Streszczenie

Niedawne badania wykazały, że zwiększone uwalnianie, oligomeryzacja i toksyczność α-synukleiny (ASN) leży u podstaw wielu chorób neurodegeneracyjnych, w tym choroby Parkinsona, czy Al­zheimera oraz innych, ogólnie określanych mianem synukleinopatii. Udowodniono, że w pato­logiach tych dochodzi do nadmiernego uwalniania ASN do przestrzeni zewnątrzkomórkowej, co może mieć istotny udział w rozprzestrzenianiu się i w rozwoju nowych ognisk chorobowych w mózgu. Sekrecja ASN następuje pod wpływem działania czynników toksycznych oraz w wyni­ku neurodegeneracji. Zewnątrzkomórkowa ASN działa toksycznie zarówno na komórki nerwowe jak i glejowe, a mechanizm jej działania zależny jest od stężenia tego białka w przestrzeni zewną­trzkomórkowej. Egzogenna ASN powoduje m.in. aktywację receptorów błonowych, zwiększony napływ jonów wapnia do wnętrza komórki, pobudza syntezę cytokin prozapalnych oraz tlenku azotu, co w konsekwencji prowadzi do aktywacji apoptozy. Powyższe dane dają nowe spojrze­nie na udział ASN w rozwoju chorób neurodegeneracyjnych, a tym samym mogą przysłużyć się w opracowaniu skuteczniejszej ich terapii.

Słowa kluczowe:α-synukleina • stres oksydacyjny • tlenek azotu • neurodegeneracja • choroba Parkinsona • choroba Alzheimera

Summary

Recently published data demonstrated that increased release, oligomerization and toxicity of a-sψnuclein (ASN) is a key molecular process in pathophysiology of neurodegenerative diseases classified as synucleinopathies (e.g. Parkinson disease or Alzheimer’s disease). It was proved that the excessive release of ASN into the extracellular space, driven by environmental factors as well as neurodegeneration, may have a significant role in the spread of the neurodegeneration process within the brain. Extracellular ASN was shown to be toxic both to neurons and glial cells and the mechanism of its action depends on the concentration of this protein in the extracellular space. Exogenous ASN leads to the activation of plasma membrane receptors, causes increased calcium influx, and stimulates the synthesis of proinflammatory cytokines and nitric oxide, which in turn leads to activation of programmed cell death. These data provide new insights into the involvement of ASN in the neurodegenerative diseases, and thus can serve effectively for the development of their new therapy.

Key words:α-synuclein • oxidative stress • nitric oxide • neurodegeneration • Parkinson’s disease • Alzheimer’s disease

Wstęp

Choroby neurodegeneracyjne są grupą zaburzeń o cha­rakterze progresywnym, w których dochodzi do zmian w strukturze i funkcjonowaniu neuronów, co w większości przypadków prowadzi do ich śmierci, zwłaszcza w późnych stadiach choroby. Choć choroby neurodegeneracyjne są tradycyjnie określane jako odrębne kliniczno-patologiczne jednostki chorobowe, to mogą one mieć wspólne podłoże, którym jest oligomeryzacja/agregacja określonych białek. Wieloletnie badania prowadzone w wiodących ośrodkach badawczych na świecie wskazują, że oligomeryzacja/agre­gacja białek nieprawidłowo pofałdowanych lub uszkodzo­nych może być wspólnym patomechanizmem wielu cho­rób neurodegeneracyjnych, w tym choroby Alzheimera, Parkinsona, chorób prionowych, proteinopatii związanych z obecnością białka TDP-43 oraz innych neurodegeneracji. Spośród białek „chętnie” ulegających oligomeryzacji/agre­gacji na szczególną uwagę zasługuje α-synukleina (ASN). Wykazano, że ASN jest jednym z głównych składników cytoplazmatycznych wtrętów w mózgu zwanych ciałami Lewy’ego, będącymi markerem choroby Parkinsona (ChP) [97]. Obecnie wiadomo, że ASN jest również składnikiem nierozpuszczalnych złogów białkowych w wielu innych chorobach neurodegeneracyjnych: w otępieniu z ciałami Lewy’ego [92], chorobie Alzheimera (ChA) [31], zespole Downa [83], dziecięcej dystrofii neuroaksonalnej [36], zwy­rodnieniu ośrodkowego układu nerwowego typu I z odkła­daniem się żelaza w mózgu [74], czy podostrym stward­niającym zapaleniu mózgu [32] oraz w innych chorobach neurodegeneracyjnych określanych mianem synukleino­patii. Odkrycie zależności między występowaniem dzie­dzicznej postaci ChP, a mutacjami A30P, A53T oraz E46K w genie kodującym ASN [52,81,110] zainicjowało liczne badania nad znaczeniem tego białka w patogenezie ChP i innych synukleinopatiach. Jednak mimo intensywnych badań prowadzonych w czołowych ośrodkach badawczych na świecie, mechanizmy toksyczności tego białka pozostają nadal nie w pełni wyjaśnione. Najnowsze i nieliczne jeszcze badania ostatnich kilku lat wskazują na istotne znaczenie zewnątrzkomórkowej ASN w procesie cytotoksyczności.

Znaczenie α-synukleiny w patologii chorób neurodegeneracyjnych

Istotny wpływ na badania nad znaczeniem ASN w choro­bach neurodegeneracyjnych miało odkrycie Polymero­poulosa i wsp., którzy udowodnili, że mutacja punktowa (G209A) w genie SNCA, powodująca substytucję alaniny przez treoninę w pozycji 53 ASN (A53T), wywołuje rodzinną postać ChP dziedziczoną w sposób autosomalny dominu­jący [81]. Chociaż mutację tę wykryto u niewielu chorych, to jej pojawieniu się towarzyszyło zawsze występowanie objawów charakterystycznych dla ChP i to u ludzi bar­dzo młodych [81]. Wkrótce po tym odkryciu potwierdzo­no obecność ASN w ciałach Lewy’ego wyizolowanych post mortem z mózgów chorych na idiopatyczną ChP [93]. Po­czątkowo bardzo sceptycznie odnoszono się do hipotezy, że ASN może być czynnikiem patogennym wpływającym na powstawanie i rozwój ChP. Za argument miały służyć badania, w których wykazano, że u ludzi z idiopatyczną ChP brak mutacji w genie SNCA [12,13]. Co więcej, u gryzo­ni w warunkach fizjologicznych wykryto ekspresję białka ASN z tyrozyną w pozycji 53 [66]. Ponadto sugerowano, że obecność ASN w ciałach Lewy’ego może po prostu wynikać z jej występowania w dużej ilości w cytoplazmie neuronów. Sugestie te zostały obalone, kiedy udowodniono, że ASN jest głównym składnikiem budującym ciała Lewy’ego, za­równo w dziedziczonej jak i idiopatycznej ChP [8,67,93,101], co wskazuje, że powstawanie tych inkluzji jest ściśle zwią­zane z agregacją ASN. Po roku wykryto kolejną mutację punktową w genie SNCA, związaną z występowaniem dzie­dzicznej ChP, w której dochodzi do zamiany alaniny na pro­linę w pozycji 30 (A30P) [52]. W ostatnich latach opisano trzecią mutację w genie SNCA występującą u chorych z otę­pieniem z ciałami Lewy’ego, w której dochodzi do substy­tucji glutaminianu przez lizynę w pozycji 46 (E46K) [110].

Dane ostatnich lat wskazują, że również podwojenie i po­trojenie genu SNCA odpowiada za rozwój rodzinnej po­staci ChP [14,40,84,88]. Potrojenie SNCA skutkuje wystę­powaniem zwiększonej ilości mRNA oraz białka ASN [69]. Pacjenci, u których wykryto te genetyczne nieprawidło­wości, wykazywali dużo wcześniejsze objawy kliniczne charakterystyczne dla ChP, włączając również zaburzenia poznawcze [26]. Ponadto u tych osób zauważono szybszy rozwój choroby niż u chorych z postacią idiopatyczną. Badania post mortem wykazały duże skupiska ciał Lewy’e­go, głównie w istocie czarnej i jądrze sinawym, z którymi związany był proces degeneracji i obumierania neuronów [26,72]. Co więcej, osoby które posiadały trzy kopie genu SNCA zamiast dwóch wykazywały objawy ChP identycz­ne z chorymi na idiopatyczną postać tej choroby [14,40]. Osoby ze zwiększoną liczbą kopii genu SNCA dostarczają niepodważalnego dowodu, że zaburzenia ASN są istotną przyczyną powstawania i rozwoju tej choroby. U pacjen­tów z podwójną kopią genu pierwsze objawy pojawiały się około 50 roku życia, natomiast osoby z potrojonym genem zaczynały chorować już po 30 roku życia [14]. Po­nadto zwiększona liczba genów dla ASN skutkuje znacznie krótszym czasem przeżycia od wystąpienia pierwszych symptomów oraz obecnością silniejszych objawów pa­tologicznych [41].

