Streszczenie

MikroRNA są grupą cząsteczek o długości około dwudziestu nukleotydów. Biorą one udział w regulacji ekspresji genów głównie na poziomie potranskrypcyjnym. Możliwe jest to dzięki ich komplementarności do regionów 3’UTR w mRNA. MikroRNA (miRNA) są bardzo istotne dla prawidłowego rozwoju i funkcjonowania organizmu, ponieważ mają wpływ na przebieg procesów, takich jak angiogeneza, apoptoza, kontrola cyklu komórkowego czy onkogeneza. Na znaczenie tych cząsteczek wskazuje to, że ponad 30% genów ludzkich jest kontrolowanych przez miRNA. Zakłócenia ekspresji miRNA mogą skutkować nieprawidłowościami w prze­biegu licznych procesów komórkowych. Takie zaburzenia obserwuje się m.in. w komórkach nowotworowych, a sygnatury ekspresji miRNA są charakterystyczne dla poszczególnych typów nowotworów. Sugeruje się zatem, że miRNA mogą służyć jako czynniki diagnostyczne i pro­gnostyczne w schorzeniach onkologicznych oraz hematoonkologicznych, w których zaburzona ekspresja konkretnych miRNA może wskazywać na łagodny bądź agresywny przebieg choroby. Istnieje również możliwość szacowania ogólnego czasu przeżycia czy czasu do rozpoczęcia le­czenia na podstawie profilu ekspresji miRNA. Dzięki poznaniu zmian w poziomach miRNA u chorych z zaburzeniami hematologicznymi ułatwiony wydaje się wybór terapii i pojawia się możliwość indywidualnego doboru leczenia. Ostatnie doniesienia świadczą o tym, że również miRNA krążące w osoczu czy surowicy mogą dobrze charakteryzować poszczególne zaburzenia hematoonkologiczne. Ma to potencjalnie duże znaczenie, biorąc pod uwagę dostępność ma­teriału do badań, a także ułatwienie procedur diagnostycznych i skrócenie czasu niezbędnego do ich wykonania.

Słowa kluczowe:białaczka • mikroRNA • profil ekspresji miRNA • regulacja ekspresji genów

Summary

MicroRNAs (miRNAs) are a group of small molecules, about twenty nucleotides in length. They are involved in the regulation of gene expression mainly at a posttranscriptional level. This function depends on their complementarity to the 3’UTR regions of mRNAs. MicroRNAs are essential for proper development and functioning of the organism. They are so important because of their participation in such processes as angiogenesis, apoptosis, cell cycle control and oncogenesis. Over thirty percent of human genes are controlled by miRNAs. This indicates the great importance of these molecules. Alterations of numerous cellular processes can be caused by the dysregulation of miRNA expression. Such disturbances are observed in cancer cells, and signatures of microRNA expression are specific to particular types of cancer. It is suggested that miRNAs may serve as diagnostic and prognostic factors in oncologic and hematooncologic disorders. The expression of specific miRNAs can indicate benign or aggressive course of disease. The overall survival or time to treatment are also possible to estimate based on the microRNA expression profile. Knowledge about changes in miRNA expression observed in leukemia patients may enable the selection of appropriate individual therapy. Recent reports indicate that various hematooncologic disorders may be well characterized by microRNAs circulating in plasma or serum. It is of great potential importance, considering the availability of material for analysis, simplicity of diagnostic procedures and shortening of time required to conduct them.

Key words:leukemia • microRNA • miRNA expression profile • gene expression regulation

Wstęp

MikroRNA są rodziną jednoniciowych, niekodujących, endogennych cząsteczek regulacyjnych, powstających z dwuniciowych prekursorów. Są one obecne w komór­kach roślinnych, zwierzęcych i ludzkich. Zbudowane są zwykle z 21-23 nukleotydów, a ich główna rola jest związana z potranskrypcyjną regulacją ekspresji licz­nych genów.

Pojedyncza cząsteczka miRNA może jednocześnie kontro­lować ekspresję setek docelowych genów [73]. Ponad 1/3 genów kodujących białka w ludzkich komórkach podle­ga regulacji przez miRNA. Szacuje się, że geny kodujące miRNA stanowią 1-5% wszystkich genów u ludzi i zwie­rząt [9]. Liczne doniesienia naukowe dowodzą, iż miRNApełnią bardzo istotną rolę w przebiegu wielu ważnych procesów, takich jak podziały komórkowe, różnicowanie komórek, apoptoza, angiogeneza czy onkogeneza [38].

Pierwszymi zidentyfikowanymi miRNA były let-7 oraz lin-4, które kontrolują przejście nicienia Caenorhabditis elegans przez kolejne stadia larwalne. Najważniejszy­mi regulatorami wczesnych stadiów rozwojowych tego nicienia są geny lin-14 i lin-28. Ich ekspresja podlega inhibicji przez cząsteczki lin-4 w pierwszym stadium larwalnym C. elegans. U osobników, u których wystę­puje mutacja w genie lin-4, dochodzi do podziałów typowych dla początkowego stadium rozwojowego L1, zamiast różnicowania komórek [65]. Za regulację roz­woju nicienia w późniejszych fazach rozwojowych od­powiedzialny jest miRNA o nazwie let-7, który kon­troluje aktywność genu lin-41. Geny dla let-7 wykryto również w genomach ssaków. W przypadku mutacji w genie let-7 komórki macierzyste nie są w stanie za­kończyć cyklu komórkowego i ulec różnicowaniu we właściwym czasie, co może prowadzić do dalszych nie­kontrolowanych podziałów [70].

Biogeneza mikroRNA

Geny dla mikroRNA są często zorganizowane w skupi­skach, które są transkrybowane jako policistronowe jed­nostki transkrypcyjne [44]. Mogą występować między sekwencjami kodującymi białka i funkcjonować jako sa­modzielne jednostki transkrypcyjne, mogą być również umiejscowione w sekwencjach kodujących (ryc. 1) [82]. Geny dla miRNA znajdują się zarówno w eksonach, intro­nach, jak i w regionach niepodlegających translacji [36]. Taki układ jednostki transkrypcyjnej może prowadzić do jednoczesnego powstania transkryptów miRNA oraz mRNA [75]. Geny miRNA są zorganizowane w sposób charakterystyczny dla działania polimerazy II oraz III, transkrybującej geny małych RNA [11,45].

Ryc. 1. Biogeneza cząsteczek mirtrona; po lewej: szlak powstawania miRNA z samodzielnej jednostki transkrypcyjnej; po prawej: szlak powstawania miRNA z mirtronu (za [59], zmodyfikowano)

Powstawanie miRNA składa się z kilku etapów (ryc. 1). Pierwszy z nich to transkrypcja, która prowadzi do utwo­rzenia pierwotnego transkryptu pri-miRNA (primary miRNA). Kolejnym jest obróbka pri-miRNA, w wyni­ku której powstaje pre-miRNA. Obydwa etapy zachodzą w jądrze komórkowym. Następnie pre-miRNA przeno­szone jest do cytoplazmy, gdzie poddawane jest procesom prowadzącym do powstania dojrzałej, funkcjonalnej czą­steczki miRNA o długości ~20 nt [8].

Pierwotne transkrypty (pri-miRNA) tworzą połączone ze sobą struktury szpilek do włosów, poliadenylowane oraz mające czapeczkę na końcu 5′. Zawierają wiele pę­tli macierzystych. Pri-miRNA mogą mieć długość kilku kilo par zasad [71]. Dwuniciowe struktury pri-miRNA są rozpoznawane przez białko jądrowe DGCR8 (u bezkrę­gowców Pasha). Białko to jest związane z rybonukleazą Drosha, enzymem należącym do grupy RNaz III. Razem tworzą kompleks mikroprocesorowy, który bierze udział w obróbce pierwotnych transkryptów miRNA w jądrze komórkowym. W kompleksie tym DGCR8 (Di George syndrome critical region gene 8) przyłącza się do jedno­niciowych końców pri-miRNA i orientuje katalityczną domenę rybonukleazy w taki sposób, aby ta mogła prze­cinać transkrypty i uwalniać struktury szpilek do wło­sów pre-miRNA o długości ~60-100 nukleotydów [30]. W takiej postaci są one przenoszone do cytoplazmy przez Eksportyny 5 (Exp-5). Są to białka transportowe, które do poprawnego funkcjonowania potrzebują energii. Jest ona pozyskiwana z GTP związanego z białkiem RAN. Eksportyny 5 należą do grupy karyoferyn, które wyma­gają do swojego działania dwunukleotydowych nawisów na końcu 3′, powstałych po obróbce pri-miRNA w ją­drze komórkowym przez enzym Drosha [85]. Jeśli geny dla miRNA umiejscowione są w intronach (mirtrony), to powstawanie pre-miRNA z pierwotnych transkryptów zachodzi z pominięciem mikroprocesora i jest powiązane z wycinaniem intronów z mRNA [59].

