Streszczenie

W pracy omówiono stan wiedzy na temat kotyniny, głównego metabolitu nikotyny. Zwrócono szczególną uwagę na powstawanie tego związku w organizmie, metabolizm, zastosowanie w dia­gnostyce oraz ocenę działania w warunkach in vitro i in vivo. Przez wiele lat kotynina wykorzy­stywana była jako biomarker ekspozycji na dym tytoniowy. Obecnie związek ten znajduje zastoso­wanie w wielu innych badaniach związanych z potencjalnym wykorzystaniem kotyniny w terapii różnych schorzeń. Kilka lat temu Scott i wsp. opatentowali terapeutyczne wykorzystanie koty­niny w przewlekłych i ostrych procesach zapalnych. Kotynina jest ciekawym związkiem o dość dobrze poznanym metabolizmie, dlatego istnieją sugestie co do jej zastosowania w diagnostyce oraz leczeniu niektórych chorób.

Słowa kluczowe:kotynina • biomarker • palenie papierosów • cytochrom P450

Summary

This review presents the current state of knowledge on cotinine, the major metabolite of nicoti­ne. Special attention is paid to the formation of this compound in the organism, its metabolism, application in diagnostic procedures and evaluation of its in vitro and in vivo activities. For many years, cotinine has been used as a biomarker of exposure to tobacco smoke. Currently, this com­pound is applied in many other studies including the use of cotinine in the treatment of various diseases. Several years ago, Scott et al. patented therapeutic applications of cotinine in chronic and acute inflammation. Cotinine is an interesting compound with a well-known metabolism; the­refore there are suggestions for its application in the diagnosis and treatment of certain diseases.

Key words:cotinine • biomarker • smoking • cytochrome P450

Wstęp

Powszechnie wiadomo, że nikotyna powoduje uzależnienie, a jej głównym źródłem jest dym tytoniowy. Dostarczana jest do organizmu różnymi drogami, nie tylko podczas pa­lenia papierosów, ale również może wnikać wraz z leka­mi oraz suplementami diety stosowanymi w nikotynowej terapii zastępczej (NTZ). Jest to organiczny związek che­miczny występujący w liściach tytoniu oraz w śladowych ilościach w pomidorach i innych roślinach z rzędu psian­kowatych [6,36].

Nikotyna została po raz pierwszy wyekstrahowana w 1828 r. przez dwóch niemieckich studentów chemii, a jej wzór che­miczny został opracowany w 1843 r. Pierwszej sztucznej syntezy tego związku dokonano w 1904 r. Nazwa substan­cji pochodzi od nazwiska Jeana Nicota de Villemain, fran­cuskiego dyplomaty z XVI w., który uważał, że tytoń ma właściwości lecznicze [29]. Historia badań nad nikotyną sięga XIX w. W 1862 r. Samuel Haughton opisał zasto­sowanie nikotyny w badaniach nad tężcem [32]. Od cza­su odkrycia, nikotyna stała się przedmiotem badań wielu grup badawczych na całym świecie, a na temat tego związ­ku powstało ponad 30 000 publikacji [49].

Kotynina to główny metabolit nikotyny. Około 70-80% ni­kotyny dostarczonej do organizmu ludzkiego zostaje prze­kształcona do kotyniny [36]. Związek ten ze względu na znacznie dłuższy od nikotyny okres półtrwania w organi­zmie (16-20 godzin) znalazł powszechne zastosowanie jako biomarker ekspozycji organizmu na dym tytoniowy, a pomiary koncentracji kotyniny w krwi, moczu, ślinie są pomocne w badaniach populacyjnych mających na celu określenie stopnia narażenia na nikotynę [4,61]. Kotynina powstaje w organizmie w wyniku metabolizowania dostar­czonej do organizmu nikotyny, przede wszystkim w trak­cie wdychania dymu papierosowego, ale również podczas stosowania nikotynowej terapii zastępczej (plastry, gumy do żucia) oraz w wyniku spożywania roślin i ich owoców, np. pomidory, zielony pieprz, ziemniaki (głównie z rzędu psiankowatych) [36,66,72].

Powstawanie i główne drogi metabolizowania kotyniny

Nikotyna jest trzeciorzędową aminą zbudowaną z dwóch pierścieni heterocyklicznych: pirydyny i pirolidyny. Alkaloid ten jest substancją psychoaktywną, pobudza re­ceptory cholinergiczne typu N w zwojach autonomicznych i w zwoju nadnerczy. Wykazuje wysokie powinowactwo do tkanki nerwowej, co jest związane z obecnością dużej liczby nikotynowych receptorów cholinergicznych, czego dowodem jest obecność podwyższonej liczby receptorów cholinergicznych u osób palących papierosy [6].

