Streszczenie

Cyklofosfamid (CPA) i ifosfamid (IFO) należą do leków oksazafosforinanowych i są od ponad kilkudziesięciu lat powszechnie stosowane w leczeniu zarówno guzów litych, jak i chorób rozrostowych układu krwiotwórczego. Oba leki są podawane w nieczynnej farmakologicznie postaci transportowej i wymagają metabolicznej aktywacji z udziałem cytochromu P-450 (CYP). Przemiany metaboliczne zachodzące z udziałem odpowiednich izoenzymów CYP prowadzą do powstania istotnych terapeutycznie metabolitów oraz związków toksycznych wpływających na jakość terapii. Pierwszy etap przemian jest związany z hydroksylacją atomu węgla w pier­ścieniu w pozycji C-4 i atomów węgla C-1 w dwóch 2-chloroetylowych łańcuchach bocznych. W wyniku hydroksylacji węgla C-4 powstają 4-hydroksypochodne (4-OH-CPA i 4-OH-IFO) pozostające w równowadze tautomerycznej z postaciami aldo, które w komórkach nowotwo­rowych ulegają samorzutnemu rozpadowi do cytotoksycznych iperytów fosforoamidowych i urotoksycznej akroleiny. Natomiast powstałe w wyniku hydroksylacji łańcuchów bocznych związki hydroksychloroetylowe są nietrwałe i rozpadają się wytwarzając m.in. nefro- i neuro­toksyczny chloroacetaldehyd (CAA). Ze względu na pulę tworzących się metabolitów toksycz­nych konieczne jest stosowanie podczas terapii odpowiednich środków prewencyjnych np. mesny oraz badanej obecnie agmatyny. Mimo że CPA i IFO są lekami często wykorzystywanymi w leczeniu onkologicznym, to ich zastosowanie jest ograniczone nie tylko toksycznością, ale także występującą na nie opornością. Oporność na oksazafosforinany wynika m.in. ze zmian w ekspresji i aktywności enzymów CYP, dehydrogenezy aldehydowej (ALDH) oraz ze zwiększo­nego poziomu wewnątrzkomórkowego glutationu (GSH) i S-transferazy glutationowej (GST). Obecnie badanych jest kilka sposobów zwalczania tej oporności, w tym stosowanie modulato­rów metabolizmu, antysensowych oligonukleotydów wybiórczo hamujących ekspresję genów oraz wprowadzanie genów izoenzymów CYP do tkanki nowotworowej.

Słowa kluczowe:aktywność cytotoksyczna • leki alkilujące • oksazafosforinany • pochodne izofosforamidu iperytowego

Summary

Cyclophosphamide (CPA) and ifosfamide (IFO) belong to oxazaphosphorine drugs and for a few decades have been widely used for treatment of solid tumours and haematological malignancies. Both drugs are administered in pharmacologically inactive form and require metabolic activation by cytochrome P-450 (CYP). Metabolic transformations taking place under the action of specific CYP isoenzymes lead to the formation of therapeutically essential metabolites and some toxic compounds affecting quality of therapy. The first stage of these conversions is connected with hydroxylation reactions occurring on the C-4 carbon atom within a ring and C-1 atoms of 2-chloroethyl chains. As a result of C-4 hydroxylation 4-hy­droxy derivatives (4-OH-CPA and 4-OH-IFO) are formed and remain in tautomeric equilibrium with aldo compounds which in cancer cells spontaneously release cytotoxic phosphoramide mustards and urotoxic acrolein. At the same time hydroxychloroethyl compounds formed during hydroxylation of side-chains are unstable and collapse with the release of inter alia nephro- and neurotoxic chloroacetaldehyde (CAA). Due to formation of toxic metabolites it is essential to use some preventive agents such as mesna and recently examined agmatine. Since CPA and IFO are widely used anticancer drugs, their efficacy is limited not only by their toxicity but also due to occurring resistance. This resistance seems to be a result of changes of expression and activity of enzymes such as CYP and aldehyde dehydrogenase (ALDH) and increase of intracellular levels of glutathione (GSH) and glutathione S-transferase (GST). At present a few methods of overcoming this resistance are being examined including the use of metabolism modulators, antisense oligonucleotides selectively inhibiting gene expression, and introducing genes of some CYP isoenzymes to a cancer tissue.

Key words:cytotoxic activity • alkylating drugs • oxazaphosphorines • isophosphoramide mustard derivatives

Wykaz skrótów:

A549 – linia komórek niedrobnokomórkowego raka płuc, ADH – dehydrogenaza alkoholowa, AGM – agmatyna, ALDH – dehydrogenaza aldehydowa, AIF – czynnik indukujący apoptozę, AKR1 – aldo­-keto reduktaza, ANT – translokaza nukleotydów adeninowych, AP-1 – kompleks białkowy (activator protein 1), AQDQ – podjednostka kompleksu C-I, BRP – obwodowy receptor dla benzodiazepin, BSO – butioninosulfoksyimina, C-I – kompleks I łańcucha oddechowego: oksydoreduktaza NADH:ubichinon, C-II – kompleks II łańcucha oddechowego: oksydoreduktaza bursztynian: ubichinon, C-III – kompleks III łańcucha oddechowego: oksydoreduktaza ubichinon:cytochrom c, C-IV – kompleks IV łańcucha oddechowego: oksydaza cytochromu c, C-V – kompleks V łańcucha oddechowego:syntaza ATP, C16C2 – ester etylowy O-heksadecylo-γ-glutamylo-S-benzylocysteinylofenyloglicyny, CAA – aldehyd chloro­octowy, CAR – konstytutywny receptor androstanu, CEPM – iperyt O-karboksyetylocyklofosfamidu, CoA– koenzym A, CPA – cyklofosfamid, CYP – izoenzym cytochromu P450, Cph.D – cyklofilina D, 2-DCE – 2-dechloroetyloifosfamid, 3-DCE – 3-dechloroetyloifosfamid, EMT-6 – mysi model z nowotworem piersi opornym na leki alkilujące, Fas L9 – ligand dla receptora śmierci (Fas Ligand), GR – receptor gli­kokortykosteroidów, GSH – glutation, GST – transferaza S-glutationowa, GSTP1 – inhibitor transferazy glutationowej, HNF-4-α – czynnik transkrypcyjny 4 (hepatic nuclear factor 4), HuCCT1 – linia komórek raka dróg żółciowych, IFO – ifosfamid, IL-1β – interleukina 1, IAP – białka z rodziny inhibitów apoptozy, iNOS – indukowalna syntaza tlenku azotu, iPAM – iperyt izofosforoamidowy, K562 – linia komórek białaczki, 9L – linia komórek glejakomięsaka, L1210 – linia komórek mysiej białaczki, LLC-PK1 – linia komórek epitelialnych, MAO – monoaminooksydaza, MCF-7 – linia komórek ludzkiego raka piersi, MetXia – rekombinowany retrowirusowy wektor kodujący ludzki gen CYP2B6, MFO – mafosfamid, MGMT – metylotransferaza metyloguaninowa, MPTP – kanał mitochondrialny (mitochondrial perme­ability transition pore), MRP – białka oporności wielolekowej, NAD⁺ – dinukleotyd nikotynamidoadeni­nowy, NF-κB – czynnik transkrypcyjny (nuclear factor kappa-light-chain-enhancer of activated B cells), NK – komórki układu odpornościowego (natural killer), 4-OH-CPA – 4-hydroksycyklofosfamid, 4-OH­-IFO – 4-hydroksyifosfamid, P388 – linia komórek białaczki, P450 – cytochrom P-450, PARP – enzym naprawczy polimeraza poly(ADP-ribozy), PAM – iperyt fosforoamidowy, PXR – receptor X pregnanu, R-CHOP – rytuksymab – cyklofosfamid/doksorubicyna/winkrystyna/prednison, ROS – reaktywna forma tlenu, SBF – S-bromofosfamid, SCMC – S-karboksymetylocysteina, TDGA – kwas tiodiglikolo­wy, TFO – trofosfamid, TNF – czynnik martwicy nowotworu (tumor necrosis factor), Treg – limfocyty T-regulatorowe, VDAC – kanał anionowy zależny od napięcia (voltage dependent anion channel).

Wstęp

Cyklofosfamid (CPA), ifosfamid (IFO) oraz trofosfamid (TFO) są alkilującymi lekami przeciwnowotworowymi i należą do grupy oksazafosforinanów. Aktywność prze­ciwnowotworową CPA stwierdzono już w latach pięć­dziesiątych ub.w. IFO zsyntetyzowano w połowie lat 60, a do praktyki klinicznej został wprowadzony w 1970 r. [57,120]. W tym samym czasie odkryto TFO, ale ze względu na jego lipofilowy charakter opracowano tylko postać do podawania doustnego, która wykorzystywana jest w leczeniu chorych paliatywnych w niektórych nowotworach [85]. Lekiem zakwalifikowanym do cyto­statyków alkilujących z grupy oksazafosforinanów jest również sulfonian 4-tioetano-CPA – mafosfamid (MFO). MFO jest pochodną CPA niewymagającą wątrobowej aktywacji, bowiem jego cytotoksyczność jest konse­kwencją spontanicznej hydrolizy w płynach ustrojowych i komórkach nowotworowych, która prowadzi do uwol­nienia aktywnych metabolitów [57,120]. Ważnym wyda­rzeniem w historii polskiej syntezy środków leczniczych było otrzymanie w latach 70 XX w. w Zakładzie Chemii Bioorganicznej Centrum Badań Molekularnych i Makro­molekularnych PAN w Łodzi enancjomerów CPA, IFO i TFO, a w latach 80 analogów strukturalnych IFO zmody­fikowanych w podstawniku 2-chloroetylowym. Badania farmakologiczne stereoizomerów tych analogów dopro­wadziły do wyselekcjonowania najbardziej aktywnego związku (S)-(-)-3-(2-bromoetylo)-2-chloroetyloamino- 1,3,2-oksazafosforinanu (S-bromofosfamidu, SBF), który został zakwalifikowany do badań klinicznych [12,17,24,39,49,50,97,102,103], podsumowanych już wcześniej [68,69].

Mimo poszukiwania ciągle nowych analogów z tej grupy w praktyce klinicznej nadal wykorzystuje się przede wszystkim CPA i IFO. CPA stosowany jest w leczeniu nowotworów piersi, płuc, prostaty, macicy i jajnika [24,57,119]. Często wykorzystywany jest w połącze­niu z metotreksatem, 5-fluorouracylem, docetakse­lem i epirubicyną w terapii adiuwantowej raka piersi [24,37,57,119]. Znalazł też zastosowanie w leczeniu chło­niaków, szpiczaka mnogiego i ostrej białaczki limfobla­stycznej [24,57,119]. Stosowany jest również jako lek immunosupresyjny w niektórych chorobach autoimmu­nologicznych w tym w układowym toczniu rumieniowa­tym i reumatoidalnym zapaleniu stawów [40,41,57,73].

Z kolei IFO wykazuje aktywność przeciwnowotworową w leczeniu drobno- i niedrobnokomórkowego raka płuc, raka piersi, jajnika, pęcherza moczowego, szyjki macicy, kostniakomięsaka, nerwiaka, szpiczaka mnogiego, bia­łaczek i chłoniaków. Stosowany jest zarówno w mono­terapii jak i z cytostatykami z grupy antymetabolitów, taksanów, epipodofilotoksyny, antybiotyków antra­cyklinowych, pochodnych platyny i z L-asparaginazą [24,35,55,70,80,114,120]. Oba leki wymagają metabolicz­nej transformacji do cytotoksycznych iperytów odpo­wiedzialnych za efekt terapeutyczny z jednoczesnym formowaniem metabolitów wywierających działanie urotoksyczne, neurotoksyczne i nefrotoksyczne [24,57].

W pracy zanalizowano czynniki odpowiedzialne za mechanizmy toksyczności, które w sposób istotny wpły­wają na jakość leczenia i komfort pacjenta; również czynniki odpowiedzialne za powstawanie oporności na oksazafosforinany z możliwościami jej zmniejszania. Omówiono również elementy mechanizmu apoptozy związane ze stosowaniem tych leków i ich efektywność.

Klasyczne oksazafosforinany

Do klasycznych, powszechnie klinicznie stosowanych oksazafosforinanów należą CPA i IFO (ryc. 1). Są one podawane w nieczynnej farmakologicznie postaci trans­portowej, która ulega aktywacji pod wpływem mikroso­malnych enzymów wątrobowych [57,120].