W cytoplazmie obróbka pre-miRNA przez enzym Dicer prowadzi do utworzenia dwuniciowej cząsteczki o dłu­gości ~20 nukleotydów. Dicer należy do grupy RNaz-III; podobnie jak Eksportyny prawidłowo funkcjonuje tylko wobec dsRNA zawierających dwunukleotydowe nawisy na końcu 3′. W wyniku aktywności enzymu Dicer w cytopla­zmie powstają dwuniciowe dupleksy miRNA-miRNA*. Jedna nić w dupleksie jest nazywana wiodącą, druga zaś nicią pasażerską i jest oznaczana gwiazdką. Obie nici są połączone ze sobą przez pewien czas, przy czym niektóre nukleotydy w dupleksie mogą pozostawać niesparowane, co związane jest z możliwością występowania różnic w se­kwencji rybonukleotydów między tymi nićmi. Do niedaw­na sądzono, że nić pasażerska w większości przypadków jest degradowana, badania jednak wykazały, że obydwie nici mogą być funkcjonalne [60,74]. Aktywna postać miRNAto ssRNA, wbudowana w białkowy kompleks miRNP nazywany RISC (microRNA induced silencing complex). Składa się na niego wiele białek, ale główną rolę w miRISC odgrywają białka Ago (Argonaute). Dzięki nim możliwa jest degradacja docelowego mRNA lub represja translacji, albo połączenie obu procesów. Rodzina ludzkich białek Ar­gonaute obejmuje osiem rodzajów. Wykazano, że ludzkie Ago2 ma aktywność endonukleazy [55].

Białka Ago są podstawowym składnikiem kompleksów wyciszających, działających transkrypcyjnie lub potran­skrypcyjnie. Niedawno wykazano, że Ago2 buduje kom­pleksy wyciszające z cząsteczkami pre-miRNA. Takie po­łączenia aktywne in vitro stanowią niestandardowy model RISC [78].

Regulacyjna funkcja cząsteczek miRNA

Mechanizm działania cząsteczek miRNA związany jest z potranskrypcyjną regulacją ekspresji genów, która moż­liwa jest dzięki komplementarności par zasad z cząstecz­kami informacyjnego RNA [83].

Wyciszanie genów może się odbywać albo poprzez degradację określonego mRNA, albo w wyniku zahamowania translacji transkryptu. Cząsteczki miRNA są przyłączane do regionu 3′ nieulegającego translacji (3’UTR) docelowego mRNA [7]. Jeśli istnieje całkowita komplementarność między cząsteczką miRNA a określoną sekwencją mRNA, białko Ago2 może rozszczepiać cząsteczkę mRNA prowadząc do jej bezpośred­niej degradacji. W przypadku niepełnej komplementarności wyciszenie odbywa się na zasadzie blokowania translacji [86]. W przeciwieństwie do roślin, u zwierząt mechanizm zwią­zany z degradacją RNA informacyjnego występuje znacznie rzadziej, a dominuje wyciszanie genów w wyniku inhibicji translacji. Szacuje się, że u ssaków mniej niż 5% sekwencji docelowych dla miRNA ulega rozszczepieniu wskutek zwią­zania tych cząsteczek regulatorowych [40].

Gdy miRNA degraduje docelowy transkrypt, obserwowa­ne miejsca cięcia są identyczne, jak w przypadku degradacji katalizowanej przez małe interferujące RNA (siRNA) – do rozszczepienia dochodzi przeważnie między nukleotydami w pozycjach 10 i 11 powstałego dupleksu siRNA:mRNA [7,19,34]. Miejsca rozszczepień nie zmieniają się nawet jeśli nie dojdzie do idealnego sparowania miRNA z sekwencją docelową mRNA na jej końcu 5′. Po degradacji określone­go transkryptu miRNA może rozpoznawać i katalizować rozszczepianie kolejnych cząsteczek matrycowego RNA, ponieważ podczas tego procesu nie ulega uszkodzeniu [34].

Szczegółowy przebieg mechanizmu związanego z blokowa­niem translacji nie jest dokładnie poznany. Przypuszcza się, że sekwencje docelowe dla miRNA mogą być komplekso­wane na polisomach lub też przyciągane do komórkowych ciałek P, gdzie są usuwane z kompleksu translacyjnego i ewentualnie niszczone [49].

Dobór odpowiedniego mechanizmu nie zależy od tego czy mała wyciszająca cząsteczka RNA powstaje jako siRNA lub miRNA, ale jest determinowany przez rodzaj sekwen­cji docelowej. Raz przyłączone do cytoplazmatycznego kompleksu RISC miRNA będzie swoiście prowadziło do rozszczepienia transkryptu, w przypadku wystarczającej komplementarności mRNA. Hamowanie translacji będzie następowało w sytuacji niepełnego dopasowania mRNA i miRNA, ale przy zachowaniu odpowiedniego układu i rozmieszczenia miejsc komplementarnych [7,19].

Nieprawidłowości w ekspresji miRNA w wybranych zaburze­niach hematologicznych

Udział miRNA w patogenezie i rozwoju chorób nowotworowych

Zaburzenia ekspresji mikroRNA są obserwowane w róż­nego rodzaju nowotworach. Prawie 50% genów miRNA jest umiejscowionych w miejscach łamliwych genomu (fragile sites). Mutacje w tych obszarach często są powią­zane z nowotworzeniem. Wskazuje to na znaczącą funkcję mikroRNA w powstawaniu i progresji nowotworów [15].

Miejscami łamliwymi nazywamy obszary, gdzie z dużą czę­stotliwością dochodzi do utraty czy przegrupowania frag­mentów chromosomów. Takie zmiany często obserwuje się w komórkach nowotworowych. Ekspresja genów mikroRNA zlokalizowanych w pobliżu takich regionów może być zabu­rzona. Przykładem są geny miR-15a i miR-16-1 znajdujące się na długim ramieniu chromosomu 13 w obszarze 14.2, gdzie często dochodzi do delecji. Zmniejszony poziom czy całkowity brak miR-15a i miR-16-1 stwierdza się u wielu chorych z przewlekłą białaczką limfocytową B-komórkową, rakiem prostaty, chłoniakiem komórek płaszcza i szpiczakiem mnogim [13]. Zmiany poziomu ekspresji około 200 miRNA są obserwowane w wielu typach nowotworów [6].

Przewlekła białaczka limfocytowa (CLL)

CLL jest schorzeniem dotykającym najczęściej osoby starsze, bardzo rzadko diagnozowana jest u dzieci [1,64]. Rzadko występuje u osób przed czterdziestym rokiem życia. Osoby nowo diagnozowane między 50. a 55. rokiem życia stano­wią niewielki odsetek chorych z CLL [23]. Pewną liczbę komórek o fenotypie charakterystycznym dla CLL można zauważyć we krwi zdrowych osób. Zjawisko to określa się jako MBL (monoclonal B-cell lymphocytosis). U około 3% populacji powyżej 40. roku życia stwierdza się we krwi obwodowej klony takich limfocytów [69]. W większości tych przypadków nie dochodzi do rozwoju CLL.

Przewlekła białaczka limfocytowa B-komórkowa jest jedną z najczęstszych białaczek diagnozowanych w zachodnim świecie. Opisuje się dwie jej postacie. W przypadku CLL o agresywnym przebiegu występuje wysoka ekspresja ge­nów kodujących ZAP-70 (zeta-chain associated protein kinase 70 kDa) oraz niezmutowana postać genu łańcucha ciężkiego immunoglobulin IgVH. W większości przy­padków łagodnych przebiegów CLL obserwuje się niski poziom białka ZAP-70 i mutacje genów IgVH [17,68].

Rozwój przewlekłej białaczki limfocytowej B-komórkowej jest często powiązany z aberracjami chromosomowymi. Występują one w ponad 80% przypadków CLL i obejmu­ją takie zmiany jak: del(13q), del(11q), +12, del(17p) oraz del(6q) [20]. Delecja 13q jest jednym z najczęściej stwier­dzanych zaburzeń chromosomowych u chorych z CLL. Często obserwuje się trzy delecje współistniejące, tj. 11q, 13q, 17p, w jednym klonie komórek białaczkowych [22].

Wykazano, że duże delecje w regionie 13q14 mogą się przyczyniać do rozwoju CLL, co ma związek z destabi­lizacją genomu [61]. Takie zaburzenia chromosomowe opisywane są prawie u 20% chorych. Duże delecje regio­nu 13q14 wiążą się także ze skróconym czasem przeży­cia. U niektórych chorych delecje obejmują fragmenty, w których jest umiejscowiony gen RB1 (retinoblastoma protein 1), kodujący białko supresorowe, odpowiedzialne za zahamowanie cyklu komórkowego [61].