Nikotyna wnika do organizmu różnymi drogami poprzez jamę ustną, skórę, płuca, pęcherz moczowy oraz prze­wód pokarmowy (jelito cienkie). Proces absorpcji ni­kotyny zależy od wartości pH. Nikotyna należy do sła­bych zasad (pKa=8,0 – co oznacza, że w pH=8,0 połowa tego związku występuje w postaci zjonizowanej, a pozo­stała część jest niezjonizowana). Zatem w kwaśnym śro­dowisku występuje głównie w postaci zjonizowanej, co utrudnia wchłanianie przez błony, natomiast w środowi­sku zasadowym, jako postać niezjonizowana łatwiej ule­ga absorpcji. Doskonale wchłaniana jest z dymu papie­rosowego w pęcherzykach płucnych (duża powierzchnia absorpcji), przez skórę (plastry transdermalne stosowane w nikotynowej terapii zastępczej), a także przez nabłonek wyścielający jamę ustną (gumy do żucia, liście tytoniu), słabo natomiast przez żołądek ze względu na kwaśne pH soku żołądkowego. Ponadto, jako że nikotyna w niezmie­nionej postaci wydalana jest drogami moczowymi, może również ulegać reabsorpcji z moczu (przy pH moczu po­wyżej 6,0) [5,6,36,72].

Po zaabsorbowaniu, nikotyna przedostaje się do krwiobie­gu, gdzie w pH 7,4 występuje w postaci zjonizowanej (69%) i zdejonizowanej (31%). Tylko 5% całkowitej puli nikotyny obecnej we krwi ulega wiązaniu do białek osocza. Związek ten ulega dystrybucji do wszystkich narządów i powszech­nie obecny jest w wielu tkankach. Szczególnie szybko prze­nika do ośrodkowego układu nerwowego (wystarczy oko­ło 8 s aby nikotyna dotarła do mózgu od chwili absorpcji). Jednak czas w jakim nikotyna osiąga organ docelowy oraz wywołuje efekt farmakologiczny zależy od dwóch podsta­wowych parametrów: drogi podania oraz dawki substan­cji [4,66]. Wysokie stężenie obserwuje się w krwi tętni­czej, płucach i mózgu [36,66]. Badania pośmiertne osób palących papierosy wykazały ponadto, że nikotyna odkła­da się również w nerkach i śledzionie. Natomiast niewiel­ką koncentrację tego związku zaobserwowano w tkance tłuszczowej oraz mięśniach. Wykazano, że nikotyna może przekraczać barierę krew-mózg oraz przenikać przez łoży­sko, a także występuje w mleku matek karmiących piersią. Wysokie stężenie nikotyny obserwuje się ponadto w soku żołądkowym oraz ślinie [36,66].

Kotynina powstaje w wyniku procesów metabolicznych, zachodzących głównie w wątrobie (70-75%), które zwią­zane są z przekształcaniem nikotyny. Jednak w małych ilo­ściach nikotyna podlega również biotransformacji przez płuca, nerki, błonę śluzową nosa oraz mózg [36]. Proces powstawania kotyniny obejmuje dwa etapy i jest zależny od NADPH (ryc. 1). W pierwszym etapie dochodzi do oksy­dacji pierścienia pirolidynowego nikotyny, w wyniku cze­go powstaje jon iminowy nikotyny, pozostający w równo­wadze z 5’hydroksynikotyną. Etap ten jest katalizowany przez cytochrom P450 (głównie izoforma CYP2A6, rza­dziej CYP2B6, CYP2E1, CYP2A13). Produkt przejścio­wy, którym jest jon iminowy nikotyny zostaje – z udzia­łem cytoplazmatycznej oksydazy aldehydowej – ostatecznie przekształcony do kotyniny [5,36,47,66]

Ryc. 1. Biotransformacja nikotyny do kotyniny z udziałem cytochromu P450 (CYP) i oksydazy aldehydowej (wg [36,66] zmodyfikowano)

Około 70-80% nikotyny ulega przekształceniu w organi­zmie do kotyniny za pośrednictwem C-oksydacji. Poza ko­tyniną, w wyniku biotransformacji nikotyny powstają rów­nież inne produkty (około 20 pochodnych), takie jak: tlenek N- nikotyny (4-7%), nornikotyna (0,4-0,8%), glukuronian nikotyny (3-5%), jon izometoniowy nikotyny (0,4-2,0%). Do wytworzenia tych produktów dochodzi w procesach N-oksydacji, N-demetylacji, czy N-glukoronidacji. Procesy te katalizowane są przez cytochrom P450 (CYP), mono­oksygenazy flawinowe (FMO), amino N-metylotranferazę, czy UDP-glukuronozylotransferazy (UGT). Ponadto około 10% nikotyny w niezmienionej postaci jest wydalana ra­zem z moczem. Główne produkty biotransformacji niko­tyny przedstawiono na ryc. 2 [36,66,72].

