmianą obserwowaną często w nowotworach narządowych jest amplifikacja genów [54]. Amplifikacja to zwielokrotnie­nie liczby kopii genu (lub fragmentu DNA) powyżej 5. Jeśli liczba kopii przewyższa 20 określana jest mianem amplifi­kacji wysokiego stopnia [48]. Amplifikacje stwierdzane są w niewielkim odsetku nowotworów hematologicznych [54].

Swoiste dla OBS jest zwielokrotnienie regionu 11q23-q25. W locus 11q23 znajduje się gen MLL, którego produkt jest koaktywatorem transkrypcji genów istotnych dla hematopo­ezy. Zarówno amplifikacja MLL, jak też jego fuzje z innymi genami są niekorzystne prognostycznie. Amplifikacja regio­nu 11q23-q25 może dodatkowo skutkować zwielokrotnie­niem kopii innych genów w tej lokalizacji: CCND1, ATM i EST1 [26]. Gorzej rokuje także 5-10% chorych z prawi­dłowym kariotypem, u których metodami molekularnymi (RQ-PCR, sekwencjonowanie) stwierdza się tzw. częścio­we duplikacje tandemowe genu MLL (partial tandem du­plications – MLL-PTD) [1,26,51].

Niekorzystnym czynnikiem prognostycznym jest, rzadko obserwowana w przebiegu OBS (ok. 1%), amplifikacja genu MYC [26,53]. Przejawia się ona obecnością podwój­nych malutkich chromosomów (double minutes – dmin, DMs), będących bezcentromerowymi cząstkami chroma­tyny, zawierającymi gen MYC, zwielokrotniony poza swo­im locus [26,51].

Poza zmianami wykrywanymi na poziomie rozdzielczości mikroskopu, w różnych podtypach cytogenetycznych OBS zidentyfikowano wiele submikroskopowych zmian gene­tycznych [45]. Do mutacji, które są istotne dla planowania terapii chorych z OBS, zalicza się duplikację genu FLT3 (FLT3-ITD), mutacje WT1, nadekspresję genów BAALC, ERG oraz MN1. Wymienione zmiany są niekorzystnymi czynnikami predykcyjnymi. Z kolei mutacje genów CEBPA i NPM1 uznaje się za czynniki korzystne [52]. Mutacje ge­nowe zaliczane do grupy czynników korzystnych oraz mu­tacje należące do czynników niekorzystnych mogą wystę­pować jednocześnie [12]. Obecność mutacji genu KIT, który koduje kinazę tyrozynową, jest pogarszającym ro­kowanie markerem molekularnym u pacjentów z korzyst­nie rokującymi białaczkami CBF [44]. Mutacja w genie KIT występuje u 23% chorych z t(8;21) i często współist­nieje z mutacją FLT3 [41].

W grupie ryzyka pośredniego, do której należą chorzy z prawidłowym kariotypem, znaczenie ma badanie genu FLT3 (locus 13q12), kodującego kinazę tyrozynową recep­tora klasy III (fms-like tyrosine kinase 3 – FLT3) [40,59]. Receptor ten występuje na powierzchni wczesnych komórek progenitorowych hematopoezy i związany jest z proliferacją oraz regulacją apoptozy [20]. Poprzez swój ligand (FLT3L) odgrywa istotną rolę w proliferacji i różnicowaniu progeni­torowych komórek hematopoetycznych, a także w patoge­nezie OBS. Mutacje genu FLT3 występują u 30-35% cho­rych na OBS [58]. Jedną z nich jest FLT3-length mutation (FLT3-LM), która jest heterogenna i może mieć postać in­sercji, delecji i tzw. wewnątrztandemowej duplikacji (inter­nal tandem duplication – ITD) [32]. FLT3-ITD występuje u 30% chorych z grupy pośredniego ryzyka i niekorzystnie wpływa na rokowanie, wiążąc się z częstymi nawrotami OBS [56]. Wśród pozostałych 70% chorych z pośrednim stopniem ryzyka, u których brak tandemowej duplikacji FLT3-ITD, zdecydowanie korzystniejsze rokowanie mają chorzy z obecnością mutacji NPM1 [36] i CEBPA [44], które są uznawane w klasyfikacji WHO za odrębne posta­cie OBS [27]. FLT3-ITD występuje najczęściej u chorych na OBS z prawidłowym kariotypem lub z t(15;17), pogar­szając prognozę w tych podtypach. Mutacje FLT3-LM rzadko są wykrywane w OBS ze złożonymi zmianami w kariotypie. We wszystkich grupach cytogenetycznych obecność FLT3-LM, w tym FLT3-ITD, jest niekorzyst­nym czynnikiem prognostycznym [10].

Zmiany w ekspresji genów: FLT3 i KIT należy traktować jako pomocnicze wskaźniki ryzyka przy planowaniu le­czenia chorych z grup ryzyka pośredniego i korzystnego, określonego cytogenetycznie [44].

