Abstract

Aspartate aminotransferase is an organ – nonspecific enzyme located in many tissues of the human body where it catalyzes reversible reaction of transamination. There are two aspartate aminotransferase isoforms – cytoplasmic (AST1) and mitochondrial (AST2), that usually occur together and interact with each other metabolically. Both isoforms are homodimers containing highly conservative regions responsible for catalytic properties of enzyme. The common feature of all aspartate aminotransfeses is Lys – 259 residue covalent binding with prosthetic group – pyridoxal phosphate. The differences in the primary structure of AST isoforms determine their physico-chemical, kinetic and immunological properties. Because of the low concentration of L-aspartate (L-Asp) in the blood, AST is the only enzyme, which supply of this amino acid as a substrate for many metabolic processes, such as urea cycle or purine and pyrimidine nucleotides in the liver, synthesis of L-arginine in the kidney and purine nucleotide cycle in the brain and the skeletal muscle. AST is also involved in D-aspartate production that regulates the metabolic activity at the auto-, para- and endocrine level. Aspartate aminotransferase is a part of the malate-aspartate shuttle in the myocardium, is involved in gluconeogenesis in the liver and kidney, glyceroneogenesis in the adipose tissue, and synthesis of neurotransmitters and neuro-glial pathway in the brain. Recently, the significant role of AST in glutaminolysis – normal metabolic pathway in tumor cells, was demonstrated. The article is devoted the role of AST, known primarily as a diagnostic liver enzyme, in metabolism of various human tissues and organs.

Wstęp

Aminotransferaza asparaginianowa (AST, AspAT, GOT; glutamate-oxalaceta tetransaminase; EC 2.6.1.1) jest narządowo nieswoistym, wielofunkcyjnym enzymem, który w tkankach ssaków występuje w postaci dwóch izoform – cytosolowej AST1 (cAST lub sAST – soluble, serum AST) i mitochondrialnej AST2 (mAST). Należy do klasy transferaz i katalizuje odwracalną reakcję transaminacji, w wyniku której szczawiooctan i L-glutaminian (L-Glu) są przekształcane do L-asparaginianu (L-Asp) i α-ketoglutaranu [55]. Wbrew informacjom podawanym w niektórych podręcznikach biochemii, swoistość substratowa enzymu jest ograniczona do czterech wyżej wymienionych związków. Wydaje się, że o kierunku reakcji decydują stężenia L-Asp (0-20 µM) i L-Glu (125-150 µM) w osoczu krwi, wartości Km dla obu aminokwasów, jak również zużycie L-Asp w wielu ważnych procesach metabolicznych [28]. Synteza L-Asp może się odbywać z udzia- łem asparaginazy, jednak to AST wytwarza większość tego aminokwasu do omawianych przemian wewnątrzkomórkowych. AST ma zatem wpływ na przemiany wymagające L-Asp, takie jak cykl mocznikowy, synteza nukleotydów purynowych i pirymidynowych w wątrobie, powstawanie L-argininy (L-Arg) z L-cytruliny w nerkach i innych tkankach oraz cykl nukleotydów purynowych w mięśniach szkieletowych, mięśniu sercowym i mó- zgu. AST jest elementem czółenka jabłczanowo-asparaginianowego, szlaku neuronowo-glejowego w mózgu, uczestnicząc zarówno w przemianach energetycznych, jak i syntezie neuroprzekaźników – L-Asp i L-Glu. W komórkach nowotworowych obie izoformy AST wchodzą w skład glutaminolizy mitochondrialnej i cytoplazmatycznej, podstawowego szlaku dostarczającego zarówno energii, jak i związków budulcowych niezbędnych do proliferacji (ryc. 1). Potwierdzeniem znaczącej roli AST w metabolizmie ogólnoustrojowym jest brak stwierdzonych mutacji genów obu izoform enzymu, co wskazuje, że jest to wada letalna powodująca niezdolność wzrostu i rozwoju organizmu już w okresie płodowym. AST nie powinien być kojarzony jedynie z diagnostyką chorób wątroby, lecz także z udziałem w podstawowych procesach metabolicznych zachodzących w wielu tkankach i narządach organizmu.

Charakterystyka aminotransferazy asparaginianowej

Enzymy przeprowadzające proces transaminacji po raz pierwszy opisano w 1937 r. i pierwotnie nazwano aminoferazami (aminopherases) [4]. Początkowo uważano, że reakcja transaminacji jest katalizowana przez dwa odrębne enzymy – aminoferazę glutaminianową i aminoferazę asparaginianową. W 1942 r. Cohen wykazał, że to właśnie AST katalizuje reakcję transaminacji [6,16]. W 1950 r. stwierdzono u ssaków obecność dwóch izoform AST- cytosolowej AST1 i mitochondrialnej AST2 [43].

Izoformy AST człowieka są homodimerami kodowanymi przez odrębne geny Got1 i Got2 [9,12]. Gen Got1 jest umiejscowiony na chromosomie 10 w pozycji q24.1 – 25, składa się z 9 eksonów, a jego produktem jest białko o długo- ści 413 aminokwasów i masie cząsteczkowej 46,248 kDa [40,59,60].

Gen Got2 znajduje się na chromosomie 16 w pozycji q21 i koduje białko o długości 430 aminokwasów oraz masie cząsteczkowej 47,476 kDa. Pierwsze 29 aminokwasów na N-końcu tworzy sekwencję sygnałową, dzięki której enzym jest transportowany do mitochondrium, gdzie w wyniku jej odcięcia zostaje przekształcony w postać dojrzałą. Ponadto w pozycjach 12p13.2-p13.1, 1p33-p32 oraz 1q25- -q31 znajdują się 3 pseudogeny AST2 [26].

Cechą wspólną wszystkich znanych AST jest konserwatywna reszta Lys-259, która tworzy wiązanie kowalencyjne z koenzymem – fosforanem pirydoksalu [10]. Izoformy ludzkiej AST mają wysoce konserwatywne regiony odpowiedzialne za właściwości katalityczne enzymu. AST1 i AST2 człowieka są identyczne w 48%, a różnice w sekwencji aminokwasów dotyczą regionów 1-31, 120-137, 275-295, 335-349AA [10]. Analiza sekwencji aminokwasowej AST1 różnych organizmów (człowieka, świni, konia, szczura, myszy, kurczęcia) wykazała obecność wielu konserwatywnych regionów, jednak aminokwasy His-46, Lys-54, Val-186, Ile- 198, Phe-250, Glu-278, Gln-282, Val-389, Ser-390 są charakterystyczne jedynie dla ludzkiej AST1 [10].

Różnice w budowie pierwszorzędowej AST1 i AST2 determinują ich odmienne właściwości fizykochemiczne. W wątrobie dorosłego człowieka aktywność obu izoform jest podobna (cytosolowej 198 kU/g tkanki, mitochondrialnej 208 kU/g tkanki), natomiast stosunek procentowy AST1 do AST2 wynosi według różnych autorów od 19-25 do 75-81% [16,27,43].

