Streszczenie

Krążące komórki nowotworowe (CTCs – circulating tumour cells) definiuje się jako krążące we krwi komórki, które pod względem profilu antygenowego lub genetycznego odpowiadają charak­terystyce określonego rodzaju nowotworu. Podejrzewa się, iż komórki te mają właściwości no­wotworowych komórek macierzystych. Dlatego też charakterystyka komórek CTCs we krwi ob­wodowej może mieć ogromne znaczenie dla współczesnej onkologii. W przypadku chorób we wczesnym stadium, komórki CTCs mogą pomóc w diagnostyce nowotworów złośliwych, oce­nie ryzyka przerzutów, a także rokowaniach. U chorych natomiast w zaawansowanym stadium choroby nowotworowej komórki CTCs mogą mieć znaczenie prognostyczne, a także usprawniać monitorowanie odpowiedzi na leczenie. W ostatnich latach, dzięki niezwykle czułym technikom molekularnym, możliwa stała się analiza krążących komórek nowotworowych z niewielkiej ilo­ści krwi obwodowej. Identyfikacja komórek CTCs w krążeniu oraz odróżnienie ich od komórek krwiotwórczych i prawidłowych komórek nabłonkowych może się odbywać na podstawie fizycz­nych i biologicznych właściwości, takich jak: wielkość i gęstość komórek oraz ekspresja specy­ficznych białek. Najpowszechniej stosowanymi metodami izolacji komórek CTCs są techniki im­munomagnetyczne. Spośród wielu testów, jedynym zaakceptowanym przez Amerykańską Agencję ds. Żywności i Leków (FDA – Food and Drug Administration) testem do użytku klinicznego jest CellSearch System (CSS).
Celem pracy jest przedstawienie wybranych metod izolacji krążących komórek nowotworowych z krwi obwodowej u pacjentów z rakiem prostaty, pęcherza i nerki.

Słowa kluczowe:krążące komórki nowotworowe • macierzyste komórki nowotworowe • układ moczowo-płciowy

Summary

Circulating tumor cells (CTCs) are cells circulating in the blood, which in terms of antigenic or genetic profile correspond to a particular type of cancer. It is suspected that CTCs possess pro­perties of cancer stem cells. Detection, quantification and characterization of CTCs in the pe­ripheral blood can be of great importance for modern oncology. In the case of early-stage dise­ase, CTCs may help in cancer detection, estimation of metastasis risk and treatment prognosis. In advanced cancer patients, CTCs may also have prognostic significance and may facilitate mo­nitoring response to treatment. Identification of CTCs in the circulation and their differentiation from hematopoietic cells and normal epithelial cells could be based on physical and biological properties such as size, density and expression of specific proteins. Immunomagnetic techniqu­es are the most commonly used methods of CTCs isolation. CellSearch System (CSS) is the only test for detecting CTCs in the peripheral blood approved by the Food and Drug Administration (FDA) for clinical use. The paper presents the characteristics of circulating tumor cell isolation methods and the results of studies concerning CTCs isolation in patients with prostate, bladder and kidney cancer.

Key words:circulating tumor cells • cancer stem cells • genitourinary cancer

Krążące komórki nowotworowe

Krążące komórki nowotworowe (CTCs – circulating tu­mour cells) definiuje się jako krążące we krwi komór­ki, które pod względem antygenowym lub genetycznym odpowiadają charakterystyce określonego rodzaju no­wotworu. Pochodzą one z guza pierwotnego lub miejsc przerzutów i we krwi obwodowej znajdują się w bardzo niewielkiej liczbie (1/10⁵-10⁷ komórek jednojądrzastych). Obecność komórek CTCs u pacjentów chorych na raka może świadczyć o agresywnym przebiegu pierwotnego nowotworu lub obecności mikroprzerzutów. Analiza ilo­ściowa i jakościowa komórek CTCs może dostarczyć in­formacji prognostycznych, pozwala monitorować od­powiedź na zastosowane leczenie oraz poznać biologię komórek nowotworowych odpowiedzialnych za tworze­nie przerzutów [17]. Komórki nowotworowe przedostają się do krążenia poprzez istniejące już naczynia lub przez nowo powstałe kapilary guza [19]. W procesie nazywa­nym „przejściem epitelialno-mezenchymalnym” (EMT – epithelial-mesenchymal transition), fenotyp komórek nowotworowych zmienia się, co ułatwia „ucieczkę” komó­rek z tkanki guza i przekształcenie ich w komórki inwa­zyjne [26,59,73,75]. Poprzez modyfikacje białek i zmia­ny na poziomie transkrypcji, komórki tracą polaryzację typową dla komórek nabłonkowych oraz zdolność przy­legania na korzyść nowej morfologii, ułatwiającej prze­mieszczanie się komórek. Ważnym etapem tego procesu jest częściowa lub całkowita utrata ekspresji E-kadheryny oraz innych swoistych markerów komórek nabłonkowych [73,75]. Inwazyjny potencjał komórek jest zwiększony m.in. przez ekspresję i aktywację różnych metaloprote­inaz oraz ciągłe współdziałanie z powierzchnią śródbłon­ka. Nabycie przez komórki nowotworowe cech charaktery­stycznych dla komórek mezenchymalnych umożliwia ich migrację z naczynia krwionośnego do środowiska nowej tkanki (tzw. ekstrawazacja) [73,75].

W komórkach CTCs zachodzi również odwrotny proces przejścia mezenchymalno-epitelialnego, który przywra­ca ich właściwości epitelialne, umożliwia adhezję do no­wego środowiska, a także powoduje tworzenie odległych przerzutów [73,75]. Podejrzewa się, iż ta swoista populacja komórek CTCs ma właściwości nowotworowych komórek macierzystych [54]. Na podstawie analizy komórek CTCs zidentyfikowanych u pacjentów z rakiem piersi, płuc i jelita grubego wykazano, iż większość tych komórek nie podle­gała podziałom komórkowym [46,57,58]. Stosowana obec­nie chemioterapia, działająca przede wszystkim na szybko dzielące się komórki, nie może mieć zatem wpływu na mię­dzypodziałowe stadium komórek CTCs. Prawdopodobnie istnieje również subpopulacja komórek CTCs, która nie jest zdolna do przejścia EMT. Komórki te również mogą być transportowane przez krew do odległych narządów, ale nie mają właściwości komórek macierzystych, zatem nie two­rzą przerzutów [54].