Białko kodowane przez gen NPM1 (locus 5q34) kontroluje integralność DNA oraz hamuje proliferację [16]. Mutacje NPM1 wykrywane są u prawie 35% chorych na pierwotną OBS. Najczęstszym typem mutacji NPM1 jest duplikacja obejmująca 4 pary zasad w eksonie 12 [45]. OBS z pra­widłowym kariotypem i mutacją NPM1 występuje znacz­nie częściej u kobiet. Ten rodzaj białaczki charakteryzuje się wysoką leukocytozą, trombocytozą oraz niską ekspre­sją antygenu CD34 lub jej brakiem [63]. Mutacje NPM1 mają korzystny wpływ na uzyskanie całkowitej remisji, czas jej trwania i całkowity czas przeżycia [10].

Gen CEBPA (CCAAT/enhancer binding protein a), zlokali­zowany w 19q13.1, koduje białko, które należy do rodziny bZIP (basic region leucine zipper). Białko to ma właściwo­ści czynnika transkrypcyjnego, odgrywającego istotną rolę w granulocytopoezie [40]. Mutacje CEBPA obserwuje się u 5-10% chorych na OBS, głównie u osób z prawidłowym kariotypem (podtyp M1 i M2 wg FAB) [1,10]. Występują one w jednym lub obu allelach genu (odpowiednio CEBPA^sm i CEBPA^dm) [62]. Mutacje pojedynczego allela skutkują zmia­nami N- lub C-końca produktu białkowego, w przypadku mu­tacji biallelicznych zazwyczaj jedna z nich obejmuje dome­nę C-, a druga N-końcową [62]. U chorych ze zmutowanym genem CEBPA obserwuje się znacznie dłuższy czas trwania remisji i całkowitego przeżycia w porównaniu do chorych z genem dzikim (wild-type – wt). W analizie wieloczynni­kowej wykazano, że najpomyślniejszą prognozę mają chorzy z mutacją CEBPA^dm [1,62]. Komórki białaczkowe tej grupy chorych charakteryzuje unikalny profil ekspresji genów, wy­raźnie odróżniający je od przypadków CEBPA^sm i CEBPA^wt [62]. Mutacji pojedynczego allela CEBPA w OBS częściej towarzyszą mutacje genu NPM1 lub/i FLT3-ITD, co nie po­zostaje bez wpływu na rokowanie [62].

Gen BAALC (brain and acute leukemia, cytoplasmic) jest umiejscowiony w regionie 8q22.3. Szczególnie silną eks­presję tego genu wykazują komórki prekursorowe hemato­poezy. Zwiększona ekspresja BAALC w krążących blastach OBS jest niezależnym niekorzystnym czynnikiem rokow­niczym u chorych na OBS poniżej 60 roku życia, z prawi­dłowym kariotypem, bez FLT3-ITD i mutacji CEBPA [3].

Inne geny, których zmiany o negatywnym znaczeniu pro­gnostycznym wykazano w cytogenetycznych typach zarów­no dobrze, jak i źle rokujących, a których badanie może mieć wartość w OBS z prawidłowym kariotypem, to: EVI1, C-KIT, NRAS, KRAS i BCRP [10].

Na rokowanie u pacjentów z OBS ma także wpływ zmien­ność ekspresji mikroRNA (miRNA), cząsteczek o długo­ści 19-25 nukleotydów, regulujących ekspresję genów na poziomie potranskrypcyjnym [9,20]. Zaburzenia ekspresji miRNA odgrywają zasadniczą rolę w rozwoju OBS [34]. Na podstawie obecności lub braku określonych rodzajów miRNA można różnicować OBS i ostrą białaczkę limfobla­styczną [34]. Li i wsp. udowodnili, że miR-126/126* wyka­zują nadekspresję u chorych z t(8;21) i inv(16), podczas gdy miR-224, miR-368 i miR-382 – u chorych z t(15;17) [34]. Zwiększona ekspresja miR-10a, miR-10b i miR-196a jest związana z mutacjami w genie NPM1 [11,19]. U chorych z prawidłowym kariotypem ekspresja miR-181a i miR-181b jest niższa w stadiach M4 i M5 niż M1 i M2 wg FAB [38].

Zastosowanie mikromacierzy w oznaczaniu markerów molekularnych i cytogenetycznych

Poszukiwanie markerów molekularnych o diagnostycznym i rokowniczym znaczeniu w OBS prowadzone jest z wy­korzystaniem najnowszych metod: ekspresyjnych mikro­macierzy DNA, mikromacierzy mikroRNA, mikromacie­rzy CGH oraz mikromacierzy SNP. Mikromacierze łączą w sobie zalety metod cytogenetycznych oraz metod mole­kularnych (FISH, RT-PCR) [61].