Ryc. 1. Struktura chemiczna cyklofosfamidu i ifosfamidu

Metabolizm i mechanizm działania oksazafosforinanów

Metabolizm CPA

Oksazafosforinany są prolekami i do działania wyma­gają metabolicznej aktywacji z udziałem wątrobowego systemu cytochromu P450/CYP. Izoformy klasy CYP2B6, CYP3A4, CYP2C9, CYP2A6, CYP2C8 i CYP2C19 katalizują reakcję hydroksylacji CPA w pozycji 4 pierścienia. Prawie 45% transformacji CPA w pochodną 4-OH-CPA zachodzi z udziałem CYP2B6, a 25 i 12% odpowiednio z udziałem CYP3A4 i CYP2C9. Izoenzymy CYP2A6, CYP2C8 i CYP2C19 mają niewielki wpływ na przemianę CPA do jego 4-hydrok­sypochodnej [120]. Hydroksylacja atomu węgla w pier­ścieniu w pozycji C-4 CPA odbywa się głównie w wątrobie, w mniejszym stopniu w płucach, jelitach i nerkach. 4-OH­-CPA i jego tautomer – aldofosfamid są transportowane przez erytrocyty do komórek nowotworowych. Aldofos­famid natomiast poprzez spontaniczną β-eliminację ulega dekompozycji do ostatecznej cytotoksycznej postaci jaką jest iperyt fosforoamidowy (PAM) oraz w równomolowej ilości do produktu ubocznego – akroleiny. Iperyt fosforo­amidowy reaguje z DNA, co prowadzi ostatecznie do apop­tozy. Alternatywnie, aldosfosfamid może być redukowany przez dehydrogenazę alkoholową (ADH) oraz aldo-keto reduktazę (AKR1) do alkofosfamidu [57,120]. W hepato­cytach akroleina ulega detoksykacji w wyniku sprzęgania z glutationem z udziałem S-transferazy glutationowej, co może doprowadzić do wewnątrzkomórkowego wyczer­pania glutationu i uszkodzenia hepatocytów. Aldofosfa­mid może być również utleniany przez dehydrogenazę aldehydową do nietoksycznego iperytu O-karboksyety­locyklofosforoamidowego (CEPM, karboksyfosfoamidu). Karboksyfosfoamid powstaje głównie z udziałem dehy­drogenazy aldehydowej ALDH1A1 i w mniejszym stop­niu z udziałem ALDH3A1 i ALDH5A1. CEPM jest jednym z głównych, stabilnych chemicznie metabolitów CPA, które są łatwo wykrywane w moczu i osoczu pacjentów. Ponadto 4-OH-CPA jest także utleniany przez dehydroge­nazę alkoholową (ADH) do nietoksycznego 4-ketocyklo­fosfamidu (4-keto-CPA). Pula powstającego 4-keto-CPA jest znacznie mniejsza w porównaniu do puli CEPM [24]. CPA może być również metabolizowany za pośrednic­twem N-dechloroetylacji z udziałem CYP3A4/3A5 i w zde­cydowanie mniejszym stopniu przez CYP2B6. W wyniku N-dechloroetylacji powstają neurotoksyczny i nefrotok­syczny aldehyd chlorooctowy (CAA) oraz nieaktywny 3-dechloroetyloifosfamid (3-DCE) [24,31,57,120]. Schemat metabolizmu cyklofosfamidu przedstawiono na ryc. 2.

Ryc. 2. Schemat metabolizmu cyklofosfamidu u ludzi

Metabolizm IFO

Metabolizm IFO jest podobny do CPA (ryc. 3). Istnieją jednak pewne różnice między tymi lekami dotyczące szlaków metabolicznych. Rozbieżności wynikają z różnic w położeniu grup chloroetylowych. CPA ma dwie grupy chloroetylowe podstawione przy pozapierścieniowym atomie azotu, natomiast w IFO tylko jedna z dwóch grup chloroetylowych połączona jest z atomem azotu cyklicz­nego pierścienia 1,3,2-oksazafosforinanowego [120]. Stąd w przypadku IFO metabolizm w wyniku N-dechloroety­lacji zachodzi w około 50%, a w przypadku CPA tylko w 10% [54]. N-dechloroetylacja IFO odbywa się z udzia­łem CYP3A4/5, a także CYP2B6 i prowadzi do powsta­nia 3- i 2-dechloroetyloifosfamidu (3-DCE, 2-DCE) oraz CAA [27]. Natomiast produktem β-eliminacji jest iperyt izofosforoamidowy (iPAM), który jest końcowym cyto­toksycznym metabolitem i który może być dalej kon­wertowany do chloroetyloaminy i 1,3-oksazolin-2-onu [1,24,31,44,57,67,68,69,120].

Ryc. 3. Schemat metabolizmu IFO

Mechanizm działania oksazafosforinanów

Oksazafosforinany pod względem ingerencji w prolife­rację komórek należą do leków specyficznych dla cyklu komórkowego. Po metabolicznej aktywacji z udziałem cytochromu wątrobowego P450 do 4-hydroksypochod­nych i dalszej przemianie do ostatecznej postaci cyto­toksycznej – iperytu – oksazafosforinany działają jako dwufunkcyjne związki alkilujące (ryc. 4) [4,67]. Mecha­nizm działania oksazafosforinanów zależy od ich zdol­ności do alkilowania DNA, a działanie to przypisuje się dwóm metabolitom, odpowiednio PAM i iPAM [24,57]. Oba iperyty mają charakter elektrofilowy i mogą reago­wać z wysoce reaktywnymi grupami nukleofilowymi kwasów nukleinowych tworząc trwałe wiązania kowa­lencyjne. PAM jest przekształcany w nietrwały jon azirydyniowy i następnie w reaktywny chemicznie kar­bokation [4,24,67]. Ten produkt pośredni reaguje z helisą DNA przez tworzenie wiązania kowalencyjnego z ato­mem azotu N7 guaniny. W mniejszym stopniu podatne na alkilację są atomy N1 i N3 adeniny, N3 cytozyny i O6 guaniny [57]. Prowadzi to do utworzenia wewnątrznicio­wych wiązań krzyżowych w DNA (intrastrand) oraz mię­dzyniciowych wiązań krzyżowych w DNA (interstrand) – cross-link. Natomiast w przypadku iPAM w środowi­sku fizjologicznego pH odłącza się anion chlorkowy (Cl^–) i w następstwie tego powstaje bardziej stabilny w porów­naniu z jonem azirydyniowym, związek azirydyniowy o analogicznych zdolnościach alkilujących DNA. Utwo­rzenie jonu z PAM i związku azirydyniowego z iPAM jest jedną z hipotez wykorzystywanych do wyjaśnienia ist­niejących różnic w zdolności alkilowania między tymi iperytami [24,67,100]. Wykazano też, że zróżnicowane wewnątrzcząsteczkowe odległości między grupami chloroetylowymi PAM i iPAM prowadzą do odmiennego zasięgu w procesie tworzenia wiązań krzyżowych.

Ryc. 4. Schemat alkilowania guaniny. Guanina(I) – pierwsza cząsteczka guaniny; guanina(II) – druga cząsteczka guaniny

Utworzone z PAM wiązanie krzyżowe między łańcu­chami DNA jest nieco krótsze, obejmuje pięć atomów, podczas gdy iPAM daje wiązanie poprzez siedem atomów [4,28,67]. Konsekwencją utworzenia cross-link jest uru­chomienie mechanizmów apoptotycznych doprowadza­jących do śmierci komórki [67].

Ponadto CPA wykazuje aktywność przeciwnowotworową przez zmniejszanie puli limfocytów T-regulatorowych (Treg) o fenotypie CD4⁺/CD25 i silnych właściwościach immunosupresyjnych oraz przez wpływ na wzrost liczby komórek pamięci immunologicznej [33,57]. Doustne podawanie cyklofosfamidu w metronomicznym sche­macie dawkowania pacjentom z zaawansowaną chorobą nowotworową selektywnie redukowało krążące limfo­cyty T-regulatorowe, co skutkowało supresją ich właści­wości inhibicyjnych w stosunku do konwencjonalnych komórek T i NK [23].

Rola oksazafosforinanów w indukcji apoptozy

Uruchomienie kaskady kaspaz inicjuje śmierć komó­rek nowotworowych w procesie apoptozy (ryc. 5). Skut­kiem działania kaspaz są liczne zmiany biochemiczne i morfologiczne w komórkach nowotworowych [12,111]. Leki oksazafosforinanowe indukują apoptozę w fazie wewnętrznej zależnej od mitochondrium [57,86,111]. W wyniku reakcji stresowej komórki na uszkodze­nie DNA pod wpływem działania chemioterapeutyku dochodzi do zmian w obrębie błony mitochondrialnej. Prowadzi to do zaburzenia potencjału błonowego mito­chondriów, uwolnienia czynników apoptotycznych do cytosolu, aktywacji kaspazy 9, a następnie kaspaz efek­torowych 3 i 7 [12,57].

Ryc. 5. Schemat szlaku mitochondrialnego apoptozy

W regulacji apoptozy uczestniczy rodzina białek regu­latorowych Bcl-2. Do rodziny tej należą białka proapop­totyczne (Bax, Bad, Bak, Bid) oraz antyapoptotyczne (Bcl-2, Bcl-XL, Bcl-w i Mcl-1). Białka te oddziaływają między sobą łącząc się w homodimery np. Bcl-2/Bcl- 2, Bax/Bax lub heterodimery np. Bcl-2/Bax. Czas życia komórki nowotworowej zależy od wzajemnych relacji ilościowych między białkami pro- i antyapoptotycznymi [106,107]. W zdrowych komórkach Bax jako monomer występuje w cytosolu lub luźno przylega do zewnętrz­nej błony mitochondrialnej. Po indukcji apoptozy Bax zmienia konformację i w postaci oligomerycznej prze­mieszcza się i wbudowuje do zewnętrznej błony mito­chondrialnej tworząc pory, przez które uwalniany jest cytochrom c [45]. Zwiększenie przepuszczalności błony mitochondrialnej może być również warunkiem inter-akcji rodziny białek Bcl-2 z kanałami mitochondrial­nymi (MPTP – mitochondrial permeability transition pore) w miejscu zetknięcia obu błon mitochondrial­nych. Głównymi elementami struktury kanału są translokaza nukleotydów adeninowych (ANT) i cyklo­filina D (Cph. D) umiejscowione w wewnętrznej bło­nie mitochondrialnej, a także kanał anionowy zależny od napięcia (VDAC) oraz obwodowy receptor dla ben­zodiazepin (BRP) w błonie zewnętrznej. Bax i Bak po przyłączeniu do VDAC tworzą kanały błonowe przepusz­czalne dla cytochromu c. Białka Bcl-2 działają odwrot­nie, tj. po przyłączeniu do VDAC zamykają jego światło, a tym samym prowadzą do zatrzymania cytochromu c wewnątrz mitochondrium [45,86,88,106,107]. Podczas utraty zdolności błony zewnętrznej mitochondriów do pełnienia bariery uwalniane są również inne białka, takie jak czynnik indukujący apoptozę (AIF), który indu­kuje kondensację chromatyny i fragmentację DNA oraz białko Smac/Diablo (second mitochondria-derived acti­vator of caspase/direct IAP binding protein with low PI), które jest antagonistą inhibitorów apoptozy tzn. IAP (inhibitors of apoptotic proteases). Wypływ cytochromu c z mitochondrium jest sygnałem do tworzenia apopto­somu, który jest oligomerycznym kompleksem białek aktywujących kaspazy efektorowe. Powstaje przez połą­czenia uwolnionego do cytoplazmy cytochromu c z biał­kiem adaptorowym Apaf-1 i z udziałem dATP zmienia konformację ulegając oligomeryzacji, a następnie łączy się z prokaspazą 9. Prokaspaza 9 poprzez dimeryzację ulega aktywacji, co prowadzi do inicjacji kaskady kaspaz efektorowych [12,106,111]. Na podstawie badań in vitro na komórkach linii nowotworowej 9L glejakomięsaka wykazano, że poziom ekspresji białek z rodziny Bcl-2 znacząco wpływa na podatność komórek nowotworo­wych na CPA. Zaobserwowano, że nadekspresja anty­apoptotycznego białka Bcl-2 skutkowała hamowaniem aktywności kaspazy 9 i cytotoksycznego działania CPA. Jednak, mimo że CPA w komórkach linii 9L z nadekspre­sją Bcl-2 bezpośrednio nie indukował apoptozy, to jed­nak zwiększał odpowiedź cytostatyczną przejawiającą się zmniejszeniem wzrostu komórek z zachowaniem ich żywotności [86].