Nowe techniki identyfikacji stwarzają szansę odróżnienia stadium choroby ograniczonej do narządu (którą można wyleczyć chirurgicznie) od choroby rozsianej (którą można leczyć metodami systemowymi). Jednym z możliwych roz­wiązań jest śledzenie wędrówki komórek CTCs, odpowie­dzialnych za rozsiew choroby nowotworowej. W przypadku choroby rozsianej, komórki nowotworowe krążące w krwio­biegu powinny być jednym z celów leczenia. Samo usu­nięcie narządu, choć równie konieczne, nie jest zabiegiem wystarczającym do osiągnięcia sukcesu terapeutycznego. Leczenie radykalne pacjenta o niskim stopniu zaawanso­wania raka przeważnie skutkuje całkowitym wyleczeniem, gdyż jest niewielkie prawdopodobieństwo obecności ko­mórek nowotworowych w krwiobiegu. Zastosowanie na­tomiast takiego samego leczenia u pacjenta chorego na raka o wysokim stopniu zaawansowania miejscowego nie daje efektu terapeutycznego, bowiem komórki nowotwo­rowe krążą w krwiobiegu. Choroba, mimo niemożności zdiagnozowania przerzutów jest rozsiana [7,10,24,30,32,42,48,51,52,53,67]. Dlatego też ocena lub charakterysty­ka komórek CTCs może znacznie poprawić wyniki lecze­nia onkologicznego.

Macierzyste komórki nowotworowe

Komórki macierzyste klasyfikuje się w zależności od ich po­tencjału do podziału i różnicowania w inne komórki, tkanki, narządy czy wreszcie cały organizm. Totipotencjalne ko­mórki macierzyste mogą dać początek całemu organizmo­wi, pluripotencjalne mogą różnicować się w każdy typ ko­mórek (nie są w stanie wytworzyć łożyska, a tym samym i całego organizmu). Multipotencjalne komórki macierzy­ste różnicują się w komórki, na ogół pochodzące z jednego lista zarodkowego, a unipotencjalne tylko w jeden typ ko­mórek. Zarówno komórki multipotencjalne, jak i unipoten­cjalne izolowane są z tkanek organizmów dojrzałych, dlate­go też często określa się je wspólnie terminem „adult stem cells” [5]. Jednak sugeruje się obecność komórek o wła­ściwościach pluripotecjalnych w organizmach dojrzałych, a także neguje się przedstawiony wyżej hierarchiczny po­dział komórek macierzystych [31,63,82].

Niedawne badania dotyczące nowotworów hematologicz­nych i guzów litych sugerują, że w każdym typie nowo­tworu występuje niewielka populacja komórek, które zo­stały nazwane nowotworowymi komórkami macierzystymi CSCs (cancer stem cells) [22,29,43]. Nowotworowe ko­mórki macierzyste mają zdolność do samoodnowy, róż­nicowania i oporności wielolekowej na cytostatyki. Ich istnienie potwierdza to, iż niewielka liczba komórek no­wotworowych w obrębie nowotworu jest odpowiedzial­na za potencjał przerzutowy. Co więcej, komórki te mają swoisty profil markerów komórkowych oraz zdolność do odtworzenia w hodowli populacji komórek guza pierwot­nego [39]. Powstawanie CSCs jest wciąż niewyjaśnione. Jedna z teorii mówi, iż dojrzałe komórki macierzyste mogą zostać przekształcone w nowotwór podczas kolejnych eta­pów kancerogenezy [33,81].

Ważną rolę w procesie nowotworowym odgrywa środowi­sko tkankowe, w którym znajduje się guz, czyli tzw. nisza komórek macierzystych. Pojęcie niszy nie jest związane tylko z nowotworami, ale również ze wszystkimi komór­kami macierzystymi. Nisza komórki macierzystej oznacza przestrzeń, w której komórki macierzyste utrzymywane są w gotowości do podziałów komórkowych niezbędnych w utrzymaniu homeostazy [11]. W tkankach niezmienio­nych nowotworowo, komórki tworzące niszę dostarcza­ją sygnały komórkom macierzystym, umożliwiając ich samoodnowę. Wykazano, że brak odpowiednich sygna­łów może doprowadzić do szybkich podziałów komórek macierzystych i ich różnicowania. Zaburzenia homeosta­zy liczby i typu komórek budujących tkankę zwiększa­ją ryzyko kancerogenezy. W tym świetle znaczenie niszy w procesie nowotworzenia nie podlega żadnym wątpliwo­ściom. Nowotworowe komórki macierzyste przeniesione do nietypowej dla nich niszy nie tworzą guza. Jednak pra­widłowe komórki macierzyste umieszczone w niszy cha­rakterystycznej dla określonego nowotworu z czasem prze­kształcają się w nowotwór [12].

Odkrycie nowotworowych komórek macierzystych diame­tralnie zmieniło podejście badaczy do procesów nowotwo­rzenia i chemioterapii. Obecnie uważa się, że to komór­ki CSCs odpowiedzialne są za powstanie i rozrost tkanki zmienionej nowotworowo. Nowotworowe komórki macie­rzyste są oporne na większość schematów chemioterapii z powodu ich „uśpionej” natury. Prawdopodobnie dlatego też tradycyjnie stosowane chemioterapeutyki redukują je­dynie masę guza, pozwalając tym samym na nawrót cho­roby nowotworowej [34,38,64,72].

Wybrane metody izolacji krążących komórek nowotworowych

Metody izolacji opierające się o właściwości fizyko-chemiczne

Wykrywanie komórek CTCs wymaga wyjątkowo czułych i swoistych metod analitycznych. Identyfikacja komórek CTCs w krążeniu oraz ich odróżnienie od komórek krwio­twórczych i prawidłowych komórek nabłonkowych odby­wa się na podstawie fizycznych i biologicznych właściwo­ści, takich jak: wielkość, gęstość i ekspresja specyficznych białek. Metoda izolacji nabłonkowych komórek nowotwo­rowych na podstawie ich wielkości (ISET – isolation by size of epithelial tumor cells) pozwala na izolację komórek CTCs większych niż 8 µm [59,77]. Przeprowadzone do tej pory badania nie potwierdziły jednak hipotezy, iż wszyst­kie komórki CTCs są większe niż 8 µm [45]. Uważa się, że komórki guza mają mniejszą gęstość niż inne komór­ki w krążeniu, dlatego też istnieją komercyjnie dostępne metody (Ficoll-Hypaque; Lymphoprep, Nycomed Pharma, Norwegia, OncoQuick; Greiner Bio-One GmbH Niemcy) opierające proces izolacji na wirowaniu w gradiencie gę­stości [59]. Metody te nie są jednak wystarczająco czułe, a podczas procesu izolacji dochodzi do utraty wielu ko­mórek CTCs [4].