Ostrą białaczkę szpikową można różnicować z ostrą bia­łaczką limfoblastyczną na podstawie oznaczenia ekspre­sji określonych genów (gene expression profiling – GEP) [21]. Profilowanie ekspresji genów pozwala także rozróżnić korzystne prognostycznie podtypy OBS [inv(16)/t(16;16), t(8;21) i t(15;17)] od pozostałych. Do tego celu wykorzy­stuje się technologię ekspresyjnych mikromacierzy DNA, umożliwiającą analizę ekspresji tysięcy genów z dużą do­kładnością podczas jednego badania [38,69].

Profilowanie ekspresji genów chorych z aberracjami chro­mosomowymi lub molekularnymi o znanym znaczeniu ro­kowniczym [np. CBF-AML: t(8;21) lub inv(16)/t(16;16)], pozwoliło stwierdzić związek nadekspresji genów odpowie­dzialnych za proces proliferacji oraz zmniejszenia ekspre­sji genów proapoptotycznych z gorszym rokowaniem [8].

Bullinger i wsp. określili sygnaturę (profil) ekspresji ge­nów istotną dla prognozy OBS u chorych z prawidłowym kariotypem [7]. Zweryfikowana przez Radmachera na du­żej grupie chorych sygnatura Bullingera wykazała ponad 60% trafność przewidywania rokowania, mimo zastoso­wania odmiennej platformy macierzowej [47]. Natomiast przeprowadzona przez grupę badaczy niemieckich analiza nadzorowana wyników GEP panelu 66 genów związanych z czasem przeżycia, udowodniła znaczenie ekspresji ge­nów jako niezależnego czynnika prognostycznego u cho­rych z CN-AML, bez względu na rodzaj terapii i miejsce pochodzenia (Europa, Ameryka) [39].

Do oznaczenia ekspresji poszczególnych typów miRNA wykorzystuje się mikromacierze mikroRNA. Metoda ta różni się od mikromacierzy DNA tym, że jako sondy wy­korzystywane są krótkie nukleotydy, komplementarne z ba­danym mikroRNA. Za pomocą tej techniki udało się okre­ślić zwiększoną ekspresję poszczególnych miRNA, m.in. u chorych z t(8;21), inv(16) oraz t(15;17) [38].

Profil ekspresji miRNA ma związek z rokowaniem u cho­rych na OBS. Nadekspresja miR-199a i miR-191 koreluje z krótszym czasem przeżycia i krótszym czasem wolnym od nawrotu choroby (event free survival – EFS) we wszyst­kich grupach cytogenetycznych [11]. Niekorzystnym czyn­nikiem prognostycznym dla wszystkich chorych jest także nadekspresja miR-20a, miR-25 i miR-199b [19]. Zwiększoną ekspresję miR-let7b i miR-9 obserwuje się natomiast wy­łącznie u chorych z grupy niekorzystnego i pośredniego ryzyka cytogenetycznego [11].

W grupie chorych z prawidłowym kariotypem i obecno­ścią niekorzystnych molekularnych czynników progno­stycznych (FLT3-ITD, wt-NPM1 lub obie zmiany jed­nocześnie) Marcucci i wsp. określili sygnatury ekspresji miRNA związane z EFS. Najważniejszą z zaobserwowa­nych była odwrotna zależność między ekspresją miR-181a/miR-181b i ryzykiem wznowy [37]. Sygnatury te walido­wano następnie na 55-osobowej grupie chorych z OBS z prawidłowym kariotypem, leczonych w ramach progra­mu CALGB 9621. W analizie wieloczynnikowej warto­ści ekspresji wybranych miRNA okazały się niezależnym czynnikiem prognostycznym EFS [66].

Technika mikromacierzy CGH (array comparative genome hybridization – array CGH) jest metodą stosowaną w celu wykrywania w genomie delecji lub amplifikacji fragmentów DNA. Przede wszystkim jednak macierze CGH umożliwiają detekcję zmian liczby kopii (copy number variation – CNV) nawet w wielu tysiącach loci jednocześnie – ich liczba jest ograniczona wyłącznie liczbą sond, natomiast ich rozmiar decyduje o rozdzielczości z jaką wykrywane są aberracje chromosomowe (w zależności od rodzaju macierzy 10-300 kpz). Dodatkowo analiza metodą mikromacierzy CGH nie wymaga dysponowania komórkami zdolnymi do podziału. Dysproporcje w intensywności fluorescencji w próbie bada­nej w stosunku do DNA referencyjnego świadczą o zaburze­niach w liczbie kopii analizowanych fragmentów genomu [70]. Technika mikromacierzy CGH znajduje zastosowanie w licznych badaniach naukowych dotyczących m.in. OBS [60]. Na przykład Tyybäkinoja i wsp. zidentyfikowali tą me­todą amplifikację w regionie 11q23-q25, której nie można było uwidocznić metodami cytogenetyki klasycznej [64].