Wskazuje się na ogromne znaczenie cząsteczek miRNA w rozwoju CLL (tab. 1). Zauważono związek między ekspresją cząsteczek mikroRNA a delecjami w regio­nie 13q14. W tym miejscu są geny dla dwóch miRNA, które są charakteryzowane jako supresory nowotworu. Mogą one wpływać na ilość białka BCL2 (B-cell CLL/lymphoma 2) przez wyciszanie jego transkryptów. BCL2 ma właściwości antyapoptotyczne, co oznacza, że bierze udział w procesach, które chronią komórkę przed śmier­cią. W przypadku delecji w regionie 13q14 nie dochodzi do ekspresji miR-15a i miR-16-1 lub jest ona na bardzo niskim poziomie. Delecja monoalleliczna może skutkować zwiększoną ilością białka BCL2. Ma to związek z nagro­madzeniem białaczkowych limfocytów u chorych z B-CLL [13,63]. Ekspresja miRNA-15/16 jest obniżona prawie u 70% chorych z CLL [14].

Tabela 1. Zaburzenia ekspresji wybranych mikroRNA w poszczególnych typach białaczek

Wykazano, że u chorych z CLL dochodzi do zaburzeń w ekspresji genów, które kodują białka będące czyn­nikami transkrypcyjnymi, białka biorące udział w cy­klu komórkowym, w przekazywaniu sygnałów komór­kowych, białka apoptotyczne czy antyapoptotyczne. Szczególną uwagę zwrócono na pięć genów, których po­ziom ekspresji wykazuje zależność od skupiska miRNA-15a/16-1. Są to BAZ2A (bromodomain adjacent to zinc finger domain, 2A) i RNF41 (ring finger protein 41),w przypadku których obserwuje się wzrost ekspresji oraz RASSF5 (Ras association domain family member 5), MKK3 (mitogen activated protein kinase kinase 3) i LRIG1 (leucin-rich repeats and immunoglobulin-like domains 1), które wykazują niższe poziomy ekspresji. W trzech przypadkach wykazano, że obniżenie ekspresji miRNA-15a i 16-1 było obserwowane także przy braku delecji w regionie 13q14 [31]. Może to wskazywać na większą złożoność procesów regulacyjnych, w których biorą udział mikroRNA.

Kolejnym mikroRNA, które może mieć znaczenie w pa­togenezie CLL jest miR-34a. Wykazano, że u chorych z zaburzeniami chromosomowymi obejmującymi locus genu TP53 (tumor protein p53) ekspresja miR-34a jest niska. Wiąże się to z gorszym rokowaniem oraz krótszym czasem przeżycia [5]. Białko P53, produkt genu TP53, bierze udział w regulacji ekspresji miR-34a. Mutacje czy delecje w regionie 17p13, locus genu TP53 mogą pośrednio prowadzić do obniżenia ekspresji miR-34a, co prawdopodobnie jest związane ze zwiększoną aktyw­nością podziałową limfocytów [5].

W badaniach nad zaburzeniami ekspresji mikroRNA w CLL zwrócono uwagę na białko P27 (cyklin-depen­dent kinase inhibitor p27), które jest głównym regulato­rem cyklu komórkowego. Badano jego związki z miRNA-221/222 na liniach komórkowych, gdzie została wy­muszona ekspresja tych miRNA. Okazało się, że poziom białka P27 ulega znacznemu obniżeniu przy wysokiej ekspresji miR-221/222. Analiza limfocytów krwi ob­wodowej, komórek szpiku kostnego i węzłów chłon­nych wykazała, że miRNA-221/222 ulegają podwyż­szonej ekspresji u chorych z CLL przy spadku ekspresji CDKN4 (cyclin-dependent kinase inhibitor p27). Uzy­skane wyniki sugerują, że te dwie cząsteczki miRNA re­gulują ekspresję genu dla P27. Ma to zapewne związek z utrzymywaniem obwodowych limfocytów CLL w fazie spoczynkowej G0 [24].

Przypuszcza się, że niektóre miRNA mogą pełnić rolę zarówno supresorów nowotworów, jak też onkogenów. Przykładem jest miRNA-29, który wykazuje nadekspre­sję w łagodnym przebiegu białaczki bądź obniżoną eks­presję w agresywnej postaci CLL. miRNA-29 może ha­mować translację transkryptów genu TCL1, krytycznego onkogenu w rozwoju CLL [66].

TCL1 (T cell leukemia/lymphoma 1) jest bardzo silnym onkogenem. Jego nieprawidłowa ekspresja przyczynia się do zahamowania śmierci limfocytów białaczkowych, co wiąże się z szybką ekspansją klonów komórek białaczko­wych. Mechanizm działania TCL1 jest powiązany z prze­kazywaniem sygnałów antyapoptotycznych, zależnych od kinazy AKT (actin-like protein) [32]. Nadekspresja TCL1 jest związana z delecjami w regionie 11q. Suge­ruje się, że w tym locus są umiejscowione aktywatory dla miR-29b oraz miR-181b, które regulują ekspresję TCL1. W agresywnej postaci CLL dochodzi do obniżenia eks­presji miR-29b oraz miR-181b, co prawdopodobnie ma związek z delecjami w locus 11q [14]. TCL1 może być negatywnie regulowany również przez inne miRNA lub dodatkowe mechanizmy, ponieważ u niektórych chorych obserwowano obniżony poziom miR-29b oraz miR­-181b i zmniejszone ilości białka TCL1 [67].

Rozwój CLL jest związany z zaburzeniami ekspresji wie­lu mikroRNA. Zmienione profile ekspresji niektórych miRNA (miR-29c, miR-223) są powiązane z poziomem białka ZAP-70 oraz mutacjami w regionach IgVH, które odgrywają znaczącą rolę w przebiegu CLL i uwzględnia­ne są przy wyborze leczenia [46]. Wykazano, że poziom ekspresji miR-29c oraz miR-223 jest znacznie obniżo­ny u pacjentów z niekorzystnym rokowaniem, co może być indywidualnie wykorzystane do oceny całkowitego czasu przeżycia oraz czasu do rozpoczęcia leczenia [76].

Ostra białaczka limfoblastyczna (ALL)

Ostra białaczka limfoblastyczna (ALL) należy do najczę­ściej występujących nowotworów złośliwych wieku dzie­cięcego, u dzieci stanowi 95% białaczek, a u dorosłych około 25% wszystkich ostrych białaczek. ALL jest nowo­tworem układu limfoidalnego, wywodzącym się z wcze­snych stadiów rozwojowych linii B (B-ALL) lub linii T (T-ALL). W przebiegu ostrej białaczki limfoblastycznej stwierdza się nieprawidłowy poziom ekspresji wybranych miRNA, które w wyniku utraty zdolności supresorowych bądź nasilenia właściwości onkogennych mogą się przy­czyniać do rozwoju nowotworu (tab. 1). W przypadku ALL wykazano bardzo wysoki poziom ekspresji takich cząsteczek regulatorowych, jak m.in. miR-128b, miR-204, miR-218, miR-331 oraz miR-181b-1. Prawdopo­dobnym genem docelowym dla miR-331 jest SOCS1 (suppressor of cytokine signaling 1), którego obniżona ekspresja może być powiązana z nadmierną proliferacją komórek i ich przetrwaniem, gdyż SOCS1 jest regula­torem ścieżki sygnałowej STAT [84].

Cząsteczkami regulatorowymi o funkcji onkogenów mogą być też miR-19b, miR-20a, miR-26a, miR-92 oraz miR-223 [54]. Ich zwiększona ekspresja prowa­dzi do represji licznych genów o działaniu supreso­rowym, np. PTEN (phosphatase and tensin homo­log), BCL2L11 (BCL2-like 11 apoptosis facilitator), PHF6 (PHD finger protein 6), NF1 (neurofibromine 1), FBXW7 (F-box/WD repeat-containing protein 7), co może się przyczyniać do rozwoju ALL. Potencjalną funkcję onkogenną w limfocytach chorych cierpiących na T-ALL pełni miR-142-3p [51]. Nadekspresja tego miRNA prowadzi do obniżenia poziomu kinazy biał­kowej A (PKA) zależnej od cAMP oraz receptora glu­kokortykoidowego α [51].

Spośród wielu cząsteczek miRNA, których ekspresja jest obniżona w przebiegu ALL na szczególną uwagę zasłu­gują te należące do rodziny miR-9 (miR-9-1, miR-9-2, miR-9-3). Udowodniono, że zmniejszony poziom ich ekspresji w komórkach nowotworowych wynika z hi­permetylacji genów kodujących te miRNA. Epigene­tyczna inhibicja miR-9 skutkuje nadekspresją genów docelowych, którymi są FGFR1 (fibroblast growth factor receptor 1) oraz CDK6 (cyclin-dependent kinase 6), co z kolei może prowadzić do wzrostu wskaźnika proliferacji i zahamowania apoptozy komórek ALL [72].