Wartość Km dla α-ketoglutaranu i L-asparaginianu AST1 człowieka wynosi odpowiednio 2,06 i 22,5mM [5]. Do inhibitorów obu izoform należą aminooksyoctan, maleinian, bursztynian oraz izoniazyd (lek przeciwgruźliczy). Wybiórczym inhibitorem izoformy mitochondrialnej jest kwiskwalan [16,22,42,43,60].

Asparaginian

Podstawową fizjologiczną rolą AST jest synteza L-Asp niezbędnego w wielu ważnych procesach metabolicznych. L- -Asp (kwas L-aminobursztynowy) jest klasyfikowany jako aminokwas „nie niezbędny”, którego zapotrzebowanie w organizmie zdrowego, dorosłego człowieka w całości jest pokrywane przez endogenną syntezę. W reakcji katalizowanej przez syntetazę asparaginy kwas L-asparaginowy tworzy amid – L-asparaginę (L-Asn, N). Bogatym, naturalnym źródłem obu aminokwasów są szparagi, kiełkujące nasiona, owies, awokado, młoda trzcina cukrowa, buraki cukrowe, soja, nabiał, jaja, ryby, owoce morza, drób, wo- łowina oraz dziczyzna.

W tkankach ssaków występuje także D-asparaginian (D- -Asp), którego obecność stwierdzono w mózgu, szyszynce, przysadce mózgowej, nadnerczach oraz jądrach szczura [18,48,49]. Jego stężenie w mózgu kilkunastodniowych embrionów szczura było prawie 20-krotnie wyższe niż u osobników dorosłych [11]. Z wielu badań wynika, że D-Asp indukuje syntezę białek biorących udział w rozwoju układu nerwowego i działa jako neuromodulator lub neuroprzekaźnik w synapsach oraz pełni ważną rolę w regulacji hormonalnej [36].

Badania prowadzone na liniach komórkowych guza chromochłonnego nadnerczy szczura (PC12), liniach komórek nabłonkowych przysadki mózgowej (GH3) i neuronów embrionalnych szczura wykazały, że zachodzi w nich biosynteza D-Asp, w której pośrednio uczestniczy AST [13,18]. Powstają- cy w reakcji transaminacji L-Asp z udziałem recemazy asparaginianowej jest przekształcany w postać D [13,18]. D-Asp pełni rolę auto-, para- i endokrynnego przekaźnika regulującego metabolizm. Syntetyzowany w przednim płacie przysadki mózgowej stymuluje syntezę i wydzielanie prolaktyny (działanie autokrynne). Wydzielany przez kanaliki nasienne działa na ekspresje genu StAR w komórkach Leydiga obecnych w jądrze, stymulując je do wytwarzania testosteronu (działanie parakrynne), wydzielane przez komórki jądra do krwi i pobierany przez nadnercza pobudza w nich syntezę hormonów steroidowych oraz hamuje wydzielanie melatoniny przez pinealocyty (działanie endokrynne). Rola D-Asp w mózgu nie została w pełni wyjaśniona. Można przypuszczać, że syntetyzowany w czasie rozwoju embrionalnego D-Asp jako agonista receptorów NMDA (kwas N-metylo-D- -asparaginowy) może brać udział w neurogenezie, a działając jako auto-, para- i endokrynny przekaźnik może regulować powstawanie neurosteroidów, takich jak dehydroepiandrosteron (DHEA) i pregnenolon [13,18].

Udział aminotransferazy asparaginianowej w metabolizmie

Unieczynnianie amoniaku w wątrobie

Wydaje się, że najlepiej znaną fizjologiczną funkcją AST jest dostarczenie L-Asp do cyklu mocznikowego. Zachodzący w hepatocytach okołowrotnych proces ma na celu wiązanie amoniaku pochodzącego z katabolizmu aminokwasów oraz nukleotydów. W reakcji katalizowanej przez syntetazę argininobursztynianową (ASS) L-Asp ulega kondensacji z cytruliną z wytworzeniem argininobursztynianu, który z udziałem liazy (ASL) jest rozszczepiany do Arg i L hydrolizowanej do ornityny i mocznika oraz fumaranu. Powstający fumaran jest przekształcany przez cytosolową izoformę hydratazy fumaranowej (FH) do jabł- czanu, który powraca do mitochondriów i jest substratem dehydrogenazy jabłczanowej (mMDH) (ryc. 2) [7,39,41].

W reakcji katalizowanej przez ten enzym powstaje szczawiooctan przekształcany przez AST2 do L-Asp. Potwierdzeniem udziału mitochondrialnej izoformy AST w dostarczeniu L-Asp dla ASS – cytoplazmatycznego enzymu cyklu mocznikowego są badania osób z wadami genetycznymi – cytrulinemią dorosłych typu 2 (CTNL2) oraz noworodkową cholestazą wewnątrzwątrobową (NICCD). Przyczyną obu chorób są mutacje w genie kodującym citrin (aralar 2-przenośnik L-Asp-L-Glu), transporter znajdujący się w wewnętrznej błonie mitochondriów wątroby i przenoszący L-Asp do cytoplazmy z jednoczesnym transportem L-Glu do mitochondriów [45]. Stwierdzono, że u chorych z CTNL2 zmniejsza się ilość białka ASS bez zmian ekspresji na poziomie genu i mRNA. Wskazuje to na funkcjonalne powiązanie transportera citrin z ASS [45]. Hiperamonemia jest jednym z typowych objawów cytrulinemii typu 2 [19]. Chorzy z tą wadą wykazują specyficzne preferencje żywieniowe. Nie unikają pokarmów wysokobiałkowych, co jest charakterystyczne dla innych wad genetycznych i stanów chorobowych przebiegających z hiperamonemią, spożywają dużo orzechów i roślin strączkowych – pokarmów zawierających białka bogate w L-Arg i L-Asp aminokwasy uczestniczące w cyklu mocznikowym. Stronią natomiast od alkoholu oraz pokarmów wysoko węglowodanowych wywołujących hiperamonemię i pogorszenie samopoczucia, a nawet encefalopatię i śpiączkę wątrobową [47]. Spo- żywanie tych pokarmów wpływa na zwiększenie proporcji NADH/NAD+, co zwiększa pobieranie szczawiooctanu przez cytoplazmatyczną izoformę dehydrogenazy jabłczanowej (cMDH) i wywołuje niedobór substratu AST1 do kompensacyjnej syntezy L-Asp [45,46].

Badania pacjentów z wrodzonym niedoborem mitochondrialnej karboksylazy pirogronianowej (PC) wskazują, że szczawiooctan zużywany przez AST2 do syntezy L-Asp powstaje także z pirogronianu. Poza typowymi objawami, takimi jak hipoglikemia, kwasica ketonowa i mleczanowa, występuje również u tych chorych łagodna hiperamonemia [1]. Niedobór PC objawia się głównie po posiłkach wysokobiałkowych (w okresie resorpcyjnym), kiedy wzrasta aktywność cyklu mocznikowego, a tym samym zapotrzebowanie na L-Asp. Nie bez znaczenia jest też to, że szczawiooctan jest związkiem nietrwałym i ulega spontanicznej dekarboksylacji do pirogronianu, a jego ponowne odtworzenie wymaga aktywności karboksylazy pirogronianowej. Dożylne podawanie wysokich dawek L-Asp i cytrynianu chorym z niedoborem PC prowadzi do ogólnoustrojowej poprawy metabolizmu, obniżając znacznie stężenie mleczanu i ciał ketonowych oraz normalizując stężenie aminokwasów we krwi [1,37].