Badania zastosowania aCGH w diagnostyce i ustalaniu rokowania nowotworów mieloproliferacyjnych są znacz­nie mniej zaawansowane niż w przypadku guzów litych [60]. U chorych z OBS ze złożonymi zmianami kariotypu Rucker i wsp. zidentyfikowali tą metodą niezależne ampli­fikacje dwóch regionów długiego ramienia chromosomu 11. Pierwsza z nich (11q23.3) obejmuje m.in. loci genów MLL i DDX6, natomiast druga (11q23.3-q24.1) loci ETS1 i FLI1 [55]. Amplifikacja MLL jest niekorzystnym czynni­kiem prognostycznym, wiąże się z krótszym czasem prze­życia i – często – z delecją genu TP53. Natomiast geny ro­dziny ETS biorą udział w regulacji procesów hematopoezy, proliferacji, różnicowania i apoptozy, co pośrednio przekła­da się na znaczenie ich amplifikacji w progresji OBS [55].

Dużą rozdzielczością w ocenie zmian liczby kopii DNA i obecności obszarów objętych utratą heterozygotyczności (loss of heterozygosity – LOH) cechuje się technika ma­cierzy SNP (single nucleotide polymorphism). Analiza po­limorfizmu pojedynczych nukleotydów umożliwia także identyfikację tzw. diploidalnego LOH, czyli zmiany liczby kopii DNA bez ilościowych zmian DNA. Zjawisko takie, będące następstwem disomii jednorodzicielskiej (unipa­rental disomy – UPD) obserwowane jest w 20% przypad­ków OBS z prawidłowym kariotypem [60]. Analizując zmiany genomu w OBS Gorletta i wsp. zaproponowali po­dział LOH ze względu na zasięg. LOH krańcowe (termi­nal LOH), będące najczęściej wynikiem UPD, obejmuje duże obszary genomu (30-90 Mpz), natomiast LOH in­terstycjalne (10% przypadków OBS z prawidłowym kario­typem) dotyczy regionów 2-8 Mpz, utraconych w wyniku mikrodelecji [22]. LOH często obejmuje regiony, w któ­rych znajdują się geny istotne dla etiopatogenezy OBS: CEBPA, FLT3 czy RUNX1 [60]. Badania zmian liczby ko­pii DNA oraz LOH w OBS trwają, przyjmuje się jednak, że w większości przypadków ich obecność jest niekorzyst­nym czynnikiem prognostycznym [14].

Podsumowanie

Mimo postępu w badaniach nad biologią białaczek, iden­tyfikacji nowych czynników rokowniczych oraz wprowa­dzenia nowych schematów leczenia OBS wciąż pozostaje chorobą nieuleczalną. Intensywna chemioterapia i trans­plantacja szpiku pozwalają na uzyskanie całkowitej re­misji, ale u znacznej części chorych dochodzi do nawrotu choroby i zgonu. U chorych powyżej 60. roku życia wyni­ki leczenia są znacznie gorsze. Rokowanie pogarsza obec­ność niekorzystnych aberracji chromosomowych, częst­sze występowanie białaczek wtórnych rozwijających się z zespołów mielodysplastycznych, lekooporność oraz tok­syczność leczenia. Brak możliwości całkowitego wylecze­nia, a także wzrost zachorowalności wśród starszych cho­rych utrudniający radykalne leczenie implikuje potrzebę stosowania w terapii nowych leków, charakteryzujących się większą skutecznością i mniejszą toksycznością [31]. Wprowadzenie metod opartych na macierzach DNA/RNA może znacznie ułatwić zarówno poznanie nowych czynni­ków prognostycznych i predykcyjnych w OBS, jak też ba­dania w zakresie leczenia celowanego, ukierunkowanego na określony mechanizm promujący wzrost i przeżycie ko­mórek nowotworowych.

PIŚMIENNICTWO

[1] Bacher U., Schnittger S., Haferlach T.: Molecular genetics in acute myeloid leukemia. Curr. Opin. Oncol., 2010; 22: 646-655
[PubMed]  

[2] Balana-Nowak A., Zdziwłowska E.: Cytometria przepływowa w diagnostyce immunofenotypowej ostrych białaczek. Postępy Biol. Kom., 2008; 35, supl. 24: 65-102
[Full Text PDF]  

[3] Baldus C.D., Tanner S.M., Ruppert A.S., Whitman S.P., Archer K.J., Marcucci G., Caligiuri M.A., Carroll A.J., Vardiman J.W., Powell B.L., Allen S.L., Moore J.O., Larson R.A., Kolitz J.E., de la Chapelle A., Bloomfield C.D.: BAALC expression predicts clinical outcome of de novo acute myeloid leukemia patients with normal cytogenetics: a Cancer and Leukemia Group B Study. Blood, 2003; 102: 1613-1618
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Bernasconi P., Boni M., Cavigliano P.M., Calatroni S., Giardini I., Rocca B., Caresana M.: Molecular genetics of acute myeloid leukemia. Ann. N.Y. Acad. Sci., 2002; 963: 297-305
[PubMed]  