Hamowanie ekspresji miR-124a w przebiegu ostrej bia­łaczki limfoblastycznej również wynika z regulacji epige­netycznej. Na skutek hipermetylacji promotora genu dla tego miRNA dochodzi do nadekspresji genu CDK6 oraz fosforylacji białka RB1 (retinoblastoma). W konsekwen­cji może dochodzić do niewłaściwych i niekontrolowa­nych podziałów komórek ALL. Obniżona ekspresja miR­-124a jest niekorzystnym czynnikiem prognostycznym związanym ze zwiększoną śmiertelnością chorych [3].

Funkcję supresorową w rozwoju ostrej białaczki lim­foblastycznej (T-ALL) pełnią też miR-451 oraz miR-709. Obydwie te cząsteczki hamują ekspresję onkogenu MYC (v-myc myelocytomatosis viral oncogene homo­log), a miR-709 dodatkowo blokuje ekspresję AKT (v-akt murine thymoma viral oncogene homolog) i RAS-GRF1 (Ras protein-specific guanine nucleotide-releasing fac­tor 1). Obniżony poziom tych miRNA przypuszczalnie wynika z aktywacji ścieżki sygnałowej NOTCH1 wpły­wającej na degradację supresora nowotworowego TCF3 (transcription factor 3, E2A immunoglobulin enhancer binding factors E12/E47), który stymuluje transkrypcję genów kodujących miR-451 i miR-709 [47].

Cząsteczki należące do rodziny miR-196, regulujące eks­presję licznych onkogenów również wykazują znacznie obniżony poziom ekspresji w komórkach T-ALL [10]. Dla miR-196a i miR-196b genem docelowym jest ERG (v-ets erythroblastosis virus E26 oncogene homolog), kodujący czynnik transkrypcyjny ERG, którego nade­kspresja jest złym czynnikiem prognostycznym w prze­biegu T-ALL u osób dorosłych [18]. MiR-196b reguluje także ekspresję onkogenu c-MYC [10].

Ostra białaczka szpikowa (AML)

Ostre białaczki szpikowe (AML) częściej występują u do­rosłych, u których stanowią około 60% białaczek ostrych. Charakteryzują się zaburzeniami proliferacji i dojrze­wania komórek, co powoduje nagromadzenie w szpiku kostnym komórek nieprawidłowych oraz ich nacieka­nia do różnych tkanek i narządów. Zastępowanie pra­widłowych komórek szpiku komórkami białaczkowymi skutkuje zmniejszeniem liczby erytrocytów, prawidło­wych leukocytów oraz trombocytów. Nieprawidłowości te mogą wynikać m.in. z zaburzeń w profilach ekspre­sji miRNA o funkcjach supresorowych i onkogennych (tab. 1). Wśród miRNA, których funkcja związana jest z proliferacją i różnicowaniem komórek, a które wyka­zują odmienną od wzorców ekspresję należy wymienić m.in. miR-155, miR-221, miR-126, let-7 i miR-196b. Poziom ich ekspresji uzależniony jest od określonego podtypu choroby [16].

Jednymi z najbardziej charakterystycznych miRNA w pa­togenezie AML są miR-34a i miR-221/222 o znacznej nadekspresji oraz miR-23b podlegający represji w komór­kach białaczkowych w porównaniu z komórkami prawi­dłowego szpiku kostnego i hematopoetycznymi komórka­mi progenitorowymi CD34⁺ [37]. Wyraźnie podwyższony poziom ekspresji w komórkach AML dotyczy również czą­steczek z rodziny miR-181 (miR-181a, miR-181b) [53].

Cząsteczki z rodziny miR-193 funkcjonują jako regulato­ry o funkcji supresorowej w stosunku do licznych onko­genów. Wykazano, że na skutek hipermetylacji odcinków promotorowych genów kodujących te miRNA dochodzi do ich represji w komórkach AML [26]. W wyniku ob­niżenia ekspresji miR-193a wzrasta ekspresja onkogenu c-KIT i jego produktu białkowego. To z kolei indukuje nieprawidłowe podziały komórkowe i skutkuje niezado­walającymi wynikami leczenia. Podobne rezultaty uzy­skano w przypadku obniżonej ekspresji miR-193b [25]. Przywracanie prawidłowej ekspresji miRNA z rodziny miR-193 może w przyszłości być wykorzystane w terapii chorych z ostrymi białaczkami szpikowymi, ponieważ wykazano, że wprowadzenie syntetycznych miR-193a czy też czynników hipometylujących prowadzi do obniżenia ekspresji protoonkogenu c-KIT i zahamowania wzrostu komórek białaczkowych AML [25,26].

Komórki AML cechują się wyraźną nadekspresją miR-1-2 i miR-133a-1 [28]. Transkrypcja tych miRNA zwią­zana jest z aktywnością genu EVI1 (ecotropic virus inte­gration site 1 protein homolog), który koduje czynnik transkrypcyjny regulujący ekspresję niektórych miRNA. Wykazano, że w przypadku ostrej białaczki szpikowej dochodzi do nadekspresji EVI1, która ściśle koreluje z poziomem miR-1-2, a to z kolei może się przekładać na niewłaściwą proliferację komórek i rozwój szczególnie agresywnej postaci AML. Znacznie zwiększony poziom ekspresji u pacjentów z AML o pośrednim ryzyku (IR – intermediate risk) zaobserwowano też w przypadku miR­-10a [62]. Nadekspresja jest zauważalna zwłaszcza u tych chorych, u których stwierdzono mutację w genie NPM1 (nucleophosmin). W konsekwencji dochodzi do obni­żonej ekspresji genu docelowego dla miR-10a – MDM4 (Mdm4 p53 binding protein homolog), którego produkt wchodzi w interakcję z białkiem TP53 i w ten sposób uczestniczy w indukcji apoptozy. Mutacja w genie NPM1 u chorych na AML wiąże się także z podwyższoną eks­presją miR-196a i miR-196b [18].

Nadekspresja miR-126 obserwowana w komórkach bia­łaczkowych AML przyczynia się do zahamowania za­programowanej śmierci komórek. Zwiększona ekspresja miR-126 wynikająca prawdopodobnie z hipometylacji promotora genu kodującego tę cząsteczkę prowadzi do obniżonej aktywności genu supresorowego PLK2 (polo­-like kinase 2), a co za tym idzie do zablokowania apopto­zy i zwiększenia żywotności komórek AML. Jest to jeden z kilku mechanizmów wyciszania genu PLK2 [48,52].

Prognozowanie przebiegu AML jest związane z obec­nością w komórkach białaczkowych charakterystycz­nych aberracji chromosomowych. Do najczęściej wy­krywanych zaburzeń cytogenetycznych należą: t(15;17), t(8;21), inv(16) o względnie korzystnej prognozie oraz zaburzenia w regionie 3q, delecje -5/-5q i -7 rokujące niepomyślnie [29].

W większości przypadków chorych z AML wskazuje się na ścisłą zależność między obecnością t(15;17), t(8;21) oraz inv(16) a charakterystycznymi profilami ekspre­sji miRNA [41]. W przypadku translokacji t(15;17) wykazano znacznie podwyższony poziom ekspresji miRNA-382, miRNA-134, miRNA-376a, miRNA­-299-5p oraz miRNA-323. Geny dla większości z nich są skupione na chromosomie 14, a zatem obecność aber­racji nie ma bezpośredniego wpływu na zaburzenie ich funkcjonowania. Chorzy, u których stwierdzono trans­lokację t(8;21) oraz ci z inv(16) wykazują obniżony po­ziom ekspresji cząsteczek o charakterze supresorów no­wotworowych: let-7b i let-7c. Przypuszcza się więc, że nadekspresja genu RAS, który jest genem docelowym dla let-7 może być czynnikiem sprzyjającym leukemogenezie u chorych z tymi aberracjami [41].

Analizy zależności między określonymi zaburzeniami cy­togenetycznymi a zmianami w ekspresji miRNA u cho­rych na AML podjeli się też Garzon i wsp. [27]. W przy­padku rearanżacji w regionie 11q23 zaobserwowali oni nadekspresję 8 miRNA oraz obniżony poziom ekspresji 14 z nich, w porównaniu z komórkami bez tej aberracji. Obniżona ekspresja dotyczyła cząsteczek supresorowych regulujących aktywność głównych onkogenów, np. miR­-34b – CDK4, miR-15a – BCL2, let-7 – RAS. W przy­padku trisomii chromosomu 8 stwierdzono zwiększony poziom ekspresji aż 42 różnych miRNA, w tym miR­-124a i miRNA-30d zlokalizowanych odpowiednio w loci 8p21 i 8p23 [27].