Opisane zaburzenia metaboliczne wskazują, że to mitochondrialna izoforma AST2 stanowi główne źródło L-Asp dla cyklu mocznikowego. Jest to także potwierdzenie interpretacji diagnostycznej wskaźnika de Ritisa, w myśl której wzrost aktywności AST w surowicy krwi (zwiększenie wartości wskaźnika) świadczy o uszkodzeniu nie tylko błony, ale i organelli komórkowych, w tym mitochondriów.

Synteza puryn i pirymidyn

AST, dostarczając L-Asp odgrywa bardzo ważną rolę w syntezie zasad azotowych, zarówno purynowych jak i pirymidynowych. Związki te są składnikami nukleotydów niezbędnych do budowy kwasów nukleinowych oraz pełnią znaczącą rolę w metabolizmie i przekazywaniu sygnałów w komórce. Nukleotydy adeninowe wchodzą także w skład koenzymów, takich jak NAD+ , NADP+ , FAD, koenzym A. ATP i GTP stanowią główne źródło energii, cAMP i cGMP służą jako przekaźniki drugiego rzędu, a pochodne nukleotydów, takie jak UDP-glukoza, CDP-diacyloglicerol, CDP-cholina, S- -adenozylometionina są aktywnymi, wysokoenergetycznymi związkami pośrednimi w syntezie wielu związków [13]. Synteza zasad azotowych odbywa się przede wszystkim w cytosolu hepatocytów, choć większość narządów zawiera komplet enzymów niezbędnych do ich tworzenia. Obecnie uważa się, że oprócz cytosolowej AST1 do syntezy tych związków dawcą L-Asp może być również mitochondrialna izoforma AST2. Jest to możliwe dzięki obecności mitochondrialnych przenośników L-Asp-L-Glu (citrin w wątrobie, aralar w większości tkanek) [19,47].

Udział L-Asp w syntezie zasad purynowych polega na jego kondensacji ze związkiem pośrednim – rybonukleotydem 5-aminoimidazolo-4-karboksylowym, co powoduje wbudowanie pierwszego azotu (N-1) do tworzonego pierścienia purynowego. Ostateczny produkt biosyntezy nukleotydów purynowych – IMP (inozynomonofosforan) jest przekształcany do AMP odpowiednio w reakcji aminacji i utleniania. Dwuetapowa reakcja aminacji IMP wymaga udziału L-Asp [50].

L-Asp uczestniczy również w syntezie zasad pirymidynowych, gdzie w przeciwieństwie do syntezy pierścienia purynowego, jego cała cząsteczka jest wbudowana w pier- ścień. W wyniku kondensacji z karbamoilofosforanem powstaje N-karbamoiloasparaginian, który po cyklizacji, odwodorowaniu, przyłączeniu rybozofosforanu z PRPP i dekarboksylacji jest przekształcany w urydyno-5’-fosforan (UMP) – prekursor kolejnych nukleotydów pirymidynowych (UTP, CTP i dTMP) (ryc.3) [50].

Synteza L-argininy

Enzymy cytoplazmatyczne cyklu mocznikowego (ASS i ASL) występują także w wielu tkankach pozawątrobowych. Ich obecność umożliwia syntezę L-Arg z L-cytruliny, która powstaje w reakcji katalizowanej przez syntazę tlenku azotu (NOS) lub jest pobierana z krwi. L-cytrulina znajdująca się we krwi jest wyłącznie pochodzenia endogennego, gdyż jest aminokwasem niebiałkowym [14,23]. Jedynym miejscem jej syntezy de novo z L-Gln są komórki nabłonka jelita cienkiego (enterocyty), gdyż tylko w nich poza hepatocytami występują mitochondrialne enzymy cyklu mocznikowego. Stwierdzono, że narządem odpowiedzialnym za syntezę L-Arg na potrzeby całego organizmu są nerki, a pozostałe tkanki wytwarzają go głównie na własne potrzeby (cykl cytrulina-arginina). Rola AST w pozawątrobowej syntezie L-Arg polega, podobnie jak w cyklu mocznikowym, na dostarczeniu substratu dla ASS. Jednak u pacjentów z cytrulinemią typu II nie stwierdza się niedoboru L-Arg, gdyż w mitochondriach komórek kanalików nerkowych występuje inna izoforma przeno- śnika L-Asp – aralar1 [14,19,23,53].

Cykl nukleotydów purynowych

Przekształcanie IMP do AMP z udziałem L-Asp dostarczanego przez AST2 stanowi część obecnego w mięśniach i mózgu cyklu nukleotydów purynowych (CNP) (ryc. 3). W cyklu tym dochodzi do deaminacji AMP w wyniku czego powstaje cząsteczka amoniaku i IMP, a ponowne przeniesienie grupy aminowej z L-Asp odtwarza AMP i powoduje powstanie fumaranu [25,52]. CNP jest szczególnie ważny w pracującym mięśniu, gdzie odbywa się hydroliza wią- zania wysokoenergetycznego ATP (źródło energii) z wytworzeniem ADP i nieorganicznego fosforanu. Następnie, w odwracalnej reakcji katalizowanej przez kinazę adenylanową dwie cząsteczki ADP zostają przekształcone do ATP i AMP, który ponownie wchodzi do cyklu nukleotydów purynowych. Powstający w CNP amoniak alkalizuje środowisko, chroniąc pracujący mięsień przed kwasicą mleczanową, a fumaran uzupełnia cykl Krebsa (TCA), zwiększając tym samym syntezę ATP. Zatem źródłem szczawiooctanu może być TCA lub powstający z glukozy pirogronian [48,50]. Obecność cyklu purynowego w mó- zgu wydaje się mieć podobne znaczenie, jednak powstają- cy amoniak może służyć do syntezy L-Glu pełniącego rolę neuroprzekaźnika o działaniu pobudzającym.

Czółenko jabłczanowo-asparaginianowe

Obie izoformy AST stanowią ważny element czółenka jabłczanowo-asparaginianowego, którego celem jest transport do mitochondrium powstałych w procesie glikolizy równoważników redukcyjnych (NADH) [33,44]. AST1 dostarcza szczawiooctan, który z udziałem cMDH ulega redukcji do jabłczanu i transportuje protony do wnętrza mitochondrium. W macierzy mitochondrium dochodzi do odtworzenia NADH+ , gdyż jabłczan jest utleniany przez mMDH do szczawiooctanu, który w wyniku działania AST2 ulega transaminacji do L-Asp. Obecność mitochondrialnego transportera L-Asp-L-Glu (aralar1) umożliwia przeniesienie L-Asp do cytosolu, gdzie ulega transaminacji do szczawiooctanu wykorzystywanego w kolejnym cyklu (ryc. 4) [20,29,58]. Złożoność tego układu wynika z braku swoistych transporterów dla szczawiooctanu, który aby przejść przez wewnętrzną błonę mitochondrialną musi być przekształcony do jabłczanu lub L-Asp. Czółenko jabłczanowo-asparaginianowe jest szczególnie aktywne w tkankach o nasilonym metabolizmie, takich jak mięsień sercowy, mięśnie szkieletowe czy wą- troba. Niedobór aralaru zaburza transport L-Asp i wpływa niekorzystnie na funkcjonowanie czółenka [21,38].