Izolacja immunomagnetyczna

Najpowszechniej stosowanymi metodami izolacji CTCs są techniki immunomagnetyczne, takie jak MACS Systems (Miltenyi Biotec, Bergisch Gladbach, Niemcy), RARE (StemCell Technologies, Vancouver, BC, Kanada) [40,45,59,68]. Metodami tymi można „wyłapać” komórki CTCs z krążenia dzięki specyficznym markerom powierzch­niowym. Niektóre z tych metod wykorzystują negatywną selekcję jednojądrowych komórek z użyciem przeciwciała anty-CD45, inne pozytywną selekcję opartą na identyfika­cji nabłonkowych markerów komórek guza przez przeciw­ciała monoklonalne [35]. Selekcja pozytywna przeprowa­dzana jest najczęściej z użyciem przeciwciał skierowanych przeciwko cząsteczce adhezyjnej komórek nabłonkowych EpCAM [56]. Metodom immunomagnetycznym brak jest jednak automatyzacji powtarzalnych procedur laborato­ryjnych, a oparcie procesu izolacji tylko na identyfikacji markerów powierzchniowych daje często fałszywie dodat­nie i ujemne wyniki.

Metody kombinowane

Ze względu na niewielką czułość i swoistość testów opar­tych o pojedynczą metodę detekcji opracowano metody kombinowane.

Jedna z nowszych technologii molekularnych AdnaTest (AdnaGen AG, Niemcy) łączy immunomagnetyczną se­lekcję komórek MUC1/HER2/EpCAM+ z identyfika­cją genetyczną komórek CTCs za pomocą panelu trój­genowego i RT-PCR (RT-PCR – Reverse Transcription Polymerase Chain Reaction). Wyselekcjonowane komór­ki CTCs poddawane są lizie w celu izolacji mRNA, które jest następnie analizowane pod względem markera HER2 (receptor ludzkiego naskórkowego czynnika wzrostu) i po­wierzchniowych glikoprotein MUC1 i GA733-2 za pomocą ilościowego RTqPCR. Ograniczeniem tej metody jest to, iż ekspresja HER2 występuje również na aktywowanych limfocytach T [3,20].

Wśród metod detekcji komórek CTCs należy wymienić także test EPISPOT (EPithelial ImmunoSPOT, Francja), który po wyeliminowaniu komórek CD45+, identyfikuje tylko żywe komórki [70]. Technika ta identyfikuje komórki CTCs na podstawie wydzielanych lub uwalnianych przez nie białek (rak piersi – CK19, MUC1, Cath-D, jelito grube – CK19, prostata – PSA, tarczyca – tyreoglobulina) w cią­gu 48-godzinnej hodowli in vitro [1,55]. Ograniczeniem tej metody jest trudność uzyskania dużej liczby komórek oraz ich hodowla in vitro, a także niewystarczająca powta­rzalność wyników. Metoda ta jest weryfikowana w badaniu klinicznym u pacjentów z miejscowym rakiem prostaty.

Inną metodą izolacji komórek jest metoda CAM (Collagen Adhesion Matrix, Vita-Assay^™, Vitatex Inc., Stony Brook, NY, USA) identyfikująca komórki CTCs na podstawie ich inwazyjnych właściwości in vitro [37]. Czułość tej meto­dy nie została do tej pory potwierdzona w badaniach na dużą skalę.

Najnowszą opisaną metodą izolacji jest platforma mikro­przepływowa CTC-chip opracowana w Massachusetts General Hospital Center for Engineering in Medicine. W metodzie tej krew przepływa przez płytkę z mikro­słupkami pokrytymi przeciwciałami anty-EpCAM. Płytka z komórkami nowotworowymi jest następnie wybarwia­na i analizowana z pomocą mikroskopu fluorescencyjne­go [47]. Metoda ta nie jest jednak dostępna komercyjnie.

Jedynym testem zaakceptowanym przez FDA do zastoso­wania klinicznego jest CellSearch System CSS (Veridex, USA). W metodzie tej komórki CTCs wychwytywane są przez kulki magnetyczne pokryte przeciwciałem anty-Ep­CAM. Wychwycone komórki nabłonkowe są znakowane za pomocą przeciwciała przeciwko cytokeratynom (CK): 8, 18, 19. Przeciwciało anty-CD45 znakuje natomiast limfocyty, a jądra komórkowe wybarwiane są DAPI (4′,6-diamidy­no-2-fenyloindol). Liczba komórkek CK+/DAPI+/CD45- oceniana jest z użyciem czterokolorowego półautomatycz­nego mikroskopu fluorescencyjnego CellTracks Analyzer II (Immunicon, USA) [49,62]. System CellSearch pozwala na dokładne określenie liczby komórek CTCs w próbce krwi do 72 h od czasu pobrania (swoistość równa jest 99,99% dla poziomu CTCs >=5). Zaletą tej metody jest też to, iż wy­izolowane komórki zachowują swoją strukturę i mogą być poddane dalszej analizie. Ponadto metoda ta została po­myślnie oceniona w wielu dużych badaniach klinicznych. Badając te same próbki w różnych ośrodkach uzyskano wysoką powtarzalność wyników. Mimo wielu zalet me­toda ta jest droga i pozwala tylko na identyfikację komó­rek CTCs wykazujących ekspresję białka EpCAM, która może zostać obniżona podczas przejścia EMT. System ten został po raz pierwszy zastosowany przez Allarda i wsp., którzy przeanalizowali 900 próbek krwi pochodzących od pacjentów z różnymi nowotworami przerzutowymi [2]. Technika ta okazała się dokładna, a wyniki powtarzalne. Dwie lub więcej komórek CTCs w 7,5 ml krwi zidentyfi­kowano u 57% pacjentów z rakiem prostaty, 37% pacjen­tek z rakiem piersi i 30% pacjentów z rakiem jelita gru­bego. W wielu badaniach z użyciem systemu CellSearch, obecność komórek CTCs zapewniła wiarygodną ocenę progresji choroby oraz czasu przeżycia pacjenta znacznie wcześniej niż tradycyjne metody obrazowe [13,14,16]. Co więcej, liczba komórek CTCs korelowała ze stadium guza [55,69] i była wyższa u pacjentów z większą liczbą miejsc przerzutów [21]. W badaniach, które przeprowadzono przed rozpoczęciem leczenia, liczba komórek CTCs większa niż 2-5 CTCs/7,5 ml krwi wiązała się z gorszym rokowaniem i progresją choroby [14,44,69].

Izolacja komórek CTCs umożliwia ich molekularną ana­lizę rzucając nowe spojrzenie na biologię komórek nowo­tworowych. Komórki CTCs mogą być charakteryzowane na poziomie DNA, RNA i białek. Charakterystyka ta jest szczególnie ważna w identyfikacji celu terapeutycznego, który mógłby być użyty do eliminacji potencjalnych komó­rek prekursorowych wywołujących przerzuty. W analizie komórek CTCs zastosowanie znalazły m.in. takie metody molekularne, jak FISH (Fluorescent in situ Hybridization), CGH (Comparative Genomic Hybridization) czy immu­nobarwienie oraz RT-PCR [54].

