Streszczenie

W pracy przedstawiono współczesne wyniki badań dotyczące budowy systemu naczyń chłonnych, sposobów powstawania naczyń podczas rozwoju osobniczego oraz w warunkach patologicznych, takich jak nowotworzenie, gojenie się ran i innych zmian chorobowych. Najważniejszą funkcją układu naczyń chłonnych jest zbieranie płynów, które przedostały się z układu krążenia do tka­nek, przenikanie lipidów i witamin rozpuszczalnych w tłuszczach z przewodu pokarmowego i ich dalszy transport, udział w przemieszczaniu się antygenów, komórek dendrytycznych i limfocy­tów. Tą drogą następuje też przemieszczanie się komórek nowotworowych i komórek zapalenia do węzłów chłonnych. Prawidłowe limfatyczne naczynia kapilarne różnią się od włosowatych na­czyń krwionośnych obecnością nieciągłej błony podstawnej, brakiem pericytów, nieregularnym ukształtowaniem światła naczynia z silnym zakotwiczeniem komórek śródbłonka za pomocą fi­lamentów z fibryliny i emiliny do macierzy pozakomórkowej. Komórki śródbłonka naczyń lim­fatycznych wykazują ekspresję antygenów powierzchniowych: Lyve-1, podoplanina, VEGFR3 (Flk-4) oraz czynnika transkrypcyjnego Prox-1, a także cząsteczek, które są wspólne dla śród­błonka naczyń krwionośnych i limfatycznych (CD31, CD34, Flk-1, Tie-1, Tie-2, neuropilina 2). Powstawanie naczyń chłonnych podczas rozwoju osobniczego rozpoczyna się wytworzeniem wo­reczków limfatycznych odpączkowujących z systemu pierwotnych żył oraz/lub odbywa się przez dołączenie komórek o cechach limfangioblastów (lub komórek pochodzenia hematopoetyczne­go). Może także być wynikiem odróżnicowania się śródbłonków żylnych w wyniku ich odszcze­pienia od systemu krążenia, migracji do miejsc docelowych i formowania światła naczyń chłon­nych. Mechanizmy rządzące powstawaniem naczyń podczas rozwoju osobniczego oraz w stanach chorobowych, np. nowotworzenie, gojenie się ran i inne, są sterowane czynnikami wzrostu, z któ­rych dominującą rolę pełnią VEGF-C i VEGF-D, a także HGF, FGF, kwas retinowy, IL-3, IL-7. Wydaje się, że makrofagi oraz komórki o fenotypie CD45 biorą udział w powstawaniu naczyń limfatycznych. Udział makrofagów polega na wyzwalaniu czynników wzrostu podczas limfan­giogenezy oraz/lub regulowaniu średnicy naczyń limfatycznych. W pracy omówiono najważniej­sze choroby układu naczyń chłonnych, ich podłoże molekularne oraz nowotwory wywodzące się z naczyń limfatycznych.

Słowa kluczowe:naczynia limfatyczne • limfangiogeneza • Lyve-1 • Prox-1 • podoplanina • neuropilina 2 • angiopoetyny

Summary

In this paper, we present literature results related to structure and various manners of lymphatic vessel formation during embryonic development and in pathological events, such as tumorige­nesis, wound healing, and other diseases. The functions of the lymphatic system include the col­lection of fluids that enter tissues from the circulation, absorption of lipids and lipid-soluble vi­tamins from the intestine and their subsequent transport, participation in antigen, dendritic cell, and lymphocyte migration. The lymphatic system is also a route for tumor cell and inflammatory cell transport. Native lymphatic capillaries differ from blood capillaries by having an irregular lu­men, a discontinuous basement membrane, absence of pericytes, and a strong anchorage of their endothelial cells to the extracellular matrix via microfibrils built of emilin and fibrillin. Lymphatic endothelial cells express surface antigens such as Lyve-1, podoplanin, VEGFR3 (Flk4) and trans­cription factor Prox-1, as well as molecules which are common for blood endothelial cells and lymphatic endothelial cells (CD31, CD34, Flk-1, Tie-1, Tie-2, neuropilin 2). Lymphatic vessel formation during embryonic development starts with the occurrence of lymphatic sacs sprouting from systemic jugular veins and/or by co-option of lymphangioblasts or hematopoietic-derived cells. It can also proceed by dedifferentiation of venous endothelial cells after their detachment from the venous system, migration to the target places within the body and assembly in the lym­phatic lumen. Mechanisms of lymphatic vessel formation during embryonic development and in pathological conditions, such as tumorigenesis, wound healing, and metastasis, is regulated by a plethora of growth factors and molecules, among which the most important are VEGF-C, VEGF-D, HGF, FGF, retinoic acid, IL-3, and IL-7. Macrophages and cells bearing CD45 phe­notype seem to take part in the formation of lymphatics. Macrophages might act as a source of growth factors and/or as modulators playing a role in vessel caliber regulation during lymphan­giogenesis. We discuss the most important diseases of the lymphatic system, their molecular ba­sis and tumors derived from lymphatic vessels.

Key words:lymphatic vessels • lymphangiogenesis • Lyve-1 • Prox-1 • Podoplanin • neuropilin-2 • angiopoietins

Wykaz skrótów:

BEC – komórka śródbłonka naczyń krwionośnych (blood endothelial cell); CCBE1 – domeny EGF łączące kolagen i wapń (collagen and calcium binding EGF domains 1); CLEVER-1 – receptor-1 wspólny dla śródbłonków naczyń krwionośnych i limfatycznych (common lymphatic endothelial and vascular endothelial receptor-1; COUP-TFII – czynnik transkrypcyjny II kontrolujący promotor ovalbuminy kurczęcia położony w górę ścieżki sygnałowej (chicken ovalbumin upstream promoter transcription factor II); CRSBP-1 – białko 1 wiążące sekwencję retencji powierzchni komórki (cell surface retention sequence [CRS] binding protein-1); dpc – dies post copulatione (days post coitus); FGF – czynnik wzrostu fibroblastów (fibroblast growth factor); Foxc2 – czynnik transkrypcyjny z domeną forkhead (forkhead box transcription factor); HARE – receptor hialuronianu dla endocytozy (HA receptor for endocytosis, HA scavenger receptor on endothelial cells = stabilin-2); HA – kwas hialuronowy (hyaluronic acid); HGF – czynnik wzrostu hepatocytów (hepatocyte growth factor); IL-3, IL-7 – interleukiny 3, 7; LEC – komórka śródbłonka naczynia limfatycznego (lymphatic endothelial cell); Lyve-1 – receptor endocytozowy dla hialuronianu-1 (hyaluronic acid endocytic receptor); MIP–3α – białko zapalne makrofagów-3 (macrophage inflammatory protein-3); Nrp1, Nrp2 – neuropilina 1, 2; NF-κB – czynnik transkrypcyjny NF-κB; PECAM-1 – cząsteczka adhezyjna płytkowo-śródbłonkowa (platelet endothelial cell adhesion molecule-1 = CD31); PlGF – łożyskowy czynnik wzrostu (placental growth factor); Prox-1 – czynnik transkrypcyjny typu homeobox związany z Prospero-1 (prospero-related homeobox transcription factor 1); SLC – wtórna chemokina tkanki limfatycznej (secondary lymphoid tissue chemokine); Sox18 – czynnik transkrypcyjny box 18 regionu Y determinującego płeć (transcription factor sex-determining region Y box18); TNF-α i TNF-β – czynnik martwicy nowotworów-α, β (tumor necrosis factor-α, tumor necrosis factor-β); VEGF-C, VEGF-D – śródbłonkowy czynnik wzrostu C, D (vascular endothelial growth factor-C, -D); VEGFR3 – receptor 3 dla śródbłonkowego czynnika wzrostu (vascular endothelial growth factor receptor 3).

Wprowadzenie

Krążenie płynów ustrojowych możliwe jest dzięki wzajem­nie uzupełniającym się funkcjom układów: limfatycznego (chłonnego) i krwionośnego. Rola naczyń limfatycznych jest związana z wieloma procesami, takimi jak:
• reabsorpcja płynów oraz białek z przestrzeni śródmiąż­szowej do układu krążenia;
• transport antygenów, komórek dendrytycznych i lim­focytów, które przedostały się z tkanek do ich światła. Dzięki temu w węzłach chłonnych dochodzi do prezen­towania antygenów przez komórki dendrytyczne limfo­cytom T i B oraz zainicjowania pierwotnej odpowiedzi immunologicznej;
• absorpcja lipidów z jelita, a następnie transport długo­łańcuchowych triglicerydów oraz substancji lipofilnych, np. witaminy rozpuszczalne w tłuszczach, do krążenia wrotnego, a większych cząsteczek, np. chylomikrony i białka uwalniane przez enterocyty, do naczyń limfa­tycznych kosmków jelita cienkiego;
• utrzymywanie homeostazy kwasu hialuronowego (hy­aluronic acid -HA), dużej cząsteczki macierzy pozako­mórkowej, podlegającej stałemu obrotowi, tj. transporto­wi przez naczynia chłonne i degradacji w węzłach oraz poza układem limfatycznym;
• transport stransformowanych komórek z ognisk nowo­tworzenia oraz rozprzestrzenianie się komórek z ognisk zapalenia.

Mimo znaczącej roli układu chłonnego w organizmie, przez długie lata z powodu braku swoistych metod uwidaczniania naczyń limfatycznych w tkankach, jego budowa i funkcje były znacznie mniej poznane niż budowa i funkcje syste­mu krwionośnego [17]. Ponadto, nieliczne obserwacje do­starczały ogólnych informacji o powstawaniu naczyń lim­fatycznych, ich fizjologii w życiu zarodkowym/płodowym, zjawiskach naprawczych oraz nowotworzeniu.

