Streszczenie

Serynowo-treoninowa kinaza białkowa Akt, będąca głównym przekaźnikiem sygnału w szlaku 3-kinazy fosfatydyloinozytolu (PI3K), odgrywa istotną rolę w regulacji procesów związanych ze wzrostem, metabolizmem, przeżyciem i proliferacją komórek. W komórkach ssaków wystę­pują trzy izoformy Akt (Akt1, Akt2 i Akt3), które są kodowane przez różne geny. Zwiększona ekspresja i aktywacja tej kinazy obserwowana w wielu nowotworach człowieka jest najczęściej związana z amplifikacją lub mutacją genów kodujących izoformy Akt, amplifikacją i aktywują­cą mutacją genu katalitycznej podjednostki PI3K oraz delecją lub mutacją genu fosfatazy fosfa­tydyloinozytolo-3,4,5-trisfosforanu – PTEN. Uważa się, że chociaż aktywność samej kinazy Akt nie jest zwykle wystarczająca do inicjowania procesu onkogenezy, to Akt przyczynia się do pro­gresji nowotworów przez hamowanie apoptozy, promowanie odpowiednich zmian w metaboli­zmie i proliferacji komórek oraz regulowanie ich zdolności do migracji i inwazji. Ostatnie badania wykazały, że w zależności od typu komórek, poszczególne izoformy Akt mogą mieć pozytywny lub negatywny wpływ na migrację i inwazję komórek nowotworowych. Akt jest włączona także w regulację procesu angiogenezy nowotworów.

Słowa kluczowe:nowotwory • kinaza Akt • metabolizm • apoptoza • proliferacja • metastaza • angiogeneza

Summary

The serine/threonine protein kinase Akt is a major transducer of the phosphoinositide 3-kinase pathway and plays a crucial role in regulation of cellular processes such as growth, metabolism, survival and proliferation. Mammalian cells are characterized by the expression of three diffe­rent Akt isoforms (Akt1, Akt2, Akt3), encoded by distinct genes. Increased expression and ac­tivation of Akt observed in many human cancers is usually caused by amplification or mutation of Akt genes, amplification and activating mutation of the catalytic subunit of PI3K or deletion and mutations of phosphatidylinositol-3,4,5-triphosphate phosphatase – PTEN. Although acti­vation of Akt alone is believed to be insufficient for tumorigenesis, it contributes to cancer pro­gression by inhibiting apoptosis, promoting changes in metabolism and proliferation of cells and regulating their migration and invasion capabilities. Recent studies have provided evidence that depending on the cell type each specific Akt isoform may play a positive or negative role in cell migration and invasion. Akt is also involved in regulation of tumor angiogenesis.

Key words:cancers • Akt kinase • metabolism • apoptosis • proliferation • metastasis • angiogenesis

Wykaz skrótów:

4E-BP1 – białko wiążące eukariotyczny czynnik translacji 4E; acinus – białko jądrowe indukujące kondensację chromatyny w przebiegu apoptozy; ACL – liaza ATP-cytrynianowa; AS160 – białko o masie 160 kDa, będące substratem dla Akt; ASK1 – kinaza 1 indukowana sygnałami apoptotycznymi; bFGF – zasadowy czynnik wzrostu fibroblastów; Chk1 – kinaza punktu kontrolnego fazy S; CREB – czynnik transkrypcyjny, białko regulujące ekspresję genów zależnych od cAMP; EGF – naskórkowy czynnik wzrostu; eIF4E – eukariotyczny czynnik inicjacyjny; EMT – przejście epitelialno-mezenchymalne; eNOS – śródbłonkowa syntaza tlenku azotu; FOXO – rodzina czynników transkrypcyjnych; GSK3 – 3 kinaza syntazy glikogenowej; HIF-1 – czynnik indukowany niedotlenieniem; Htra2/Omi – proteaza serynowa, odpowiada za proteolizę inhibitorów apoptozy IAP; IKK – kinaza inhibitora czynnika transkrypcyjnego NF-κB; JNK – kinaza białkowa fosforylująca N-koniec białka Jun; MAPK – kinaza białka aktywowanego przez mitogen; MDM2 – E3 ligaza ubikwitynowa; MLK3 – kinaza kinazy MAPK; mTOR – kinaza serynowo–treoninowa ssaków, której aktywność hamowana jest przez rapamycynę; mTORC1 – kompleks 1 kinazy mTOR, składający się z kinazy mTOR oraz białek raptor i mLST8/GβL; NK-κB – czynnik transkrypcyjny zidentyfikowany w limfocytach B zaangażowany w ekspresję łańcucha lekkiego typu kappa immunoglobulin; p21^Cip/WAF1 – inhibitor cyklinozależnych kinaz; p27^kip1 – inhibitor cyklinozależnych kinaz; PDK1 – kinaza 1 zależna od fosfatydyloinozytolu; PH – domena homologiczna do domeny plekstryny, oddziałująca z fosfatydyloinozytolofosforanami; PI3K – 3 kinaza fosfatydyloinozytolu; PI3KCA – domena kinazowa 3 kinazy fosfatydyloinozytolu; PIP2 – fosfatydyloinozytolo-4,5-bisfosforan; PIP3 – fosfatydyloinozytolo-3,4,5-trifosforan; PKB – kinaza białkowa B; PP2A – fosfataza białkowa 2A; PRAS40 – bogaty w prolinę substrat kinazy Akt o masie cząsteczkowej 40 kDa; PTEN – homolog fosfatazy i tensyny; RAF1 – kinaza kinazy MAPK; RTK – receptor o aktywności kinazy tyrozynowej; SAPK – szlak kinaz aktywowanych stresem; SEK1 – kinaza kinazy MAPK; SREBP – białka zależne od steroli wiążące sekwencję regulatorową; TSC2 – tuberyna, tworzy kompleks z hamartyną (TSC1), aktywujący GTP-azę Rheb; VEGF – czynnik wzrostu śródbłonka naczyniowego; WNK1 – kinaza białkowa pozbawiona lizyny w domenie kinazowej; YAP – koaktywator czynników transkrypcyjnych.

Wstęp

Serynowo-treoninowa kinaza Akt, zwana także kinazą biał­kową B (protein kinase B – PKB), została zidentyfikowana ponad dwadzieścia lat temu jako komórkowy homolog wi­rusowego onkogenu v-AKT [104]. Jednak funkcja tego biał­ka pozostawała tajemnicą jeszcze przez kilka następnych lat, aż do czasu kiedy stwierdzono, że Akt jest głównym efektorem 3-kinazy fosfatydyloinozytolu – PI3K (phospha­tidylinositol 3-kinase) i przyczynia się do przeżycia komó­rek pośrednicząc w ich odpowiedzi na działanie czynników wzrostu [24,32]. Prowadzone później intensywne badania wykazały, że Akt odpowiada za fosforylację wielu białek związanych z regulacją podstawowych procesów komórko­wych, takich jak transkrypcja, metabolizm, apoptoza, pro­liferacja czy migracja (tabela 1). Zaburzenia aktywacji Akt są obserwowane w wielu chorobach człowieka, a przede wszystkim w cukrzycy i nowotworach [14,25,75,121,123].

Tabela 1. Białka fosforylowane przez Akt

Kinaza Akt charakteryzuje się znaczną konserwatywnością struktury pierwszorzędowej. Sekwencje aminokwasowe Akt nicienia Caenorhabditis elegans i człowieka wykazują 60% identyczności. Natomiast Akt myszy, szczura i czło­wieka mają w 95% taki sam skład aminokwasowy [43]. U ssaków występują trzy izoformy kinazy Akt określane jako Akt1 (PKBα), Akt2 (PKBβ) i Akt3 (PKBγ) będące produktami ekspresji różnych genów [31,43,75]. Ponadto istnieje jeszcze kinaza Akt3-(γ1) stanowiąca produkt alter­natywnego składania mRNA dla Akt3 [43,75].

W warunkach fizjologicznych izoformy Akt1 i Akt2 wystę­pują w większości tkanek i narządów, podczas gdy ekspresja Akt3 jest ograniczona do mózgu, jąder, serca, nerek, płuc i mięśni szkieletowych [80,123]. Poszczególne izoformy Akt wydają się spełniać różne biologiczne funkcje o czym świadczą wyniki badań z wykorzystaniem transgenicznych myszy z inaktywacją określonych genów. Stwierdzono, że myszy pozbawione izoformy Akt1 charakteryzują się ma­łym rozmiarem, zaburzonym rozwojem narządów oraz większą podatnością komórek na apoptozę. Wskazuje to, że Akt1 odgrywa rolę w regulacji przeżycia komórek [12]. Natomiast brak Akt2 powoduje przede wszystkim zabu­rzenie przekazywania sygnału insuliny w wątrobie i mię­śniach szkieletowych, co prowadzi do insulinooporności i cukrzycy [38]. W przypadku myszy pozbawionych Akt3 zaburzenia są głównie natury neurologicznej i u zwierząt tych stwierdza się mniejszy rozmiar mózgu [26].

Struktura i mechanizm aktywacji kinazy Akt

Wszystkie trzy izoformy kinazy Akt mają podobną struk­turę. Składają się one z trzech funkcjonalnych domen, tj. N-terminalnej domeny PH (pleckstrin homology domain), centralnej domeny kinazowej i C-terminalnej domeny re­gulatorowej (ryc. 1) [31,43]. W tej ostatniej domenie znaj­duje się hydrofobowy motyw FxxF/Y-S/T-Y/F (x oznacza jakikolwiek aminokwas), który jest charakterystyczny dla wszystkich kinaz podrodziny AGC (PKA, PKG and PKC related kinases), do której należy Akt [43]. Fosforylacja seryny lub treoniny, znajdujących się w tym motywie jest niezbędna do pełnej aktywacji enzymów. W przypadku izoform Akt ssaków ten motyw jest identyczny – FPQFSY. Akt3-(γ1) powstająca w wyniku alternatywnego składa­nia mRNA nie zawiera tego motywu, a więc aktywacja tej kinazy przebiega w sposób niezależny od fosforyla­cji reszty seryny.

Ryc. 1. Struktura izoform Akt. Wszystkie trzy izoformy kinazy Akt składają się z N-terminalnej domeny PH (plekstrin homology) odpowiedzialnej za wiązanie fosfolipidu, centralnej domeny kinazowej i C-terminalnej hydrofobowej domeny regulatorowej. W domenie katalitycznej i C-terminalnej znajdują się reszty treoniny i seryny, których fosforylacja jest konieczna do aktywacji kinazy Akt. Akt3(γ1) jest wariantem izoformy Akt3 powstającym w wyniku alternatywnego składania mRNA

Kinaza Akt może być aktywowana w wyniku stymulowa­nia komórek insuliną, cytokinami i różnymi czynnikami wzrostu, np. PDGF (platelet derived growth factor), EGF (epidermal growth factor), bFGF (basic fibroblast growth factor), VEGF (vascular endothelial growth factor), HGF (hepatocyte growth factor) i IGF-1 (insulin-like growth fac­tor). Przyłączenie insuliny lub czynników wzrostu do re­ceptorów o charakterze kinaz tyrozynowych, przyczynia się do ich aktywacji w wyniku autofosforylacji i rekrutacji do błony komórkowej 3-kinazy fosfatydyloinozytolu (PI3K). PI3K przekształca fosfatydyloinozytolo-4,5-bisfosforan (PIP2) do fosfatydyloinozytolo-3,4,5-trisfosforanu (PIP3), a ten wpływa na aktywację kinazy Akt poprzez jej rekru­tację do błony komórkowej, a także rekrutację do błony kinazy PDK1 (phosphoinositide-dependent kinase 1), sta­nowiącej główny aktywator Akt (ryc. 2). Umiejscowienie przy błonie komórkowej obu kinaz jest możliwe ponieważ mają one domenę PH, która wykazuje duże powinowactwo do PIP3. PDK1 odpowiada za fosforylację odpowiedniej reszty treoniny znajdującej się w domenie kinazowej Akt [31,43,59]. W przypadku izoformy Akt1 jest to treonina w pozycji 308 (ryc. 1). Pełna aktywacja kinazy Akt wy­maga również fosforylacji reszty seryny 473. występującej w obrębie hydrofobowego motywu domeny C-terminalnej. Uważa się, że fosforylacja tych dwóch reszt jest niezależna od siebie. Nadal nie ma pewności, która kinaza odpowiada za fosforylację seryny w domenie regulatorowej. Sugeruje się, że zaangażowane w ten proces mogą być: kinazy PDK1 lub PDK2, ILK (integrin-linked kinase), MAPKAP 2-ki­naza (MAPK-activated protein kinase 2), kinaza białkowa C bII, mTORC2 (mTOR (mammalian target of rapamy­cin) complex 2) lub fosforylacja zachodzi autokatalitycz­nie [31,43,74,75,114].

