Streszczenie

Metaloproteinazy macierzy zewnątrzkomórkowej (MMP) to rodzina endopeptydaz, które do ak­tywności proteolitycznej wymagają w centrum aktywnym obecności jonu cynku. Rodzinę MMP można podzielić na sześć grup: matrylizyny, kolagenazy, stromielizyny, żelatynazy, błonowe MMP i niesklasyfikowane MMP. Aktywność MMP regulowana jest na kilku poziomach: transkrypcji genów, stabilności mRNA, aktywacji proteolitycznej zymogenu, hamowania aktywności enzy­matycznej, degradacji MMP. Głównymi wewnętrznymi inhibitorami MMP są tkankowe inhibito­ry metaloproteinaz (TIMP). Komórki nowotworowe przez wydzielanie interleukin, interferonów, czynników wzrostu i induktora metaloproteinazy macierzy zewnątrzkomórkowej (EMMPRIN), potrafią indukować otaczające komórki gospodarza do wytwarzania potrzebnych im MMP. Oprócz komórek nowotworowych, MMP wytwarzają fibroblasty, makrofagi, komórki tuczne, polimorfo­jądrowe neutrofile (PMN) i komórki śródbłonka (EC). MMP wpływają na wiele etapów rozwoju nowotworu, umożliwiając jego ekspansję przez wspieranie proliferacji komórek nowotworowych, ich inwazji i migracji, powstawania nowych naczyń krwionośnych w otoczeniu guza, a także przez blokowanie apoptozy komórek nowotworowych. Znanych jest kilka sposobów, za pomocą których MMP mogą wspierać rozwój nowotworu. Degradując macierz zewnątrzkomórkową (ECM) uwal­niają przechowywane w niej peptydowe czynniki wzrostu. Mogą także uwalniać czynniki wzro­stu z powierzchni komórek lub z wiążących je białek. MMP mogą pośrednio regulować sygnały wysyłane przez integryny lub degradować cząsteczki E-kadheryny zwiększając ruchliwość komó­rek. MMP wspomagają powstawanie przerzutów m.in. poprzez indukcję EMT (epithelial to me­senchymal transition). Ułatwiają również przechodzenie przez naczynia krwionośne. Rola MMP w angiogenezie polega na uwalnianiu czynników naczyniotwórczych oraz degradacji ECM, by umożliwić migrację komórkom śródbłonkowym. MMP mogą także hamować rozwój nowotwo­ru przez trawienie receptorów powierzchni komórkowej, których ligandami są czynniki wzrostu lub poprzez uwalnianie z ECM czynników hamujących angiogenezę.

Słowa kluczowe: metaloproteinazy macierzy • MMP • nowotwór • angiogeneza

Summary

Extracellular matrix metalloproteinases (MMPs) are a family of endopeptydases which recquire a zinc ion at their active site, for proteolityc activity. There are six members of the MMP family: matrilysins, collagenases, stromelysins, gelatinases, membrane MMPs and other MMPs. Activity of MMPs is regulated at the level of gene transcription, mRNA stability, zymogene proteolitic ac­tivation, inhibition of an active enzyme and MMP degradation. Tissue inhibitors of metalloprote­inases (TIMPs) are main intracellular inhibitors of MMPs. Host cells can be stimulated by tumor cells to produce MMPs by secreted interleukins, interferons, growth factors and an extracellular matrix metalloproteinase inducer (EMMPRIN). MMPs are produced by tumor cells, fibroblasts, macrophages, mast cells, polimorphonuclear neutrophiles (PMNs) and endothelial cells (ECs). MMPs affect many stages of tumor development, facilitating its growth through promoting tu­mor cells proliferation, invasion and migration, new blood vessels formation and blocking tumor cells apoptosis. MMPs can promote tumor development in several ways. ECM degradation re­sults in release of peptide growth factors. Growth factors linked with cell surface or binding pro­teins can also be liberated by MMPs. MMPs can indirectly regulate integrin signalling or cleave E-cadherins, facilitating cell migration. MMPs support metastasis inducing an epithelial to me­senchymal transition (EMT). MMP also support transendothelial migration. MMPs support an­giogenesis by releasing pro-angiogenic factors and degrading ECM to support ECs migration. Cell surface growth factor receptors are also cleaved by MMPs, which results in inhibition of tu­mor development, so is release of anti-angiogenic factors from ECM.

Key words:matrix metalloproteinases • MMP • tumor • angiogenesis

Wykaz skrótów:

ADAM – białka zawierające domenę dezintegryny i metaloproteinazy; ADAMTS – ADAM z motywem trombospondyny; Ang – angiopoetyny; bFGF – zasadowy czynnik wzrostu fibroblastów; BM – błona podstawna; CAF – fibroblasty związane z nowotworem; CD – gronko różnicowania (cluster of differentiation); DAG – diacyloglicerol; EC – komórka śródbłonka; ECM – macierz zewnątrzkomórkowa; EGF – nabłonkowy czynnik wzrostu; EGFR – receptor EGF; EMMPRIN – induktor metaloproteinaz macierzy zewnątrzkomórkowej; EMT – zmiana fenotypu z nabłonkowego na mezenchymalny; EPC – komórki progenitorowe śródbłonka; ErbB – receptor EGF; FAP – białko aktywujące fibroblasty; FasL – ligand Fas; FGF – czynnik wzrostu fibroblastów; FGFR – receptor czynnika wzrostu fibroblastów; FRS – substrat FGF; GP – glikoproteina; GPI – glikofosfatydyloinozytol; HIF – czynnik indukowany niedotlenieniem; HB-EGF – związany z heparyną EGF; HGF – czynnik wzrostu hepatocytów; IFP – ciśnienie płynu śródmiąższowego; IGF – insulinopodobny czynnik wzrostu; IGF-BP – białko wiążące IGF; IGF-IR – receptor IGF typu 1; IL – interleukina; IP3 – 1,4,5-trifosforan inozytol; LRP – białko pokrewne receptorowi lipoproteiny niskiej gęstości; LTBP1 – białko wiążące latentny TGF-β; MCP – chemotaktyczne białko makrofagów; MMP – metaloproteinazy macierzy zewnątrzkomórkowej; MT-MMP – błonowe MMP; NF-κB – czynnik jądrowy κB; PAI-1 – inhibitor aktywatora plazminogenu; PAR1 – receptor aktywowany proteazą; PC – perycyty; PDGF – płytkowy czynnik wzrostu; PG – proteoglikany; PKC – kinaza białkowa C; PLC – fosfolipaza C; PMN – polimorfojądrowe neutrofile; RANKL – receptorowy aktywator liganda NF-κB; ROS – reaktywne formy tlenu; RTK – receptorowa kinaza tyrozynowa; SMC – komórki mięśni gładkich; TAM – makrofagi związane z nowotworem; TGF-α – transformujący czynnik wzrostu α; TGF-β – transformujący czynnik wzrostu β; TIMP – tkankowe inhibitory metaloproteinaz; TNF-α – czynnik martwicy nowotworu α; tPA – tkankowy aktywator plazminogenu; TS – trombospondyna; uPA – tkankowy aktywator plazminogenu typu urokinazy; uPAR – receptor uPA; VEGF – naczyniowy śródbłonkowy czynnik wzrostu.

Wstęp

Komórki ulegają transformacji nowotworowej w wyniku zmian DNA powodującego utratę kontroli nad procesami regulującymi proliferację, apoptozę, różnicowanie się oraz zdolność do naprawy powstałych mutacji. Komórki nowo­tworowe ulegają niekontrolowanym podziałom, którym to­warzyszą dalsze mutacje. Jednocześnie zachodzi selekcja wśród komórek nowotworowych, wyłaniająca dominują­ce klony, co w konsekwencji prowadzi do progresji pro­cesu chorobowego.

Jednak nowotwór, aby się rozwijać musi oddziaływać na swoje otoczenie, tworząc warunki sprzyjające jego dalsze­mu wzrostowi. Mikrośrodowisko jest na pierwszy rzut oka niesprzyjające dla komórek, zwłaszcza takich, które ule­gają szybkim podziałom. Jest ono ubogie w tlen, składni­ki odżywcze oraz charakteryzuje się niższym pH [42,221]. Komórki nowotworowe wypracowały mechanizmy, któ­re pozwalają im przeżyć w niesprzyjających warunkach. Zdolne są m.in.do przejścia z metabolizmu tlenowego na beztlenowy. Ważnym elementem mikrośrodowiska nowo­tworu jest tzw. macierz zewnątrzkomórkowa, w której znaj­dują się fibroblasty, komórki śródbłonka (EC) oraz komórki układu odpornościowego. Komórki te aktywnie wspierają wzrost nowotworu np. poprzez wydzielanie metaloprote­inaz macierzy zewnątrzkomórkowej (MMP) i wytwarza­nie różnych czynników wzrostowych.

Progresywny wzrost nowotworu wymaga przebudowy ma­cierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) otaczającej komór­ki nowotworowe. ECM to złożona struktura wzajemnie oddziałujących makrocząsteczek, służąca nie tylko jako struktura przestrzenna kotwicząca komórki, ale także ak­tywnie uczestnicząca w regulacji ich rozwoju i funkcji. ECM tworzą dwie grupy cząsteczek, to jest glikoproteiny (GP) oraz proteoglikany (PG), które są wytwarzane głów­nie przez fibroblasty.

Metaloproteinazy macierzy zewnątrzkomórkowej

Metaloproteinazy macierzy zewnątrzkomórkowej odgrywają główną rolę w przebudowie ECM. Udział MMP w procesie rozwoju nowotworu był już przedstawiany w polskim pi­śmiennictwie, w wielu artykułach [80,112,121,129,130,223].

Struktura MMP

MMP to rodzina endopeptydaz, które do aktywności proteolitycznej, wymagają w centrum aktywnym jonu cynku (ryc.1). Upraszczając, MMP zbudowane są przynajmniej z dwóch domen: domeny katalitycznej i prodomeny (z wy­jątkiem MMP-23), zawierają także peptyd sygnałowy. Domena katalityczna zawiera wysoce konserwatywny mo­tyw HEXGHXXGXXH, w którym znajdują się trzy resz­ty histydyny odpowiedzialne za wiązanie z katalitycznym jonem cynku. Umiejscowiony jest tam również, poniżej miejsca aktywnego, motyw „Met-turn”, który odpowiada za właściwą strukturę wokół katalitycznego jonu cynku [170]. W domenie katalitycznej znajduje się także struk­turalny jon cynku i przeważnie trzy jony wapnia, które sta­bilizują strukturę enzymu [44]. Metaloproteinazy do ujaw­nienia aktywności wymagają aktywacji, polegającej na usunięciu prodomeny. Prodomena w stanie nieaktywnym zawiera, w swojej C-końcowej części, konserwatywny mo­tyw PRCGVDP, w którym znajduje się reszta cysteiny, zachowująca się jak czwarty ligand cynkowy, zapobie­gający aktywacji cząsteczki wody. Proces ten nosi nazwę „przełącznika cysteinowego” (cysteine switch) i przebie­ga w dwóch etapach. Najpierw prodomena jest trawiona w określonym miejscu, powyżej reszty cysteinowej, a na­stępnie zachodzi autoproteoliza wiązania His-Phe, któ­re określa początek domeny katalitycznej [149]. W MMP mogą także występować domena hemopeksyny oraz boga­ty w prolinę, elastyczny łącznik, który łączy domenę he­mopeksyny z domeną katalityczną. Domena hemopeksy­ny odgrywa znaczącą rolę w prawidłowym rozpoznaniu substratu, oddziaływaniu z tkankowymi inhibitorami me­taloproteinaz (TIMP) oraz wiązaniu enzymu do ECM lub powierzchni komórki [44,74,148,200]. Elastyczny łącznik natomiast pomaga utrzymać stabilną strukturę enzymu, a także może mieć znaczenie przy degradacji niektórych substratów MMP [136].

Ryc. 1. Struktura domen MMP: S – peptyd sygnałowy, Pro – prodomena, Cat – domena katalityczna, Hpx – domena hemopeksyny, Fn – powtórzenie fibronektyny, V – insert witronektyny, I – domena transbłonowa typu I, II – domena transbłonowa typu II, Cp – fragment cytoplazmatyczny, G – domena kotwicząca do glikofosfatydyloinozytolu, Ca – domena bogata w cysteinę, Ig – domena immunoglobulinopodobna (według [215] zmodyfikowano)

Członkowie rodziny MMP

O przynależności do rodziny MMP decyduje: homologia sekwencji aminokwasowej z MMP-1, a więc obecność mo­tywu przełącznika cysteinowego w prodomenie oraz mo­tywu wiążącego cynk w domenie katalitycznej. Na pod­stawie budowy oraz swoistości substratowej podzielono MMP na sześć grup: matrylizyny, kolagenazy, stromielizy­ny, żelatynazy, błonowe MMP i niesklasyfikowane MMP.

Matrylizyny należą do najprostszych MMP, zbudowane są z peptydu sygnałowego, prodomeny i domeny katalitycznej, nie zawierają domeny hemopeksyny. W tej grupie są MMP-26 i MMP-7, a ich substratami są składniki ECM, a także wy­magające aktywacji cząsteczki obecne na powierzchni komó­rek, takie jak pro-α-defensyna, ligand Fas, proczynnik mar­twicy nowotworu (TNF-α) i E-kadheryna [215].

Kolagenazy zawierają dodatkowo domenę hemopeksyny oraz elastyczny łącznik. W tej grupie znajdują się MMP-1, MMP-8, MMP-13 i MMP-18. Ich substratami są kolage­ny typu I, II, III, V oraz IX [121], ale mogą także degra­dować wiele innych białek.

Do stromielizyny należą MMP-3 i MMP-10 charaktery­zujące się podobną swoistością substratową, ale MMP-3 ma większą wydajność proteolityczną niż MMP-10 [215]. Enzymy z tej grupy trawią składniki ECM, a MMP-3 ak­tywuje wiele zymogenów MMP.

Żelatynazy, należące do tej grupy MMP-2 i MMP-9 mają zdolność degradowania kolagenu typu IV, lamininy, a także wykazują aktywność przeciw zdenaturowanemu kolageno­wi – żelatynie [44]. Ich unikalną cechą jest to, że w obrę­bie domeny katalitycznej, zawierają trzy powtórzenia fibro­nektyny typu II, które umożliwiają wiązanie z kolagenem, żelatyną i lamininą [2,215]. MMP-2 trawi ponadto kola­geny typu I, II i III [1,121] i jest szeroko ekspresjonowana w tkankach. Natomiast ekspresja MMP-9 jest indukowana w warunkach wymagających przebudowy tkanki (rozwój tkanki, gojenie się ran, inwazyjny wzrost nowotworu) [170].

Błonowe MMP to MMP związane z błoną komórkową (MT-MMP). Proteazy wchodzące w skład tej grupy podzielono na dwie podgrupy. Do pierwszej należą enzymy z transbło­nową domeną zawierającą 24 hydrofobowe reszty amino­kwasowe, ulokowaną za domeną hemopeksyny i fragment cytoplazmatyczny [44]. Hydrofobowa domena umożli­wia umiejscowienie enzymu na powierzchni błony. Do tej podgrupy należą MMP-14 (MT1-MMP), MMP-15 (MT2-MMP), MMP-16 (MT3-MMP) i MMP-24 (MT5-MMP). Do drugiej podgrupy należą MMP, które są zakotwiczo­ne w błonie dzięki połączeniu z glikofosfatydyloinozyto­lem (GPI). Należą do niej MMP-17 (MT4-MMP) i MMP-25 (MT6-MMP). MT-MMP są zdolne do degradacji wielu składników ECM, w tym kolagenu typu I, II i III, fibro­nektyny, lamininy, fibryny i nidogenu [90,170]. MT-MMP mają także domenę składającą się z 11 reszt aminokwaso­wych, umieszczoną między propeptydem a domeną kata­lityczną, która jest trawiona przez furyny – grupę prote­az serynowych obecnych w aparacie Golgiego [44,164].

Niesklasyfikowane MMP – siedem z nich nie zostało przy­pisanych do żadnej z powyższych grup. Do tej grupy na­leżą MMP-12, MMP-19, MMP-20, MMP-21, MMP-23, MMP-27 i MMP-28.

Budowę i klasyfikację MMP przedstawiło wielu autorów [80,121,129,130], wiele informacji o żelatynazach przed­stawiła Kołaczkowska [112].

ADAM

Białka ADAM (a disintegrin-like and metalloproteinase) są rodziną transbłonowych białek powierzchni komórko­wej, które wykazują działanie zarówno adhezyjne, jak i proteolityczne. Termin „dezintegryna” był początkowo stosowany do opisu bogatych w cysteinę białek, zawiera­jących motyw RGD, izolowanych z jadu węża, które hamu­ją agregację płytek krwi i adhezję komórkową z użyciem integryn [77,125,141,153]. Później homologiczne białka, w których reszta argininy wewnątrz motywu RGD zosta­ła zastąpiona innym aminokwasem, tworząc motywy, ta­kie jak: KGD [125,161], MGD [125,154], VGD [28,125], WGD lub MLDG [125,189], także dołączono do rodzi­ny dezintegryn. Ostatecznie termin „dezintegryny” został zarezerwowany dla określonych toksyn jadu węża, a ter­min „białko typu dezintegryny” dla białek z motywem RGD z podobnymi właściwościami, ale inną ogólną bu­dową. Do białek typu dezintegryny należą m.in. rodziny ADAM i ADAMTS (ADAM z motywami trombospondy­ny). Białka te tworzą jedną podrodzinę, tzw. adamalizyn, która z metaloproteinazami należy do nadrodziny mety­zyn [246]. Dotąd zidentyfikowano 34 członków ADAM w wielu różnych organizmach.

Regulacja aktywności MMP

Aktywność MMP jest regulowana na kilku poziomach: transkrypcji genów, stabilności mRNA, aktywacji prote­olitycznej zymogenu, inhibicji aktywnego enzymu, de­gradacji MMP.

Regulacja transkrypcji MMP

Ekspresja większości MMP jest w prawidłowych warun­kach niewielka, wzrasta, gdy zachodzi potrzeba przebu­dowy ECM. Zwiększenie poziomu MMP obserwowane w nowotworach jest spowodowane m.in. zmianami trans­krypcji genów MMP oraz stabilności mRNA, w odpowiedzi na czynniki wzrostu, cytokiny oraz modyfikacje środowi­ska ECM. Metaloproteinazy należą do białek konserwa­tywnych i ich geny charakteryzują się dobrą stabilnością. Zauważono jednak, że w promotorach genów MMP ist­nieje polimorfizm, który wpływa na transkrypcję genów. Na przykład w promotorze MMP-1 występuje polimor­fizm pojedynczego nukleotydu, w którym mogą wystę­pować jedna lub dwie guaniny. Obecność dwóch guanin tworzy funkcjonalne miejsce wiążące ETS, sąsiadujące z miejscem AP-1 i wzmacniające transkrypcję. Inny po­limorfizm znajduje się w promotorze genu MMP-3, któ­ry zawiera pięć lub sześć adenozyn. Homozygoty alle­lu 6A mają połowę aktywności transkrypcyjnej allelu 5A [51,235]. Informacje i przykłady wpływu polimorfizmu na ekspresję MMP przedstawiono w [130].