Ryc. 2. Główne metabolity nikotyny (wg [36,48] zmodyfikowano)

Kotynina podlega dalszym przemianom metabolicznym. Badania nad procesami związanymi z metabolizmem i far­makokinetyką kotyniny prowadzone były u ludzi i na gryzo­niach, jednak przemiany metaboliczne kotyniny nie zosta­ły jeszcze tak dobrze poznane w porównaniu do przemian nikotyny. Podobnie jak w przypadku nikotyny, istnieją zna­czące różnice międzygatunkowe związane z procesami bio­transformacji kotyniny (np. nie zaobserwowano przemian kotyniny w mikrosomach hepatocytów szczura) [66]. W or­ganizmie ludzkim zidentyfikowano 6 podstawowych meta­bolitów kotyniny: 3’hydroksykotynina, 5’hydroksykotynina, tlenek N-kotyniny, jon metoniowy kotyniny, glukuronian kotyniny oraz norkotynina [36,46]. Kotynina głównie ule­ga biotransformacji do 3’hydroksykotyniny, związku wy­krywanego w moczu osób palących tytoń. Transformacja kotyniny do 3’hydroksykotyniny jest procesem wysoce stereoselektywnym, katalizowanym przez CYP2A6 oraz CYP2A13 [2,7,66]. Podstawowym produktem tych przemian jest izomer trans (ok. 95%). Trans-3’hydroksykotynina może być również wydalana w postaci glukuronianu (po­stać O-glukuronianu). Proces O-glukoronidacji katalizo­wany jest z udziałem UDP-glukuronylotranferazy UGT2B7 i UGTB17. 40-60% zaabsorbowanej nikotyny jest ostatecz­nie wydalana w postaci 3’hydroksykotyniny i jej gluku­ronianu [6,7,14,48,71]. Kolejny metabolit kotyniny, tlenek N-kotyniny, w przeciwieństwie do tlenku N-nikotyny, po­wstaje w wyniku przemian z udziałem cytochromu P450 i stanowi około 2-5% metabolitów nikotyny wykrytych w moczu osoby palącej [36]. Glukuronian kotyniny po­wstaje w reakcji N-glukoronidacji katalizowanej przez UDP-glukoronyzylotransferazę (UGT2B10, UGT1A4), en­zym odpowiedzialny również za procesy prowadzące do powstania glukuronianu nikotyny [14,28,48]. Natomiast enzym cytochromu P450, izoforma CYP2A6, zaangażo­wany jest w katalizowanie przemian metabolicznych ko­tyniny zarówno do norkotyniny, jak i 5’hydroksykotyniny (związki te pozostają w równowadze) [36,46]. Norkotynina (około 1% metabolitów nikotyny wykrytych w moczu oso­by palącej) powstaje w wyniku demetylacji kotyniny lub oksydacji nornikotyny. Badania z wykorzystaniem szczu­rzych hepatocytów wykazały, że nornikotyna ulega prze­kształceniu kolejno do następujących produktów: amidu 4-okso-(3-pirydylo)-butanu oraz kwasu 4-okso-4-(3-pi­rydylo)butanowego, który jest w równowadze z 5’hydrok­synorkotyniną. Natomiast prawie 15% kotyniny w postaci niezmienionej jest wydalana z moczem [36].

Kotynina jest laktamem, dlatego związek ten przyjmu­je także formę otwartego pierścienia (open chain form) aminokwasu, zaobserwowaną w moczu (ryc. 3). Jednak w oparciu o badania in vitro z użyciem homogenatów wątrobowych dowiedziono, że kotynina powstaje bezpośrednio z jonu iminowego nikotyny w procesie oksydacji, a nie z udzia­łem pochodnej w postaci aminokwasu [36].

Ryc. 3. Główne pochodne kotyniny (wg [14,36,46] zmodyfikowano)

Właściwości farmakokinetyczne kotyniny są bardzo przy­datne w diagnostyce. Połowiczny czas eliminacji kotyniny z organizmu wynosi około 16 godzin i jest zdecydowanie dłuższy niż nikotyny (2 godziny). Stężenie kotyniny z po­wodu dłuższego czasu półtrwania w ciągu dnia utrzymuje się na stałym poziomie, natomiast w przypadku nikotyny może ulegać wahaniom w zależności od pory dnia i czasu od chwili dostarczenia nikotyny z zewnątrz [5,66]. Kotynina jest związkiem bardziej polarnym niż nikotyna, dodatkowo podlega wolniejszej biotransformacji. Najwyższe stężenie kotyniny obserwuje się w wątrobie. Natomiast w mięśniach jest ono zbliżone do stężenia w krwiobiegu [36]. Kotynina przekracza barierę krew-mózg. Zaobserwowano znaczące ilości głównej pochodnej nikotyny w ośrodkowym układzie nerwowym, nawet 18 godzin od podania nikotyny. Jednak nie wykazano obecności w mózgu bezpośrednich meta­bolitów kotyniny, ponieważ na terenie mózgu nie podlega ona biotransformacji, w przeciwieństwie do nikotyny [19].