Ryc. 2. Aktywacja kinazy Akt. Zaktywowany przez przyłączenie liganda receptor o aktywności kinazy tyrozynowej powoduje aktywację 3-kinazy fosfatydyloinozytolu (PI3K), która przekształca fosfatydyloinozytolo 4,5-difosforan (PIP2) do fosfatydyloinozytolo-3,4,5-trifosforanu (PIP3). PIP3 przyczynia się do rekrutacji kinazy Akt do błony komórkowej, gdzie ulega aktywacji na skutek fosforylacji reszty treoniny i seryny. Aktywna Akt bierze udział w procesach związanych ze wzrostem, przeżyciem, metabolizmem, proliferacją i migracją komórek. PDK1 – kinaza 1 zależna od fosfatydyloinozytolu, PP2A – fosfataza białkowa 2A

Aktywność Akt wnowotworach

Zwiększoną ekspresję i aktywację Akt stwierdza się w wie­lu nowotworach człowieka. Amplifikację genów Akt wy­kazano w przypadku glejaka, raków głowy i szyi, żołąd­ka, trzustki, jajników, prostaty i sutka [14,80]. W wielu różnych nowotworach obserwuje się zwiększoną ekspre­sję izoformy Akt2. Akt1 występuje przede wszystkim w nowotworach przewodu pokarmowego, prostaty, sut­ka i jajników. Ekspresja Akt3 w przypadku nowotworów, podobnie jak w tkankach prawidłowych, jest znacznie ograniczona. Nadekspresję tej kinazy stwierdzono tylko w raku prostaty opornym na hormonoterapię, czerniaku i raku sutka [14,80]. W literaturze biochemicznej niewiele jest danych dotyczących somatycznych mutacji genów ko­dujących izoformy Akt [103]. Niedawno jednak Carpten i wsp. [10] stwierdzili taką mutację w genie Akt1 w raku sutka, jelita grubego i jajnika. Rezultatem tej mutacji jest zamiana występującego w pozycji 17 kwasu glutamino­wego na lizynę. Mutacja ta sprawia, że Akt1 umiejsca­wia się przy błonie komórkowej, dzięki czemu jest kon­stytutywnie aktywna. Podobnej mutacji nie stwierdzono dla Akt2 i Akt3.

Zwiększona aktywność Akt w nowotworach może wyni­kać również z amplifikacji genu PI3K, utraty aktywności fosfatazy PTEN (phosphatase and tensin homolog dele­ted on chromosom ten) i aktywacji lub mutacji kinaz re­ceptorowych oraz onkogenów [16]. Aktywująca mutacja genu kodującego katalityczną podjednostkę kinazy PI3K – PI3KCA, jest obserwowana w glejaku, ostrej białaczce szpikowej oraz rakach jelita grubego, żołądka, sutka, płuc, jajników, wątroby i tarczycy [55]. Amplifikacja i nade­kspresja PI3KCA została stwierdzona w nowotworach szyi, żołądka, jajników i sutka. Supresor nowotworów PTEN, będący fosfatazą fosfatydylo-3,4,5-trisfosforanu odłącza­jącą resztę fosforanową z pozycji 3, ulega często mutacji w przypadku glejaka, czerniaka oraz raka żołądka, jajni­ków, nerek, sutka i płuc. Wynikająca z przedstawionych wyżej mechanizmów podwyższona aktywność Akt jest przeważnie skorelowana z progresją nowotworu i ze zły­mi rokowaniami [16].

Chociaż uważa się, że aktywacja samej kinazy Akt nie jest zwykle wystarczająca do wystąpienia onkogenezy, to odgrywa ona istotną rolę w progresji nowotworów, ponie­waż zapobiega apoptozie, promuje zmiany w metaboli­zmie komórki nowotworowej oraz reguluje procesy zwią­zane z proliferacją i migracją komórek [31].

Rola kinazy Akt wmetabolizmie komórek nowotworowych

Cechą charakterystyczną metabolizmu komórek nowo­tworowych jest zwiększone zapotrzebowanie na glukozę oraz nasilenie procesu glikolizy [121]. Komórki prawidło­we w warunkach tlenowych całkowicie utleniają glukozę do dwutlenku węgla i wody w wyniku połączenia trzech procesów: zachodzącej w cytoplazmie glikolizy oraz cyklu kwasu cytrynowego i oksydacyjnej fosforylacji – proce­sów przebiegających w mitochondriach. Następstwem po­łączenia tych procesów jest uzyskanie maksymalnej ilości energii w postaci około 30 cząsteczek ATP z 1 cząstecz­ki glukozy. W przypadku niewystarczającej ilości tlenu, komórki wykorzystują mniej korzystną energetycznie gli­kolizę beztlenową, której końcowym produktem jest mle­czan, a zysk energetyczny to 2 cząsteczki ATP z 1 cząstecz­ki glukozy. W przeciwieństwie do komórek prawidłowych, komórki nowotworowe opierają swój metabolizm na mniej efektywnej beztlenowej glikolizie, nawet w obecności do­statecznej ilości tlenu. Zjawisko to po raz pierwszy zaob­serwował ponad 70 lat temu Warburg [121]. Konieczność pokrycia znacznego zapotrzebowania energetycznego zmu­sza komórki nowotworowe do nasilenia procesu glikolizy. Stwierdzono, że w komórkach nowotworowych obrót gli­kolityczny jest ponad 20-30-krotnie większy niż w komór­kach prawidłowych [35]. Wyniki wielu badań wskazują, że istotną rolę w zmienionym metabolizmie komórek no­wotworowych odgrywa kinaza Akt.

Nasilenie procesu glikolizy możliwe jest m.in. dzięki zwięk­szonemu transportowi glukozy do komórki. Przechodzenie glukozy przez błonę komórkową odbywa się z udziałem białek z rodziny transporterów glukozy określanych jako Glut [115]. W tkankach insulinozależnych, np. mięśniach szkieletowych i tkance tłuszczowej w transporcie glukozy uczestniczy przede wszystkim Glut4, który zmagazynowa­ny w pęcherzykach znajdujących się w cytoplazmie, ulega szybkiej translokacji do błony komórkowej w następstwie stymulacji komórek insuliną [113]. Akt pośrednio wpływa na transport Glut4 do powierzchni komórki przez fosfo­rylację białka AS160 (Akt substrate 160 kDa) na resztach seryny 588. i treoniny 642. Białko AS160 określane także jako TBC1D4 (TBC domain family member 4), aktywuje GTP-azę Rab (małe białko G) zaangażowaną w transloka­cję Glut4. Zahamowanie aktywności AS160 przez fosfory­lację sprawia, że GTP-aza Rab pozostaje połączona z GTP i może promować przemieszczanie się pęcherzyków do po­wierzchni komórki [27,63,122].

W większości typów komórek za transport glukozy odpo­wiada głównie Glut1. Ekspresja tego transportera jest zna­cząco zwiększona w komórkach nowotworowych w porów­naniu z prawidłowymi [121]. Sugeruje się, że Akt pośrednio wpływa na ekspresję Glut1 dzięki aktywacji kinazy mTOR (mammalian target of rapamycin) [128]. Aktywacja szla­ku PI3K/Akt przez insulinę lub czynniki wzrostu prowa­dzi do fosforylacji przez Akt, a co za tym idzie inaktywa­cji białka TSC2 (tuberous sclerosis complex 2), które jest białkiem aktywującym GTP-azę Rheb. Białko Rheb po­zostaje połączone z GTP i aktywuje mTOR [54,74,128]. Aktywna kinaza mTOR reguluje syntezę białka przez fos­forylację kinazy p70S6 i regulację eukariotycznego czynni­ka inicjacyjnego eIF-4F. Kinaza Akt przez aktywację szla­ku mTOR zwiększa więc ekspresję swoistych białek [128]. Jednym z głównych czynników odpowiedzialnych za nade­kspresję Glut1 w nowotworach jest czynnik transkrypcyj­ny indukowany przez niedotlenienie – HIF-1 (hypoxia-in­ducible factor-1). HIF-1 jest heterodimerem składającym się z podjednostki HIF-1β ulegającej konstytutywnej eks­presji oraz podjednostki HIF-1α, której ilość w komórce jest regulowana i zależy od obecności tlenu w środowisku. Istnieją pewne kontrowersje dotyczące udziału Akt w re­gulacji ekspresji i aktywności tego czynnika. Wyniki wie­lu badań sugerują, że aktywacja szlaku PI3K/Akt powodu­je wzrost ekspresji HIF-1α przez szlak z udziałem kinazy mTOR [50,124]. Inne z kolei wskazują, że Akt może po­wodować wzrost ekspresji HIF-1a w sposób niezależny od mTOR [86]. Chociaż większość doniesień potwierdza bezpośrednią korelację między wzrostem aktywności Akt a aktywnością HIF-1α, wydaje się, że wpływ Akt na eks­presję HIF-1α jest zależny od typu komórki [98].

Oprócz udziału w regulacji procesów związanych z trans­portem glukozy Akt uczestniczy także w regulacji ekspre­sji na powierzchni komórki transporterów dla innych sub­stancji, np. aminokwasów, w sposób zależny od mTORC1. Jednak mechanizm tego procesu nie jest znany [74].

Po wniknięciu do komórki glukoza jest przekształcana w glukozo-6-fosforan w wyniku działania heksokinaz. Stymulacja komórki przez czynniki wzrostu i aktywacja szlaku PI3K/Akt, przyczynia się do lokalizacji izoform heksokinazy HKI i HKII na zewnętrznej błonie mitochon­drialnej [89,90]. Połączenie heksokinaz z mitochondriami może być także wywołane przez konstytutywnie aktywną mirystylowaną Akt (myr-Akt) [73]. Mitochondrialne umiej­scowienie heksokinaz jest związane ze zwiększeniem fos­forylacji glukozy, zahamowaniem apoptozy i utrzymaniem potencjału błony mitochondrialnej [89,90].

Glukozo-6-fosforan może być katabolizowany w proce­sie glikolizy lub przekształcany w glikogen. W obu przy­padkach Akt odgrywa istotną rolę. Aktywacja Akt powo­duje nasilenie procesu glikolizy, co prawdopodobnie jest związane z wpływem czynnika HIF-1α na ekspresję en­zymów glikolitycznych [28,71]. Akt pośrednio aktywuje fosfofruktokinazę 1 – PFK1 (phosphofructokinase 1), en­zym kontrolujący szybkość glikolizy, przez bezpośrednią fosforylację i aktywację fosfofruktokinazy 2 (PFK2), któ­rej głównym produktem jest fruktozo-2,6-bifosforan, sta­nowiący alosteryczny aktywator PFK1 [90] (ryc. 3).