Promotory genów MMP zawierają wiele różnych elemen­tów regulatorowych, m.in. AP-1, PEA3, Sp1, Tcf/Lef-1, NFkB, RARE[36]. W wielu promotorach można znaleźć także sekwencje TATA i sekwencje bogate w GC. Jednym z głównych elementów regulatorowych jest AP-1, z którym wiążą się członkowie rodziny czynnika transkrypcyjnego AP-1. Są to białka z motywem suwaka leucynowego, które są spowinowacone z sekwencją DNA 5′-TGAG/CTCA-3′. Czynniki transkrypcyjne AP-1 wiążą się z DNA w postaci dimerów, tworzonych przez członków rodziny Jun (c-Jun, JunB i JunD) oraz rodziny Fos (cFos, Fra-1, Fra-2 i FosB) [5,33]. Innym ważnym elementem regulatorowym jest miej­sce PEA3, z którym wiążą się czynniki transkrypcyjne ETS. Są to białka z motywem helisa-zwrot-helisa, które rozpo­znają sekwencję 5′-A/CGGAA/T-3′ [184,218]. Czynniki transkrypcyjne ETS nie wiążą się z DNA same, ale two­rzą kompleksy z innymi czynnikami transkrypcyjnymi, dla których działają jak kofaktory. Do członków tej rodzi­ny należą np. ETS-1, ERGB/Fli-1 i PU.1. Zdolność czyn­ników transkrypcyjnych AP-1 i ETS do wiązania DNA jest regulowana przez szlaki sygnalizacyjne MAPK. Do szla­ku MAPK należą: ERK1,2, który jest aktywowany przez mitogeny oraz JNK/SAPK i p38, aktywowane przez stres środowiskowy i cytokiny zapalne. Schemat szlaku sygna­lizacyjnego MAPK podany jest w [218].

Aktywacja pro-MMP

Wszystkie MMP syntetyzowane są w postaci nieaktyw­nych zymogenów (pro-MMP). Aby uaktywnić enzym wy­magane jest usunięcie prodomeny, blokującej miejsce ak­tywne. Większość MMP aktywowanych jest na zewnątrz komórki, ale dla kilku z nich zaobserwowano aktywację wewnątrzkomórkową w aparacie Golgiego. Do tej grupy należą: MT-MMP, MMP-1 i MMP-21 zawierające dome­nę furynopodobną.

Aktywację MMP wywołuje wiele czynników, np. HgCl2, de­tergenty (SDS), niskie pH, podwyższona temperatura, reak­tywne formy tlenu (ROS) lub proteazy [130]. ROS aktywu­ją MMP przez utlenianie cysteiny w prodomenie [107,220]. Ważnymi aktywatorami MMP są: tkankowy aktywator pla­zminogenu typu urokinazy (uPA) i tkankowy aktywator pla­zminogenu (tPA). MMP mogą się aktywować także wza­jemnie. Najlepiej poznano mechanizm aktywacji MMP-2 przez MT1-MMP [51,197]. Aktywacja MMP-2 przebiega przez trójskładnikowy kompleks: MT1-MMP, TIMP-2 i pro­-MMP-2. TIMP-2 jest inhibitorem MMP, który wiąże się poprzez swoją domenę N-końcową z miejscem aktywnym MT1-MMP, a przez domenę C-końcową z domeną hemopek­syny pro-MMP-2. Następnie druga cząsteczka MT1-MMP, wolna od TIMP-2, trawi prodomenę w miejscu N37 – L38, a dalsza autoproteoliza wywołuje pełną aktywację MMP-2. TIMP-2 może więc służyć nie tylko jako inhibitor MMP, ale także pomagać w aktywacji tych enzymów. Należy jed­nak pamiętać, że aby zaistniała aktywacja MMP-2 stężenie TIMP-2 musi być stosunkowo niskie, tak żeby mógł zostać utworzony trójcząsteczkowy kompleks, ale jednocześnie nie wszystkie MT1-MMP uległy wysyceniu. Podobnie akty­wacja MMP-2 przebiega z udziałem MT3-MMP i TIMP-2 lub TIMP-3 [95,240]. MMP-2 może być także aktywowa­na w procesie z udziałem klaudyn i MT1-MMP [185,195]. Trombospondyna 1 (TS1) wiąże się z pro-MMP-2 i -9 ha­mując ich aktywację [20,48,95]. Ogólne mechanizmy ak­tywacji pro-MMP opisano wcześniej [129,130], natomiast w [80,121] opisano przebieg aktywacji pro-MMP-2.

Inhibitory MMP

Głównymi wewnętrznymi inhibitorami metaloproteinaz są tkankowe inhibitory metaloproteinaz (TIMP), z któ­rych zidentyfikowano dotąd: TIMP-1, TIMP-2, TIMP-3 i TIMP-4 [6,23,44,46,79]. Wszystkie TIMP mają podobną budowę. Składają się z domeny N-końcowej, zawierającej sześć reszt cysteiny (trzy mostki disiarczkowe) odpowie­dzialnych za wiązanie z domeną katalityczną MMP oraz z domeny C-końcowej, w której także znajduje się sześć cystein tworzących trzy mostki. Domena ta wiąże się z do­menami hemopeksyny zymogenów niektórych MMP, co może prowadzić do aktywacji enzymu. TIMP mogą pełnić rolę zarówno inhibitora, jak i aktywatora MMP, mogą ha­mować aktywność wszystkich MMP, jednak z różną swo­istością [24]. TIMP-3, w przeciwieństwie do pozostałych TIMP, oddziałując z siarczanami glikozoaminoglikanów jest „immobilizowany” w ECM. TIMP pełnią także wie­le innych funkcji, są m.in. zaangażowane w różnicowanie komórek, wzrost, migrację, inwazję, angiogenezę i apop­tozę. Zaobserwowano, że TIMP-2 zapobiega autoprote­olitycznej przemianie MT1-MMP, do nieaktywnej posta­ci o masie cząsteczkowej 45 kDa.

Innym wewnętrznym inhibitorem MMP jest białko RECK, które hamuje aktywność MMP-2, MMP-9 i MT1-MMP. RECK jest zakotwiczony w błonie komórkowej poprzez GPI i jest eksprejonowany w wielu tkankach, ale jego po­ziom w komórkach nowotworowych jest niski. W polskim piśmiennictwie inhibitory metaloproteinaz opisano w wie­lu pracach [80,121,129,130].

Unieczynnianie MMP

Oprócz proteolitycznej aktywacji metaloproteinaz enzy­my te podobnie jak wszystkie białka ulegają proteolizie. Aktywność i swoistość MMP mogą być regulowane przez proteolityczną degradację. Jednak nie każde trawienie dez­aktywuje MMP, np. usunięcie domeny hemopeksyny, po­woduje utratę aktywności względem pewnych substratów, a zachowana zostaje możliwość trawienia innych. Odcięcie domeny hemopeksyny znosi zdolność niektórych MMP do wiązania się z błoną komórkową. Trawienie MMP może również zmniejszyć ich powinowactwo do TIMP.

MMP mogą być fizycznie usunięte z ECM, tworząc kom­pleksy z białkami błonowymi, które ulegają endocytozie. Takimi białkami są np. α-makroglobulina oraz trombo­spondyna 2 (TS2), które po związaniu MMP ulegają en­docytozie za pośrednictwem białka pokrewnego receptoro­wi lipoproteiny o niewielkiej gęstości (LRP) [51,192,234], która jest substratem MT1-MMP [95,181]. MMP-13 wią­że się z receptorem (170 kDa) o dużym powinowactwie do MMP-13. Wiązanie wymagające Ca²⁺ prowadzi do interna­lizacji i degradacji MMP-13 wewnątrz komórki.

Wśród błonowych MMP wyróżniono dwa mechanizmy endocytozy: endocytoza z udziałem kaweoli lub zależna od klatryny. Najlepiej zjawisko to opisano dla MT1-MMP. Kompleks adaptorowy klatryny AP-2 wiąże się do moty­wu dwuleucynowego (Leu-Leu-Tyr573) w domenie cyto­plazmatycznej MT1-MMP [102,169,211]. Fosforylacja ty­rozyny (Tyr573) w sposób zależny od kinazy tyrozynowej Src jest wymagana do proliferacji i wzrostu inwazyjnego komórek nowotworowych [156,169]. Fosforylacja endol­finy A2 (białka generującego fałdowanie błony podczas tworzenia pęcherzyków endocytarnych) przez kompleks FAK-Src prowadzi do redukcji endocytozy MT1-MMP i zwiększonej degradacji ECM [169,228]. Także kolagen typu I może indukować inhibicję endocytozy MT1-MMP [169]. MT1-MMP i rozpuszczalne MMP znajdują się na kaweolarnych błonach, a same kaweole są wymagane do prawidłowego umiejscowienia i działania MT1-MMP pod­czas migracji komórkowej. Domena cytoplazmatyczna MT1-MMP oddziałuje z ufosforylowaną tyrozyną (Tyr14) kaweoliny 1, głównego składnika kaweoli [114,160].

Innymi cząsteczkami regulującymi stężenie MT1-MMP na powierzchni komórkowej są tetraspaniny. Tetraspaniny to integralne białka błonowe z czterema przewidywanymi transbłonowymi domenami tworzą dużą grupę powszech­nie ekspresjonowanych białek. Wśród MMP wiążących się z tetraspaninami jest MT1-MMP, który tworzy kompleks z CD63 [185]. CD63 bierze udział w transporcie MT1-MMP z powierzchni komórek do lizosomów, gdzie MT1-MMP ulegają proteolizie. Również CD151 w EC i CD9, CD81 i TSAN12 w komórkach nowotworowych zostały powią­zane z regulacją aktywności MT1-MMP [116,185,233], ale działają przeciwnie do CD63, ponieważ wspierają ekspre­sję MT1-MMP na powierzchni komórek.

Źródła MMP w nowotworach

Choć MMP są istotne dla przeżycia i ekspansji komórek nowotworowych, to są przez nie wytwarzane tylko w nie­wielkim stopniu. Komórki nowotworowe, w parakryno­wy sposób, poprzez wydzielanie interleukin, interferonów, czynników wzrostu i induktora metaloproteinazy macierzy zewnątrzkomórkowej (EMMPRIN), inicjują otaczające ko­mórki gospodarza do wytwarzania potrzebnych im MMP [155,162,195,244]. MMP wydzielane przez prawidłowe komórki mogą być następnie wiązane na powierzchni ko­mórek nowotworowych. Do „producentów” MMP, oprócz komórek nowotworowych, należą fibroblasty, makrofagi, komórki tuczne, wielojądrzaste neutrofile (PMN), adypo­cyty i komórki śródbłonkowe.

Komórki nowotworowe wytwarzają głównie MMP-7 [85,155], która wpływa na wczesne etapy nowotworzenia, takie jak proliferacja, apoptoza i migracja. Zidentyfikowano dwa rodzaje fibroblastów zaangażowanych w rozwój no­wotworu. Miofibroblasty, które powstają z fibroblastów pod wpływem wydzielanego przez komórki nowotworowe transformującego czynnika wzrostu-β (TGF-β) [30,212]. Miofibroblasty mogą pochodzić z komórek nabłonkowych, które przeszły EMT [175,225] i w przeciwieństwie do fi­broblastów, które wytwarzają składniki ECM wydzielają enzymy, które degradują ECM. Drugim rodzajem są fibro­blasty związane z nowotworem(CAF). CAF mogą powsta­wać przez aktywację fibroblastów zrębowych lub fibrobla­stów z krwiobiegu [175]. Cechą charakterystyczną CAF jest ekspresja wimentyny, dezminy, aktyny α mięśni gład­kich i białka aktywującego fibroblasty (FAP). Ponadto wy­twarzają wiele cytokin, czynników wzrostu i białek ECM, wpływając na mikrośrodowisko komórek nowotworowych i wspierając ich rozwój [212]. Obecność np. czynników wzrostu hepatocytów (HGF) prowadzi do inwazyjnego fe­notypu komórek nowotworowych i podobnie jak TGF-β, może indukować u nich zmianę fenotypu nabłonkowego na mezenchymalny (EMT – epithelial to mesenchymal trans­ition). W konsekwencji powiązane z EMT czynniki trans­krypcyjne Twist 1 i 2 indukowane onkogenem mogą zno­sić przedwczesne starzenie się komórek nowotworowych [140,212]. Poprzez wytwarzanie białek ECM, CAF mogą fizycznie modyfikować mikrośrodowisko tworząc barierę utrudniającą infiltrację guza przez komórki układu odpor­nościowego [132,152]. Komórki nowotworowe w parakry­nowy sposób stymulują CAF do wytwarzania MMP, takich jak MMP-1, MMP-2, MMP-3, MMP-9, MMP-11, MMP-13 i MT1-MMP [89,170,213]. Co ciekawe, zwiększone wy­twarzanie MMP obserwowane jest w starzejących się fibro­blastach, co może być ważną częścią tworzenia środowi­ska sprzyjającego powstawaniu nowotworów [17,122,155]. W nowotworach odkryto także obecność makrofagów zwią­zanych z nowotworem (TAM). Monocyty mogą, zależnie od bodźca, przechodzić w prozapalne (M1) lub przeciw­zapalne (M2) makrofagi. Komórki TAM są podobne do makrofagów M2 [212], prawdopodobnie przyczyniają się do rozwoju nowotworu oraz powstawania przerzutów, ale nie mają wpływu na inicjację procesu nowotworowego. Ułatwiają degradację macierzy oraz wspierają ruchliwość komórek nowotworowych, ułatwiając migrację. Przenikanie komórek nowotworowych do naczyń krwionośnych nastę­puje z udziałem okołonaczyniowych makrofagów, które wzmacniają oddziaływania komórek nowotworowych z ko­mórkami śródbłonka i ułatwiają przechodzenie przez ścianę naczynia [212,229]. TAM wspierają angiogenezę groma­dząc się w niedotlenionych obszarach guza i uruchamiając przełącznik naczyniotwórczy i neowaskularyzację poprzez wydzielanie pronaczyniotwórczych czynników, takich jak czynnik wzrostu śródbłonka naczyń (VEGF), interleukina 1β (IL-1β), TNF-α, angiogenina i semaforyna 4D. TAM wytwarzają wiele MMP: MMP-1, -2, -3, -7, -9, -10, -12, -13, -14 i -19 [45,152] oraz pronowotworowe czynniki, ta­kie jak TGF-β i IL-10 [188,212]. Nowotwory mogą „wer­bować” makrofagi dzięki wydzielaniu chemotaktycznych białek makrofagów (MCP)-1, -2 i -3 [31]. MMP mogą zno­sić aktywność chemotaktyczną MCP przez ich degradację, np. MCP-3 jest trawione przez MMP-2 [142]. W przeci­wieństwie do granulocytów, które są gotowe do uwolnienia swoich MMP na żądanie, makrofagi wymagają stymula­cji do zwiększenia ich wytwarzania. Oddziaływanie z ak­tywowanymi EC i adhezja ze składnikami ECM wydają się głównymi stymulatorami, które zwiększają wytwarza­nie MMP przez aktywowane makrofagi. Komórki tuczne gromadzą się wokół oraz wewnątrz guza wspierając jego wzrost. Komórki te uwalniają MMP-2 i MMP-9 [58,155] oraz proteazy serynowe, w tym tryptazy i chymazy, które mogą aktywować zymogeny MMP-3 i MMP-9 [58,81,155]. Są również źródłem cytokin i czynników wzrostu, takich jak VEGF, zasadowy czynnik wzrostu fibroblastów (bFGF) i TNF-α. Wielojądrzaste neutrofile zaangażowane w roz­wój nowotworu są źródłem MMP-8 i MMP-9 [155,206]. MMP-8 jest uwalniana ze specjalnych ziarnistości w miej­scach stanu zapalnego i uważana jest za główny regula­tor aktywności chemokin. Pochodząca z neutrofilów pro­-MMP-9 nie tworzy kompleksów z TIMP-1 i dzięki temu łatwiej ulega aktywacji [107]. Adypocyty są ważną częścią zrębu nowotworu i przyczyniają się do rozwoju choroby. Wytwarzane przez nie lipoliny, takie jak leptyna, regulują ekspresję i aktywację MMP, np. leptyna indukuje wytwa­rzanie MMP-13 w komórkach glejaka [107,236]. W fazie inwazyjnego wzrostu otaczająca nowotwór tkanka tłusz­czowa wytwarza MMP-11 oraz hamuje różnicowanie ady­pocytów, indukuje odróżnicowanie dojrzałych adypocy­tów, sprzyjając gromadzeniu związanych z nowotworem fibroblastów [107,146]. W procesie powstawania przerzu­tów ważna jest także współpraca z EC. Śródbłonek i błona podstawna tworzą barierę fizyczną, utrudniającą wnikanie komórek nowotworowych do naczyń krwionośnych [212]. Komórki nowotworowe mogą indukować w EC reorgani­zację aktomiozynowego cytoszkieletu oraz prowadzić do rozerwania połączeń między komórkami śródbłonka, za­leżnych od działania VE-kadheryny. Udział makrofagów, neutrofilów i komórek tucznych w rozwoju nowotworu przedstawiono w [223].

MMP we wzroście inwazyjnymi migracji komórek nowotworowych

MMP wpływają na wiele etapów rozwoju nowotworu, umożliwiając jego ekspansję poprzez wspieranie proli­feracji komórek nowotworowych, ich inwazyjności i mi­gracji, powstawania nowych naczyń krwionośnych w oto­czeniu guza, a także przez blokowanie apoptozy komórek nowotworowych.

Znanych jest kilka dróg, za pomocą których MMP mogą wspierać rozwój komórek nowotworowych. Peptydowe czynniki wzrostu, zdeponowane w białkach ECM stają się biodostępne po degradacji przez MMP. MMP lub ADAM uwalniają związane z błoną komórkową prekursory nie­których czynników wzrostu. Wpływając na skład ECM, MMP mogą pośrednio regulować proliferacyjne sygnały poprzez integryny. W niektórych przypadkach MMP uwal­niają receptory znajdujące się na powierzchni komórek, co prowadzi do zablokowania przekazywanych przez nie sygnałów. Uwolnione receptory mogą się dalej wiązać ze swoimi ligandami, uniemożliwiając im przyłączenie się do aktywnych receptorów. MMP trawią cząsteczki adhezji ko­mórkowej, takie jak E-kadheryna, co prowadzi do osłabie­nia adhezji komórka-komórka i zwiększa ich ruchliwość. Oddziaływanie z innym typem cząsteczek adhezji komór­kowej, integrynami ułatwia MMP degradację swoich sub­stratów oraz wpływa na komórkę poprzez szlaki sygnali­zacyjne indukowane przez integryny. MMP mogą również ujemnie wpływać na rozrost komórek nowotworowych po­przez generowanie proapoptotycznych cząsteczek, takich jak ligand Fas (FasL), TNF-α [149] lub antynaczyniotwór­czych cząsteczek, takich jak angiostatyna i tumstatyna.