[5] Betz B.L., Hess J.L.: Acute myeloid leukemia diagnosis in the 21^st century. Arch. Pathol. Lab. Med., 2010; 134: 1427-1433
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Breems D.A., Van Putten W.L., De Greef G.E., Van Zelderen-Bhola S.L., Gerssen-Schoorl K.B., Mellink C.H., Nieuwint A., Jotterand M., Hagemeijer A., Beverloo H.B., Löwenberg B.: Monosomal karyotype in acute myeloid leukemia: a better indicator of poor prognosis than a complex karyotype. J. Clin. Oncol., 2008; 26: 4791-4797
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Bullinger L., Döhner K., Bair E., Fröhling S., Schlenk R.F., Tibshirani R., Döhner H., Pollack J.R.: Use of gene-expression profiling to identify prognostic subclasses in adult acute myeloid leukemia. N. Engl. J. Med., 2004; 350: 1605-1616
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Bullinger L., Rücker F.G., Kurz S., Du J., Scholl C., Sander S., Corbacioglu A., Lottaz C., Krauter J., Fröhling S., Ganser A., Schlenk R.F., Döhner K., Pollack J.R., Döhner H.: Gene-expression profiling identifies distinct subclasses of core binding factor acute myeloid leukemia. Blood, 2007; 110: 1291-1300
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Calin G.A., Croce C.M.: MicroRNA signatures in human cancers. Nat. Rev. Cancer, 2006; 6: 857-866
[PubMed]  

[10] Cioch M.: Kliniczne znaczenie zmian w ekspresji genów oraz ich mutacji u chorych na ostre białaczki szpikowe z prawidłowym kariotypem. Acta Haematol. Pol., 2008; 39: 131-138
[Abstract]  [Full Text PDF]  

[11] Dixon-McIver A., East P., Mein C.A., Cazier J.B., Molloy G., Chaplin T., Lister T.A., Young B.D., Debernardi S.: Distinctive patterns of microRNA expression associated with karyotype in acute myeloid leukaemia. PLoS ONE, 2008; 3: e2141
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Döhner K., Schlenk R.F., Habdank M., Scholl C., Rücker F.G., Corbacioglu A., Bullinger L., Fröhling S., Döhner H.: Mutant nucleophosmin (NPM1) predicts favorable prognosis in younger adults with acute myeloid leukemia and normal cytogenetics: interaction with other gene mutations. Blood, 2005; 106: 3740-3746
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Ejduk A., Majewski M., Warzocha K.: Znaczenie prognostyczne aberracji genetycznych w ostrej białaczce szpikowej. Acta Haematol. Pol., 2006; 37: 5-24
[Abstract]  [Full Text PDF]  

[14] Eklund E.A.: Genomic analysis of acute myeloid leukemia: potential for new prognostic indicators. Curr. Opin. Hematol., 2010; 17: 75-78
[PubMed]  

[15] Estey E., Döhner H.: Acute myeloid leukaemia. Lancet, 2006; 368: 1894-1907
[PubMed]  

[16] Falini B., Mecucci C., Tiacci E., Alcalay M., Rosati R., Pasqualucci L., La Starza R., Diverio D., Colombo E., Santucci A., Bigerna B., Pacini R., Pucciarini A., Liso A., Vignetti M., Fazi P., Meani N., Pettirossi V., Saglio G., Mandelli F., Lo-Coco F., Pelicci P.G., Martelli M.F., GIMEMA Acute Leukemia Working Party: Cytoplasmic nucleophosmin in acute myelogenous leukemia with a normal karyotype. N. Engl. J. Med., 2005; 352: 254-266
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Fey M.F., Greil R., Jost L.M., ESMO Guidelines Task Force: ESMO Minimum Clinical Recommendations for the diagnosis, treatment and follow-up of acute myeloblastic leukemia (AML) in adult patients. Ann. Oncol., 2005; 16 (Suppl. 1): i48-i49
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[18] Fröhling S., Döhner H.: Chromosomal abnormalities in cancer. N. Engl. J. Med., 2008; 359: 722-734
[PubMed]  

[19] Garzon R., Garofalo M., Martelli M.P., Briesewitz R., Wang L., Fernandez-Cymering C., Volinia S., Liu C.G., Schnittger S., Haferlach T., Liso A., Diverio D., Mancini M., Meloni G., Foa R., Martelli M.F., Mecucci C., Croce C.M., Falini B.: Distinctive microRNA signature of acute myeloid leukemia bearing cytoplasmic mutated nucleophosmin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 3945-3950
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Garzon R., Liu S., Fabbri M., Liu Z., Heaphy C.E., Callegari E., Schwind S., Pang J., Yu J., Muthusamy N., Havelange V., Volinia S., Blum W., Rush L.J., Perrotti D., Andreeff M., Bloomfield C.D., Byrd J.C., Chan K., Wu L.C., Croce C.M., Marcucci G.: MicroRNA-29b induces global DNA hypomethylation and tumor suppressor gene reexpression in acute myeloid leukemia by targeting directly DNMT3A and 3B and indirectly DNMT1. Blood, 2009; 113: 6411-6418
[PubMed]  