Budowa i występowanie naczyń limfatycznych

Układ krążenia perfunduje tkanki dostarczając składniki odżywcze i tlen oraz zabierając zbędne produkty metabo­lizmu komórkowego. Podczas krążenia krwi pewna ilość płynu z osocza przedostaje się do tkanek. Płyn ten trafia z powrotem do układu krążenia za pomocą systemu naczyń chłonnych. Ślepo zaczynające się naczynia limfatyczne wło­sowate obecne są we wszystkich tkankach żywego organi­zmu, z wyjątkiem centralnego układu nerwowego, szpiku kostnego i tkanek nieunaczynionych: chrząstka, rogówka i naskórek [4]. W narządach o budowie płatowej, np. wątro­ba, czy gruczoł mlekowy włosowate naczynia limfatyczne jedynie drenują ich części obwodowe. W mięśniach szkie­letowych naczynia chłonne są ograniczone do obszaru po­więzi. Większość płynu śródtkankowego (90%) zbierana przez limfatyczne kapilary terminalne jest transportowana naczyniami zbiorczymi, a następnie pniami i przewodami limfatycznymi do tzw. kąta żylnego, czyli miejsca połącze­nia przewodu piersiowego z systemem żylnym (ujście żyły szyjnej wewnętrznej do żyły podobojczykowej lewej) oraz prawego przewodu limfatycznego, uchodzącego do prawe­go kąta żylnego (tj. miejsca połączenia żyły szyjnej z żyłą podobojczykową prawą). Dodatkowe połączenia systemu limfatycznego z żylnym znajdują się w żyłach: nerkowej, wątrobowej i nadnerczowej oraz w innych umiejscowie­niach obwodowych [1]. W ciągu doby wytwarza się około 2 l chłonki, która trafia do układu krążenia przez przewód piersiowy, powstały z połączenia naczyń chłonnych w ja­mie brzusznej. W czasie transportu przez naczynia limfa­tyczne chłonka jest filtrowana przez węzły chłonne. Obce w niej cząsteczki, które dostały się wraz z płynem śród­miąższowym, są rozpoznawane przez komórki prezentu­jące antygen. Wynaczynione leukocyty aktywnie przedo­stają się do naczyń limfatycznych, skąd wraz z chłonką są transportowane do krwi [5]. Zarówno płyn śródtkankowy, jak i pośrednio krew są stosunkowo skutecznie filtrowa­ne przez węzły chłonne. Obliczono, że w ciągu doby oko­ło 50% całkowitej ilości białek osocza przechodzi przez system limfatyczny.

Naczynia limfatyczne włosowate są cienkościenne, o średni­cy większej niż naczynia krwionośne włosowate (tj. w gra­nicach 10-60 µm). Dojrzałe włosowate naczynia chłonne są sfałdowane, zbudowane z pojedynczej warstwy komó­rek śródbłonka, którym nie towarzyszą pericyty. Naczynia chłonne nie mają błony podstawnej lub jest ona nieciągła [83]. Powierzchnia zewnętrzna komórek śródbłonka naczyń limfatycznych (LEC – lymphatic endothelial cell) jest za­kotwiczona w otaczającej tkance łącznej za pomocą deli­katnych filamentów o średnicy 60-80 A. W ostatnich la­tach wykazano, że filamenty te są zbudowane z emiliny i fibryliny [2,20]. „Zakotwiczenie” ściany naczynia lim­fatycznego do otaczającej tkanki łącznej ma duże znacze­nie podczas zapalenia i obrzęku tkanek, bowiem naprężo­ne filamenty odsuwają od siebie komórki ściany naczynia, co pozwala na bierne otwieranie się połączeń międzyko­mórkowych i przepływ płynu do światła naczynia [2]. Komórki śródbłonka naczyń limfatycznych zazębiają się wzajemnie swymi wypustkami tworząc typowe połącze­nia międzykomórkowe: obwódki zamykające (łac. zonula occludens, ang. tight junction), obwódki zwierające (zonula adherens) i desmosomy (macula adherens). Niektórzy au­torzy twierdzą jednak, że w naczyniach chłonnych nie wy­stępują obwódki zamykające [62]. Badania wykazały, że komórki śródbłonka naczyń limfatycznych mają kształt li­ści dębu. Wnikają w siebie i łączą się małymi i nieciągły­mi połączeniami. Gradient ciśnień może łatwo otwierać połączenia, dzięki czemu płyn śródtkankowy może szyb­ko przenikać z przestrzeni pozakomórkowej do naczy­nia chłonnego [7,83]. Podczas powstawania nowych na­czyń limfatycznych połączenia międzykomórkowe mają charakter ciągły, co odróżnia je od połączeń dojrzałych, funkcjonujących naczyń [7]. W hodowli in vitro izolowa­ne LEC ludzkiej skóry tworzą „liniowe”, dobrze odgrani­czone połączenia międzykomórkowe zawierające cząstecz­ki adhezyjne CD31 (PECAM-1 – platelet endothelial cell adhesion molecule) i VE-kadherynę. Natomiast komórki śródbłonka naczyń krwionośnych (BEC – blood endothe­lial cell), mające na powierzchni te same cząsteczki, two­rzą połączenia komórkowe określane jako: „pomarszczo­ne” (ruffled) i „powcinane” (indented) [59]. Ultrastruktura połączeń komórek śródbłonka naczyń limfatycznych od­powiada połączeniom występującym między komórkami śródbłonka naczyń krwionośnych: a więc obecne są ob­wódki zamykające, połączenia zwierające i połączenia jo­nowo-metaboliczne (nexus, gap junctions). W komórkach włosowatych naczyń limfatycznych, podobnie jak w ko­mórkach naczyń krwionośnych, są obecne kaweole i ciał­ka Weibela-Palade’a [59].

Naczynia limfatyczne włosowate nie mają właściwości kur­czenia się. Przepływ chłonki jest w nich możliwy dzięki ruchom otaczających je mięśni szkieletowych, a także pul­sacji otaczających tętnic oraz stymulacji wywoływanej ru­chami oddechowymi.

Naczynia chłonne zbiorcze zawierają warstwę miocytów gładkich, błonę podstawną i zastawki. Mają zdolność kur­czenia się, a obecne w nich zastawki zapobiegają ruchowi wstecznemu chłonki [5]. W naczyniach zbiorczych połą­czenia między komórkami śródbłonka mają charakter cią­gły („zipper-like”-junctions) i są różnych typów: adherens junctions, tight junctions i gap junctions. Zarówno w na­czyniach limfatycznych włosowatych, jak i w naczyniach zbiorczych występują białka połączeń międzykomórko­wych: VE-kadheryna, zonulina, okludyna i klaudyna [4,83].

Limfangiogeneza

Powstawanie i rozwój naczyń limfatycznych podczas rozwoju zarodka/płodu

Około 100 lat temu Florence Sabin zaobserwowała, że układ limfatyczny powstaje z naczyń żylnych [78]. Obecnie wiadomo, że komórki śródbłonka naczyń chłonnych po­wstają przez odpączkowanie z żył zasadniczych przednich w miejscu ich połączenia z żyłami podobojczykowymi. Towarzyszy temu wytworzenie pierwotnych woreczków limfatycznych, zwanych szyjnymi woreczkami limfatycz­nymi. U człowieka pierwsze takie struktury pojawiają się w 6-7 tygodniu rozwoju, natomiast u myszy w 9,5-10 do­bie życia zarodkowego. W późniejszych etapach rozwo­ju zarodkowego pojawiają się woreczki pochodzące z żył śródnercza (mesonephros), a zwłaszcza z żył grzbietowo­-środkowej krawędzi śródnercza. Stąd komórki woreczków limfatycznych migrują dalej i w wyniku rozgałęziania się oraz proliferacji komórek śródbłonka powstaje pierwotny splot limfatyczny, który składa się z naczyń podobnych do kapilar [5,92]. Taki sposób powstawania naczyń chłon­nych nosi nazwę pączkowania lub wzrostu odśrodkowego.

Inną koncepcją powstawania naczyń jest wzrost dośrod­kowy, który polega na powstawaniu naczyń chłonnych, z niezależnych od żył, prekursorowych komórek me­zenchymatycznych [44]. U ptaków wykazano podwójne pochodzenie naczyń limfatycznych: z systemu głębokich żył oraz z rozrzuconych komórek prekursorowych mezo­dermy [96]. Stosując marker śródbłonka limfatycznego (Prox-1 – Prospero-related homeobox transcription factor 1) wykazano obecność komórek prekursorowych w miej­scach pozaembrionalnych (mezoderma omoczni).

Trzecia teoria powstawania naczyń chłonnych opiera się na obserwacjach rozwoju osobniczego ryby Danio (zebrafish) i zakłada, że komórki śródbłonka limfatycznego główne­go przewodu piersiowego powstają ze śródbłonków odle­głych żył przystrunowych (parachordal veins). W tym pro­cesie odsznurowane komórki śródbłonka naczyń żylnych, po odróżnicowaniu w komórki mezenchymalne, migrują do obszarów limfangiogenezy i uczestniczą w tworzeniu naczynia chłonnego z jednoczesnym różnicowaniem się w śródbłonki naczyń limfatycznych [100]. Nie jest pew­ne, czy taki sposób powstawania naczyń chłonnych wystę­puje także u ssaków, w tym u człowieka.

Ostatnie badania sugerują udział makrofagów w rozwo­ju naczyń limfatycznych. Jedne obserwacje wskazują, że makrofagi tkankowe wnikają do ściany naczyń i mogą się przekształcać w komórki śródbłonka [48]. Jednak inne, prowadzone z użyciem genetycznie zmodyfikowanych ma­krofagów, nie potwierdzają występowania takiego mecha­nizmu, wskazując raczej na rolę makrofagów w regulacji średnicy nowo powstających naczyń [32]. Ponadto wyda­je się, że makrofagi przez łączenie wytwarzanych przez LEC wypustek biorą udział w organizacji przestrzennej formujących się naczyń chłonnych [27,48]. Jednocześnie wiadomo, że makrofagi tkankowe są źródłem czynników wzrostu i cytokin pobudzających rozwój naczyń chłonnych.

Regulacja różnicowania się komórek prekursorowych naczyń limfatycznych znajduje się pod kontrolą określonych czynni­ków transkrypcyjnych. W czasie poprzedzającym formowanie się pierwszych woreczków limfatycznych populacja śródbłon­ków żył zasadniczych, predestynowanych do różnicowania się w naczynia chłonne, wykazuje ekspresję czynnika transkryp­cyjnego Sox18 (transcription factor sex-determining region Y box18), pełniącego nadrzędną rolę w stosunku do Prox-1 [28]. Dalsze różnicowanie się i dojrzewanie naczyń limfa­tycznych znajduje się pod kontrolą czynników transkrypcyj­nych: Prox1 i Foxc2 (Forkhead box transcription factor) [74].