Znaczącym czynnikiem ryzyka wystąpienia ChP okazał się polimorfizm regionu promotorowego (Rep1) genu SNCA [27,65,107]. Wykazano, że zwiększona długość Rep1 jest zwią­zana z wcześniejszym występowaniem objawów ChP [44] i skutkuje zwiększeniem ilości mRNA ASN [15]. Pojedyncze badania wskazują także na znaczenie polimorfizmu poje­dynczych nukleotydów (SNPs), zwłaszcza w rejonie 3′ genu ASN, jako istotnego czynnika ryzyka rozwoju ChP [70,71].

Wszystkie te odkrycia dostarczają mocnych dowodów na istotną rolę ASN w patogenezie ChP i innych synu­kleinopatiach.

Neurotoksyczne działanie ASN jest związane z przyj­mowaniem przez nią nieprawidłowej konformacji, co w konsekwencji prowadzi do jej oligomeryzacji, fi­brylizacji i agregacji. Uważa się, że za powstawanie toksycznych postaci tego białka odpowiada jego cen­tralny odcinek, peptyd NAC. Zmiana struktury NAC w postać β-harmonijki jest początkowym etapem agre­gacji, w którym powstają rozpuszczalne oligomery ASN – protofibryle [21], które wchodzą w interakcje z bło­nami pęcherzyków synaptycznych, powodując powsta­wanie porów i uwalnianie neuroprzekaźników do cy­toplazmy [53].

Badania ostatnich lat wskazują, że właśnie formy oligome­ryczne są odpowiedzialne za toksyczność ASN, a nie doj­rzałe agregaty, jak sądzono przez wiele lat [76,77,82,105].

Postępująca agregacja może być swoistym mechanizmem obronnym przed szkodliwym działaniem oligomerów (ryc. 1).

Ryc. 1. Wpływ neurotoksyn oraz nadekspresji i mutacji ASN na proces jej oligomeryzacji i agregacji. Nadekspresja zmutowanej α-synukleiny (A30P lub A53T) prowadzi do oligomeryzacji tego białka. Zwiększona ekspresja natywnej postaci białka powoduje wzrost stężenia monomerów, które następnie ulegają oligomeryzacji i fibrylizacji. Oligomery aktywują powstawanie reaktywnych form tlenu (RFT) i aktywację kaskady cytotoksycznej. Z kolei RFT indukują oligomeryzację/fibrylizację α-synukleiny. Protofibryle zwiększają wytwarzanie RFT, generując w ten sposób „toksyczne koło”

W wyniku wzrostu ekspresji natywnej postaci ASN do­chodzi do wzrostu stężenia jej monomerów, które na­stępnie ulegają oligomeryzacji i fibrylizacji. Zwiększona ekspresja zmutowanej ASN (A30P lub A53T) bezpośred­nio prowadzi do oligomeryzacji tego białka, oligomery natomiast aktywują powstawanie reaktywnych form tlenu (RFT), które z kolei indukują oligomeryzację/fi­brylizację ASN tworząc tzw. „toksyczne koło”. Znacze­nie agregatów, które tworzą ciała Lewy’ego, pozostaje zatem niewyjaśnione, proces agregacji może stanowić mechanizm obronny przed działaniem toksycznych oli­gomerów, ale też agregaty białkowe mogą powodować mechaniczne uszkodzenia komórki.

Zewnątrzkomórkowa a-synukleina i mechanizmy jej sekrecji do przestrzeni zewnątrzkomórkowej

Badania mające na celu opracowanie odpowiedniego bio­chemicznego wskaźnika ChP doprowadziły do wykrycia ASN w płynie mózgowo-rdzeniowym zarówno ludzi zdro­wych, jak i dotkniętych ChP [10]. Dalsze badania, wyko­rzystujące zarówno technikę Western blot, jak i immuno­precypitację, umożliwiły ilościowe oznaczenie białka ASN na poziomie nanomolarnym w płynie mózgowo-rdzenio­wym (PMR) oraz osoczu [24]. Wyniki powyższych ekspe­rymentów nie wykazały znaczącej różnicy w poziomie zewnątrzkomórkowej ASN między osobami zdrowymi a chorymi z ChP. Opracowanie i użycie metody ELISA, która pozwoliła na dokładniejsze oznaczenia stężenia ASN u osób z ChP i zanikiem wieloukładowym wykazały zna­czący wzrost stężenia tego białka w porównaniu z ludź­mi zdrowymi [56]. Ponadto El-Agnaf i wsp. stwierdzili znaczący wzrost poziomu rozpuszczalnych oligomerów ASN w osoczu i PMR w przypadku chorych z ChP [25]. Ba­dania Tokuda i wsp. wykazały natomiast istotny spadek poziomu ASN w płynie mózgowo-rdzeniowym osób z ChP [96]. Rozbieżność dotychczasowych wyników sprawia, że na obecnym etapie nie można rozpatrywać poziomu ze­wnątrzkomórkowej ASN jako istotnego wskaźnika ChP. Jednak badania te jednoznacznie wykazały obecność ASN w przestrzeni zewnątrzkomórkowej, co sugeruje udział tej puli ASN w procesie neurodegeneracji i daje nowe spoj­rzenie na etiologię i rozwój synukleinopatii.

Trwają intensywne badania mające prowadzić do odkry­cia i opisania mechanizmu uwalniania ASN do przestrze­ni zewnątrzkomórkowej. Sekrecja tego białka nie zależy prawdopodobnie od jego poziomu wewnątrzkomórko­wego, co wykazały badania z użyciem linii komórkowych transfekowanych ASN [24,54,95]. Uwalnianie ASN nie jest również wywołane rozpadem obumierających komórek, gdyż jednocześnie nie zauważono w płynie zewnątrzko­mórkowym obecności innych małych białek cytosolo­wych [54]. Badania własne wykazały, że ASN jest uwal­niana z zakończeń synaptycznych pod wpływem stresu oksydacyjnego wywołanego nitroprusydkiem sodu, nad­tlenkiem wodoru, czy jonami żelaza II [2]. Uwalnianie ASN z komórek jest zahamowane w niskiej temperaturze, co pozwala przypuszczać, że to proces egzocytozy pęche­rzykowej może być głównym mechanizmem jej sekrecji [54]. Skoro ASN prawidłowo występuje przede wszystkim w cytoplazmie, musi istnieć mechanizm translokacji tego białka do pęcherzyków wydzielniczych. Niewielką ilość ASN wyizolowano z wnętrza pęcherzyków uzyskanych z homogenatu mózgu szczura, neuronów z hodowli pier­wotnej, czy ludzkich komórek neuroblastoma [54]. Wia­domo, że ASN ma zdolność wiązania się do fosfolipidów błonowych, a interakcja ta jest niezwykle dynamiczna w żywej komórce [29,48]. Jest więc bardzo prawdopodob­ne, że w procesie izolacji pęcherzyków związana z nimi ASN zostaje odłączona. Pozwala to przypuszczać, że białko ASN wyizolowane z pęcherzyków w znaczącym stopniu stanowi pulę wewnątrzpęcherzykową. Przypuszczenia te dodatkowo potwierdzają badania w mikroskopie elektro­nowym, w których dodatkowo udowodniono, że pęche­rzyki zawierające ASN wykazują morfologię i właściwości zbliżone do pęcherzyków wydzielniczych [54]. ASN nie ma sekwencji sygnalizacyjnej białka wydzielniczego, która umożliwia kierowanie peptydów do wnętrza siateczki śródplazmatycznej (ER) [54]. Sugeruje to, że mechanizm sekrecji ASN nie zależy od konwencjonalnej drogi ER – aparat Golgiego – pęcherzyki wydzielnicze (ryc. 2).