[21] Golub T.R., Slonim D.K., Tamayo P., Huard C., Gaasenbeek M., Mesirov J.P., Coller H., Loh M.L., Downing J.R., Caligiuri M.A., Bloomfield C.D., Lander E.S.: Molecular classification of cancer: class discovery and class prediction by gene expression monitoring. Science, 1999; 286: 531-537
[PubMed]  

[22] Gorletta T.A., Gasparini P., D’Elios M.M., Trubia M., Pelicci P.G., Di Fiore P.P.: Frequent loss of heterozygosity without loss of genetic material in acute myeloid leukemia with a normal karyotype. Genes Chromosomes Cancer, 2005; 44: 334-337
[PubMed]  

[23] Grimwade D., Hills R.K.: Independent prognostic factors for AML outcome. Hematology, 2009; 385-395
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Guerrasio A., Pilatrino C., De Micheli D., Cilloni D., Serra A., Gottardi E., Parziale A., Marmont F., Diverio D., Divona M., Lo Coco F., Saglio G.: Assessment of minimal residual disease (MRD) in CBFbeta/MYH11-positive acute myeloid leukemias by qualitative and quantitative RT-PCR amplification of fusion transcripts. Leukemia, 2002; 16: 1176-1181
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Haus O.: Zmiany cytogenetyczne i molekularne w ostrych białaczkach szpikowych. Diagn. Lab., 2001; 37: 221-252

[26] Haus O., Duszeńko E., Jaśkowiec A., Skonieczka K:. Amplifikacja genów w nowotworach układu krwiotwórczego. Acta Haematol. Pol, 2009; 40: 313-319
[Abstract]  [Full Text PDF]  

[27] Hołowiecki J., Hołowiecka A. Ostre białaczki szpikowe – 2009. Acta Haematol. Pol., 2009; 2: 545-559
[Abstract]  [Full Text PDF]  

[28] Hrušak O., Porwit-MacDonald A.: Antigen expression patterns reflecting genotype of acute leukemias. Leukemia, 2002; 16: 1233-1258
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Huret J.L., Léonard C.: AML1 overexpression and/or mutations should be checked in trisomy 21 patients with megakaryocytic leukemia. Leukemia, 2003; 17: 1421
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Jakóbczyk M., Szostek M., Salamanczuk Z., Skotnicki A.: Analiza wzrostu klonalnego w hodowlach in vitro w grupach cytogenetycznego ryzyka u pacjentów z ostrą białaczką szpikową. Acta Haematol. Pol., 2002; 33: 461-474
[Abstract]  [Full Text PDF]  

[31] Janus A., Smolewski P.: Inhibitory kinazy mTOR w leczeniu ostrej białaczki szpikowej. Acta Haematol. Pol., 2007; 38: 203-211
[Abstract]  [Full Text PDF]  

[32] Kiyoi H., Naoe T.: FLT3 in human hematologic malignancies. Leuk. Lymphoma, 2002; 43: 1541-1547
[PubMed]  

[33] Krauter J., Gorlich K., Ottmann O., Lubbert M., Dohner H., Heit W., Kanz L., Ganser A., Heil G.: Prognostic value of minimal residual disease quantification by real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction in patients with core binding factor leukemias. J. Clin. Oncol., 2003; 21: 4413-4422
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Li Z., Lu J., Sun M., Mi S., Zhang H., Luo R.T., Chen P., Wang Y., Yan M., Qian Z., Neilly M.B., Jin J., Zhang Y., Bohlander S.K., Zhang D., Larson R.A., Le Beau M.M., Thirman M.J., Golub T.R., Rowley J.D., Chen J.: Distinct microRNA expression profiles in acute myeloid leukemia with common translocations. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 15535-15540
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Licht J.D., Sternberg D.W.: The molecular pathology of acute myeloid leukemia. Hematology, 2005: 137-142
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Liso A., Castiglione F., Cappuccio A., Stracci F., Schlenk R.F., Amadori S., Thiede C., Schnittger S., Valk P.J., Döhner K., Martelli M.F., Schaich M., Krauter J., Ganser A., Martelli M.P., Bolli N., Löwenberg B., Haferlach T., Ehninger G., Mandelli F., Döhner H., Michor F., Falini B.: A one-mutation mathematical model can explain the age incidence of acute myeloid leukemia with mutated nucleophosmin (NPM1). Haematologica, 2008; 93: 1219-1226
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Marcucci G., Radmacher M.D., Maharry K., Mrózek K., Ruppert A.S., Paschka P., Vukosavljevic T., Whitman S.P., Baldus C.D., Langer C., Liu C.G., Carroll A.J., Powell B.L., Garzon R., Croce C.M., Kolitz J.E., Caligiuri M.A., Larson R.A., Bloomfield C.D.: MicroRNA expression in cytogenetically normal acute myeloid leukemia. N. Engl. J. Med., 2008; 358: 1919-1928
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Marcucci G., Radmacher M.D., Mrózek K., Bloomfield C.D.: MicroRNA expression in acute myeloid leukemia. Curr. Hematol. Malig. Rep., 2009; 4: 83-88
[PubMed]  