Czynniki wpływające na procesy powstawania oraz biotransformacji kotyniny

W wyniku przemian metabolicznych nikotyny i kotyniny, powstaje wiele pochodnych tych związków, które ostatecz­nie są wydalane przede wszystkim z moczem. Prace badaw­cze z użyciem izotopowo znakowanej nikotyny wykazały, że pomiary wydalanej z moczem nikotyny, kotyniny czy 3’hydroksynikotyny (dobowa zbiórka moczu) były bardzo różne u osób palących. Badania wielu zespołów badaw­czych wskazują nie tylko na znaczącą zmienność osobni­czą, choćby w szybkości eliminacji z organizmu zarówno nikotyny jak i kotyniny, ale również na rozbieżności mię­dzygatunkowe czy międzyrasowe w procesach związanych z metabolizowaniem nikotyny i kotyniny. Różnice między­rasowe najwyraźniej widoczne są między osobami palą­cymi rasy czarnej i białej, co zaobserwowano porównując stężenie kotyniny w osoczu [9,62]. Wykazano również róż­nice na podstawie porównania wartości parametrów farma­kokinetycznych nikotyny i kotyniny, takich jak: biologiczny okres półtrwania (min), czy pomiaru objętości dystrybu­cji (l/kg). Dane przedstawiono w tabeli 1 [54]. Przemiany metaboliczne kotyniny przebiegają wolniej u osób rasy czarnej, ze względu na obniżony metabolizm oparty na oksydacji nikotyny (z udziałem CYP2A6) oraz wolniej­szą N-glukoronidację [9].

Tabela 1. Nikotyna i kotynina – różnice wybranych parametrów farmakokinetycznych u osób rasy białej i Afroamerykanów wg [54]. Dane wyrażone są jako wartości średnie

Przedstawiciele rasy czarnej palący tytoń, wolniej me­tabolizują nikotynę (szlak obejmujący konwersję do ko­tyniny). Podobnie Azjaci oraz Afroamerykanie średnio wolniej transformują nikotynę, niż osoby rasy białej czy Latynosi [5,66].

Zarówno międzyosobnicze, jak i międzyrasowe różnice w procesach biotransformacji kotyniny są najprawdopo­dobniej wynikiem uwarunkowań genetycznych oraz środo­wiskowych. Biorąc pod uwagę czynniki genetyczne uwa­ga badaczy skupiła się głównie na badaniu polimorfizmów genów odpowiedzialnych za kodowanie enzymów, takich jak: CYP2A6 oraz UGP, zaangażowanych w procesy zwią­zane z metabolizowaniem nikotyny i kotyniny [5,36,66].

Ponadto zaobserwowano istotne różnice związane z pro­cesami biotranformacji kotyniny i nikotyny w zależności od płci. U kobiet wykazano, że zarówno pomiar objętości dystrybucji, jak i biologiczny czas półtrwania kotyniny był niższy niż u mężczyzn [9]. Uzyskane dane potwierdzone zostały w kolejnym badaniu tej grupy naukowców i świad­czą o tym, że u kobiet obserwuje się szybszy metabolizm kotyniny, co związane jest ze stężeniami hormonów płcio­wych – głównie estrogenu. Ponadto Benowitz i wsp. zaob­serwowali, że kobiety, które stosowały doustną antykoncep­cję, miały zwiększony metabolizm kotyniny w porównaniu z kobietami, które z niej nie korzystały [6,8]. Z kolei w ba­daniach Higashi i wsp. wykazano, że estrogen (swoiście tkankowo) indukuje działania CYP2A6, głównego enzy­mu zaangażowanego w tworzenie kotyniny [35].

Wiek również może mieć istotne znaczenie w procesach związanych z powstawaniem kotyniny. W przypadku ba­dań u osób starszych (65-76 lat) wykazano istotne staty­stycznie zmniejszenie wartości parametrów farmakoki­netycznych (całkowity klirens nikotyny, pomiar objętości dystrybucji w stanie równowagi, czy klirens nerkowy ko­tyniny) w stosunku do uzyskanych wartości u osób do­rosłych (22-43). Jednak Molander i wsp. podsumowując swoje badania, zasugerowali, że mimo zaobserwowanych istotnych statystycznie różnic, dystrybucja nikotyny u osób starszych nie ulega zmianom istotnym z punktu klinicz­nego, w stosunku do osób młodszych [44]. Z kolei po­równując stężenia kotyniny u nastolatków (średnia wieku ok. 15 lat) i osób dorosłych palących papierosy nie zaob­serwowano istotnych zmian dotyczących biotransforma­cji nikotyny [7,45]. W przypadku noworodków wykaza­no, że biologiczny czas półtrwania kotyniny był podobny do danych uzyskanych u osób dorosłych. Natomiast czas półtrwania nikotyny różnił się znacząco podczas badań tych grup wiekowych – niemowlęta wykazywały zdecy­dowanie wyższe wartości tego parametru. Dempsey za­sugerował, że u niemowląt może dochodzić do niedobo­ru CYP2A6. W późniejszych badaniach wykazano, że u noworodków obserwuje się obniżoną ekspresję innego enzymu należącego do kompleksu cytochromu P450 – CYP2B6, co może sugerować, że to ta izoforma wpływa bezpośrednio na poziom nikotyny, a nie kotyniny u no­worodków [6,23,66].