Ryc. 3. Udział kinazy Akt w metabolizmie komórek nowotworowych. Akt wpływa na: 1) zwiększenie liczby transporterów glukozy w błonie komórkowej; 2) ekspresję HIF-1α (który w warunkach niedotlenienia indukuje ekspresję Glut1, heksokinazy i dehydrogenazy mleczanowej); 3) aktywację fosfofruktokinazy 2, której produkt fruktozo-2,6-bifosforan jest aktywatorem fosfofruktokinazy 1; 4) umiejscowienie heksokinaz przy błonie mitochondrialnej; 5) aktywację liazy ATP-cytrynianowej (opracowano na podstawie [89] – zmodyfikowano)

Kinaza Akt promuje syntezę glikogenu, zwłaszcza w mię­śniach i wątrobie, przez inaktywację 3-kinazy syntazy gli­kogenowej (GSK3). Fosforylowana GSK3 nie może ha­mować aktywności syntazy glikogenowej [74]. Akt, przez fosforylację GSK3, reguluje również metabolizm lipidów. Nieaktywna kinaza GSK3 nie może fosforylować i co się z tym wiąże, wyznaczać do degradacji proteolitycznej bia­łek SREBP (sterol regulatory element binding protein), bę­dących czynnikami transkrypcyjnymi odpowiedzialnymi za aktywację genów kodujących białka włączone w biosynte­zę cholesterolu i kwasów tłuszczowych [105].

Akt bezpośrednio fosforyluje i przez to aktywuje liazę ATP-cytrynianową – ACL (ATP citrate lyase), która jest głównym enzymem łączącym metabolizm glukozy z syn­tezą lipidów [6,8,121]. Nasilone wychwytywanie gluko­zy i zwiększony obrót glikolityczny powodują, że dużo pirogronianu wchodzi do mitochondriów, gdzie ulega przekształceniu w cytrynian, który następnie jest trans­portowany do cytosolu poprzez nośnik anionów trikarbok­sylanowych. W cytosolu ACL powoduje jego przekształ­cenie do acetylo-CoA, stanowiącego prekursor syntezy kwasów tłuszczowych i cholesterolu. Ekspresja i akty­wacja Akt wzmacnia syntezę de novo kwasów tłuszczo­wych z glukozy. Hamowanie szlaku PI3K/Akt zwiększa β-oksydację (katabolizm) kwasów tłuszczowych. Natomiast ekspresja myr-Akt1 hamuje β-oksydację przez redukowa­nie ekspresji palmitylotransferazy karnitynowej – podsta­wowego enzymu, który bierze udział w transportowaniu kwasów tłuszczowych do mitochondriów, gdzie zachodzi β-oksydacja [19,121].

Podsumowując, aktywacja Akt przyczynia się do zmiany metabolizmu komórki nowotworowej przez zwiększenie wychwytywania glukozy, stymulację aktywności hekso­kinaz, nasilenie glikolizy, supresję β-oksydacji i stymula­cję syntezy kwasów tłuszczowych. Takie zmiany pozwa­lają na zabezpieczenie jej potrzeb energetycznych oraz skierowują metaboliczne prekursory na szlak biosyntezy lipidów niezbędnych do wytwarzania błon w szybko dzie­lących się komórkach (ryc. 3).

Akt a proces apoptozy

Rola Akt w promowaniu przeżycia komórki znana była dużo wcześniej zanim zidentyfikowano substraty Akt, które uczest­niczą w regulacji procesu apoptozy. Obecnie wiadomo, że Akt może wpływać na apoptozę zarówno w sposób bezpo­średni, jak i pośredni. Bezpośredni wpływ jest związany z fosforylacją proapoptotycznych białek, na skutek czego dochodzi do ich inaktywacji, degradacji lub zmiany lokali­zacji. Natomiast pośrednio Akt wpływa na apoptozę głównie przez fosforylację czynników transkrypcyjnych modulują­cych, w odpowiedzi na działanie czynników apoptotycznych, transkrypcję niektórych genów związanych z apoptozą [83].

Białka rodziny Bcl-2

Jednym z białek fosforylowanych przez Akt jest proapop­totyczne białko Bad należące do rodziny Bcl-2 [18,20,43]. Białko Bad łączy się z białkiem antyapoptotycznym Bcl-X_L i indukuje śmierć komórki, prawdopodobnie przez hamowa­nie zdolności Bcl-X_L do blokowania uwalniania cytochro­mu c z mitochondriów do cytoplazmy [18,43]. Fosforylacja białka Bad na serynie 136 powoduje jego oddysocjowa­nie od Bcl-X_L i związanie z białkiem adaptorowym 14-3-3, w rezultacie czego białko Bad jest zatrzymywane w cy­toplazmie. Innym białkiem należącym do rodziny Bcl-2 i regulowanym przez Akt jest białko Bax, które promuje apoptozę wpływając na przepuszczalność błony mitochon­drialnej. Wykazano, że Bax jest fosforylowane przez Akt w pobliżu C-końca na serynie 184, co powoduje ograni­czenie śmierci neutrofilów [25,37]. Ponadto kinaza GSK-3 fosforyluje serynę 163 białka Bax i ta modyfikacja pro­muje translokację Bax do mitochondriów [69]. Aktywność kinazy GSK-3 jest hamowana przez fosforylację dokony­waną przez Akt. Wydaje się więc, że Akt może wpływać na apoptotyczną aktywność Bax w dwojaki sposób: bezpo­średnio przez fosforylację seryny 184 oraz pośrednio przez hamowanie aktywności GSK-3 [25]. Inaktywacja przez Akt kinazy GSK3 przyczynia się także do zwiększenia stabil­ności białka antyapoptotycznego Mcl-1. GSK3 promuje w komórkach apoptozę po usunięciu interleukiny 3 przez fosforylację Mcl-1. Konsekwencją fosforylacji Mcl-1 jest jego zwiększona ubikwitynacja, a następnie degradacja przez proteasomy. Zmniejszenie ilości Mcl-1 przyczynia się do uwalniania cytochromu c z mitochondriów do cy­toplazmy i aktywacji procesu apoptozy [76].

Kaspaza 9

Kaspaza 9, podobnie jak inne kaspazy, będące protezami cysteinowymi, syntetyzowana jest w postaci nieaktywnego proenzymu – prokaspazy 9. Podczas apoptozy uwalniany z mitochondriów do cytoplazmy cytochrom c wiąże się z Apaf-1 (apoptotic protease activating factor-1) i przy­czynia się do aktywacji prokaspazy 9. Aktywna kaspaza 9, jako kaspaza inicjatorowa, powoduje proteolityczne cię­cie i w rezultacie aktywację kaspaz wykonawczych 3 i 7, które z kolei degradują wiele białek jądrowych i cytopla­zmatycznych. Stwierdzono, że Akt fosforyluje prokaspa­zę 9 na serynie 196, a modyfikacja ta hamuje jej proteoli­tyczne dojrzewanie i zatrzymuje dalsze procesy [9,74,83].

Htra2/Omi

Serynowa proteaza Htra2/Omi jest syntetyzowana w po­staci prekursora zlokalizowanego w mitochondriach. Po stymulacji apoptozy enzym ten ulega proteolitycznemu dojrzewaniu przez usunięcie N-terminalnej części i jest uwalniany do cytoplazmy. Htra2/Omi indukuje apopto­zę przez proteolizę białek z rodziny inhibitorów apoptozy IAP (inhibitor of apoptotic protein), które wiążą i hamu­ją kaspazy 3, 7 i 9. Kinaza Akt fosforyluje Htra2/Omi na serynie 212, co osłabia aktywność proteolityczną tego en­zymu i hamuje jego proapoptotyczną funkcję oraz uwal­nianie z mitochondriów do cytoplazmy [116].

AIF

Czynnik indukujący apoptozę AIF (apoptosis inducing factor) jest białkiem o funkcji oksydoreduktazy, umiej­scowionym w przestrzeni międzybłonowej mitochondriów. Białko to jest uwalniane do cytosolu po indukcji apopto­zy, a następnie przechodzi do jądra komórkowego, gdzie przyczynia się do kondensacji chromatyny i fragmentacji DNA, co prowadzi do śmierci komórki. Niedawno stwier­dzono, że Akt blokuje indukowaną ceramidem apopto­zę neuronów przez hamowanie translokacji AIF do jądra [62]. Mechanizm tego procesu nie jest do końca poznany, ale wydaje się, że AIF może być ważnym substratem Akt związanym z apoptozą.

Acinus

Acinus (apoptotic chromatin condensation inducer in the nucleus) jest jądrowym proapoptotycznym białkiem akty­wowanym przez kaspazy i włączonym w kondensację chro­matyny. Akt fosforyluje to białko na serynach 422 i 573 [47], a modyfikacja ta przyczynia się do jego oporności na działanie kaspaz i hamuje kondensację chromatyny.

Szlak SAPK

Kinaza Akt odgrywa także ważną rolę w regulacji szlaku SAPK (stress-activated protein kinase), który jest związa­ny z odpowiedzią komórki na stres i cytokiny. W szlaku tym uczestniczą kinazy JNK i p38, należące do rodziny ki­naz białek aktywowanych mitogenem (MAPK) (mitogen-activated protein kinase) [83]. Jedną z konsekwencji akty­wacji szlaku SAPK jest promowanie apoptozy. Stwierdzono, że Akt może fosforylować trzy kinazy związane z tym szla­kiem. ASK1 (apoptosis signal regulating kinase 1) jest ki­nazą MKKK (MAP kinase kinase kinase), która wchodzi w interakcje z Akt i ulega przez nią fosforylacji na serynie 83, w wyniku czego szlak SAPK i apoptoza indukowana przez ASK1 są hamowane. Akt fosforyluje także serynę 674 kinazy MKKK – MLK3 (mixed lineage kinase 3) oraz serynę 78 kinazy SEK1/MKKK4, co powoduje ich inak­tywację i promuje przeżycie komórki [83].

NF-κB

Czynnik transkrypcyjny NF-κB promuje przeżycie ko­mórek, indukując transkrypcję genów kodujących biał­ka związane z przeciwdziałaniem apoptozie, na przykład inhibitory kaspaz c-IAP1 oraz c-IAP2. Przyłączenie do NF-κB inhibitora I-κB powoduje zatrzymanie tego czyn­nika w cytoplazmie i uniemożliwia jego udział w trans­krypcji. Fosforylacja I-κB przez kinazę IKK (I-κB kina­se) przyczynia się do degradacji inhibitora i NF-κB może bez przeszkód przemieszczać się do jądra aby indukować transkrypcję. W komórkach stymulowanych PDGF, Akt przejściowo łączy się z kinazą IKK i aktywuje ją [2,91].

Czynniki transkrypcyjne rodziny FOXO

Akt hamuje ekspresję białek rodziny Bcl-2 zawierających tylko domenę BH3, regulując czynniki transkrypcyjne z ro­dziny FOXO (forkhead box O transcription factors) [33]. Akt fosforyluje FOXO1 na treoninie 24, serynie 256 i se­rynie 319 oraz FOXO3a i FOXO4 w analogicznych miej­scach. Fosforylacja białek FOXO znajdujących się w ją­drze komórkowym sprawia, że wiążą się one z białkiem 14-3-3, są eksportowane z jądra i zatrzymywane w cyto­plazmie. Akt blokuje przez ten mechanizm odbywającą się z udziałem FOXO transkrypcję genów promujących apop­tozę i zatrzymanie cyklu komórkowego [33,74]. Ważnym celem czynników FOXO jest gen kodujący proapoptotycz­ne białko Bim, które po usunięciu cytokin, przyczynia się do śmierci komórek hematopoetycznych [33,74].

MDM2

Kinaza Akt promuje także przeżycie komórek przez fosfo­rylację i aktywację białka MDM2 (murine double minute 2; u człowieka HDM2), będącego E3 ligazą ubikwityno­wą [41]. MDM2 kontroluje poziom białka supresorowego p53 [65]. Akt fosforyluje MDM2 na serynach 166 i 186, co wzmacnia jego aktywność i prawdopodobnie promuje translokację do jądra komórkowego, gdzie wiąże się ono z p53. MDM2 przyłącza do białka p53 ubikwitynę, wyzna­czając je w ten sposób do degradacji proteolitycznej [77].