Degradacja ECM

ECM to dynamiczna sieć wzajemnie oddziałujących czą­steczek, która otacza komórki, wpływając na ich rozwój i funkcje. Degradacja ECM powoduje nie tylko usunię­cie bariery fizycznej dla powiększającego się guza, ale także uwalnia wiele aktywnych biologicznie cząsteczek oraz ujawnia ukryte miejsca w ECM, do których mogą się przyłączać różne receptory komórkowe. Trawienie skład­ników ECM przez komórki jest możliwe dzięki specjal­nym strukturom komórkowym, inwadopodiom. Są to in­wazyjne wypustki, na powierzchni których gromadzą się enzymy proteolityczne degradujące macierz, w tym MMP. W powstawaniu inwadopodiów aktywną rolę odgrywają sploty aktyny, które ukierunkowują i stabilizują wypustki.

Mikrotubule natomiast zajmują się dostarczaniem do wierz­chołka inwadopodiów niezbędnych enzymów. Powstawanie inwadopodiów zapoczątkowuje adhezja komórki do ECM oraz wytwarzanie czynników wzrostu, które aktywują in­tegryny i receptory kinaz tyrozynowych [198]. Prowadzi to do agregacji F-aktyny i innych białek cytoszkieleto­wych, m.in. kortaktyny [10,25,181], co inicjuje akumula­cję MT1-MMP w tworzących się inwadopodiach [8,181]. Rozpuszczalne MMP przyłączają się na powierzchni inwa­dopodiów do cząsteczek adhezyjnych, takich jak integry­ny i CD44. MMP degradują różnorodny zbiór składników ECM, uwalniając wiele rodzajów cząsteczek wpływających na zachowanie się komórek.

Jednym z substratów MMP jest fibronektyna, degradowa­na przez MMP-9 związaną z cząsteczką adhezyjną CD44 [128,230]. Degradacja prowadzi do uwolnienia aktywnej cząsteczki TGF-β. Czynnik ten jest związany z białkiem wiążącym latentny TGF-β (LTBP1). LTBP1 łączy się za pośrednictwem proteoglikanów siarczanu heparanu z fi­bronektyną i w ten sposób zostaje wbudowany w ECM [113]. Także dekoryna uważana za rezerwuar TGF-β uwal­nia ten czynnik po degradacji przez MMP-1, -2, -3, -7 i -9 [97,128]. Działanie TGF-β zależy od etapu rozwoju no­wotworu. W prawidłowych komórkach nabłonkowych, śródbłonkowych oraz nowotworowych na wczesnym eta­pie rozwoju nowotworu, TGF-β powoduje zahamowanie proliferacji komórek. Hamowanie proliferacji odbywa się poprzez indukcję ekspresji inhibitorów kinaz cyklinowych p15INK4b, p21CIP1 i p27KIP1 oraz tłumienie ekspresji c­-myc [54]. Zaobserwowano jednak, że 85% wszystkich no­wotworów u ludzi staje się oporna na hamujący proliferację wpływ TGF-β [54,168]. Od tej chwili TGF-β wspiera roz­wój nowotworu. Opracowano dwie teorie, które tłumaczą tę zmianę. Pierwsza z nich mówi, że po uniewrażliwieniu na TGF-β komórki nowotworowe zwiększają jego wytwa­rzanie, co wpływa na ECM i cząsteczki adhezji komórko­wej, ułatwiając przerzutowanie, angiogenezę oraz induku­ją immunosupresję [113]. Druga teoria mówi natomiast, że wpływ TGF-β na komórki nowotworowe zmienia się po przejściu przez nie EMT. Co więcej, TGF-β może induko­wać EMT. Szlak sygnalizacyjny TGF-β może prowadzić do apoptozy komórki, zazwyczaj za pośrednictwem czą­steczek Smad. Zaobserwowano jednak, że aktywacja szla­ku kinaza PI3/Akt może zahamować indukowaną TGF-β apoptozę, przez wiązanie Akt do Smad3, co zapobiega fos­forylacji i translokacji do jądra białka Smad3 [34,38,54]. TGF-β wpływa także na adhezję komórka-komórka oraz komórka-ECM przez zmniejszenie ekspresji E-kadheryny, co obniża adhezję między komórkami, zwiększenie ekspre­sji integryn związanych z inwazją i zwiększenie ekspresji białek wiążących integryny, np. fibuliny 5 [54,71,143,182].

Zaobserwowano także trawienie innych składników ECM. MMP-2 i MT1-MMP trawią łańcuch γ2 lamininy 5, nada­jąc jej właściwości chemotaktyczne i stymulując migrację komórkową [72,170]. Laminina 5 jest składnikiem nabłon­kowej błony podstawnej komórki, w skład której wchodzą także kolagen typu IV, laminina 1, enaktyna/nidogen i pro­teoglikany. Ponadto oddziałuje ona z integrynami, co jest decydujące dla adhezji komórek nabłonkowych do błon podstawnych [12]. Nietrawiona laminina 5 tworzy sta­bilne połączenia z komórką, natomiast produkty trawie­nia przez MMP wspierają migrację. Na przykład domena zawierająca tripeptyd RGD lamininy wewnątrz łańcucha a wspiera adhezję komórek przez wiązanie się do integry­ny β1. Domena YIGSR wewnątrz łańcucha b lamininy, po­przez wiązanie się z nieintegrynowym receptorem lamininy [16,193], indukuje oddziaływania komórka-komórka, regu­luje morfogenezę i reorganizuje EC w struktury rurkopo­dobne [78,193]. Kolejnym substratem dla MMP jest kola­gen typu IV. Jego degradacja uwalnia niekolagenowe (NC) domeny łańcuchów α2, α3 i α6 o właściwościach antyna­czyniotwórczych [166,170]. Domena C-końcowa łańcucha α3 jest nazywana tumstatyną, a niektóre jej fragmenty po degradacji przez MMP-9 są zdolne do wiązania integry­ny ανβ3 komórek śródbłonka i wywoływania antynaczy­niotwórczej odpowiedzi [131,170]. Łańcuch α3 jest także zdolny do obniżania ekspresji MT1-MMP. MMP trawią także domeny NC kolagenu typu XVIII uwalniając frag­ment o nazwie endostatyna oraz domeny NC kolagenu XV uwalniając restynę, oba fragmenty powodują zahamowanie procesu angiogenezy [138,170]. MMP-3, MMP-7, MMP-9 i MMP-12 trawią plazminogen, uwalniając N-końcowy fragment, zwany angiostatyną, który hamuje proliferację komórek śródbłonkowych [26,47,170]. Natomiast degrada­cja fibrylin przez MMP-2, MMP-9 i MMP-12 powoduje powstawanie peptydów z motywem XGXXPG, które wią­żą się do receptora 67 kDa. Wiązanie to powoduje chemo­taksję, proliferację i migrację komórek nowotworowych oraz wytwarzanie MMP-2 przez fibroblasty [26,103,170]. Z kolei MMP-1 i MMP-3 degradują perlekan i uwalnia­ją bFGF [170,221].

Uwalnianie czynników wzrostu z powierzchni komórek

Z powierzchnią komórek związanych jest wiele czynników wzrostu w ich nieaktywnej postaci. Za ich uaktywnienie odpowiedzialne są MMP (ryc.2). Przyłączenie MMP-7 do CD44 powoduje, że związany z heparyną nabłonkowy czynnik wzrostu (HB-EGF) w wyniku proteolizy ulega aktywacji do aktywnej postaci EGF [21,212]. Także MMP-3 może degradować HB-EGF i uwalniać aktywny czynnik wzrostu [128,201]. Proteinazy ADAM również biorą udział w regu­lacji szlaku receptora EGF (EGFR). ADAM-10 uwalnia np. rozpuszczalny EGF, natomiast ADAM-17 przetwarza po­staci proinnych ligandów EGFR, takich jak TGF-α i epire­gulina [107]. Wpływ EGF na komórki nowotworowe może przebiegać przez różne szlaki, ogólnie jednak sprzyja pro­liferacji komórek nowotworowych. EGF może uruchamiać szlak ERK, który prowadzi do zwiększonej proliferacji, wzrostu transkrypcji członków rodziny Bcl-2 i inhibito­rów białek apoptotycznych. EGF może aktywować także szlak kinazy PI3/AKT i JAK/STAT. JAK fosforyluje biał­ka STAT umiejscowione w błonie plazmatycznej. To pro­wadzi do przemieszczenia białek STAT do jądra, gdzie aktywują transkrypcję genów związanych z przeżyciem komórki. W procesie angiogenezy nowotworowej, uwol­niony przez MMP, EGF aktywuje kinazę tyrozynową re­ceptorów (RTK), która może wspierać „werbowanie” pe­rycytów i dojrzewanie naczyń [52,193].

Ryc. 2. Schemat szlaków sygnałowych, angażujących MMP

MMP uwalniają TNF-α, jedną z najważniejszych proza­palnych cytokin, która jest ekpresjonowana jako związa­ny z błoną prekursor (pro-TNF-a) na powierzchni m.in. makrofagów i komórek T. Wśród MMP trawiących pro­-TNF-a znajdują się MMP-1, -2, -3, -9, -12, -14, -15 i -17 [107,136], chociaż uważa się, że głównym enzymem akty­wującym TNF-α jest ADAM-17, znany także jako TACE (TNF converting enzyme). Wiele nowotworów wytwarza nadmiernie TNF-α i wspiera przeżycie komórek nowotwo­rowych w sposób zależny od NF-κB (nuclear factor kap­pa-light-chain-enhancer of activated B cells) [107,126].

Uwalnianie czynników wzrostu z wiążących je białek

Niektóre czynniki wzrostu tworzą kompleksy z wybra­nymi białkami, które uniemożliwiają im wiązanie się do swoich receptorów. MMP trawią te białka i uwalniają ak­tywny czynnik wzrostu.

Ilustracją zjawiska jest uwolnienie insulinopodobnego czyn­nika wzrostu (IGF). Związany z białkiem tworzy nieaktywny kompleks IGF-BP, podatny na proteolizę MMP. W wyniku trawienia dochodzi do uwolnienia IGF [51,135]. Wykazano, że kompleks IGF-BP1 jest trawiony przez MMP-11, IGF-BP3 przez MMP-1, MMP-2 i MMP-3, a IGF-BP5 przez MMP-1 i MMP-2 [65,128,135,206]. Następstwem kaskad sygnali­zacyjnych wywołanych przez IGF jest indukcja proliferacji komórek. Receptor IGF typu 1 (IGF-IR) reguluje cykl ko­mórkowy. Może ułatwiać przejście z fazy G0 do G1 poprzez aktywację p70 S6K, prowadząc do fosforylacji białka ry­bosomowego S6 i zwiększenia puli rybosomów niezbędnej do wejścia w cykl [50,183]. Może wspierać przejście G1-S przez zwiększenie ekspresji genów cykliny D1 i CDK4, prowadząc do uwolnienia czynnika transkrypcyjnego E2F i syntezy cykliny E [183,185]. Wykazano, że szlak sygna­lizacyjny avb3 przedłuża sygnał z IGF-IR, który również wpływa na ekspresję MMP-2. Zwiększa syntezę tego enzy­mu, kiedy aktywowany jest szlak PI3K, ale zmniejsza wy­twarzanie MMP-2 kiedy sygnał biegnie przez szlak MAPK [183,239]. IGF-IR zwiększa aktywność związanej z po­wierzchnią komórki MMP-9 [144,183].

Trawienie receptorów powierzchni komórkowej

W wyniku działań MMP dochodzi do uwolnienia recepto­rów związanych z błoną komórkową, uwalniając ich roz­puszczalne, nieaktywne postaci MMP-2 trawi np. domenę zewnątrzkomórkową receptora czynnika wzrostu fibrobla­stów (FGFR1) [128]. Uwolniony FGFR1 nadal zachowuje zdolność wiązania z FGF, kontrolując bioaktywność tego czynnika. Zaobserwowano, że FGF indukuje ekspresję MMP-2. Trawienie receptora FGF przez MMP-2 może być częścią sprzężenia zwrotnego mającego na celu hamowanie sygnału przekazywanego przez FGFR1. Aktywowane re­ceptory FGF mogą uruchamiać wiele szlaków, prowadząc do proliferacji i migracji komórek. Do receptorów może się przyłączyć substrat 2 FGFR (FRS2) i prowadzić do akty­wacji szlaków RAF, MAPK [56,209] oraz antyapoptotycz­nego szlaku, zależnego od AKT [4,209]. Niezależnie od FRS2 do receptora może się wiązać fosfolipaza C [165,209]. Fosfolipaza C (PLC) prowadzi do aktywacji kinazy białko­wej C (PKC), która wzmacnia aktywację szlaku MAPK.

Degradacja i oddziaływanie z cząsteczkami adhezji komórkowej

Cząsteczki adhezji komórkowej należą do grupy recep­torów na powierzchni komórek, które wybiórczo oddzia­łują z cząsteczkami obecnymi na powierzchni sąsiednich komórek lub w ECM. Receptory na powierzchniach komó­rek należą do pięciu głównych klas: kadheryn, integryn, su­per rodziny immunoglobulin (Ig-CAM), selektyn i recep­torów hialuronowych CD44 [24,134]. Wewnątrz komórki receptory oddziałują z wieloma cząsteczkami zaangażo­wanymi w szlaki sygnalizacyjne.

Kadheryny to transbłonowe glikoproteiny zależne od Ca²⁺, które uczestniczą w adhezji między komórkami przez wią­zanie się do ektodermy homotypowych kadheryn sąsied­nich komórek. Ich wewnątrzkomórkowy C-koniec oddzia­łuje z inną grupą białek, kateninami (α, β, γ i p120), które regulują stabilność adhezji międzykomórkowej [24,32,98]. Oddziaływanie to jest fundamentalne dla adhezji, przeka­zywania sygnałów i proliferacji komórek. Kadheryny są substratami dla kilku MMP. E-kadheryna jest substratem dla MMP-3 i MMP-7, natomiast P-kadheryna dla MMP-1 i MMP-2 [24,178]. Utrata kadheryn powoduje spadek ko­hezji między komórkami, co ułatwia ich rozprzestrzenia­nie i migrację. W wyniku tego procesu dochodzi do umiej­scowienia β-kateniny w jądrze. β-katenina jako kofaktor transkrypcji reguluje różne geny zaangażowane w rozwój nowotworu [170]. Rozpuszczalna E-kadheryna może także hamować działanie E-kadheryny związanej z błoną w para­krynowy sposób, poprzez hamowanie agregacji komórko­wej zależnej od E-kadheryny. Zaobserwowano zwiększoną aktywność MMP-2, MMP-9 i MT1-MMP spowodowaną pojawieniem się rozpuszczalnej E-kadheryny w komór­kach nowotworowych raka płuc [151,170]. Proteoliza E-kadheryny jest jednym z początkowych etapów EMT.

Integryny są heterodimerami, zbudowanymi z dwóch nieko­walencyjnie związanych podjednostek: łańcucha α i mniej­szego łańcucha β. Integryny oddziałują z białkami tworzą­cymi ECM, z komórkami i z rozpuszczalnymi cząsteczkami obecnymi w płynach ustrojowych. Po związaniu liganda w integrynach zachodzą zmiany konformacyjne, po któ­rych następuje przesłanie sygnałów do wnętrza komórki poprzez szlaki wykorzystujące kinazę ogniskowo-adhe­zyjną (FAK) lub RTK [24,70,176]. Sygnały te wpływa­ją na adhezję, przeżycie, proliferację i migrację komórek. Zaobserwowano, że szlaki FAK i RTK są często nadak­tywne w nowotworach, przyczyniając się do ich rozwoju. Aktywowany przez integryny FAK powoduje uruchomie­nie szlaku sygnalizacyjnego Ras/MAP [115,207]. FAK jest także zaangażowany w aktywację kinazy JNK oraz fosfolipazy C. JNK stymuluje jądro komórkowe do synte­zy MMP-2 i MMP-9 [207]. Białka ECM zawierają motyw RGD, umożliwiający im przyłączanie się do odpowiednich integryn. Wiele MMP również oddziałuje z integrynami, np. MMP-2 oddziałuje z αvβ3 na powierzchni naczyń krwionośnych podlegających angiogenezie [24], MMP-9 oddziałuje z αvβ3 wspierając migrację komórek raka pier­si [24,180], a z anb5 oddziałują aktywne postaci MMP-2 i MT1-MMP, wpływając na ich lokalizację w błonie ko­mórkowej [24,94,183]. MMP-1 i MMP-9 oddziałują z in­tegryną α2β1 [49,170]; ανβ3 bierze udział w aktywacji pro-MMP-2 [170]. Integryny wiążąc się do obszarów po­wstających po degradacji ECM przez MMP mogą wspie­rać przeżycie komórek nowotworowych. Wykazano, że integryna ανβ3 może się wiązać z produktem degrada­cji kolagenu typu I przez MMP-1 w komórkach czernia­ka [129]. Oddziaływanie to chroniło komórki nowotworo­we przed apoptozą i związane było ze wzrostem stosunku bcl2: bax. Integryny mogą być także substratami dla MMP, np. MMP-7 trawiąc podjednostkę β4 zwiększa potencjał migracyjny komórek raka stercza [128,216]. MT1-MMP może trawić prekursory αν, α5 i α3 [11,24,177]. Kontakt między swoistymi integrynami ekspresjonowanymi przez komórki nowotworowe a ECM nie zawsze sprzyja rozwo­jowi nowotworu, np. ekspresja integryny α2β1 odwraca złośliwy charakter komórek, gdy są w kontakcie z ma­cierzą kolagenową [44,245]. Ważną integryną powiązaną z angiogenezą jest receptor witronektyny, ανβ3, który jest ekspresjonowany w EC podlegających angiogenezie [55].

Komórki nowotworowe wykazują zwiększoną liczbę izo­form CD44. Receptory CD44 wiążą MMP-9 na ich po­wierzchni [62,238], a powstały kompleks jest zaangażo­wany w degradację kolagenu typu IV [143]. Aktywacja MMP-9 za pomocą CD44 powoduje zmiany w inwazyjno­ści nowotworowej i angiogenezie prawdopodobnie przez aktywację TGF-β [45,238]. Do CD44 przyłącza się rów­nież MMP-7. Natomiast MT1-MMP bierze udział w de­gradacji CD44, wspierając w ten sposób migrację komó­rek [24,104].

Udział MMP w inwazji nowotworu jest przedstawiony w polskojęzycznym piśmiennictwie [80,112,121,129].

MMP w powstawaniu przerzutów nowotworowych

Proces powstawania przerzutów nie jest wydajny, szacu­je się, że tylko około 0,01% uwolnionych ze zmiany pier­wotnej komórek nowotworowych zapoczątkowuje two­rzenie się nowych zmian [24,35]. Proces przerzutowania jest wieloetapowy, następuje: rozluźnienie międzykomór­kowych połączeń i uwolnienie pojedynczych komórek od guza; niedopuszczenie do anoikis; degradacja ECM i mi­gracja komórek; przenikanie do naczyń krwionośnych lub limfatycznych; adhezja do komórek śródbłonka i wzrost wtórny w nowym miejscu [237].