Krążące komórki nowotworowe w raku pęcherza

Leczenie operacyjne chorych z rakiem pęcherza sposobem radyklanej cystektomii obarczone jest niebezpieczeństwem zakwalifikowania do tego zabiegu pacjenta z chorobą roz­sianą. Metody diagnostyczne pozwalające na prawidłową ocenę rozsiewu nowotworu są zbyt niskiej czułości i spe­cyficzności. To powoduje, iż do leczenia, które ma być z założenia radykalne, czyli uwolnić pacjenta od choroby nowotworowej, kwalifikowani są chorzy z dużą liczbą krą­żących komórek nowotworowych na etapie, w którym nie można ich wykryć metodami klasycznej radiologii. Celem poprawienia tej diagnostyki stosowano próby pooperacyj­nej oceny mikroprzerzutów w węzłach chłonnych. Metoda ta daje jednak pozytywne wyniki jedynie wówczas, gdy w węźle znajduje się powyżej 50000 komórek nowotwo­rowych. Wydaje się, że nawet taka metoda jest zbyt mało dokładna, aby zaproponować pacjentowi leczenie radykal­ne. Jednym z rozwiązań jest możliwość zastosowania po­zytonowej tomografii emisyjnej (PET) przed planowaną operacją, jednak i ta metoda oceny ryzyka rozsiewu nie ma wystarczającej swoistości.

Metody izolacji komórek CTCs u pacjentów z rakiem pę­cherza nie są powszechnie stosowane w praktyce klinicz­nej z powodu braku standaryzacji przygotowywania pró­bek, a także ich analizy. Na uwagę zasługuje to, iż komórki CTCs raka pęcherza nie zostały zidentyfikowane w krąże­niu zdrowych osób. W związku z tym detekcja tych ko­mórek we krwi pacjenta może sugerować ryzyko odle­głych przerzutów [50]. W 1999 r. Kaneda i wsp. po raz pierwszy odnotowali obecność komórek CTCs używając nested RT-PCR – metody stosowanej, gdy dysponuje się niewielką liczbą matryc DNA [28]. Gazzangia i wsp. [23] identyfikację komórek CTCs oparli na ekspresji recepto­ra endotelialnego czynnika wzrostu EGFR, którą porów­nali z ekspresją CK20 i CK19 za pomocą RT-PCR i ana­lizy Southern blot. Badanie to wskazało, że identyfikacja komórek CTCs z krwi na podstawie ekspresji cytokeratyn jest trudna z powodu fałszywie dodatnich wyników u zdro­wych osób. W innym badaniu wykorzystującym techniki immunohistochemiczne, użycie przeciwciał anty-CK8, 18, 19 pozwoliło zidentyfikować epitelialne komórki w prób­kach krwi u 32 pacjentów z rakiem przejściowokomórko­wym (TCC – transitional cell carcinoma). Autorzy nie mo­gli jednak ocenić stadium choroby [76]. Naoe i wsp. [49] natomiast jako pierwsi przeanalizowali próbki krwi od pa­cjentów z rakiem pęcherza na obecność komórek CTCs uży­wając CellSearch. Badano pacjentów z przerzutowym ra­kiem urotelium. Komórki CTCs zidentyfikowano u 57,1% chorych. Nie odnotowano tej populacji komórek u pacjen­tów z nieprzerzutowym nowotworem. W podobnym ba­daniu komórki CTCs zidentyfikowano u 44% pacjentów, z czego większość miała ich więcej niż 5 [21]. Kolejne ba­danie przeprowadzili Rink i wsp. [66]: u 30% pacjentów z rakiem pęcherza bez potwierdzonych przerzutów ziden­tyfikowano komórki CTCs.

Krążące komórki nowotworowe w raku prostaty

Powodzenie radykalnego leczenia chorych na raka ster­cza, czy to metodą operacyjną czy też za pomocą radiote­rapii zależy od właściwego zakwalifikowania pacjenta do leczenia. Jednym z głównych elementów właściwej kwa­lifikacji jest wykluczenie rozsiewu choroby nowotworowej u pacjentów mających być leczonymi radykalnie. Obecne metody diagnostyczne, zarówno MRI, jak i scyntygrafia nie pozwalają na wystarczająco dokładną analizę potencjal­nych ognisk przerzutowych. Pacjent zagrożony rozsiewem nowotworu nie nadaje się do leczenia radykalnego meto­dami klasycznej chirurgii lub radioterapii. Istnieje jednak możliwość włączenia terapii systemowej u takich pacjen­tów, którzy rokują długie przeżycie [18].

Rak prostaty jest szczególnie dokładnie analizowany pod względem obecności komórek CTCs z powodu znanych swoistych dla niego genów (np. PSA i PSMA antygen bło­nowy swoisty dla prostaty) [35]. De Bono i wsp. [16] ba­dali, czy liczba komórek CTCs przed i po leczeniu cyto­toksycznym może prognozować całkowity okres przeżycia. To wieloośrodkowe badanie wykazało, że liczba komórek CTCs mierzona w różnych odstępach czasu po zastosowa­nym leczeniu jest najlepszym niezależnym wskaźnikiem całkowitego czasu przeżycia u pacjentów z przerzutowym, opornym na kastrację rakiem prostaty. Danila i wsp. [15] ocenili liczbę komórek CTCs u pacjentów z progresyjnym przerzutowym rakiem prostaty opornym na kastrację, któ­rzy byli poddani hormonalnym i cytotoksycznym terapiom. Przeanalizowano zwłaszcza związek między liczbą komó­rek CTCs, a drogą przerzutów razem z innymi wskaźnika­mi postępu choroby, takimi jak: poziom PSA czy rozsiew do kości. Wykazano, iż pacjenci z obecnymi przerzutami do kości mieli więcej komórek CTCs we krwi. Moreno i wsp. za pomocą technik immmunomagnetycznych wy­kazali, że 23/37 pacjentów z chorobą przerzutową miało 5 lub więcej komórek CTCs na 7,5 ml krwi. Średni okres przeżycia dla tych chorych wynosił mniej niż 1 rok i był o dwa razy krótszy niż dla pacjentów, u których liczba ko­mórek CTCs była mniejsza niż 5/7,5 ml krwi. U pacjen­tów z liczbą komórek CTCs mniejszą niż 5, średni okres przeżycia wynosił >4 lata [44].

Krążące komórki nowotworowe w raku nerki

Leczenie niezaawansowanych postaci raka nerki, gdy guz nowotworowy nie przekracza 7 cm i jest ograniczony do narządu nie sprawia trudności diagnostycznych i leczni­czych, gdyż w tej fazie choroby nie występuje rozsiew, a je­żeli występuje to bardzo rzadko i na ogół można go zdia­gnozować na etapie przedoperacyjnym. Problematyczne jest leczenie skojarzone zaawansowanych raków nerki. W tym przypadku trudno podjąć decyzję którego pacjen­ta poddać leczeniu chirurgicznemu i systemowemu tak, aby decyzje były trafne.