YAP

Białko YAP (Yes-associated protein) jest także substratem Akt. Fosforylacja YAP na serynie 127 powoduje jego wią­zanie z białkiem 14-3-3 w cytoplazmie, w rezultacie czego YAP nie może ulegać translokacji do jądra komórkowego i działać jako koaktywator czynników transkrypcyjnych np. p73. Akt hamuje zdolność YAP do promowania pośredni­czonej przez p73 transkrypcji genów proapoptotycznych białek, takich jak Bax [5,23].

Udział Akt wproliferacji komórek

Cykl komórkowy jest ściśle kontrolowanym procesem, któ­rego prawidłowy przebieg zależy od właściwej regulacji aktywności cyklinozależnych kinaz – Cdk (cyklin-depen­dent kinase). Akt promuje proliferację komórek wpływając na postęp cyklu komórkowego, m.in. przez fosforylację oraz redukcję ekspresji inhibitorów cyklinozależnych ki­naz. Akt fosforyluje inhibitor p27^kip1, który odgrywa głów­ną rolę w regulacji kompleksów Cdk/cyklina. Fosforylacja treoniny 157 białka p27^kip1 powoduje jego zatrzymanie w cy­toplazmie przez związanie z białkiem 14-3-3 [67,97,100]. Uniemożliwienie przemieszczania się p27^kip1 do jądra ko­mórkowego osłabia jego działanie jako inhibitora postę­pu cyklu komórkowego. Akt ogranicza także ekspresję p27^kip1 przez fosforylację i hamowanie czynników trans­krypcyjnych z rodziny FOXO [78]. Stwierdzono również, że Akt podobnie jak w przypadku p27^kip1, przyczynia się do zatrzymanie w cytoplazmie p21^Cip1/WAF1 przez fosfory­lację jego treoniny 145. [125]. Interesującym jest, że taki wpływ na p21^Cip1/WAF1 wykazuje tylko izoforma Akt1 [45]. W przeciwieństwie do tego, Akt2 wydaje się wiązać i sta­bilizować p21^Cip1/WAF1, co wpływa na zatrzymanie progre­sji cyklu komórkowego. Akt może także ograniczać eks­presję p21^Cip1/WAF1 zależną od p53, w wyniku aktywacji MDM2 [74].

Kinaza Akt wpływa pośrednio na progresję cyklu komór­kowego przez fosforylację i inaktywację kinazy GSK3, która fosforyluje, odgrywające istotną rolę w przejściu z fazy G1 do S, cykliny D i E oraz czynniki transkrypcyj­ne c-Jun i c-Myc. Fosforylacja tych białek przyczynia się do ich degradacji proteolitycznej [111,112,118], a więc in­aktywacja GSK3 przez Akt, wpływa pozytywnie na ich stabilność i promuje proliferację. Stwierdzono także, że udział Akt w promowaniu proliferacji zależy od aktywa­cji mTORC1 [101]. Aktywny mTORC1 hamuje 4E-BP1, co prowadzi do aktywacji eIF-4E, a ten wpływa na eks­presję cykliny D1 i c-Myc.

Wpływ Akt na metastazę komórek nowotworowych

Progresja nowotworów wiąże się z ich zdolnością do two­rzenia przerzutów. Metastaza jest złożonym procesem obej­mującym kilka etapów, takich jak:
a) odłączenie komórek od guza pierwotnego,
b) przejście przez błonę podstawną i dostanie się do na­czyń krwionośnych lub limfatycznych,
c) przeżycie komórek podczas wędrówki dzięki oporności na anoikis, czyli śmierci w warunkach braku adhezji,
d) zasiedlenie nowych miejsc – przejście z naczyń do ota­czających tkanek,
e) utworzenie wtórnego ogniska, adaptacja i zmiana lo­kalnego mikrośrodowiska w celu dostosowania go do własnych potrzeb (np. oddziaływanie na komórki zrę­bu, aby wytwarzały czynniki wzrostu) [14].

Pierwszy etap powstawania inwazyjnego fenotypu komó­rek nowotworowych pochodzenia nabłonkowego wiąże się z przejściem epitelialno-mezenchymalnym (EMT). W wyni­ku tego procesu komórki nabłonkowe tracą swoje charakte­rystyczne cechy, takie jak określona polarność, oddziaływa­nia międzykomórkowe i przyleganie do błony podstawnej, a nabywają większej ruchliwości i zdolności do migracji [40]. Proces EMT jest związany m.in. ze zmianą ekspre­sji markerów powierzchniowych np. kadheryny E oraz re­aranżacją cytoszkieletu. Uważa się, że Akt odgrywa istotną rolę w regulacji mechanizmów związanych z EMT. Jednym z substratów inaktywowanej przez Akt kinazy GSK3 jest czynnik transkrypcyjny SNAIL, który przyczynia się do zmniejszenia ekspresji kadheryny E. Fosforylacja tego czynnika zmienia jego lokalizację i wpływa na zwiększo­ną degradację proteolityczną. Inaktywacja kinazy GSK3 przez Akt sprawia, że czynnik SNAIL jest bardziej stabil­ny, a przez to osłabiona jest adhezja międzykomórkowa na skutek obniżenia poziomu kadheryny E [88]. Zmiany te powodują uwolnienie b-kateniny, wchodzącej w interak­cje z wewnątrzkomórkowym regionem cząsteczki kadhe­ryny E. Translokacja β-kateniny do jądra komórkowego i połączenie jej z czynnikiem transkrypcyjnym LEF/TCF (lymphoid enhancer factor/T cell factor), prowadzi do eks­presji białek charakterystycznych dla komórek mezenchy­malnych, np. wimentyny i określonych integryn [14,88].

Udział Akt w ruchliwości komórek wynika także z jej wpływu na organizację szkieletu aktynowego. Ważnym substratem Akt jest białko wiążące się z aktyną określane jako GIV (Ga-interacting vesicle associated protein), zna­ne również jako Girdin (girders for actin filaments), APE (Akt phosphorylation enhancer) lub HkRP1 (Hook-related protein 1) [29,30,36,56]. Enomoto i wsp. [29] stwierdzili, że w fibroblastach, Akt w odpowiedzi na działanie czyn­ników wzrostu np. EGF, fosforyluje to białko na serynie 1416. Fosforylacja powoduje jego akumulację przy krawę­dzi wiodącej migrujących komórek i wytwarzanie lamelli­podiów, płaskich cytoplazmatycznych wypustek, których głównym składnikiem jest sieć filamentów aktynowych [30]. Białko GIV/Girdin ulega zwiększonej ekspresji w no­wotworach, np. w komórkach raka jelita grubego, sutka i szyjki macicy [56]. Badania potwierdziły także udział tego białka w ruchliwości i migracji komórek raka sutka linii MDA-MB-231 stymulowanych IGF-1 [56]. Białko to jest nie tylko fosforylowane przez Akt, ale wpływa na ak­tywację samej kinazy Akt. GIV/Girdin specyficznie wią­że się z C-terminalnym regionem Akt i przyczynia się do zwiększenia fosforylacji jej treoniny 308 i seryny 473, cze­go następstwem jest fosforylacja GSK3β i czynnika trans­krypcyjnego FOXO1 [30].

W przejściu przez błonę podstawną (inwazji) komórek waż­ną rolę odgrywają nie tylko zdolności komórek do migracji, ale także wytwarzanie metaloproteinaz, które są enzymami proteolitycznymi zdolnymi do degradacji białek macierzy zewnątrzkomórkowej. Stwierdzono, że w komórkach epite­lialnych sutka myszy Akt1 stymuluje aktywność i sekrecję metaloproteinazy 2 [84]. Akt1 promuje także ruchliwość komórek i wytwarzanie metaloproteinazy 9 w przypad­ku komórek włókniakomięsaka przez aktywację czynni­ka transkrypcyjnego NF-κB [60].

Obecnie uważa się, że izoformy Akt1 i Akt2 mogą mieć przeciwstawny wpływ na morfogenezę EMT, ruchliwość i inwazję komórek [14,108,114,119]. Zaskakujące rezultaty, dotyczące roli izoformy Akt1 w migracji i inwazji komó­rek, uzyskane zostały przez dwie grupy badaczy [51,120]. Stwierdzili oni, że zwiększona ekspresja i aktywacja Akt1 w komórkach epitelialnych sutka człowieka powoduje zmniejszenie migracji komórek i zapobiega przejściu epi­telialno-mezenchymalnemu. Dwa niezależne mechanizmy zostały zaproponowane celem wyjaśnienia wpływu Akt1 na zachowanie tych komórek. Yoeli-Lerner i wsp. [120] stwierdzili, że hamujący wpływ Akt1 na migrację i inwa­zję komórek związany jest ze szlakiem prowadzącym do degradacji czynnika transkrypcyjnego – NFAT (nuclear factor of activated T-cells). Akt1 pośrednio wpływa na degradację NFAT poprzez HDM2, który jest homologiem MDM2. W obecności aktywnej Akt1, HDM2 jest stabili­zowany i ubikwitynuje NFAT, co prowadzi do degradacji proteolitycznej tego czynnika. Autorzy sugerują, że NFAT najprawdopodobniej indukuje w komórkach transkrypcję genów związanych z inwazją np. metaloproteinaz, dlatego brak tego czynnika hamuje inwazję. Irie i wsp. [53] skupi­li się na szlaku ERK. Hiperaktywacja ERK przez mutację Ras lub stymulację mitogenem powoduje indukcję przejścia EMT. Nadekspresja Akt1 przyczynia się do supresji ERK. Autorzy wykazali, że wyciszenie ekspresji Akt1 w komór­kach nabłonkowych sutka MCF-10A przez zastosowanie RNA interferencji znacznie zwiększa w badanych komór­kach aktywność ERK. Nie stwierdzili oni natomiast tego w przypadku obniżenia ekspresji Akt2. Niektóre badania na modelach zwierzęcych zdają się potwierdzać obserwa­cje dotyczące roli Akt1 w migracji komórek. Hutchison i wsp. [51] wykazali, że podczas gdy aktywowana Akt1 w nowotworach sutka transgenicznych myszy wpływa zde­cydowanie na zwiększenie proliferacji komórek, to jednak hamuje ona przerzuty.

Arboleda i wsp. [1] stwierdzili, że nadekspresja Akt2 zwiększa inwazję ludzkich komórek raka sutka i jajników związaną ze zwiększoną ilością β1 integryn. W migracji i inwazji komórek sutka MCF-7 i MDA-MB-435 główną rolę odgrywa czynnik transkrypcyjny Twist, który wpły­wa na zwiększenie ekspresji Akt2, a ta stymuluje migra­cję komórek [13].

Wpływ izoform Akt na migrację wydaje się jednak zale­żeć od typu komórek. Badania z wykorzystaniem embrio­nalnych fibroblastów myszy pozbawionych poszczególnych izoform dały zupełnie odwrotny rezultat niż w przypadku komórek raka sutka. Stwierdzono, że Akt1 promuje mi­grację, natomiast Akt2 ją hamuje [127]. Akt1 powodowa­ła także wzrost inwazji w komórkach włókniakomięsaka HT1080 [60] oraz komórkach raka trzustki [107].

Akt a proces angiogenezy

Rozpoczęciu metastazy sprzyja proces angiogenezy, któ­ry polega na tworzeniu nowych naczyń krwionośnych ze śródbłonka naczyń już istniejących. Proces angiogenezy obejmuje kilka etapów: pobudzenie komórek śródbłonka, degradację błony podstawnej i macierzy zewnątrzkomór­kowej, migrację i proliferację komórek śródbłonka, for­mowanie światła nowych naczyń, dojrzewanie nowych naczyń przez rekrutację pericytów oraz formowanie bło­ny podstawnej [106,129]. Angiogeneza odgrywa istotną rolę w rozwoju guza nowotworowego, ponieważ warun­kuje ona zarówno jego wzrost, dzięki możliwości dostar­czania składników odżywczych, jak i zdolność do metasta­zy, gdyż dzięki nowo utworzonym naczyniom odrywające się od guza pierwotnego komórki mogą się przemiesz­czać do innych narządów. Nawet małe guzy, o średnicy 1-2 mm, wymagają procesu angiogenezy, aby mogły się dalej rozwijać [55].