Glukoneogeneza

Substratem w syntezie glukozy de novo jest szczawiooctan, który powstaje w wyniku mitochondrialnej karboksylacji pirogronianu pochodzącego głównie z mleczanu i L-alaniny. Szczawiooctan pochodzi także z cyklu Krebsa, będąc produktem metabolizmu aminokwasów glukogennych. Brak transporterów w błonie mitochondrialnej dla szczawiooctanu sprawia, że musi ulec przekształceniu w inny związek transportowany przez błonę mitochondrialną, a następnie zostać odtworzony w cytoplazmie jako substrat do glukoneogenezy.

W skład jednego z mechanizmów transportowych wchodzą obie izoformy AST oraz przenośnik citrin (wątroba) lub aralar (nerki) [23]. AST2 przekształca szczawiooctan w L-Asp, który jest transportowany z mitochondrium do cytoplazmy przez przenośnik citrin/aralar, a AST1 odtwarza szczawiooctan, który wchodzi w szlak glukoneogenezy. Wydaje się, że ten mechanizm transportu szczawiooctanu wykorzystywanego w glukoneogenezie nie jest wydajny zarówno w wątrobie, jak i nerkach. W obu narzą- dach odbiorcą L-Asp w cytoplazmie jest ASS; w wątrobie do cyklu mocznikowego, w nerkach do syntezy L-Arg. Obecność izoformy AST1 sugeruje, że L-Asp (aminokwas glukogenny) w wyniku reakcji transaminacji może być przekształcany do szczawiooctanu wykorzystywanego w syntezie glukozy de novo. Jednak biorąc pod uwagę niskie stężenie L-Asp we krwi oraz jego udział w cyklu mocznikowym i syntezie nukleotydów, wydaje się mało prawdopodobne, aby służył jako substrat do syntezy glukozy in vivo.

Gliceroneogeneza

Tordjman i wsp. wykazali, że AST1 uczestniczy w procesie gliceroneogenezy w tkance tłuszczowej [56]. Gliceroneogeneza jest słabo poznanym szlakiem, którego produktem końcowym jest glicerolo-3-fosforan syntetyzowany ze związków innych niż glicerol i glukoza. Ma szczególne znaczenie w okresie głodu, kiedy w wyniku wzmożonej lipolizy dochodzi do powstawanie dużych ilości wolnych kwasów tłuszczowych (WKT), których podwyższone stężenie we krwi może doprowadzić do insulinooporności i rozwoju cukrzycy typu 2. Syntetyzowany glicerolo-3-fosforan jest estryfikowany kwasami tłuszczowymi, co zapobiega przedostaniu się do krwi ich całkowitej puli. W szlak gliceroneogenezy są zaangażowane enzymy glukoneogenezy, a enzymem regulującym cały proces jest karboksykinaza fosfoenolopirogronianowa. Wydaje się, że poza mleczanem i pirogronianem substratem służącym do syntezy glicerolo-3-fosforanu może być L-Asp, który w wyniku reakcji transaminacji jest przekształcany do szczawiooctanu. Tordjmana i wsp. wykazali, że znakowany węglem L-Asp był wbudowywany do cząsteczki triacyloglicerolu w dojrzałych adipocytach, co wiązało się ze wzrostem aktywności AST1 [56]. Zaobserwowano również, że ekspresja mRNA AST1 i jej aktywność była stymulowana przez rozyglitazon [56]. Rozyglitazon jest lekiem stosowanym w cukrzycy typu 2, który pobudza adipogenezę i wychwyt kwasów tłuszczowych jedynie przez obwodową tkankę tłuszczową. Taki mechanizm działania zapobiega syntezie lipidów w trzewnej tkance tłuszczowej, a tym samym chroni przed rozwojem cukrzycy insulinoniezależnej. Indukowana rozyglitazonem AST1 dostarcza szczawiooctan, który po przekształceniu do glicerolo-3-fosforanu jest estryfikowany kwasami tłuszczowymi. Uzyskane przez autorów wyniki wskazują, że AST1 może być wykorzystana w leczeniu chorych z cukrzycą typu 2 [3,49]. Wydaje się jednak, że in vivo obie izoformy AST katalizują reakcję w kierunku tworzenia L-Asp, gdzie szczawiooctan jest substratem, a nie produktem. Świadczyć o tym mogą wartości Km oraz to, że L-Asp występuje w krwiobiegu w stosunkowo niskim stężeniu, a białko transportujące L-Asp do komórki ma większe powinowactwo do L-Glu, którego stężenie we krwi jest ponad 6-krotnie wyższe. Ponadto L-Asp jest niezbędny jako element czółenka jabłczanowo-asparaginianowego i jako substrat do syntezy nukleotydów, a wykorzystywany w syntezie glicerolo-3-fosforanu szczawiooctan może powstawać z udziałem enzymów cyklu Krebsa po przekształceniu innych glukogennych aminokwasów.

Szlak neuronowo-glejowy

Aminotransferaza asparaginianowa wraz z dehydrogenazą glutaminianową (GDH) są ważnymi enzymami zachodzącego w mózgu cyklu glutaminian-glutamina, nazywanego również szlakiem neuronowo-glejowym. W mózgu ssaków L-Glu pełni rolę neuroprzekaźnika pobudzającego, uwalnianego przez zakończenia synaptyczne [29]. Następnie L-Glu jest wychwytywany przez astrocyty, w których syntetaza glutaminowa przekształca go do L-Gln. Uwalniana L-Gln jest pobierana przez neurony i wykorzystana do resyntezy L-Glu, który może służyć jako substrat energetyczny, substrat do syntezy glutationu lub kwasu γ-aminomasłowego (GABA) [2]. Poza syntezą L-Gln, L-Glu pobierany przez astrocyty z przestrzeni synaptycznych może być utleniony w cyklu Krebsa lub służyć do biosyntezy białek i glutationu [33]. Liczne badania wykazały obecność AST i GDH w astrocytach i zakończeniach synaptycznych, jednak wciąż niewiele wiadomo na temat ich udziału w metabolizmie L-Gln i L-Glu [31,34]. Oprócz syntezy de novo z L-Glu, ważnym źródłem L-Gln w astrocytach jest krew. Pobrana z krwi L-Gln z udziałem umiejscowionej w mitochondriach glutaminazy ulega deamidacji do L-Glu, który może być substratem mitochondrialnych enzymów, takich jak AST2 i GDH. Oba enzymy są zdolne do syntezy α-ketoglutaranu, który następnie jest utleniany w cyklu Krebsa. Wykazano, że pochodzący z L-Gln tzw. endogenny L-Glu jest przede wszystkim metabolizowany z udziałem AST2 (umiejscowionej wraz z glutaminazą na wewnętrznej błonie mitochondrialnej), podczas gdy pobierany z przestrzeni synaptycznej tzw. egzogenny L-Glu jest utleniany z udziałem GDH. Ponadto wykazano, że astrocyty utleniają egzogenny L-Glu prawie dwa razy szybciej, co może mieć związek z ich fizjologiczną rolą, która polega przede wszystkim na usuwaniu nadmiaru L-Glu z przestrzeni synaptycznej i syntezie L-Gln, a nie jej degradacji. Szybsze utlenianie egzogennego L- -Glu w astrocytach może być spowodowane konkurencją o wiązanie do błony mitochondrialnej między AST a enzymem cyklu Krebsa – mMDH. Wykazano, że oba enzymy do pełnej aktywności wymagają związania z wewnętrzną błoną mitochondrialną, a ich jednoczesne przyłączenie jest niemożliwe [29,30,31]. Ponadto GDH jest aktywowana przez ADP, którego stężenie w komórce wzrasta, gdy poziom energii jest niski. Wzrost stężenia substratów energetycznych prowadzi do oddysocjowania mMDH i przy- łączenia AST2 w celu zwiększenia wydajności czółenka jabłczanowo-asparaginianowego [32,33].