Zaobserwowano również, że wiele cząsteczek, m.in. czyn­niki wzrostu VEGF-C i -D (vascular endothelial growth factor) [70], angiopoetyna 2 [6], ligand transbłonowy efry­na B2 [64], białko receptorowe neuropilina 2 [101] oraz transbłonowa glikoproteina podoplanina [81] wpływają na różnicowanie się komórek.

Podczas rozwoju układu limfatycznego dochodzi do od­dzielenia się powstających naczyń chłonnych od naczyń żylnych. Istotną rolę w tym procesie pełnią płytki krwi. Występujący na ich powierzchni receptor Clec-2 (C-type lectin-like receptor) jest aktywowany wiązaniem liganda – podoplaniny, błonowej glikoproteiny komórek śródbłonka naczyń limfatycznych. To uruchamia szlak przekaźnictwa receptora, w którym kinaza tyrozynowa Syk fosforyluje białko adaptorowe SLP-76 prowadząc w dalszych etapach do agregacji płytek i tworzenia strefy izolacji pierwotnych naczyń limfatycznych [12,70,89].

Ostatnie badania powstawania systemu naczyń chłonnych z komórek macierzystych ciałek embrionalnych (EB) za­rodka myszy wykazały istnienie nowego szlaku regula­cji limfangiogenezy z udziałem kwasu retinowego wraz z cAMP. Witamina ta dodana do podłoża inkubacyjnego, zawierającego komórki EB, powoduje wyodrębnianie się komórek oraz tubul o fenotypie CD31⁺/Lyve-1⁺/Prox-1⁺, charakterystycznym dla śródbłonka limfatycznego [66].

Powstawanie i rozwój naczyń limfatycznych u dorosłych podczas nowotworzenia oraz gojenia się ran

Limfangiogeneza towarzyszy angiogenezie aktywowanej m.in. w przebiegu procesu nowotworowego oraz zapa­leń i gojenia się ran. Powstawanie naczyń limfatycznych jest opóźnione względem rozwoju naczyń krwionośnych.

Obecnie wiadomo, że proces formowania naczyń limfatycz­nych podczas rozplemu nowotworowego może być aktywo­wany przez makrofagi tkankowe umiejscowione w pobliżu nowo powstałych naczyń. Makrofagi są źródłem czynni­ków wzrostu oraz cytokin niezbędnych do stymulowania limfangiogenezy [19,82], podobnie jak podczas powstawa­nia naczyń w okresie prenatalnym. Nadal jednak nie wia­domo, czy przerzuty nowotworów do węzłów chłonnych odbywają się przez formowanie i inwazję nowych naczyń limfatycznych w/i wokół guza, czy przez ekspansję i inwa­zję już istniejących naczyń na obwodzie guza. Jeśli limfan­giogeneza w pierwotnych guzach jest przyczyną wczesnych przerzutów, wtedy jej wykrycie mogłoby być czynnikiem prognostycznym, wskazującym na wysokie ryzyko prze­rzutów i użytecznym kryterium do planowania dalszego leczenia radio- i chemioterapią.

Regulacja limfangiogenezy podczas rozplemu tkanki zapal­nej, czy w procesie gojenia się ran odbywa się za pomocą tych samych czynników wzrostu, które są istotne w rozwo­ju osobniczym, tj. VEGF-C i VEGF-D, ligandów recepto­ra VEGF-R3. Oba czynniki mają także powinowactwo do receptora naczyń limfatycznych – neuropiliny 2 (Np2), po­przez który dodatkowo stymulują limfangiogenezę. Oprócz rodziny śródbłonkowych czynników wzrostu za stymulację limfangiogenezy odpowiedzialne są: FGF2 (fibroblast growth factor), PDGF BB (platelet-related growth factor), HGF (he­patocyte growth factor) oraz interleukina 3 i 7. Cytokiny pro­zapalne stymulują proliferację naczyń limfatycznych poprzez aktywację mRNA dla VEGF-C, która zachodzi z udziałem czynnika transkrypcyjnego NF-κB [16,53,98].

Komórki śródbłonka naczyń krwionośnych i chłonnych w warunkach in vitro pod wpływem stymulacji czynnika­mi wzrostu lub interleukinami mogą się wzajemnie prze­kształcać. Dlatego nie dziwi, że niektóre markery są dla nich wspólne: CD31, CD34, podokaliksyna i czynnik von Willebranda. Na obu typach komórek – izolowanych ze skóry ludzkiej występują również receptory dla angiopo­etyn Tie-1 i Tie-2 [59].

Obecnie znamy wiele markerów ściany naczyń chłonnych, dzięki którym możliwe jest badanie tego systemu, a nawet odróżnienie naczyń limfatycznych od krwionośnych. Należą do nich receptory, takie jak: VEGF-R3 [51], neuropilina 2 [101], „makrofagowy” receptor mannozowy, które odgrywa­ją rolę w działaniu naczyń chłonnych. Receptor mannozo­wy 1 wraz z wspólnym receptorem-1 śródbłonków naczyń limfatycznych i krwionośnych (common lymphatic endo­thelial and vascular endothelial receptor-1, CLEVER-1) kontrolują transport limfocytów w naczyniach chłonnych [79]. Ponadto komórki śródbłonka naczyń limfatycznych charakteryzuje ekspresja czynnika transkrypcyjnego Prox1 [95] oraz obecność cząsteczek: LYVE-1 (receptor dla hia­luronianu) [10,77] i podoplaniny [14,94]. Wiadomo jednak, że wszystkie markery komórek śródbłonka naczyń limfa­tycznych mogą się znajdować także w innych komórkach, nie są więc swoiste dla naczyń chłonnych.

W szczególnych przypadkach brak błony podstawnej w na­czyniach limfatycznych oraz wiązanie przeciwciała dla ko­lagenu IV i lamininy błon podstawnych może służyć do ich odróżnienia od naczyń krwionośnych. Dostępne są również przeciwciała – B27 i mAbD znakujące naczynia limfatycz­ne, zwłaszcza gdy stosuje się je w skojarzeniu z przeciw­ciałami dla błony podstawnej charakterystycznej dla na­czyń krwionośnych [80].

LYVE-1

Cząsteczkę Lyve-1 opisano po raz pierwszy jako receptor kwasu hialuronowego (HA) wykazujący ekspresję na śród­błonkach naczyń chłonnych [10]. Marker ten występuje na obu powierzchniach komórek śródbłonka naczyń limfatycz­nych: skierowanej do światła naczynia i do tkanek [77,87], zarówno u dorosłych, jak i w zarodkach ludzi oraz różnych gatunków zwierząt [10,46,77]. Ekspresję LYVE-1 znaleziono także na powierzchni śródbłonka naczyń krwionośnych, m.in. pewnej populacji kapilar płuc [77], w naczyniach rosnące­go zarodka i w naczyniach pęcherzyka żółtkowego [31] oraz w innych komórkach, np. na powierzchni niektórych makro­fagów tkankowych i śródbłonka zatokowego wątroby [33,67].

Lyve-1 bardzo słabo wiąże HA in vitro, sugerując istnie­nie precyzyjnej regulacji tego łączenia in vivo. W świetle współczesnych badań hipoteza, że Lyve-1 jest głównym receptorem HA, biorącym udział w jego obróbce meta­bolicznej, nie została potwierdzona, ponieważ myszy po­zbawione genów Lyve-1 wykazują prawidłowy poziom i metabolizm HA oraz niezaburzoną migrację komórek [29,42,49]. Obecnie trwają prace nad identyfikacją cyto­kin zapalnych lub innych czynników, które stymulują łą­czenie HA do LYVE-1 na komórkach naczyń chłonnych. Znany jest mechanizm modyfikacji tego receptora za po­mocą przyłączania reszt sialinowych, co powoduje „wyci­szenie” jego aktywności związanej z łączeniem HA [69].

Cząsteczka LYVE-1, wykazuje znaczny stopień homologii do cząsteczki powierzchniowej leukocytów – CD44, któ­ra również wiąże kwas hialuronowy. W hodowli LEC wy­kazano, że LYVE-1 wspomaga endocytozę HA, zależną od receptora, co sugeruje udział Lyve-1 w transcytozie tej makrocząsteczki [77]. Dawniej uważano, że Lyve-1 bierze udział w transporcie HA z otaczających tkanek do świa­tła naczynia limfatycznego, tj. w poprzek komórek śród­błonka. Zakładano, że Lyve-1 przyczynia się do degradacji HA, w węzłach limfatycznych oraz tkankach poza ukła­dem limfatycznym, takich jak wątroba.

W naczyniach zatokowych węzłów chłonnych oraz naczy­niach zatokowych wątroby i śledziony, gdzie umiejscowiony jest LYVE-1, występuje również inny receptor HA – oligo­meryczny HARE (HA receptor for endocytosis, HA sca­venger receptor on endothelial cells), zwany też stabiliną 2 [77,93]. Z porównania kinetyki i swoistości wobec liganda wynika, że HARE pełni rolę bardziej efektywnego recep­tora dla HA w porównaniu z Lyve-1. Ponadto HARE jest głównym receptorem HA zaangażowanym w degradację tego glikozaminoglikanu w węzłach chłonnych [77]. To, że LYVE-1 ulega koekspresji z HARE w zatokach wątro­by i śledziony wskazuje na rolę LYVE-1 w metabolizmie HA w tych szczególnych narządach.

Inną, proponowaną na podstawie ostatnich badań, funkcją Lyve-1 jest pośredniczenie w przyleganiu leukocytów do powierzchni śródbłonka naczyń limfatycznych przez wią­zanie HA obecnego na powierzchni tych komórek. Odbywa się to prawdopodobnie pośrednio, poprzez wiązanie HA do CD44 – receptora powierzchniowego leukocytów, który następnie „prezentuje” HA receptorowi Lyve-1 [9]. Lyve-1 działa w tym układzie jako koreceptor.