Anoikis jest apoptozą komórki wywołaną przez utratę połączeń między komórką a ECM. W komórkach nowo­tworowych zaobserwowano niewrażliwość na ten mecha­nizm. Jednym ze sposobów w jaki komórki nowotworo­we mogą radzić sobie z anoikis jest EMT. Komórki, które przeszły EMT mają bardziej inwazyjny charakter i mogą migrować, nabierają cech komórek macierzystych. Jak już wspomniano EMT może być indukowane przez degrada­cję E-kadheryny lub uwolnienie TGF-β. MMP-3 aktywuje program EMT [123,175] w mysich komórkach nabłonko­wych przez zwiększenie poziomu ROS [174,175]. Do EMT może także prowadzić aktywacja szlaku sygnalizacyjnego Wnt. Klasyczny szlak Wnt hamuje fosforylację β-kateni­ny i jej późniejszą degradację w proteosomie, co skutkuje translokacją β-kateniny do jądra komórkowego [22,186], gdzie zostaje związana z rodziną białek wiążących DNA LEF/TCF [18,175]. Wśród genów, których ekspresja zwięk­sza się pod wpływem szlaku Wnt są geny MMP, takie jak MMP-3, MMP-7 [40,175], MT1-MMP [175,202] i MMP-26 [137,175]. Komórki o fenotypie mezenchymalnym wytwa­rzają więcej MMP, dlatego też są mniej uzależnione od wy­twarzania tych enzymów przez komórki gospodarza, co zwiększa ich zdolność do przerzutowania. Po przemieszcze­niu się do miejsca tworzenia przerzutów komórki nowotwo­rowe mogą powrócić do swojego fenotypu nabłonkowego. Badania ujawniły, że w zależności od czynnika wywołują­cego EMT, wzrost wytwarzania poszczególnych MMP za­chodzi w różnym stopniu. Na przykład w komórkach na­błonkowych sutka transformowanych Ras i traktowanych TGF-β, w celu indukcji EMT, największy wzrost ekspre­sji zachodził dla MMP-2, MMP-12 i MMP-13 [101,175]. Natomiast indukcja EMT w komórkach MCF10A przez traktowanie TGF-β lub ekpresję ErbB2 stymulowała eks­presję MMP-2 i MMP-9 [108,109,175]. Aktywacja EMT w komórkach NMuMg przez traktowanie nadtlenkiem wo­doru, prowadziła do wzrostu ekspresji MMP-3, MMP-10 i MMP-13 [145,175], a indukcja EMT przez kinazę tyro­zynową Abl w tej samej linii komórkowej prowadziła do wzrostu ekspresji MMP-3 i MMP-9 [3,175].

Migracja komórek nowotworowych pozwala zasiedlać nowe, często odległe miejsca. Opisano dwa sposoby w jaki ko­mórki mogą się przemieszczać w ECM; przemieszczanie się zbioru komórek lub pojedynczych komórek [66,212]. Podczas przemieszczania zbioru międzykomórkowe połą­czenia pozostają zachowane. Występuje ono w nieobecno­ści TGF-β i zachodzi w układzie limfatycznym [69,212]. Natomiast przemieszczanie „indywidualne” może prze­biegać na sposób „ameboidalny” lub przez przemiesz­czanie typu mezenchymalnego. Typ ameboidalny zacho­dzi poprzez cykle rozszerzania się i kurczenia komórki i jest niezależny od proteaz. Mezenchymalny typ migracji jest wykorzystywany przez komórki po zmianie fenotypu (EMT). Wyróżniono trzy etapy ruchu komórek: przyłą­czanie, kurczenie się i odłączanie. Udział MMP ograni­cza się do fazy przyłączania i odłączania w migracji typu mezenchymalnego [27,128,158]. Podczas migracji MMP związane są z cząsteczkami adhezyjnymi na powierzchni komórki [14,128]. MMP trawiąc elementy ECM ułatwia­ją przemieszczanie komórek. Degradacja i reorganizacja ECM podczas inwazji mezenchymalnej prowadzi do two­rzenia mikroprzestrzeni, które mogą być wykorzystane i poszerzone przez inne komórki [181,227]. Komórki de­ponują cząsteczki adhezyjne i MMP w pęcherzykach bło­nowych, które pozostają w obrębie ECM. Komórki nowo­tworowe mogą zmieniać sposób poruszania się w zależności od warunków. Hamowanie proteaz sprzyjać będzie typo­wi ameboidalnemu, a przy sztywności ECM dominujący będzie typ mezenchymalny [212]. MMP mogą także sty­mulować migrację komórek nowotworowych w nieprote­olityczny sposób. Kompleks MT1-MMP/TIMP-2 aktywu­je kaskadę sygnalizacyjną MEK1/3 – ERK1/2 – p90RSK, co skutkuje zwiększoną ruchliwością komórek [193,194].

Wejście do naczyń krwionośnych, tzw. intrawazacja wy­maga obecności MMP-9. Zaobserwowano, że nadekspre­sja MT1-MMP zwiększa liczbę komórek nowotworowych przeżywających po ich podaniu dożylnie [51,208]. W proces intrawazacji zaangażowane są okołonaczyniowe makrofagi [37,212]. Perycyty ograniczają intrawazację komórek no­wotworowych. Jednak perycyty „zwerbowane” przez ko­mórki nowotworowe w miejscach przerzutów uwalniają czynniki naczyniotwórcze, wspierające wzrost nowotwo­ru [29]. Po wejściu komórki nowotworowej do naczynia krwionośnego jest ona narażona na reakcję układu immu­nologicznego gospodarza. Obecność MMP pozwala ko­mórkom nowotworowym przetrwać m.in. dzięki oddzia­ływaniom z płytkami krwi. Opłaszczone trombocytami komórki mogą ochronić się przed działaniem efektorowych komórek systemu immunologicznego. Agregaty komórek nowotworowych z płytkami krwi tworzą zatory w naczy­niach, dzięki temu komórki te mogą zmniejszyć zdolność do przemieszczania się przylegając do komórek śródbłon­ka. Kolejnym etapem jest oddzielenie się płytek krwi i eks­trawazacja komórek nowotworowych. Zaobserwowano, że MMP stymulują agregację komórek nowotworowych z trombocytami. MMP mogą trawić receptor a interleu­kiny 2 (IL-2Rα) na powierzchni komórek T obniżając ich zdolność do proliferacji [68,187]. MMP aktywują także TGF-β, który tłumi reakcję cytotoksyczną limfocytów T [68,76]. Receptory ICAM-1 znajdujące się na powierzchni komórek NK przyłączają pro-MMP-9, która po aktywacji trawi receptor osłabiając działanie cytotoksyczne komórek NK. Natomiast produkt trawienia inhibitora proteinazy α1 przez MMP-11 zmniejsza wrażliwość komórek nowotwo­rowych na działanie komórek NK [68,106].

Zaobserwowano, że pierwotne guzy wytwarzają rozpusz­czalne czynniki, które indukują werbowanie krwiotwór­czych komórek progenitorowych (HPC) do premetasta­tycznych nisz, stwarzając korzystne warunki dla krążących komórek nowotworowych [45,105]. HPC odkładając się w miejscach tworzenia przerzutu stwarzają dogodne wa­runki do ich zasiedlenia przez komórki nowotworowe [45]. Proces powstawania nisz zasiedlających wydaje się zależ­ny od MMP-9 wytwarzanych przez HPC [223].

MMP a apoptoza

MMP wykazują działanie zarówno pro- jak i antyapopto­tyczne. MMP-7 uwalnia związany z błoną ligand Fas, któ­ry indukuje apoptozę, łącząc się ze swoim receptorem ini­cjuje odpowiedni szlak sygnalizacyjny [170,171]. MMP-3 indukuje apoptozę, w przypadku jego nadekspresji w ko­mórkach nabłonkowych, prawdopodobnie przez trawienie lamininy [51,226]. MMP mogą także wspomagać apopto­zę komórek w procesie anoikis. W wyniku tego typu zja­wisk dochodzi do wyselekcjonowania komórek opornych i działanie MMP może prowadzić do przetrwania komórek tumorogennych o obniżonej wrażliwości na apoptotyczne bodźce. MMP mogą hamować apoptozę przez uwalnianie czynników wzrostu, np. EGF i IGF. Udział TIMP w pro­cesie apoptozy opisano w [223].

Angiogeneza

Wzrost guza powyżej średnicy 2-3 mm wymaga zaopa­trzenia w tlen i składniki odżywcze. Do proliferujących komórek nowotworowych muszą zostać doprowadzone nowe naczynia krwionośne, które dostarczą niezbędnych składników [63]. Istnieje kilka sposobów powstawania no­wych naczyń krwionośnych. Pierwszym jest waskulogene­za, czyli tworzenie naczyń de novo z angioblastów, które następnie różnicują się w dojrzałe komórki śródbłonko­we [39]. Naczynia mogą powstawać także na bazie istnie­jącej już sieci naczyń, w procesie zwanym angiogenezą. Najczęściej opisywanym mechanizmem angiogenezy jest „kiełkowanie” (sprouting) naczyń krwionośnych, poprzez proliferację i migrację EC, które tworzą ściany tych na­czyń [179]. Komórki nowotworowe mogą wykorzystywać istniejącą sieć naczyń krwionośnych, mogą także tworzyć nieprawidłowe naczynia krwionośne w zjawisku zwanym naśladownictwem naczyniowym. Macierzyste komórki no­wotworowe mogą różnicować się w nowotworowy śródbło­nek [29,217]. Z powodu gwałtowności inicjacji angiogenezy, zjawisko to zostało nazwane „włącznikiem naczyniotwór­czym” (angiogenic switch) [45]. Zaobserwowano, że nie­które komórki nowotworowe mogą szybko dokooptować istniejące naczynia gospodarza, by zapewnić dobre una­czynienie rozwijającego się guza [93]. Jednak ta dokoop­towana sieć naczyń nie podlega angiogenezie, ale raczej cofa się z powodu przerywania oddziaływań między EC a perycytami (PC)/komórkami mięsni gładkich (SMC) oraz apoptozy EC. Regresja może prowadzić do powstania mar­twicy w centrum guza, po której tworzy się silny naczy­niotwórczy odczyn na obrzeżach guza [92,93]. Wysoka ekspresja czynników pronaczyniotwórczych powoduje, że naczynia utworzone podczas angiogenezy nowotworo­wej są często poszerzone, kręte oraz nieszczelne. Większa przepuszczalność naczyń nowotworu prowadzi do zwięk­szenia ciśnienia płynu śródmiąższowego (IFP) [13,193]. Głównym mechanizmem leżącym u podstaw przełączni­ka naczyniotwórczego jest zmiana równowagi między po­ziomami aktywatorów i inhibitorów angiogenezy, na ko­rzyść tych pierwszych [19,45].

Angiogeneza nowotworowa dotyczy głównie małych na­czyń krwionośnych, takich jak żyłki i tętniczki pozawłoso­wate oraz naczynia włosowate, które są zbudowane z po­jedynczej warstwy komórek śródbłonkowych, którą otacza błona podstawna (BM). EC wpływają na wiele metabolicz­nych funkcji, takich jak: koagulacja i tromboliza, kontrola napięcia ściany naczyń, prezentacja antygenów i synteza składników BM i czynników wzrostu. BM dodaje natomiast wytrzymałości na rozciąganie i może dostarczać substra­tów do przyłączania komórek. Warstwę EC i BM otacza płaszcz perycytów. PC pomagają regulować przepływ krwi w naczyniach włosowatych i proliferację EC, a także mogą się różnicować w dojrzałe komórki mięśni gładkich, któ­re są obecne w większych naczyniach krwionośnych [91].

Wyróżniono pięć kolejnych etapów angiogenezy: (1) zwiot­czenie ściany naczynia i pobudzenie komórek śródbłonka, (2) degradacja błony podstawnej i macierzy zewnątrzko­mórkowej, (3) migracja i proliferacja komórek śródbłon­ka, (4) wytworzenie rurkowatych struktur nowego naczy­nia, (5) otoczenie nowo powstałych naczyń przez komórki mezenchymalne [236].

Inicjacja procesu angiogenezy

Niedotlenienie lub niedokrwienie prowadzi do indukcji wielu czynników transkrypcyjnych, takich jak czynnik in­dukowany niedotlenieniem (HIF), które są odpowiedzial­ne za uruchomienie programu angiogenezy. HIF łączy się z promotorem VEGF, który jest główną cytokiną o prona­czyniotwórczym działaniu [64,236]. Rodzina VEGF składa się z kilku członków [232]. VEGF-A jest głównym czyn­nikiem stymulującym angiogenezę, zarówno w warunkach fizjologicznych, jak i patologicznych [29,59,150]. Wiąże się on z receptorem VEGFR-1, VEGFR-2 lub VEGFR-3, z różnym powinowactwem. EC ekspresjonują głównie VEGFR-1 i -2, natomiast ekspresja VEGFR-3 jest ogra­niczona do śródbłonka limfatycznego i indukuje tworze­nie naczyń limfatycznych [205]. Szlak inicjowany przez VEGFR-1 wspiera wzrost komórek nowotworowych w spo­sób niezależny od angiogenezy [29,120]. VEGF powoduje wzrost przepuszczalności naczyń, ich poszerzenie i zwiot­czenie przez stymulację wytwarzania tlenku azotu (NO) przez pobudzony śródbłonek [242,243]. Od ścian naczyń odłączają się perycyty (PC), co powoduje, że EC tracą swą przyczepność i naczynie rozszerza się. VEGF powoduje tak­że wzrost ekspresji MMP. Zauważono, że TIMP-3 hamuje neowaskularyzację stymulowaną VEGF w sposób nieza­leżny od aktywności inhibitorowej wobec MMP. TIMP-3 wiąże się z VEGFR-2, przez co blokuje aktywację tego re­ceptora przez VEGF [173]. Jednak u myszy z niedoborem TIMP-3 nie zaobserwowano nieprawidłowej budowy na­czyń, chociaż utrata hamowania szlaku VEGFR powinna prowadzić do zwiększenia przepuszczalności i uszkodzenia naczyń [117]. Dlatego też sądzi się, że choć TIMP-3 jest inhibitorem VEGFR nie jest on jednak głównym jego re­gulatorem. Odkryto również homolog VEGF – PIGF, któ­rego obecność nie jest jednak wymagana w fizjologicznej angiogenezie [29,64]. Jego rola w nowotworzeniu polega na stymulacji angiogenezy oraz aktywacji progenitorowych komórek szpikowych oraz ECM, w celu utworzenia bar­dziej sprzyjającego mikrośrodowiska do wzrostu komórek nowotworowych [29].

Rola MMP w uwalnianiu czynników pro- i antynaczyniotwórczych

Pobudzone EC, stymulowane przez czynniki uwalniane w pierwszym etapie angiogenezy, wytwarzają MMP, pro­wadząc do zniszczenia bariery fizycznej uniemożliwiają­cej im migrację. Jedną z głównych MMP zaangażowanych w proces angiogenezy jest MMP-9, której udowodnio­no udział w uruchomieniu włącznika naczyniotwórcze­go. W tym celu posłużono się modelem wielostopniowe­go nowotworzenia w trzustce u transgenicznych myszy RIP1-Tag2 [45]. U myszy tych, podczas inicjacji angio­genezy w wysepkach hiperplastycznych, MMP-2 i MMP-9 były podwyższone. Usunięcie genu MMP-9 wiązało się z brakiem inicjacji angiogenezy. Natomiast transplantacja szpiku kostnego typu dzikiego przywracała indukcję angio­genezy w wysepkach trzustkowych organizmu z brakiem MMP-9. Dowodzi to istotnej roli MMP-9 w uruchamianiu włącznika naczyniotwórczego oraz sugeruje, że MMP-9 pochodzi z komórek krwi powstających w szpiku kostnym. W przypadku MMP-2 nie udało się jednoznacznie usta­lić jej wpływu na włącznik naczyniotwórczy. Większość badań sugeruje, że MMP-2 nie bierze udziału w inicjacji angiogenezy [45,57,139], niektóre jednak sugerują, że jest ona zaangażowana w ten proces [45,96].

Podczas degradacji okołonaczyniowej ECM i BM uwalnia­ny jest VEGF. W uwolnienie VEGF z ECM zaangażowane są MMP, takie jak MMP-9 [43,45], MMP-2 i MT1-MMP [45] oraz MMP-3, -7 i -19 [45,118]. Rozpuszczalne i zwią­zane z ECM VEGF wydają się stosować różne wzory nowotworowej neowaskularyzacji: rozrost naczyń (roz­puszczalny VEGF) lub kiełkowanie i rozgałęzianie na­czyń (VEGF związany z ECM). Dwie postaci są zaan­gażowane w różne szlaki sygnalizacyjne, chociaż obie wiążą się do tego samego receptora powierzchni komór­kowej. MT1-MMP może także regulować biodostępność VEGF na poziomie transkrypcji. MT1-MMP tworzy kom­pleks z VEGFR-2, co powoduje aktywację szlaków Akt i mTOR [53,194] lub ERK1/2 [194,203]. Innym czyn­nikiem naczyniotwórczym uwalnianym przez MMP jest bFGF. Uwolnienie bFGF odbywa się przez trawienie pro­teoglikanu, siarczanu heparanu przez MMP-2, MMP-9 i MT1-MMP [7,45,184,204,241]. Czynnik ten występuje w dwóch izoformach. Pierwsza – 18 kDa bFGF zwiększa proliferację i ruchliwość EC wiążąc się ze swoim recep­torem na ich powierzchni. Druga – 22-24 kDa bFGF, po translokacji do jądra komórkowego, wpływa na prolifera­cję komórek śródbłonka poprzez pobudzenie transkrypcji rDNA [111,243]. Trombospondyna 1 pobudza przyleganie między komórkami EC i blokuje ich odpowiedź na bFGF. Troponina I swoiście hamuje wpływ bFGF na EC. Niski po­ziom FGF jest niezbędny do utrzymania spójności naczyń [29,147]. W badaniach nad rakiem stercza zaobserwowano, że MT1-MMP uwalnia z powierzchni komórek nowotwo­rowych receptorowy aktywator liganda NF-κB (RANKL) [182,193]. Prowadzi to do stymulacji migracji komórek. MMP-1 degraduje receptor aktywowany proteazą (PAR1), który w dużych ilościach znajduje się na powierzchni EC. Aktywacja PAR1 prowadzi do aktywacji szlaku MAPK i ostatecznie skutkuje przekształceniem EC ze stanu spo­czynkowego do stanu wzbudzonego [45,73]. Za to MMP-9 uwalnia ligand sKit, który pełni ważną rolę we wzroście guza i angiogenezie [45,87]. MT1-MMP uwalnia związa­ną z błoną komórkową semaforynę 4D, która odpowiada za indukcję rozwoju naczyń [15,45]. MMP, oprócz swojej pronaczyniotwórczej aktywności, mogą generować czyn­niki antynaczyniotwórcze. Kilka MMP, w tym MMP-2, -7, -9, -12, jest zdolnych do trawienia plazminogenu i uwalnia­nia angiostatyny [45,160]. Angiostatyna zwiększa apoptozę komórek nowotworowych [110]. Endostatyna jest tworzona przez MMP-3, -7, -9, -12, -13 i -20 [45,60], chociaż czyn­nik ten jest wytwarzany głównie przez elastazę i katepsy­nę. Endostatyna tworzy stabilne kompleksy z pro-MMP-9 i -13 i blokuje ich aktywację [157]. Hamuje także prolife­rację EC, ich migrację i tworzenie naczyń włosowatych, częściowo poprzez wiązanie się do integryny α5β1 i bloko­wanie fosforylacji FAK [45,222]. Tumstatyna jest tworzo­na przez MMP-9, hamuje proliferację EC przez wiązanie się do integryny ανβ3 [45,82]. Funkcjonalny receptor uPA (uPAR) jest decydujący w tworzeniu przez EC rurkowatych struktur. uPAR może być substratem dla MMP-12. MT1-MMP, poprzez uwalnianie endogliny z powierzchni komó­rek, hamuje angiogenezę w warunkach in vitro [86,193]. Rozpuszczalna endoglina wiąże się z TGF-β i blokuje dal­sze przekazywanie sygnałów w EC. Interleukiny (IL-10, -12, -18) zmniejszają syntezę VEGF, TNF-α i MMP-9. IL-10 stymuluje również TIMP-1.