Zakończenia synaptyczne są bogate w mitochondria i charakteryzują się intensywnym metabolizmem tlenowym i dużą aktywnością AST1 i AST2. W odróżnieniu od astrocytów w zakończeniach synaptycznych przekształcenie L-Gln w α-ketoglutaran i włączenie go w cykl Krebsa odbywa się przede wszystkim z udziałem GDH, a nie AST. Duże zapotrzebowanie na energię w zakończeniach synaptycznych wymaga dużej aktywności enzymów czó- łenka jabłczanowo-asparaginianowego, m.in. AST2, któ- re konkuruje o miejsce wiązania do wewnętrznej błony mitochondrialnej z dehydrogenazą glutaminianową, co wpływa na szybkość utleniania tkankowego.

Izoforma AST2 odgrywa także bardzo istotną rolę w stanach patologicznych mających podstawowe znaczenie dla przeżycia i funkcjonowania komórek nerwowych – hipoglikemii oraz stresu oksydacyjnego. Wynika to z unikalnej cechy tego enzymu, jest to bowiem jedyna aminotransferaza, dla której substratem i produktem są związki pośrednie cyklu Krebsa: szczawiooctan i α-ketoglutaran. Pozwala to na ominięcie reakcji na etapie od syntazy cytrynianowej do dehydrogenazy izocytrynianowej, a zatem włączania acetylo-CoA w cykl Krebsa.

Stwierdzono, że AST2 umożliwia przeżycie neuronów w stanie długotrwałej hipoglikemii, gdyż staje się wówczas enzymem zamykającym skrócony cykl Krebsa. Substratem energetycznym neuronów jest L-Gln przekształ- cana w L-Glu, a następnie α-ketoglutaran. Produktem końcowym tego szlaku analogicznego do glutaminolizy w komórkach szybko dzielących się jest L-Asp [51].

AST2 jest także enzymem, który przeciwdziała negatywnym skutkom stresu oksydacyjnego na metabolizm komó- rek nerwowych. Cis-akonitaza, enzym cyklu Krebsa zawierający kompleksy żelazowo-siarkowe (FE-S) jest podatny na hamujące działanie reaktywnych form tlenu powstających m.in. w wyniku reakcji oksydoredukcyjnych przebiegają cych w łańcuchu oddechowym [33]. Wykazano, że całkowite zahamowanie aktywności akonitazy przez nadtlenek wodoru nie zmniejszało istotnie podaży równoważników redukcyjnych (NADH) przenoszonych na łańcuch oddechowy. Enzymem zamykającym cykl Krebsa i utrzymującym jego funkcjonowanie jest AST2, a substratem energetycznym jest w tym przypadku również L-Gln [57]. Guidetti i wsp. wykazali, że AST2 jest zdolny do syntezy kwasu kinurenowego (kinurenianowego), który jako produkt degradacji tryptofanu jest antagonistą receptorów NMDA i α7 nikotynowych w mózgu. Kwas kinurenowy powstaje w wyniku nieodwracalnej transaminacji L-kinureniny, a wiążąc się z receptorami blokuje glutaminergiczne i cholinergiczne neuroprzekaźnictwo. Reakcja transaminacji jest katalizowana przez trzy róż- ne enzymy mające właściwości aminotransferaz kinurenianowych (KAT). Aminotransferaza glutaminy K ma aktywność KATI, aminotransferaza α-aminadypinianowa aktywność KATII, natomiast AST2 KATIII [16].

Glutaminoliza

Glutaminoliza jest głównym szlakiem przemian L-Gln w komórkach szybko dzielących, w tym nowotworowych, dostarczającym zarówno energii, jak i substratów (L-Asp, acetylo-CoA) do syntezy kwasów nukleinowych, białek i lipidów, a więc związków niezbędnych do proliferacji. Pierwotnie opisany „klasyczny” szlak glutaminolizy jest umiejscowiony w mitochondriach i przebiega z udziałem części enzymów cyklu Krebsa [8,61]. Polega na przekształ- ceniu L-Gln do L-Glu z udziałem glutaminazy. Następnie L-Glu jest przekształcany przez AST2 do α-ketoglutaranu, który ulega oksydacyjnej dekarboksylacji w cyklu Krebsa.

AST2 odgrywa w tym szlaku podwójną rolę, gdyż syntetyzuje zarówno związek pośredni (α-ketoglutaran), jak i produkt glutaminolizy (L-Asp) wykorzystywany po przeniesieniu do cytoplazmy do syntezy puryn i pirymidyn.

Niedawno w szybko dzielących się komórkach nowotworowych wykazano istnienie w cytoplazmie i mitochondrium alternatywnych dróg glutaminolizy, aktywnych w hipoksji powodującej hamowanie klasycznej glutaminolizy [35,62]. Istotą tych szlaków jest redukcyjna karboksylacja α-ketoglutaranu do izocytrynianu, przekształ- canego następnie do cytrynianu. Jest to zatem przebieg „pod prąd” reakcji cyklu Krebsa odbywających się z udzia- łem odpowiednio cytoplazmatycznych i mitochondrialnych izoform dehydrogenazy izocytrynianowej (IDH1, IDH2) i  cis-akonitazy (ACO1, ACO2). W  alternatywnej glutaminolizie mitochondrialnej AST2 działa analogicznie jak w szlaku klasycznym, dostarczając L-Asp oraz α-ketoglutaranu, który ulega redukcyjnej karboksylacji. AST1 odgrywa podwójną rolę w glutaminolizie cytoplazmatycznej: przekształca L-Glu do α-ketoglutaranu oraz syntetyzuje L-Asp ze szczawiooctanu powstałego z udzia- łem liazy ATP-cytrynianowej z cytrynianu powstającego zarówno w cytoplazmie, jak i mitochondriach (ryc.5). Izoformy AST, ze względu na pełnione funkcje w glutaminolizie oraz syntezie zasad azotowych, odgrywają istotną rolę w metabolizmie komórek nowotworowych. Stwierdzono, że wyciszenie genu Got1 powodowało zahamowanie proliferacji komórek raka sutka i trzustki.