Ryc. 2. Mechanizmy uwalniania ASN do przestrzeni zewnątrzkomórkowej oraz jej wpływ na zaburzenie funkcji synaps. Oligomery ASN mogą być wydzielane do przestrzeni pozakomórkowej za pośrednictwem pęcherzyków egzocytarnych. ASN uwalniana do przestrzeni pozakomórkowej zaburza aktywność transportera dopaminy (DAT) i funkcję receptora glutaminergicznego NMDA oraz homeostazę jonów wapnia, co zwiększa wytwarzanie NO. Ponadto bezpośrednio po translokacji do komórek biorcy, ASN może wywoływać zaburzenia funkcji mitochondriów i zwiększone uwalnianie wolnych rodników. Jednoczesne wytwarzanie NO i RFT może prowadzić do powstawania nadtlenoazotynu (ONOO-), który powoduje zmiany oksydacyjne makromolekuł. Zaburzenia mitochondriów spowodowane ASN prowadzą do aktywacji kaspazy 3, która z kolei degraduje poli (ADP-rybozę) (PARP)-enzym, który wpływa na procesy naprawy DNA oraz apoptozy. Wszystkie te zdarzenia wywołane działaniem uwolnionej ASN prowadzą do selektywnej śmierci neuronów

W ostatnich latach wykazano, że wiele białek cytosolo­wych, podobnie jak ASN, jest wydzielanych do przestrzeni zewnątrzkomórkowej w wyniku nieznanego dokładnie mechanizmu. Należą do nich cytokiny, czynniki wzrostu, białka szoku cieplnego, składniki cytoszkieletu [28,75]. Droga wydzielania tych peptydów nie jest do końca po­znana, sugeruje się, że mechanizm ich uwalniania jest bardzo złożony, ale z pewnością obejmuje wydzielanie pęcherzykowe [75]. Istnieje przypuszczenie, że proces eg­zocytozy pęcherzykowej jest jednym ze sposobów na po­zbycie się z wnętrza komórki białek uszkodzonych [54]. Wykazano, że zagregowane postaci ASN mogą być uwal­niane z komórki w sposób zależny od egzocytozy, a se­krecja monomerycznej i zagregowanej ASN zwiększa się w wyniku działania czynników prowadzących do uszko­dzenia i akumulacji białek [54]. Możliwe jest również, że za zewnątrzkomórkowe uwalnianie ASN mogą być odpowie­dzialne inne mechanizmy, np. modyfikacje potranslacyjne tego białka. Podatność na agregację pęcherzykowej ASN może być spowodowana nie tylko zaburzeniem konforma­cji tego białka, ale również swoistym mikrośrodowiskiem panującym wewnątrz pęcherzyków. Wysokie stężenie jo­nów wapnia [61], niskie pH [38] oraz obecność glikozami­noglikanów, takich jak heparyna [17] mogą przyspieszać proces agregacji ASN.

Zewnątrzkomórkowa ASN jest usuwana z przestrzeni ze­wnątrzkomórkowej pod wpływem dwóch mechanizmów. Pierwszy z nich polega na proteolitycznej degradacji tego białka przez zewnątrzkomórkowe enzymy. ASN uwolnio­na z komórek jest cięta przez metaloproteazy występu­jące w macierzy zewnątrzkomórkowej [95]. Prowadzi to do powstawania krótkich peptydów, które indukują agre­gację i zwiększają toksyczność ASN. Drugim sposobem na usunięcie zewnątrzkomórkowej puli ASN jest jej wy­chwyt zwrotny. W badaniach przeprowadzonych in vi­tro udowodniono, że ASN jest pobierana zarówno przez neurony, jak i komórki mikrogleju [5,94,111]. Mechanizm tego zjawiska nie jest do końca sprecyzowany. Podczas gdy jedne badania sugerują, ze wychwyt ASN zachodzi pod wpływem endocytozy zależnej od białka Rab5A [94], inne wskazują na internalizację nieendocytarną [5]. Lee i wsp. uważają, że wychwyt zwrotny zewnątrzkomórkowej ASN zależy od stopnia agregacji tego białka [55]. Oligo­mery i agregaty są pobierane w następstwie endocytozy, a formy monomeryczne mogą swobodnie dyfundować do komórki przez błonę komórkową.

Mechanizmy toksyczności egzogennej α-synukleiny

Zarówno zewnątrzkomórkowa ASN, jak i jej centralny hydrofobowy fragment NAC, wykazują działanie cyto­toksyczne w badaniach in vitro [6,9,22,87,94]. Mechanizm działania tych peptydów nie został w pełni wyjaśniony. Stwierdzono, że egzogenna ASN hamuje aktywność trans­portera dopaminy [3], zaburza homeostazę wapniową oraz moduluje aktywność syntazy tlenku azotu (NOS) [1,3]. Badania przeprowadzone na syntetycznych błonach fosfolipidowych wykazały, że oligomery zewnątrzkomór­kowej ASN układają się w kształt walca [99], a po połącze­niu z błoną, tworzą struktury podobne do porów, które mogą być przepuszczalne dla jonów i mniejszych cząste­czek [45,100] (ryc. 2).

Udział egzogennej ASN w aktywacji kanałów wapniowych

Wyniki badań własnych oraz dane wskazujące na obec­ność ASN w przestrzeni zewnątrzkomórkowej i jej zna­czenie w procesie neurodegeneracji wpłynęły na podjęcie badań mających na celu wyjaśnienie udziału zewnątrzko­mórkowej ASN w formie monomeryczno-oligomerycznej w funkcji zakończeń synaptycznych. Ob­umieranie neuronów może się rozpoczynać od degene­racji synaps w procesie zwanym „synaptozą”. Jednym z czynników zaangażowanych w proces neurodegeneracji jest zaburzenie homeostazy wapniowej [43,89,106]. Nie­prawidłowa gospodarka wapniowa związana jest z dys­funkcją mitochondriów i siateczki śródplazmatycznej, uszkodzeniem układów buforujących, ekscytotoksycz­nością glutaminianu oraz nieprawidłowym działaniem kanałów wapniowych. Aβ, który podobnie jak ASN należy do rodziny białek amyloidogennych, stymuluje napływ wapnia do wnętrza komórek przez kanały wapniowe za­leżne od potencjału (voltage-operated calcium channels – VOCC) [37,62,85,98]. Badania Adamczyk i Strosznajder wykazały, że ASN oraz jej centralny fragment, peptyd NAC, stymulują napływ wapnia [⁴⁵]Ca²⁺ do synaptoneuro­somów [4]. Natomiast ß-synukleina (BSN) niezawierająca w swojej strukturze fragmentu NAC nie powoduje zmian w napływie [⁴⁵]Ca²⁺, co wskazuje, że jest to swoiste jedynie dla ASN. Użycie swoistych blokerów kanałów wapniowych zależnych od potencjału typu N wskazuje, że w głównej mierze dochodzi do aktywacji napływu [⁴⁵]Ca²⁺ przez ka­nał N [4]. Podobny efekt stymulujący wykazywały również peptydy Aβ, jednak rozbieżne są dane dotyczące typu ka­nału modulowanego przez ten peptyd. Istnieją dane wska­zujące na aktywację kanałów VOCC zarówno typu L, jak i N przez Aβ [37,62,98]. Sugeruje się udział reaktywnych form tlenu oraz azotu w modulacji VOCC [98]. Badania Adamczyk i Strosznajder wykluczyły jednak udział NO oraz innych wolnych rodników w aktywacji VOCC wywo­łanej działaniem ASN [4]. Sugeruje się natomiast bezpo­średnią interakcję ASN z białkiem kanału i jego modyfi­kację. Podobnie jak ASN, peptyd NAC również aktywuje napływ wapnia przez VOCC, co w połączeniu z danymi literaturowymi wskazuje, że interakcja białko-białko mię­dzy domeną NAC synukleiny, a białkiem kanału może mieć istotne znaczenie w modulacji VOCC typu N.

Znaczenie ASN w modulacji NOS i procesów zależnych od uwalniania NO

Zwiększony napływ Ca²⁺ i aktywacja licznych enzymów może być czynnikiem inicjującym proces neurodegenera­cji. Konsekwencją napływu Ca²⁺ jest m.in. aktywacja NOS. Wzrost syntezy NO prowadzi do oksydacji makrocząste­czek, nitrozylacji licznych białek i uszkodzenia mitochon­driów oraz DNA. Procesy te pośredniczą w neurotoksycz­ności peptydów Ab [47], w patomechanizmie ChP [11,103] oraz w innych chorobach neurodegeneracyjnych [7,63,104].