[39] Metzeler K.H., Hummel M., Bloomfield C.D., Spiekermann K., Braess J., Sauerland M.C., Heinecke A., Radmacher M., Marcucci G., Whitman S.P., Maharry K., Paschka P., Larson R.A., Berdel W.E., Büchner T., Wörmann B., Mansmann U., Hiddemann W., Bohlander S.K., Buske C.: An 86-probe-set gene-expression signature predicts survival in cytogenetically normal acute myeloid leukemia. Blood, 2008; 112: 4193-4201
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] Mrózek K., Baldus C.D., Marcucci G., Bloomfield C.D.: Acute myeloid leukemia prognostic factors: from cytogenetic to chip. Hematology, 2005; 1: 116-122

[41] Mrózek K., Bloomfield C.D.: Clinical significance of the most common chromosome translocations in adult acute myeloid leukemia. J. Natl. Cancer Inst. Monogr., 2008; 39: 52-57
[PubMed]  

[42] Mrózek K., Bloomfield C.D.: Chromosome aberrations, gene mutations and expression changes, and prognosis in adult acute myeloid leukemia. Hematology Am. Soc. Hematol. Educ. Program, 2006; 169-177
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Mrózek K., Heerema N.A., Bloomfield C.D.: Cytogenetics in acute leukemia. Blood Rev., 2004; 18: 115-136
[PubMed]  

[44] Mrózek K., Marcucci G., Paschka P., Bloomfield C.D.: Advances in molecular genetics and treatment of core-binding factor acute myeloid leukemia. Curr. Opin. Oncol., 2008; 20: 711-718
[PubMed]  

[45] Mrózek K., Marcucci G., Paschka P., Whitman S.P., Bloomfield C.D.: Clinical relevance of mutations and gene-expression changes in adult acute myeloid leukemia with normal cytogenetics: are we ready for a prognostically prioritized molecular classification? Blood, 2007; 109: 431-448
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Mrózek K., Prior T.W., Edwards C., Marcucci G., Carroll A.J., Snyder P.J., Koduru P.R., Theil K.S., Pettenati M.J., Archer K.J., Caligiuri M.A., Vardiman J.W., Kolitz J.E., Larson R.A., Bloomfield C.D.: Comparison of cytogenetic and molecular genetic detection of t(8;21) and inv(16) in a prospective series of adults with de novo acute myeloid leukemia: a Cancer and Leukemia Group B Study. J. Clin. Oncol., 2001; 19: 2482-2492
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Mrózek K., Radmacher M.D., Bloomfield C.D., Marcucci G.: Molecular signatures in acute myeloid leukemia. Curr. Opin. Hematol., 2009; 16: 64-69
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Myllykangas S., Böhling T., Knuutila S.: Specificity, selection and significance of gene amplifications in cancer. Semin. Cancer Biol., 2007; 17: 42-55
[PubMed]  

[49] Nilsson P.G., Brandt L., Mitelman F.: Prognostic implications of chromosome analysis in acute non-lymphocytic leukemia. Leukemia Res., 1977; 1: 31-34

[50] Pandolfi P.P.: Oncogenes and tumor suppressors in the molecular pathogenesis of acute promyelocytic leukemia. Hum. Mol. Genet., 2001; 10: 769-775
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Papenhausen P.R., Griffin S., Tepperberg J.: Oncogene amplification in transforming myelodysplasia. Exp. Mol. Pathol., 2005; 79: 168-175
[PubMed]  

[52] Paschka P., Marcucci G., Ruppert A.S., Whitman S.P., Mrózek K., Maharry K., Langer C., Baldus C.D., Zhao W., Powell B.L., Baer M.R., Carroll A.J., Caligiuri M.A., Kolitz J.E., Larson R.A., Bloomfield C.D.: Wilm’s tumor 1 gene mutations independently predict poor outcome in adults with cytogenetically normal acute myeloid leukemia: a Cancer and Leukemia Group B study. J. Clin. Oncol., 2008; 26: 4595-4602
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Reddy K.S., Parsons L., Mak L., Dighe P., Saphner T., Crow M.K., Scott M.: Segmental amplification of 11q23 region identified by fluorescence in situ hybridization in four patients with myeloid disorders: a review. Cancer Genet. Cytogenet., 2001; 126: 139-164
[PubMed]  

[54] Rodon N., Solé F., Espinet B., Salido M., Zamora L., Cigudosa J.C., Woessner S., Florensa L.: A new case of acute nonlymphocytic leukemia (French-American-British subtype M1) with double minutes and C-MYC amplification. Cancer Genet. Cytogenet., 2002; 132: 161-164
[PubMed]  