Do innych czynników wpływających na farmakokinetykę kotyniny należy z pewnością stosowana dieta. Wynika to z tego, że procesy powstawania, jak również metabolizowa­nia kotyniny, zachodzą głównie w wątrobie i stamtąd pod­lega ona dystrybucji. Zatem substancje dostarczane z po­siłkami i wpływające na przepływ krwi w wątrobie mają istotny wpływ na wiele parametrów farmakokinetycznych kotyniny [6,36]. Zaobserwowano hamowanie metabolizmu nikotyny przez związki zawarte w soku grejpfrutowym, a także przez mentol, który dodawany jest jako substan­cja aromatyczna do papierosów, pasty do zębów czy też produktów spożywczych i kosmetycznych. Wykazano, że zarówno sok grejpfrutowy, jak i mentol, oddziałują bez­pośrednio na CYP2A6, powodując hamowanie działania tego enzymu w mikrosomach hepatocytów. Istotny wpływ na procesy biotranformacji nikotyny i kotyniny ma również spożywanie rośliny należącej do rodziny kapustowatych, potocznie zwanej rzeżuchą (rukiew wodna). Wykazano, że po spożyciu rzeżuchy obserwuje się zwiększenie for­mowania glukuronianu nikotyny, glukuronianu kotyniny i glukuronianu 3’hydroksykotyniny, natomiast brak wpły­wu na poziom innych metabolitów. Zatem zasadne wydaje się stwierdzenie, że w tym przypadku spożycie rzeżuchy wpływa bezpośrednio na poziom enzymów z grupy UGT, zaangażowanych w procesy glukoronidacji pochodnych ni­kotyny i kotyniny [6,36]

Procesy związane z biotransformacją nikotyny i jej po­chodnych również mogą podlegać zaburzeniom w warun­kach patologicznych. Dotyczy to głównie chorób nerek oraz wątroby. Ponadto stosowana farmakoterapia może mieć istotny wpływ na przemiany metaboliczne nikoty­ny i jej pochodnych [36]. Ryfampicyna oraz fenobarbi­tal stymulują procesy katalizowane przez CYP2A6, pro­wadząc do zwiększenia tempa biotransformacji nikotyny. Podobny efekt obserwowano u kobiet stosujących doustne środki antykoncepcyjne. Również kofeina może przyspie­szać procesy biotransformacji nikotyny. Natomiast do inhi­bitorów wspomnianych procesów należą: metoksalen (in­hibitor CYP2A6 i CYP1A2), tranylcypromina (CYP2A6, CYP2B6, CYP2E1), tryptamina (CYP2A6) i kumaryna (CYP2A6), raloksyfen (inhibitor oksydazy aldehydowej) [21,42,51,56,73].

Podsumowując, procesy biotranformacji oraz powstania ko­tyniny w ludzkim organizmie zależą od wielu czynników, począwszy od różnic gatunkowych, populacyjnych między­rasowych i międzyosobniczych związanych m.in. z poli­morfizmem oraz obecnością genów wytwarzających enzy­my zaangażowane w te procesy, poprzez płeć czy wiek, aż do składników diety, czy spożywanych leków.

Kotynina jako biomarker

Biomarkery stosowane w celu oceny narażenia na palenie tytoniu

Idealny biomarker pozwalający ocenić stopień narażenia na dym papierosowy powinien charakteryzować się nastę­pującymi cechami: umiarkowany czas półtrwania w orga­nizmie, wykazywać swoistość, podlegać ocenie w płynach ustrojowych z wykorzystaniem dostępnych metod analitycz­nych. Ponadto obecność innych związków nie powinna od­działywać na ocenę biomarkera i jednocześnie biomarker nie może podlegać wpływom czynników zewnętrznych in­nych niż dym papierosowy. Do biomarkerów stosowanych w ocenie narażenia organizmu na palenie papierosów na­leżą m.in. nikotyna, tlenek węgla, karboksyhemoglobina, tiocyjaniany i pochodne nikotyny (kotynina, trans 3’hy­droksykotynina) [6,24]. Wybrane biomarkery narażenia na dym tytoniowy wraz z rodzajem badanego materiału przedstawiono na ryc. 4.

Ryc. 4. Wybrane biomarkery narażenia na dym tytoniowy (wg [24,55])

Kotynina biomarkerem z wyboru

Określenie stężenia kotyniny jest przydatnym biomarke­rem ekspozycji organizmu na dym tytoniowy. Wykazano to w wielu badaniach, gdzie określano poziom narażenia na dym tytoniowy zarówno u osób palących, jak i narażo­nych na bierne palenie [20,39,41,50,69].