Przewlekła białaczka szpikowa (CML)

Przewlekła białaczka szpikowa (CML) jest zespołem mieloproliferacyjnym związanym z rozrostem klonal­nym komórek macierzystych szpiku kostnego zmienio­nych nowotworowo. Większość zachorowań obserwuje się u osób dorosłych, a u dzieci jest rzadko spotykana. Obecność CML diagnozuje się na podstawie obecności transkryptu genu fuzyjnego BCR/ABL, który przyczy­nia się do niekontrolowanego rozrostu białych krwinek i znacznego wzrostu ich liczby we krwi. W diagnostyce i terapii CML cały czas poszukuje się nowych markerów molekularnych, które mogłyby się przyczynić do lepsze­go poznania i zrozumienia mechanizmów patogenezy tej choroby. Przykładami takich cząsteczek są miRNA. Jak wykazali Polakova i wsp. zmienione profile ekspresji w komórkach CML dotyczą nawet 49 różnych miRNA, wśród których najistotniejsze są: miR-150, miR-20a, miR-17, miR-19a, miR-103, miR-144, miR-155, ­miR­-181a, miR-221 oraz miR-222 [48]. Geny docelowe dla tych miRNA kodują białka pełniące różnorakie funkcje w cyklu komórkowym i regulacji wzrostu, a także pod­stawowe białka szlaków sygnalizacji komórkowej czy re­ceptory czynników wzrostu.

Istotną rolę w patogenezie CML pełni miR-451, którego obniżoną ekspresję stwierdzono niedawno w komórkach białaczkowych [50]. Być może istnieje pętla regulacyj­na między BCR/ABL a miR-451, gdyż z jednej strony pojawienie się genu fuzyjnego i kinazy BCR/ABL pro­wadzi do obniżenia ekspresji tego miRNA, a z drugiej strony potencjalnym celem molekularnym dla miR-451 może być BCR/ABL [35]. Mimo istnienia wielu miRNA, których obniżony poziom w komórkach CML wynika z aktywności kinazy BCR/ABL, np. miR-150 i miR-151, wykazano też niską ekspresję miR-10a, niezależnie od ekspresji genu fuzyjnego [2]. Prawdopodobnym celem molekularnym dla miR-10a jest gen USF2 (upstream transcription factor 2), kodujący czynnik transkrypcyj­ny USF2. W wielu przypadkach CML stwierdza się na­dekspresję USF2 powiązaną z niską ekspresją miR-10a, co może przyspieszać wzrost komórek białaczkowych.

Znacznie obniżona ekspresja w komórkach CML dotyczy również miR-199b oraz miR-24 [4]. miR-199b może okazać się kluczowy w rozwoju CML, ponieważ kontro­luje ekspresję genów uczestniczących w takich procesach komórkowych, jak transdukcja sygnału, regulacja trans­krypcji, proliferacja komórek czy naprawa DNA. Udo­wodniono też, że w przypadku delecji regionów chro­mosomowych obejmujących geny kodujące te miRNA, chorzy wykazują oporność na leczenie inhibitorami kinaz tyrozynowych i terapię IFN-α [4].

Rozwój przewlekłej białaczki szpikowej jest również związany z nadekspresją miR-130a i miR-130b [77]. Onkogenne cząsteczki regulatorowe hamują ekspresję genu NOV (nephroblastoma overexpressed gene), któ­rego produkt białkowy funkcjonuje jako negatywny re­gulator wzrostu komórek. Wykazano, że obecność genu fuzyjnego BCR/ABL skutkuje aktywacją niektórych on­kogennych miRNA, np. miR-148a, miR-212, a przede wszystkim miR-130a/b. Ich nadekspresja zaś związana jest ze zmniejszoną aktywnością NOV, co przekłada się na zahamowanie zdolności regulatorowych białka NOV w CML [77].

Cząsteczkami miRNA funkcjonującymi jako onkogeny w wielu typach nowotworów, w tym również w przewle­kłej białaczce szpikowej są te związane z policistronem miR-17-92. Jak wykazali Venturini i wsp. nadekspresja tych cząsteczek regulatorowych jest widoczna zwłasz­cza w fazie przewlekłej choroby [81]. Udowodniono, że ekspresja miR-17-92 zależy od aktywności kinazy BCR/ABL. Innym czynnikiem mającym wpływ na na­dekspresję miR-17-92 jest zwiększona aktywność onko­genu c-MYC. Wszystkie te czynniki przyczyniają się do indukcji proliferacji komórek i mogą świadczyć o istnie­niu skomplikowanej sieci sygnalizacyjnej BCR/ABL – c-MYC – miR-17-92 w limfocytach CML [81].

Ekspresja krążących miRNA w zaburzeniach hematologicznych

Osocze i surowica krwi są bogatym źródłem swoistych biomarkerów przydatnych w diagnozowaniu chorób oraz ocenie rokowania, zwłaszcza w przypadku no­wotworów. Przykładem takich cząsteczek są miRNA, które w osoczu/surowicy występują w bardzo stabilnej postaci [56]. W dotychczasowych badaniach nauko­wych temat krążących miRNA, obecnych w surowicy/osoczu pojawiał się bardzo rzadko. Sądzono, że ulegają one degradacji spowodowanej działaniem rybonukleaz. Okazało się jednak, że są cząsteczkami bardzo trwałymi, odpornymi na działanie endogennych RNaz obecnych we krwi [21,56]. Co więcej, udowodniono, że komór­ki nowotworowe uwalniają wybrane typy miRNA do układu krążenia (krążące miRNA), a ich profile ulegają modyfikacjom w różnych stadiach choroby [12].

Podwyższony wskaźnik proliferacji i lizy komórek no­wotworowych sprzyja uwalnianiu miRNA z tych ko­mórek. Przypuszcza się, że miRNA mogą się pojawiać w krwiobiegu na skutek działania jednego z dwóch mechanizmów. Jeden z nich związany jest z urazami i uszkodzeniami tkanek, co wykazano np. dla miR-208, którego ekspresję obserwowano w surowicy po uszko­dzeniu tkanki mięśniowej serca [39]. Drugi mechanizm związany jest z tzw. mikropęcherzykami (egzosomami) – niewielkimi strukturami komórkowymi pełniącymi istotną rolę w transporcie mRNA i miRNA między ko­mórkami, które usuwane są z błony cytoplazmatycznej komórki do przestrzeni międzykomórkowej i krwiobie­gu [80]. Przypuszcza się, że egzosomy są zaangażowane w immunosupresję towarzyszącą chorobom nowotwo­rowym, tworzenie przerzutów i angiogenezę. Struktury te wywodzą się bezpośrednio z błony cytoplazmatycznej i odzwierciedlają skład antygenowy komórek, z których powstają [33].

Nieliczne doniesienia wskazują, iż w nowotworach układu krwiotwórczego również możliwe jest ustale­nie pewnych profili ekspresji cząsteczek miRNA uwal­nianych przez komórki nowotworowe do krwiobiegu. Tanaka i wsp. wykazali, że w osoczu pacjentów cierpią­cych na ostre białaczki AML i ALL można zaobserwo­wać wyraźnie obniżoną ekspresję miR-92a, niezależnie od podtypu choroby. Obniżona ekspresja dotyczy też miR-638 w porównaniu z osoczem zdrowych osób. Te dane świadczą o możliwości wykorzystania miR-92a i miR-638 jako cennych i czułych markerów klinicz­nych użytecznych w diagnozowaniu i prognozowaniu przebiegu białaczek ostrych [79].

Przewlekłe białaczki limfocytowe również cechują się charakterystycznym profilem ekspresji miRNA uwal­nianych do krwiobiegu. Całkowita ilość możliwych do wykrycia miRNA jest tu wyraźnie wyższa niż w osoczu osób zdrowych. Szczególnie wysoka ekspresja w oso­czu dotyczy miR-150, miR-19b, miR-29a, miR-223 miR-320, miR-484 i miR-17 [57]. Poziom wybranych miRNA w osoczu krwi wykazuje znaczące różnice uza­leżnione od typu CLL – w przypadkach pozytywnych i negatywnych pod względem ekspresji cytoplazma­tycznej kinazy ZAP-70 [87]. U chorych z B-CLL ZAP-70(+) możliwe jest wykrycie większej liczby krążących miRNA niż w przypadkach ZAP-70(-). W tej drugiej grupie chorych najwyższa ekspresja obserwowana była w przypadku miR-150. Świadczy to o możliwości wy­korzystania profili ekspresji niektórych miRNA jako markerów diagnostycznych dla CLL oraz wskaźników pozwalających na określanie statusu białka ZAP-70 [57]. Najnowsze doniesienia świadczą też o znaczeniu prognostycznym miR-155, którego zaburzenia ekspresji stwierdzono w surowicy wielu chorych na CLL [87].

W surowicy chorych na chłoniaka rozlanego olbrzy­miokomórkowego z komórek B (diffuse large B-cell lymphoma – DLBCL) udało się określić ekspresję wy­branych miRNA zaangażowanych w onkogenezę. Udo­wodniono, że takie cząsteczki jak miR-155, miR-210 i miR-21 wykazują nadekspresję w surowicy pacjen­tów w stosunku do surowicy kontrolnej [43]. Ponadto podwyższony poziom ekspresji miR-21 jest związany z lepszym rokowaniem i dłuższym czasem przeżycia chorych na DLBCL.