Z kolei wyniki przeprowadzonych badań in vitro na linii komórkowej MCF-7 sugerują, że również system Fas L odgrywa istotną rolę w uruchamianiu apoptozy przez sam CPA jak i przez CPA w obecności resweratrolu [91].

Aspekty toksyczności oksazafosforinanów

Stosowanie CPA i IFO powoduje wiele objawów toksycz­nych zależnych zarówno od częstotliwości podawania, jak i od łącznej dawki leku. Obserwowane różnice w pro­filach toksyczności między tymi lekami są wynikiem ilości powstających metabolitów: akroleiny, aldehydu chlorooctowego i pochodnych iperytu. Do ogólnych objawów występujących po podaniu CPA i IFO zaliczane są: nudności, wymioty, łysienie, niepłodność, reakcje nadwrażliwości i hamowanie czynności szpiku kostnego [24,47,53,57,87]. Jednym z ciężkich powikłań występują­cych po podaniu tych leków jest krwotoczne zapalenie pęcherza moczowego wywołane uwalnianą podczas bio­transformacji urotoksyczną akroleiną [24,47,53]. Jest to proces zapalny, w patogenezie którego biorą udział cyto­kiny (TNF), czynnik transkrypcyjny (NF-κB) oraz kom­pleks białkowy AP-1. Akroleina jest wysoce reaktywnym α, β-nienasyconym aldehydem, który łatwo wiąże się z glutationem, białkami i DNA. Przyjmuje się, że za uro­toksyczność towarzyszącą terapii oksazafosforinanami odpowiedzialny jest kilkufazowy mechanizm (ryc. 6).

Ryc. 6. Mechanizm urotoksyczności indukowanej przez akroleinę i prewencyjne działanie mesny

W pierwszej fazie akroleina szybko wnika do komórek nabłonkowych pęcherza moczowego i powoduje wzrost wytwarzania reaktywnych form tlenu (ROS) oraz sty­muluje iNOS (indukowalna syntaza tlenku azotu), co prowadzi do nadmiernego wytwarzania NO. Dodatkowo akroleina indukuje czynnik transkrypcyjny NF-κB i kom­pleks białkowy AP-1, co w konsekwencji powoduje eks­presję genów dla cytokin TNF-α i IL-1β, dalszą indukcję iNOS i wytwarzanie reaktywnych form tlenu. Wzrost wytwarzania NO i ROS prowadzi do generowania cyto­toksycznego anionu nadtlenoazotynowego (ONOO^–), który powoduje peroksydacje lipidów, utlenianie białek oraz powstawanie pęknięć w DNA. Powstałe uszkodzenie DNA stymulują enzym naprawczy polimerazę poli(ADP­-rybozy) (PARP), którego wzmożona aktywność prowa­dzi do wyczerpania komórkowych zapasów NAD⁺ i ATP, a następnie nekrozy komórki [24,47,51,93].

Ważnym niepożądanym następstwem stosowania ifos­famidu jest nefrotoksyczność. Jej bezpośrednią przy­czyną jest CAA powstający podczas kaskady przemian metabolicznych obu leków [24,47,53,54,57,65,87]. Wyniki badań wskazały, iż w przypadku stosowania IFO noto­wano wielokrotnie wyższy poziom CAA w porównaniu do CPA. Różnice w przebiegu metabolizmu tych analo­gów są wynikiem różnic w ich budowie chemicznej. Jak podano wcześniej oddalenie od siebie grup chloroety­lowych w strukturze IFO spowalnia 4-hydroksylację, co ogranicza ilość powstających aktywnych metabolitów. Rezultatem tego jest wzmożone utlenianie łańcuchów bocznych i powstawanie większych ilości 2- i 3-DCE oraz CAA [24,27,69,112]. Ponadto po podaniu IFO, CAA jest generowany lokalnie w komórkach nerek, co praw­dopodobnie wzmaga jego działanie nefrotoksyczne [1,67,112]. Metabolizm nerkowy IFO przebiega z udzia­łem tych samych izoenzymów CYP, które metabolizują lek w wątrobie. Izoenzymy CYP: 3A4 i 3A5 zidentyfiko­wano w nerkach płodów ludzkich oraz nerkach dzieci i dorosłych, w tym w moczowodach, kanaliku zbiorczym i kanaliku bliższym. CYP3A5 dodatkowo zlokalizowano w pętli Henlego. Aktywność CYP2B6 istotna dla metabo­lizmu IFO była jednak znacznie niższa w mikrosomach nerkowych niż w mikrosomach wątrobowych, a całko­wita zawartość izoenzymów CYP w nerkach była około 6-krotnie niższa niż w wątrobie [1]. Przeprowadzone badania metabolizmu IFO in vitro z wykorzystaniem mikrosomów nerkowych wyizolowanych ze świńskich i ludzkich nerek wykazały ich zdolność do biotransfor­macji IFO do stabilnych N-dechloroetylowych pochod­nych [112]. Natomiast badania nad stereoselektywnością metabolizmu IFO in vitro pod wpływem ludzkich mikro­somów nerkowych wykazały, że są one zdolne do enan­cjoselektywnego metabolizmu IFO. Enancjomer R-IFO ulegał biotransformacji do R-2-DCE i S-3-DCE, a enan­cjomer S-IFO do S-2-DCE i R-3-DCE przy niewielkich ilościowych różnicach w metabolizmie. Większe róż­nice odnotowano w ilościach formowanych dechloro­etylowych pochodnych powstałych z przemiany S-IFO [1]. Badania metabolizmu IFO z uwzględnieniem geno­typu CYP3A5 przeprowadzono z wykorzystaniem ludz­kich mikrosomów nerkowych pochodzących od dawców homozygotycznych z allelem CYP3A5*3/*3 oraz od dawców heterozygotycznych z allelem CYP3A5*1. Zna­mienną N-dechloroetylację IFO zaobserwowano tylko u osób z allelem CYP3A5*1 [67]. Metabolizm w wyniku N-dechloroetylacji prowadzący do powstania stabilnych 2- i 3-DCE powoduje powstawanie równoważnych ilości niestabilnego CAA. Wykazano, że powstające z IFO 2-DCE i 3-DCE pozostają w stosunku 1:1, a ich suma jest równa ilości CAA. Toksyczność CAA wynika z ingerencji w pro­cesy biochemiczne nefronu i zaburzenia jego home­ostazy. CAA obniża w komórce poziom glutationu, CoA, acetyloCoA i ATP oraz kumuluje pirogronian, a także wpływa na aktywność niektórych enzymów. Wykazano, że hamuje on dehydrogenazę gliceroaldehydofosfora­nową, bisfosfatazę fruktozową i glukozo-6-fosfatazę, co skutkuje zahamowaniem glukoneogenezy. Wyka­zano również, że klinicznie obserwowane stężenia CAA hamują komórkową V-ATP-azę, co prawdopodobnie prowadzi do spadku reabsorpcji białek, która występuje w zespole Fanconiego [17,24,48,115]. Główny mecha­nizm nefrotoksycznego działania CAA polega prawdopo­dobnie na blokowaniu kompleksu C-I (oksydoreduktaza NADH:ubichinon), wchodzącego w skład mitochondrial­nego łańcucha oddechowego (ryc. 7).

Ryc. 7. Mechanizm nefrotoksyczości indukowany IFO i prewencyjne działanie agmatyny (AGM)

Przyjmuje się, że dezaktywacja C-I może być konsekwen­cją defosforylacji jego podjednostki AQDQ, co skutkuje zmianami wewnątrzkomórkowego poziomu ATP. Kom­pleks C-I bierze udział w tworzeniu gradientu protono­wego w poprzek wewnętrznej błony mitochondrialnej i przekazywaniu elektronów z NADH na cząsteczkę ubi­chinonu, co generuje siłę napędową do syntezy ATP. U szczurów, którym podawano IFO zaobserwowano wzrost NADH w korze nerkowej, pozwala to wnioskować, że brak funkcji C-I nie jest wynikiem wyczerpywania się mitochondrialnych zasobów NADH [17,48,77,78,115].

Innym istotnym klinicznie niepożądanym działaniem ifosfamidu jest jego potencjalna neurotoksyczność [2,13,30,34,36,47,60,89,104]. Przyjmuje się, że odpowie­dzialny jest CAA gromadzący się w OUN, a jego tok­syczny wpływ na układ nerwowy może być związany z procesem detoksykacji [2,47,60]. Pierwszym etapem detoksykacji CAA jest jego sprzęganie z endogennym glutationem i/lub cysteiną, prowadzące do powstania S-karboksymetylocysteiny (SCMC). SCMC podlega dalej metabolizmowi do kwasu tiodiglikolowego (TDGA), któ­rego obecność wykrywana jest w moczu pacjentów obję­tych terapią IFO. SCMC selektywnie aktywuje receptory AMPA/kainianowe, co prawdopodobnie wynika z jej analogii strukturalnej do kwasu glutaminowego (ryc. 8). Zakłada się, że SCMC powstaje in situ w mózgu, gdyż nie przenika ona bariery krew-mózg [10,56,79]. TDGA może także uczestniczyć w indukcji encefalopatii przez wywo­ływanie wewnątrzneuronalnego „zakwaszenia” [10,56].

Ryc. 8. Biochemiczne implikacje neurotoksyczności ifosfamidu

Poza tym neurotoksyczność CAA może też być zwią­zana ze zmniejszaniem puli glutationu w OUN i inhibicją oksydatywnej fosforylacji w mitochondriach, co skut­kuje zaburzeniem metabolizmu kwasów tłuszczowych [24,89].

CPA i IFO wykazują także działanie kardiotoksyczne, jednak w standardowych dawkach są one niewielkiego stopnia. W dużych dawkach, stosowanych do ablacji szpiku kostnego, leki te mogą powodować zapalenie mię­śnia sercowego, wysiękowe zapalenie osierdzia, zawał serca, zaburzenia rytmu serca i zastoinową niewydol­ność serca. Całkowita dawka IFO, powodująca uszkodze­nie mięśnia sercowego jest zwykle znacznie większa niż 1,0 g/m², a efekt kardiotoksyczny pojawia się u pacjen­tów w ciągu dwóch tygodni od podania leku. Zastoinowa niewydolność serca po IFO jest często odwracalna. Krwo­toczne zapalenie mięśnia sercowego występuje głównie przy stosowaniu wysokich dawek CPA [47,82].

Prewencja toksyczności

W celu zabezpieczenia przed urotoksycznymi efektami w terapii oksazafosforinanami w standardowym leczeniu klinicznym stosuje się prewencyjne podawanie mesny. W badaniach klinicznych wykazano dużą skuteczność mesny zarówno po podaniu dożylnym jak i doustnym, a także w schematach leczenia łącznego z obu dróg podania [42,51,53,55,93,99]. W przypadku podania i.v. stosowana dawka mesny stanowi 60% całkowitej dawki IFO podzielonej na trzy równe części, przy czym pierw­sza część dawki aplikowana jest zaraz po podaniu IFO, a dwie kolejne odpowiednio po 4 i 8 godzinach od poda­nia IFO [93]. Uroprotekcyjne działanie mesny wynika z jej struktury chemicznej i właściwości farmakolo­gicznych. Mesna, sól sodowa kwasu 2-merkaptoetano­sulfonowego jest związkiem tiolowym łatwo wiążącym akroleinę oraz 4-OH-metabolity CPA i IFO. W komórkach mesna występuje w postaci zredukowanej, natomiast w osoczu ulega szybkiej autooksydacji do nieaktyw­nej disulfidowej – dimesny. Zarówno mesna, jak i dime­sna są szybko filtrowane w kłębuszkach nerkowych, a następnie dimesna ulega częściowej resorpcji zwrot­nej do kanalików nefronu i w komórkach nabłonko­wych kanalików jest częściowo redukowana z udziałem reduktazy glutationowej do farmakologicznie czyn­nej postaci tiolowej. Do moczu jest wydalana zarówno mesna jak i dimesna. W obrębie pęcherza moczowego mesna łączy się poprzez grupy sulfhydrylowe z akrole­iną tworząc stabilny, nietoksyczny kompleks [51,93,99] (ryc. 6). Stosowanie mesny zmniejsza objawy zapalenia pęcherza moczowego, częstość występowania dysurii oraz epizodów mikro- i makrokrwiomoczu. Stosowanie mesny u dzieci nie jest skuteczne, co jest prawdopodob­nie wynikiem braku możliwości wytwarzania przez ich organizm wystarczającej ilości utlenionej mesny. Hipo­tezę tę oparto na wynikach badań prowadzonych in vitro na linii komórek epitelialnych LLC-PK1, które nie mają zdolności redukowania dimesny do mesny [24,47,67,87].