Dotąd nie przeprowadzono wielu badań dotyczących iden­tyfikacji i charakterystyki komórek CTCs u pacjentów z ra­kiem nerki. Bluemke i wsp. [6] przeanalizowali 233 próbki krwi obwodowej pochodzące od 154 pacjentów z rakiem nerki. Większość próbek była pobrana przed usunięciem guza. Komórki CTCs zidentyfikowano u 53% pacjentów. Jednak ich obecność nie korelowała z rozmiarem i stadium guza. Autorzy wykazali natomiast znaczącą korelację mię­dzy detekcją komórek CTCs, a stopniem zajęcia węzłów chłonnych. Dwa inne badania wskazały również na obec­ność komórek CTCs u 47 i 49% pacjentów z rakiem nerki [25,41]. W tych badaniach również nie dostrzeżono korelacji między obecnością komórek CTCs, a rozmiarem i stadium guza. Podobnie było w badaniach Shimazui i wsp. [71], którzy zidentyfikowali komórki CTCs u 45% pacjentów.

Macierzyste krążące komórki nowotworowe

Najnowsze badania wskazują, iż guz rozwija się z nie­wielkiej subpopulacji komórek macierzystych lub komó­rek inicjujących guza. Zaproponowano zatem hipotezę, że komórki CTCs inicjujące przerzuty odległe mogą być również komórkami macierzystymi [78]. Niektóre właści­wości CTCs są zgodne z fenotypem komórek macierzy­stych, co może wyjaśniać ich oporność na chemioterapię. Zjawisko to zaobserwowano w kilku badaniach klinicznych [8,46,65,79]. Yang i wsp. [80] jako pierwsi zidentyfikowa­li krążące macierzyste komórki nowotworowe u pacjentów z rakiem wątroby używając markera CD90 (marker ma­cierzystych/progenitorowych komórek). Komórki CD45-/CD90+ były obecne w próbkach pobranych od 90% pa­cjentów, ale nie od zdrowych osób i pacjentów z marsko­ścią wątroby. Znacząca, pozytywna korelacja była między liczbą komórek CD45-/CD90+ w tkance guza i próbkach krwi. Wyizolowane komórki CD90+ generowały powsta­wanie guzków nowotworowych u myszy z obniżoną od­pornością. Lutsberg i wsp. [36] stosując metodę izolacji zaprezentowaną przez Yanga i wsp. [80] dokonali próby izolacji krążących komórek nowotworowych wykazują­cych ekspresję (markerów mezenchymalnych komórek ma­cierzystych) z próbek krwi pacjentek ze zlokalizowanym lub rozsianym rakiem piersi. Autorzy wyizolowali komór­ki CTCs zarówno z próbek od pacjentek ze zlokalizowa­nym, jak i przerzutowym rakiem piersi. Wszystkie wyizo­lowane komórki wykazywały ekspresję wimentyny i były CD44+ lub/i EFGR+ [36]. Ostatnie doniesienia wskazu­ją, że subpopulacja komórek CTCs u pacjentów z przerzu­towym rakiem piersi wykazuje fenotyp progenitorowych komórek macierzystych [74]. Dowiedziono, iż większość komórek pacjentów z zaawansowaną chorobą wykazywa­ła fenotyp CK+/CD44+/CD24-/low, podczas gdy u innej grupy pacjentek zidentyfikowano komórki CTCs o fenoty­pie ALDH1high/CD24-/low. Fenotypy te świadczą o ma­cierzystości wyizolowanych komórek oraz ich zwiększo­nym potencjale do nowotworzenia.

Badania dotyczące charakterystyki komórek CTCs są nowa­torskie. Konieczna jest dalsza, precyzyjna analiza moleku­larna definiująca wpływ tych komórek na kancerogenezę.

Podsumowanie

Identyfikacja i monitorowanie krążących komórek nowo­tworowych we krwi obwodowej może stanowić nieinwa­zyjne narzędzie w diagnostyce chorób nowotworowych.

Analiza tych komórek na poziomie molekularnym być może w przyszłości umożliwi także indywidualny dobór terapii dla pacjenta.

Dostępne wyniki badań są bardzo zachęcające. Jednakże w celu oszacowania realnej możliwości zastosowania ko­mórek CTCs w praktyce klinicznej konieczne są badania wieloośrodkowe obejmujące przede wszystkim standary­zację procedur ich identyfikacji.

PIŚMIENNICTWO

[1] Alix-Panabieres C., Vendrell J.P., Slijper M., Pelle O., Barbotte E., Mercier G., Jacot W., Fabbro M., Pantel K.: Full-length cytokeratin-19 is released by human tumor cells: a potential role in metastatic progression of breast cancer. Breast Cancer Res., 2009; 11: R39
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Allard W.J., Matera J., Miller M.C., Repollet M., Connelly M.C., Rao C., Tibbe A.G., Uhr J.W., Terstappen L.W.: Tumor cells circulate in the peripheral blood of all major carcinomas but not in healthy subjects or patients with nonmalignant diseases. Clin. Cancer Res., 2004; 10: 6897-6904
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Alunni-Fabbroni M., Sandri M.T.: Circulating tumour cells in clinical practice: Methods of detection and possible characterization. Methods, 2010; 50: 289-297
[PubMed]  

[4] Balic M., Dandachi N., Hofmann G., Samonigg H., Loibner H., Obwaller A., van der Kooi A., Tibbe A.G., Doyle G.V., Terstappen L.W., Bauernhofer T.: Comparison of two methods for enumerating circulating tumor cells in carcinoma patients. Cytometry B Clin. Cytom., 2005; 68: 25-30
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Becker C., Jakse G.: Stem cells for regeneration of urological structures. Eur. Urol., 2007; 51: 1217-1228
[PubMed]  

[6] Bluemke K., Bilkenroth U., Meye A., Fuessel S., Lautenschlaeger C., Goebel S., Melchior A., Heynemann H., Fornara P., Taubert H.: Detection of circulating tumor cells in peripheral blood patients with renal cell carcinoma correlates with prognosis. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev., 2009; 18: 2190-2194
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Boorjian S.A., Thompson R.H., Siddiqui S., Bagniewski S., Bergstralh E.J., Karnes R.J., Frank I., Blute M.L.: Long-term outcome after radical prostatectomy for patients with lymph node positive prostate cancer in the prostate specific antigen era. J. Urol., 2007; 178: 864-870
[PubMed]  

[8] Braun S., Kentenich C., Janni W., Hepp F., de Waal J., Willgeroth F., Sommer H., Pantel K.: Lack of effect of adjuvant chemotherapy on the elimination of single dormant tumor cells in bone marrow of high-risk breast cancer patients. J. Clin. Oncol., 2000; 18: 80-86
[PubMed]  