Akt jest ważnym czynnikiem zaangażowanym w angio­genezę poprzez regulację odpowiedzi komórek śródbłon­ka na czynniki angiogenne, migrację komórek oraz doj­rzewanie nowo tworzonych naczyń.

Angiogeneza guza jest uruchamiana przez zewnątrzkomór­kowe sygnały np. czynniki wzrostu oraz zmiany genetycz­ne, takie jak aktywacja onkogenów czy mutacje genów su­presorów nowotworów (np. PTEN, p53) [55]. Głównym aktywatorem angiogenezy jest czynnik wzrostu śródbłon­ka naczyń VEGF (vascular endothelial growth factor). Zależność pomiędzy Akt i VEGF jest złożona. Z jednej strony w komórkach śródbłonka Akt jest znacząco akty­wowana przez VEGF, a z drugiej – sama kinaza Akt przy­czynia się do ekspresji VEGF w komórkach nowotworo­wych. Głównym regulatorem aktywacji transkrypcji VEGF jest czynnik indukowany niedotlenieniem HIF-1, który łą­czy się z HRE (hypoxia response element) w obrębie pro­motora genu VEGF. Akt wpływa pośrednio na ekspresję HIF-1α przez aktywację p70S6K1 oraz HDM2 [11,55].

Migracja komórek śródbłonka do nowych miejsc i two­rzenie nowych naczyń uzależnione jest od degradacji ma­cierzy zewnątrzkomórkowej oraz błony podstawnej. Chen i wsp. [11] stwierdzili, że stężenie białek macierzy np. trombospondyn 1 i 2, kolagenu i lamininy u myszy z in­aktywowanym genem izoformy Akt1 jest znacznie zre­dukowany w porównaniu z myszami mającymi dziki gen. Trombospondyna 1 jest inhibitorem procesu angiogene­zy. Czynnik ten wpływa na adhezję komórek śródbłonka, pobudzając przyleganie i blokując odpowiedź komórek śródbłonka na czynnik bFGF. Autorzy sugerują, że zabu­rzenia w macierzy zewnątrzkomórkowej u myszy pozba­wionych Akt1 wynikają ze wzrostu aktywności metalo­proteinaz i w efekcie redukcji ekspresji trombospondyny [11,102]. W tym przypadku brak izoformy Akt1 powodu­je zmiany w ekspresji i organizacji białek zewnątrzkomór­kowych sprzyjające angiogenezie.

Ważnym czynnikiem regulującym proces angiogenezy jest tlenek azotu. Powstaje on bezpośrednio z argininy w reak­cji katalizowanej przez syntazę tlenku azotu. Tlenek azo­tu bierze udział w angiogenezie wpływając na proliferację i migrację komórek śródbłonkowych, hamowanie agrega­cji płytek krwi oraz pobudzanie wytwarzania czynników wzrostowych angiogenezy (VEGF i bFGF) [14,130]. W ko­mórkach śródbłonka Akt aktywuje eNOS (endothelial ni­tric oxide synthase) poprzez fosforylację seryny 1177 [22].

Akt uczestniczy także w zależnej od angiopoetyny stabi­lizacji naczyń podczas angiogenezy. Angiopoetyna 1 jest czynnikiem, który utrzymuje i stabilizuje naczynia krwiono­śne przez hamowanie apoptozy komórek śródbłonka i pro­mowanie interakcji między komórkami śródbłonka i ota­czającymi komórkami podtrzymującymi. Angiopoetyna 1 poprzez receptor Tie-2 indukuje fosforylację Akt, a ta z kolei aktywuje surwiwinę, co chroni komórki śródbłon­ka przed wpływem czynników indukujących apoptozę [82].

Inhibitory Akt jako czynniki przeciwnowotworowe

W wielu typach nowotworów dochodzi do zwiększenia ekspresji i aktywacji Akt, dlatego związki hamujące ak­tywność tej kinazy są brane pod uwagę jako potencjalne leki przeciwnowotworowe. W chwili obecnej najbardziej zaawansowane są badania dotyczące perifosyny (KRX-0401; Keryx Biopharmaceuticals). Perifosyna jest lipido­wym inhibitorem Akt, który hamuje jej przemieszczanie się do błony komórkowej i w efekcie uniemożliwia aktywację [70]. Badania przedkliniczne wykazały, że perifosyna ha­muje wzrost komórek czerniaka, raka płuc, prostaty i pier­si [70]. Ponadto stwierdzono synergistyczne działanie peri­fosyny i tradycyjnych czynników chemioterapeutycznych, takich jak etopozyd w przypadku komórek białaczkowych czy temozolomid w przypadku glejaka [79,81]. Perifosyna przyczynia się także do uwrażliwienia komórek na apop­tozę indukowaną przez promieniowanie [70]. Perifosyna została przebadana w badaniach klinicznych II fazy u cho­rych na mięsaki, czerniaka, raka piersi, trzustki, prostaty oraz nowotwory głowy i szyi. Niestety efektywne działa­nie perifosyny stosowanej w monoterapii stwierdzono je­dynie w przypadku pacjentów z mięsakami. Biorąc pod uwagę ograniczoną skuteczność perifosyny stosowanej pojedynczo, obecne badania koncentrują się na jej wyko­rzystaniu jako czynnika wspomagającego w chemioterapii i radioterapii. Firma Keryx Biopharmaceuticals przystą­piła do III fazy badań klinicznych perifosyny stosowanej z bortezomibem i deksametazonem u pacjentów ze szpi­czakiem mnogim.

Tricyrybina to syntetyczny trójcykliczny nukleozyd, który jest obecnie w I fazie badań klinicznych [39]. Stosowana jest ona głównie w postaci fosforanu określanego jako TCN-P (tricyclic nucleoside 5′-phosphate) lub VQD-002 (VioQuest Pharmaceuticals). Tricyrybina jest od dawna znanym czyn­nikiem przeciwnowotworowym, który był intensywnie te­stowany w badaniach klinicznych w latach osiemdziesią­tych i dziewięćdziesiątych ub.w. [70]. Jednak mechanizm działania tricyrybiny nie był wtedy znany a stosowane w ba­daniach duże dawki wywoływały wiele działań niepożąda­nych, takich jak hepatotoksyczność, hiperglikemia i hipertri­glicerydemia. Odkrycie, że tricyrybina hamuje aktywność kinazy Akt spowodowało ponowne zainteresowanie tym związkiem. Obecnie prowadzone są badania kliniczne, w których stosowane są mniejsze dawki fosforanu tricyry­biny u pacjentów z przerzutującymi guzami litymi wyka­zującymi wysoką ekspresję fosforylowanej Akt oraz u pa­cjentów z nowotworami układu krwiotwórczego. Ponadto stosowane są terapie łączące fosforan tricyrybiny z inhi­bitorami kinaz tyrozynowych (erlotynib i lapatynib) [70].

Duże nadzieje wiąże się z testowanym przez badaczy zwią­zanych z firmą Merck nowym allosterycznym inhibitorem Akt MK-2206. Badania in vitro wykazały, że MK-2206 skutecznie hamuje proliferację komórek różnych linii no­wotworów człowieka działając synergistycznie z erlotyni­bem i lapatynibem. Ponadto w liniach raka płuc NCI-H460 i jajników A2780 stwierdzono synergistyczne działa­nie MK-2206 z cytostatykami, takimi jak doksorubicyna i kamptotecyna (inhibitory topoizomerazy), gemcytabina i fluorouracyl (antymetabolity), docetaksel (inhibitor mi­tozy), karboplatyna (czynnik odpowiedzialny za tworzenie wiązań krzyżowych w DNA) [46]. Wstępne wyniki I fazy badań klinicznych MK-2206 wskazują, że związek ten jest dobrze tolerowany przez chorych i ma długi okres półtr­wania. Wyniki potwierdzają zdolność MK-2206 do efek­tywnego hamowania aktywności Akt i jego właściwości antyproliferacyjne oraz sugerują potencjalne właściwości antyangiogenetyczne [117].

Kilka grup badaczy jest zaangażowanych w identyfikację inhibitorów selektywnych względem poszczególnych izo­form Akt. Ponieważ izoenzymy Akt pełnią różne funkcje i mają różny profil ekspresji zastosowanie selektywnych związków może być bardziej efektywne i ograniczyć wy­stępowanie działań niepożądanych. Badacze z firmy Merck zidentyfikowali serię pochodnych chinoksaliny i naftyry­dyny jako allosterycznych inhibitorów zdolnych do se­lektywnego hamowania aktywności izoform Akt1 i Akt2 w sposób zależny od domeny PH [66,68]. Obecnie nie ma specyficznego inhibitora Akt3. Inhibitor Akt3 mógł­by mieć duże znaczenie w leczeniu niektórych nowotwo­rów np. czerniaka, ponieważ wzrost ekspresji i aktywno­ści Akt3 obserwuje się w 60-70% przypadków tego raka [72]. Naturalnie występujące izotiocyjaniany zidentyfiko­wano jako potencjalne inhibitory aktywności kinazy Akt3. Niestety, aby uzyskać efekt terapeutyczny należałoby je sto­sować w dużym stężeniu, co nie jest korzystne ze względu na możliwe działania niepożądane. Rozwiązaniem proble­mu wydają się bardziej efektywne, syntetyczne izoseleno­cyjaniany, w których siarka została zastąpiona przez selen a łańcuch alkilowy wydłużony. Sharma i wsp. [99] stwier­dzili, że izoselenocyjaniany z cztero- (ISC-4) lub sześcio­węglowym łańcuchem bocznym (ISC-6) łatwo wnikają do komórek czerniaka, gdzie skutecznie hamują aktywność Akt3 i indukują apoptozę. Obecnie nie prowadzi się ba­dań klinicznych z wykorzystaniem inhibitorów selektyw­nych względem poszczególnych izoform Akt.

Uwagi końcowe

Kinaza Akt jest głównym regulatorem podstawowych pro­cesów komórkowych, a zaburzenia szlaku sygnalizacyjne­go tej kinazy są przyczyną wielu chorób człowieka. Ważna rola Akt w przeżyciu, proliferacji, angiogenezie i powstawa­niu przerzutów nowotworowych sprawia, że można uznać Akt za główny czynnik promujący progresję nowotworów.

Mimo znacznego postępu, który od czasu odkrycia Akt, dokonał się w zrozumieniu mechanizmów aktywacji tej ki­nazy oraz jej komórkowej funkcji, nadal wiele pytań po­zostaje bez odpowiedzi. Nie wiadomo na przykład, w jaki sposób czynniki aktywujące Akt wpływają na jej selektyw­ność względem substratów oraz jakie są różnice w regula­cji aktywności, umiejscowieniu i specyficzności poszcze­gólnych izoform Akt. Nie rozszyfrowano także dokładnie mechanizmu związanego z fosforylacją seryny 473 w do­menie regulatorowej tej kinazy.

Ponieważ Akt odgrywa istotną rolę w przeżyciu i proli­feracji komórek nowotworowych, prowadzone są obec­nie intensywne prace nad farmakologicznymi inhibitora­mi tej kinazy, które mogłyby mieć zastosowanie w terapii przeciwnowotworowej. Wyniki badań dotyczące wpły­wu poszczególnych izoform na metastazę różnych komó­rek sugerują, że trzeba w tych badaniach wykazać szcze­gólną ostrożność. Na przykład selektywny inhibitor Akt1 w przypadku włókniakomięsaka, może być bardzo użytecz­ny w hamowaniu wzrostu guza nowotworowego i tworze­nia przerzutów. Zastosowanie takiego inhibitora nie powin­no również wywoływać działań niepożądanych w postaci zaburzenia homeostazy glukozy, ponieważ ta, jak wska­zują badania z wykorzystaniem transgenicznych myszy, zależy przede wszystkim od Akt2. Jednak zastosowanie inhibitora Akt1 w przypadku raka sutka, dałoby zupełnie odwrotny efekt. Brak Akt1 może bowiem promować mi­grację komórek epitelialnych sutka. Zanim więc uzna się Akt za dobry cel dla terapii antynowotworowej, niezbędne jest lepsze zrozumienie procesów, w które zaangażowana jest ta kinaza oraz dokładne poznanie funkcji poszczegól­nych izoform i zależności między nimi.