Stężenie kotyniny jest określane z wykorzystaniem różne­go materiału biologicznego – moczu, krwi, śliny, spermy, a nawet włosów [22,40,69,70]. Wykonywanie badań mają­cych na celu określanie stężenia nikotyny we krwi używa­ne jest jedynie wówczas, jeżeli przeprowadzane są również inne badania krwi. Najczęściej do określenia stężenie koty­niny wykorzystuje się mocz. Wynika to z tego, że badanie to jest proste, związane z mniejszymi kosztami i zapewnia nieinwazyjność w porównaniu z pobraniem krwi [10,63].

Równie łatwym i dostępnym materiałem do badań stęże­nia kotyniny jest ślina. Według Bramera i Kallungall stę­żenie graniczne kotyniny w moczu pozwalające odróżnić osobę palącą od niepalącej wynosi 200 ng/ml, w osoczu i ślinie wynosi 10 ng/ml, natomiast we włosach 0,3 ng na mg włosa (tab. 2) [10].

Tabela 2. Stężenia graniczne kotyniny pozwalające na rozróżnienie osób palących i niepalących (wg [10])

Podobne stężenia kotyniny w ślinie i we krwi, skłaniają do uznania śliny za materiał z wyboru, ponieważ w przy­padku śliny możliwe są nieinwazyjne pomiary kotyniny. Porównując różnego rodzaju materiały biologiczne, bada­ne na obecność kotyniny wskazuje się, że to ślina powin­na być materiałem z wyboru w przypadku badań mierzą­cych narażanie na dym tytoniowy [10,24].

Pomiary z wykorzystaniem śliny jako materiału do analiz są bardzo czułe. Metoda ta stosowana jest m.in. do określania biernej ekspozycji na dym papierosowy. Wykorzystując ślinę jako materiał do badań na obecność kotyniny można wykazać nie tylko sam fakt ekspozycji na dym tytoniowy, ale również określić nasilenie ekspozycji (liczbę osób pa­lących w otoczeniu badanej osoby) oraz uwzględnić nawet intensywność palenia osób palących. Umożliwiają to sto­sowane obecnie techniki pomiaru stężenia kotyniny, które wykazują czułość na poziomie nawet do kilkudziesięciu pikogramów analizowanej substancji [10,37]

Istnieją jednak pewne ograniczenia w stosowaniu kotyni­ny jako biomarkera. Trzeba uwzględnić, że niektóre para­metry farmakokinetyczne (czas eliminacji i okres półtr­wania tego związku w organizmie ludzkim) są zależne od rasy człowieka. Zatem istotne jest, aby podczas wykorzy­stywania kotyniny jako biomarkera uwzględniać możliwe genetyczne predyspozycje do biotransformacji nikotyny związane z polimorfizmem genów odpowiedzialnych za wytwarzanie enzymów z grupy CYP, zwłaszcza CYP2A6 [47,62,64]. Ze względu na prawie 16-godzinny okres pół­trwania, kotynina może służyć jedynie jako biomarker krótkotrwałej ekspozycji na dym tytoniowy (3-4 dni) [6]. Ponadto w badaniu populacyjnym (NHANES 1999-2008) wykazano, że wskaźnik BMI lub wartość całkowitej ob­jętości krwi (TBV) u osób palących, mogą być istotnymi czynnikami prognostycznymi w ocenie stężenia kotyniny w surowicy [38].

Uważa się, że nikotyna dostarczana z pożywieniem nie wpływa na wrażliwość testu opartego na pomiarze koty­niny. Zatem nie są konieczne dietetyczne restrykcje pod­czas określania stopnia ekspozycji organizmu na dym ty­toniowy lub określania statusu osoby palącej [4].

Warto również podkreślić, że pomiar stężenia kotyniny w surowicy lub moczu uważany jest przez komisję eksper­tów powołaną przez Society for Reasearch on Nicotine and Tabacco, za najlepszą metodę w ocenie narażenia organi­zmu na środowiskowy dym tytoniowy [63]. Podsumowując, dzięki znacznej czułości testów określających stężenie ko­tyniny, a także łatwości pozyskiwania materiału do badań (ślina, mocz, włosy), substancja ta stała się bardzo dobrym biomarkerem ekspozycji organizmu na dym papierosowy, uważanym za biomarker z wyboru w przypadku narażenia na dym tytoniowy [24].