Badania prowadzone na skrawkach z mózgu wykazują, że zewnątrzkomórkowa ASN oraz jej fragment, peptyd NAC, stymulują zależną od receptora NMDA aktywność neuronal­nej izoformy NOS [1]. Produktem reakcji katalizowanej przez NOS jest tlenek azotu (NO) wolny rodnik charakteryzujący się małą reaktywnością. Jednak jednoczesne wytwarzanie NO i anionorodnika ponadtlenkowego (O₂^–) w warunkach stresu oksydacyjnego prowadzi do wytworzenia nadtleno­azotynu (ONOO^–) [51]. Badania post mortem mózgów osób z chorobami neurodegeneracyjnymi wykazują obecność nitrowanych białek, których powstawanie jest wynikiem działania ONOO^– [34]. Nasze badania wskazują, że zarówno ASN, jak i jej centralny fragment zwiększają stres oksyda­cyjny, co może prowadzić do powstawania ONOO^– [3]. Nad­tlenoazotyn oraz inne reaktywne formy azotu modyfikują działanie wielu białek poprzez ich nitrację lub S-nitrozylację [16,35,73]. Ponadto udokumentowano, że zarówno NO, jak i ONOO^– mogą hamować aktywność poszczególnych kom­pleksów łańcucha oddechowego, zaburzając równowagę energetyczną komórki [23]. Hipotezę tę potwierdzają ba­dania, w których egzogenna ASN powoduje zależne od NO zaburzenie funkcji mitochondriów i śmierć komórek zależną od aktywacji kaspazy 3 [46]. Wyniki te korespondują z pracą Seo i wsp., w której zasugerowano, że zewnątrzkomórkowa ASN powoduje zwiększenie ekspresji białka Bax, obniżenie poziomu Bcl-xL, zmiany w mitochondriach oraz uwolnienie cytochromu c. Konsekwencją tych zdarzeń jest uruchomie­nie kaskady kaspaz, co prowadzi do obumierania komórek [87]. Skoro zewnątrzkomórkowa ASN jest zdolna do prze­chodzenia do wnętrza komórki w nieograniczony sposób [55], to jest możliwe, że białko to działa również poprzez bezpośrednią interakcję z organellami. Dane literaturowe wskazują, że ASN może wchodzić w bezpośrednią interak­cję z mitochondriami, a efekt ten wydaje się zależny od stę­żenia tego białka [78]. Inne badania wykazują, że zarówno rekombinowana [21], jak i zmutowana ASN może się łączyć z błonami organelli komórkowych [90], a interakcja ta wy­daje się istotnym elementem toksyczności tego białka [99]. Mitochondria to również główne miejsce neurotoksycznego działania ASN w komórce [79]. Co więcej, wykazano, że ASN może być do mitochondriów transportowana [18,59]. Udo­wodniono, że N-końcowy 32-aminokwasowy fragment ASN zawiera sygnał lokalizacji mitochondrialnej, co umożliwia jej przedostawanie się do tych organelli, ponadto ASN za­importowana do mitochondriów umiejscawia się w pobliżu wewnętrznej błony mitochondrialnej [20]. Interesujące dane in vitro [20,59] oraz badania post mortem na mózgach chorych na PD [20] wskazują, że postępująca akumulacja ASN w mito­chondriach zaburza funkcjonowanie kompleksu I łańcucha oddechowego oraz powoduje podwyższenie stresu oksyda­cyjnego w całej komórce, również wewnątrz mitochondriów.

Niedawne badania wykazały, że działanie wolnych rodników, w tym NO, może prowadzić do akumulacji ASN wewnątrz jąder komórkowych [30,91]. Może to stanowić istotną przy­czynę neurodegeneracji zarówno neuronów jak i oligoden­drocytów, co wykazują badania post mortem mózgów cho­rych na zanik wieloukładowy [58]. Wykazano, że w wyniku działania stresu oksydacyjnego dochodzi do translokacji C­-końcowego, 10 kDa fragmentu ASN do jądra komórek dopa­minergicznych [108]. Mechanizm przemieszczenia C-końca oraz całego białka ASN nie został jeszcze dokładnie zbadany. Wiadomo, że stres oksydacyjny powoduje zwiększenie we­wnątrzkomórkowego stężenia wapnia, przez co może docho­dzić do aktywacji kalpainy I i cięcia ASN [21]. W badaniach in vitro stwierdzono, że stres oksydacyjny może również pro­wadzić do translokacji ASN w wyniku przerwania ciągło­ści błony jądrowej [86]. Ponadto po dootrzewnowym poda­niu myszom herbicydu parakwatu zaobserwowano istotne zwiększenie immunoreaktywności ASN zarówno w cytosolu, jak i jądrach neuronów istoty czarnej [33]. Wykazano, że w jądrze komórkowym ASN może tworzyć swoiste kom­pleksy z histonami, co zwiększa jej oligomeryzację do nie­rozpuszczalnych fibrylii [33]. Jądrowa lokalizacja ASN jest zwiększona w przypadku mutacji A30P oraz A53T i skutku­je neurotoksycznością, przez zahamowanie acetylacji hi­stonów [50]. Przedstawiono, że ASN umiejscowiona w ją­drze ma właściwości czynnika transkrypcyjnego i powoduje obniżenie ekspresji antyapoptotycznego białka Bcl-2 oraz zwiększenie poziomu mRNA dla kinazy syntazy glikogenu­-3b (GSK-3b) [109].

Działanie ASN nie dotyczy wyłącznie komórek neuronal­nych. Inny potencjalny mechanizm toksyczności zewną­trzkomórkowej ASN, a zwłaszcza jej form oligomerycznych, zakłada aktywację gleju i wywołanie odpowiedzi zapal­nej. Zewnątrzkomórkowa ASN aktywuje in vitro komórki mikrogleju, które w odpowiedzi uwalniają wolne rodniki (ONOO-) oraz eikozanoidy, w tym prostaglandynę E2 [111]. Udokumentowano również, że zewnątrzkomórkowa ASN zwiększa obumieranie komórek dopaminergicznych w ho­dowli mieszanej neurony/mikroglej, a pozostaje bez wpły­wu na przeżywalność samych neuronów [111]. Badania te wskazują, że oddziaływanie ASN z mikroglejem uaktywnia te komórki, co skutkuje neurotoksycznością. Inne badania wykazały, że ASN stymuluje uwalnianie czynników proza­palnych, takich jak ICAM-1 (intercellular adhesion mole­cule) oraz interleukina 6 z ludzkich astrocytów i ludzkich nowotworowych komórek astrocytoma (U-373MG) [49].

Podsumowując, dotychczasowe badania wskazują, że ASN oraz jej fragment NAC stymulują aktywność nNOS poprzez mechanizm zależny od pobudzenia receptora NMDA. Syntetyzowany w nadmiarze NO w wyniku reak­cji z O₂^– i utworzenia wysoce reaktywnego ONOO^– dopro­wadza do oksydacji białek, lipidów oraz DNA, a w konse­kwencji do cytotoksyczności.

Mechanizmy toksyczności ASN w komórkach dopaminergicznych i jej znaczenie w uwalnianiu i działaniu peptydów AB

Badania prowadzone na linii komórek dopaminergicznych PC12 wykazały, że ASN w sposób zależny od stężenia oraz stopnia agregacji aktywuje zależną od kaspaz programowa­ną śmierć komórek dopaminergicznych PC12 [46]. Pula ASN uwalniana do przestrzeni zewnątrzkomórkowej prowadzi za pośrednictwem NO do zaburzenia funkcji mitochondriów oraz aktywacji kaspaz, a w konsekwencji do śmierci komórek. Badania własne wykluczają udział ASN w śmierci komórek dopaminergicznych na szlaku zależnym od aktywacji po­limerazy (poli-ADP)rybozy (PARP) i uwalniania czynnika indukującego apoptozę (AIF).

Uszkodzenie komórek następuje wyłącznie pod wpływem działania ASN monomeryczno-oligomerycznej. ASN w po­staci dojrzałych agregatów nie prowadzi do cytotoksycz­ności. Prawdopodobnie jest to wynikiem natychmiastowej degradacji zagregowanej ASN w lizosomach. Chociaż me­chanizm transportu zewnątrzkomórkowej ASN do wnętrza komórek nie jest wyjaśniony, to sugeruje się, że zewnątrz­komórkowe agregaty ASN transportowane są do wnętrza komórki w procesie endocytozy i natychmiast degrado­wane w lizosomach, natomiast ASN w postaci rozpuszczal­nej swobodnie „dyfunduje” przez błonę białkowo-lipidową i tylko w niewielkim stopniu ulega degradacji, nagromadzo­na wewnątrz komórki może inicjować i propagować proces degeneracji [55,57].

Badania własne wykazały, że egzogenna ASN może wpły­wać na toksyczność innych białek amyloidogennych, ta­kich jak Ab. Zmiany konformacyjne obu białek i ich tok­syczność może leżeć u podstaw nieodwracalnych zmian, czemu trzeba koniecznie przeciwdziałać na możliwie naj­wcześniejszym etapie rozwoju choroby. Poznanie mechani­zmów molekularnych leżących u podstaw działania białek „toksycznych” i interakcji między nimi ma fundamentalne znaczenie nie tylko poznawcze, ale powinno się przyczynić do opracowania i udoskonalenia strategii terapeutycznej. Publikowane w ostatnich latach doniesienia wielu grup badawczych wskazują, że u ponad 60% przypadków cho­rych z idiopatyczną chorobą Alzheimera wykrywa się cia­ła Lewy’ego w różnych częściach mózgu [42,68], ponadto u pacjentów tych zaobserwowano szybszy rozwój objawów pozapiramidowych [60]. W dodatku ostatnie badania wska­zują na obecność ASN w zdegenerowanych aksonach ota­czających blaszki starcze w korze mózgowej u osób z ChA przy jednoczesnym braku typowych ciał Lewy’ego. Licz­ba danych wskazujących, że Aβ może być zaangażowany w procesy oligomeryzacji, akumulacji oraz toksyczności ASN rośnie [39,64]. Badania przeprowadzone post mortem sugerują, że istnienie patologii alzheimerowskiej potęgu­je objawy chorób związanych z obecnością ciał Lewy’ego [102]. Ponadto wykazano, że zwiększona liczba ciał Lewy’e­go i zdegenerowanych neurytów w korze mózgowej ściśle koreluje z obecnością złogów Aβ [80]. Analiza biochemiczna mózgów pacjentów z ChA oraz demencją z ciałami Lewy’e­go również wskazuje na związek między Ab i akumulacją ASN [19]. Wyniki uzyskane na linii komórek PC12 trans­fekowanych APP wskazują, że zewnątrzkomórkowa ASN zwiększa uwalnianie i toksyczność peptydów Ab, wywołu­jąc za pośrednictwem NO nieodwracalne zaburzenia funkcji mitochondriów i apoptozę komórek zależną od kaspaz [46]. To dodatkowo wskazuje, jak istotne może być znaczenie interakcji ASN i Ab w patologii ChA