Podsumowanie

Wydaje się, że regulacyjne cząsteczki miRNA nabierają coraz większego znaczenia w badaniach, których celem jest wskazanie i wyodrębnienie markerów molekular­nych związanych z patogenezą i rokowaniem w zabu­rzeniach hematologicznych. Znajomość profilów eks­presji mikroRNA w określonych schorzeniach być może posłuży do szybkiej i precyzyjnej diagnozy. Ponadto wiedza o zaburzeniach ekspresji tych cząsteczek przy­puszczalnie będzie mogła stanowić wskazówkę co do wyboru terapii u poszczególnych chorych.

Jeden typ cząsteczek miRNA może regulować ekspre­sję kilku rodzajów genów (ich transkryptów), nato­miast jeden transkrypt może mieć region 3′-UTR roz­poznawany przez wiele miRNA [58]. Wynika z tego, że profilowanie ekspresji mikroRNA charakterystycznych dla zaburzeń hematologicznych może dostarczać wie­lu informacji, które będą użyteczne w diagnostyce czy wyborze indywidualnego leczenia już we wczesnych stadiach choroby.

MikroRNA wydają się również czynnikami progno­stycznymi o charakterze uniwersalnym. Profile eks­presji poszczególnych cząsteczek miRNA specyficznie charakteryzują wybrane typy i stadia rozwoju nowo­tworów. Stabilność i odporność miRNA na degradację jest nieporównywalnie wyższa niż mRNA. Dodatkowo pozyskanie materiału do badań jest mniej kłopotliwe, ponieważ można oceniać ekspresję miRNA w surowicy lub osoczu krwi. To wszystko zwiększa dostępność ma­teriału badawczego, ułatwia przeprowadzanie procedur analitycznych i umożliwia wieloaspektowe analizy re­trospektywne, mogące się przyczynić do lepszego zro­zumienia biologii komórek nowotworowych.

PIŚMIENNICTWO

[1] Abrisqueta P., Pereira A., Rozman C., Aymerich M., Giné E., Moreno C., Muntanola A., Rozman M., Villamor N., Hodgson K., Campo E., Bosch F., Montserrat E.: Improving survival in patients with chronic lymphocytic leukemia (1980-2008): the Hospital Clínic of Barcelona experience. Blood, 2009; 114: 2044-2050
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Agirre X., Jimenez-Velasco A., San Jose-Eneriz E., Garate L., Bandrés E., Cordeu L., Aparicio O., Saez B., Navarro G., Vilas-Zornoza A., Pérez-Roger I., García-Foncillas J., Torres A., Heiniger A., Calasanz M.J., Fortes P., Román-Gómez J., Prósper F.: Down-regulation of hsa-miR-10a in chronic myeloid leukemia CD34+ cells increases USF2-mediated cell growth. Mol. Cancer Res., 2008; 6: 1830-1840
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Agirre X., Vilas-Zornoza A., Jimenez-Velasco A., Martin-Subero J.I., Cordeu L., Gárate L., San José-Eneriz E., Abizanda G., Rodríguez-Otero P., Fortes P., Rifón J., Bandrés E., Calasanz M.J., Martín V., Heiniger A., Torres A., Siebert R., Román-Gomez J., Prósper F.: Epigenetic silencing ofthe tumor suppressor microRNA hsa-miR-124a regulates CDK6 expression and confers a poor prognosis in acute lymphoblastic leukemia. Cancer Res., 2009; 69: 4443-4453
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Albano F., Anelli L., Zagaria A., Liso V., Rocchi M., Specchia G.: MIRN199B downregulation in chronic myeloid leukaemia is associated with deletions on der(9). Br. J. Haematol., 2009; 144: 271-273
[PubMed]  

[5] Asslaber D., Pinón J.D., Seyfried I., Desch P., Stöcher M., Tinhofer I., Egle A., Merkel O., Greil R.: MicroRNA-34a expression correlates with MDM2 SNP309 polymorphism and treatment-free survival in chronic lymphocytic leukemia. Blood, 2010; 115: 4191-4197
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Bandyopadhyay S., Mitra R., Maulik U., Zhang M.Q.: Development of the human cancer mikroRNA network. Silence, 2010; 1: 6
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Bartel D.P.: MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell, 2004; 116: 281-297
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Beezhold K.J., Castranova V., Chen F.: Microprocessor of microRNAs: regulation and potential for therapeutic intervention. Mol. Cancer, 2010; 9: 134
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Berezikov E., Guryev V., van de Belt J., Wienholds E., Plasterk R., Cuppen E.: Phylogenetic shadowing and computational identifaction of human microRNA genes. Cell, 2004; 120: 21-24
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Bhatia S., Kaul D., Varma N.: Functional genomics of tumor suppressor miR-196b in T-cell acute lymphoblastic leukemia. Mol. Cell. Biochem., 2011; 346: 103-116
[PubMed]  

[11] Borchert G.M., Lanier W., Davidson B.L.: RNA polymerase III transcribes human microRNAs. Nat. Struct. Mol. Biol., 2006; 13: 1097-1101
[PubMed]  

[12] Brase J.C., Wutting D., Kuner R., Sültmann H.: Serum microRNAs as non-invasive biomarkers for cancer. Mol. Cancer, 2010; 9: 306
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Calin G., Dumitru C., Shimizu M., Bichi R., Zupo S., Noch E., Aldler H., Rattan S., Keating M., Rai K., Rassenti L., Kipps T., Negrini M., Bullrich F., Croce C.M.: Frequent deletions and down-regulation of micro-RNA genes miR15 and miR16 at 13q14 in chronic lymphocytic leukemia. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 15524-15529
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[14] Calin G.A., Pekarsky Y., Croce C.M.: The role of microRNA and other non-coding RNA in the pathogenesis of chronic lymphocytic leukemia. Best Pract. Res. Clin. Haematol., 2007; 20: 425-437
[PubMed]  

[15] Calin G.A., Sevignani C., Dumitru C.D., Hyslop T., Noch E., Yendamuri S., Shimizu M., Rattan S., Bullrich F., Negrini M., Croce C.M.: Human genes are frequently located at fragile sites and genomic regions involved in cancers. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 2999-3004
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Cammarata G., Augugliaro L., Salemi D., Agueli C., La Rosa M., Dagnino L., Civiletto G., Messana F., Marfia A., Bica M.G., Cascio L., Floridia P.M., Mineo A.M., Russo M., Fabbiano F., Santoro A.: Differential expression of specific microRNA and their targets in acute myeloid leukemia. Am. J. Hematol., 2010; 85: 331-339
[PubMed]  

[17] Chen L., Widhopf G., Huynh L., Rassenti L., Rai K.R., Weiss A., Kipps T.J.: Expression of ZAP-70 is associated with increased B-cell receptor signaling in chronic lymphocytic leukemia. Blood, 2002; 100: 4608-4614
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Coskun E., von der Heide E.K., Schlee C., Kühnl A., Gökbuget N., Hoelzer D., Hofmann W.K., Thiel E., Baldus C.D.: The role of microRNA-196a and microRNA-196b as ERG regulators in acute myeloid leukemia and acute T-lymphoblastic leukemia. Leuk. Res., 2011; 35: 208-213
[PubMed]  

[19] Doench J.G., Petersen C.P., Sharp P.A.: siRNAs can function as miRNAs. Genes Dev., 2003; 17: 438-442
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Döhner H., Stilgenbauer S., Benner A., Leupolt E., Kröber A., Bullinger L., Döhner K., Bentz M., Lichter P.: Genomic aberrations and survival in chronic lymphocytic leukemia. N. Engl. J. Med., 2000; 343: 1910-1916
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Duttagupta R., Jiang R., Gollub J., Getts R.C., Jones K.W.: Impact of cellular miRNAs on circulating miRNA biomarker signatures. PLoS One, 2011; 6: e20769
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Fabbri M., Bottoni A., Shimizu M., Spizzo R., Nicoloso M.S., Rossi S., Barbarotto E., Cimmino A., Adair B., Wojcik S.E., Valeri N., Calore F., Sampath D., Fanini F., Vannini I., Musuraca G., Dell’Aquila M., Alder H., Davuluri R.V., Rassenti L.Z., Negrini M., Nakamura T., Amadori D., Kay N.E., Rai K.R., Keating M.J., Kipps T.J., Calin G.A., Croce C.M.: Association of a microRNA/TP53 feedback circuitry with pathogenesis and outcome of B-cell chronic lymphocytic leukemia. JAMA, 2011; 305: 59-67
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[23] Ferrajoli A.: Treatment of younger patients with chronic lymphocytic leukemia. American Society of Hematology Education Program Book, 2010; 1: 82-89