[55] Rücker F.G., Bullinger L., Schwaenen C., Lipka D.B., Wessendorf S., Fröhling S., Bentz M., Miller S., Scholl C., Schlenk R.F., Radlwimmer B., Kestler H.A., Pollack J.R., Lichter P., Döhner K., Döhner H.: Disclosure of candidate genes in acute myeloid leukemia with complex karyotypes using microarray-based molecular characterization. J. Clin. Oncol., 2006; 24: 3887-3894
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Schlenk R.F., Döhner K., Krauter J., Fröhling S., Corbacioglu A., Bullinger L., Habdank M., Späth D., Morgan M., Benner A., Schlegelberger B., Heil G., Ganser A., Döhner H., German-Austrian Acute Myleoid Leukemia Study Group: Mutations and treatment outcome in cytogenetically normal acute myeloid leukemia. N. Engl. J. Med., 2008; 358: 1909-1918
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[57] Shook D., Coustan-Smith E., Ribeiro R.C., Rubnitz J.E., Campana D.: Minimal residual disease quantitation in acute myeloid leukemia. Clin. Lymphoma Myeloma, 2009; 9 (Suppl. 3): S281-S285
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[58] Spiekermann K.: Biology of AML with a normal karyotype. Acute leukemias XL Prognostic factors and treatment strategies. Ann. Hematol., 2006; 85 (Suppl. 1): 107-110

[59] Stirewalt D.L., Kopecky K.J., Meshinchi S., Appelbaum F.R., Slovak M.L., Willman C.L., Radich J.P.: FLT3, RAS, and TP53 mutations in elderly patients with acute myeloid leukemia. Blood, 2001; 97: 3589-3595
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[60] Suela J., Alvarez S., Cigudosa J.C.: DNA profiling by arrayCGH in acute myeloid leukemia and myelodysplastic syndromes. Cytogenet. Genome Res., 2007; 118: 304-309
[PubMed]  

[61] Szczepanek J., Styczyński J., Haus O., Tretyn A., Wysocki M.: Postępy w kierunku molekularnej klasyfikacji nowotworów u dzieci. Postępy Hig. Med. Dośw., 2008; 62: 222-240
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[62] Taskesen E., Bullinger L., Corbacioglu A., Samders M.A., Erpelinck C.A., Wouters B.J., van der Poel-van de Luytgaarde S.C., Damm F., Krauter J., Ganser A., Schlenk R.F., Löwenberg B., Delwel R., Döhner H., Valk P.J., Döhner K.: Prognostic impact, concurrent genetic mutations, and gene expression features of AML with CEBPA mutations in a cohort of 1182 cytogenetically normal AML patients: further evidence for CEBPA double mutant AML as a distinctive disease entity. Blood, 2011; 117: 2469-2475
[PubMed]  

[63] Thiede C., Koch S., Creutzig E., Steudel C., Illmer T., Schaich M., Ehninger G.: Prevalence and prognostic impact of NPM1 mutations in 1485 adult patients with acute myeloid leukemia (AML). Blood, 2006; 107: 4011-4020
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[64] Tyybäkinoja A., Saarinen-Pihkala U., Elonen E., Knuutila S.: Amplified, lost, and fused genes in 11q23–>25 amplicon in acute myeloid leukemia, an array-CGH study. Genes Chromosomes Cancer, 2006; 45: 257-264
[PubMed]  

[65] Vardiman J.W., Thiele J., Arber D.A., Brunning R.D., Borowitz M.J., Porwit A., Harris N.L., Le Beau M.M., Hellström-Lindberg E., Tefferi A., Bloomfield C.D.: The 2008 revision of the World Health Organization (WHO) classification of myeloid neoplasms and acute leukemia: rationale and important changes. Blood, 2009; 114: 937-951
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] Wieser R., Scheideler M., Hackl H., Engelmann M., Schneckenleithner C., Hiden K., Papak C., Trajanoski Z., Sill H., Fonatsch C.: MicroRNAs in acute myeloid leukemia: expression patterns, correlations with genetic and clinical parameters, and prognostic significance. Genes Chromosomes Cancer, 2010; 49: 193-203
[PubMed]  

[67] Wolman S.R., Gundacker H., Appelbaum F.R., Slovak M.L.: Impact of trisomy 8 (+8) on clinical presentation, treatment response, and survival in acute myeloid leukemia: a Southwest Oncology Group study. Blood, 2002; 100: 29-35
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[68] Zhao N., Stoffel A., Wang P.W., Eisenbart J.D., Espinosa R. 3^rd, Larson R.A., Le Beau M.M.: Molecular delineation of the smallest commonly deleted region of chromosome 5 in malignant myeloid diseases to 1-1.5 Mb and preparation of a PAC-based physical map. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997; 94: 6948-6953
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Zmorzyński S., Karczmarek-Borowska B., Filip A.: Molekularne markery kancerogenezy wykorzystywane w diagnostyce i planowaniu terapii nowotworu gruczołu piersiowego. Współcz. Onkol., 2008, 12: 205-211
[Abstract]  

[70] Żmieńko A., Handschuh L., Góralski M., Figlerowicz M.: Zastosowanie mikromacierzy DNA w genomice strukturalnej i funkcjonalnej. Biotechnologia, 2008; 4: 39-53
[Full Text PDF]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text