Prewencja z kolei toksycznego wpływu CAA na komórki nerek powinna polegać, jak się sugeruje, na stosowaniu środków zwiększających aktywność kompleksu C-I oraz pozwalających zachować integralność łańcucha odde­chowego [17,24,48,53,77,78,115]. Takim środkiem wydaje się agmatyna (AGM) [77]. AGM powstaje w wyniku dekarboksylacji argininy z udziałem mitochondrial­nej dekarboksylazy argininy i pełni istotne funkcje biologiczne zarówno w komórkach prawidłowych jak i nowotworowych [76]. Na podstawie badań z wykorzy­staniem modelu zwierzęcego, uważa się że agmatyna zwiększa poziom cAMP, który aktywuje cAMP-zależną kinazę białkową odpowiedzialną za fosforylację podjed­nostki AQDQ kompleksu C-I [6,78]. Poza tym mechanizm prewencyjnego działania AGM tłumaczy się pobudze­niem β-oksydacji kwasów tłuszczowych, która zachodzi z udziałem kompleksu C-II i pozwala zrekompensować brak aktywności kompleksu C-I. Dodatkowo postuluje się, że pobudzona przez AGM β-oksydacja może być rów­nież uwarunkowana poziomem cAMP (ryc. 7) [77].

Z kolei błękit metylenowy, według niektórych danych, może być środkiem zapobiegającym występowaniu objawów neurotoksycznych związanych z terapią IFO. Prewencyjne właściwości błękitu metylenowego wyni­kają z hamowania aktywności monoaminooksydazy (MAO), a w konsekwencji ze wzrostu stężenia serotoniny w OUN modulującej wpływ SCMC na receptory AMPA/ kainianowe [24,56,58,79]. Dodatkowo błękit metylenowy zmienia przepuszczalność błony mitochondrialnej dla długołańcuchowych kwasów tłuszczowych i indukuje ich oksydację [24,89]. Wydaje się, że również tiamina może być skuteczna w encefalopatii wywoływanej ifosfami­dem [34].

Oporność na oksazafosforinany, implikacje genetyczne

W praktyce klinicznej obserwuje się zróżnicowaną sku­teczność chemioterapii lekami alkilującymi z grupy oksazafosforinanów w stosunku do różnych typów nowotworów, co tłumaczy się występowaniem opor­ności wrodzonej i nabytej na te cytostatyki. Wrodzona oporność na oksazafosforinany jest związana ze zmia­nami molekularnymi i biochemicznymi występującymi w komórkach nowotworowych, a nabyta jest konse­kwencją ekspozycji tych komórek na wyżej wymienione leki [118,120]. Jak już przedstawiono we wcześniejszej części pracy szeroka i różnorodna pula enzymów bie­rze udział w biotransformacji cyklofosfamidu i ifos­famidu (ryc. 2,3). Analiza tych enzymów, zwłaszcza izoform cytochromu P450/CYP: 2B6, 2C9, 2C19, 3A4 oraz izoform dehydrogenazy aldehydowej (ALDH), aldo-keto reduktazy (AKR) i transferazy glutationo­wej (GST) pozwala na wyciągnięcie wniosku, że zmiany w aktywności tych białek wynikające z obecności induk­torów lub inhibitorów oraz polimorfizmu genetycz­nego mogą wpływać na pulę aktywnych terapeutycznie metabolitów i predysponować do powstania oporno­ści [118,120]. W przeprowadzonych badaniach 29 cho­rych z hematologicznymi zmianami nowotworowymi mających na celu ocenę wpływu polimorfizmu CYP: 2B6 (G516T), 2C9*3, 2C19*2 i 2C19*3 na farmakokinetykę CPA i 4-OH-CPA wykazano, że obecność allelu G516T genu CYP2B6 powodowała wzrost szybkości tworzenia 4-OH-CPA i intensywniej wpływała na klirens nerkowy w porównaniu do typu dzikiego, natomiast genotypy izoform CYP2C9 i CYP2C19 nie decydowały o klirensie CPA [113,120]. Wykazano również, że zmutowane izoen­zymy CYP: 2B6 i 2C19 wpływają na skuteczność terapii i przeżywalność pacjentów z rozrostowym toczniowym zapaleniem nerek leczonych CPA podawanym dożylnie w postaci „pulsów” z/bez metyloprednizolonu [105,120]. U pacjentów będących homozygotami dla CYP2B6*5 i CYP2C19*2 zaobserwowano znacznie mniejsze praw­dopodobieństwo uzyskania odpowiedzi całkowitej ze strony nerek. W tych samych badaniach wykazano także, że u pacjentek będących homozygotami lub heterozygo­tami w stosunku do CYP2C19*2 ryzyko przedwczesnego rozwoju niewydolności jajników było znacznie mniejsze w porównaniu do posiadaczek allelu dzikiego CYP2C19*1 i wynosiło odpowiednio 35 i 80% [105,120]. Wydaje się, że zarówno wpływ na funkcjonowanie nerek, jak i toksycz­ność w odniesieniu do jajników u pacjentek leczonych CPA wynika z tego, że geny CYP2B6*5 i CYP2C19*2 wytwa­rzają białka o mniejszej aktywności enzymatycznej, co może prowadzić do zmniejszenia metabolicznej aktywa­cji CPA, a w konsekwencji pogorszenia funkcji nerek przy zachowaniu małej toksyczności gonadalnej [105]. Nie zaobserwowano związku między klinicznymi zmianami w nerkach, a polimorfizmem allelu CYP2C9 i CYP3A4. Wyniki te potwierdziły znaczącą rolę CYP2B6 i CYP2C19 w aktywacji CPA, podczas gdy udział CYP2C9 i CYP3A4 okazał się mniej istotny [118].

Jak wiadomo droga indukcji izoenzymów cytochromu P450 przebiega przez receptory jądrowe należące do superrodziny receptorów steroidowych [110,118]. Na podstawie badań in vitro na modelu ludzkich hepatocy­tów wykazano, że do indukcji przez CPA izoenzymów cytochromu P450, w tym CYP2B6, CYP3A4 i CYP2C9 wymagana jest aktywacja receptora pregnanu X (PXR), dla którego wykazano istnienie polimorfizmów gene­tycznych mogących mieć wpływ na metabolizm i aktyw­ność oksazafosforinanów [32,59]. Wydaje się także, że inne receptory jądrowe, takie jak konstytutywny recep­tor androstanu (CAR), receptor dla glikokortykostero­idów (GR) i czynnik transkrypcyjny 4 (HNF4-α, hepatic nuclear factor 4) są istotne w procesie indukcji CYP3A4 i CYP2B6 przez oksazafosforinany [118].

Oceniano również wpływ dehydrogenazy aldehydowej (ALDH) na występowanie oporności na oksazafosfori­nany. Dotychczas w nadrodzinie ALDH zidentyfikowano 17 izoenzymów kodowanych przez rożne loci genowe [98,108,118]. Izoenzymy ALDH: 1A1, 3A1 i 5A1 uczestni­czą w detoksykacji 4-OH-CPA i 4-OH-IFO przez tworzenie odpowiednio iperytów karboksyetylo-CPA i karbok­syetylo-IFO oraz związków 4-keto-CPA i 4-keto-IFO, a zatem zwiększenie aktywności ALDH przez indukcję lub transfer genu prowadzi do wytworzenia oporności na CPA [24,57,94,118,120]. Stwierdzono, że powstawanie CEPM z CPA z udziałem ALDH1A1 skutkuje powstawa­niem oporności komórek białaczek L1210 i P388 na CPA i 4-OH-CPA. Ponadto w badaniach in vitro na różnych liniach komórkowych z nadekspresją ALDH3A1 zaob­serwowano również występowanie znacznej oporności zarówno na CPA, jak i mafosfamid (MFO) [101,118]. Prze­prowadzono wstępną ocenę kliniczną zależności miedzy poziomem ekspresji ALDH a skutecznością chemiotera­pii z udziałem oksazafosforinanów. Wyniki badań suge­rują, że poziom ekspresji ALDH1A1 w raku piersi może być czynnikiem predykcyjnym pozwalającym na przewi­dywanie odpowiedzi na leczenie CPA [44,120].

Kolejnymi enzymami zaangażowanymi w metabo­lizm oksazafosforinanów są aldo-keto reduktazy (AKR), a zwłaszcza AKR1 powodująca konwersję aldoifosfa­midu do alkoifosfamidu. Jak dotąd nie ma doniesień opi­sujących zależność między poziomem ekspresji AKR1 a odpowiedzią na leczenie oksazafosforinanami, mimo że w niektórych typach nowotworów stwierdzono jego nadekspresję [118].

W indukowaniu oporności na oksazafosforinany ważną rolę spełnia również zredukowana postać glutationu (GSH, tripeptyd γ-glutamylocysteinyloglicyny), którego aktywną grupą jest reszta sulfhydrylowa -SH cysteiny.

Dysocjacja kwasowa grupy -SH prowadzi do powstania nukleofilowego anionu tiolanowego, który ulega sprzę­ganiu z metabolitami CPA i IFO z udziałem S-transferazy glutationowej, a następnie usuwa je z komórek nowo­tworowych za pomocą transporterów MRP [2,118,120]. W badaniach in vitro wykazano, że glutation zapo­biega tworzeniu się wiązań krzyżowych w niciach DNA z udziałem iperytów, a tym samym zmniejsza wrażli­wość komórek nowotworowych na CPA [8,21,84]. Z kolei w badaniach na mysim modelu z nowotworem piersi EMT-6 opornym na leki alkilujące zaobserwowano znaczny wzrost komórkowego GSH, reduktazy i peroksy­dazy glutationowej [11,118]. Podobne wyniki otrzymano w badaniach na „nagich” myszach z ludzkimi przeszcze­pami ksenogenicznymi różnych typów nowotworów [14]. Dodatkowo, zarówno w badaniach in vitro jak i in vivo na zwierzętach oraz w badaniach klinicznych u pacjen­tów zaobserwowano, że oksazafosforinany powodo­wały znaczny spadek wewnątrzkomórkowego GSH, co wyraźnie wskazuje, że jest on eksploatowany w proce­sach detoksykacyjnych tej grupy leków [64]. Zaobserwo­wano też, że IFO nasila przeciwnowotworowe działanie wielu cytostatyków, w tym cisplatyny i paklitakselu, co tłumaczy się nie tylko jego cytotoksycznym mechani­zmem działania, ale także możliwościami zmniejszania wewnątrzkomórkowego poziomu GSH [64,118]. Wyniki te dowodzą, że wewnątrzkomórkowy poziom GSH może być wyznacznikiem stopnia wrażliwości komórek na leki alkilujące, a jego obniżenie w komórkach nowotwo­rowych byłoby korzystne, bo zwiększające skuteczność chemioterapii IFO i CPA [118].

Równie ważny zdaje się wpływ S-transferaz glutatio­nowych (GST) na wyniki leczenia cytostatykami. GST stanowią rodzinę wielofunkcyjnych białek, których dzia­łanie detoksykacyjne polega głównie na katalizowaniu reakcji sprzęgania endogennego glutationu z elekrofi­lowymi metabolitami powstającymi w I fazie biotrans­formacji [52,118,120]. Wyróżnia się 3 główne grupy GST: cytosolowe, mitochondrialne i mikrosomalne [52]. Na podstawie analizy sekwencji aminokwasów wyodręb­niono kilka cytosolowych klas tych enzymów, w tym: α, μ, π, δ, ζ, ω i θ, z których wiele uczestniczy w tworzeniu S-koniugatów metabolitów IFO i CPA z GSH, a polimor­fizm w obrębie klas α, π i θ przyczynia się do wystąpie­nia osobniczych różnic w odpowiedzi na chemioterapię, również na leczenie oksazafosforinanami [29,52,118]. Analiza skuteczności leczenia cyklofosfamidem u dzieci z zespołem nerczycowym dowiodła, że polimorfizm GSTM1 i GSTP miał znaczący wpływ na wystąpienie dłu­gotrwałej remisji. Typ GSTM1 „null” zwiększał skutecz­ność terapii CPA, podczas gdy typ GSTP1 „null” zwiększał podatność na nawrót choroby [109,118].