Podsumowanie

Uwalnianie ASN do przestrzeni zewnątrzkomórkowej może się okazać głównym mechanizmem odpowiedzialnym za rozprzestrzenianie się i rozwój patologicznych zmian w mózgu. Uwalnianie ASN do przestrzeni zewnątrzkomór­kowej zachodzi zarówno w warunkach fizjologicznych jak i patologicznych. Egzogenna ASN może się przedostawać do różnych typów komórek i wpływać toksycznie w sposób zależny od jej stopnia agregacji, pod wpływem wielu me­chanizmów. Pionierskie jeszcze badania wskazują, że ASN jest uwalniana z zakończeń synaptycznych do przestrzeni zewnątrzkomórkowej pod wpływem stresu oksydacyjnego/ nitrozacyjnego. Uwolniona ASN aktywuje NOS, a w wyniku nadmiernej syntezy NO, ASN wywołuje dysfunkcję układu dopaminergicznego. Zewnątrzkomórkowa pula ASN wywo­łuje obumieranie komórek na szlaku zależnym od pobudze­nia receptora glutaminianergicznego NMDA i uwalniania NO. Syntetyzowany w nadmiarze NO uszkadza funkcję mi­tochondriów, aktywuje kaspazę 3, a w konsekwencji pro­wadzi do degradacji polimerazy poli(ADP-rybozy) i śmierci komórek. Inhibitory NOS, kaspazy 3 oraz kanałów mito­chondrialnych chronią neurony dopaminergiczne przed obumieraniem wywołanym ASN. Na szczególną uwagę zasługuje oddziaływanie ASN na toksyczność peptydów amyloidu beta. Egzogenna ASN zwiększa uwalnianie oraz toksyczność Ab wywołując, za pośrednictwem NO, nieod­wracalne zmiany w funkcji mitochondriów i śmierci ko­mórek. Badania te wskazują na istotną rolę ASN w patome­chanizmie choroby Alzheimera. Tym samym daje to nowe spojrzenie na mechanizm(y) współdziałania ASN i pepty­dów Ab oraz sugeruje wspólne bądź analogiczne mechani­zmy cytotoksyczności obu peptydów, ASN i Ab.

PIŚMIENNICTWO

[1] Adamczyk A., Czapski G.A., Kaźmierczak A., Strosznajder J.B.: Effect of N-methyl-D-aspartate (NMDA) receptor antagonists on α-synuclein-evoked neuronal nitric oxide synthase activation in the rat brain. Pharmacol. Rep., 2009; 61: 1078-1085
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[2] Adamczyk A., Kacprzak M., Kaźmierczak A.: Alpha-synuclein decreases arachidonic acid incorporation into rat striatal synaptoneurosomes. Folia Neuropathol., 2007; 45: 230-235
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[3] Adamczyk A., Kazmierczak A., Strosznajder J.B.: α-synuclein and its neurotoxic fragment inhibit dopamine uptake into rat striatal synaptosomes. Relationship to nitric oxide. Neurochem. Int., 2006; 49: 407-412
[PubMed]  

[4] Adamczyk A., Strosznajder J.B.: Alpha-synuclein potentiates Ca2+ influx through voltage-dependent Ca2+ channels. Neuroreport, 2006; 17: 1883-1886
[PubMed]  

[5] Ahn K.J., Paik S.R., Chung K.C., Kim J.: Amino acid sequence motifs and mechanistic features of the membrane translocation of α-synuclein. J. Neurochem., 2006; 97: 265-279
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Albani D., Peverelli E., Rametta R., Batelli S., Veschini L., Negro A., Forloni G.: Protective effect of TAT-delivered α-synuclein: relevance of the C-terminal domain and involvement of HSP70. FASEB J., 2004; 18: 1713-1715
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Ali A.K., Banks W.A., Kumar V.B., Shah G.N., Lynch J.L., Farr S.A., Fleegal-DeMotta M.A., Morley J.E.: Nitric oxide activity and isoenzyme expression in the senescence-accelerated mouse p8 model of Alzheimer’s disease: effects of anti-amyloid antibody and antisense treatments. J. Gerontol. A. Biol. Sci. Med. Sci., 2009; 64: 1025-1030
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Baba M., Nakajo S., Tu P.H., Tomita T., Nakaya K., Lee V.M., Trojanowski J.Q., Iwatsubo T.: Aggregation of α-synuclein in Lewy bodies of sporadic Parkinson’s disease and dementia with Lewy bodies. Am. J. Pathol., 1998; 152: 879-884
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Bodles A.M., Guthrie D.J., Harriott P., Campbell P., Irvine G.B.: Toxicity of non-Aβ component of Alzheimer’s disease amyloid, and N-terminal fragments thereof, correlates to formation of β-sheet structure and fibrils. Eur. J. Biochem., 2000; 267: 2186-2194
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Borghi R., Marchese R., Negro A., Marinelli L., Forloni G., Zaccheo D., Abbruzzese G., Tabaton M.: Full length α-synuclein is present in cerebrospinal fluid from Parkinson’s disease and normal subjects. Neurosci. Lett., 2000; 287: 65-67
[PubMed]  

[11] Chalimoniuk M., Lukacova N., Marsala J., Langfort J.: Alterations of the expression and activity of midbrain nitric oxide synthase and soluble guanylyl cyclase in 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine-induced Parkinsonism in mice. Neuroscience, 2006, 141, 1033-1046
[PubMed]  

[12] Chan P., Jiang X., Forno L.S., Di Monte D.A., Tanner C.M., Langston J.W.: Absence of mutations in the coding region of the alpha-synuclein gene in pathologically proven Parkinson’s disease. Neurology, 1998; 50: 1136-1137
[PubMed]  

[13] Chan P., Tanner C.M., Jiang X., Langston J.W.: Failure to find the alpha-synuclein gene missense mutation (G209A) in 100 patients with younger onset Parkinson’s disease. Neurology, 1998; 50: 513-514
[PubMed]  

[14] Chartier-Harlin M.C., Kachergus J., Roumier C., Mouroux V., Douay X., Lincoln S., Levecque C., Larvor L., Andrieux J., Hulihan M., Waucquier N., Defebvre L., Amouyel P., Farrer M., Destée A.: α-synuclein locus duplication as a cause of familial Parkinson’s disease. Lancet, 2004; 364: 1167-1169
[PubMed]  

[15] Chiba-Falek O., Touchman J.W., Nussbaum R.L.: Functional analysis of intra-allelic variation at NACP-Rep1 in the alpha-synuclein gene. Hum. Genet., 2003; 113: 426-431
[PubMed]  

[16] Cho D.H., Nakamura T., Fang J., Cieplak P., Godzik A., Gu Z., Lipton S.A.: S-nitrosylation of Drp1 mediates β-amyloid-related mitochondrial fission and neuronal injury. Science, 2009; 324: 102-105
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Cohlberg J.A., Li J., Uversky V.N., Fink A.L.: Heparin and other glycosaminoglycans stimulate the formation of amyloid fibrils from α-synuclein in vitro. Biochemistry, 2002; 41: 1502-1511
[PubMed]  

[18] Cole N.B., Dieuliis D., Leo P., Mitchell D.C., Nussbaum R.L.: Mitochondrial translocation of α-synuclein is promoted by intracellular acidification. Exp. Cell. Res., 2008; 314: 2076-2089
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Deramecourt V., Bombois S., Maurage C.A., Ghestem A., Drobecq H., Vanmechelen E., Lebert F., Pasquier F., Delacourte A.: Biochemical staging of synucleinopathy and amyloid deposition in dementia with Lewy bodies. J. Neuropathol. Exp. Neurol., 2006; 65: 278-288
[PubMed]  

[20] Devi L., Raghavendran V., Prabhu B.M., Avadhani N.G., Anandatheerthavarada H.K.: Mitochondrial import and accumulation of alpha-synuclein impair complex I in human dopaminergic neuronal cultures and Parkinson disease brain. J. Biol. Chem., 2008; 283: 9089-9100
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Ding T.T., Lee S.J., Rochet J.C., Lansbury P.T. Jr: Annular α-synuclein protofibrils are produced when spherical protofibrils are incubated in solution or bound to brain-derived membranes. Biochemistry, 2002; 41: 10209-10217
[PubMed]  