Aminotransferaza asparaginianowa w raku piersi

Uważa się, że izoformy aminotransferazy asparaginianowej ze względu na pełnione funkcje w glutaminolizie oraz syntezie zasad azotowych odgrywają istotną rolę w metabolizmie komórek nowotworowych. Thornboug i wsp. donoszą, że zastosowanie aminooksyoctanu i oksamianu – związków, które są inhibitorami AST hamuje proliferację linii komórkowej raka piersi MDA-MB-231 [54]. Autorzy stwierdzili, że działanie antymetaboliczne badanych inhibitorów polega na upośledzeniu transportu elektronów do wnętrza mitochondrium, ponieważ AST jest elementem czółenka jabłczanowo-asparaginianowego, jednak może to być również wynik braku syntezy L-Asp. Jednocześnie zaobserwowali, że oksamian opisywany wcześniej jako inhibitor dehydrogenazy mleczanowej (LDH) nie hamuje jej aktywności, co wskazuje, że powstający w procesie glikolizy NADH jest regenerowany w cytosolu z wytworzeniem mleczanu. Istnieje wiele danych literaturowych opisujących nadekspresję LDH w komórkach nowotworowych [24]. Jest to związane ze zmienionym metabolizmem komórek nowotworowych, gdzie zaburzony zostaje transport równoważników redukcyjnych i działanie klasycznego czółenka jabłczanowo-asparaginianowego, a jedynym sposobem pozwalającym na odtworzenie NAD jest redukcja pirogronianu. W przeciwieństwie do komórek prawidłowych, w komórkach nowotworowych istotnym źródłem pirogronianu jest proces glutaminolizy, a nie glikolizy, której intermediaty są zużywane do syntezy seryny, glicyny, fragmentów jednowęglowych i fosfolipidów. Ponadto, ostatni enzym glikolizy – kinaza pirogronianowa w komórkach nowotworowych występuje w postaci nieaktywnej (dimerycznej) [54]. Prawdopodobną przyczyną zahamowania proliferacji komórek linii MDA-MB-231 na skutek inhibicji AST nie jest zablokowanie czółenka jabłczanowo-asparaginianowego, lecz brak syntezy L-Asp niezbędnego do powstania nukleotydów.

Podsumowanie

Aminotransferaza asparaginianowa (AST) jest powszechnie znanym enzymem wskaźnikowym stosowanym w diagnostyce chorób wątroby, serca oraz stanach zapalnych różnych narządów. AST uczestniczy w wielu ważnych procesach metabolicznych organizmu, takich jak cykl mocznikowy w wątrobie czy czółenko jabłczanowo-asparaginianowe w mięśniu sercowym. Jej udział w syntezie nukleotydów i tym samym w proliferacji szybko dzielących się komórek stawia ją w kręgu zainteresowania enzymów zaangażowanych w rozwój procesu nowotworowego. Przemawia za tym także udział AST w procesach glutaminolizy i syntezy argininy. Interesująca jest również rola tego enzymu w przeżywalności neuronów w stanie długotrwałej hipoglikemii oraz udział w szlaku neuronowo-glejowym, któ- rego zaburzenia mogą doprowadzić do zakłócenia syntezy neuroprzekaźników glutaminianu i GABA. Wieloraka funkcja metaboliczna aminotransferazy asparaginianowej wskazuje na możliwość wykorzystania jej do nowych celów zarówno diagnostycznych, jak i terapeutycznych.