Niedawno opisano, że Lyve-1 jest identyczny z cząstecz­ką CRSBP-1 (cell surface retention sequence [CRS] bin­ding protein-1) [43], tworzącą kompleksy z PDGFβR. Czynniki wzrostu, należące do rodziny PDGF: PDGFAA, PDGFBB, VEGF-A, VEGF-C, VEGF-D, PlGF (placental growth factor) i niektóre cytokiny wykazujące obecność ugrupowania CRS, tak jak kwas hialuronowy, są ligan­dami Lyve-1. Pod wpływem łączenia liganda (zawierają­cego ugrupowanie CRS) do Lyve-1/CRSBP-1, PDGFβR w kompleksie z CRSBP-1 ulega fosforylacji rozpoczy­nając kaskadę sygnałową prowadzącą do rozsuwania się połączeń międzykomórkowych w naczyniach limfatycz­nych. Fosforylacja tyrozyny w PDGFβR, prowadzi w dół ścieżki sygnałowej receptora. Jego cytoplazmatyczna do­mena o aktywności kinazy tyrozynowej fosforyluje tyro­zynę w cząsteczce VE-kadheryny oraz w cząsteczkach ka­tenin (b-kateniny i p120 kateniny) wywołując wzajemną dysocjację tych białek i w konsekwencji odłączenie VE-kadheryny od cytoszkieletu aktynowego. Destabilizacja VE-kadheryny prowadzi do jej internalizacji. W ten spo­sób połączenia międzykomórkowe rozdzielają się rozsu­wając komórki, co sprzyja zwiększonemu przechodzeniu płynu oraz komórek z przestrzeni śródtkankowej do wnę­trza naczynia limfatycznego [41]. Cząsteczka Lyve-1 ma zatem znaczący udział w regulacji przepuszczalności ścia­ny naczyń chłonnych.

Podczas zapalenia toczącego się w tkankach, receptor Lyve-1 ulega internalizacji oraz degradacji w lizosomach [49]. Stymulatorami tego procesu są cytokiny prozapalne: TNF-α i TNF-β. Wydaje się, że proces ten nie ma związku z internalizacją HA i jego transportem przezkomórkowym. Stosując Lyve-1 jako marker w badaniu limfangiogenezy towarzyszącej, np. procesom nowotworowym należy pa­miętać o możliwości jego degradacji w stanie zapalenia, który może towarzyszyć nowotworom.

Użycie LYVE-1 jako markera naczyń chłonnych nowotwo­rów wykazało, że stymulowana indukcja limfangiogenezy w guzach rzeczywiście sprzyja tworzeniu przerzutów do węzłów limfatycznych.

Zastosowanie przeciwciał dla LYVE-1, VEGF-R3 oraz po­doplaniny celem izolacji śródbłonka limfatycznego przy­czyniło się znacznie do poznania biologii naczyń chłon­nych w warunkach in vitro [37,59,65,76].

Prox1

U myszy komórki śródbłonka wykazujące ekspresję Prox1 pojawiają się w 10 dobie życia zarodkowego w pobliżu żyły szyjnej, skąd migrują tworząc pierwsze odgałęzienia lim­fatyczne [95]. Z badań prowadzonych na modelach trans­genicznych wynika, że myszy o genotypie prox1^+/- giną w okresie perinatalnym, a delecja prox1 prowadzi do bra­ku naczyń limfatycznych. Komórki śródbłonka odgałęzia­ją się od żyły zasadniczej, jednak nie wykazują ekspresji markerów limfatycznych i ich migracja zostaje zatrzyma­na. Natomiast nadekspresja PROX1 w ludzkich komórkach śródbłonka naczyń krwionośnych hamuje ekspresję wielu genów związanych z tymi naczyniami i stymuluje transkryp­ty swoiste dla naczyń chłonnych [39,75]. Ekspresja Prox1 jest niezbędna zarówno do zróżnicowania komórek śród­błonka naczyń limfatycznych, jak i do utrzymania charak­teru dojrzałych naczyń chłonnych [50]. Czynnik Prox1 jest odpowiedzialny również za proliferację i różnicowanie się innych typów komórek, np. nerwowych [34] czy progeni­torowych siatkówki [23]. Bierze udział w migracji hepato­cytów podczas rozwoju. W komórkach raka wątroby, które wykazują wysoką ekspresję Prox1, czynnik ten, paradoksal­nie, hamuje różnicowanie i proliferację hepatocytów [84].

Do aktywacji Prox1 niezbędne są: Sox18 i receptor jądrowy Coup-TFII (chicken ovalbumin upstream promoter trans­cription factor II) [28,85]. Prox1 bierze udział w induk­cji ekspresji cykliny E1, która reguluje przejście komórki z fazy G1 do fazy S [99]. Dokładny mechanizm działania Prox1 nie został jeszcze poznany. Ciężar molekularny tej cząsteczki wynosi 83 kDa lub więcej (np. do 103 kDa), ponieważ Prox-1 zawiera wiele miejsc ulegających fosfo­rylacji [57]. Fosforylacja może mieć znaczenie dla akty­wacji ścieżki sygnałowej Prox-1.

Należy podkreślić, że delecja prox-1 w komórkach śród­błonka częściowo rekapituluje fenotyp otyłości, wskazując na zależność między nieprawidłowym wzrostem naczyń limfatycznych, osłabionym drenażem limfy i tkankową obecnością komórek tłuszczowych [35].

W regulacji ekspresji genu PROX1 uczestniczy miRNA-181 (MIR181). U myszy Mir181a hamuje translację i powodu­je degradację transkryptu. Wzajemna ekspresja Mir181a i Prox1 występuje w komórkach śródbłonka naczyń chłon­nych i krwionośnych dorosłych oraz podczas rozwoju. Nadekspresja Mir181a w zarodkowych komórkach śród­błonka naczyń limfatycznych powoduje przeprogramo­wanie ich na fenotyp śródbłonka naczyń krwionośnych. Wyciszenie zaś Mir181a w śródbłonku naczyń krwiono­śnych powoduje wzrost poziomu mRNA dla Prox1 [58].

Receptor VEGF-R3 i czynniki VEGF

Receptor VEGF-R3, znany także jako Flt4 (Fms-related tyrosine kinase 4) jest obecny wybiórczo na powierzch­ni komórek śródbłonka naczyń limfatycznych, choć ule­ga również ekspresji na powierzchni śródbłonka naczyń krwionośnych, zwłaszcza niedojrzałych, nowo utworzo­nych. Produkt genu VEGF-R3 po raz pierwszy wykryto właśnie na powierzchni komórek śródbłonka naczyń chłon­nych [52]. Delecja Vegfr3 prowadzi do defektów przebu­dowy naczyń krwionośnych i śmierci zarodków. VEGF-R3 odgrywa główną rolę w regulacji limfangiogenezy. Służy jako receptor sygnałowy czynników wzrostu swoistych dla naczyń limfatycznych – VEGF-C i VEGF-D. Stymulacja receptora aktywuje proliferację i migrację komórek śród­błonka naczyń chłonnych, a także chroni te komórki przed apoptozą [63]. Początkowo, podczas rozwoju osobniczego myszy (E8,5 do E12,5), VEGF-R3 ulega ekspresji w ko­mórkach śródbłonka żyły zasadniczej i w angioblastach mezenchymy głowy [52]. Ekspresja VEGF-R3 jest regu­lowana przez sygnał receptora Notch, który pełni istotną rolę w powstawaniu tętnic i żył [61,88]. W dalszych etapach rozwoju VEGF-R3 staje się swoisty dla naczyń limfatycz­nych, a jego ekspresja w żyłach stopniowo ulega wycisze­niu. Jednak niektóre nowo powstałe naczynia krwiono­śne, towarzyszące rozwojowi guzów oraz pojawiające się podczas gojenia się ran, ponownie wykazują ekspresję VEGF-R3 [60]. Stymulacja rozrostu naczyń limfatycznych wzmaga przerzuty nowotworowe. Istnieje dodatnia kore­lacja między ekspresją VEGF-C i VEGF-D, a inwazją na­czyń, odległymi przerzutami i złą prognozą kliniczną [5].

Wykazano, że VEGF-C i -D pełnią aktywną rolę w po­budzaniu wzrostu i różnicowania naczyń chłonnych [55]. Delecja Vegfc prowadzi do całkowitego braku naczyń limfatycznych u zarodków mysich, zaś myszy o genotypie Vegfc^+/- wykazują nasiloną ich hipoplazję. U myszy po­zbawionych genu Vegfc komórki śródbłonka naczyń limfa­tycznych początkowo pączkują z żyły zasadniczej, ale nie migrują i nie tworzą woreczków limfatycznych. VEGF-C jest istotnym czynnikiem chemotaktycznym wpływającym na przeżywalność komórek śródbłonka podczas zarodkowej limfangiogenezy [55]. Delecja Vegfd nie zmienia rozwoju naczyń limfatycznych, choć egzogenny VEGF-D wzmac­nia osłabione pączkowanie naczyń u zarodków o genotypie Vegfc^-/-. Wysoka ekspresja VEGF-C występuje w mezen­chymie nerki ostatecznej (metanephros) oraz w pobliżu żył szyjnych, w miejscu powstawania pierwszych woreczków limfatycznych. U zarodków przepiórki i kurczęcia VEGF-C ulega ekspresji w rejonach, które obfitują w śródbłonek na­czyń limfatycznych [24,25]. Zmodyfikowane proteolitycz­nie VEGF-C i -D aktywują także VEGF-R2 i mogą indu­kować wzrost naczyń krwionośnych. Natomiast VEGF-A, stymulujący rozwój naczyń krwionośnych, łącząc się do receptora VEGF-R2 może także indukować wzrost naczyń limfatycznych, ale nie zastępuje w pełni VEGF-C w regu­lacji rozwoju tych naczyń [55,68].

Neuropilina 2 (Nrp2)

Neuropilina – cząsteczka charakterystyczna dla komó­rek układu nerwowego występuje w dwóch odmianach NRP-1 i NRP-2. Należy do receptorów z grupy semafo­ryn. Nrp2 ulega ekspresji w naczyniach chłonnych włoso­watych, gdzie pełni istotną rolę w biologii budujących je komórek [56]. Myszy pozbawione genu dla Nrp-2 wyka­zują prawidłową budowę układu krwionośnego, ale mają zdeformowane naczynia limfatyczne [101]. Badania na myszach transgenicznych pozbawionych ekspresji Nrp1 i Nrp2 wskazują, że geny neuropilin działają na wczesnych etapach tworzenia naczyń krwionośnych. Pęcherzyk żółt­kowy tych zwierząt jest nieunaczyniony, zarodki dożywa­ją do 8,5 dpc (days post coitus) [86].