Podziękowania

Autorka dziękuje pani prof. dr hab. Annie Lipińskiej za cenne wskazówki i uwagi dotyczące niniejszej pracy.

PIŚMIENNICTWO

[1] Arboleda M.J., Lyons J.F., Kabbinavar F.F., Bray M.R., Snow B.E., Ayala R., Danino M., Karlan B.Y., Slamon D.J.: Overexpression of AKT2/protein kinase Bβ leads to up-regulation of β1 integrins, increased invasion, and matastasis of human breast and ovarian cancer cells. Cancer Res., 2003; 63: 196-206
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Arcaro A., Guerreiro A.S.: The phosphoinositide 3-kinase pathway in human cancer: genetic alterations and therapeutic implications. Curr. Genomics, 2007; 8: 271-306
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[3] Bai D., Ueno L., Vogt P.K.: Akt-mediated regulation of NFκB and the essentialness of NFκB for the oncogenicity of PI3K and Akt. Int. J. Cancer, 2009; 125: 2863-2870
[PubMed]  

[4] Barthwal M.K., Sathyanarayana P., Kundu C.N., Rana B., Pradeep A., Sharma C., Woodgett J.R., Rana A.: Negative regulation of mixed lineage kinase 3 by protein kinase B/AKT leads to cell survival. J. Biol. Chem., 2003; 278: 3897-3902
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Basu S., Totty N.F., Irwin M.S., Sudol M., Downward J.: Akt phosphorylates the Yes-associated protein, YAP, to induce interaction with 14-3-3 and attenuation of p73-mediated apoptosis. Mol. Cell, 2003; 11: 11-23
[PubMed]  

[6] Bauer D.E., Hatzivassiliou G., Zhao F., Andreadis C., Thompson C.B.: ATP citrate lyase is an important component of cell growth and transformation. Oncogene, 2005; 24: 6314-6322
[PubMed]  

[7] Belkhiri A., Dar A.A., Zaika A., Kelley M., El-Rifai W.: t-Darpp promotes cancer cell survival by up-regulation of Bcl2 through Akt-dependent mechanism. Cancer Res., 2008; 68: 395-403
[PubMed]  

[8] Berwick D.C., Hers I., Heesom K.J., Moule S.K., Tavare J.M.: The identification of ATP-citrate lyase as a protein B (Akt) substrate in primary adipocytes. J. Biol. Chem., 2002; 277: 33895-33900
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Cardone M.H., Roy N., Stennicke H.R., Salvesen G.S., Franke T.F., Stanbridge E., Frisch S., Reed J.C.: Regulation of cell death protease caspase-9 by phosphorylation. Science, 1998; 282: 1318-1321
[PubMed]  

[10] Carpten J.D., Faber A.L., Horn C., Donoho G.P., Briggs S.L., Robbins C.M., Hostetter G., Boguslawski S., Moses T.Y., Savage S., Uhlik M., Lin A., Du J., Qian Y.W., Zeckner D.J., Tucker-Kellogg G., Touchman J., Patel K., Mousses S., Bittner M., Schevitz R., Lai M.H., Blanchard K.L., Thomas J.E.: A transforming mutation in the pleckstrin homology domain of AKT1 in cancer. Nature, 2007; 448: 439-444
[PubMed]  

[11] Chen J., Somanath P.R., Razorenova O., Chen W.S., Hay N., Bornstein P., Byzova T.V.: Akt1 regulates pathological angiogenesis, vascular maturation and permeability in vivo. Nat. Med., 2005; 11: 1188-1196
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[12] Chen W.S., Xu P.Z., Gottlob K., Chen M.L., Sokol K., Shiyanova T., Roninson I., Weng W., Suzuki R., Tobe K., Kadowaki T., Hay N.: Growth retardation and increased apoptosis in mice with homozygous disruption of the Akt1 gene. Genes Dev., 2001; 15: 2203-2208
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Cheng G.Z., Zhang W., Wang L.H.: Regulation of cancer cell survival, migration, and invasion by Twist: AKT2 comes to interplay. Cancer Res., 2008; 68: 957-960
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[14] Chin Y.R., Toker A.: Function of Akt/PKB signaling to cell motility, invasion and the tumor stroma in cancer. Cell. Signal., 2009; 21: 470-476
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[15] Cross D.A., Alessi D.R., Cohen P., Andjelkovich M., Hemmings B.A.: Inhibition of glycogen synthase kinase-3 by insulin mediated by protein kinase B. Nature, 1995; 378: 785-789
[PubMed]  

[16] Crowell J.A., Steele V.E., Fay J.R.: Targeting the Akt protein kinase for cancer chemoprevention. Mol. Cancer Ther., 2007; 6: 2139-2148
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Dan H.C., Sun M., Yang L., Feldman R.I., Sui X.M., Ou C.C., Nellist M., Yeung R.S., Halley D.J., Nicosia S.V., Pledger W.J., Cheng J.Q.: Phosphatidylinositol 3-kinase/Akt pathway regulates tuberous sclerosis tumor suppressor complex by phosphorylation of tuberin. J. Biol. Chem., 2002; 277: 35364-35370
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Datta S.R., Dudek H., Tao X., Masters S., Fu H., Gotoh Y., Greenberg M.E.: Akt phosphorylation of BAD couples survival signals to the cell-intrinsic death machinery. Cell, 1997; 91: 231-241
[PubMed]  

[19] Deberardinis R.J., Lum J.J., Thompson C.B.: Phosphatidylinositol 3-kinase-dependent modulation of carnitine palmitoyltransferase 1A expression regulates lipid metabolism during hematopoietic cell growth. J. Biol. Chem., 2006; 281: 37372-37380
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] del Peso L., González-Garcia M., Page C., Herrera R., Nunez G.: Interleukin-3-induced phosphorylation of BAD through the protein kinase Akt. Science, 1997; 278: 687-689
[PubMed]  

[21] Diehl J.A., Cheng M., Roussel M.F., Sherr C.J.: Glycogen synthase kinase-3β regulates cyclin D1 proteolysis and subcellular localization. Genes Dev., 1998; 12: 3499-3511
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Dimmeler S., Fleming I., Fisslthaler B., Hermann C., Busse R., Zeiher A.M.: Activation of nitric oxide synthase in endothelial cells by Akt-dependent phosphorylation. Nature, 1999; 399: 601-605
[PubMed]  

[23] Downward J., Basu S.: YAP and p73: a complex affair. Mol. Cell, 2008; 32: 749-750
[PubMed]  

[24] Dudek H., Datta S.R., Franke T.F., Birnbaum M.J., Yao R., Cooper G.M., Segal R.A., Kaplan D.R., Greenberg M.E.: Regulation of neuronal survival by the serine-threonine protein kinase Akt. Science, 1997; 275: 661-665
[PubMed]  

[25] Duronio V.: The life of a cell: apoptosis regulation by the PI3K/PKB pathway. Biochem. J., 2008; 415: 333-344
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Easton M.R., Cho H., Roovers K., Shineman D.W., Mizrahi M., Forman M.S., Lee V.M., Szabolcs M., de Jong R., Oltersdorf T., Ludwig T., Efstratiadis A., Birnbaum M.J.: Role for Akt3/protein kinase Bγ in attainment normal brain size. Mol. Cell. Biol., 2005; 25: 1869-1878
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[27] Eguez L., Lee A., Chavez J.A., Miinea C.P., Kane S., Lienhard G.E., McGraw T.E.: Full intracellular retention of GLUT4 requires AS160 Rab GTPase activating protein. Cell Metab., 2005; 2: 263-272
[PubMed]  

[28] Elstrom R.L., Bauer D.E., Buzzai M., Karnauskas R., Harris M.H., Plas D.R., Zhuang H., Cinalli R.M., Alavi A., Rudin C.M., Thompson C.B.: Akt stimulates aerobic glycolysis in cancer cells. Cancer Res., 2004; 64: 3892-3899
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Enomoto A., Murakami H., Asai N., Morone N., Watanabe T., Kawai K., Murakumo Y., Usukura J., Kaibuchi K., Takahashi M.: Akt/PKB regulates actin organization and cell motility via Girdin/APE. Dev. Cell, 2005; 9: 389-402
[PubMed]  

[30] Enomoto A., Ping J., Takahashi M.: Girdin, a novel actin-binding protein, and its family of proteins possess versalite functions in the Akt and Wnt signaling pathways. Ann. N.Y. Acad. Sci., 2006; 1086: 169-184
[PubMed]  

[31] Fayard E., Tintignac L.A., Baudry A., Hemmings B.A.: Protein kinase B/Akt at a glance. J. Cell Sci., 2005; 118: 5675-5678
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[32] Franke T.F., Yang S.I., Chan T.O., Datta K., Kazlauskas A., Morrison D.K., Kaplan D.R., Tsichlis P.N.: The protein kinase encoded by Akt proto-oncogene is a target of the PDGF-activated phosphatidylinositol 3-kinase. Cell, 1995; 81: 727-736
[PubMed]  

[33] Fu Z., Tindall D.J.: FOXOs, cancer and regulation of apoptosis. Oncogene, 2008; 27: 2312-2319
[PubMed]  

[34] Fulton D., Gratton J.P., McCabe T.J., Fontana J., Fujio Y., Walsh K., Franke T.F., Papapetropoulos A., Sessa W.C.: Regulation of endothelium-derived nitric oxide production by the protein kinase AKT. Nature, 1999; 399: 597-601
[PubMed]  

[35] Ganapathy V., Thangaraju M., Prasad P.D.: Nutrient transporters in cancer: relevance to Warburg hypothesis and beyond. Pharmacol. Ther., 2009; 121: 29-40
[PubMed]  

[36] Garcia-Marcos M., Ghosh P., Farquhar M.G.: GIV is a nonreceptor GEF for Gαi with a unique motif that regulates Akt signaling. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2009; 106: 3178-3183
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Gardai S.J., Hildeman D.A., Frankel S.K., Whitlock B.B., Frasch S.C., Borregaard N., Marrack P., Bratton D.L., Henson P.M.: Phosphorylation of Bax Ser184 by Akt regulates its activity and apoptosis of neutrophils. J. Biol. Chem., 2004; 279: 21085-21095
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Garofalo R.S., Orena S.J., Rafidi K., Torchia A.J., Stock J.L., Hildebrandt A.L., Coskran T., Black S.C., Brees D.J., Wicks J.R., McNeish J.D., Coleman K.G.: Severe diabetes, age-dependent loss of adipose tissue and mild growth deficiency in mice lacking Akt2/PKB β. J. Clin. Invest., 2003; 112: 197-208
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Giamas G., Man Y.L., Hirner H., Bischof J., Kramer K., Khan K., Ahmed S.S., Stebbing J., Knippschild U.: Kinases as targets in the treatment of solid tumors. Cell. Signal., 2010; 22: 984-1002
[PubMed]  

[40] Gos M., Miłoszewska J., Przybyszewska M.: Rola przejścia epitelialno-mezenchymalnego w progresji nowotworów. Postepy Biochem., 2009; 55: 121-128
[PubMed]  