Działanie MMP powoduje także odsłanianie wielu ukry­tych epitopów białek ECM. MMP-9 trawi kolagen typu IV, odsłaniając epitop HUIV26, który wiąże się do inte­gryny ανβ3 z EC, regulując rozwój naczyń krwionośnych [45,84,231]. Innym epitopem jest HU177, obecny w kolage­nie typu I i IV [45,84], jego usunięcie z naczyń nowotworu skutkuje ekspresją inhibitora cyklu komórkowego, inhibi­tora kinazy cyklinozależnej p27^kip1 w EC [41,193]. Także proteoliza lamininy przez niektóre MMP powoduje od­krycie nowych epitopów, jednak ich fizjologiczne działa­nie pozostaje niewyjaśnione [45,186].

Czynnikami, które mają właściwości pronaczyniotwórcze są: interleukiny (IL-8, IL-1 i IL-6), angiogenina i TNF-α. Interleukiny stymulują chemotaksję, proliferację i migra­cję EC. Angiogenina natomiast pobudza enzymy proteoli­tyczne, a TNF-α prawdopodobnie nasila migrację i różni­cowanie EC. Znaleziono też wiele czynników o hamującym działaniu na angiogenezę. Antynaczyniotwórcze interfe­rony, IFN-γ i IFN-β tłumią transkrypcję MMP-9 induko­waną przez pronaczyniotwórcze czynniki. Endorepelina, fragment C-końcowej domeny perlekanu [75,193], hamuje angiogenezę poprzez oddziaływanie z α1β1. Czynnik płyt­kowy 4, to cytokina, wytwarzana przez płytki krwi, która blokuje wiązanie naczyniotwórczych czynników wzrostu z proteoglikanami w BM. Do czynników wpływających na angiogenezę należą także chemokiny CXC. W chemo­kinach tych trzy ostatnie aminokwasy na N-końcu łańcu­cha polipeptydowego to dwie cysteiny przedzielone innym aminokwasem (C-X-C). Jeżeli chemokiny te mają w koń­cowym fragmencie łańcucha sekwencję Glu-Leu-Arg, któ­ra nazywa się motywem ELR, to wykazują działanie pro­naczyniotwórcze. Natomiast chemokiny pozbawione tego motywu działają antynaczyniotwórczo.

Informacje te sugerują, że główne role w procesie angio­genezy pełnią MMP-2, MMP-9 i MT1-MMP. Inne MMP mogą odgrywać rolę pomocniczą przez uzupełnianie ak­tywności głównych MMP. Jednakże w badaniach z wyko­rzystaniem myszy z knockoutem któregoś z genów MMP, często nie obserwowano żadnych negatywnych następstw na rozwój sieci naczyń krwionośnych. Spowodowane to może być powszechnością angiogenezy, która może wy­stępować w warunkach fizjologicznych właściwie w każ­dej tkance w organizmie. EC tworzące nowe naczynia na­potykają wiele różnych składników ECM, potrzebują więc wielu różnych MMP, by je zdegradować. Tak więc w or­ganizmie występuje naturalny nadmiar degradomu i przy braku jednych enzymów ich rolę mogą pełnić inne [124].

Migracja komórek śródbłonka oraz dojrzewanie naczyń

Wraz z degradacją ECM tworzy się tymczasowa macierz złożona z witronektyny, fibryny i fibronektyny, stanowiąca matrycę, na której zasiedlają się EC. Stymulatory angio­genezy, takie jak VEGF, mogą zwiększyć przepuszczal­ność naczyń, powodując wyciek białek osocza, takich jak fibrynogen, do okołonaczyniowego środowiska. Fibrynogen jest następnie trawiony przez trombinę i tworzy nieroz­puszczalne białko ECM, fibrynę [224]. Integryny wiążąc się z ECM chronią komórki przed apoptozą, a przez przy­łączanie się do różnych czynników, dostarczają komór­kom wielu sygnałów, np. wiązanie się z czynnikami wzro­stu (takimi jak VEGF, FGF, angiopoetyna – Ang-1) lub z ich receptorami (VEGFR-2 i FGFR) stymuluje wzrost naczyń [29]. Integryny przyczyniają się także do zwięk­szenia ekspresji i aktywacji pro-MMP oraz wspierają doj­rzewanie naczyń przez regulowanie oddziaływań mię­dzy EC, PC, a ECM. Dwie główne integryny, które biorą udział w angiogenezie to ανβ3 oraz ανβ5. ανβ3 jest eks­presjonowany podczas angiogenezy, ale nie w niestymu­lowanych EC. Za pośrednictwem integryn ανβ3 dochodzi do przylegania komórek do fibrynogenu, lamininy, kola­genu, witronektyny lub czynnika Willebranda [196,243]. Ustalono, że bFGF i TNF-α indukują angiogenezę zależ­ną od integryny αvβ3, a VEGF i TGF-β zapoczątkowują angiogenezę zależną od ανβ5 [33,235]. MT1-MMP prze­prowadza proteolityczne dojrzewanie podjednostki αν, in­tegryny ανβ3 [45].

Wspólnemu przemieszczaniu się EC pod wpływem sygna­łów naczyniotwórczych zapobiega wyselekcjonowanie ko­mórek szczytowych, które nadają kierunek powstającemu naczyniu. Komórki z sąsiedztwa komórek szczytowych przyjmują dodatkowe pozycje jako komórki łodygowe, które dzielą się wydłużając powstające naczynie. Komórki szczytowe zostają aktywowane przez VEGF-C, ligand re­ceptorów VEGFR-2 i VEGFR-3 [29,210]. W odpowiedzi na związanie VEGF do receptora VEGFR-2, w tych ko­mórkach zwiększona zostaje ekspresja DLL4 [29,167]. W komórkach łodygi DLL4 aktywuje szlak NOTCH, któ­ry prowadzi do tłumienia VEGFR-2, stymuluje natomiast VEGFR-1, co sprawia, że komórki te stają się mniej po­datne na VEGF, ale bardziej wrażliwe na płytkowy czyn­nik wzrostu (PDGF). EC ciągle konkurują o pozycję ko­mórek szczytowych przez precyzyjne dostrajanie ekspresji VEGFR-2 i VEGFR-1 [29,100]. Ponadto komórki szczyto­we zawierają filopodia, by odbierać środowiskowe sygna­ły orientacji, takie jak efryny i semaforyny, natomiast ko­mórki łodygowe uwalniają cząsteczki, takie jak EGFL7, by przekazać informację o swojej pozycji sąsiadom [29]. Ostatnim etapem angiogenezy jest dojrzewanie nowo po­wstałych naczyń. W procesie dojrzewania naczyń koniecz­ne jest wytworzenie oddziaływań EC z ECM i komórkami mezenchymy. Migrujące i proliferujące EC, po utworze­niu rurkowatych struktur, muszą zostać pokryte warstwą BM i perycytów. Prawidłowe przyłączenie perycytów do naczyń krwionośnych ogranicza powstawanie przerzutów nowotworowych [193,230]. Czynnikami, które wspierają ten proces są m.in. PDGF, angiopoetyny i TGF-β [29,99]. EC i komórki nowotworowe uwalniają PDGF-β, by przy­ciągać perycyty [29,67,88]. Perycyty mogą także po­wstawać z okołonaczyniowych progenitorów perycytów PDGFR-β⁺, werbowanych ze szpiku kostnego [29,191]. Niezbędne do połączenia EC z otaczającymi je komórka­mi mezenchymalnymi są receptory kinazy tyrozynowej Tie-1 i Tie-2. Receptor Tie-1 uczestniczy w różnicowa­niu EC i utrzymaniu integralności naczynia krwionośne­go, natomiast receptor Tie-2 jest ważny w tworzeniu sieci naczyń [181,243]. MT1-MMP indukuje uwolnienie Tie-2 z EC [105]. Aktywność MT1-MMP prowadzi do spadku poziomu Tie-2 w sródbłonku, wywołując destabilizację na­czyń i następującą po niej migrację EC. Angiopoetyny 1 i 2 wiążą się z receptorem Tie-2 i mogą pobudzać lub hamo­wać EC. Ang-1 przyczynia się do dojrzewania sieci naczyń przez stabilizowanie oddziaływań między EC i otaczają­cym je ECM, a mezenchymą werbując PC/SMC i stabili­zując naczynia krwionośne [199]. Natomiast Ang-2 zwięk­sza wrażliwość EC na czynniki angiogenne oraz powoduje destabilizację naczynia przez odłączenie się komórek mię­śni gładkich i perycytów [133,243]. Ang-2, w przeciwień­stwie do Ang-1 wiążąc się z Tie-2 nie powoduje fosforyla­cji tego receptora, a zatem działa jak jego antagonista. To wiązanie powoduje rozluźnienie ściany naczyń krwiono­śnych, zmniejsza kontakty między EC a ECM i PC/SMC. To czyni EC bardziej dostępnymi i podatnymi na bodźce naczyniotwórcze. Jednak jeżeli Ang-2 jest obecna bez dal­szych bodźców naczyniotwórczych, destabilizowane na­czynia cofają się [83]. Ang-2 jest ekspresjonowane tylko podczas przebudowy naczyń. Całkowity wpływ systemu Ang-Tie na nowotwory jest zależny od kontekstu. Ang-1 oprócz przyczyniania się do dojrzewania naczyń wspiera przeżycie EC stymulując wzrost nowotworu. Jednak ha­muje wynaczynianie komórek nowotworowych i utrzymuje spójność zdrowych naczyń poza obszarem guzów. Ang-2 natomiast stymuluje angiogenezę nowotworową i werbu­je pronaczyniotwórcze, ekspresjonujące Tie-2, monocy­ty (TEM), a inhibicja Ang-2 wspiera cofanie się naczyń. Inhibitory proteaz (TIMP) i inhibitor aktywatora plazmi­nogenu 1 (PAI-1) stwarzają warunki do tworzenia się błony podstawnej. PC wytwarzają duże ilości TIMP-2 i TIMP-3 hamując w ten sposób zdolność EC do przebudowy ECM.

Z wielu badań wynika, że neowaskularyzacja nowotwo­rowa zależy także od komórek progenitorowych, głównie pochodzenia szpikowego, mobilizowanych z układu krąże­nia przez cytokiny i czynniki wzrostu [9,45]. Mobilizacja tych komórek progenitorowych zachodzi w sposób zależ­ny od MMP-9, z udziałem złożonego systemu chemokin [45,127,163]. Same komórki szpikowe także wytwarzają MMP. Wydzielanie MMP-2 i -9 przez komórki progeni­torowe śródbłonka (EPC) i OEC (outgrowth endothelial cells) jest decydujące dla dojrzewania i naprawy naczyń podczas niedokrwienia [172,190,193,215].

Podsumowanie

MMP odgrywają główną rolę właściwie we wszystkich naj­ważniejszych etapach rozwoju nowotworu: inwazyjności i migracji komórek nowotworowych, ucieczce przed apop­tozą i nadzorem układu odpornościowego, powstawaniu przerzutów i w rozwoju naczyń krwionośnych. Ich aktyw­ność polega głównie na degradacji ECM oraz uwalnianiu wielu czynników wpływających na zachowanie komórek. MMP przeważnie wspierają rozwój guza, jednak zahamo­wanie tych enzymów może prowadzić do przyspieszenia procesu nowotworzenia. Może to być spowodowane nie­swoistością używanych inhibitorów, które hamują aktyw­ność wielu MMP, w tym tych niekoniecznie sprzyjają­cych rozwojowi guza. W celu skuteczniejszego działania przeciwnowotworowego należałoby opracować inhibito­ry swoiste tylko wobec tych członków MMP, który wyka­zuje właściwości pronowotworowe. Wpływ MMP zmie­nia się w zależności od rodzaju nowotworu, czy stadium rozwoju guza. Wydaje się, że największą rolę odgrywają one w początkowych stadiach rozwoju nowotworu, w któ­rych tłumienie ich aktywności mogłoby doprowadzić do zahamowania wzrostu guza i jego degradacji. Natomiast dla w pełni uformowanego i unaczynionego guza aktyw­ność MMP nie jest decydująca dla przeżycia. Tłumaczyć to może brak dobrych wyników terapii z użyciem inhibi­torów MMP, której zostali poddani pacjenci w zaawan­sowanych stadiach rozwoju nowotworu. Istotne jest tak­że powstrzymanie MMP biorących udział w powstawaniu przerzutów, które są najczęstszą przyczyną śmierci pacjen­tów z chorobą nowotworową.

PIŚMIENNICTWO

[1] Aimes R.T., Quigley J.P.: Matrix metalloproteinase-2 is an interstitial collagenase. Inhibitor-free enzyme catalyzes the cleavage of collagen fibrils and soluble native type I collagen generating the specific 3/4- and 1/4-length fragments. J. Biol. Chem., 1995; 270: 5872-5876
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Allan J.A., Docherty A.J., Barker P.J., Huskisson N.S., Reynolds J.J., Murphy G.: Binding of gelatinases A and B to type-I collagen and other matrix components. Biochem. J., 1995; 309: 299-306
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[3] Allington T.M., Galliher-Beckley A.J., Schiemann W.P.: Activated Abl kinase inhibits oncogenic transforming growth factor-β signaling and tumorigenesis in mammary tumors. FASEB J., 2009; 23: 4231-4243
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Altomare D.A., Testa J.R.: Perturbations of the AKT signaling pathway in human cancer. Oncogene, 2005; 24: 7455-7464
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Angel P., Karin M.: The role of Jun, Fos and the AP-1 complex in cell-proliferation and transformation. Biochem. Biophys. Acta, 1991; 1072: 129-157
[PubMed]  

[6] Apte S.S., Mattei M.G., Olsen B.R.: Cloning of the cDNA encoding human tissue inhibitor of metalloproteinases-3 (TIMP-3) and mapping of the TIMP3 gene to chromosome 22. Genomics, 1994; 19: 86-90
[PubMed]  

[7] Ardi V.C., Van den Steen P.E., Opdenakker G., Schweighofer B., Deryugina E.I., Quigley J.P.: Neutrophil MMP-9 proenzyme, unencumbered by TIMP-1, undergoes efficient activation in vivo and catalytically induces angiogenesis via a basic fibroblast growth factor (FGF-2)/FGFR-2 pathway. J. Biol. Chem., 2009; 284: 25854-25866
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Artym V.V., Zhang Y., Seillier-Moiseiwitsch F., Yamada K.M., Mueller S.C.: Dynamic interactions of cortactin and membrane type 1 matrix metalloproteinase at invadopodia: defining the stages of invadopodia formation and function. Cancer Res., 2006; 66: 3034-3043
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Asahara T., Takahashi T., Masuda H., Kalka C., Chen D., Iwaguro H., Inai Y., Silver M., Isner J.M.: VEGF contributes to postnatal neovascularization by mobilizing bone marrow-derived endothelial progenitor cells. EMBO J., 1999; 18: 3964-3972
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Ayala I., Baldassarre M., Giacchetti G., Caldieri G., Tete S., Luini A., Buccione R.: Multiple regulatory inputs converge on cortactin to control invadopodia biogenesis and extracellular matrix degradation. J. Cell Sci., 2008; 121: 369-378
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[11] Baciu P.C., Suleiman E.A., Deryugina E.I., Strongin A.Y.: Membrane type-1 matrix metalloproteinase (MT1-MMP) processing of pro-α_v integrin regulates cross-talk between α_vβ₃ and α₂β₁ integrins in breast carcinoma cells. Exp. Cell Res., 2003; 291: 167-175
[PubMed]  

[12] Baker S.E., Hopkinson S.B., Fitchum M., Andreason G.L., Frasier F., Plopper G., Quaranta V., Jones J.C.: Laminin-5 and hemidesmosomes: role of the α3 chain subunit in hemidesmosome stability and assembly. J. Cell Sci., 1996; 109: 2509-2520
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[13] Baluk P., Hashizume H., McDonald D.M.: Cellular abnormalities of blood vessels as targets in cancer. Curr. Opin. Genet. Dev., 2005; 15: 102-111
[PubMed]  

[14] Basbaum C.B., Werb Z.: Focalized proteolysis: spatial and temporal regulation of extracellular matrix degradation at the cell surface. Curr. Opin. Cell Biol., 1996; 8: 731-738
[PubMed]  

[15] Basile J.R., Holmbeck K., Bugge T.H., Gutkind J.S.: MT1-MMP controls tumor-induced angiogenesis through the release of semaphorin 4D. J. Biol. Chem., 2007; 282: 6899-6905
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Basson C.T., Knowles W.J., Bell L., Albelda S.M., Castronovo V., Liotta L.A., Madri J.A.: Spatiotemporal segregation of endothelial cell integrin and nonintegrin extracellular matrix-binding proteins during adhesion events. J. Cell Biol., 1990; 110: 789-801
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[17] Bavik C., Coleman I., Dean J.P., Knudsen B., Plymate S., Nelson P.S.: The gene expression program of prostate fibroblast senescence modulates neoplastic epithelial cell proliferation through paracrine mechanisms. Cancer Res., 2006; 66: 794-802
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Behrens J., von Kries J.P., Kuhl M., Bruhn L., Wedlich D., Grosschedl R., Birchmeier W.: Functional interaction of β-catenin with the transcription factor LEF-1. Nature, 1996; 382: 638-642
[PubMed]  

[19] Bergers G., Benjamin L.E.: Tumorigenesis and the angiogenic switch. Nat. Rev. Cancer, 2003; 3: 401-410
[PubMed]  