[9] Bussolati B., Bruno S., Grange C., Ferrando U., Camussi G.: Identification of a tumor-initiating stem cell population in human renal carcinomas. FASEB J., 2008; 22: 3696-3705
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Cheng L., Zincke H., Blute M.L., Bergstralh E.J., Scherer B., Bostwick D.G.: Risk of prostate carcinoma death in patients with lymph node metastasis. Cancer, 2001; 91: 66-73
[PubMed]  

[11] Chunmeng S., Tianmin C., Yongping S., Xinze R., Yue M., Jifu Q., Shufen L., Hui X., Chengji L.: Effects of dermal multipotent cell transplantation on skin wound healing. J. Surg. Res., 2004; 121: 13-19
[PubMed]  

[12] Clarke M.F., Becker M.W.: Stem cells: the real culprits in cancer? Sci. Am., 2006; 295: 52-59
[PubMed]  

[13] Cohen S.J., Punt C.J., Iannotti N., Saidman B.H., Sabbath K.D., Gabrail N.Y., Picus J., Morse M., Mitchell E., Miller M.C., Doyle G.V., Tissing H., Terstappen L.W.M., Meropol N.J.: Relationship of circulating tumor cells to tumor response, progression-free survival, and overall survival in patients with metastatic colorectal cancer. J. Clin. Oncol., 2008; 26: 3213-3221
[PubMed]  

[14] Cristofanilli M., Budd G.T., Ellis M.J., Stopeck A., Matera J., Miller M.C., Reuben J.M., Doyle G.V., Allard W.J., Terstappen L.W., Hayes D.F.: Circulating tumor cells, disease progression, and survival in metastatic breast cancer. N. Engl. J. Med., 2004, 351: 781-791
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Danila D.C., Heller G., Gignac G.A., Gonzalez-Espinoza R., Anand A., Tanaka E., Lilja H., Schwartz L., Larson S., Fleisher M., Scher H.I.: Circulating tumor cell number and prognosis in progressive castration-resistant prostate cancer. Clin. Cancer Res., 2007, 13: 7053-7058
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] de Bono J.S., Scher H.I., Montgomery R.B., Parker C., Miller M.C., Tissing H., Doyle G.V., Terstappen L.W.W., Pienta K.J., Raghavan D.: Circulating tumor cells predict survival benefit from treatment in metastatic castration-resistant prostate cancer, Clin. Cancer Res., 2008, 14: 6302-6309
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Dotan E., Coehn S.J., Alpaugh K.R., Meropol N.J.: Circulating tumor cells: evolving evidence and future challenges. Oncologist, 2009; 14: 1070-1082
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Drewa T, Styczynski J.: Can conception of prostate cancer stem cells influence treatment dedicated to patients with disseminated disease? Med. Hypotheses, 2008; 71: 694-699
[PubMed]  

[19] Elshimali Y.I., Grody W.W.: The clinical significance of circulating tumor cells in the peripheral blood. Diagn. Mol. Pathol., 2006; 15: 187-194
[PubMed]  

[20] Fehm T. Hoffmann O., Aktas B., Becker S., Solomayer E.F., Wallwiener D., Kimming R., Kasimir-Bauer S.: Detection and characterization of circulating tumor cells in blood of primary breast cancer patients by RT-PCR and comparison to status of bone marrow disseminated cells. Breast Cancer Res., 2009; 11: R59
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Gallagher D.J., Milowsky M.I., Ishill N., Trout A., Boyle M.G., Riches J., Fleisher M., Bajorin D.F.: Detection of circulating tumor cells in patient with urothelial cancer. Ann. Oncol., 2009; 20: 305-308
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Gao J. X.: Cancer stem cells: the lessons from precancerous stem cells. J. Cell. Mol. Med., 2008; 12: 67-96
[PubMed]  

[23] Gazzaniga P., Gradilone A., Frati L., Agliano A.M.: Epidermal growth factor receptor mRNA expression in peripheral blood of bladder cancer patients: a potential marker to detect treatment failure. Clin. Cancer Res., 2001; 7: 4288-4299
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Gjertson C.K., Asher K.P., Sclar J.D., Goluboff E.T., Olsson C.A., Benson M.C., McKiernan J.M.Gjertson C.K., Asher K.P., Sclar J.D., Goluboff E.T., Olsson C.A., Benson M.C., McKiernan J.M.c: Local control and long-term disease-free survival for stage D1 (T2-T4N1-N2M0) prostate cancer after radical prostatectomy in the PSA era. Urology, 2007; 70: 723-727
[PubMed]  

[25] Hioki T., Sugimura Y.: Detection of circulating cancer cells by nested reverse transcription-polymerase chain reaction of cytokeratin-19 in patients with renal cell carcinoma. Hinyokika Kiyo, 1999; 45: 577-581
[PubMed]  

[26] Hugo H., Ackland M.L., Blick T., Lawrence M.G., Clements J.A., Williams E.D.S., Thompsonet E.W.: Epithelial-mesenchymal and mesenchymal-epithelial transitions in carcinoma progression. J. Cell. Physiol., 2007; 213: 374-383
[PubMed]  

[27] Hurt E.M., Kawasaki B.T., Klarmann G.J., Thomas S.B., Farrar W.L.: CD44+ CD24(-) prostate cells are early cancer progenitor/stem cells that provide a model for patients with poor prognosis. Br. J. Cancer., 2008; 98: 756-765
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Kaneda T., Hoshi S., Mao H., Takahashi T., Suzuki K., Sato M., Orikasa S.: Detection of urogenital malignant cells in the peripheral blood by nested RT-PCR using keratin 19 mRNA. Nippon Hinyokika Gakkai Zasshi, 1998; 89: 33-42
[PubMed]  

[29] Kelly K., Yin J.J.: Prostate cancer and metastasis initiating stem cells. Cell. Res., 2008; 18: 528-537
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Kroepfl D., Loewen H., Roggenbuck U., Musch M., Klevecka V.: Disease progression and survival in patients with prostate carcinoma and positive lymph nodes after radical retropubic prostatectomy. BJU Int., 2006; 97: 985-991
[PubMed]  

[31] Kucia M., Reca R., Campbell F.R., Zuba-Surma E., Majka M., Ratajczak J., Ratajczak M.Z.: A population of very small embryonic-like (VSEL) CXCR4(+)SSEA-1(+)Oct-4+ stem cells identified in adult bone marrow. Leukemia, 2006; 20: 857-869
[PubMed]  

[32] Kumar S., Shelley M., Harrison C., Coles B., Wilt T.J., Mason M.D.: Neo-adjuvant and adjuvant hormone therapy for localised and locally advanced prostate cancer. Cochrane Database Syst. Rev., 2006; 4: CD006019
[PubMed]  