Jak już wcześniej podawano, mechanizm działania oksa­zafosforinanów jest związany z zahamowaniem repli­kacji DNA i uruchomieniem mechanizmów apoptozy zależnych od poziomu białek pro- i antyapoptotycz­nych [118,119,120]. Badania prowadzone zarówno in vitro jak i in vivo wskazują, że wzmożona ekspresja bia­łek antyapoptotycznych BcL-2 i BcL-XL chroni komórki przed apoptozą, a tym samym zwiększa ich oporność na działanie oksazafosforinanów [118,119,120]. W bada­niach in vitro zaobserwowano, że komórki neurobla­stoma stransfekowane białkiem BcL-XL wykazywały mniejszą zdolność indukowania apoptozy, a z kolei badania przeprowadzone na transgenicznych myszach z nadekspresją Bcl-2 wykazały znaczną oporność komó­rek hematopoetycznych na różne cytostatyki w tym na CPA [15,16,118,120]. Natomiast poziom ekspresji białka Bax dobrze korelował z wrażliwością komórek przewle­kłej białaczki limfocytarnej na działanie różnych cyto­statyków, w tym doksorubicyny, chlorambucilu i CPA [5,119]. Jednak ze względu na skomplikowane interakcje między białkami z rodziny Bcl-2 regulującymi apoptozę trudno jest ustalić czy nadekspresja pojedynczego genu w komórkach nowotworowych może być czynnikiem prognostycznym w powstawaniu oporności i zależnej od niej skuteczności terapeutycznej [118]. Kolejnym czynni­kiem generującym oporność na alkilujące leki przeciw­nowotworowe, w tym CPA i IFO są zdolności naprawcze komórki nowotworowej w stosunku do uszkodzonego DNA [19,20,21,63,74]. Wykazano, że poziom metylo­transferazy metyloguaninowej (MGMT) w komórkach nowotworowych decyduje o wrażliwości tych komórek na chemioterapię CPA [20,66,81]. W badaniach in vivo na modelu ksenogenicznego przeszczepu ludzkiego nowo­tworu płuc wykazano, że aktywność enzymu MGMT koreluje z wrażliwością komórek nowotworowych na terapię CPA i cisplatyny [66]. Natomiast ocena ekspresji białka MGMT u pacjentek z nowotworem piersi okazała się niedostatecznym czynnikiem predykcyjnym co do skuteczności terapii CPA [9]. Poza tym wykazano, że biał­kowe produkty ekspresji genów ERCC1 i ERCC4 są także istotne w naprawie uszkodzeń DNA wywołanych przez 4-OH-CPA i mogą decydować o skuteczności terapii [3].

Drogi redukcji oporności na oksazafosforinany

Ze względu na szerokie zastosowanie oksazafosfori­nanów w chemioterapii nowotworów ważne staje się znalezienie potencjalnych i praktycznych rozwiązań problemu oporności na te leki [118,120].

Modulatory metabolizmu

Jak wiadomo do osiągnięcia aktywności oksazafosfo­rinanów konieczna jest biotransformacja prowadząca do hydroksylacji pierścienia z udziałem odpowiednich izoenzymów cytochromu P-450. Stąd wydawało się, że modulowanie aktywności białek CYP może być właści­wym sposobem zredukowania oporności na te leki z jed­noczesnym podniesieniem skuteczności terapii. W czasie leczenia pacjentów cyklofosfamidem dobrą indukcję metabolizmu CPA uzyskano przez dodatkowe stosowanie deksametazonu lub fenytoiny, przy czym fenytoina indu­kowała znacząco także N-dechloroetylację obu enan­cjomerów leku [96,117]. Wśród leczonych pacjentów ifosfamidem również zaobserwowano wzrost aktywa­cji i dechloroetylacji tego leku w przypadku jednocze­snego stosowania fenytoiny jako induktora CYP3A4 [18]. Natomiast podawanie jednoczesne IFO i fenobarbitalu nie prowadziło do zwiększenia metabolizmu ifosfamidu, co tłumaczy się tym, że indukcja wywoływana barbitu­ranami rozwija się stopniowo i wymaga kilkudniowego ich podawania [6,61]. Przeprowadzono także kliniczne badania mające na celu określenie wpływu rifampicyny jako induktora CYP3A4/CYP2B6 i ketokonazolu jako inhibitora CYP3A4 na metabolizm IFO [43]. Na podsta­wie wyników badań wykazano, że stosowanie rifampi­cyny z IFO powodowało wzrost puli dechloroetylowych metabolitów z jednoczesnym zmniejszeniem ekspozycji pacjentów na te metabolity wynikającym ze zwiększo­nej ich eliminacji oraz nie powodowało istotnych zmian w narażeniu tych pacjentów na 4-OH-IFO [44]. Z kolei podawanie ketokonazolu znacząco redukowało stężenie 4-OH-IFO w osoczu pacjentów przy jednoczesnym nie­znacznym wpływie na ekspozycję pacjentów na dechlo­roetylowe pochodne IFO [44].

Kolejnym ważnym białkiem enzymatycznym decydu­jącym o wrażliwości komórek nowotworowych na che­mioterapię oksazafosforinanami jest ALDH. Różnorodne badania prowadzone in vitro z zastosowaniem inhibito­rów ALDH, takich jak: disulfiram, dietyloditiokarbami­nian lub cyjanamid wykazały, że częściowo przywracały one wrażliwość komórek nowotworowych na CPA, 4-OH­-CPA i inne oksazafosforinany [95]. Przeprowadzono także badania in vitro na różnych liniach raka płuc, w tym na linii niedrobnokomórkowego raka płuc A-549 mające na celu ocenę wpływu wewnątrzkomórkowego poziomu kwasu retinowego na supresję ekspresji ALDH [71]. Wyniki tych badań sugerują, że retinoidy wpły­wają poprzez mechanizm down-regulation na potran­slacyjną ekspresję ALDH, co w rezultacie prowadzi do wzrostu cytotoksyczności 4-hydroperoksycyklofosfa­midu. Stwierdzono również, że hamowanie aktywności ALDH3A1 przez analogi chlorpropamidu: dimetyloety­loester kwasu (acetylooksy)[(4-chlorofenylo)sulfonylo] karbamido-wego i 4-chloro-N-metoksy – N-[(propylo­amino)karbonylo]benzenosulfonamid powoduje uwraż­liwienie komórek ludzkiego gruczolaka piersi MCF-7 na działanie oksazafosforinanów [83].

Istotne znaczenie w zwiększaniu wrażliwości komórek nowotworowych na działanie CPA w badaniach in vitro i in vivo miało łączne stosowanie syntetycznych inhi­bitorów transferazy glutationowej GSTP1 [75]. Spo­śród sześciu zsyntetyzowanych inhibitorów GSTP1-1 skuteczny okazał się etyloester O-heksadecylo-γ- glutamylo-S-benzylocysteinylofenyloglicyny (C16C2), który powodował wzrost cytotoksyczności 4-hydrope­roksycyklofosfamidu w stosunku do linii komórek cho­langiocarcinoma HuCCT1 [75]. Z kolei w badaniach in vivo na mysim modelu z przeszczepem ksenogenicznym wykazano wzrost skuteczności przeciwnowotworowej zarówno adriamycyny, jak i cyklofosfamidu w przy­padku łącznego podawania tych leków ze związkiem C16C2 [75]. Zaobserwowano także, że działania mające na celu obniżenie wewnątrzkomórkowego poziomu GSH mogą prowadzić do zwiększenia wrażliwości komórek nowotworowych na leki alkilujące i poprawę skutecz­ności chemioterapii [118]. Wykazano, że zastosowanie butioninosulfoksyiminy (BSO) będącej inhibitorem syn­tetazy γ-glutamylocysteinowej zaangażowanej w syn­tezę GSH zwiększało cytotoksyczność CPA i 4-OH-CPA w stosunku do komórek nowotworowych różnych linii komórkowych oraz zwiększało działanie przeciwnowo­tworowe w badaniach in vivo na modelach zwierzęcych [62,92]. Pozytywne i obiecujące wyniki z zastosowaniem BSO doprowadziły do klinicznych prób łącznej aplika­cji BSO z przeciwnowotworowymi lekami alkilującymi [118,120]. Uzyskane obniżenie wewnątrzkomórkowego poziomu GSH powodowało wzrost cytotoksyczności leków alkilujących, przy czym efekt ten nie był specy­ficzny tylko w stosunku do komórek nowotworowych, ale równocześnie ze wzrostem efektywności przeciwno­wotworowej wzrosła toksyczność objawiająca się m.in. leukopenią i trombocytopenią [118].

Antysensowe oligonukleotydy

Strategia antysensowych oligonukleotydów w leczeniu chorych nowotworowo zakłada wybiórcze hamowanie ekspresji genów za pośrednictwem antysensowej degra­dacji wybranych mRNA i pozwala na zwiększenie sku­teczności konwencjonalnych chemioterapeutyków przez zmniejszenie na nie oporności [118,120].

Stwierdzono, że transfer antysensowych oligonukleoty­dów do linii komórkowej HuCCT1 znacznie obniżał poziom wewnątrzkomórkowego GSTP1 oraz zwiększał wrażliwość tych komórek na działanie leków alkilujących [75].

Wprowadzenie do komórek białaczki K562 i komórek raka płuc A549 antysensowych oligonukleotydów anty­-ALDH1 skutkowało zahamowaniem mRNA dla ALDH-1 oraz wzrostem wrażliwości komórek nowotworowych na 4-hydroperoksycyklofosfamid i inne leki alkilujące [72].

Zastosowanie antysensowych oligonukleotydów do modyfikacji ekspresji genu Bcl-2 również okazało się korzystne w regulowaniu oporności na oksazafosfo­rinany. Przykładem obrazującym efektywność działa­nia antysensowych oligonukleotydów modyfikujących poziom antyapoptotycznych białek są badania in vitro przeprowadzone na linii komórkowej MCF-7 z zasto­sowaniem podwójnie swoistego antysensowego oli­gonukleotydu Bcl-2/Bcl-XL. Na podstawie tych badań wykazano, że stosowanie CPA, doksorubicyny i pakli­takselu z tym oligonukleotydem powodowało wzrost cytotoksyczności wymienionych leków [90]. Kolejnym interesującym przykładem zastosowania antysenso­wego oligonukleotydu jest oblimersen sodu, który jest komplementarny do pierwszych sześciu kodonów bcl-2 mRNA i powoduje obniżenie translacji dla białka Bcl-2 [46]. Na podstawie badań in vitro wykazano, że obli­mersen sodu zwiększa apoptozę komórek przewlekłej białaczki limfatycznej w odpowiedzi na fludarabinę, alemtuzumab i rytuksymab [46]. W badaniach in vivo zaobserwowano, że skojarzenie oblimersenu sodu z CPA wydłużało czas przeżycia myszy z heteroprzeszczepem w porównaniu do monoterapii cyklofosfamidem. Wyka­zano również, że zwiększał on cytotoksyczność innych leków, takich jak etopozyd, rytuksymab i alemtuzumab stosowanych w leczeniu chłoniaków nieziarniczych [46,118]. Przeprowadzono też wiele badań klinicznych z wykorzystaniem oblimersenu sodu, w tym z udziałem pacjentów z rozpoznaną zaawansowaną przewlekłą bia­łaczką limfocytarną leczonych fludarabiną i cyklofos­famidem oraz pacjentów z rozpoznanymi chłoniakami nieziarniczymi leczonych w schemacie: rytuksymab – cyklofosfamid/doksorubicyna/winkrystyna/prednison [26,46]. Kliniczne badania porównawcze wskazują, że włączenie oligonukleotydów antysensowych do terapii z wykorzystaniem tradycyjnych cytostatyków, w tym cyklofosfamidu może prowadzić do wzrostu ich efek­tywności z jednoczesną możliwością redukcji dawki, a w konsekwencji do zmniejszenia ich toksyczności [26].

Transfer genu cytochromu P450 do tkanki nowotworowej

W wielu typach nowotworów wykryto obecność różnych izoform CYP, w tym: 1A1, 2A6, 2B6, 2C8/9 i 3A4, przy czym ich poziom w tkankach nowotworowych okazał się niższy niż w tkankach prawidłowych [116,118]. Pod­jęto zatem próby zwiększenia poziomu CYP w tkankach nowotworowych za pomocą transferu odpowiednich genów CYP z użyciem wektorów wirusowych [38,118].