[20] Bigg H.F., Shi Y.E., Liu Y.E., Steffensen B., Overall C.M.: Specific, high affinity binding of tissue inhibitor of metalloproteinases-4 (TIMP-4) to the COOH-terminal hemopexin-like domain of human gelatinase A. J. Biol. Chem., 1997; 272: 15496-15500
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Blaine S.A., Ray K.C., Branch K.M., Robinson P.S., Whitehead R.H., Means A.L.: Epidermal growth factor receptor regulates pancreatic fibrosis. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol., 2009; 297: 434-441
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Blavier L., Lazaryev A., Shi X., DeClerck Y., Dorey F.J., Shackleford G.M.: Stromelysin-1 (MMP-3) is a target and a regulator of Wnt1-induced epithelial-mesenchymal transition (EMT). Cancer Biol. Ther., 2010; 10: 198-208
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[23] Boone T.C., Johnson M.J., De Clerck Y.A., Langley K.E.: cDNA cloning and expression of a metalloproteinase inhibitor related to tissue inhibitor of metalloproteinases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990; 87: 2800-2804
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[24] Bourboulia D., Stetler-Stevenson W.G.: Matrix metalloproteinases (MMPs) and tissue inhibitors of metalloproteinases (TIMPs): positive and negative regulators in tumor cell adhesion. Semin. Canacer Biol., 2010; 20: 161-168
[PubMed]  

[25] Bowden E.T., Barth M., Thomas D., Glazer R.I., Mueller S.C.: An invasion-related complex of cortactin, paxillin and PKCμ associates with invadopodia at sites of extracellular matrix degradation. Oncogene, 1999; 18: 4440-4449
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Brassart B., Randoux A., Hornebeck W., Emonard H.: Regulation of matrix metalloproteinase-2 (gelatinase A, MMP-2), membrane-type matrix metalloproteinase-1 (MT1-MMP) and tissue inhibitor of metalloproteinases-2 (TIMP-2) expression by elastin-derived peptides in human HT-1080 fibrosaroma cell line. Clin. Exp. Metastasis, 1998; 16: 489-500
[PubMed]  

[27] Brooks P.C., Strömblad S., Sanders L.C., von Schalscha T.L., Aimes R.T., Stetler-Stevenson W.G., Quigley J.P., Cheresh D.A.: Localization of matrix metalloproteinase MMP-2 to the surface of invasive cells by interaction with integrin avβ3. Cell, 1996; 85: 683-693
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Calvete J.J., Fox J.W., Agelan A., Niewiarowski S., Marcinkiewicz C.: The presence of the WGD motif in CC8 heterodimeric disintegrin increases its inhibitory effect on αIIbβ3, αvβ3, and α5β1 integrins. Biochemistry, 2002; 41: 2014-2021
[PubMed]  

[29] Carmeliet P., Jain R.K.: Molecular mechanisms and clinical applications of angiogenesis. Nature, 2011; 473: 298-307
[PubMed]  

[30] Cat B., Stuhlmann D., Steinbrenner H., Alili L., Holtkötter O., Sies H., Brenneisen P.: Enhancement of tumor invasion depends on transdifferentiation of skin fibroblasts mediated by reactive oxygen species. J. Cell Sci., 2006; 119: 2727-2738
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Cavaillon J.M.: Cytokines and macrophages. Biomed. Pharmacother., 1994; 48: 445-453
[PubMed]  

[32] Cavallaro U., Christofori G.: Cell adhesion and signalling by cadherins and Ig-CAMs in cancer. Nat. Rev. Cancer, 2004; 4: 118-132
[PubMed]  

[33] Chakraborti S., Mandal M., Das S., Mandal A., Charkraborti T.: Regulation of matrix metalloproteinases: an overview. Mol. Cell Biochem., 2003; 253: 269-285
[PubMed]  

[34] Chen R.H., Su Y.H., Chuang R.L., Chang T.Y.: Suppression of transforming growth factor-β-induced apoptosis through a phosphatidylinositol 3-kinase/Akt-dependent pathway. Oncogene, 1998; 17: 1959-1968
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[35] Chiang A.C., Massague J.: Molecular basis of metastasis. N. Engl. J. Med., 2008; 359: 2814-2823
[PubMed]  

[36] Clark I.M., Swingler T.E., Sampieri C.L., Edwards D.R.: The regulation of matrix metalloproteinases and their inhibitors. Int. J. Biochem. Cell Biol., 2008; 40: 1362-1378
[PubMed]  

[37] Coffelt S.B., Hughes R., Lewis C.E.: Tumor-associated macrophages: effectors of angiogenesis and tumor progression. Biochim. Biophys. Acta, 2009; 1796: 11-18
[PubMed]  

[38] Conery A.R., Cao Y., Thompson E.A., Townsend C.M.Jr., Ko T.C., Luo K.: Akt interacts directly with Smad3 to regulate the sensitivity to TGF-beta induced apoptosis. Nat. Cell Biol., 2004; 6: 366-372
[PubMed]  

[39] Conway E.M., Collen D., Carmeliet P.: Molecular mechanisms of blood vessel growth. Cardiovasc. Res., 2001; 49: 507-521
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] Crawford H.C., Fingleton B.M., Rudolph-Owen L.A., Goss K.J., Rubinfeld B., Polakis P., Matrisian L.M.: The metalloproteinase matrilysin is a target of β-catenin transactivation in intestinal tumors. Oncogene, 1999; 18: 2883-2891
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[41] Cretu A., Roth J.M., Caunt M., Akalu A., Policarpio D., Formenti S., Gagne P., Liebes L., Brooks P.C.: Disruption of endothelial cell interactions with the novel HU177 cryptic collagen epitope inhibits angiogenesis. Clin. Cancer Res., 2007; 13: 3068-3078
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Cuvier C., Jang A., Hill R.P.: Exposure to hypoxia, glucose starvation and acidosis: effect on invasive capacity of murine tumor cells and correlation with cathepsin (L + B) secretion. Clin. Exp. Metastasis, 1997; 15: 19-25
[PubMed]  

[43] Dean R.A., Butler G.S., Hamma-Kourbali H., Delbe J., Brigstock D.R., Courty J., Overall C.M.: Identification of candidate angiogenic inhibitors processed by matrix metalloproteinase 2 (MMP-2) in cell-based proteomic screens: disruption of vascular endothelial growth factor (VEGF)/heparin affin regulatory peptide (pleiotrophin) and VEGF/Connective tissue growth factor angiogenic inhibitory complexes by MMP-2 proteolysis. Mol. Cell Biol., 2007; 27: 8454-8465
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] DeClerck D.A.: Interactions between tumour cells and stromal cells and proteolytic modifcation of the extracellular matrix by metalloproteinases in cancer. Eur. J. Cancer, 2000; 36: 1258-1268
[PubMed]  

[45] Deryugina E.I., Quigley J.P.: Pleiotropic roles of matrix metalloproteinases in tumor angiogenesies: contrasting, overlapping and compensatory functions. Biochim. Biophysis. Acta, 2010; 1803: 103-120
[PubMed]  

[46] Docherty A.J., Lyons A., Smith B.J., Wright E.M., Stephens P.E., Harris T.J., Murphy G., Reynolds J.J.: Sequence of human tissue inhibitor of metalloproteinases and its identity to erythroid-potentiating activity. Nature, 1985; 318: 66-69
[PubMed]  

[47] Dong Z., Kumar R., Yang X., Fidler I.J.: Macrophage-derived metalloelastase is responsible for the generation of angiostatin in Lewis lung carcinoma. Cell, 1997; 88: 801-810
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Douglas D.A., Shi Y.E., Sang Q.A.: Computational sequence analysis of the tissue inhibitor of metalloproteinase family. J. Protein Chem., 1997; 276: 8403-8408
[PubMed]  

[49] Dumin J.A., Dickeson S.K., Striker T.P., Bhattacharyya-Pakrasi M., Roby J.D., Santoro S.A., Parks W.C.: Pro-collagenase 1 (matrix metalloproteinase-1) binds to the α2β1 integrin upon release from keratinocytes migrating on type I collagen. J. Biol. Chem., 2001; 276: 29368-29374
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Dupont J., Pierre A., Froment P., Moreau C.: The insulin-like growth factor axis in cell cycle progression. Horm. Metab. Res., 2003; 35: 740-750
[PubMed]  

[51] Egeblad M., Werb Z.: New functions for the matrix metalloproteinases in cancer progression. Nat. Rev. Cancer, 2002; 2: 161-174
[PubMed]  

[52] Eguchi S., Dempsey P.J., Frank G.D., Motley E.D., Inagami T.: Activation of MAPKs by angiotensin II in vascular smooth muscle cells. Metalloprotease-dependent EGF receptor activation is required for activation of ERK and p38 MAPK but not for JNK. J. Biol. Chem., 2001; 276: 7957-7962
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Eisenach P.A., Roghi C., Fogarasi M., Murphy G., English W.R.: MT1-MMP regulates VEGF-A expression through a complex with VEGFR-2 and Src. J. Cell Sci., 2010; 123: 4182-4193
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Elliott R.L., Blobe G.C.: Role of transforming growth factor β in human cancer. J. Clin. Oncol., 2005; 23: 2078-2093
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Enenstein J., Kramer R.H.: Confocal microscopic analysis of integrin expression on the microvasculature and its sprouts in the neonatal foreskin. J. Invest. Dermatol., 1994; 103: 381-386
[PubMed]  

[56] Eswarakumar V.P., Lax I., Schlessinger J.: Cellular signaling by fibroblast growth factor receptors. Cytokine Growth Factor Rev., 2005; 16: 139-149
[PubMed]  

[57] Fang J., Shing Y., Wiederschain D., Yan L., Butterfield C., Jackson G., Harper J., Tamvakopoulos G., Moses M.A.: Matrix metalloproteinase-2 is required for the switch to the angiogenic phenotype in a tumor model. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000; 97: 3884-3889
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[58] Fang K.C., Wolters P.J., Steinhoff M., Bidgol A., Blount J.L., Caughey G.H.: Mast cell expression of gelatinases A and B is regulated by kit ligand and TGF-β. J. Immunol., 1999; 162: 5528-5535
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Ferrara N.: VEGF-A: a critical regulator of blood vessel growth. Eur. Cytokine Netw., 2009; 20: 158-163
[PubMed]  

[60] Ferreras M., Felbor U., Lenhard T., Olsen B.R., Delaisse J.: Generation and degradation of human endostatin proteins by various proteinases. FEBS Lett., 2000; 486: 247-251
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] Fischer C., Mazzone M., Jonckx B., Carmeliet P.: FLT1 and its ligands VEGFB and PlGF: drug targets for anti-angiogenic therapy? Nature Rev. Cancer, 2008; 8: 942-956
[PubMed]  

[62] Foda H.D., Zucker S.: Matrix metalloproteinases in cancer invasion, metastasis and angiogenesis. Drug Discov. Today, 2001; 6: 478-482
[PubMed]  

[63] Folkman J.: Tumor angiogenesis. Adv. Cancer Res., 1974; 19: 331-358
[PubMed]  

[64] Forsythe J.A., Jiang B., Iyer N.V., Agani F., Leung S.W., Koos R.D., Semenza G.L.: Activation of vascular endothelial growth factor gene transcription by hypoxia-inducible factor 1. Mol. Cell Biol., 1996; 16: 4604-4613
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[65] Fowlkes J.L., Enghild J.J., Suzuki K., Nagase H.: Matrix metalloproteinases degrade insulin-like growth factor-binding protein-3 in dermal fibroblast cultures. J. Biol. Chem., 1994; 269: 25742-25746
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[66] Friedl P., Gilmour D.: Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2009; 10: 445-457
[PubMed]  

[67] Gaengel K., Genove G., Armulik A., Betsholtz C.: Endothelial-mural cell signaling in vascular development and angiogenesis. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol., 2009; 29: 630-638
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[68] Gialeli C., Theocharis A.D., Karamanos N.K.: Roles of matrix metalloproteinases in cancer progression and their pharmacological targeting. FEBS J., 2011; 278: 16-27
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Giampieri S., Pinner S., Sahai E.: Intravital imaging illuminates transforming growth factor β σignaling switches during metastasis. Cancer Res., 2010; 70: 3435-3439
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[70] Giancotti F.G., Tarone G.: Positional control of cell fate through joint integrin/receptor protein kinase signaling. Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 2003; 19: 173-206
[PubMed]  

[71] Giannelli G., Fransvea E., Marinosci F., Bergamini C., Colucci S., Schiraldi O., Antonaci S.: Transforming growth factor-β1 triggers hepatocellular carcinoma invasiveness via α3β1 integrin. Am. J. Pathol., 2002; 161: 183-193
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[72] Gilles C., Polette M., Coraux C., Tournier J.M., Meneguzzi G., Munaut C., Volders L., Rousselle P., Birembaut P., Foidart J.M.: Contribution of MT1-MMP and a human laminin-5 γ2 chain degradation to mammary epithelial cell migration. J. Cell Sci., 2001; 114: 2967-2976
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[73] Goerge T., Barg A., Schnaeker E.M., Poppelmann B., Shpacovitch V., Rattenholl A., Maaser C., Luger T.A., Steinhoff M., Schneider S.W.: Tumor-derived matrix metalloproteinase-1 targets endothelial proteinase-activated receptor 1 promoting endothelial cell activation. Cancer Res., 2006; 66: 7766-7774
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[74] Gohlke U., Gomis Ruth F.X., Crabbe T., Murphy G., Docherty A.J., Bode W.: The C-terminal (haemopexin-like) domain structure of human gelatinase A (MMP2): structural implications for its function. FEBS Lett., 1996; 378: 126-130
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[75] Gonzalez E.M., Reed C.C., Bix G., Fu J., Zhang Y., Gopalakrishnan B., Greenspan D.S., Iozzo R.V.: BMP-1/tolloid-like metalloproteases process endorepellin, the angiostatic C-terminal fragment of perlecan. J. Biol. Chem., 2005; 280: 7080-7087
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Gorelik L., Flavell R.A.: Immune-mediated eradication of tumors through the blockade of transforming growth factor-β signaling in T cells. Nat. Med., 2001; 7: 1118-1122
[PubMed]  

[77] Gould R.J., Polokoff M.A., Friedman P.A., Huang T.F., Holt J.C., Cook J.J., Niewiarowski S.: Disintegrins: a family of integrin inhibitory proteins from viper venoms. Proc. Soc. Exp. Biol. Med., 1990; 195: 168-171
[PubMed]  

[78] Grant D.S., Tashiro K., Segui-Real B., Yamada Y., Martin G.R., Kleinman H.K.: Two different laminin domains mediate the differentiation of human endothelial cells into capillary-like structures in vitro. Cell, 1989; 58: 933-943
[PubMed]  

[79] Greene J., Wang M., Liu Y.E., Raymond L.A., Rosen C., Shi Y.E.: Molecular cloning and characterization of human tissue inhibitor of metalloproteinase 4. J. Biol. Chem., 1996; 271: 30375-30380
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Groblewska M., Mroczko B., Szmitkowski M.: Rola wybranych metaloproteinaz i ich inhibitorów w rozwoju raka jelita grubego. Postępy Hig. Med. Dośw., 2010; 64: 22-30
[PubMed]  

[81] Gruber B.L., Marchese M.J., Suzuki K., Schwartz L.B., Okada Y., Nagase H., Ramamurthy N.S.: Synovial procollagenase activation by human mast cell tryptase dependence upon matrix metalloproteinase 3 activation. J. Clin. Invest., 1999; 84: 1657-1662
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[82] Hamano Y., Kalluri R.: Tumstatin, the NC1 domain of α3 chain of type IV collagen, is an endogenous inhibitor of pathological angiogenesis and suppresses tumor growth. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2005; 333: 292-298
[PubMed]  

[83] Hanahan D.: Signaling vascular morphogenesis and maintenance. Science, 1997; 277: 48-50
[PubMed]  

[84] Hangai M., Kitaya N., Xu J., Chan C.K., Kim J.J., Werb Z., Ryan S.J., Brooks P.C.: Matrix metalloproteinase-9-dependent exposure of a cryptic migratory control site in collagen is required before retinal angiogenesis. Am. J. Pathol., 2002; 161: 1429-1437
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[85] Harrell P.C., McCawley L.J., Fingleton B., McIntyre J.O., Matrisian L.M.: Proliferative effects of apical, but not basal, matrix metalloproteinase-7 activity in polarized MDCK cells. Exp. Cell Res., 2005; 303: 308-320
[PubMed]  

[86] Hawinkels L.J., Kuiper P., Wiercinska E., Verspaget H.W., Liu Z., Pardali E., Sier C.F., ten Dijke P.: Matrix metalloproteinase-14 (MT1-MMP)-mediated endoglin shedding inhibits tumor angiogenesis. Cancer Res., 2010; 70: 4141-4150
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[87] Heissig B., Hattori K., Dias S., Friedrich M., Ferris B., Hackett N.R., Crystal R.G., Besmer P., Lyden D., Moore M.A., Werb Z., Rafii S.: Recruitment of stem and progenitor cells from the bone marrow niche requires MMP-9 mediated release of kit-ligand. Cell, 2002; 109: 625-637
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[88] Hellberg C., Ostman A., Heldin C.H.: PDGF and vessel maturation. Recent results. Cancer Res., 2010; 180: 103-114
[PubMed]  

[89] Heppner K.J., Matrisian L.M., Jensen R.A., Rodgers W.H.: Expression of most matrix metalloproteinase family members in breast cancer represents a tumor-induced host response. Am. J. Pathol., 1996; 149: 273-282
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[90] Hernandez-Barrantes S., Bernardo M., Toth M., Fridman R.: Regulation of membrane-type matrix metalloproteinases. Sem. Cancer Biol., 2002; 12: 131-138
[PubMed]  

[91] Hirschi K.K., D’Amore P.A.: Pericytes in the microvasculature. Cardiovasc. Res., 1996; 32: 687-698
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[92] Holash J., Maisonpierre P.C., Compton D., Boland P., Alexander C.R., Zagzag D., Yancopoulos G.D., Wiegand S.J.: Vessel cooption, regression, and growth in tumors mediated by angiopoietins and VEGF. Science, 1999; 284: 1994-1998
[PubMed]  

[93] Holash J., Wiegand S.J., Yancopoulos G.D.: New model of tumor angiogenesis: dynamic balance between vessel regression and growth mediated by angiopoietins and VEGF. Oncogene, 1999; 18: 5356-5362
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[94] Hornebeck W., Emonard H., Monboisse J.C., Bellon G.: Matrix-directed regulation of pericellular proteolysis and tumor progression. Semin. Cancer Biol., 2002; 12: 231-241
[PubMed]  

[95] Hua H., Li M., Luo T., Yin Y.: Matrix metalloproteinases in tumorigenesis: an evolving paradigm. Cell, Mol. Life Sci., 2011; 63: 3853-3868
[PubMed]  