[24] Frenquelli M., Muzio M., Scielzo C., Fazi C., Scarfo L., Rossi C., Ferrari G., Ghia P., Caligaris-Cappio F.: MicroRNA and proliferation control in chronic lymphocytic leukemia: functional relationship between miR-221/222 cluster and p27. Blood, 2010; 115: 3949-3959
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Gao X.N., Lin J., Gao L., Li Y.H., Wang L.L., Yu L.: MicroRNA-193b regulates c-Kit proto-oncogene and represses cell proliferation in acute myeloid leukemia. Leuk. Res., 2011; 35: 1226-1232
[PubMed]  

[26] Gao X.N., Lin J., Li Y.H., Gao L., Wang X.R., Wang W., Kang H.Y., Yan G.T., Wang L.L., Yu L.: MicroRNA-193a represses c-kit expression and functions as a methylation-silenced tumor suppressor in acute myeloid leukemia. Oncogene, 2011; 30: 3416-3428
[PubMed]  

[27] Garzon R., Volinia S., Liu C.G., Fernandez-Cymering C., Palumbo T., Pichiorri F., Fabbri M., Coombes K., Alder H., Nakamura T., Flomenberg N., Marucci G., Calin G.A., Kornblau S.M., Kantarijan H., Bloomfield C.D., Andreeff M., Croce C.M.: MicroRNA signatures associated with cytogenetics and prognosis in acute myeloid leukemia. Blood, 2008; 111: 3183-3189
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Gomez-Benito M., Conchillo A., Garcia M.A., Vázquez I., Maicas M., Vicente C., Cristobal I., Marcotegui N., García-Ortí L., Bandrés E., Calasanz M.J., Alonso M.M., Odero M.D.: EVI1 controls proliferation in acute myeloid leukemia through modulation of miR-1-2. Br. J. Cancer, 2010; 103: 1292-1296
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Grimwade D., Walker H., Harrison G., Oliver F., Chatters S., Harrison C.J., Wheatley K., Burnett A.K., Goldstone A.H.: The predictive value of hierarchical cytogenetic classification in older adults with acute myeloid leukemia (AML): analysis of 1065 patients entered into the United Kingdom Medical Research Council AML11 trial. Blood, 2001; 98: 1312-1320
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Han J., Lee Y., Yeom K.H., Nam J.W., Heo I., Rhee J.K., Sohn S.Y., Cho Y., Zhang B.T., Kim V.N.: Molecular basis for the recognition of primary microRNAs by the Drosha-DGCR8 complex. Cell, 2006; 125: 887-901
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Hanlon K., Rudin C.E., Harries L.W.: Investigating the targets of MIR-15a and MIR-16-1 in patients with chronic lymphocytic leukemia (CLL). PLoS One, 2009; 4: e7169
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[32] Hoyer K.K., French S.W., Turner D.E., Nguyen M.T., Renard M., Malone C.S., Knoetig S., Qi C.F., Su T.T., Cheroutre H., Wall R., Rawlings D.J., Morse H.C., Teitell M.A.: Dysregulated TCL1 promotes multiple classes of mature B cell lymphoma. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 14392-14397
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Hunter M.P., Ismail N., Zhang X., Aguda B.D., Lee E.J., Yu L., Xiao T., Schafer J., Lee M.L., Schmittgen T.D., Nana-Sinkam S.P., Jarjoura D., Marsh C.B.: Detection of microRNA expression in human peripheral blood microvesicles. PLoS One, 2008; 3: e3694
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Hutvágner G., Zamore P.D.: A microRNA in a multiple-turnover RNAi enzyme complex. Science, 2002; 297: 2056-2060
[PubMed]  

[35] Iraci N., Valli E., Gherardi S., Soverini S., Kalebic T., Baccarani M., Martinelli G., Perini G.: Suppression of BCR-ABL expression in CML by a panel of miRNAs (abstract). Blood, 2009; 114: 351

[36] Isik M., Korswagen H.C., Berezikov E.: Expression patterns of intronic microRNAs in Caenorhabditis elegans. Silence, 2010; 1: 5
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Isken F., Steffen B., Merk S., Dugas M., Markus B., Tidow N., Zühlsdorf M., Illmer T., Thiede C., Berdel W.E., Serve H., Müller-Tidow C.: Identification of acute myeloid leukaemia associated microRNA expression patterns. Br. J. Haematol., 2008; 140: 153-161
[PubMed]  

[38] Izzotti A., Calin G.A., Arrigo P., Steele V.E., Croce C.M., De Flora S.: Downregulation of microRNA expression in the lungs of rats exposed to cigarette smoke. FASEB J., 2009; 23: 806-812
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Ji X., Takahashi R., Hiura Y., Hirokawa G., Fukushima Y., Iwai N.: Plasma miR-208 as a biomarker of myocardial injury. Clin. Chem., 2009; 55: 1944-1949
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] John B., Enright A.J., Aravin A., Tuschl T., Sander C., Marks D.S.: Human microRNA targets. PLoS Biol., 2004; 2: e363
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[41] Jongen-Lavrencic M., Sun S.M., Dijkstra M.K., Valk P.J., Lowenberg B.: MicroRNA expression profiling in relation to the genetic heterogeneity of acute myeloid leukemia. Blood, 2008; 111: 5078-5085
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Kato M., Slack F.J.: MicroRNAs: small molecules with big roles – C. elegans to human cancer. Biol. Cell, 2008; 100: 71-81
[PubMed]  

[43] Lawrie C.H., Gal S., Dunlop H.M., Pushkaran B., Liggins A.P., Pulford K., Banham A.H., Pezzella F., Boultwood J., Wainscoat J.S., Hatton C.S., Harris A.L.: Detection of elevated levels of tumour-associated microRNAs in serum of patients with diffuse large B-cell lymphoma. Br. J. Haematol., 2008; 141: 672-675
[PubMed]  

[44] Lee Y., Jeon K., Lee J.T., Kim S., Kim V.N.: MicroRNA maturation: stepwise processing and subcellular localization. EMBO J., 2002; 17: 4663-4670
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[45] Lee Y., Kim M., Han J., Yeom K.H., Lee S., Baek S.H., Kim V.N.: MicroRNA genes are transcribed by RNA polymerase II. EMBO J., 2004; 20: 4051-4060
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Li S., Moffett H.F., Lu J. Werner L., Zhang H., Ritz J., Neuberg D., Wucherpfennig K.W., Brown J.R., Novina C.D.: MicroRNA expression profiling identifies activated B cell status in chronic lymphocytic leukemia cells. PLoS One, 2011; 6: e16956
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Li X., Sanda T., Look T., Novina C.D., von Boehmer H.: Repression of tumor suppressor miR-451 is essential for NOTCH1-induced oncogenesis in T-ALL. J. Exp. Med., 2011; 208: 663-675
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Li Z., Lu J., Sun M. Mi S., Zhang H., Luo R.T., Chen P., Wang Y., Yan M., Qian Z., Neilly M.B., Jin J., Zhang Y., Bohlander S.K., Zhang D.E., Larson R.A., Le Beau M.M., Thirman M.J., Golub T.R., Rowley J.D., Chen J.: Distinct microRNA expression profiles in acute myeloid leukemia with common translocations. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 15535-15540
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[49] Liu J., Valencia-Sanchez M.A., Hannon G.J., Parker R.: MicroRNA-dependent localization of targeted mRNAs to mammalian P-bodies. Nat. Cell Biol., 2005; 7: 719-723
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Lopotova T., Zackova M., Klamova H., Moravcova J.: MicroRNA-451 in chronic myeloid leukemia: miR-451-BCR-ABL regulatory loop? Leuk. Res., 2011; 35: 974-977
[PubMed]  

[51] Lv M., Zhang X., Jia H., Li D., Zhang B., Zhang H., Hong M., Jiang T., Jiang Q,. Lu J., Huang X., Huang B.: An oncogenic role of miR-142-3p in human T-cell acute lymphoblastic leukemia (T-ALL) by targeting glucocorticoid receptor-α and cAMP/PKA pathways. Leukemia, 2012; 26: 769-777
[PubMed]  

[52] Machova Polakova K., Lopotova T., Klamova H., Burda P., Trneny M., Stopka T., Moravcova J.: Expression patterns of microRNAs associated with CML phases and their disease related targets. Mol. Cancer, 2011; 10: 41
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Marucci G., Radmacher M.D., Maharry K., Mrózek K., Ruppert A.S., Paschka P., Vukosavljevic T., Whitman S.P., Baldus C.D., Langer C., Liu C.G., Carroll A.J., Powell B.L., Garzon R., Croce C.M., Kolitz J.E., Caligiuri M.A., Larson R.A., Bloomfield C.D.: MicroRNA expression in cytogenetically normal acute myeloid leukemia. N. Engl. J. Med., 2008; 358: 1919-1928
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Mavrakis K.J., van der Meulen J., Wolfe A.L., Liu X., Mets E., Taghon T., Khan A.A., Setty M., Rondou P., Vandenberghe P., Delabesse E., Benoit Y., Socci N.B., Leslie C.S., Van Vlierberghe P., Speleman F., Wendel H.G.: A cooperative microRNA-tumor suppressor gene network in acute T-cell lymphoblastic leukemia (T-ALL). Nat. Genet., 2011; 43: 673-678
[PubMed]  