Efryna – B2 i jej receptor (EphB4)

Efryna B2 jest ligandem, który w postaci białka trans­błonowego występuje w dużych ilościach w komórkach śródbłonka tętnic. Cząsteczka ta ulega ekspresji w okre­sie rozwoju, kiedy sieć kapilar nie jest jeszcze zróżnico­wana w określony typ naczynia. Receptorem dla efryny B2 jest EphB4, występująca przede wszystkim w komór­kach śródbłonka żył. Receptor EphB4, należący do naj­większych cząsteczek rodziny kinazy tyrozynowej ulega także ekspresji w śródbłonkach wczesnych etapów roz­woju żył [91]. Zarówno ligand, jak i receptor są powiąza­ne z błoną komórkową. Białka z rodziny Efryn B działa­ją zatem nie w postaci rozpuszczalnych mediatorów, lecz muszą być związane z błoną komórkową, aby aktywować swoiste dla nich receptory (EphB). Oddziaływanie między ligandem a receptorem odbywa się w konfiguracji trans lub cis. W pierwszym przypadku oddziaływanie odbywa się na powierzchni zazębiających się (przeplatających się ze sobą) komórek śródbłonka dużych naczyń żylnych i tętni­czych. Oddziaływanie w konfiguracji cis odbywa się nato­miast pomiędzy sąsiadującymi ze sobą komórkami śród­błonka kapilar systemu żylnego i tętniczego. Efryny klasy A są zakotwiczone w błonie poprzez glikozylofosfatydylo­inozytol, a efryny B za pośrednictwem pojedynczej prze­zbłonowej domeny zawierającej krótki cytoplazmatyczny motyw wiążący PZD. Aktywacja ścieżki sygnałowej odby­wa się jedynie przez bezpośrednie oddziaływanie komór­ka-komórka. Efryna B2 występuje w komórkach śródbłon­ka limfatycznych naczyń zbiorczych, podczas gdy receptor EphB4 ulega ekspresji w LEC naczyń chłonnych włoso­watych i zbiorczych [64]. Postnatalna przebudowa naczyń chłonnych polega na tworzeniu pączkujących naczyń wło­sowatych z istniejącego splotu naczyń limfatycznych, pod­czas gdy głębiej leżące naczynia, poprzez rekrutację mio­cytów gładkich oraz formowanie się w ich świetle zastawek, przyjmują morfologię naczyń zbiorczych. Procesy różni­cowania się oraz przebudowy naczyń chłonnych zależą od regulacji przez efrynę B2 za pomocą domeny białkowej PZD. Myszy wykazujące mutację genu efryny B2, która polega na braku końca karboksylowego z deficytem do­meny PZD, łączącej HA (80-90-aminokwasowa sekwen­cja białek sygnałowych, oddziałująca z innymi swoistymi białkami) mają prawidłowe naczynia krwionośne, ale wy­kazują nieprawidłowości w postnatalnej przebudowie na­czyń chłonnych. Prowadzi to do przerostu limfatycznych na­czyń zbiorczych, nieprawidłowej budowy, mniejszej liczby zastawek oraz braku warstwy miocytów gładkich w ścia­nie tych naczyń [64]. Efryny i ich receptory są także zwią­zane ze wzrostem aksonów w układzie nerwowym, gdzie zostały po raz pierwszy opisane oraz biorą udział w kon­troli przebudowy naczyń krwionośnych.

Angiopoetyny (Ang) i receptory Tie

Angiopoetyny, czynniki wzrostu swoiste dla komórek śród­błonka, odgrywają zasadniczą rolę w późnej fazie angioge­nezy. Natomiast ich funkcja w rozwoju naczyń limfatycz­nych nie jest znana. Receptory angiopoetyn Tie-1 i Tie-2 podlegają ekspresji w naczyniach chłonnych, choć niektó­rzy autorzy podają, że Tie-2 jest nieobecny w śródbłonku naczyń limfatycznych [5]. Myszy pozbawione genu dla Ang2 (Angpt2-gene-targeted mice) wykazują hipoplazję naczyń chłonnych [30].

CCBE1 (collagen and calcium binding EGF domains 1)

Badania skryningowe genów związanych z powstawa­niem i różnicowaniem hemangioblastów oraz rozwojem serca kurczęcia wykazały udział w tych procesach genu Ccbe1 [11]. Cząsteczka CCBE1 jest niezbędna w począt­kowych etapach pączkowania i migracji limfangioblastów z żył zasadniczych przednich [13] oraz w początkowych stadiach rozwoju serca [26]. Brak tego genu u myszy po­woduje nieprawidłowe formowanie się sieci naczyń chłon­nych, obfite obrzęki oraz śmierć w okresie perinatalnym. Obserwuje się też zmniejszoną ekspresję Prox-1 i Lyve-1 we wczesnych woreczkach limfatycznych. Mutacja tego genu u ludzi jest przyczyną zespołu Hennekama – ciężkiej niewydolności systemu limfatycznego z obrzękami obwo­dowymi, poszerzeniem naczyń limfatycznych ściany jeli­ta, wadami serca oraz różnym stopniem zaburzeń rozwo­ju umysłowego [3,18]. Przypuszcza się, że białko CCBE1 działa jako cząsteczka macierzy pozakomórkowej stano­wiąca rusztowanie dla pączkowania i migracji limfangio­blastów z żył zasadniczych [26].

Rola naczyń limfatycznych w zapaleniach

Naczynia chłonne uczestniczą w regulacji odpowiedzi za­palnej przez udział w transporcie limfocytów do węzłów. Zarówno limfocyty, jak i komórki Langerhansa skóry oraz monocyty i inne leukocyty o fenotypie CD44⁺ migrują do naczyń limfatycznych w odpowiedzi na stymulatory zapa­lenia oraz wiążą HA.

Komórki śródbłonka naczyń limfatycznych skóry w hodow­li in vitro wydzielają wtórną chemokinę tkanki limfoidal­nej SLC (secondary lymphoid tissue chemokine – CCL21), przyciągającą limfocyty. Chemokina CCL21 jest wydziela­na zarówno samoistnie, jak i po stymulacji TNF-α i IL-1β. Pod wpływem stymulacji przez TNF-α lub IL-1β zarów­no komórki LEC jak i BEC wydzielają MIP-3α (macro­phage inflammatory protein-3 – CCL20) oraz czynnik chemotaktyczny monocytów MCP-1 (monocyte chemo­tactic protein – CCL2), które odpowiednio indukują mi­grację CCR7-pozytywnych i CCR6-pozytywnych (recep­tory 7 i 6 dla CCL) limfocytów i komórek dendrytycznych do T- zależnych obszarów węzłów chłonnych. Większość CCL20 jest wydzielana w kierunku powierzchni światła LEC i BEC, podczas gdy CCL21 na powierzchnię pod­stawno-boczną LEC [17,59].

Migracja komórek dendrytycznych jest zależna od recep­tora CCR7 (CD197), którego ligand CCL21 podlega eks­presji w komórkach naczyń limfatycznych [71].

Niewydolność naczyń limfatycznych

Osłabienie zdolności transportowych systemu naczyń chłon­nych, z powodu zaburzeń ich rozwoju lub wtórnego uszko­dzenia, powoduje zatrzymanie białek i związanej z nimi wody w przestrzeni tkankowej i prowadzi do obrzęku lim­fatycznego. Bogaty w białka płyn śródtkankowy inicju­je proces zapalny, prowadząc do zwłóknienia, osłabienia odpowiedzi immunologicznej i atrofii tkanki tłuszczowej. Obrzęk limfatyczny jest zwykle wynikiem wrodzonych nieprawidłowości rozwojowych systemu limfatycznego. Wtórny obrzęk limfatyczny może być skutkiem zatkania światła naczyń chłonnych filariozą lub uszkodzenia sys­temu limfatycznego w wyniku terapii radiologicznej, za­biegów chirurgicznych lub zakażenia. Filarioza jest rezul­tatem zakażenia pasożytniczymi obleńcami, takimi jak Wuchereria bancrofti lub Brugia malayi, przenoszonymi przez ukąszenia komarów.

Obrzęk brzuszny limfatyczny i limfa w jamie opłucnej pojawiają się w wyniku gromadzenia chłonki lub płynu zawierającego tłuszcze w jamie brzusznej i/lub w jamie klatki piersiowej, jako skutek uszkodzenia bądź zatkania naczyń limfatycznych lub nieprawidłowego ich rozwoju [1]. Prowadzi to do nadciśnienia limfatycznego, wynaczynie­nia chłonki i utraty białek, lipidów i leukocytów, a w kon­sekwencji do zapalenia otrzewnej.

Przyczyną obrzęku limfatycznego w chorobie Milroya (OMIM 153100), rzadkiej autosomalnej dominującej cho­robie charakteryzującej się hipoplazją naczyń limfatycz­nych skóry [54] jest mutacja punktowa „missense” genu VEGFR3, której skutkiem jest inaktywacja receptorowej kinazy tyrozynowej.

W rzadkim zespole, zwanym obrzękiem limfatycznym z podwójnym rzędem rzęs (lymphedema-distichiasis syn­drome)(OMIM #153400) nieprawidłowo rozwijają się na­czynia chłonne; polega to na rekrutacji pericytów do ścia­ny naczyń kapilarnych, zwiększonej rekrutacji pericytów (komórek mięśni gładkich) do ściany naczyń zbiorczych, niewłaściwie uformowanych zastawkach w naczyniach zbior­czych, a także odmiennym kształtowaniu się naczyń włoso­watych, których rezultatem jest obrzęk kończyn. Kształty naczyń limfatycznych wykazują zwiększoną nieregularność w porównaniu z prawidłowymi oraz mają nadmiernie posze­rzone światło. Klinicznie mogą się pojawiać inne zmiany, takie jak wrodzone wady serca, opadanie powiek (ptosis), żylaki, rozszczep podniebienia oraz torbiele pozaoponowe rdzenia kręgowego. Zespół ten jest związany z nieprawi­dłową ekspresją genu FOXC2 (Foxc2 u myszy) [15,22,74].

Nieprawidłowa funkcja układu chłonnego może się obja­wiać fenotypowo w zespole obrzęku z brakiem owłosienia i poszerzeniem naczyń chłonnych (hypotrichosis-lymphe­dema-teleangiectasia) (OMIM #607823) [36]. U dzieci z tą rzadką chorobą dochodzi do obrzęków oraz szybkiej utraty włosów głowy, braku rzęs i brwi. Przyczyną jest mutacja genu kodującego czynnik transkrypcyjny SOX18, które­go ekspresja zależy od czynnika Prox-1. Zespół ten dzie­dziczy się w sposób dominujący lub recesywny [40,45].