[96] Huang S., Van Arsdall M., Tedjarati S., McCarty M., Wu W., Langley R., Fidler I.J.: Contributions of stromal metalloproteinase-9 to angiogenesis and growth of human ovarian carcinoma in mice. J. Natl. Cancer Inst., 2002; 94: 1134-1142
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[97] Imai K., Hiramatsu A., Fukushima D., Pierschbacher M.D. Okada Y.: Degradation of decorin by matrix metalloproteinases: identification of the cleavage sites, kinetic analyses and transforming growth factor-β1 release. Biochem. J., 1997; 322: 809-814
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[98] Ishiyama N., Lee S.H., Liu S., Li G.Y., Smith M.J., Reichardt L.F., Ikura M.: Dynamic and static interactions between p120 catenin and E-cadherin regulate the stability of cell-cell adhesion. Cell, 2010; 141: 117-128
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[99] Jain R.K.: Molecular regulation of vessel maturation. Nature Med., 2003; 9: 685-693
[PubMed]  

[100] Jakobsson L., Franco C.A., Bentley K., Collins R.T., Ponsioen B., Aspalter I.M., Rosewell I., Busse M., Thurston G., Medvinsky A., Schulte-Merker S., Gerhardt H.: Endothelial cells dynamically compete for the tip cell position during angiogenic sprouting. Nature Cell Biol., 2010; 12: 943-953
[PubMed]  

[101] Janda E., Lehmann K., Killisch I., Jechlinger M., Herzig M., Downward J., Beug H., Grunert S.: Ras and TGFβ cooperatively regulate epithelial cell plasticity and metastasis: dissection of Ras signaling pathways. J. Cell Biol., 2002; 156: 299-313
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[102] Jiang A., Lehti K., Wang X., Weiss S.J., Keski-Oja J., Pei D.: Regulation of membrane-type matrix metalloproteinase 1 activity by dynamin-mediated endocytosis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98: 13693-13698
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[103] Jung S., Rutka J.T., Hinek A.: Tropoelastin and elastin degradation products promote proliferation of human astrocytoma cell lines. J. Neuropathol. Exp. Neurol., 1998; 57: 439-448
[PubMed]  

[104] Kajita M., Itoh Y., Chiba T., Mori H., Okada A., Kinoh H., Seiki M.: Membrane-type 1 matrix metalloproteinase Cleaves CD44 and promotes cell migration. J. Cell Biol., 2001; 153: 893-904
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[105] sKaplan R.N., Rafii S., Lyden D.: Preparing the ‘Soil’: the premetastatic niche. Cancer Res., 2006; 66: 11089-11093
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[106] Kataoka H., Uchino H., Iwamura T., Seiki M., Nabeshima K., Koono M.: Enhanced tumor growth and invasiveness in vivo by a carboxyl-terminal fragment of a1-proteinase inhibitor generated by matrix metalloproteinases: a possible modulatory role in natural killer cytotoxicity. A possible modulatory role in natural killer cytotoxicity. Am. J. Pathol., 1999; 154: 457-468
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[107] Kessenbrock K., Plaks V., Werb Z.: Matrix metalloproteinases: regulators of the tumor microenvironment. Cell, 2010; 141: 52-67
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[108] Kim E.S., Sohn Y.W., Moon A.: TGF-β-induced transcriptional activation of MMP-2 is mediated by activating transcription factor (ATF)2 in human breast epithelial cells. Cancer Lett., 2007; 252: 147-156
[PubMed]  

[109] Kim I.Y., Yong H.Y., Kang K.W., Moon A.: Overexpression of ErbB2 induces invasion of MCF10A human breast epithelial cells via MMP-9. Cancer Lett., 2009; 275: 227-233
[PubMed]  

[110] Kim Y.M., Jang J.W., Lee O.H., Yeon J., Choi E.Y., Kim K.W., Lee S.T., Kwon Y.G.: Endostatin inhibits endothelial and tumor cellular invasion by blocking the activation and catalytic activity of matrix metalloproteinase 2. Cancer Res., 2000; 60: 5410-5413
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[111] Klein S., Roghani M., Rifkin D.B.: Fibroblast growth factors as angiogenesis factors: new insights into their mechanism of action. EXS, 1997; 79: 159-192
[PubMed]  

[112] Kołaczkowska E.: Metaloproteinaza 9 (MMP-9) jako szczególny przedstawiciel metaloproteinaz macierzy zewnątrzkomórkowej: rola w napływie i apoptozie neutrofili w trakcie reakcji zapalnej. Postępy Biol. Kom., 2010; 2: 471-499
[Full Text HTML]  

[113] Krzyżanowska-Gołąb D., Lemańska-Perek A., Kątnik-Prastowska I.: Fibronektyna jako aktywny składnik macierzy pozakomórkowej. Postępy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 655-663
[PubMed]  

[114] Labrecque L., Nyalendo C., Langlois S., Durocher Y., Roghi C., Murphy G., Gingras D., Beliveau R.: Src-mediated tyrosine phosphorylation of caveolin-1 induces its association with membrane type 1 matrix metalloproteinase. J. Biol. Chem., 2004; 279: 52132-52140
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[115] LaFlamme S.E., Auer K.L.: Integrin signaling. Semin. Cancer Biol., 1996; 7: 111-118
[PubMed]  

[116] Lafleur M.A., Xu D., Hemler M.E.: Tetraspanin proteins regulate membrane type-1 matrix metalloproteinase-dependent pericellular proteolysis. Mol. Biol. Cell, 2009; 20: 2030-2040
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[117] Leco K.J., Waterhouse P., Sanchez O.H., Gowing K.L., Poole A.R., Wakeham A., Mak T.W., Khokha R.: Spontaneous air space enlargement in the lungs of mice lacking tissue inhibitor of metalloproteinases-3 (TIMP-3). J. Clin. Invest., 2001; 108: 817-829
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[118] Lee S., Jilani S.M., Nikolova G.V., Carpizo D., Iruela-Arispe M.L.: Processing of VEGF-A by matrix metalloproteinases regulates bioavailability and vascular patterning in tumors. J. Cell Biol., 2005; 169: 681-691
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[119] Levi E., Fridman R., Miao H.Q., Ma Y.S., Yayon A., Vlodavsky I., Miao H.Q., Ma Y. S.: Matrix metalloproteinase 2 releases active soluble ectodomain of fibroblast growth factor receptor 1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996; 93: 7069-7074
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[120] Lichtenberger B.M., Tan P., Niederleithner H., Ferrara N., Petzelbauer P., Sibila M. Autocrine VEGF signaling synergizes with EGFR in tumor cells to promote epithelial cancer development. Cell, 2010; 140: 268-279
[PubMed]  

[121] Lipka D., Boratyński J.: Metaloproteinazy MMP. Struktura i funkcja. Postępy Hig. Med. Dośw., 2008; 62: 328-336
[PubMed]  

[122] Liu D., Hornsby P.J.: Senescent human fibroblasts increase the early growth of xenograft tumors via matrix metalloproteinase secretion. Cancer Res., 2007; 67: 3117-3126
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[123] Lochter A., Galosy S., Muschler J., Freedman N., Werb Z., Bissell M.: Matrix metalloproteinase stromelysin-1 triggers a cascade of molecular alterations that leads to stable epithelial-to-mesenchymal conversion and a premalignant phenotype in mammary epithelial cells. J. Cell Biol., 1997; 139: 1861-1872
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[124] Lopez-Otin C., Overall C.M.: Protease degradomics: a new challenge for proteomics. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2002; 3: 509-519
[PubMed]  

[125] Lu D., Scully M., Kakkar V., Lu X.: ADAM-15 disintegrin-like domain structure and function. Toxins, 2010; 2: 2411-2427
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[126] Luo J.L., Maeda S., Hsu L.C., Yagita H., Karin M.: Inhibition of NF-κB in cancer cells converts inflammation-induced tumor growth mediated by TNFα to TRAIL-mediated tumor regression. Cancer Cell, 2004; 6: 297-305
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[127] Lyden D., Hattori K., Dias S., Costa C., Blaikie P., Butros L., Chadburn A., Heissig B., Marks W., Witte L., Wu Y., Hicklin D., Zhu Z., Hackett N.R., Crystal R.G., Moore M.A., Hajjar K.A., Manova K., Benezra R., Rafii S.: Impaired recruitment of bone marrow-derived endothelial and hematopoietic precursor cells blocks tumor angiogenesis and growth. Nat. Med., 2001; 7: 1194-1201
[PubMed]  

[128] Lynch C.C., Matrisian L.M.: Matrix metalloproteinases in tumor-host cell communication. Differentiation, 2002; 70: 561-573
[PubMed]  

[129] Łukaszewicz M., Mroczko B., Szmitkowski M.: Rola metaloproteinaz i ich inhibitrów w raku trzustki. Postępy Hig. Med. Dośw., 2003; 62: 141-147
[PubMed]  

[130] Łukaszewicz-Zając M., Mroczko B., Szmitkowski M.: Znaczenie metaloproteinaz oraz ich inhibitorów w raku żołądka. Postępy Hig. Med. Dośw., 2009; 63: 258-265
[PubMed]  

[131] Maeshima Y., Colorado P.C., Kalluri R.: Two RGD-independent α_vβ₃ integrin binding sites on tumstatin regulate distinct anti-tumor properties. J. Biol. Chem., 2000; 275: 23745-23750
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[132] Magzoub M., Jin S., Verkman A.S.: Enhanced macromolecule diffusion deep in tumors after enzymatic digestion of extracellular matrix collagen and its associated proteoglycan decorin. FASEB J., 2008; 22: 276-284
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[133] Maisonpierre P.C., Suri C., Jones P.F., Bartunkova S., Wiegand S., Radziejewski C., Compton D., McClain J., Aldrich T.H., Papadopoulos N., Daly T.J., Davis S., Sato T.N., Yancopoulos G.D.: Angiopoietin-2, a natural antagonist for Tie2 that disrupts in vivo angiogenesis. Science, 1997; 277: 55-60
[PubMed]  

[134] Makrilia N., Kollias A., Manolopoulos L., Syrigos K.: Cell adhesion molecules: role and clinical significance in cancer. Cancer Invest., 2009; 27: 1023-1037
[PubMed]  

[135] Manes S., Mira E., Barbacid M.M., Cipres A., Fernandez-Resa P., Buesa J.M., Merida I., Aracil M., Marquez G., Martinez A.C.: Identification of insulin-like growth factor-binding protein-1 as a potential physiological substrate for human stromelysin-3. J. Biol. Chem., 1997; 272: 25706-25712
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[136] Manicone A.M., McGuire J.K.: Matrix metalloproteinases as modulators of inflammation. Semin. Cell Dev. Biol., 2008; 19: 34-41
[PubMed]  

[137] Marchenko G.N., Ratnikov B.I., Rozanov D.V., Godzik A., Deryugina E.I., Strongin A.Y.: Characterization of matrix metalloproteinase-26, a novel metalloproteinase widely expressed in cancer cells of epithelial origin. Biochem. J., 2001; 356: 705-718
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[138] Marneros A.G., Olsen B.R.: The role of collagen-derived proteolytic fragments in angiogenesis. Matrix Biol., 2001; 20: 337-345
[PubMed]  

[139] Masson V., de la Ballina L.R., Munaut C., Wielockx B., Jost M., Maillard C., Blacher S., Bajou K., Itoh T., Itohara S., Werb Z., Libert C., Foidart J.M., Noël A.: Contribution of host MMP-2 and MMP-9 to promote tumor vascularization and invasion of malignant keratinocytes. FASEB J., 2005; 18: 234
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[140] May C.D., Sphyris N., Evans K.W., Werden S.J., Guo W., Mani S.A.: Epithelial-mesenchymal transition and cancer stem cells: a dangerously dynamic duo in breast cancer progression. Breast Cancer Res., 2011; 13: 202
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[141] McLane M.A., Sanchez E.E., Wong A., Paquette-Straub C., Perez J.C.: Disintegrins. Curr. Drug Targets Cardiovasc. Haematol. Disord., 2004; 4: 327-355
[PubMed]  

[142] McQuibban G.A., Gong J.H., Wong J.P., Wallace J.L., Clark-Lewis I., Overall C.M.: Matrix metalloproteinase processing of monocyte chemoattractant proteins generates CC chemokine receptor antagonists with anti-inflammatory properties in vivo. Blood, 2002; 100: 1160-1167
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[143] Miettinen P.J., Ebner R., Lopez A.R., Derynck R.: TGF-beta induced transdifferentiation of mammary epithelial cells to mesenchymal cells: involvement of type I receptors. J. Cell Biol., 1994; 127: 2021-2036
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[144] Mira E., Manes S., Lacalle R.A., Marquez G., Martinez A.C.: Insulin-like growth factor I-triggered cell migration and invasion are mediated by matrix metalloproteinase-9. Endocrinology, 1999; 140: 1657-1664
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[145] Mori K., Shibanuma M., Nose K.: Invasive potential induced under long-term oxidative stress in mammary epithelial cells. Cancer Res., 2004; 64: 7464-7472
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[146] Motrescu E.R., Rio M.C.: Cancer cells, adipocytes and matrix metalloproteinase 11: a vicious tumor progression cycle. Biol. Chem., 2008; 389: 1037-1041
[PubMed]  

[147] Murakami, M., Nguyen L.T., Zhang Z.W., Moodie K.L., Carmeliet P., Stan R.V., Simons M.: The FGF system has a key role in regulating vascular integrity. J. Clin. Invest., 2008; 118: 3355-3366
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[148] Murphy G., Knauper V.: Relating matrix metalloproteinase structure to function: why the “hemopexin” domain? Matrix Biol., 1997; 15: 511-518
[PubMed]  

[149] Nagase H.: Activation mechanisms of matrix metalloproteinases. Biol. Chem. Hoppe Seyler, 1997; 378: 151-160
[PubMed]  

[150] Nagy J.A., Dvorak A.M., Dvorak H.F.: VEGF-A and the induction of pathological angiogenesis. Annu. Rev. Pathol., 2007; 2: 251-275
[PubMed]  

[151] Nawrocki-Raby B., Gilles C., Polette M., Bruyneel E., Laronze J.Y., Bonnet N., Foidart J.M., Mareel M., Birembaut P.: Upregulation of MMPs by soluble E-cadherin in human lung tumor cells. Int. J. Cancer, 2003; 105: 790-795
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[152] Newby A.C.: Metalloproteinase expression in monocytes and macrophages and its relationship to atherosclerotic plaque instability. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol., 2008; 28: 2108-2114
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[153] Niewiarowski S., McLane M.A., Kloczewiak M., Stewart G.J.: Disintegrins and other naturally occuring antagonists of platelet fibrinogen receptors. Semin. Hematol., 1994; 31: 289-300
[PubMed]  

[154] Nikai T., Taniguchi K., Komori Y., Masuda K., Fox J.W., Sugihara H.: Primary structure and functional characterization of bilitoxin-1, a novel dimeric P-II snake venom metalloproteinase from Agkistrodon bilineatus venom. Arch. Biochem. Biophys., 2000; 378: 6-15
[PubMed]  

[155] Noel A., Jost M., Maquoi E.: Matrix metalloproteinases at cancer tumor-host interface. Semin. Cell Dev. Biol., 2008; 19: 52-60
[PubMed]  

[156] Nyalendo C., Beaulieu E., Sartelet H., Michaud M., Fontaine N., Gingras D., Beliveau R.: Impaired tyrosine phosphorylation of membrane type 1-matrix metalloproteinase reduces tumor cell proliferation in three-dimensional matrices and abrogates tumor growth in mice. Carcinogenesis, 2008; 29: 1655-1664
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[157] Nyberg P., Heikkila P., Sorsa T., Luostarinen J., Heljasvaara R., Stenman U.H., Pihlajaniemi T., Salo T.: Endostatin inhibits human tongue carcinoma cell invasion and intravasation and blocks the activation of matrix metalloprotease-2, -9, and -13. J. Biol. Chem., 2003; 278: 22404-22411
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[158] Olson M.W., Toth M., Gervasi D.C., Sado Y., Ninomiya Y., Fridman R.: High affinity binding of latent matrix metalloproteinase-9 to the α2(IV) chain of collagen IV. J. Biol. Chem., 1998; 273: 10672-10681
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[159] Onimaru M., Yonemitsu Y., Suzuki H., Fujii T., Sueishi K.: An autocrine linkage between matrix metalloproteinase-14 and Tie-2 via ectodomain shedding modulates angiopoietin-1-dependent function in endothelial cells. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol., 2010; 30: 818-826
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[160] O’Reilly M.S., Holmgren L., Shing Y., Chen C., Rosenthal R.A., Moses M., Lane W.S., Cao Y., Sage E.H., Folkman J.: Angiostatin: a novel angiogenesis inhibitor that mediates the suppression of metastases by a Lewis lung carcinoma. Cell, 1994; 79: 315-328
[PubMed]  

[161] Oshikawa K.; Terada S.: Ussuristatin 2, a Novel KGD-Bearing Disintegrin from Agkistrodon ussuriensis Venom. J. Biochem., 1999; 125: 31-35
[PubMed]  

[162] Overall C.M., Lopez-Otin C.: Strategies for MMP inhibition in cancer: innovations for the post-trial era. Nat. Rev. Cancer, 2002; 2: 657-672
[PubMed]  

[163] Papaspyridonos M., Lyden D.: The role of bone marrow-derived cells in tumor angiogenesis and metastatic progression. Methods Enzymol., 2008; 444: 255-269
[PubMed]  

[164] Pei D., Weiss S.J.: Furin-dependent intracellular activation of the human stromelysin-3 zymogen. Nature, 1995; 375: 244-247
[PubMed]  

[165] Peters K.G., Marie J., Wilson E., Ives H.E., Escobedo J., Del Rosario M., Mirda D., Williams L.T.: Point mutation of an FGF receptor abolishes phosphatidylinositol turnover and Ca²⁺ flux but not mitogenesis. Nature, 1992; 358: 678-681
[PubMed]  

[166] Petitclerc E., Boutaud A., Prestayko A., Xu J., Sado Y., Ninomiya Y., Sarras M.P.Jr., Hudson B.G., Brooks P.C.: New functions for non-collagenous domains of human collagen IV. Novel integrin ligands inhibiting angiogenesis and tumor growth in vivo. J. Biol. Chem., 2000; 275: 8051-8061
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[167] Phng L.K., Gerhardt H.: Angiogenesis: a team effort coordinated by Notch. Dev. Cell, 2009; 16: 196-208
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[168] Pietenpol J.A., Stein R.W., Moran E., Yaciuk P., Schlegel R., Lyons R.M., Pittelkow M.R., Münger K., Howley P.M., Hoses H.L.: TGF-β1 inhibition of c-myc transcription and growth in keratinocytes is abrogated by viral transforming proteins with pRB binding domains. Cell, 1990; 61: 777-785
[PubMed]  

[169] Poincloux R., Lizarraga F., Chavrier P.: Matrix invasion by tumour cells: a focus on MT1-MMP trafficking to invadopodia. J. Cell Sci., 2009; 122: 3015-3024
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[170] Polette M., Nawrocki-Raby B., Gilles C., Clavel C., Birembaut P.: Tumour invasion and matrix metalloproteinases. Crit. Rev. Oncol. Hematol., 2003; 49: 179-186
[PubMed]  