Stworzono defektywny replikacyjny wektor adenowiru­sowy mający delecję w regionach E1 i E3 (AdenoP450) i wykazujący ekspresję CYP2B6. AdenoP450 znacząco indukował wewnątrzkomórkową hydroksylację CPA i prowokował wzrost jego cytotoksyczności w stosunku do różnych typów nowotworowych linii komórkowych [38]. Znaczący wzrost wrażliwości komórek nowotworo­wych na CPA uzyskano przez transdukcję ich AdenoP450 w połączeniu z adenowirusem Onyx-017, który wykazy­wał selektywną replikację w komórkach z niedoborem genu p53. Kombinacja tych adenowirusów spowodowała istotny wzrost transferu genów do ludzkich nowotwo­rowych linii komórkowych i odpowiednio wygenero­wała wzrost chemiowrażliwości ludzkich nowotworów w badaniach in vivo na zwierzęcych modelach przeszcze­pów ksenogenicznych [38].

Kolejnym skonstruowanym nośnikiem jest rekombi­nowany retrowirusowy wektor MetXia-P450, kodujący także gen CYP2B6 [7,118]. Na podstawie wstępnych badań klinicznych przeprowadzonych z udziałem pacjentów chorych na czerniaka i raka piersi, którzy otrzymywali MetXia-P450 w trzech dawkach łącznie z CPA wykazano, że nośnik ten jest bezpieczny i dobrze tolerowany [7].

Podsumowanie

Oksazafosforinany są szeroko stosowaną klinicznie grupą leków przeciwnowotworowych. Do wywołania efektu farmakologicznego wymagają metabolicznej bio­transformacji, która prowadzi do powstania cytotok­sycznych iperytów oraz puli metabolitów toksycznych, w tym urotoksycznej akroleiny oraz nefro- i neurotok­sycznego chloroacetaldehydu (CAA). Zatem ważne jest nie tylko poznanie samych związków odpowiedzialnych za toksyczność, ale także mechanizmów tej toksyczności, co może w konsekwencji poprawić skuteczną prewen­cję. Problem ten jest szczególnie istotny w przypadku pacjentów leczonych wysokimi dawkami CPA lub IFO.

Aktualne wyniki badań wskazują, iż urotoksyczne dzia­łanie akroleiny jest związane z wielofazowym mechani­zmem prowadzącym do wygenerowania reaktywnych form tlenu (ROS), nadmiernego wytwarzania NO, eks­presji genów dla cytokin TNF-α i IL-1β oraz powstania wybitnie cytotoksycznego anionu nadtlenoazotynowego (ONOO-), odpowiedzialnego m.in. za powstanie pęknięć nici DNA. Uszkodzenia DNA stymulują polimerazę poli­(ADP-rybozy) (PARP) i powodują wyczerpywanie komór­kowych zapasów NAD⁺ i ATP. Klinicznie najefektywniej i najszerzej wykorzystywanym obecnie lekiem uroprotek­cyjnym jest mesna – tiolowy związek wiążący akroleinę.

Z kolei za nefrotoksyczne działanie oksazafosforina­nów odpowiedzialny jest chloroacetaldehyd, który blokuje kompleks C-I (oksydoreduktaza NADH:ubichi­non) wchodzący w skład mitochondrialnego łańcucha oddechowego. Zakłada się, że środkiem prewencyjnym pozwalającym na zachowanie integralności łańcucha oddechowego mogłaby być agmatyna (AGM) będąca pro­duktem dekarboksylacji argininy.

CAA jest również odpowiedzialny za neurotoksyczność leków oksazafosforinanowych. W wyniku detoksykacji CAA powstaje S-karboksymetylocysteina (SCMC), która wchodzi w interakcję z receptorami AMPA/kainiano­wymi. Jako środek neuroprotekcyjny proponowany jest błękit metylenowy.

Wydaje się, że oprócz stosowania omówionych kla­sycznych środków prewencyjnych zabezpieczają­cych pacjenta przed działaniami toksycznymi, ważne byłoby opracowanie schematów leczenia z wykorzy­staniem odpowiednich modulatorów metabolizmu CPA i IFO zwłaszcza enzymów układu cytochromu P450/ CYP, które prowadziłyby do wzrostu puli metabolitów aktywnych cytotoksycznie i redukcji formowania meta­bolitów wywołujących działania niepożądane – intok­sykacyjnych. Postępy badań stwarzają szansę na dalszą farmakologiczną optymalizację leczenia pacjentów z zastosowaniem leków oksazafosforinanowych.

Kolejnym czynnikiem wpływającym na jakość i sku­teczność terapii oksazafosforinanami jest pojawiająca się na nie oporność. Jej przyczyną może być polimor­fizm genowy występujący w obrębie genów cyto­chromu P450, dehydrogenazy aldehydowej (ALDH) i S-transferazy glutationowej (GST). Oporność może też być konsekwencją zwiększonej ilości wewnątrzko­mórkowego glutationu i białek antyapoptotycznych oraz zdolności naprawczych komórek nowotworo­wych w stosunku do uszkodzonego DNA. Redukcja oporności może polegać na rozpoznaniu fenotypu metabolizmu indywidualnego pacjenta, na zastoso­waniu modulatorów metabolizmu, antysensowych nukleotydów i transdukcji tkanki nowotworowej genem cytochromu P450, w ramach już stosowanych paradygmatów terapeutycznych.

PIŚMIENNICTWO

[1] Aleksa K., Matsell D., Krausz K., Gelboin H., Ito S., Koren G.: Cytochrome P450 3A and 2B6 in the developing kidney: implications for ifosfamide nephrotoxicity. Pediatr. Nephrol., 2005; 20: 872-885
[PubMed]  

[2] Ames B., Lewis L.D., Chaffee S., Kim J., Morse R.: Ifosfamide-induced encephalopathy and movement disorder. Pediatr. Blood Cancer, 2010; 54: 624-626
[PubMed]  

[3] Andersson B.S., Sadeghi T., Siciliano M.J., Legerski R., Murray D.: Nucleotide excision repair genes as determinants of cellular sensitivity to cyclophosphamide analogs. Cancer Chemother. Pharmacol., 1996; 38: 406-416
[PubMed]  

[4] Boddy A.V., Yule S.M.: Metabolism and pharmacokinetics of oxazaphosphorines. Clin. Pharmacokinet., 2000; 38: 291-304
[PubMed]  

[5] Bosanquet A.G., Sturm I., Wieder T., Essmann F., Bosanquet M.I., Head D.J., Dörken B., Daniel P.T.: Bax expression correlates with cellular drug sensitivity to doxorubicin, cyclophosphamide and chlorambucil but not fludarabine, cladribine or corticosteroids in B cell chronic lymphocytic leukemia. Leukemia, 2002; 16: 1035-1044
[PubMed]  

[6] Brain E.G., Yu L.J., Gustafsson K., Drewes P., Waxman D.J.: Modulation of P450-dependent ifosfamide pharmacokinetics: a better understanding of drug activation in vivo. Br. J. Cancer, 1998; 77: 1768-1776
[PubMed]  

[7] Braybrooke J.P., Slade A., Deplanque G., Harrop R., Madhusudan S., Forster M.D., Gibson R., Makris A., Talbot D.C., Steiner J., White L., Kan O., Naylor S., Carroll M.W., Kingsman S.M., Harris A.L.: Phase I study of MetXia-P450 gene therapy and oral cyclophosphamide for patients with advanced breast cancer or melanoma. Clin. Cancer Res., 2005; 11: 1512-1520
[PubMed]  

[8] Bunting K.D., Townsend A.J.: Dependence of aldehyde dehydrogenase-mediated oxazaphosphorine resistance on soluble thiols: importance of thiol interactions with the secondary metabolite acrolein. Biochem. Pharmacol., 1998; 56: 31-39
[PubMed]  

[9] Cayre A., Penault-Llorca F., De Latour M., Rolhion C., Feillel V., Ferriere J.P., Kwiatkowski F., Finat-Duclos F., Verrelle P.: O(6)-methylguanine-DNA methyl transferase gene expression and prognosis in breast carcinoma. Int. J. Oncol., 2002; 21: 1125-1131
[PubMed]  

[10] Chatton J.Y., Idle J.R., Vagbo C.B., Magistretti P.J.: Insights into the mechanisms of ifosfamide encephalopathy: drug metabolites have agonistic effects on α-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic acid (AMPA)/kainate receptors and induce cellular acidification in mouse cortical neurons J. Pharmacol. Exp. Ther., 2001; 299: 1161-1168
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[11] Chen G., Teicher B.A., Frei E. 3^rd : Biochemical characterization of in vivo alkylating agent resistance of a murine EMT-6 mammary carcinoma. Implication for systemic involvement in the resistance phenotype. Cancer Biochem. Biophys., 1998; 16: 139-155
[PubMed]  

[12] Debatin K.M.: Apoptosis pathways in cancer and cancer therapy. Cancer Immunol. Immunother., 2004; 53: 153-159
[PubMed]  

[13] Di Cataldo A., Astuto M., Rizzo G., Bertuna G., Russo G., Incorpora G.: Neurotoxicity during ifosfamide treatment in children. Med. Sci. Monit., 2009; 15: CS22-CS25
[PubMed]  

[14] D’Incalci M., Bonfanti M., Pifferi A., Mascellani E., Tagliabue G., Berger D., Fiebig H.H.: The antitumour activity of alkylating agents is not correlated with the levels of glutathione, glutathione transferase and O⁶-alkylguanine-DNA-alkyltransferase of human tumour xenografts. EORTC SPG and PAMM Groups. Eur. J. Cancer, 1998; 34: 1749-1755
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[15] Dole M.G., Jasty R., Cooper M.J., Thompson C.B., Nunez G., Castle V.P.: Bcl-xL is expressed in neuroblastoma cells and modulates chemotherapy-induced apoptosis. Cancer Res., 1995; 55: 2576-2582
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[16] Domen J., Weissman I.L.: Hematopoietic stem cells and other hematopoietic cells show broad resistance to chemotherapeutic agents in vivo when overexpressing bcl-2. Exp. Hematol., 2003; 31: 631-639
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[17] Dubourg L., Michoudet C., Cochat P., Baverel G.: Human kidney tubules detoxify chloroacetaldehyde, a presumed nephrotoxic metabolite of ifosfamide. J. Am. Soc. Nephrol., 2001; 12: 1615-1623
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Ducharme M.P., Bernstein M.L., Granvil C.P., Gehrcke B., Wainer I.W.: Phenytoin-induced alteration in the N-dechloroethylation of ifosfamide stereoisomers. Cancer Chemother. Pharmacol., 1997; 40: 531-533
[PubMed]  

[19] Friedman H.S., Johnson S.P., Colvin O.M.: Cellular mechanisms of cyclophosphamide resistance: model studies in human medulloblastoma cell lines. Cancer Treat. Res., 2002; 112: 199-209
[PubMed]  

[20] Friedman H.S., Pegg A.E., Johnson S.P., Loktionova N.A., Dolan M.E., Modrich P., Moschel R.C., Struck R., Brent T.P., Ludeman S., Bullock N., Kilborn C., Keir S., Dong Q., Bigner D.D., Colvin O.M.: Modulation of cyclophosphamide activity by O6-alkylguanine-DNA alkyltransferase. Cancer Chemother. Pharmacol., 1999; 43: 80-85
[PubMed]  

[21] Furlanut M., Franceschi L.: Pharmacology of ifosfamide. Oncology, 2003; 65 (Suppl. 2): 2-6
[PubMed]  

[22] Gamcsik M.P., Dolan M.E., Andersson B.S., Murray D.: Mechanisms of resistance to the toxicity of cyclophosphamide. Curr. Pharm. Des., 1999; 5: 587-605
[PubMed]  

[23] Ghiringhelli F., Menard C., Puig P.E., Ladoire S., Roux S., Martin F., Solary E., Le Cesne A., Zitvogel L., Chauffert B.: Metronomic cyclophosphamide regimen selectively depletes CD4+CD25+ regulatory T cells and restores T and NK effector functions in end stage cancer patients. Cancer Immunol. Immunother., 2007; 56: 641-648
[PubMed]  

[24] Giraud B., Hebert G., Deroussent A., Veal G.J., Vassal G., Paci A.: Oxazaphosphorines: new therapeutic strategies for an old class of drugs. Expert Opin. Drug Metab. Toxicol., 2010; 6: 919-938
[PubMed]  

[25] Glazman-Kuśnierczyk H., Matuszyk J., Radzikowski C.: Antitumor activity evaluation of bromine-substituted analogues of ifosfamide. I. Stereodifferentiation of biological effects and selection of the most potent compounds. Immunopharmacol. Immunotoxicol., 1992; 14: 883-911
[PubMed]  

[26] Gleave M.E., Monia B.P.: Antisense therapy for cancer. Nat. Rev. Cancer, 2005; 5: 468-479
[PubMed]  