Nowotwory wywodzące się z naczyń limfatycznych

W porównaniu z układem sercowo-naczyniowym znacz­nie mniej zagrażających życiu nowotworów wywodzi się z naczyń limfatycznych. Należą do nich naczyniak lim­fatyczny (lymphangioma) i naczyniak torbielowy szyi (hygroma colli cysticum), w większości łagodne guzy o nieznanej etiologii powodujące choroby malformacyj­ne u dzieci [73,97]. Nowotworem złośliwym, najczęściej pojawiającym się w wyniku obrzęku po mastektomii jest naczyniak limfatyczny mięsakowy (lymphangiosarcoma – Stevard-Treves syndrome) [47]. Wykazano, że mięsak naczyniowy (angiosarcoma), który pochodzi z komórek śródbłonka naczyń krwionośnych wykazuje mieszaną cha­rakterystykę swoistą dla BEC i LEC. Na powierzchni ko­mórek guza występuje podoplanina. Nowotworem wywo­dzącym się prawdopodobnie tylko z naczyń limfatycznych jest mięsak Kaposiego, składający się z komórek wrzecio­nowatych, które wykazują ekspresję markerów śródbłonka naczyń krwionośnych i limfatycznych [5,21]. Profil trans­krypcyjny komórek wrzecionowatych mięsaka Kaposiego przypomina profil transkrypcyjny prawidłowych komórek śródbłonka naczyń limfatycznych [38,90].

Podsumowanie

Znajomość budowy, funkcji oraz charakterystyki moleku­larnej układu limfatycznego jest niezbędna do terapeutycz­nego oddziaływania na ten system w wielu schorzeniach, takich jak: obrzęki, zakażenia pasożytnicze, zapalenia, cho­roby autoimmunologiczne, czy nowotwory.

Przypuszcza się, że badania z użyciem mikromacierzy DNA ujawnią molekularne różnice, które umożliwią odróżnienie naczyń limfatycznych od krwionośnych nie tylko na pod­stawie ich anatomicznego usytuowania w tkankach oraz pozwolą odpowiedzieć na pytania, czym naczynia chłonne przerzutów nowotworowych różnią się od naczyń prawidło­wych tkanek i czym śródbłonek aferentnych naczyń limfa­tycznych różni się od śródbłonka zatok węzłów chłonnych.

PIŚMIENNICTWO

[1] Aalami O.O., Allen D.B., Organ C.H.Jr.: Chylous ascites: a collective review. Surgery, 2000; 128: 761-778
[PubMed]  

[2] Albrecht I., Christofori G.: Molecular mechanisms of lymphangiogenesis in development and cancer. Int. J. Dev. Biol., 2011; 55: 483-494
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[3] Alders M., Hogan B.M., Gjini E., Salehi F., Al-Gazali L., Hennekam E.A., Holmberg E.E., Mannens M.M., Mulder M.F., Offerhaus G.J., Prescott T.E., Schroor E.J., Verheij J.B., Witte M., Zwijnenburg P.J., Vikkula M., Schulte-Merker S., Hennekam R.C.: Mutations in CCBE1 cause generalized lymph vessel dysplasia in humans. Nat. Genet., 2009; 41: 1272-1274
[PubMed]  

[4] Alitalo K., Carmeliet P.: Molecular mechanisms of lymphangiogenesis in health and disease. Cancer Cell, 2002; 1: 219-227
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Alitalo K., Tammela T., Petrova T.V.: Lymphangiogenesis in development and human disease. Nature, 2005; 438: 946-953
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Bäckhed F., Crawford P.A., O’Donnell D., Gordon J.I.: Postnatal lymphatic partitioning from the blood vasculature in the small intestine requires fasting-induced adipose factor. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 606-611
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Baluk P., Fuxe J., Hashizume H., Romano T., Lashnits E., Butz S., Vestweber D., Corada M., Molendini C., Dejana E., McDonald D.M.: Functionally specialized junctions between endothelial cells of lymphatic vessels. J. Exp. Med., 2007; 204: 2349-2362
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Baluk P., McDonald D.M.: Markers for microscopic imaging of lymphangiogenesis and angiogenesis. Ann. N.Y. Acad. Sci., 2008; 1131: 1-12
[PubMed]  

[9] Banerji S., Hide B.R., James J.R., Noble M.E., Jackson D.G.: Distinctive properties of the hyaluronan-binding domain in the lymphatic endothelial receptor Lyve-1 and their implications for receptor function. J. Biol. Chem., 2010; 285: 10724-10735
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Banerji S., Ni J., Wang S.X., Clasper S., Su J., Tammi R., Jones M., Jackson D.G.: LYVE-1, a new homologue of the CD44 glycoprotein, is a lymph-specific receptor for hyaluronan. J. Cell Biol., 1999; 144: 789-801
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[11] Bento M., Correia E., Tavares A.T., Becker J.D., Belo J.A.: Identification of differentially expressed genes in the heart precursor cells of the chick embryo. Gene Expr. Patterns, 2011; 11: 437-447
[PubMed]  

[12] Bertozzi C.C., Schmaier A.A., Mericko P., Hess P.R., Zou Z., Chen M., Chen C.Y., Xu B., Lu M.M., Zhou D., Sebzda E., Santore M.T., Merianos D.J., Stadtfeld M., Flake A.W., Graf T., Skoda R., Maltzman J.S., Koretzky G.A., Kahn M.L.: Platelets regulate lymphatic vascular development through CLEC-2-SLP-76 signaling. Blood, 2010; 116: 661-670
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Bos F.L., Caunt M., Peterson-Maduro J., Planas-Paz L., Kowalski J., Karpanen T., van Impel A., Tong R., Ernst J.A., Korving J., van Es J.H., Lammert E., Duckers H.J., Schulte-Merker S.: CCBE1 is essential for mammalian lymphatic vascular development and enhances the lymphangiogenic effect of vascular endothelial growth factor-C in vivo. Circ. Res., 2011; 109: 486-491
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[14] Breiteneder-Geleff S., Matsui K., Soleiman A., Meraner P., Poczewski H., Kalt R., Schaffner G., Kerjaschki D.: Podoplanin, novel 43-kd membrane protein of glomerular epithelial cells, is down-regulated in puromycin nephrosis. Am. J. Pathol., 1997; 151: 1141-1152
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[15] Brice G., Mansour S., Bell R., Collin J.R., Child A.H., Brady A.F., Sarfarazi M., Burnand K.G., Jeffery S., Mortimer P., Murday V.A.: Analysis of the phenotypic abnormalities in lymphoedema-distichiasis syndrome in 74 patients with FOXC2 mutations or linkage to 16q24. J. Med. Genet., 2002; 39: 478-483
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Cao R., Björndahl M.A., Religa P., Clasper S., Garvin S., Galter D., Meister B., Ikomi F., Tritsaris K., Dissing S., Ohhashi T., Jackson D.G., Cao Y.: PDGF-BB induces intratumoral lymphangiogenesis and promotes lymphatic metastasis. Cancer Cell, 2004; 6: 333-345
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Choi I., Lee S., Hong Y.K.: The new era of the lymphatic system: no longer secondary to the blood vascular system. Cold Spring Harb. Perspect. Med., 2012; 2: a006445
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Connell F., Kalidas K., Ostergaard P., Brice G., Homfray T., Roberts L., Bunyan D.J., Mitton S., Mansour S., Mortimer P., Jeffery S., Lymphoedema Consortium: Linkage and sequence analysis indicate that CCBE1 is mutated in recessively inherited generalised lymphatic dysplasia. Hum. Genet., 2010; 127: 231-241
[PubMed]  

[19] Cursiefen C., Chen L., Borges L.P., Jackson D., Cao J., Radziejewski C., D’Amore P.A., Dana M.R., Wiegand S.J., Streilein J.W.: VEGF-A stimulates lymphangiogenesis and hemangiogenesis in inflammatory neovascularization via macrophage recruitment. J. Clin. Invest., 2004; 113: 1040-1050
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Danussi C., Spessotto P., Petrucco A., Wassermann B., Sabatelli P., Montesi M., Doliana R., Bressan G.M., Colombatti A.: Emilin1 deficiency causes structural and functional defects of lymphatic vasculature. Mol. Cell. Biol., 2008; 28: 4026-4039
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Dimaio T.A., Lagunoff M.: KSHV induction of angiogenic and lymphangiogenic phenotypes. Front. Microbiol., 2012; 3: 102
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Duong T., Koopman P., Francois M.: Tumor lymphangiogenesis as a potential therapeutic target. J. Oncol., 2012; 2012: 204946
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[23] Dyer M.A., Livesey F.J., Cepko C.L., Oliver G.: Prox1 function controls progenitor cell proliferation and horizontal cell genesis in the mammalian retina. Nat. Genet., 2003; 34: 53-58
[PubMed]  

[24] Eichmann A., Corbel C., Jaffredo T., Bréant C., Joukov V., Kumar V., Alitalo K., le Douarin N.M.: Avian VEGF-C: cloning, embryonic expression pattern and stimulation of the differentiation of VEGFR2-expressing endothelial cell precursors. Development, 1998; 125: 743-752
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[25] Eichmann A., Marcelle C., Bréant C., Le Douarin N.M.: Two molecules related to the VEGF receptor are expressed in early endothelial cells during avian embryonic development. Mech. Dev., 1993; 42: 33-48
[PubMed]  

[26] Facucho-Oliveira J., Bento M., Belo J.A.: Ccbe1 expression marks the cardiac and lymphatic progenitor lineages during early stages of mouse development. Int. J. Dev. Biol., 2011; 55: 1007-1014
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[27] Fantin A., Vieira J.M., Gestri G., Denti L., Schwarz Q., Prykhozhij S., Peri F., Wilson S.W., Ruhrberg C.: Tissue macrophages act as cellular chaperones for vascular anastomosis downstream of VEGF-mediated endothelial tip cell induction. Blood, 2010; 116: 829-840
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Francois M., Caprini A., Hosking B., Orsenigo F., Wilhelm D., Browne C., Paavonen K., Karnezis T., Shayan R., Downes M., Davidson T., Tutt D., Cheah K.S., Stacker S.A., Muscat G.E., Achen M.G., Dejana E., Koopman P.: Sox18 induces development of the lymphatic vasculature in mice. Nature, 2008; 456: 643-647
[PubMed]  