Sposoby pomiaru kotyniny

Zmieniające się stężenie kotyniny, zwłaszcza w powiązaniu z procesem biotransformacji nikotyny, nadal budzi duże za­interesowanie. Pomiarów obecności głównej pochodnej ni­kotyny, dokonywano wykorzystując różne dostępne metody doświadczalne. W pierwszych badaniach stosowano koty­ninę znakowaną izotopowo. W latach 80 ub.w. stosowano testy oparte na wykorzystaniu RIA (test radioimmunolo­giczny) czy technik chromatografii cieczowej i gazowej [4]. Określano poziom kotyniny w moczu, osoczu, a nawet wło­sach [30,43,70]. Obecnie techniki chromatograficzne łączo­ne są z metodami opartymi na analizie z wykorzystaniem spektrometrii mas. W badaniu populacyjnym określającym poziom kotyniny w osoczu noworodków i kobiet w ciąży wykorzystano chromatografię gazową połączoną ze spek­trometrią mas (GC-MS) [13]. Jedną z najnowszych metod pozwalających na dokładne określenie kotyniny w surowi­cy na poziomie do 2 ng/ml jest preparatyka opracowana przez Baumanna i wsp. opierająca się na pomiarze kotyni­ny z fazy stałej próbki w oparciu o HPLC i spektrometrię mas z jonizacją przez elektrorozpylanie [3]. Z kolei Jacob i wsp. w celu określenia poziomu metabolitów nikotyny (kotynina i trans-3’hydroksykotynina) w osoczu, moczu oraz ślinie wykorzystali bardzo czułą metodę, opartą na chromatografii cieczowej, połączonej z tandemową spek­trometrią mas, co pozwoliło im na uzyskanie czułości po­miaru na poziomie 0,02 do 0,1 ng/ml [37].

Na podstawie pomiarów kotyniny można ustalić, czy osoba jest paląca oraz określić liczbę wypalonych w ciągu doby papierosów. Można również dokonać pomiarów biernego palenia. Wszystko zależy od czułości i wrażliwości zasto­sowanego testu. Kotynina jest najczęściej używanym i naj­bardziej wiarygodnym biomarkerem ekspozycji organizmu na dym papierosowy.

Wpływ kotyniny na organizm

Kotynina jest głównym metabolitem nikotyny, wobec cze­go podejrzewano, że może ona mieć podobne działanie biologiczne jak jej prekursor. Badania nad nikotyną wy­kazały, że wpływa ona m.in. na procesy związane z cho­robami układu krążenia oraz chorobami nowotworowymi, przede wszystkim rakiem płuc. W przypadku nikotyny ob­serwowano jej bezpośredni wpływ na cały organizm, a tak­że na poszczególne komórki [24]. Asgary i wsp. wykaza­li, że zarówno nikotyna jak i kotynina, choć w mniejszym stopniu, hamują procesy oksydacji LDL oraz zwiększa­ją stopień glikozylacji hemoglobiny, co może odgrywać istotną rolę w rozwoju chorób układu krążenia oraz nowo­tworów płuc u osób palących [1]. Z kolei Conclin w bada­niach nad komórkami śródbłonka naczyń krwionośnych, wykazał, że kotynina zaburza funkcjonowanie tych ko­mórek, co istotnie wpływa na zależną od endotelium re­laksację tętnic szyjnych wspólnych [17]. W dalszych bada­niach wykazano ponadto, że kotynina powoduje znaczący wzrost ekspresji VEGF w komórkach endotelialnych, co może sugerować wpływ kotyniny na progresję chorób ser­cowo-naczyniowych oraz wzrost nowotworu lub tworze­nie przerzutów [18]. Z kolei Heiss i wsp., badając wpływ biernego palenia na komórki śródbłonka naczyń krwiono­śnych wykazali, że kotynina służy nie tylko jako biomar­ker narażenia na dym tytoniowy, ale również może mieć wpływ na zachowanie badanych komórek w stężeniu ob­serwowanym in vivo u biernych palaczy. Kotynina dawko­zależnie miała wpływ na zwiększenie wytwarzania tlenku azotu, chemotaksję oraz podwyższenie szybkości proce­sów proliferacji i chemokinezy progenitorowych komórek endotelialnych [33].

Doniesienia wielu grup badaczy wskazują, że kotynina może działać nikotynopodobnie, w związku z oddziały­waniem na nikotynowe receptory cholinergiczne w mózgu (nAChR). Potwierdzeniem tego są następujące przesłanki:
• kotynina podobnie do nikotyny wpływa na uwalnianie noradrenaliny, aktywność białka C oraz wewnątrzko­mórkowe stężenie wapnia w bydlęcych chromochłon­nych komórkach nadnerczy [67,68];
• stymuluje uwalnianie dopaminy w prążkowiu mózgo­wia szczura [25].

Badania Vainio i wsp. wykazały, że kotynina najprawdo­podobniej łączy się do nikotynowych receptorów choliner­gicznych w mózgu, co może wyjaśniać opisane wcześniej efekty farmakologiczne [70].