References

• 1. Ahmad A., Kahler S.G., Kishnani P.S., Artigas-Lopez M., PappuA.S., Steiner R., Millington D.S., Van Hove J.L.: Treatment of pyruvatecarboxylase deficiency with high doses of citrate and aspartate. Am.J. Med. Genet., 1999; 87: 331-338
  Google Scholar
• 2. Bak L.K., Schousboe A., Waagepetersen H.S.: The glutamate/GABA-glutamine cycle: aspects of transport, neurotransmitter homeostasisand ammonia transfer. J. Neurochem., 2006; 98: 641-653
  Google Scholar
• 3. Bose T., Voruganti V.S., Tejero M.E., Proffit J.M., Cox L.A., Vande-Berg J.L., Mahaney M.C., Rogers J., Freeland-Graves J.H., Cole S.A.,Comuzzie A.G.: Identification of a QTL for adipocyte volume and ofshared genetic effects with aspartate aminotransferase. Biochem.Genet. 2010; 48: 538-547
  Google Scholar
• 4. Braunstein A.E., Kritzmann M.G.: Formation and breakdown ofamino-acids by inter-molecular transfer of amino group. Nature,1937; 140: 503-504
  Google Scholar
• 5. Brenda – enzyme database http://www.brenda-enzymes.org/(17.05.2014)
  Google Scholar
• 6. Cohen N.D., Beegen H., Utter M.F., Wrigley N.G.: A re-examinationof the electron microscopic appearance of pyruvate carboxylasefrom chicken liver. J. Biol. Chem., 1979; 254: 1740-1747
  Google Scholar
• 7. Crow K.E., Braggins T.J., Hardman M.J.: Human liver cytosolicmalate dehydrogenase: purification, kinetic properties, and role inethanol metabolism. Arch. Biochem. Biophys., 1983; 225: 621-629
  Google Scholar
• 8. DeBerardinis R.J., Mancuso A., Daikhin E., Nissim I., Yudkoff M.,Wehrli S., Thompson C.B.: Beyond aerobic glycolysis: transformedcells can engage in glutamine metabolism that exceeds the requirementfor protein and nucleotide synthesis. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 2007; 104: 19345-19350
  Google Scholar
• 9. Doonan S., Barra D., Bossa F.: Structural and genetic relationshipsbetween cytosolic and mitochondrial isoenzymes. Int. J. Biochem.,1984; 16: 1193-1199
  Google Scholar
• 10. Doyle J.M., Schinina M.E., Bossa F., Doonan S.: The amino acidsequence of cytosolic aspartate aminotransferase from human liver.Biochem. J., 1990; 270: 651-657
  Google Scholar
• 11. Dunlop D.S., Neidle A., McHale D., Dunlop D.M., Lajtha A.: Thepresence of free D-aspartic acid in rodents and man. Biochem. Biophys.Res. Commun., 1986; 141: 27-32
  Google Scholar
• 12. Ford G.C., Eichele G., Jansonius J.N.: Three-dimensional structureof a pyridoxal-phosphate-dependent enzyme, mitochondrial aspartateaminotransferase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1980; 77: 2559-2563
  Google Scholar
• 13. Furuchi T., Homma H.: Free D-aspartate in mammals. Biol.Pharm. Bull., 2005; 28: 1566-1570
  Google Scholar
• 14. Graboń W.: Arginina-podstawowy aminokwas w procesie nowotworzenia.Postępy Hig. Med. Dośw., 2006; 60: 483-489
  Google Scholar
• 15. Green D.E., Leloir L.F., Nocito V.: Transaminases. J. Biol. Chem.,1945; 161: 559-582
  Google Scholar
• 16. Guidetti P., Amori L., Sapko M.T., Okuno E., Schwarcz R.: Mitochondrialaspartate aminotransferase: a third kynurenate-producingenzyme in the mammalian brain. J. Neurochem., 2007; 102: 103-111
  Google Scholar
• 17. Hertz L., Kala G.: Energy metabolism in brain cells: effects of elevatedammonia concentrations. Metab. Brain Dis., 2007; 22: 199-218
  Google Scholar
• 18. Homma H.: Biochemistry of D-aspartate in mammalian cell.Amino Acids, 2007; 32: 3-11
  Google Scholar
• 19. Iijima M., Jalil A., Begum L., Yasuda T., Yamaguchi N., Li M.X.,Kawada N., Endou H., Kobayashi K., Saheki T.: Pathogenesis of adult onset type II citrullinemia caused by deficiency of citrin, a mitochondrialsolute carrier protein: tissue and subcellular localizationof citrin. Adv. Enzyme Regul., 2001; 41: 325-342
  Google Scholar
• 20. Indiveri C., Krämer R., Palmieri F.: Reconstitution of the malate/aspartate shuttle from mitochondria. J. Biol. Chem., 1987; 262:15979-15983
  Google Scholar
• 21. Jalil M.A., Begum L., Contreras L., Pardo B., Iijima M., Li M.X.,Ramos M., Marmol P., Horiuchi M., Shimotsu K., Nakagawa S., OkuboA., Sameshima M., Isashiki Y., Del Arco A., Kobayashi K., SatrústeguiJ., Saheki T.: Reduced N-acetylaspartate levels in mice lacking aralar,a brain- and muscle-type mitochondrial aspartate-glutamate carrier.J. Biol. Chem., 2005; 280: 31333-31339
  Google Scholar
• 22. Jenkins W.T., Yphantis D.A., Sizer Y.W.: Glutamic aspartic transaminase.I. Assay, purification, and general properties. J. Biol. Chem.,1959; 234: 51-57
  Google Scholar
• 23. Kobayashi K., Sinasac D.S., Iijima M., Boright A.P., Begum L.,Lee J.R., Yasuda T., Ikeda S., Hirano R., Terazono H., Crackower M.A.,Kondo I., Tsui L.C., Scherer S.W., Saheki T.: The gene mutated inadult-onset type II citrullinaemia encodes a putative mitochondrialcarrier protein. Nat. Genet., 1999; 22: 159-163
  Google Scholar
• 24. Koukourakis M.I., Giatromanolaki A., Sivridis E., Gatter K.C., HarrisA.L.; Tumor and Angiogenesis Research Group: Pyruvate dehydrogenaseand pyruvate dehydrogenase kinase expression in non smallcell lung cancer and tumor-associated stroma. Neoplasia, 2005; 7: 1-6
  Google Scholar
• 25. Kovacević Z., Jerance D., Brkljac O.: The role of glutamine oxidationand the purine nucleotide cycle for adaptation of tumourenergetics to the transition from the anaerobic to the aerobic state.Biochem. J., 1988; 252: 381-386
  Google Scholar
• 26. Lancha A.H. Jr., Recco M.B., Abdalla D.S., Curi R.: Effect of aspartate,asparagine, and carnitine supplementation in the diet on metabolismof skeletal muscle during a moderate exercise. Physiol.Behav., 1995; 57: 367-371
  Google Scholar
• 27. Leung F.Y., Henderson A.R.: Isolation and purification of aspartateaminotransferase isoenzymes from human liver by chromatographyand isoelectric focusing. Clin. Chem., 1981; 27: 232-238
  Google Scholar
• 28. Martinez M., Frank A., Diez-Tejedor E., Hernanz A.: Amino acidconcentrations in cerebrospinal fluid and serum in Alzheimer’s diseaseand vascular dementia. J. Neural Transm. Park. Dis. Dement.Sect., 1993; 6: 1-9
  Google Scholar
• 29. McKenna M.C.: The glutamate-glutamine cycle is not stoichiometric:fates of glutamate in brain. J. Neurosci. Res., 2007; 85: 3347-3358
  Google Scholar
• 30. McKenna M.C., Sonnewald U., Huang X., Stevenson J., Zielke H.R.:Exogenous glutamate concentration regulates the metabolic fate ofglutamate in astrocytes. J. Neurochem., 1996; 66: 386-393
  Google Scholar
• 31. McKenna M.C., Stevenson J.H., Huang X., Hopkins I.B.: Differentialdistribution of the enzymes glutamate dehydrogenase andaspartate aminotransferase in cortical synaptic mitochondria contributesto metabolic compartmentation in cortical synaptic terminals.Neurochem. Int., 2000; 37: 229-241
  Google Scholar
• 32. McKenna M.C., Tildon J.T., Stevenson J.H., Boatright R., Huang S.:Regulation of energy metabolism in synaptic terminals and culturedrat brain astrocytes: differences revealed using aminooxyacetate.Dev. Neurosci., 1993; 15: 320-329