[29] Gale N.W., Prevo R., Espinosa J., Ferguson D.J., Dominguez M.G., Yancopoulos G.D., Thurston G., Jackson D.G.: Normal lymphatic development and function in mice deficient for the lymphatic hyaluronan receptor LYVE-1. Mol. Cell. Biol., 2007; 27: 595-604
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Gale N.W., Thurston G., Hackett S.F., Renard R., Wang Q., McClain J., Martin C., Witte C., Witte M.H., Jackson D., Suri C., Campochiaro P.A., Wiegand S.J., Yancopoulos G.D.: Angiopoietin-2 is required for postnatal angiogenesis and lymphatic patterning, and only the latter role is rescued by Angiopoietin-1. Dev. Cell, 2002; 3: 411-423
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Gordon E.J., Gale N.W., Harvey H.L.: Expression of the hyaluronan receptor LYVE-1 is not restricted to the lymphatic vasculature; LYVE-1 is also expressed on embryonic blood vessels. Dev. Dyn., 2008; 237: 1901-1909
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[32] Gordon E.J., Rao S., Pollard J.W., Nutt S.L., Lang R.A., Harvey N.L.: Macrophages define dermal lymphatic vessel calibre during development by regulating lymphatic endothelial cell proliferation. Development, 2010; 137: 3899-3910
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Grant A.J., Goddard S., Ahmed-Choudhury J., Reynolds G., Jackson D.G., Briskin M., Wu L., Hübscher S.G., Adams D.H.: Hepatic expression of secondary lymphoid chemokine (CCL21) promotes the development of portal-associated lymphoid tissue in chronic inflammatory liver disease. Am. J. Pathol., 2002; 160: 1445-1455
[PubMed]  

[34] Griffiths R.L., Hidalgo A.: Prospero maintains the mitotic potential of glial precursors enabling them to respond to neurons. EMBO J., 2004; 23: 2440-2450
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Harvey N.L., Srinivasan R.S., Dillard M.E., Johnson N.C., Witte M.H., Boyd K., Sleeman M.W., Oliver G.: Lymphatic vascular defects promoted by Prox1 haploinsufficiency cause adult-onset obesity. Nat. Genet., 2005; 37: 1072-1081
[PubMed]  

[36] Hennekam R.C., Geerdink R.A., Hamel B.C., Hennekam F.A., Kraus P., Rammeloo J.A., Tillemans A.A.: Autosomal recessive intestinal lymphangiectasia and lymphedema, with facial anomalies and mental retardation. Am. J. Med. Genet., 1989; 34: 593-600
[PubMed]  

[37] Hirakawa S., Hong Y.K., Harvey N., Schacht V., Matsuda K., Libermann T., Detmar M.: Identification of vascular lineage-specific genes by transcriptional profiling of isolated blood vascular and lymphatic endothelial cells. Am. J. Pathol., 2003; 162: 575-586
[PubMed]  

[38] Hong Y.K., Foreman K., Shin J.W., Hirakawa S., Curry C.L., Sage D.R., Libermann T., Dezube B.J., Fingeroth J.D., Detmar M.: Lymphatic reprogramming of blood vascular endothelium by Kaposi sarcoma-associated herpesvirus. Nat. Genet., 2004; 36: 683-685
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Hong Y.K., Harvey N., Noh Y.H., Schacht V., Hirakawa S., Detmar M., Oliver G.: Prox1 is a master control gene in the program specifying lymphatic endothelial cell fate. Dev. Dyn., 2002; 225: 351-357
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] Hosking B., Francois M., Wilhelm D., Orsenigo F., Caprini A., Svingen T., Tutt D., Davidson T., Browne C., Dejana E., Koopman P.: Sox7 and Sox17 are strain-specific modifiers of the lymphangiogenic defects caused by Sox18 dysfunction in mice. Development, 2009; 136: 2385-2391
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[41] Hou W.H., Liu I.H., Tsai C.C., Johnson F.E., Huang S.S., Huang J.S.: CRSBP-1/LYVE-1 ligands disrupt lymphatic intercellular adhesion by inducing tyrosine phosphorylation and internalization of VE-cadherin. J. Cell Sci., 2011; 124: 1231-1244
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Huang S.S., Liu I.H., Smith T., Shah M.R., Johnson F.E., Huang J.S.: CRSBP-1/LYVE-1-null mice exhibit identifiable morphological and functional alterations of lymphatic capillary vessels. FEBS Lett., 2006; 580: 6259-6268
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Huang S.S., Tang F.M., Huang Y.H., Liu I.H., Hsu S.C., Chen S.T., Huang J.S.: Cloning, expression, characterization, and role in autocrine cell growth of cell surface retention sequence binding protein-1. J. Biol. Chem., 2003; 278: 43855-43869
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] Huntington G.S.: The genetic interpretation of the development of the mammalian lymphatic system. Anat. Rec., 1908; 2: 19-45
[Abstract]  

[45] Irrthum A., Devriendt K., Chitayat D., Matthijs G., Glade C., Steijlen P.M., Fryns J.P., Van Steensel M.A., Vikkula M.: Mutations in the transcription factor gene SOX18 underlie recessive and dominant forms of hypotrichosis-lymphedema-telangiectasia. Am. J. Hum. Genet., 2003; 72: 1470-1478
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Jackson D.G.: The lymphatics revisited: new perspectives from the hyaluronan receptor LYVE-1. Trends Cardiovasc. Med., 2003; 13: 1-7
[PubMed]  

[47] Janse A.J., van Coevorden F., Peterse H., Keus R.B., van Dongen J.A.: Lymphedema-induced lymphangiosarcoma. Eur. J. Surg. Oncol., 1995; 21: 155-158
[PubMed]  

[48] Ji R.C.: Macrophages are important mediators of either tumor- or inflammation-induced lymphangiogenesis. Cell. Mol. Life Sci., 2012; 69: 897-914
[PubMed]  

[49] Johnson L.A., Prevo R., Clasper S., Jackson D.G.: Inflammation-induced uptake and degradation of the lymphatic endothelial hyaluronan receptor LYVE-1. J. Biol. Chem., 2007; 282: 33671-33680
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Johnson N.C., Dillard M.E., Baluk P., McDonald D.M., Harvey N.L., Frase S.L., Oliver G.: Lymphatic endothelial cell identity is reversible and its maintenance requires Prox1 activity. Genes Dev., 2008; 22: 3282-3291
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Jussila L., Alitalo K.: Vascular growth factors and lymphangiogenesis. Physiol. Rev., 2002; 82: 673-700
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] Kaipainen A., Korhonen J., Mustonen T., van Hinsbergh V.W., Fang G.H., Dumont D., Breitman M., Alitalo K.: Expression of the fms-like tyrosine kinase 4 gene becomes restricted to lymphatic endothelium during development. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995; 92: 3566-3570
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[53] Kajiya K., Hirakawa S., Ma B., Drinnenberg I., Detmar M.: Hepatocyte growth factor promotes lymphatic vessel formation and function. EMBO J., 2005; 24: 2885-2895
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Karkkainen M.J., Ferrell R.E., Lawrence E.C., Kimak M.A., Levinson K.L., McTigue M.A., Alitalo K., Finegold D.N.: Missense mutations interfere with VEGFR-3 signalling in primary lymphoedema. Nat. Genet., 2000; 25: 153-159
[PubMed]  

[55] Karkkainen M.J., Haiko P., Sainio K., Partanen J., Taipale J., Petrova T.V., Jeltsch M., Jackson D.G., Talikka M., Rauvala H., Betsholtz C., Alitalo K.: Vascular endothelial growth factor C is required for sprouting of the first lymphatic vessels from embryonic veins. Nat. Immunol., 2004; 5: 74-80
[PubMed]  

[56] Karkkainen M.J., Saaristo A., Jussila L., Karila K.A., Lawrence E.C., Pajusola K., Bueler H., Eichmann A., Kauppinen R., Kettunen M.I., Yla-Herttuala S., Finegold D.N., Ferrell R.E., Alitalo K.: A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98: 12677-12682
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[57] Karunamuni G., Yang K., Doughman Y.Q., Wikenheiser J., Bader D., Barnett J., Austin A., Parsons-Wingerter P., Watanabe M.: Expression of lymphatic markers during avian and mouse cardiogenesis. Anat. Rec., 2010; 293: 259-270
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[58] Kazenwadel J., Michael M.Z., Harvey N.L.: Prox1 expression is negatively regulated by miR-181 in endothelial cells. Blood, 2010; 116: 2395-2401
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Kriehuber E., Breiteneder-Geleff S., Groeger M., Soleiman A., Schoppmann S.F., Stingl G., Kerjaschki D., Maurer D.: Isolation and characterization of dermal lymphatic and blood endothelial cells reveal stable and functionally specialized cell lineages. J. Exp. Med., 2001; 194: 797-808
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[60] Kubo H., Cao R., Brakenhielm E., Mäkinen T., Cao Y., Alitalo K.: Blockade of vascular endothelial growth factor receptor-3 signaling inhibits fibroblast growth factor-2-induced lymphangiogenesis in mouse cornea. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 8868-8873
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] Lawson N.D., Scheer N., Pham V.N., Kim C.H., Chitnis A.B., Campos-Ortega J.A., Weinstein B.M.: Notch signaling is required for arterial-venous differentiation during embryonic vascular development. Development, 2001; 128: 3675-3683
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[62] Liersch R., Detmar M.: Lymphangiogenesis in development and disease. Thromb. Haemost., 2007; 98: 304-310
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[63] Lohela M., Bry M., Tammela T., Alitalo K.: VEGFs and receptors involved in angiogenesis versus lymphangiogenesis. Curr. Opin. Cell Biol., 2009; 21: 154-165
[PubMed]  