[41] Goswami A., Ranganathan P., Rangnekar V.M.: The phosphoinositide 3 kinase/Akt1/Par-4 axis: a cancer selective therapeutic target. Cancer Res., 2006; 66: 2889-2892
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Gottlieb T.M., Leal J.F., Seger R., Taya Y., Oren M.: Cross-talk between Akt, p53 and Mdm2: possible implications for the regulation of apoptosis. Oncogene, 2002; 21: 1299-1303
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Hanada M., Feng J., Hemmings B.A.: Structure, regulation and function of PKB/AKT – a major therapeutic target. Biochim. Biophys. Acta, 2004; 1697: 3-16
[PubMed]  

[44] Hatzivassiliou G., Zhao F., Bauer D.E., Andreadis C., Shaw A.N., Dhanak D., Hingorani S.R., Tuveson D.A., Thompson C.B.: ATP citrate lyase inhibition can suppress tumor cell growth. Cancer Cell, 2005; 8: 311-321
[PubMed]  

[45] Heron-Milhavet L., Franckhauser C., Rana V., Berthenet C., Fisher D., Hemmings B.A., Fernandez A., Lamb N.J.: Only Akt1 is required for proliferation, while Akt2 promotes cell cycle exit through p21 binding. Mol. Cell. Biol., 2006; 26: 8267-8280
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Hirai H., Sootome H., Nakatsuru Y., Miyama K., Taguchi S., Tsujioka K., Ueno Y., Hatch H., Majumder P.K., Pan B.S., Kotani H.: MK-2206, an allosteric Akt inhibitor, enhances antitumor efficacy by standard chemotherapeutic agents or molecular targeted drugs in vitro and in vivo. Mol. Cancer Ther., 2010; 9: 1956-1967
[PubMed]  

[47] Hu Y., Yao J., Liu Z., Liu X., Fu H., Ye K.: Akt phosphorylates acinus and inhibits its proteolytic cleavage, preventing chromatin condensation. EMBO J., 2005; 24: 3543-3554
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[48] Huang H., Tindall D.J.: Dynamic FoxO transcription factors. J. Cell Sci., 2007; 120: 2479-2487
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[49] Huang J., Manning B.D.: A complex interplay between Akt, TSC2 and the two mTOR complexes. Biochem. Soc. Trans., 2009; 37: 217-222
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Hudson C.C., Liu M., Chiang G.G., Otterness D.M., Loomis D.C., Kaper F., Giaccia A.J., Abraham R.T.: Regulation of hypoxia-inducible factor 1α expression and function by the mammalian target of rapamycin. Mol. Cell. Biol., 2002; 22: 7004-7014
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Hutchinson J.N., Jin J., Cardiff R.D., Woodgett J.R., Muller W.J.: Activation of Akt-1 (PKB-α) can accelerate ErbB-2-mediated mammary tumorigenesis but suppresses tumor invasion. Cancer Res., 2004; 64: 3171-3178
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] Inoki K., Li Y., Zhu T., Wu J., Guan K.L.: TSC2 is phosphorylated and inhibited by Akt and suppresses mTOR signalling. Nat. Cell Biol., 2002; 4: 648-657
[PubMed]  

[53] Irie H.Y., Pearline R.V., Grueneberg D., Hsia M., Ravichandran P., Kothari N., Natesan S., Brugge J.S.: Distinct roles of Akt1 nad Akt2 in regulating cell migration and epithelial-mesenchymal transition. J. Cell Biol., 2005; 171: 1023-1034
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Jiang B.H., Liu L.Z.: PI3K/PTEN signaling in tumorigenesis and angiogenesis. Biochim. Biophys. Acta, 2008; 1784: 150-158
[PubMed]  

[55] Jiang B.H., Liu L.Z.: Role of mTOR in anticancer drug resistance: perspectives for improved drug treatment. Drug Resist. Updat., 2008; 11: 63-76
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[56] Jiang P., Enomoto A., Jijiwa M., Kato T., Hasegawa T., Ishida M., Sato T., Asai N., Murakumo Y., Takahashi M.: An actin-binding protein Girdin regulates the motility of breast cancer cells. Cancer Res., 2008; 68: 1310-1318
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[57] Jiang Z.Y., Zhou Q.L., Holik J., Patel S., Leszyk J., Coleman K., Chouinard M., Czech M.P.: Identification of WNK1 as a substrate of Akt/protein kinase B and a negative regulator of insulin-stimulated mitogenesis in 3T3-L1 cells. J. Biol. Chem., 2005; 280: 21622-21628
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[58] Kim A.H., Khursigara G., Sun X., Franke T.F., Chao M.V.: Akt phosphorylates and negatively regulates apoptosis signal-regulating kinase 1. Mol. Cell. Biol., 2001; 21: 893-901
[PubMed]  

[59] Kim D., Chung J.: Akt: versatile mediator of cell survival and beyond. J. Biochem. Mol. Biol., 2002; 35: 106-115
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[60] Kim D., Kim S., Koh H., Yoon S.O., Chung A.S., Cho K.S., Chung J.: Akt/PKB promotes cancer cell invasion via increased motility and metaloproteinase production. FASEB J., 2001; 15: 1953-1962
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] Kim N.H., Kim K., Park W.S., Son H.S., Bae Y.: PKB/Akt inhibits ceramide-induced apoptosis in neuroblastoma cells by blocking apoptosis-inducing factor (AIF) translocation. J. Cell. Biochem., 2007; 102: 1160-1170
[PubMed]  

[62] King F.W., Skeen J., Hay N., Shtivelman E.: Inhibition of Chk1 by activated PKB/Akt. Cell Cycle, 2004; 3: 634-637
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[63] Klip A.: The many ways to regulate glucose transporter 4. Appl. Physiol. Nutr. Metab., 2009; 34: 481-487
[PubMed]  

[64] Kovacina K.S., Park G.Y., Bae S.S., Guzzetta A.W., Schaefer E., Birnbaum M.J., Roth R.A.: Identification of a proline-rich Akt substrate as a 14-3-3 binding partner. J. Biol. Chem., 2003; 278: 10189-10194
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Kruse J.P., Gu W.: Modes of p53 regulation. Cell, 2009; 137: 609-622
[PubMed]  

[66] Li Y., Liang J., Siu T., Hu E., Rossi M.A., Barnett S.F., Defeo-Jones D., Jones R.E., Robinson R.G., Leander K., Huber H.E., Mittal S., Cosford N., Prasit P.: Allosteric inhibitors of Akt1 and Akt2: discovery of [1,2,4]triazolo[3,4-f][1,6]naphthyridines with potent and balanced activity. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2009; 19: 834-836
[PubMed]  

[67] Liang J., Zubovitz J., Petrocelli T., Kotchetkov R., Connor M.K., Han K., Lee J.H., Ciarallo S., Catzavelos C., Beniston R., Franssen E., Slingerland J.M.: PKB/Akt phosphorylates p27, impairs nuclear import of p27 and opposes p27-mediated G1 arrest. Nat. Med., 2002; 8: 1153-1160
[PubMed]  

[68] Lindsley C.W., Zhao Z., Leister W.H., Robinson R.G., Barnett S.F., Defeo-Jones D., Jones R.E., Hartman G.D., Hu J.R., Huber H.E., Duggan M.E.: Allosteric Akt (PKB) inhibitors: discovery and SAR of isozyme selective inhibitors. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2005; 15: 761-764
[PubMed]  

[69] Linseman D.A., Butts B.D., Precht T.A., Phelps R.A., Le S.S., Laessig T.A., Bouchard R.J., Florez-McClure M.L., Heidenreich K.A.: Glycogen synthase kinase-3β phosphorylates Bax and promotes its mitochondrial localization during neuronal apoptosis. J. Neurosci., 2004; 24: 9993-10002
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[70] LoPiccolo J., Blumenthal G.M., Bernstein W.B., Dennis P.A.: Targeting the PI3K/Akt/mTOR pathway: effective combinations and clinical considerations. Drug Resist. Updat., 2008; 11: 32-50
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[71] Lum J.J., Bui T., Gruber M., Gordan J.D., DeBerardinis R.J., Covello K.L., Simon M.C., Thompson C.B.: The transcription factor HIF-1α plays a critical role in the growth factor-dependent regulation of both aerobic and anaerobic glycolysis. Genes Dev., 2007; 21: 1037-1049
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[72] Madhunapantula S.V., Robertson G.P.: The PTEN-AKT3 signaling cascade as a therapeutic target in melanoma. Pigment Cell Melanoma Res., 2009; 22: 400-419
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[73] Majewski N., Nogueira V., Robey R.B., Hay N.: Akt inhibits apoptosis downstream of BID cleavage via a glucose-dependent mechanism involving mitochondrial hexokinases. Mol. Cell. Biol., 2004; 24: 730-740
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[74] Manning B.D., Cantley L.C.: AKT/PKB signaling: navigating downstream. Cell, 2007; 129: 1261-1274
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[75] Matheny R.W. Jr., Adamo M.L.: Current perspectives on Akt Akt-ivation and Akt-ions. Exp. Biol. Med., 2009; 234: 1264-1270
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Maurer U., Charvet C., Wagman A.S., Dejardin E., Green D.R.: Glycogen synthase kinase-3 regulates mitochondrial outer membrane permeabilization and apoptosis by destabilization of MCL-1. Mol. Cell, 2006; 21: 749-760
[PubMed]  

[77] Mayo L.D., Donner D.B.: A phosphatidylinositol 3-kinase/Akt pathway promotes translocation of Mdm2 from the cytoplasm to the nucleus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98: 11598-11603
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Medema R.H., Kops G.J., Bos J.L., Burgering B.M.: AFX-like Forkhead transcription factors mediate cell-cycle regulation by Ras and PKB through p27kip1. Nature, 2000; 404: 782-787
[PubMed]  

[79] Momota H., Nerio E., Holland E.C.: Perifosine inhibits multiple signaling pathways in glial progenitors and cooperates with temozolomide to arrest cell proliferation in gliomas in vivo. Cancer Res., 2005; 65: 7429-7435
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Noguchi M., Ropars V., Roumestand C., Suizu F.: Proto-oncogene TCL1: more than just a coactivator for Akt. FASEB J., 2007; 21: 2273-2284
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[81] Nyakern M., Cappellini A., Mantovani I., Martelli A.M.: Synergistic induction of apoptosis in human leukemia T cells by the Akt inhibitor perifosine and etoposide through activation of intrinsic and Fas-mediated extrinsic cell death pathways. Mol. Cancer Ther., 2006; 5: 1559-1570
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[82] Papapetropoulos A., Fulton D., Mahboubi K., Kalb R.G., O’Connor D.S., Li F., Altieri D.C., Sessa W.C.: Angiopoietin-1 inhibits endothelial cell apoptosis via the Akt/survivin pathway. J. Biol. Chem., 2000; 275: 9102-9105
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[83] Parcellier A., Tintignac L.A., Zhuravleva E., Hemmings B.A.: PKB and the mitochondria: AKTing on apoptosis. Cell. Signal., 2008; 20: 21-30
[PubMed]  

[84] Park B.K., Zeng X., Glazer R.I.: Akt1 induces extracellular matrix invasion and matrix metalloproteinase-2 activity in mouse mammary epithelial cells. Cancer Res., 2001; 61: 7647-7653
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[85] Park H.S., Kim M.S., Huh S.H., Park J., Chung J., Kang S.S., Choi E.J.: Akt (protein kinase B) negatively regulates SEK1 by means of protein phosphorylation. J. Biol. Chem., 2002; 277: 2573-2578
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[86] Pore N., Jiang Z., Shu H.K., Bernhard E., Kao G.D, Maity A.: Akt1 activation can augment hypoxia-inducible factor-1α expression by increasing protein translation through a mammalian target of rapamycin-independent pathway. Mol. Cancer Res., 2006; 4: 471-479
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[87] Puc J., Keniry M., Li H.S., Pandita T.K., Choudhury A.D., Memeo L., Mansukhani M., Murty V.V., Gaciong Z., Meek S.E., Piwnica-Worms H., Hibshoosh H., Parsons R.: Lack of PTEN sequesters CHK1 and initiates genetic instability. Cancer Cell, 2005; 7: 193-204
[PubMed]  