[171] Powell U.C., Fingleton B., Wilson C.L., Boothby M., Matrisian L.M.: The metalloproteinase matrilysin proteolytically generates active soluble Fas ligand and potentiates epithelial cell apoptosis. Curr. Biol., 1999; 9: 1441-1447
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[172] Purhonen S., Palm J., Rossi D., Kaskenpaa N., Rajantie I., Yla-Herttuala S., Alitalo K., Weissman I.L., Salven P.: Bone marrow-derived circulating endothelial precursors do not contribute to vascular endothelium and are not needed for tumor growth. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 6620-6625
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[173] Qi J.H., Ebrahem Q., Moore N., Murphy G., Claesson-Welsh L., Bond M., Baker A., Anand-Apte B.: A novel function for tissue inhibitor of metalloproteinases-3 (TIMP3): inhibition of angiogenesis by blockage of VEGF binding to VEGF receptor-2. Nat. Med., 2003; 9: 407-415
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[174] Radisky D.C., Levy D.D., Littlepage L.E., Liu H., Nelson C.M., Fata J.E., Leake D., Godden E.L., Albertson D.G., Nieto M.A., Werb Z., Bissell M.J.: Rac1b and reactive oxygen species mediate MMP-3-induced EMT and genomic instability. Nature, 2005; 436: 123-127
[PubMed]  

[175] Radisky E.S., Radisky D.C.: Matrix metalloproteinase-induced epithelial-mesenchymal transition in breast cancer. J. Mammary Gland Biol. Neoplasia, 2010; 15: 201-212
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[176] Rathinam R., Alahari S.K.: Important role of integrins in the cancer biology. Cancer Metastasis Rev., 2010; 29: 223-237
[PubMed]  

[177] Ratnikov B.I., Rozanov D.V., Postnova T.I., Baciu P.G., Zhang H., DiScipio R.G., Chestukhina G.G., Smith J.W., Deryugina E.I., Strongin A.Y.: An alternative processing of integrin α_v subunit in tumor cells by membrane type-1 matrix metalloproteinase. J. Biol. Chem., 2002; 277: 7377-7385
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[178] Ribeiro A.S., Albergaria A., Sousa B., Correia A.L., Bracke M., Seruca R., Schmitt F.C., Paredes J.: Extracellular cleavage and shedding of P-cadherin: a mechanism underlying the invasive behaviour of breast cancer cells. Oncogene, 2010; 29: 392-402
[PubMed]  

[179] Risau W.: Mechanisms of angiogenesis. Nature, 1997; 386: 671-674
[PubMed]  

[180] Rolli M., Fransvea E., Pilch J., Saven A., Felding-Habermann B.: Activated integrin αvβ3 cooperates with metalloproteinase MMP-9 in regulating migration of metastatic breast cancer cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003; 100: 9482-9487
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[181] Rozanov V.D., Hahn-Dantona E., Strickland D.K., Strongin A.Y.: The low-density lipoprotein receptor-related protein LRP is regulated by membrane type-1 matrix metalloproteinase (MT1-MMP) proteolysis in malignant cells. J. Biol. Chem., 2004; 279: 4260-4268
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[182] Sabbota A.L., Kim H.R., Zhe X., Fridman R., Bonfil R.D., Cher M.L.: Shedding of RANKL by tumor-associated MT1-MMP activates Src-dependent prostate cancer cell migration. Cancer Res., 2010; 70: 5558-5566
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[183] Samani A.A., Yakar S., LeRoith D., Brodt P.: The role of the IGF system in cancer growth and metastasis: overview and recent insights. Endocr. Rev., 2007; 28: 20-47
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[184] Sanderson R.D., Yang Y., Kelly T., MacLeod V., Dai Y., Theus A.: Enzymatic remodeling of heparan sulfate proteoglycans within the tumor microenvironment: growth regulation and the prospect of new cancer therapies. J. Cell. Biochem., 2005; 96: 897-905
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[185] Sato H., Takino T.: Coordinate action of membrane-type matrix metalloproteinase-1 (MT1-MMP) and MMP-2 enhances pericellular proteolysis and invasion. Cancer Sci., 2010; 101: 843-847
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[186] Schenk S., Quaranta V.: Tales from the crypt[ic] sites of the extracellular matrix. Trends Cell Biol., 2003; 13: 366-375
[PubMed]  

[187] Sheu B.C., Hsu S.M., Ho H.N., Lien H.C., Huang S.C., Lin R.H.: A novel role of metalloproteinase in cancer-mediated immunosuppression. Cancer Res., 2001; 61: 237-242
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[188] Sica A., Larghi P., Mancino A., Rubino L., Porta C., Totaro M.G., Rimoldi M., Biswas S.K., Allavena P., Mantovani A.: Macrophage polarization in tumour progression. Sem. Cancer Biol., 2008; 18: 349-355
[PubMed]  

[189] Siigur E., Aaspollu A., Tu A.T., Siigur J.: cDNA cloning and deduced amino acid sequence of fibrinolytic enzyme (lebetase) from Vipera lebetina snake venom. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1996; 224: 229-236
[PubMed]  

[190] Skóra J., Biegus J., Pupka A., Barć P., Sikora J., Szyber P.: Molekularne podstawy angiogenezy. Postępy Hig. Med. Dośw., 2006; 60: 410-415
[PubMed]  

[191] Song S., Ewald A.J., Stallcup W., Werb Z., Bergers G.: PDGFRβ⁺ perivascular progenitor cells in tumours regulate pericyte differentiation and vascular survival. Nature Cell Biol., 2005; 7: 870-879
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[192] Sottrup-Jensen L., Birkedal-Hansen H.: Human fibroblast collagenase-a-macroglobulin interactions. Localization of cleavage sites in the bait regions of five mammalian α- macroglobulins. J. Biol. Chem., 1989; 264: 393-401
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[193] Sounni N., Paye A., Host L., Noël A.: MT-MMP as regulators of vessel stability associated with angiogenesis. Front. Pharmacol., 2011; 2: 111
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[194] Sounni N.E., Rozanov D.V., Remacle A.G., Golubkov V.S., Noel A., Strongin A.Y.: Timp-2 binding with cellular MT1-MMP stimulates invasion-promoting MEK/ERK signaling in cancer cells. Int. J. Cancer, 2010; 126: 1067-1078
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[195] Sternlicht M.D., Werb Z.: How matrix metalloproteinases regulate cell behavior. Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 2001; 17: 463-516
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[196] Stromblad S., Cheresh D.A.: Integrins, angiogenesis and vascular cell survival. Chem. Biol., 1996; 3: 881-885
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[197] Strongin A.Y., Collier I., Bannikov G., Marmer B.L., Grant G.A., Goldberg G.I.: Mechanism of cell surface activation of 72-kDa type IV collagenase. Isolation of the activated form of the membrane metalloprotease. J. Biol. Chem., 1995; 270: 5331-5338
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[198] Stylli S.S., Kaye A.H., Lock P.: Invadopodia: at the cutting edge of tumour invasion. J. Clin. Neurosci., 2008; 15: 725-737
[PubMed]  

[199] Suri C., Jones P.F., Patan S., Bartunkova S., Maisonpierre P.C., Davis S., Sato T.N., Yancopoulos G.D.: Requisite role of angiopoietin-1, a ligand for the TIE2 receptor, during embryonic angiogenesis. Cell, 1996; 87: 1171-1180
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[200] Suzuki K., Lees M., Newlands G.F., Nagase H., Woolley D.E.: Activation of precursors for matrix metalloproteinases 1 (interstitial collagenase) and 3 (stromelysin) by rat mast-cell proteinases I and II. Biochem. J., 1995; 305: 301-306
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[201] Suzuki M., Raab G., Moses M.A., Fernandez C.A., Klagsbrun M.: Matrix metalloproteinase-3 releases active heparin-binding EGF-like growth factor by cleavage at a specific juxtamembrane site. J. Biol. Chem., 1997; 272: 31730-31737
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[202] Takahashi M., Tsunoda T., Seiki M., Nakamura Y., Furukawa Y.: Identification of membrane-type matrix metalloproteinase-1 as a target of the β-catenin/Tcf4 complex in human colorectal cancers. Oncogene, 2002; 21: 5861-5867
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[203] Takino T., Tsuge H., Ozawa T., Sato H.: MT1-MMP promotes cell growth and ERK activation through c-Src and paxillin in three-dimensional collagen matrix. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2010; 396: 1042-1047
[PubMed]  

[204] Tholozan F.M., Gribbon C., Li Z., Goldberg M.W., Prescott A.R., McKie N., Quinlan R.A.: FGF-2 release from the lens capsule by MMP-2 maintains lens epithelial cell viability. Mol. Biol. Cell, 2007; 18: 4222-4231
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[205] Thomas K.A.: Vascular endothelial growth factor, a potent and selective angiogenic agent. J. Biol. Chem., 1996; 271: 603-606
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[206] Thrailkill K.M., Quarles L.D., Nagase H., Suzuki K., Serra D.M., Fowlkes J.L.: Characterization of insulin-like growth factor-binding protein 5-degrading proteases produced throughout murine osteoblast differentiation. Endocrinology, 1995; 136: 3527-3533
[PubMed]  

[207] Totoń E., Rybczyńska M.: Charakterystyka białka FAK i jego rola w procesie nowotworzenia. Postępy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 303-309
[PubMed]  

[208] Tsunezuka Y., Kinoh H., Takino T., Watanabe Y., Okada Y., Shinagawa A., Sato H., Seiki M.: Expression of membrane-type matrix metalloproteinase 1 (MT1-MMP) in tumor cells enhances pulmonary metastasis in an experimental metastasis assay. Cancer Res., 1996; 56: 5678-5683
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[209] Turner N., Grose R.: Fibroblast growth factor signalling: from development to cancer. Nat. Rev. Cancer, 2010; 10: 116-129
[PubMed]  

[210] Tvorogov D., Anisimov A., Zheng W., Leppanen V. M., Tammela T., Laurinavicius S., Holnthoner W., Helotera H., Holopainen T., Jeltsch M., Kalkkinen N., Lankinen H., Ojala P. M., Alitalo K.: Effective suppression of vascular network formation by combination of antibodies blocking VEGFR ligand binding and receptor dimerization. Cancer Cell, 2010; 18: 630-640
[PubMed]  [Full Text PDF]  [Full Text PDF]  

[211] Uekita T., Itoh Y., Yana I., Ohno H., Seiki M.: Cytoplasmic tail-dependent internalization of membrane-type 1 matrix metalloproteinase is important for its invasion-promoting activity. J. Cell Biol., 2001; 155: 1345-1356
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[212] Ungefroren H., Sebens S., Seidl D., Lehnert H., Hass R.: Interaction of tumor cells with the microenvironment. Cell Commun. Signal., 2011; 9: 18
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[213] Uria J.A., Stahle-Backdahl M., Seiki M., Fueyo A., Lopez-Otin C.: Regulation of collagenase-3 in human breast carcinomas is mediated by stromal-epithelial cell interactions. Cancer Res., 1997; 57: 4882-4888
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[214] Van Lint P., Libert C.: Matrix metalloproteinase-8: cleavage can be decisive. Cytokine Growth Factor Rev., 2006; 17: 217-223
[PubMed]  

[215] Visse R., Nagase H.: Matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases: structure, function, and biochemistry. Circ. Res., 2003; 92: 827-839
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[216] von Bredow D.C., Nagle R.B., Bowden G.T., Cress A.E.: Cleavage of β4 integrin by matrilysin. Exp. Cell Res., 1997; 236: 341-345
[PubMed]  

[217] Wang R., Chadalavada K., Wilshire J., Kowalik U., Hovinga K.E., Geber A., Fligelman B., Leveresha M., Brennan C., Tabar V.: Glioblastoma stem-like cells give rise to tumour endothelium. Nature, 2010; 468: 829-833
[PubMed]  

[218] Wastermack J., Kahari V.M.: Regulatin of matrix metalloproteinase expression in tumor invasion. FASEB J., 1999; 13: 781-792
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[219] Weber C.E., Kuo P.C.: The tumor microenvironment. Surg. Oncol., Oncol., 2012; 21: 172-177
[PubMed]  

[220] Weiss S.J., Peppin G., Ortiz X., Ragsdale C., Test S.T.: Oxidative autoactivation of latent collagenase by human neutrophils. Science, 1985; 227: 747-749
[PubMed]  

[221] Whitelock J.M., Murdoch A.D., Iozzo R.V., Underwood P.A.: The degradation of human endothelial cell-derived perlecan and release of bound basic fibroblast growth factor by stromelysin, collagenase, plasmin and heparanases. J. Biol. Chem., 1996; 271: 10079-10086
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[222] Wickstrom S.A., Alitalo K., Keski-Oja J.: Endostatin associates with integrin α5β1 and caveolin-1, and activates Src via a tyrosyl phosphatase-dependent pathway in human endothelial cells. Cancer Res., 2002; 62: 5580-5589
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[223] Wideł M.S., Wideł M.: Mechanizmy przerzutowania i molekularne markery progresji nowotworów złośliwych. I. Rak jelita grubego. Postępy Hig. Med. Dośw., 2006; 60: 453-470
[PubMed]  

[224] Will H., Hinzmann B.: cDNA sequence and mRNA tissue distribution of a novel human matrix metalloproteinase with a potential transmembrane segment. Eur. J. Biochem., 1995; 231: 602-608
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[225] Willis B.C., duBois R.M., Borok Z.: Epithelial origin of myofibroblasts during fibrosis in the lung. Proc. Am. Thorac. Soc., 2006; 3: 377-382
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[226] Witty J.P., Lempka T., Coffey R.J.Jr., Matrisian L.M.: Decreased tumor formation in 7,12- dimethylbenzanthracene-treated stromelysin-1 transgenic mice is associated with alterations in mammary epithelial cell apoptosis. Cancer Res., 1995; 55: 1401-1406
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[227] Wolf K., Wu Y.I., Liu Y., Geiger J., Tam E., Overall C., Stack M.S., Friedl P.: Multi-step pericellular proteolysis controls the transition from individual to collective cancer cell invasion. Nat. Cell Biol., 2007; 9: 893-904
[PubMed]  

[228] Wu X., Gan B., Yoo Y., Guan J.L.: FAK-mediated src phosphorylation of endophilin A2 inhibits endocytosis of MT1-MMP and promotes ECM degradation. Dev. Cell, 2005; 9: 185-196
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[229] Wyckoff J.B., Wang Y., Lin E.Y., Li J.F., Goswami S., Stanley E.R., Segall J.E., Pollard J.W., Condeelis J.: Direct visualization of macrophage-assisted tumor cell intravasation in mammary tumors. Cancer Res., 2007; 67: 2649-2656
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[230] Xian X., Hakansson J., Stahlberg A., Lindblom P., Betsholtz C., Gerhardt H., Semb H.: Pericytes limit tumor cell metastasis. J. Clin. Invest., 2006; 116: 642-651
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[231] Xu J., Rodriguez D., Petitclerc E., Kim J.J., Hangai M., Moon Y.S., Davis G.E., Brooks P.C.: Proteolytic exposure of a cryptic site within collagen type IV is required for angiogenesis and tumor growth in vivo. J. Cell Biol., 2001; 154: 1069-1079
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[232] Yancopoulos G.D., Davis S., Gale N.W., Rudge J.S., Wiegand S.J., Holash J.: Vascular-specific growth factors and blood vessel formation. Nature, 2000; 407: 242-248
[PubMed]  

[233] Yanez-Mó M., Barreiro O., Gonzalo P., Batista A., Meqias D., Genis L., Sachs N., Sala-Valdés M., Alonso M.A., Montoya M.C., Sonnenberg A., Arroyo A.G., Sánchez-Madrid F.: MT1-MMP collagenolytic activity is regulated through association with tetraspanin CD151 in primary endothelial cells. Blood, 2008; 112: 3217-3226
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[234] Yang Z., Strickland D.K., Bornstein P.: Extracellular matrix metalloproteinase 2 levels are regulated by the low density lipoprotein-related scavenger receptor and thrombospondin 2. J. Biol. Chem., 2001; 276: 8403-8408
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[235] Ye S., Eriksson P., Hamsten A., Kurkinen M., Humphries S.E., Henney A.M.: Progression of coronary atherosclerosis is associated with a common genetic variant of the human stromelysin-1 promoter which results in reduced gene expression. J. Biol. Chem., 1996; 271: 13055-13060
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[236] Yeh W.L., Lu D.Y., Lee M.J., Fu W.M.: Leptin induces migration and invasion of glioma cells through MMP-13 production. Glia, 2009; 57: 454-464
[PubMed]  

[237] Yoon S.O., Park S.J., Yun C.H., Chung A.S.: Roles of matrix metalloproteinases in tumor metastasis and angiogenesis. J. Biochem. Mol. Biol., 2003; 36: 128-137
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[238] Yu Q., Stamenkovic I.: Cell surface-localized matrix metalloproteinase-9 proteolytically activates TGF-β and promotes tumor invasion and angiogenesis. Genes Dev., 2000; 14: 163-176
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[239] Zhang D., Bar-Eli M., Meloche S., Brodt P.: Dual regulation of MMP-2 expression by the type 1 insulin-like growth factor receptor: the phosphatidylinositol 3-kinase/Akt and Raf/ERK pathways transmit opposing signals. J. Biol. Chem., 2004; 279: 19683-19690
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[240] Zhao H., Bernardo M.M., Osenkowski P., Sohail A., Pei D., Nagase H., Kashiwagi M., Soloway P.D., DeClerck Y.A., Fridman R.: Differential inhibition of membrane type 3 (MT3)-matrix metalloproteinase (MMP) and MT1-MMP by tissue inhibitor of metalloroteinase (TIMP)-2 and TIMP-3 regulates pro-MMP-2 activation. J. Biol. Chem., 2004; 279: 8592-8601
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[241] Zhou Z., Apte S.S., Soininen R., Cao R., Baaklini G.Y., Rauser R.W., Wang J., Cao Y., Tryggvason K.: Impaired endochondral ossification and angiogenesis in mice deficient in membrane-type matrix metalloproteinase I. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000; 97: 4052-4057
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[242] Ziche M., Morbidielli L., Choudhuri R., Zhang H.T., Donnini S., Grnager H.J., Bicknell R.: Nitric oxide synthase lies downstream from vascular endothelial growth factor-induced but not basic fibroblast growth factor-induced angiogenesis. J. Clin. Invest., 1997; 99: 2625-2634
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[243] Zielonka T.M.: Angiogeneza – Część I. Mechanizm powstawania nowych naczyń krwionośnych. Alergia Astma Immunologia, 2003; 8: 169-174

[244] Zigrino P., Löffek S., Mauch C.: Tumor-stroma interactions: their role in the control of tumor cell invasion. Biochimie, 2005; 87: 321-328
[PubMed]  

[245] Zutter M.M., Santoro S.A., Staatz W.D., Tsung Y.L.: Re-expression of the alpha 2 beta 1 integrin abrogates the malignant phenotype of breast carcinoma cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995; 92: 7411-7415
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[246] Żebrowska A., Wysoczyńska K., Waszczykowska E.: Adamalizyny – metaloproteinazy biorące udział w patofizjologii chorób skóry. Alergia Astma Immunologia, 2005; 10: 187-193
[Abstract]  [Full Text PDF]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text