[22] Du H.N., Tang L., Luo X.Y., Li H.T., Hu J., Zhou J.W., Hu H.Y.: A peptide motif consisting of glycine, alanine, and valine is required for the fibrillization and cytotoxicity of human α-synuclein. Biochemistry, 2003; 42: 8870-8878
[PubMed]  

[23] Ebadi M., Sharma S.K.: Peroxynitrite and mitochondrial dysfunction in the pathogenesis of Parkinson’s disease. Antioxid. Redox. Signal., 2003; 5: 319-335
[PubMed]  

[24] El-Agnaf O.M., Salem S.A., Paleologou K.E., Cooper L.J., Fullwood N.J., Gibson M.J., Curran M.D., Court J.A., Mann D.M., Ikeda S., Cookson M.R., Hardy J., Allsop D.: α-synuclein implicated in Parkinson’s disease is present in extracellular biological fluids, including human plasma. FASEB J., 2003; 17: 1945-1947
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] El-Agnaf O.M., Salem S.A., Paleologou K.E., Curran M.D., Gibson M.J., Court J.A., Schlossmacher M.G., Allsop D.: Detection of oligomeric forms of α-synuclein protein in human plasma as a potential biomarker for Parkinson’s disease. FASEB J., 2006; 20: 419-425
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Farrer M., Kachergus J., Forno L., Lincoln S., Wang D.S., Hulihan M., Maraganore D., Gwinn-Hardy K., Wszolek Z., Dickson D., Langston J.W.: Comparison of kindreds with parkinsonism and α-synuclein genomic multiplications. Ann. Neurol., 2004; 55: 174-179
[PubMed]  

[27] Farrer M., Maraganore D.M., Lockhart P., Singleton A., Lesnick T.G., de Andrade M., West A., de Silva R., Hardy J., Hernandez D.: α-synuclein gene haplotypes are associated with Parkinson’s disease. Hum. Mol. Genet., 2001; 10: 1847-1851
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Février B., Raposo G.: Exosomes: endosomal-derived vesicles shipping extracellular messages. Curr. Opin. Cell. Biol., 2004; 16: 415-421
[PubMed]  

[29] Fortin D.L., Nemani V.M., Voglmaier S.M., Anthony M.D., Ryan T.A., Edwards R.H.: Neural activity controls the synaptic accumulation of α-synuclein. J. Neurosci., 2005; 25: 10913-10921
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Gentile A., Amadoro G., Corsetti V., Ciotti M.T., Serafino A., Calissano P.: Spontaneous aggregation and altered intracellular distribution of endogenous α-synuclein during neuronal apoptosis. J. Alzheimers. Dis., 2008; 13: 151-160
[PubMed]  

[31] Giasson B.I., Duda J.E., Murray I.V.: Oxidative damage linked to neurodegeneration by selective α-synuclein nitration in synucleinopathy lesions. Science, 2000; 290: 985-989
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[32] Gibb W.R., Scaravilli F., Michund J.: Lewy bodies and subacute sclerosing panencephalitis. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry, 1990; 53: 710-711
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Goers J., Manning-Bog A.B., McCormack A.L., Millett I.S., Doniach S., Di Monte D.A., Uversky V.N., Fink A.L.: Nuclear localization of α-synuclein and its interaction with histones. Biochemistry, 2003; 42: 8465-8471
[PubMed]  

[34] Good P.F., Hsu A., Werner P., Perl D.P., Olanow C.W.: Protein nitration in Parkinson’s disease. J. Neuropathol. Exp. Neurol., 1998; 57: 338-342
[PubMed]  

[35] Gu Z., Kaul M., Yan B., Kridel S.J., Cui J., Strongin A., Smith J.W., Liddington R.C., Lipton S.A.: S-nitrosylation of matrix metalloproteinases: signaling pathway to neuronal cell death. Science, 2002; 297: 1186-1190
[PubMed]  

[36] Hayashi S., Akasaki Y., Morimura Y.: An autopsy case of late infantile and juvenile neuroaxonal dystrophy with diffuse Lewy bodies and neurofibrillary tangles. Clin. Neuropathol., 1992; 11: 1-5
[PubMed]  

[37] Ho R., Ortiz D., Shea T.B.: Amyloid-β promotes calcium influx and neurodegeneration via stimulation of L voltage-sensitive calcium channels rather than NMDA channels in cultured neurons. J. Alzheimers Dis., 2001; 3: 479-483
[PubMed]  

[38] Hoyer W., Antony T., Cherny D., Heim G., Jovin T.M., Subramaniam V.: Dependence of α-synuclein aggregate morphology on solution conditions. J. Mol. Biol., 2002; 322: 383-393
[PubMed]  

[39] Hunya A., Földi I., Szegedi V., Soós K., Zarándi M., Szabó A., Zádori D., Penke B., Datki Z.L.: Differences between normal and alpha-synuclein overexpressing SH-SY5Y neuroblastoma cells after Aβ(1-42) and NAC treatment. Brain. Res. Bull., 2008; 75: 648-654
[PubMed]  

[40] Ibánez P., Bonnet A.M., Débarges B., Lohmann E., Tison F., Pollak P., Agid Y., Dürr A., Brice A.: Causal relation between alpha-synuclein gene duplication and familial Parkinson’s disease. Lancet, 2004; 364: 1169-1171
[PubMed]  

[41] Ikeuchi T., Kakita A., Shiga A., Kasuga K., Kaneko H., Tan C.F., Idezuka J., Wakabayashi K., Onodera O., Iwatsubo T., Nishizawa M., Takahashi H., Ishikawa A.: Patients homozygous and heterozygous for SNCA duplication in a family with parkinsonism and dementia. Arch. Neurol., 2008; 65: 514-519
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Jellinger K.A.: Lewy body-related α-synucleinopathy in the aged human brain. J. Neural. Transm., 2004; 111: 1219-1235
[PubMed]  

[43] Kawahara M., Negishi-Kato M., Sadakane Y.: Calcium dyshomeostasis and neurotoxicity of Alzheimer’s β-amyloid protein. Expert. Rev. Neurother., 2009; 9: 681-693
[PubMed]  

[44] Kay D.M., Factor S.A., Samii A., Higgins D.S., Griffith A., Roberts J.W., Leis B.C., Nutt J.G., Montimurro J.S., Keefe R.G., Atkins A.J., Yearout D., Zabetian C.P., Payami H.: Genetic association between α-synuclein and idiopathic Parkinson’s disease. Am. J. Med. Genet. B. Neuropsychiatr. Genet., 2008; 147B: 1222-1230
[PubMed]  

[45] Kayed R., Sokolov Y., Edmonds B., McIntire T.M., Milton S.C., Hall J.E., Glabe C.G.: Permeabilization of lipid bilayers is a common conformation-dependent activity of soluble amyloid oligomers in protein misfolding diseases. J. Biol. Chem., 2004; 279: 46363-46366
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Kazmierczak A., Strosznajder J.B., Adamczyk A.: α-synuclein enhances secretion and toxicity of amyloid beta peptides in PC12 cells. Neurochem. Int., 2008; 53: 263-269
[PubMed]  

[47] Keil U., Bonert A., Marques C.A., Scherping I., Weyermann J., Strosznajder J.B., Müller-Spahn F., Haass C., Czech C., Pradier L., Müller W.E., Eckert A.: Amyloid β-induced changes in nitric oxide production and mitochondrial activity lead to apoptosis. J. Biol. Chem., 2004; 279: 50310-50320
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Kim Y.S., Laurine E., Woods W., Lee S.J.: A novel mechanism of interaction between alpha-synuclein and biological membranes. J. Mol. Biol., 2006; 360: 386-397
[PubMed]  

[49] Klegeris A., Giasson B.I., Zhang H., Maguire J., Pelech S., McGeer P.L.: Alpha-synuclein and its disease-causing mutants induce ICAM-1 and IL-6 in human astrocytes and astrocytoma cells. FASEB J., 2006; 20: 2000-2008
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Kontopoulos E., Parvin J.D., Feany M.B.: α-synuclein acts in the nucleus to inhibit histone acetylation and promote neurotoxicity. Hum. Mol. Genet., 2006; 15: 3012-3023
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Koppenol W.H., Moreno J.J., Pryor W.A., Ischiropoulos H. Beckman J.S.: Peroxynitrite, a cloaked oxidant formed by nitric oxide and superoxide. Chem. Res.Toxicol., 1992; 5: 834-842
[PubMed]  

[52] Krüger R., Kuhn W., Müller T., Woitalla D., Graeber M., Kösel S., Przuntek H., Epplen J.T., Schöls L., Riess O.: Ala30Pro mutation in the gene encoding α-synuclein in Parkinson’s disease. Nat. Genet., 1998; 18: 106-108
[PubMed]  