[33] Liang Y., Zhong Z., Huang Y., Deng W., Cao J., Tsao G., Liu Q., Pei D., Kang T., Zeng Y.X.: Stem-like cancer cells are inducible by increasing genomic instability in cancer cells. J. Biol. Chem., 2010; 285: 4931-4940
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Lin T.L., Fu C., Sakamoto K.M.: Cancer stem cells: the root of the problem. Pediatr. Res., 2007; 62: 239
[PubMed]  

[35] Loberg R.D., Fridman Y., Pienta B.A., Keller E.T., McCauley L.K., Taichman R.S., Pienta K.J.: Detection and isolation of circulating tumor cells in urologic cancers: a review. Neoplasia, 2004; 6: 302-309
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Lootsberg M.B., Balasubramanian P., Lang J., Chalmers K., Shapiro C.L.: Isolation of circulating tumor cells witch mesenchymal and stem cell markers in localized and metastatic breast cancer using a novel negative selection enrichment. AACR 101st Annual Meeting, 17-21.04.2010, Washington, opublikowany w Cancer Research, 2010; 70

[37] Lu J., Fan T., Zhao Q., Zeng W., Zaslavsky E., Chen J.J., Frohman M.A., Golightly M.G., Madajewicz S., Chen W.T.: Isolation of circulating epithelial and tumor progenitor cells with an invasive phenotype from breast cancer patients. Int. J. Cancer., 2010; 126: 669-683
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Maitland N.J., Collins A.T.: Prostate cancer stem cells: a new target for therapy. J. Clin. Oncol. 2008; 26: 2862-2870
[PubMed]  

[39] Marotta L.L., Polyak K.: Cancer stem cells: a model in the making. Curr. Opin. Genet. Dev., 2009; 19: 44-50
[PubMed]  

[40] Martin V.M., Siewert C., Scharl A., Harms T., Heinze R., Ohl S., Radbruch A., Miltenyi S., Schmitz J.: Immunomagnetic enrichment of disseminated epithelial tumor cells from peripheral blood by MACS. Exp. Hematol., 1998; 26: 252-264
[PubMed]  

[41] McKiernan J.M., Buttyan R., Bander N.H., de la Taille A., Stifelman M.D., Emanuel E.R., Bagiella E., Rubin M.A., Katz A.E., Olsson C.A., Sawczuk I.S.: The detection of renal carcinoma cells in the peripheral blood with an enhanced reverse transcriptase-polymerase chain reaction assay for MN/CA9. Cancer, 1999; 86: 492-497
[PubMed]  

[42] Messing E.M., Manola J., Yao J., Kiernan M., Crawford D., Wilding G., di’SantAgnese P.A., Trump D., Eastern Cooperative Oncology Group study EST 3886.: Immediate versus deferred androgen deprivation treatment in patients with node-positive prostate cancer after radical prostatectomy and pelvic lymphadenectomy. Lancet Oncol., 2006; 7: 472-479
[PubMed]  

[43] Mizrak D., Brittan M., Alison M.: CD133: molecule of the moment. J. Pathol., 2008; 214: 3-9
[PubMed]  

[44] Moreno J.G., Miller M.C., Gross S., Allard W.J., Gomella L.G., Terstappen L.W.: Circulating tumor cells predict survival in patients with metastatic prostate cancer. Urology, 2005; 65: 713-718
[PubMed]  

[45] Mostert B., Sleijfer S., Foekens J.A., Gratama J.W.: Circulating tumor cells (CTCs): Detection methods and their clinical relevance in breast cancer. Cancer Treat. Rev., 2009; 35: 463-474
[PubMed]  

[46] Muller V., Stahmann N., Riethdorf S., Rau T., Zabel T., Goetz A., Janicke F., Pantel K.: Circulating tumor cells in breast cancer: correlation to bone marrow micrometastases, heterogeneous response to systemic therapy and low proliferative activity. Clin. Cancer Res., 2005; 11: 3678-3685
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Nagrath S., Sequist L.V., Maheswaran S., Bell D.W., Irimia D., Ulkus L., Smith M.R., Kwak E.L., Digumarthy S., Muzikansky A., Ryan P., Balis U.J., Tompkins R.G., Haber D.A., Toner M.: Isolation of rare circulating tumour cells in cancer patients by microchip technology. Nature, 2007; 450: 1235-1239
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Nair B., Wilt T., MacDonald R., Rutks I.: Early versus deferred androgen suppression in the treatment of advanced prostatic cancer. Cochrane Database Syst. Rev., 2002; 1: CD003506
[PubMed]  

[49] Naoe M., Ogawa Y., Morita J., Omori K., Takeshita K., Shichijyo T., Okumura T., Igarashi A., Yanaihara A., Iwamoto S., Fukaqai T., Miyazaki A., Yoshida H.: Detection of circulating urothelial cancer cells in the blood using the CellSearch System. Cancer, 2007; 109: 1439-1445
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Nezos A., Pissimisis N., Lembessis P., Sourla A., Dimopoulos P., Tzelepis K., Koutsilieris M.: Detection of circulating tumor cells in bladder cancer patients. Cancer Treat. Rev., 2009; 35: 272-279
[PubMed]  

[51] Nilsson S., Norlén B.J., Widmark A.: A systematic overview of radiation therapy effects in prostate cancer. Acta. Oncol., 2004; 43: 316-381
[PubMed]  

[52] Palapattu G.S., Allaf M.E., Trock B.J., Epstein J.I., Walsh P.C.: Prostate specific antigen progression in men with lymph node metastases following radical prostatectomy: results of long-term followup. J. Urol., 2004; 172: 1860-1864
[PubMed]  

[53] Palisaar R.J., Noldus J.: The role of surgery in locally advanced prostate cancer. Urologe A, 2008; 47: 1417-1423
[PubMed]  

[54] Pantel K., Alix-Panabieres C.: Circulating tumour cells in cancer patients: challenges and perspectives. Trends Mol. Med., 2010; 16: 398-406
[PubMed]  

[55] Pantel K., Alix-Panabieres C., Riethdorf S.: Cancer micrometastases. Nat. Rev. Clin. Oncol., 2009; 6: 339-351
[PubMed]  

[56] Pantel K., Brakenhoff R.H., Brandt B.: Detection, clinical relevance and specific biological properties of disseminating tumour cells. Nat. Rev. Cancer., 2008; 8: 329-340
[PubMed]  