[88] Qiao M., Sheng S., Pardee A.B.: Metastasis and AKT activation. Cell Cycle, 2008; 7: 2991-2996
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[89] Robey R.B., Hay N.: Is Akt the “Warburg kinase”? – Akt-energy metabolism interactions and oncogenesis. Semin. Cancer Biol., 2009; 19: 25-31
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[90] Robey R.B., Hay N.: Mitochondrial hexokinases, novel mediators of the antiapoptotic effects of growth factors and Akt. Oncogene, 2006; 25: 4683-4696
[PubMed]  

[91] Romashkova J.A., Makarov S.S.: NF-κB is a target of AKT in anti-apoptotic PDGF signalling. Nature, 1999; 401: 86-90
[PubMed]  

[92] Rommel C., Clarke B.A., Zimmermann S., Nunez L., Rossman R., Reid K., Moelling K., Yancopoulos G.D., Glass D.J.: Differentiation stage-specific inhibition of the Raf-MEK-ERK pathway by Akt. Science, 1999; 286: 1738-1741
[PubMed]  

[93] Sakamoto K.M., Frank D.A.: CREB in the pathophysiology of cancer: implications for targeting transcription factors for cancer therapy. Clin. Cancer Res., 2009; 15: 2583-2587
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[94] Sale E.M., Hodgkinson C.P., Jones N.P., Sale G.J.: A new strategy for studying protein kinase B and its three isoforms. Role of protein kinase B in phosphorylating glycogen synthase kinase-3, tuberin, WNK1, and ATP citrate lyase. Biochemistry, 2006; 45: 213-223
[PubMed]  

[95] Sancak Y., Thoreen C.C., Peterson T.R., Lindquist R.A., Kang S.A., Spooner E., Carr S.A., Sabatini D.M.: PRAS40 is an insulin-regulated inhibitor of the mTORC1 protein kinase. Mol. Cell, 2007; 25: 903-915
[PubMed]  

[96] Sano H., Kane S., Sano E., Miinea C.P., Asara J.M., Lane W.S., Garner C.W., Lienhard G.E.: Insulin-stimulated phosphorylation of a Rab GTPase-activating protein regulates GLUT4 translocation. J. Biol. Chem., 2003; 278: 14599-14602
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[97] Sekimoto T., Fukumoto M., Yoneda Y.: 14-3-3 suppresses the nuclear localization of threonine 157-phosphorylated p27^Kip1. EMBO J., 2004; 23: 1934-1942
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[98] Shafee N., Kaluz S., Ru N., Stanbridge E.J.: PI3K/Akt activity has variable cell-specific effects on expression of HIF target genes, CA9 and VEGF, in human cancer cell lines. Cancer Lett., 2009; 282: 109-115
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[99] Sharma A., Sharma A.K., Madhunapantula S.V., Desai D., Huh S.J., Mosca P., Amin S., Robertson G.P.: Targeting Akt3 signaling in malignant melanoma using isoselenocyanates. Clin. Cancer Res., 2009; 15: 1674-1685
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[100] Shin I., Yakes F.M., Rojo F., Shin N.Y., Bakin A.V., Baselga J., Arteaga C.L.: PKB/Akt mediates cell-cycle progression by phosphorylation of p27(Kip1) at threonine 157 and modulation of its cellular localization. Nat. Med., 2002; 8: 1145-1152
[PubMed]  

[101] Skeen J.E., Bhaskar P.T., Chen C.C., Chen W.S., Peng X.D., Nogueira V., Hahn-Windgassen A., Kiyokawa H., Hay N.: Akt deficiency impairs normal cell proliferation and suppresses oncogenesis in a p53-independent and mTORC1-dependent manner. Cancer Cell, 2006; 10: 269-280
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[102] Somanath P.R., Razorenova O.V., Chen J., Byzova T.V.: Akt1 in endothelial cell and angiogenesis. Cell Cycle, 2006; 5: 512-518
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[103] Soung Y.H., Lee J.W., Nam S.W., Lee J.Y., Yoo N.J., Lee S.H.: Mutational analysis of AKT1, AKT2 and AKT3 genes in common human carcinomas. Oncology, 2006; 70: 285-289
[PubMed]  

[104] Staal S.P.: Molecular cloning of the akt oncogene and its human homologues AKT1 and AKT2: amplification of AKT1 in a primary human gastric adenocarcinoma. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1987; 84: 5034-5037
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[105] Sundqvist A., Bengoechea-Alonso M.T., Ye X., Lukiyanchuk V., Jin J., Harper J.W., Ericsson J.: Control of lipid metabolism by phosphorylation-dependent degradation of the SREBP family of transcription factors by SCF^Fbw7. Cell Metab., 2005; 1: 379-391
[PubMed]  

[106] Świdzińska E., Naumnik W., Chyczewska E.: Angiogeneza i neoangiogeneza – znaczenie w raku płuca i innych nowotworach. Pneumonol. Alergol. Pol., 2006; 74: 414-420
[PubMed]  

[107] Tanno S., Tanno S., Mitsuuchi Y., Altomare D.A., Xiao G.H., Testa J.R.: AKT activation up-regulates insulin-like growth factor 1 receptor expression and promotes invasiveness of human pancreatic cancer cells. Cancer Res., 2001; 61: 589-593
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[108] Toker A., Yoeli-Lerner M.: Akt signaling and cancer: surviving but not moving on. Cancer Res., 2006; 66: 3963-3966
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[109] Viglietto G., Motti M.L., Bruni P., Melillo R.M., D’Alessio A., Califano D., Vinci F., Chiappetta G., Tsichlis P., Bellacosa A., Fusco A., Santoro M.: Cytoplasmic relocalization and inhibition of the cyclin-dependent kinase inhibitor p27(Kip1) by PKB/Akt-mediated phosphorylation in breast cancer. Nat. Med., 2002; 8: 1136-1144
[PubMed]  

[110] Vitari A.C., Deak M., Collins B.J., Morrice N., Prescott A.R., Phelan A., Humphreys S., Alessi D.R.: WNK1, the kinase mutated in an inherited high-blood-pressure syndrome, is a novel PKB (protein kinase B)/Akt substrate. Biochem. J., 2004; 378: 257-268
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[111] Wei W., Jin J., Schlisio S., Harper J.W., Kaelin W.G.Jr.: The v-Jun point mutation allows c-Jun to escape GSK3-dependent recognition and destruction by the Fbw7 ubiquitin ligase. Cancer Cell, 2005; 8: 25-33
[PubMed]  

[112] Welcker M., Singer J., Loeb K.R., Grim J., Bloecher A., Gurien-West M., Clurman B.E., Roberts J.M.: Multisite phosphorylation by Cdk2 and GSK3 controls cyclin E degradation. Mol. Cell, 2003; 12: 381-392
[PubMed]  

[113] Welsh G.I., Hers I., Berwick D.C., Dell G., Wherlock M., Birkin R., Leney S., Tavaré J.M.: Role of protein kinase B in insulin-regulated glucose uptake. Biochem. Soc. Trans., 2005; 33: 346-349
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[114] Wickenden J.A., Watson C.J.: Key signalling nodes in mammary gland development and cancer. Signalling downstream of PI3 kinase in mammary epithelium: a play in 3 Akts. Breast Cancer Res., 2010; 12: 202
[PubMed]  

[115] Wood I.S., Trayhurn P.: Glucose transporters (GLUT and SGLT): expanded families of sugar transport proteins. Br. J. Nutr., 2003; 89: 3-9
[PubMed]  

[116] Yang L., Sun M., Sun X.M., Cheng G.Z., Nicosia S.V., Cheng J.Q.: Akt attenuation of the serine protease activity of HtrA2/Omi through phosphorylation of serine 212. J. Biol. Chem., 2007; 282: 10981-10987
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[117] Yap T.A., Patnaik A., Fearen I., Olmos D., Papadopoulos K., Tunariu N., Sullivan D., Yan L., De Bono J.S., Tolcher A.W.: First-in-class phase I trial of a selective Akt inhibitor, MK2206 (MK), evaluating alternate day (QOD) and once weekly (QW) doses in advanced cancer patients (pts) with evidence of target modulation and antitumor activity. J. Clin. Oncol., 2010, 28 (Suppl. 15), 3009, ASCO Meeting Abstracts
[Abstract]  

[118] Yeh E., Cunningham M., Arnold H., Chasse D., Monteith T., Ivaldi G., Hahn W.C., Stukenberg P.T., Shenolikar S., Uchida T., Counter C.M., Nevins J.R., Means A.R., Sears R.: A signalling pathway controlling c-Myc degradation that impacts oncogenic transformation of human cells. Nat. Cell Biol., 2004; 6: 308-318
[PubMed]  

[119] Yoeli-Lerner M., Toker A.: Akt/PKB signaling in cancer: a function in cell motility and invasion. Cell Cycle, 2006; 5: 603-605
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[120] Yoeli-Lerner M., Yiu G.K., Rabinovitz I., Erhardt P., Jauliac S., Toker A.: Akt blocks breast cancer cell motility and invasion through the transcription factor NFAT. Mol. Cell, 2005; 20: 539-550
[PubMed]  

[121] Young C.D., Anderson S.M.: Sugar and fat – that’s where it’s at: metabolic changes in tumors. Breast Cancer Res., 2008; 10: 202
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[122] Yuasa T., Uchiyama K., Ogura Y., Kimura M., Teshigawara K., Hosaka T., Tanaka Y., Obata T., Sano H., Kishi K., Ebina Y.: The Rab GTPase-activating protein AS160 as a common regulator of insulin- and Gαq-mediated intracellular GLUT4 vesicle distribution. Endocr. J., 2009; 56: 345-359
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[123] Zdychová J., Komers R.: Emerging role of Akt kinase/protein kinase B signaling in pathophysiology of diabetes and its complications. Physiol. Res., 2005; 54: 1-16
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[124] Zhong X.S., Zheng J.Z., Reed E., Jiang B.H.: SU5416 inhibited VEGF and HIF-1α expression through the PI3K/AKT/p70S6K1 signaling pathway. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2004; 324: 471-480
[PubMed]  

[125] Zhou B.P., Liao Y., Xia W., Spohn B., Lee M.H., Hung M.C.: Cytoplasmic localization of p21Cip1/WAF1 by Akt-induced phosphorylation in HER-2/neu-overexpressing cells. Nat. Cell Biol., 2001; 3: 245-252
[PubMed]  

[126] Zhou B.P., Liao Y., Xia W., Zou Y., Spohn B., Hung M.C.: HER2/neu induces p53 ubiquitinqtion via Akt-mediated MDM2 phosphorylation. Nat. Cell Biol., 2001; 3: 973-982
[PubMed]  

[127] Zhou G.L., Tucker D.F., Bae S.S., Bhatheja K., Birnbaum M.J., Field J.: Opposing roles for Akt1 and Akt2 in Rac/Pak signaling and cell migration. J. Biol. Chem., 2006; 281: 36443-36453
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[128] Zhou Q.L., Jiang Z.Y., Holik J., Chawla A., Hagan G.N., Leszyk J., Czech M.P.: Akt substrate TBC1D1 regulates GLUT1 expression through the mTOR pathway in 3T3-L1 adipocytes. Biochem. J., 2008; 411: 647-655
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[129] Zielonka T.M.: Angiogeneza – Część I. Mechanizm powstawania nowych naczyń krwionośnych. Alergia Astma Immunologia, 2003; 8: 169-174

[130] Zielonka T.M.: Angiogeneza – Część II. Czynniki modulujące proces powstawania nowych naczyń krwionośnych. Alergia Astma Immunologia, 2004; 9: 25-31

[131] Zimmermann S., Moelling K.: Phosphorylation and regulation of Raf by Akt (protein kinase B). Science, 1999; 286: 1741-1744
[PubMed]  

Autorka deklaruje brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text