[53] Lashuel H.A., Petre B.M., Wall J., Simon M., Nowak R.J., Walz T., Lansbury P.T.Jr.: α-synuclein, especially the Parkinson’s disease-associated mutants, forms pore-like annular and tubular protofibrils. J. Mol. Biol., 2002; 322: 1089-1102
[PubMed]  

[54] Lee H.J., Patel S., Lee S.J.: Intravesicular localization and exocytosis of α-synuclein and its aggregates. J. Neurosci., 2005; 25: 6016-6024
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Lee H.J., Suk J.E., Bae E.J., Lee J.H., Paik S.R., Lee S.J.: Assembly-dependent endocytosis and clearance of extracellular α-synuclein. Int. J. Biochem. Cell. Biol., 2008; 40: 1835-1849
[PubMed]  

[56] Lee P.H., Lee G., Park H.J., Bang O.Y., Joo I.S., Huh K.: The plasma alpha-synuclein levels in patients with Parkinson’s disease and multiple system atrophy. J. Neural. Transm., 2006; 113: 1435-1439
[PubMed]  

[57] Lee S.J.: Origins and effects of extracellular α-synuclein: implications in Parkinson’s disease. J. Mol. Neurosci., 2008; 34: 17-22
[PubMed]  

[58] Lin W.L., DeLucia M.W., Dickson D.W.: α-synuclein immunoreactivity in neuronal nuclear inclusions and neurites in multiple system atrophy. Neurosci. Lett., 2004; 354: 99-102
[PubMed]  

[59] Liu G., Zhang C., Yin J., Li X., Cheng F., Li Y., Yang H., Uéda K., Chan P., Yu S.: alpha-synuclein is differentially expressed in mitochondria from different rat brain regions and dose-dependently down-regulates complex I activity. Neurosci. Lett., 2009; 454: 187-192
[PubMed]  

[60] Lopez O.L., Wisniewski S., Hamilton R.L., Becker J.T., Kaufer D.I., DeKosky S.T.: Predictors of progression in patients with AD and Lewy bodies. Neurology, 2000; 54: 1774-1779
[PubMed]  

[61] Lowe R., Pountney D.L., Jensen P.H., Gai W.P., Voelcker N.H.: Calcium(II) selectively induces alpha-synuclein annular oligomers via interaction with the C-terminal domain. Protein Sci., 2004; 13: 3245-3252
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[62] MacManus A., Ramsden M., Murray M., Henderson Z., Pearson H.A., Campbell V.A.: Enhancement of [⁴⁵]Ca²⁺ influx and voltage-dependent Ca²⁺ channel activity by β-amyloid-(1-40) in rat cortical synaptosomes and cultured cortical neurons. Modulation by the proinflammatory cytokine interleukin-1β. J. Biol. Chem., 2000; 275: 4713-4718
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[63] Malinski T.: Nitric oxide and nitroxidative stress in Alzheimer’s disease. J. Alzheimers Dis., 2007; 11: 207-218
[PubMed]  

[64] Masliah E., Rockenstein E., Veinbergs I., Sagara Y., Mallory M., Hashimoto M., Mucke L.: β-Amyloid peptides enhance α-synuclein accumulation and neuronal deficits in a transgenic mouse model linking Alzheimer’s disease and Parkinson’s disease. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 1998: 12245-12250
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Mellick G.D., Maraganore D.M., Silburn P.A.: Australian data and meta-analysis lend support for alpha-synuclein (NACP-Rep1) as a risk factor for Parkinson’s disease. Neurosci. Lett., 2005; 375:112-116
[PubMed]  

[66] Mezey E., Dehejia A., Harta G., Papp M.I., Polymeropoulos M.H., Brownstein M.J.: Alpha synuclein in neurodegenerative disorders: murderer or accomplice? Nat. Med., 1998; 4: 755-757
[PubMed]  

[67] Mezey E., Dehejia A.M., Harta G., Tresser N., Suchy S.F., Nussbaum R.L., Brownstein M.J., Polymeropoulos M.H.: Alpha synuclein is present in Lewy bodies in sporadic Parkinson’s disease. Mol. Psychiatry, 1998; 3: 493-499
[PubMed]  

[68] Mikolaenko I., Pletnikova O., Kawas C.H., O’Brien R., Resnick S.M., Crain B., Troncoso J.C.: Alpha-synuclein lesions in normal aging, Parkinson disease, and Alzheimer disease: evidence from the Baltimore Longitudinal Study of Aging (BLSA). J. Neuropathol. Exp. Neurol., 2005; 64: 156-162
[PubMed]  

[69] Miller D.W., Hague S.M., Clarimon J., Baptista M., Gwinn-Hardy K., Cookson M.R., Singleton A.: α-synuclein in blood and brain from familial Parkinson disease with SNCA locus triplication. Neurology, 2004; 62: 1835-1838
[PubMed]  

[70] Mizuta I., Satake W., Nakabayashi Y., Ito C., Suzuki S., Momose Y., Nagai Y., Oka A., Inoko H., Fukae J., Saito Y., Sawabe M., Murayama S., Yamamoto M., Hattori N., Murata M., Toda T.: Multiple candidate gene analysis identifies α-synuclein as a susceptibility gene for sporadic Parkinson’s disease. Hum. Mol. Genet., 2006; 15: 1151-1158
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[71] Mueller J.C., Fuchs J., Hofer A., Zimprich A., Lichtner P., Illig T., Berg D., Wüllner U., Meitinger T., Gasser T.: Multiple regions of α-synuclein are associated with Parkinson’s disease. Ann. Neurol., 2005; 57: 535-341
[PubMed]  

[72] Muenter M.D., Forno L.S., Hornykiewicz O., Kish S.J., Maraganore D.M., Caselli R.J., Okazaki H., Howard F.M. Jr, Snow B.J., Calne D.B.: Hereditary form of parkinsonism – dementia. Ann. Neurol., 1998; 3: 768-781
[PubMed]  

[73] Nakamura T., Lipton S.A.: Cell death: protein misfolding and neurodegenerative diseases. Apoptosis, 2009; 14: 455-468
[PubMed]  

[74] Neumann M., Adler S., Schluter O., Kremmer E., Benecke R., Kretzschmar H.A.: Alpha-synuclein accumulation in a case of νeurodegeneration with brain iron accumulation type I (NBIA-1, formerly Hallervorden-Spatz syndrome) with widespread cortical and brainstem-type Lewy bodies. Acta Neuropathol., 2000; 100: 568-574
[PubMed]  

[75] Nickel W.: The mystery of nonclassical protein secretion. A current view on cargo proteins and potential export routes. Eur. J. Biochem., 2003; 270: 2109-2119
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Outeiro T.F., Putcha P., Tetzlaff J.E., Spoelgen R., Koker M., Carvalho F., Hyman B.T., McLean P.J.: Formation of toxic oligomeric α-synuclein species in living cells. PLoS One, 2008; 3: e1867
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[77] Paleologou K.E., Kragh C.L., Mann D.M., Salem S.A., Al-Shami R., Allsop D., Hassan A.H., Jensen P.H., El-Agnaf O.M.: Detection of elevated levels of soluble α-synuclein oligomers in post-mortem brain extracts from patients with dementia with Lewy bodies. Brain, 2009; 132: 1093-1101
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Parihar M.S., Parihar A., Fujita M., Hashimoto M., Ghafourifar P.: Alpha-synuclein overexpression and aggregation exacerbates impairment of mitochondrial functions by augmenting oxidative stress in human neuroblastoma cells. Int. J. Biochem. Cell. Biol., 2009; 41: 2015-2024
[PubMed]  

[79] Perier C., Bové J., Wu D.C., Dehay B., Choi D.K., Jackson-Lewis V., Rathke-Hartlieb S., Bouillet P., Strasser A., Schulz J.B., Przedborski S., Vila M.: Two molecular pathways initiate mitochondria-dependent dopaminergic neurodegeneration in experimental Parkinson’s disease. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 8161-8166
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Pletnikova O., West N., Lee M.K., Rudow G.L., Skolasky R.L., Dawson T.M., Marsh L., Troncoso J.C.: Aβ deposition is associated with enhanced cortical α-synuclein lesions in Lewy body diseases. Neurobiol. Aging, 2005; 26: 1183-1192
[PubMed]  

[81] Polymeropoulos M.H., Lavedan C., Leroy E., Ide S.E., Dehejia A., Dutra A., Pike B., Root H., Rubenstein J., Boyer R., Stenroos E.S., Chandrasekharappa S., Athanassiadou A., Papapetropoulos T., Johnson W.G., Lazzarini A.M., Duvoisin R.C., Di Iorio G., Golbe L.I., Nussbaum R.L.: Mutation in the α-synuclein gene identified in families with Parkinson’s disease. Science, 1997; 276: 2045-2047
[PubMed]  

[82] Pountney D.L., Voelcker N.H., Gai W.P.: Annular alpha-synuclein oligomers are potentially toxic agents in alpha-synucleinopathy. Hypothesis Neurotox. Res., 2005; 7: 59-67