[57] Pantel K., Izbicki J.R., Angstwurm M., Braun S., Passlick B., Karg O., Thetter O., Riethmuller G.: Immunocytological detection of bone marrow micrometastasis in operable non-small cell lung cancer. Cancer Res., 1993; 53: 1027-1031
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[58] Pantel K., Schlimok G., Braun S., Kutter D., Lindemann F., Schaller G., Funke I., Izbicki J.R., Riethmuller G.: Differential expression of proliferation-associated molecules in individual micrometastatic carcinoma cells. J. Natl. Cancer Inst., 1993; 85: 1419-1424
[PubMed]  

[59] Paterlini-Brechot P., Benali N.L.: Circulating tumor cells (CTC) detection: clinical impact and future directions. Cancer Lett., 2007; 253: 180-204
[PubMed]  

[60] Patrawala L., Calhoun T., Schneider-Broussard R., Li H., Bhatia B., Tang S., Reilly J.G., Chandra D., Zhou J., Claypool K., Coghlan L., Tang D.G.: Highly purified CD44+ prostate cancer cells from xenograft human tumors are enriched in tumorigenic and metastatic progenitor cells. Oncogene, 2006; 25: 1696-1708
[PubMed]  

[61] Plotkin M.D., Goligorsky M.S.: Mesenchymal cells from adult kidney support angiogenesis and differentiate into multiple interstitial cell types including erythropoietin-producing fibroblasts. Am. J. Physiol. Renal. Physiol., 2006; 291: F902-F912
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[62] Racila E., Euhus D., Weiss A.J., Rao C., McConnell J., Terstappen L.W., Uhr J.W.: Detection and characterization of carcinoma cells in the blood. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998; 95: 4589-4594
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[63] Ratajczak M.Z., Machalinski B., Wojakowski W., Ratajczak J., Kucia M.: A hypothesis for an embryonic origin of pluripotent Oct-4(+) stem cells in adult bone marrow and other tissues. Leukemia, 2007; 21: 860-867
[PubMed]  

[64] Reya T., Morrison S.J., Clarke M.F., Weissman I.L.: Stem cells, cancer, and cancer stem cells. Nature, 2001; 414: 105-111
[PubMed]  

[65] Riethdorf S., Muller V., Zhang L., Rau T., Loibl S., Komor M., Roller M., Huober J., Fehm T., Schrader I., Hilfrich J., Holms F., Tesch H., Eidtmann H., Untch M., von Minckwitz G., Pantel K.: Detection and HER2 expression of circulating tumor cells: prospective monitoring in breast cancer patients treated in the Neoadjuvant GeparQuattro Trial. Clin. Cancer. Res., 2010; 16: 2634-2645
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] Rink M., Chun F.K.H., Minner S., Friedrich M., Mauermann O., Heinzer H., Hauland H., Fisch M., Pantel K., Riethdorf S.: Detection of circulating tumor cells in peripheral blood of patients with advanced non-metastatic bladder cancer. BJU Int., 2011; 107: 1668-1675
[PubMed]  

[67] Roberts S.G., Blute M.L., Bergstralh E.J., Slezak J.M., Zincke H.: PSA doubling time as a predictor of clinical progression after biochemical failure following radical prostatectomy for prostate cancer. Mayo Clin. Proc., 2001; 76: 576-581
[PubMed]  

[68] Ross J.S., Slodkowska E.A.: Circulating and disseminated tumor cells in the management of breast cancer. Am. J. Clin. Pathol., 2009; 132: 237-245
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Sastre J., Maestro M.L., Puente J., Veganzones S., Alfonso R., Rafael S., Garcia-Saenz J.A., Vidaurreta M., Martin M., Arroyo M., Sanz-Casla M.T., Diaz-Rubio E.: Circulating tumor cells in colorectal cancer: correlation with clinical and pathological variables. Ann. Oncol., 2008; 19: 935-938
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[70] Schwarzenbach H., Alix-Panabieres C., Muller I., Letang N., Vandrell J.P., Rebillard X., Pantel K.: Cell-free tumor DNA in blood plasma as a marker for circulating tumor cells in prostate cancer. Clin. Cancer. Res., 2009; 15: 1032-1038
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[71] Shimazui T., Yoshikawa K., Uemura H., Kawamoto R., Kawai K., Uchida K., Hirao Y., Saga S., Akaza H.: Detection of cadherin-6 mRNA by nested RT-PCR as a potential marker for circulating cancer cells in renal cell carcinoma. Int. J. Oncol., 2003; 23: 1049-1054
[PubMed]  

[72] Soltysova A., Altanerova V., Altaner C.: Cancer stem cells. Neoplasma, 2005; 52: 435-440
[PubMed]  

[73] Steeg P.S.: Metastasis suppressors alter the signal transduction of cancer cells. Nat. Rev. Cancer., 2003; 3: 55-63
[PubMed]  

[74] Theodoropoulos P.A., Polioudaki H., Agelaki S., Kallergi G., Saridaki Z., Mavroudis D., Georgoulias V.: Circulating tumor cells with a putative stem cell phenotype in peripheral blood of patients with breast cancer. Cancer let., 2010; 288: 99-106
[PubMed]  

[75] Thiery J.P.: Epithelial-mesenchymal transitions in tumour progression. Nat. Rev. Cancer., 2002; 2: 442-454
[PubMed]  

[76] Ts’o P.O., Pannek J., Wang Z.P., Lesko S.A., Bova G.S., Partin A.W.: Detection of intact prostate cancer cells in the blood of men with prostate cancer. Urology, 1997; 49: 881-885
[PubMed]  

[77] Vona G., Sabile A., Louha M., Sitruk V., Romana S., Schutze K., Capron F., Franco D., Pazzagli D., Vekemans M., Lacour B., Brechot C., Paterlini-Brechot P.: Isolation by size of epithelial tumor cells: A new method for the immunomorphological and molecular characterization of circulating tumor cells. Am. J. Pathol., 2000; 156: 57-63
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Wicha M.S., Liu S., Dontu G.: Cancer stem cells: an old idea – a paradigm shift. Cancer Res., 2006; 66: 1883-1890
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[79] Wiedswang G., Borgen E., Karesen R., Qvist H., Janbu J., Kvalheim G., Nesland J.M., Naume B.: Isolated tumor cells in bone marrow three years after diagnosis in disease-free breast cancer patients predict unfavorable clinical outcome. Clin. Cancer. Res., 2004; 10: 5342-5348
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Yang Z.F., Ngai P., Ho D.W., Yu W.C., Ng M.N., Lau C.K., Li M.L., Tam K.H., Lam C.T., Poon R.T., Fan S.T.: Indentification of local and circulating cancer stem cells in human liver cancer. Hepatology, 2008; 47: 919-928
[PubMed]  

[81] Yun K., Tennent B.: Cancer stem cells. Drug. Discov. Today. Dis. Models, 2007; 4: 47-52

[82] Zipori D.: The stem state: plasticity is essential, whereas self-renewal and hierarchy are optional. Stem Cells, 2005; 23: 719-726
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text