[27] Granvil C.P., Madan A., Sharkawi M., Parkinson A., Wainer I.W.: Role of CYP2B6 and CYP3A4 in the in vitro N-dechloroethylation of (R)- and (S)-ifosfamide in human liver microsomes. Drug Metab. Dispos.,1999; 27: 533-541
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Hansen R.J., Ludeman S.M., Paikoff S.J., Pegg A.E., Dolan M.E.: Role of MGMT in protecting against cyclophosphamide-induced toxicity in cells and animals. DNA Repair, 2007; 6: 1145-1154
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Hayes J.D., Flanagan J.U., Jowsey I.R.: Glutathione transferases. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol., 2005; 45: 51-88
[PubMed]  

[30] Howell J.E., Szabatura A.H., Seung A.H., Nesbit S.A.: Characterization of the occurrence of ifosfamide-induced neurotoxicity with concomitant aprepitant. J. Oncol. Pharm. Pract., 2008; 14: 157-162
[PubMed]  

[31] Huang Z., Roy P., Waxman D.J.: Role of human liver microsomal CYP3A4 and CYP2B6 in catalyzing N-dechloroethylation of cyclophosphamide and ifosfamide. Biochem. Pharmacol., 2000; 59: 961-972
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[32] Hustert E., Zibat A., Presecan-Siedel E., Eiselt R., Mueller R., Fuss C., Brehm I., Brinkmann U., Eichelbaum M., Wojnowski L., Burk O.: Natural protein variants of pregnane X receptor with altered transactivation activity toward CYP3A4. Drug Metab. Dispos., 2001; 29: 1454-1459
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Ikezawa Y., Nakazawa M., Tamura C., Takahashi K., Minami M., Ikezawa Z.: Cyclophosphamide decreases the number, percentage and the function of CD25⁺ CD4⁺ regulatory T cells, which suppress induction of contact hypersensitivity. J. Dermatol. Sci., 2005; 39: 105-112
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[34] Imtiaz S., Muzaffar N.: Ifosfamide neurotoxicity in a young female with a remarkable response to thiamine. J. Pak. Med. Assoc., 2010; 60: 867-869
[PubMed]  

[35] Jacot W., Pujol J.L., Chakra M., Molinier O., Bozonnat M.C., Gervais R., Quantin X.: Epirubicin and ifosfamide in relapsed or refractory small cell lung cancer patients. Lung Cancer, 2012; 75: 213-216
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[36] Jarkowski A. 3^rd: Possible contribution of aprepitant to ifosfamide-induced neurotoxicity. Am. J. Health Syst. Pharm., 2008; 65: 2229-2231
[PubMed]  

[37] Joensuu H., Kellokumpu-Lehtinen P.L., Huovinen R., Jukkola-Vuorinen A., Tanner M., Kokko R., Ahlgren J., Auvinen P., Paija O., Helle L., Villman K., Nyandoto P., Nilsson G., Pajunen M., Asola R. i wsp.: Adjuvant capecitabine, docetaxel, cyclophosphamide, and epirubicin for early breast cancer: final analysis of the randomized FinXX trial. J. Clin. Oncol., 2012; 30: 11-18
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Jounaidi Y., Waxman D.J.: Use of replication-conditional adenovirus as a helper system to enhance delivery of P450 prodrug-activation genes for cancer therapy. Cancer Res., 2004; 64: 292-303
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Juszkiewicz M., Kleinrok Z., Sawiniec Z.: Pharmacological properties of racemic chlorobromofosfamide. Arch. Immunol. Ther. Exp., 1994; 42: 405-413
[PubMed]  

[40] Kameda H.: Treatment of rheumatic diseases: current status and future prospective. Topics: II. Immunosuppressant/antirheumatic drugs; 3. Cyclophosphamide for systemic rheumatic diseases. Nihon Naika Gakkai Zasshi, 2011; 100: 2918-2923
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[41] Karras A.: Renal involvement in systemic lupus erythematosus. Presse Med., 2012; 41: 260-266
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[42] Katz A., Epelman S., Anelli A., Gorender E.F., Cruz S.M., Oliveira R.M., Marques L.A.: A prospective randomized evaluation of three schedules of mesna administration in patients receiving an ifosfamide-containing chemotherapy regimen: sustained efficiency and simplified administration. J. Cancer Res. Clin. Oncol., 1995; 121: 128-131
[PubMed]  

[43] Kerbusch T., Jansen R.L., Mathot R.A., Huitema A.D., Jansen M., van Rijswijk R.E., Beijnen J.H.: Modulation of the cytochrome P450-mediated metabolism of ifosfamide by ketoconazole and rifampin. Clin. Pharmacol. Ther., 2001; 70: 132-141
[PubMed]  

[44] Kerbusch T., de Kraker J., Keizer H.J., van Putten J.W., Groen H.J., Jansen R.L., Schellens J.H., Beijnen J.H.: Clinical pharmacokinetics and pharmacodynamics of ifosfamide and its metabolites. Clin. Pharmacokinet., 2001; 40: 41-62
[PubMed]  

[45] Kirkin V., Joos S., Zörnig M.: The role of Bcl-2 family members in tumorigenesis. Biochim. Biophys. Acta, 2004; 1644: 229-249
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[46] Klasa R.J.: Targeting the proapoptotic factor Bcl-2 in non-Hodgkin’s lymphoma. Oncology, 2004; 18 (Suppl. 13): 25-31
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[47] Klastersky J.: Side effects of ifosfamide. Oncology, 2003; 65 (Suppl. 2): 7-10
[PubMed]  

[48] Knouzy B., Dubourg L., Baverel G., Michoudet C.: Targets of chloroacetaldehyde-induced nephrotoxicity. Toxicol. In Vitro, 2010; 24: 99-107
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[49] Kobylińska K., Kobylińska M., Sobik B.: Pharmacokinetics of (-)-(S)-bromofosfamide after intravenous and oral administration in mice. Arzneimittelforschung, 2001; 51: 596-599
[PubMed]  

[50] Kobylińska K., Koralewski P., Sobik B., Gasiorek M., Kobylińska M.: Pharmacokinetics and toxicity of oral (-)-(S)-bromofosfamide in lung cancer patients. Arzneimittelforschung, 2001; 51: 600-603
[PubMed]  

[51] Korkmaz A., Topal T., Oter S.: Pathophysiological aspects of cyclophosphamide and ifosfamide induced hemorrhagic cystitis; implication of reactive oxygen and nitrogen species as well as PARP activation. Cell Biol. Toxicol., 2007; 23: 303-312
[PubMed]  

[52] Krajka-Kuźniak V.: Indukcja enzymów II fazy jako strategia chemioprewencji nowotworów i innych schorzeń degeneracyjnych. Postępy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 627-638
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[53] Lawson M., Vasilaras A., De Vries A., Mactaggart P., Nicol D.: Urological implications of cyclophosphamide and ifosfamide. Scand. J. Urol. Nephrol., 2008; 42: 309-317
[PubMed]  

[54] Lee B.S., Lee J.H., Kang H.G., Hahn H., Lee J.H., Shin H.Y., Ha I.S., Cheong H.I., Ahn H.S., Choi Y.: Ifosfamide nephrotoxicity in pediatric cancer patients. Pediatr. Nephrol., 2001; 16: 796-799
[PubMed]  

[55] Lee K.W., Kim Y.J., Kim J.H., Bang S.M., Chung J.H., Lee J.S.: Two consecutive cases of platinum-refractory pulmonary pleomorphic carcinoma that showed dramatic responses to MAID (mesna, doxorubicin, ifosfamide and dacarbazine) chemotherapy. Jpn. J. Clin. Oncol., 2011; 41: 430-433
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Lerch S., Küpfer A., Idle J.R., Lauterburg B.H.: Cerebral formation in situ of S-carboxymethylocysteine after ifosfamide administration to mice: a further clue to the mechanism of ifosfamide encephalopathy. Toxicol. Lett., 2006; 161: 188-194
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[57] Liang J., Huang M., Duan W., Yu X.Q., Zhou S.: Design of new oxazaphosphorine anticancer drugs. Curr. Pharm. Des., 2007; 13: 963-978
[PubMed]  

[58] Licata F., Li Volsi G., Ciranna L., Maugeri G., Santangelo F.: 5-Hydroxytryptamine modifies neuronal responses to glutamate in the red nucleus of the rat. Exp. Brain Res., 1998; 118: 61-70
[PubMed]  [*]  

[59] Lim Y.P., Liu C.H., Shyu L.J., Huang J.D.: Functional characterization of a novel polymorphism of pregnane X receptor, Q158K, in Chinese subjects. Pharmacogenet. Genomics, 2005; 15: 337-341
[PubMed]  

[60] Lokiec F.: Ifosfamide: pharmacokinetic properties for central nervous system metastasis prevention. Ann. Oncol., 2006; 17 (Suppl. 4): iv33-iv36
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[61] Lokiec F., Santoni J., Weill S., Tubiana-Hulin M.: Phenobarbital administration does not affect high-dose ifosfamide pharmacokinetics in humans. Anticancer Drugs, 1996; 7: 893-896
[PubMed]  

[62] Lopez S.G., Luderer U.: Effects of cyclophosphamide and buthionine sulfoximine on ovarian glutathione and apoptosis. Free Radic. Biol. Med., 2004; 36: 1366-1377
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[63] Ludeman S.M., Gamcsik M.P.: Mechanisms of resistance against cyclophosphamide and ifosfamide: can they be overcome without sacrificing selectivity? Cancer Treat. Res., 2002; 112: 177-197
[PubMed]  

[64] Malik I.A., Mehboobali N., Iqbal M.P.: Effect of ifosfamide on intracellular glutathione levels in peripheral blood lymphocytes and its correlation with therapeutic response in patients with advanced ovarian cancer. Cancer Chemother. Pharmacol., 1997; 39: 561-565
[PubMed]  [*]  

[65] Mashhadi M.A., Sanadgol H., Keikhaei M.: Ifosfamide nephropathy in patients with sarcoma. Iran J. Kidney Dis., 2011; 5: 238-241
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[66] Mattern J., Eichhorn U., Kaina B., Volm M.: O⁶-methylguanine-DNA methyltransferase activity and sensitivity to cyclophosphamide and cisplatin in human lung tumor xenografts. Int. J. Cancer, 1998; 77: 919-922
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[67] McCune J.S., Risler L.J., Phillips B.R., Thummel K.E., Blough D., Shen D.D.: Contribution of CYP3A5 to hepatic and renal ifosfamide N-dechloroethylation. Drug Metab. Dispos., 2005; 33: 1074-1081
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[68] Misiura K.: Ifosfamide. Metabolic studies, new therapeutic approaches and new analogs. Mini Rev. Med.Chem., 2006; 6: 395-400
[PubMed]  

[69] Misiura K.: Leki oksazafosforinanowe. Poszukiwanie nowych pochodnych, badania metabolizmu i stosowanie nowych strategii terapeutycznych. Postępy Hig. Med. Dośw., 2004; 58: 463-471
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[70] Moon Y.W., Sohn J.H., Choi H.J., Chang H., Park B.W., Kim S.I., Park S., Koo J.S., Kim Y.T., Roh J.K., Chung H.C., Kim J.H.: Paclitaxel combined with ifosfamide in anthracycline- and docetaxel-pretreated metastatic breast cancer: activity independence of prior docetaxel resistance. Cancer Chemother. Pharmacol., 2010; 66: 425-431
[PubMed]  

[71] Moreb J.S., Gabr A., Vartikar G.R., Gowda S., Zucali J.R., Mohuczy D.: Retinoic acid down-regulates aldehyde dehydrogenase and increases cytotoxicity of 4-hydroperoxycyclophosphamide and acetaldehyde. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2005; 312: 339-345
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[72] Moreb J.S., Maccow C., Schweder M., Hecomovich J.: Expression of antisense RNA to aldehyde dehydrogenase class-1 sensitizes tumor cells to 4-hydroperoxycyclophosphamide in vitro. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2000; 293: 390-396
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[73] Mori M., Murata T., Takei S., Imagawa T., Yokota S.: Acquisition of expanded indications for intravenous cyclophosphamide in the management of childhood rheumatic disease in general. Mod. Rheumatol., 2011; 21: 449-457
[PubMed]  