  Google Scholar
• 33. McKenna M.C., Waagepetersen H.S., Schousboe A., SonnewaldU.: Neuronal and astrocytic shuttle mechanisms for cytosolic-mitochondrialtransfer of reducing equivalents: current evidence andpharmacological tools. Biochem. Pharmacol., 2006; 71: 399-407
  Google Scholar
• 34. Morán J., Rivera-Gaxiola M.: Effect of potassium and N-methyl–D-aspartate on the aspartate aminotransferase activity in culturedcerebellar granule cells. J. Neurosci. Res., 1992; 33: 239-247
  Google Scholar
• 35. Mullen A.R., Wheaton W.W., Jin E.S., Chen P.H., Sullivan L.B.,Cheng T., Yang Y., Linehan W.M., Chandel N.S., DeBerardinis R.J.:Reductive carboxylation supports growth in tumour cells with defective mitochondria. Nature, 2011; 481: 385-388
  Google Scholar
• 36. Ota N., Shi T., Sweedler J.V.: D-Aspartate acts as a signaling moleculein nervous and neuroendocrine systems. Amino Acids, 2012;43: 1873-1886
  Google Scholar
• 37. Palmieri L., Pardo B., Lasorsa F.M., del Arco A., Kobayashi K., IijimaM., Runswick M.J., Walker J.E., Saheki T., Satrústegui J., PalmieriF.: Citrin and aralar1 are Ca2+-stimulated aspartate/glutamate transportersin mitochondria. EMBO J., 2001; 20: 5060-5069
  Google Scholar
• 38. Pardo B., Rodrigues T.B., Contreras L., Garzón M., Llorente-FolchI., Kobayashi K., Saheki T., Cerdan S., Satrústegui J.: Brain glutaminesynthesis requires neuronal-born aspartate as amino donor for glialglutamate formation. J. Cereb. Blood Flow Metab., 2011; 31: 90-101
  Google Scholar
• 39. Pithukpakorn M., Wei M.H., Toure O., Steinbach P.J., Glenn G.M.,Zbar B., Linehan W.M., Toro J.R.: Fumarate hydratase enzyme activityin lymphoblastoid cells and fibroblasts of individuals in familieswith hereditary leiomyomatosis and renal cell cancer. J. Med.Genet., 2006; 43: 755-762
  Google Scholar
• 40. Pol S., Bousquet-Lemercier B., Pavé-Preux M., Bulle F., PassageE., Hanoune J., Mattei M.G., Barouki R.: Chromosomal localization ofhuman aspartate aminotransferase genes by in situ hybridization.Hum. Genet., 1989; 83: 159-164
  Google Scholar
• 41. Raimundo N., Ahtinen J., Fumić K., Barić I., Remes A.M., RenkonenR., Lapatto R., Suomalainen A.: Differential metabolic consequencesof fumarate hydratase and respiratory chain defects. Biochim.Biophys. Acta, 2008; 1782: 287-294
  Google Scholar
• 42. Rej R.: Measurement of aspartate aminotransferase activity:effects of oxamate. Clin. Chem., 1979; 25: 555-559
  Google Scholar
• 43. Rej R.: Aspartate aminotransferase activity and isoenzyme proportionsin human liver tissues. Clin. Chem., 1978; 24: 1971-1979
  Google Scholar
• 44. Rej R.: Measurement of aminotransferases. Part 1. Aspartateaminotransferase. Crit. Rev. Clin. Lab. Sci.., 1984; 21: 99-186
  Google Scholar
• 45. Saheki T., Kobayashi K.: Mitochondrial aspartate glutamatecarrier (citrin) deficiency as the cause of adult-onset type II citrullinemia(CTLN2) and idiopathic neonatal hepatitis (NICCD). J. Hum.Genet., 2002; 47: 333-341
  Google Scholar
• 46. Saheki T., Kobayashi K., Iijima M., Horiuchi M., Begum L., JalilM.A., Li M.X., Lu Y.B., Ushikai M., Tabata A., Moriyama M., Hsiao K.J.,Yang Y.: Adult-onset type II citrullinemia and idiopathic neonatalhepatitis caused by citrin deficiency: involvement of the aspartateglutamate carrier for urea synthesis and maintenance of the ureacycle. Mol. Genet. Metab., 2004; 81 (Suppl. 1): S20-S26
  Google Scholar
• 47. Saheki T., Kobayashi K., Terashi M., Ohura T., Yanagawa Y., OkanoY., Hattori T., Fujimoto H., Mutoh K., Kizaki Z., Inui A.: Reducedcarbohydrate intake in citrin-deficient subjects. J. Inherit. Metab.Dis., 2008; 31: 386-394
  Google Scholar
• 48. Sakai K., Homma H., Lee J.A., Fukushima T., Santa T., Tashiro K.,Iwatsubo T., Imai K.: D-aspartic acid localization during postnataldevelopment of rat adrenal gland. Biochem. Biophys. Res. Commun.,1997; 235: 433-436
  Google Scholar
• 49. Schell M.J., Cooper O.B., Snyder S.H.: D-Aspartate localizationsimply neuronal and neuroendocrine roles. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 1997; 94: 2013-2018
  Google Scholar
• 50. Schultz V., Lowenstein J.M.: Purine nucleotide cycle. Evidence forthe occurrence of the cycle in brain. J. Biol. Chem., 1976; 251: 485-492
  Google Scholar
• 51. Sutherland G.R., Tyson R.L., Auer R.N.: Truncation of the Krebscycle during hypoglycemic coma. Med. Chem., 2008; 4: 379-385
  Google Scholar
• 52. Szydłowska M.: Rodzina genów deaminazy AMP. Postępy Hig.Med. Dośw., 2005; 59: 503-509
  Google Scholar
• 53. Ścibior D., Czeczot H.: Arginina – metabolizm i funkcje w organizmieczłowieka. Postępy Hig. Med. Dośw., 2004; 58: 321-332
  Google Scholar
• 54. Thornburg J.M., Nelson K.K., Clem B.F., Lane A.N., Arumugam S., Simmons A., Eaton J.W., Telang S., Chesney J.: Targeting aspartateaminotransferase in breast cancer. Breast Cancer Res., 2008; 10: R84
  Google Scholar
• 55. Toney M.D.: Reaction specificity in pyridoxal phosphate enzymes.Arch. Biochem. Biophys., 2005; 433: 279-287
  Google Scholar
• 56. Tordjman J., Leroyer S., Chauvet G., Quette J., Chauvet C., TomkiewiczC., Chapron C., Barouki R., Forest C., Aggerbeck M., AntoineB.: Cytosolic aspartate aminotransferase, a new partner in adipocyteglyceroneogenesis and an atypical target of thiazolidinedione. J.Biol. Chem., 2007; 282: 23591-23602
  Google Scholar
• 57. Tretter L., Adam-Vizi V.: Inhibition of Krebs cycle enzymesby hydrogen peroxide: a key role of α-ketoglutarate dehydrogenasein limiting NADH production under oxidative stress J. Neurosci.,2000; 20: 8972-8979
  Google Scholar
• 58. Ugochukwu E., Pilka E., Cooper C., Bray J.E., Yue W.W., Muniz J.,Chaikuad A., Müller S., Lee W.H., Atienza-Herrero J., Marsden B.D.,Kavanagh K.L., Oppermann U.: GOT1 (Glutamate Oxaloacetate Transminase1). http://www.thesgc.org/sites/default/files/activeISee/GOT1A_3ii0_v1_372a/GOT1A_3ii0_v1_372a_index.html (11.12.2015
  Google Scholar
• 59. UniPort. http://www.uniprot.org/uniprot/P17174 (20.05.2014)
  Google Scholar
• 60. Vessal M., Taher M.: Partial purification and kinetic properties ofhuman placental cytosolic aspartate transaminase. Comp. Biochem.Physiol. B. Biochem. Mol. Biol., 1995; 110: 431-437
  Google Scholar
• 61. Wise D.R., DeBerardinis R.J., Mancuso A., Sayed N., ZhangX.Y., Pfeiffer H.K., Nissim I., Daikhin E., Yudkoff M., McMahon S.B.,Thompson C.B.: Myc regulates a transcriptional program that stimulatesmitochondrial glutaminolysis and leads to glutamine addiction.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 18782-18787
  Google Scholar
• 62. Wise D.R., Ward P.S., Shay J.E., Cross J.R., Gruber J.J., SachdevaU.M., Platt J.M., DeMatteo R.G., Simon M.C., Thompson C.B.: Hypoxiapromotes isocitrate dehydrogenase-dependent carboxylation ofα-ketoglutarate to citrate to support cell growth and viability. Proc.Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108: 19611-19616
  Google Scholar

Full text