[55] Meister G., Landthaler M., Patkaniowska A., Dorsett Y., Teng G., Tuschl T.: Human Argonaute2 mediates RNA cleavage targeted by miRNAs and siRNAs. Mol. Cell, 2004; 15: 185-197
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Mitchell P.S., Parkin R.K., Kroh E.M., Fritz B.R., Wyman S.K., Pogosova-Agadjanyan E.L., Peterson A., Noteboom J., O’Briant K.C., Allen A., Lin D.W., Urban N., Drescher C.W., Knudsen B.S., Stirewalt D.L., Gentleman R., Vessella R.L., Nelson P.S., Martin D.B., Tewari M.: Circulating microRNAs as stable blood-based markers for cancer detection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 10513-10518
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[57] Moussay E., Wang K., Cho J.H., van Moer K., Pierson S., Paggetti J., Nazarov P.V., Palissot V., Hood L.E., Berchem G., Galas D.J.: MicroRNA as biomarkers and regulators in B-cell chronic lymphocytic leukemia. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108: 6573-6578
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[58] Network analysis of microRNA using MetaCore and MetaLink www.genego.com/pdf/MetaLinkmicroDNACS_LR.pdf (17.01.2013)

[59] Okamura K., Hagen J.W., Duan H., Tyler D.M., Lai E.C.: The mirtron pathway generates microRNA-class regulatory RNAs in Drosophila. Cell, 2007; 130: 89-100
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[60] Okamura K., Liu N., Lai E.C.: Distinct mechanisms for microRNA strand selection by Drosophila Argonautes. Mol. Cell, 2009; 36: 431-444
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] Ouillette P., Collins R., Shakhan S., Li J., Li C., Shedden K., Malek S.N.: The prognostic significance of various 13q14 deletions in chronic lymphocytic leukemia. Clin. Cancer Res., 2011; 17: 6778-6790
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[62] Ovcharenko D., Stölzel F., Poitz D., Fierro F., Schaich M., Neubauer A., Kelnar K., Davison T., Müller-Tidow C., Thiede C., Bornhäuser M., Ehninger G., Brown D., Illmer T.: miR-10a overexpression is associated with NPM1 mutations and MDM4 downregulation in intermediate-risk acute myeloid leukemia. Exp. Hematol., 2011; 39: 1030-1042
[PubMed]  

[63] Palamarchuk A., Efanov A., Nazaryan N., Santanam U., Alder H., Rassenti L., Kipps T., Croce C.M., Pekarsky Y.: 13q14 deletions in CLL involve cooperating tumor suppressors. Blood, 2010; 115: 3916-3922
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[64] Parker T.R., Strout M.P.: Chronic lymphocytic leukemia: prognostic factors and impact on treatment. Discov. Med., 2011; 11: 115-123
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[65] Pekarsky Y., Croce C.M.: Is miR-29 an oncogene or tumor suppressor in CLL? Oncotarget, 2010; 1: 224-227

[66] Pasquinelli A.E., Ruvkun G.: Control of developmental timing by microRNAs and their targets. Ann. Rev. Cell Dev. Biol., 2002; 18: 495-513
[PubMed]  

[67] Pekarsky Y., Santanam U., Cimmino A., Palamarchuk A., Efanov A., Maximov V., Volinia S., Alder H., Liu C.G., Rassenti L., Calin G.A., Hagan J.P., Kipps T., Croce C.M.: Tcl1 expression in chronic lymphocytic leukemia is regulated by miR-29 and miR-181. Cancer Res., 2006; 66: 11590-11593
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[68] Pekarsky Y., Zanesi N., Croce C.M.: Molecular basis of CLL. Semin. Cancer Biol., 2010; 20: 370-376
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Rawstron A.C., Green M.J., Kuzmicki A., Kennedy B., Fenton J.A., Evans P.A., O’Connor S.J., Richards S.J., Morgan G.J., Jack A.S., Hillmen P.: Monoclonal B lymphocytes with the characteristics of ”indolent” chronic lymphocytic leukemia are present in 3.5% of adults with normal blood counts. Blood, 2002; 100: 635-639
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[70] Reinhart B.J., Slack F.J., Basson M., Pasquinelli A.E., Bettinger J.C., Rougvie A.E., Horvitz H.R., Ruvkun G.: The 21-nucleotide let-7 RNA regulates developmental timing in Caenorhabditis elegans. Nature, 2000; 403: 901-906
[PubMed]  

[71] Rodriguez A., Griffiths-Jones S., Ashurst J.L., Bradley A.: Identification of mammalian microRNA host genes and transcription units. Genome Res., 2004; 14: 1902-1910
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[72] Rodriguez-Otero P., Román-Gómez J., Vilas-Zornoza A., José-Eneriz E.S., Martín-Palanco V., Rifón J., Torres A., Calasanz M.J., Agirre X., Prosper F.: Deregulation of FGFR1 and CDK6 oncogenic pathways in acute lymphoblastic leukaemia harbouring epigenetic modifications of the MIR9 family. Br. J. Haematol., 2011; 155: 73-83
[PubMed]  

[73] Satoh J., Tabunoki H.: Comprehensive analysis of human mikroRNA target networks. BioData Mining, 2011; 4: 17
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[74] Schwarz D.S., Hutvágner G., Du T., Xu Z., Aronin N., Zamore P.D.: Asymmetry in the assembly of the RNAi enzyme complex. Cell, 2003; 115: 199-208
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[75] Shomron N., Levy C.: MicroRNA – biogenesis and pre-mRNA splicing crosstalk. J. Biomed. Biotechnol., 2009; 2009: 594678
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Stamatopoulos B., Meuleman N., Haibe-Kains B., Saussoy P., Van Den Neste E., Michaux L., Heimann P., Martiat P., Bron D., Lagneaux L.: MicroRNA-29c and microRNA-223 down-regulation has in vivo significance in chronic lymphocytic leukemia and improves disease risk stratification. Blood, 2009; 113: 5237-5245
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[77] Suresh S., McCallum L., Lu W., Lazar N., Perbal B., Irvine A.E.: MicroRNAs 130a/b are regulated by BCR-ABL and downregulate expression of CCN3 in CML. J. Cell Commun. Signal., 2011; 5: 183-191
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Tan G.S., Garchow B.G., Liu X., Metzler D., Kiriakidou M.: Clarifying mammalian RISC assembly in vitro. BMC Mol. Biol., 2011; 12: 19
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[79] Tanaka M., Oikawa K., Takanashi M., Kudo M., Ohyashiki J., Ohyashiki K., Kuroda M.: Down-regulation of miR-92 in human plasma is a novel marker for acute leukemia patients. PLoS One, 2009; 4: e5532
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Valadi H., Ekstrom K., Bossios A., Sjostrand M., Lee J.J., Lotvall J.O.: Exosome-mediated transfer of mRNAs and microRNAs is a novel mechanism of genetic exchange between cells. Nat. Cell Biol., 2007; 9: 654-659
[PubMed]  

[81] Venturini L., Battmer K., Castoldi M., Schultheis B., Hochhaus A., Muckenthaler M.U.: Expression of the miR-17-92 polycistron in chronic myeloid leukemia (CML) CD34+ cells. Blood, 2007; 109: 4399-4405
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[82] Wang Z.: MicroRNA: A matter of life or death. World J. Biol. Chem., 2010; 1: 41-54
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[83] Wienholds E., Plasterk R.H.: MicroRNA function in animal development. FEBS Lett., 2005; 579: 5911-5922
[PubMed]  

[84] Zanette D.L., Rivadavia F., Molfetta G.A., Barbuzano F.G., Proto-Siqueira R., Silva-Jr W.A., Falcao R.P., Zago M.A.: miRNA expression profiles in chronic lymphocytic and acute lymphocytic leukemia. Braz. J. Med. Biol. Res., 2007; 40: 1435-1440
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[85] Zeng Y., Cullen B.R.: Structural requirements for pre-microRNA binding and nuclear export by Exportin 5. Nucleic Acids Res., 2004; 32: 4776-4785
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[86] Zeng Y., Wagner E.J., Cullen B.R.: Both natural and designed microRNAs can inhibit the expression of cognate mRNAs when expressed in human cells. Mol. Cell, 2002; 9: 1327-1333
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[87] Zhang Y., Rombaoa C.P., Banwait R., Liu Y., Ngo H.T., Quang P., Azab A.K., Azab F., Maiso P., Reagan M., Sacco A., Roccardo A.M., Brown J.R., Ghobrial I.M.: MicroRNA-155 as a potential plasma biomarker for chronic lymphocytic leukemia and Waldenstrom macroglobulinemia. 53rd American Society of Hematology Annual Meeting and Exposition, 2011. Oral and Poster Abstracts

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text