[64] Mäkinen T., Adams R.H., Bailey J., Lu Q., Ziemiecki A., Alitalo K., Klein R., Wilkinson G.A.: PDZ interaction site in ephrinB2 is required for the remodeling of lymphatic vasculature. Genes Dev., 2005; 19: 397-410
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Mäkinen T., Veikkola T., Mustjoki S., Karpanen T., Catimel B., Nice E.C., Wise L., Mercer A., Kowalski H., Kerjaschki D., Stacker S.A., Achen M.G., Alitalo K.: Isolated lymphatic endothelial cells transduce growth, survival and migratory signals via the VEGF-C/D receptor VEGFR-3. EMBO J., 2001; 20: 4762-4773
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] Marino D., Dabouras V., Brändli A.W., Detmar M.: A role for all-trans retinoic acid in the early steps of lymphatic vasculature development. J. Vasc. Res., 2011; 48: 236-251
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[67] Mouta Carreira C., Nasser S.M., di Tomaso E., Padera T.P., Boucher Y., Tomarev S.I., Jain R.K.: LYVE-1 is not restricted to the lymph vessels: expression in normal liver blood sinusoids and down-regulation in human liver cancer and cirrhosis. Cancer Res., 2001; 61: 8079-8084
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[68] Nagy J.A., Vasile E., Feng D., Sundberg C., Brown L.F., Detmar M.J., Lawitts J.A., Benjamin L., Tan X., Manseau E.J., Dvorak A.M., Dvorak H.F.: Vascular permeability factor/vascular endothelial growth factor induces lymphangiogenesis as well as angiogenesis. J. Exp. Med., 2002; 196: 1497-1506
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Nightingale T.D., Frayne M.E., Clasper S., Banerji S., Jackson D.G.: A mechanism of sialylation functionally silences the hyaluronan receptor LYVE-1 in lymphatic endothelium. J. Biol. Chem., 2009; 284: 3935-3945
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[70] Norrmén C., Tammela T., Petrova T.V., Alitalo K.: Biological basis of therapeutic lymphangiogenesis. Circulation, 2011; 123: 1335-1351
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[71] Ohl L., Mohaupt M., Czeloth N., Hintzen G., Kiafard Z., Zwirner J., Blankenstein T., Henning G., Förster R.: CCR7 governs skin dendritic cell migration under inflammatory and steady-state conditions. Immunity, 2004; 21: 279-288
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[72] Oliver G.: Lymphatic vasculature development. Nat. Rev. Immunol., 2004; 4: 35-45
[PubMed]  

[73] Orvidas L.J., Kasperbauer J.L.: Pediatric lymphangiomas of the head and neck. Ann. Otol. Rhinol. Laryngol., 2000; 109: 411-421
[PubMed]  

[74] Petrova T.V., Karpanen T., Norrmén C., Mellor R., Tamakoshi T., Finegold D., Ferrell R., Kerjaschki D., Mortimer P., Ylä-Herttuala S., Miura N., Alitalo K.: Defective valves and abnormal mural cell recruitment underlie lymphatic vascular failure in lymphedema distichiasis. Nat. Med., 2004; 10: 974-981
[PubMed]  

[75] Petrova T.V., Mäkinen T., Mäkelä T.P., Saarela J., Virtanen I., Ferrell R.E., Finegold D.N., Kerjaschki D., Ylä-Herttuala S., Alitalo K.: Lymphatic endothelial reprogramming of vascular endothelial cells by the Prox-1 homeobox transcription factor. EMBO J., 2002; 21: 4593-4599
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[76] Podgrabińska S., Braun P., Velasco P., Kloos B., Pepper M.S., Skobe M.: Molecular characterization of lymphatic endothelial cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 16069-16074
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[77] Prevo R., Banerji S., Ferguson D.J., Clasper S., Jackson D.G.: Mouse LYVE-1 is an endocytic receptor for hyaluronian in lymphatic endothelium. J. Biol. Chem., 2001; 276: 19420-19430
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Sabin F.R.: On the origin of the lymphatic system from the veins and the development of the lymph hearts and thoracic duct in the pig. Am. J. Anat., 1902; 1: 367-389
[Abstract]  

[79] Salmi M., Koskinen K., Henttinen T., Elima K., Jalkanen S.: CLEVER-1 mediates lymphocyte transmigration through vascular and lymphatic endothelium. Blood, 2004; 104: 3849-3857
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Sawa Y., Mukaida A., Suzuki M., Yoshida S.: Identification of lymphatic vessels by using a monoclonal antibody specific for the human thoracic duct. Microvasc. Res., 1997; 53: 142-149
[PubMed]  

[81] Schacht V., Ramirez M.I., Hong Y.K., Hirakawa S., Feng D., Harvey N., Williams M., Dvorak A.M., Dvorak H.F., Oliver G., Detmar M.: T1α/podoplanin deficiency disrupts normal lymphatic vasculature formation and causes lymphedema. EMBO J., 2003; 22: 3546-3556
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[82] Schoppmann S.F., Birner P., Stöckl J., Kalt R., Ullrich R., Caucig C., Kriehuber E., Nagy K., Alitalo K., Kerjaschki D.: Tumor-associated macrophages express lymphatic endothelial growth factors and are related to peritumoral lymphangiogenesis. Am. J. Pathol., 2002; 161: 947-956
[PubMed]  

[83] Schulte-Merker S., Sabine A., Petrova T.V.: Lymphatic vascular morphogenesis in development, physiology, and disease. J. Cell Biol., 2011; 193: 607-618
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[84] Shimoda M., Takahashi M., Yoshimoto T., Kono T., Ikai I., Kubo H.: A homeobox protein, Prox1, is involved in the differentiation, proliferation, and prognosis in hepatocellular carcinoma. Clin. Cancer Res., 2006; 12: 6005-6011
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[85] Srinivasan R.S., Geng X., Yang Y., Wang Y., Mukatira S., Studer M., Porto M.P., Lagutin O., Oliver G.: The nuclear hormone receptor Coup-TFII is required for the initiation and early maintenance of Prox1 expression in lymphatic endothelial cells. Genes Dev., 2010; 24: 696-707
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[86] Takashima S., Kitakaze M., Asakura M., Asanuma H., Sanada S., Tashiro F., Niwa H., Miyazaki J., Hirota S., Kitamura Y., Kitsukawa T., Fujisawa H., Klagsbrun M., Hori M.: Targeting of both mouse neuropilin-1 and neuropilin-2 genes severely impairs developmental yolk sac and embryonic angiogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 3657-3662
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[87] Teriete P., Banerji S., Noble M., Blundell C.D., Wright A.J., Pickford A.R., Lowe E., Mahoney D.J., Tammi M.I., Kahmann J.D., Campbell I.D., Day A.J., Jackson D.G.: Structure of the regulatory hyaluronan binding domain in the inflammatory leukocyte homing receptor CD44. Mol. Cell, 2004; 13: 483-496
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[88] Torres-Vázquez J., Kamei M., Weinstein B.M.: Molecular distinction between arteries and veins. Cell Tissue Res., 2003; 314: 43-59
[PubMed]  

[89] Uhrin P., Zaujec J., Breuss J.M., Olcaydu D., Chrenek P., Stockinger H., Fuertbauer E., Moser M., Haiko P., Fässler R., Alitalo K., Binder B.R., Kerjaschki D.: Novel function for blood platelets and podoplanin in developmental separation of blood and lymphatic circulation. Blood, 2010; 115: 3997-4005
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[90] Wang H.W., Trotter M.W., Lagos D., Bourboulia D., Henderson S., Mäkinen T., Elliman S., Flanagan A.M., Alitalo K., Boshoff C.: Kaposi sarcoma herpesvirus-induced cellular reprogramming contributes to the lymphatic endothelial gene expression in Kaposi sarcoma. Nat. Genet., 2004; 36: 687-693
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[91] Wang Y., Nakayama M., Pitulescu M.E., Schmidt T.S., Bochenek M.L., Sakakibara A., Adams S., Davy A., Deutsch U., Lüthi U., Barberis A., Benjamin L.E., Mäkinen T., Nobes C.D., Adams R.H.: Ephrin-B2 controls VEGF-induced angiogenesis and lymphangiogenesis. Nature, 2010; 465: 483-486
[PubMed]  

[92] Waś H.: Charakterystyka antygenów i czynników wzrostu śródbłonka limfatycznego. Postępy Biochem., 2005; 51: 209-214
[PubMed]  

[93] Weigel J.A., Raymond R.C., McGary C., Singh A., Weigel P.H.: A blocking antibody to the hyaluronan receptor for endocytosis (HARE) inhibits hyaluronan clearance by perfused liver. J. Biol. Chem., 2003; 278: 9808-9812
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[94] Weninger W., Partanen T.A., Breiteneder-Geleff S., Mayer C., Kowalski H., Mildner M., Pammer J., Stürzl M., Kerjaschki D., Alitalo K., Tschachler E.: Expression of vascular endothelial growth factor receptor-3 and podoplanin suggests a lymphatic endothelial cell origin of Kaposi’s sarcoma tumor cells. Lab. Invest., 1999; 79: 243-251
[PubMed]  

[95] Wigle J.T., Oliver G.: Prox1 function is required for the development of the murine lymphatic system. Cell, 1999; 98: 769-778
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[96] Wilting J., Becker J.: Two endothelial cell lines derived from the somite. Anat. Embryol., 2006; 211 (Suppl. 1): 57-63
[PubMed]  

[97] Witte M.H., Bernas M.J., Martin C.P., Witte C.L.: Lymphangiogenesis and lymphangiodysplasia: from molecular to clinical lymphology. Microsc. Res. Tech., 2001; 55: 122-145
[PubMed]  

[98] Yamashita J.K.: Differentiation of arterial, venous, and lymphatic endothelial cells from vascular progenitors. Trends Cardiovasc. Med., 2007; 17: 59-63
[PubMed]  

[99] Yamazaki T., Yoshimatsu Y., Morishita Y., Miyazono K., Watabe T.: COUP-TFII regulates the functions of Prox1 in lymphatic endothelial cells through direct interaction. Genes Cells, 2009; 14: 425-434
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[100] Yaniv K., Isogai S., Castranova D., Dye L., Hitomi J., Weinstein B.M.: Live imaging of lymphatic development in the zebrafish. Nat. Med., 2006; 12: 711-716
[PubMed]  

[101] Yuan L., Moyon D., Pardanaud L., Bréant C., Karkkainen M.J., Alitalo K., Eichmann A.: Abnormal lymphatic vessel development in neuropilin 2 mutant mice. Development, 2002; 129: 4797-4806
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text