[83] Raghavan R., Khin-Nu C., Brown A.: Detection of Lewy bodies in trisomy 21 (Down’s syndrome). Can. J. Neurol. Sci., 1993; 20: 48-51
[PubMed]  

[84] Ross O.A., Braithwaite A.T., Skipper L.M., Kachergus J., Hulihan M.M., Middleton F.A., Nishioka K., Fuchs J., Gasser T., Maraganore D.M., Adler C.H., Larvor L., Chartier-Harlin M.C., Nilsson C., Langston J.W., Gwinn K., Hattori N., Farrer M.J.: Genomic investigation of α-synuclein multiplication and parkinsonism. Ann. Neurol., 2008; 63: 743-750
[PubMed]  

[85] Samochocki M., Lalowski M., Strosznajder J.B.: Amyloid β 25-35 peptide enhances Ca²⁺ influx into cerebrocortical synaptoneurosomes exclusively through L-type channel. Neurobiol. Aging, 1998; 19: S48

[86] Sangchot P., Sharma S., Chetsawang B., Porter J., Govitrapong P., Ebadi M.: Deferoxamine attenuates iron-induced oxidative stress and prevents mitochondrial aggregation and α-synuclein translocation in SK-N-SH cells in culture. Dev. Neurosci., 2002; 24: 143-153
[PubMed]  

[87] Seo J.H., Rah J.C., Choi S.H., Shin J.K., Min K., Kim H.S., Park C.H., Kim S., Kim E.M., Lee S.H., Lee S., Suh S.W., Suh Y.H.: α-synuclein regulates neuronal survival via Bcl-2 family expression and PI3/Akt kinase pathway. FASEB J., 2002; 16: 1826-1828
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[88] Singleton A.B., Farrer M., Johnson J., Singleton A., Hague S., Kachergus J., Hulihan M., Peuralinna T., Dutra A., Nussbaum R., Lincoln S., Crawley A., Hanson M., Maraganore D., Adler C. et al.: α-synuclein locus triplication causes Parkinson’s disease. Science, 2003; 302: 841
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[89] Small D.H., Gasperini R., Vincent A.J., Hung A.C., Foa L.: The role of Aβ-induced calcium dysregulation in the pathogenesis of Alzheimer’s disease. J. Alzheimers Dis., 2009; 16: 225-233
[PubMed]  

[90] Smith W.W., Jiang H., Pei Z., Tanaka Y., Morita H., Sawa A., Dawson V.L., Dawson T.M., Ross C.A.: Endoplasmic reticulum stress and mitochondrial cell death pathways mediate A53T mutant alpha-synuclein-induced toxicity. Hum. Mol. Genet., 2005; 14: 3801-3811
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[91] Specht C.G., Tigaret C.M. Rast G.F., Thalhammer A., Rudhard Y., Schoepfer R.: Subcellular localisation of recombinant α- and γ-synuclein. Mol. Cell. Neurosci., 2005; 28: 326-334
[PubMed]  

[92] Spillantini M.G., Crowther R.A., Jakes R.: α-synuclein in filamentous inclusions of Lewy bodies from Parkinson’s disease and dementia with Lewy bodies. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998; 95: 6469-6473
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[93] Spillantini M.G., Schmidt M.L., Lee V.M., Trojanowski J.Q., Jakes R., Goedert M.: α-synuclein in Lewy bodies. Nature, 1997; 388: 839-840
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[94] Sung J.Y., Kim J., Paik S.R., Park J.H., Ahn Y.S., Chung K.C.: Induction of neuronal cell death by Rab5A-dependent endocytosis of α-synuclein. J. Biol. Chem., 2001; 276: 27441-27448
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[95] Sung J.Y., Park S.M., Lee C.H., Um J.W., Lee H.J., Kim J., Oh Y.J., Lee S.T., Paik S.R., Chung K.C.: Proteolytic cleavage of extracellular secreted α-synuclein via matrix metalloproteinases. J. Biol. Chem., 2005; 280: 25216-25224
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[96] Tokuda T., Salem S.A., Allsop D., Mizuno T., Nakagawa M., Qureshi M.M., Locascio J.J., Schlossmacher M.G., El-Agnaf O.M.: Decreased α-synuclein in cerebrospinal fluid of aged individuals and subjects with Parkinson’s disease. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2006; 349: 162-166
[PubMed]  

[97] Trojanowski J.Q., Lee V.M.: Aggregation of neurofilament and α-synuclein proteins in Lewy bodies: implications for the pathogenesis of Parkinson disease and Lewy body dementia. Arch. Neurol., 1998; 55: 151-152
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[98] Ueda K., Shinohara S., Yagami T., Asakura K., Kawasaki K.: Amyloid β protein potentiates Ca²⁺ influx through L-type voltage-sensitive Ca²⁺ channels: a possible involvement of free radicals. J. Neurochem., 1997; 68: 265-271
[PubMed]  

[99] Volles M.J., Lansbury P.T. Jr: Relationships between the sequence of α-synuclein and its membrane affinity, fibrillization propensity, and yeast toxicity. J. Mol. Biol., 2007; 66: 1510-1522
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[100] Volles M.J., Lee S.J., Rochet J.C., Shtilerman M.D., Ding T.T., Kessler J.C., Lansbury P.T. Jr: Vesicle permeabilization by protofibrillar α-synuclein: implications for the pathogenesis and treatment of Parkinson’s disease. Biochemistry, 2001; 40: 7812-7819
[PubMed]  

[101] Wakabayashi K., Matsumoto K., Takayama K., Yoshimoto M., Takahashi H.: NACP, a presynaptic protein, immunoreactivity in Lewy bodies in Parkinson’s disease. Neurosci. Lett., 1997; 239: 45-48
[PubMed]  

[102] Wakisaka Y., Furuta A., Tanizaki Y., Kiyohara Y., Iida M., Iwaki T.: Age associated prevalence and risk factors of Lewy body pathology in a general population: the Hisayama study. Acta Neuropathol., 2003; 106: 374-382
[PubMed]  

[103] Watanabe Y., Kato H., Araki T.: Protective action of neuronal nitric oxide synthase inhibitor in the MPTP mouse model of Parkinson’s disease. Metab. Brain Dis., 2008; 23: 51-69
[PubMed]  

[104] Westermann B.: Nitric oxide links mitochondrial fission to Alzheimer’s disease. Sci. Signal., 2009; 2: pe29
[PubMed]  

[105] Winner B., Jappelli R., Maji S.K., Desplats P.A., Boyer L., Aigner S., Hetzer C., Loher T., Vilar M., Campioni S., Tzitzilonis C., Soragni A., Jessberger S., Mira H., Consiglio A., Pham E., Masliah E., Gage F.H., Riek R.: In vivo demonstration that α-synuclein oligomers are toxic. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108: 4194-4199
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[106] Wojda U., Salinska E., Kuźnicki J.: Calcium ions in neuronal degeneration. IUBMB Life, 2008; 60: 575-590
[PubMed]  

[107] Xia Y., Rohan de Silva H.A., Rosi B.L., Yamaoka L.H., Rimmler J.B., Pericak-Vance M.A., Roses A.D., Chen X., Masliah E., DeTeresa R., Iwai A., Sundsmo M., Thomas R.G., Hofstetter C.R., Gregory E., Hansen L.A., Katzman R., Thal L.J., Saitoh T.: Genetic studies in Alzheimer’s disease with an NACP/alpha-synuclein polymorphism. Ann. Neurol., 1996; 40: 207-215
[PubMed]  

[108] Xu S., Zhou M., Yu S., Cai Y., Zhang A., Ueda K., Chan P.: Oxidative stress induces nuclear translocation of C-terminus of α-synuclein in dopaminergic cells. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2006; 342: 330-335
[PubMed]  

[109] Yuan Y., Jin J., Yang B., Zhang W., Hu J., Zhang Y., Chen N.H.: Overexpressed alpha-synuclein regulated the nuclear factor-kappaB signal pathway. Cell. Mol. Neurobiol., 2008; 28: 21-33
[PubMed]  

[110] Zarranz J.J., Alegre J., Gómez-Esteban J.C., Lezcano E., Ros R., Ampuero I., Vidal L., Hoenicka J., Rodriguez O., Atarés B., Llorens V., Gomez Tortosa E., del Ser T., Munoz D.G., de Yebenes J.G.: The new mutation, E46K, of α-synuclein causes Parkinson and Lewy body dementia. Ann. Neurol., 2004; 55: 164-173
[PubMed]  

[111] Zhang W., Wang T., Pei Z., Miller D.S., Wu X., Block M.L., Wilson B., Zhang W., Zhou Y., Hong J.S., Zhang J.: Aggregated α-synuclein activates microglia: a process leading to disease progression in Parkinson’s disease. FASEB J., 2005; 19: 533-542
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text