[74] Müller M.R., Buschfort C., Thomale J., Lensing C., Rajewsky M.F., Seeber S.: DNA repair and cellular resistance to alkylating agents in chronic lymphocytic leukemia. Clin. Cancer Res., 1997; 3: 2055-2061
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[75] Nakajima T., Takayama T., Miyanishi K., Nobuoka A., Hayashi T., Abe T., Kato J., Sakon K., Naniwa Y., Tanabe H., Niitsu Y.: Reversal of multiple drug resistance in cholangiocarcinoma by the glutathione S-transferase-π-specific inhibitor O¹-hexadecyl-γ-glutamyl-S-benzylcysteinyl-D-phenylglycine ethylester. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2003; 306: 861-869
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Nissim I., Horyn O., Daikhin Y., Nissim I., Lazarow A., Yudkoff M.: Regulation of urea synthesis by agmatine in the perfused liver: studies with ¹⁵N. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2002; 283: 1123-1134
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[77] Nissim I., Horyn O., Daikhin Y., Nissim I., Luhovyy B., Phillips P.C., Yudkoff M.: Ifosfamide-induced nephrotoxicity: mechanism and prevention. Cancer Res., 2006; 66: 7824-7831
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Papa S., Scacco S., Sardanelli A.M., Petruzzella V., Vergari R., Signorile A., Technikova-Dobrova Z.: Complex I and the cAMP cascade in human physiopathology. Biosci. Rep., 2002; 22: 3-16
[PubMed]  [Abstract]  [Full Text PDF]  

[79] Pelgrims J., De Vos F., Van den Brande J., Schrijvers D., Prové A., Vermorken J.B.: Methylene blue in the treatment and prevention of ifosfamide-induced encephalopathy: report of 12 cases and a review of the literature. Br. J. Cancer, 2000; 82: 291-294
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[80] Polyzos A., Tsavaris N., Gogas H., Lagadas A., Polyzos K., Giannakopoulos K., Felekouras E., Tsigris C., Karatzas T., Papadopoulos O., Giannopoulos A.: Cisplatin-ifosfamide-gemcitabine as salvage chemotherapy in ovarian cancer patients pretreated with platinum compounds and paclitaxel. Anticancer Res., 2009; 29: 2681-2686
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[81] Preuss I., Thust R., Kaina B.: Protective effect of O6-methylguanine-DNA methyltransferase (MGMT) on the cytotoxic and recombinogenic activity of different antineoplastic drugs. Int. J. Cancer, 1996; 65: 506-512
[PubMed]  

[82] Quezado Z.M., Wilson W.H., Cunnion R.E., Parker M.M., Reda D., Bryant G., Ognibene F.P.: High-dose ifosfamide is associated with severe, reversible cardiac dysfunction. Ann. Intern. Med., 1993; 118: 31-36
[PubMed]  

[83] Rekha G.K., Devaraj V.R., Sreerama L., Lee M.J., Nagasawa H.T., Sladek N.E.: Inhibition of human class 3 aldehyde dehydrogenase, and sensitization of tumor cells that express significant amounts of this enzyme to oxazaphosphorines, by chlorpropamide analogues. Biochem. Pharmacol., 1998; 55: 465-474
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[84] Richardson M.E., Siemann D.W.: DNA damage in cyclophosphamide-resistant tumor cells: the role of glutathione. Cancer Res., 1995; 55: 1691-1695
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[85] Salminen E.K., Sundström J., Nikkanen V.: Palliative chemotherapy with trofosfamide in advanced prostate cancer. Anticancer Res., 2006; 26: 539-542
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[86] Schwartz P.S., Waxman D.J.: Cyclophosphamide induces caspase 9-dependent apoptosis in 9L tumor cells. Mol. Pharmacol., 2001; 60: 1268-1279
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[87] Schwerdt G., Gordjani N., Benesic A., Freudinger R., Wollny B., Kirchhoff A., Gekle M.: Chloroacetaldehyde- and acrolein-induced heath of human proximal tubule cells. Pediatr. Nephrol., 2006; 21: 60-67
[PubMed]  

[88] Sharpe J.C., Arnoult D., Youle R.J.: Control of mitochondrial permeability by Bcl-2 family members. Biochim. Biophys. Acta, 2004; 1644: 107-113
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[89] Shin Y.J., Kim J.Y., Moon J.W., You R.M., Park J.Y., Nam J.H.: Fatal ifosfamide-induced metabolic encephalopathy in patients with recurrent epithelial ovarian cancer: report of two cases. Cancer Res. Treat., 2011; 43: 260-263
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[90] Simoes-Wüst A.P., Schürpf T., Hall J., Stahel R.A., Zangemeister-Wittke U.: Bcl-2/bcl-xL bispecific antisense treatment sensitizes breast carcinoma cells to doxorubicin, paclitaxel and cyclophosphamide. Breast Cancer Res. Treat., 2002; 76: 157-166
[PubMed]  

[91] Singh N., Nigam M., Ranjan V., Sharma R., Balapure A.K., Rath S.K.: Caspase mediated enhanced apoptotic action of cyclophosphamide- and resveratrol-treated MCF-7 cells. J. Pharmacol. Sci., 2009; 109: 473-485
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[92] Sipos E.P., Witham T.F., Ratan R., Burger P.C., Baraban J., Li K.W., Piantadosi S., Brem H.: L-buthionine sulfoximine potentiates the antitumor effect of 4-hydroperoxycyclophosphamide when administered locally in a rat glioma model. Neurosurgery, 2001; 48: 392-400
[PubMed]  

[93] Siu L.L., Moore M.J.: Use of mesna to prevent ifosfamide-induced urotoxicity. Support. Care Cancer, 1998; 6: 144-154
[PubMed]  

[94] Sládek N.E., Kollander R., Sreerama L., Kiang D.T.: Cellular levels of aldehyde dehydrogenases (ALDH1A1 and ALDH3A1) as predictors of therapeutic responses to cyclophosphamide-based chemotherapy of breast cancer: a retrospective study. Rational individualization of oxazaphosphorine-based cancer chemotherapeutic regimens. Cancer Chemother. Pharmacol., 2002; 49: 309-321
[PubMed]  

[95] Sladek N.E., Landkamer G.J.: Restoration of sensitivity to oxazaphosphorines by inhibitors of aldehyde dehydrogenase activity in cultured oxazaphosphorine-resistant L1210 and cross-linking agent-resistant P388 cell lines. Cancer Res., 1985; 45: 1549-1555
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[96] Slattery J.T., Kalhorn T.F., McDonald G.B., Lambert K., Buckner C.D., Bensinger W.I., Anasetti C., Appelbaum F.R.: Conditioning regimen-dependent disposition of cyclophosphamide and hydroxycyclophosphamide in human marrow transplantation patients. J. Clin. Oncol., 1996; 14: 1484-1494
[PubMed]  

[97] Sloderbach A., Hładoń B., Sochacki M., Kinas R., Kuśnierczyk H., Laskowska H.: Pharmacokinetic-stereoselective differentiation of some isomeric analogues of ifosfamide. Pol. J. Pharmacol., 1997; 49: 463-469
[PubMed]  

[98] Sophos N.A., Vasiliou V.: Aldehyde dehydrogenase gene superfamily: the 2002 update. Chem. Biol. Interact., 2003; 143-144: 5-22
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[99] Springate J., Taub M.: Ifosfamide toxicity in cultured proximal renal tubule cells. Pediatr. Nephrol., 2007; 22: 358-365
[PubMed]  

[100] Springer J.B., Colvin M.E., Colvin O.M., Ludeman S.M.: Isophosphoramide mustard and its mechanism of bisalkylation. J. Org. Chem., 1998; 63: 7218-7222
[PubMed]  

[101] Sreerama L., Rekha G.K., Sladek N.E.: Phenolic antioxidant-induced overexpression of class-3 aldehyde dehydrogenase and oxazaphosphorine-specific resistance. Biochem. Pharmacol., 1995; 49: 669-675
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[102] Stec W.J., Radzikowski C., Szelejewski W., Kinas R., Misiura K., Grynkiewicz G., Grodner J., Kuśnierczyk H., Kutner A., Pilichowska S.: Sposób wytwarzania N-acylowych pochodnych 1,3,2- oksazafosforinanu. Patent RP 149593

[103] Stec W.J., Radzikowski C., Szelejewski W., Kinas R., Misiura K., Grynkiewicz G., Grodner J., Kuśnierczyk H., Kutner A., Pilichowska S.: Sposób wytwarzania pochodnych 1,3,2- oksazafosforinanu. Patent RP 150330

[104] Sweiss K.I., Beri R., Shord S.S.: Encephalopathy after high-dose ifosfamide: a retrospective cohort study and review of the literature. Drug Saf., 2008; 31: 989-996
[PubMed]  

[105] Takada K., Arefayene M., Desta Z., Yarboro C.H., Boumpas D.T., Balow J.E., Flockhart D.A., Illei G.G.: Cytochrome P450 pharmacogenetics as a predictor of toxicity and clinical response to pulse cyclophosphamide in lupus nephritis. Arthritis Rheum., 2004; 50: 2202-2210
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[106] Thress K., Kornbluth S., Smith J.J.: Mitochondria at the crossroad of apoptotic cell death. J. Bioenerg. Biomembr., 1999; 31: 321-326
[PubMed]  

[107] Tsujimoto Y., Shimizu S.: Bcl-2 family: life-or-death switch. FEBS Lett., 2000; 466: 6-10
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[108] Vasiliou V., Pappa A.: Polymorphisms of human aldehyde dehydrogenases. Consequences for drug metabolism and disease. Pharmacology, 2000; 61: 192-198
[PubMed]  

[109] Vester U., Kranz B., Zimmermann S., Büscher R., Hoyer P.F.: The response to cyclophosphamide in steroid-sensitive nephrotic syndrome is influenced by polymorphic expression of glutathion-S-transferases-M1 and -P1. Pediatr. Nephrol., 2005; 20: 478-481
[PubMed]  

[110] Wang H., Faucette S., Sueyoshi T., Moore R., Ferguson S., Negishi M., LeCluyse E.L.: A novel distal enhancer module regulated by pregnane X receptor/constitutive androstane receptor is essential for the maximal induction of CYP2B6 gene expression. J. Biol. Chem., 2003; 278: 14146-14152
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[111] Waxman D.J., Schwartz P.S.: Harnessing apoptosis for improved anticancer gene therapy. Cancer Res., 2003; 63: 8563-8572
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[112] Woodland C., Ito S., Granvil C.P., Wainer I.W., Klein J., Koren G.: Evidence of renal metabolism of ifosfamide to nephrotoxic metabolites. Life Sci., 2000; 68: 109-117
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[113] Xie H., Griskevicius L., Stahle L., Hassan Z., Yasar U., Rane A., Broberg U., Kimby E., Hassan M.: Pharmacogenetics of cyclophosphamide in patients with hematological malignancies. Eur. J. Pharm. Sci., 2006; 27: 54-61
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[114] Yamaguchi M., Suzuki R., Kwong Y.L., Kim W.S., Hasegawa Y., Izutsu K., Suzumiya J., Okamura T., Nakamura S., Kawa K., Oshimi K.: Phase I study of dexamethasone, methotrexate, ifosfamide, L-asparaginase, and etoposide (SMILE) chemotherapy for advanced-stage, relapsed or refractory extranodal natural killer (NK)/T-cell lymphoma and leukemia. Cancer Sci., 2008; 99: 1016-1020
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[115] Yaseen Z., Michoudet C., Baverel G., Dubourg L.: Mechanisms of the ifosfamide-induced inhibition of endocytosis in the rat proximal kidney tubule. Arch. Toxicol., 2008; 82: 607-614
[PubMed]  

[116] Yu L.J., Matias J., Scudiero D.A., Hite K.M., Monks A., Sausville E.A., Waxman D.J.: P450 enzyme expression patterns in the NCI human tumor cell line panel. Drug Metab. Dispos., 2001; 29: 304-312
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[117] Yule S.M., Boddy A.V., Cole M., Price L., Wyllie R., Tasso M.J., Pearson A.D., Idle J.R.: Cyclophosphamide metabolism in children. Cancer Res., 1995; 55: 803-809
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[118] Zhang J., Tian Q., Chan S.Y., Duan W., Zhou S.: Insights into oxazaphosphorine resistance and possible approaches to its circumvention. Drug Resist. Updat., 2005; 8: 271-297
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[119] Zhang J., Tian Q., Zhou S.F.: Clinical pharmacology of cyclophosphamide and ifosfamide. Curr. Drug Ther., 2006; 1: 55-84
[Abstract]  

[120] Zhang J., Tian Q., Zhu Y.Z., Xu A.L., Zhou S.F.: Reversal of resistance to oxazaphosphorines. Curr. Cancer Drug Targets, 2006; 6: 385-407
[PubMed]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text