Jednak niektóre badania sugerują, że kotynina może wy­wierać niezależny od nikotyny efekt, zarówno na pozio­mie komórkowym, jak i całego organizmu, wpływając na procesy fizjologiczne i behawioralne. Na przykład w bada­niach Hatsumaki i wsp. wykazano, że w przypadku osób, które rzucały palenie i zostały poddane nikotynowej te­rapii zastępczej (plastry nikotynowe) – obserwowano, że kotynina jedynie podawana wraz z nikotyną zmniejszała tzw. „efekt odstawienia”. Nie wykazano takiego działa­nia przy podaniu samej kotyniny [31]. Nie zaobserwowa­no natomiast, aby kotynina podawana doustnie wpływała na ciśnienie krwi oraz rytm serca, choć wykazano jej od­działywanie na przetwarzanie informacji u osób niepalą­cych [34]. Badania Riaha i wsp. wykazały, że nAChr nie są głównym miejscem działania kotyniny w mózgu, ale rów­nież uczestniczy w nich nowy receptor dla kotyniny, któ­rym jest białko p40 [58,59].

Kotynina może znaleźć potencjalne zastosowania w lecze­niu zaburzeń funkcji poznawczych [12]. Terry i wsp. wyka­zali, że kotynina jest farmakologicznie aktywnym związ­kiem, który nie tylko wykazuje pożądane nikotynopodobne działanie, ale również ma własne unikalne właściwości [65]. Możliwy mechanizm działania zakłada, że zarów­no kotynina, jak i nikotyna poprzez desentyzację nAChR, a nie przez aktywację tych receptorów wpływa na działa­nie behawioralne [11]. O’Leary i wsp. sugerują, że kotyni­na może również wykazywać aktywność neuroprotekcyjną obserwowaną u osób palących z chorobą Parkinsona [52].

Ocenie poddano także oddziaływanie kotyniny (0,4-400 µg/ml) na florę bakteryjną jamy ustnej. Nie wykazano jednak, aby kotynina, podobnie jak nikotyna lub kofeina, w istotny sposób wpływała na wzrost przebadanych szcze­pów bakteryjnych [16]. Natomiast w przypadku badań nad ruchliwością nasienia zaobserwowano, że w warunkach in vivo kotynina może być jednym z czynników odpowie­dzialnych za obniżenie zdolności motorycznych plemni­ków osób palących papierosy. Nie udało się jednak po­twierdzić w badaniach in vitro, aby kotynina bezpośrednio wpływała na ruchliwość plemników [26,53]. Chen i wsp. oraz Ghaffari i wsp. badając wpływ kotyniny na inne pa­rametry określające jakość nasienia wskazują, że kotyni­na może być jednym z czynników powodujących bezpłod­ność u osób palących papierosy [15,27].

Kotynina znalazła zastosowanie w leczeniu przewlekłego i ostrego zapalenia. Rehani i wsp. w badaniach z użyciem pierwotnych monocytów ludzkich wykazali, że ta główna pochodna nikotyny jest silnym czynnikiem antyzapalnym, który działa głównie poprzez nikotynowy receptor choliner­giczny α7 obecny na monocytach, co prowadzi do konwer­gencji dwóch szlaków przeciwzapalnych: cholinergicznego oraz endogennego P13K-zależnego. Proces przeciwzapalny z udziałem kotyniny jest z kolei niezależny od NF-κB. [57]. Uzyskane wyniki badań sugerowały, że kotynina może zo­stać zastosowana w leczeniu procesów zapalnych. Scott i wsp. zgłosili patent, w którym opisali wykorzystanie kotyniny w te­rapii ostrego i przewlekłego zapalenia. Wynikało to z badań dowodzących, że kotynina znosi odpowiedź prozapalną za­leżną od TLR (Toll-like receptor) na patogeny w ludzkich monocytach oraz zwiększa wytwarzanie cząsteczek prze­ciwzapalnych (IL-10) w sposób swoisty, z wykorzystaniem nikotynowych receptorów cholinergicznych typu α7 [60].

Podsumowanie

Kotynina, główny metabolit nikotyny, znalazła zastosowa­nie jako biomarker narażenia na dym tytoniowy. Ostatnie badania wskazują na kotyninę, jako potencjalny terapeutyk, który może mieć zastosowanie w leczeniu procesów zapal­nych oraz chorób neurodegeneracyjnych. Zatem zasadne wydaje się kontynuowanie badań nad kotyniną, szczegól­nie w aspekcie terapii chorób cywilizacyjnych.

PIŚMIENNICTWO

[1] Asgary S., Naderi G.H., Sarrafzadegan N., Gharypur M.: In vitro effect of nicotine and cotinine on the susceptibility of LDL oxidation and hemoglobin glycosylation. Mol. Cell. Biochem., 2003; 246: 117-120
[PubMed]  

[2] Bao Z., He X.Y., Ding X., Prabhu S., Hong J.Y.: Metabolism of nicotine and cotinine by human cytochrome P450 2A13. Drug Metab. Dispos., 2005; 33: 258-261
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Baumann F., Regenthal R., Burgos-Guerrero I.L., Hegerl U., Preiss R.: Determination of nicotine and cotinine in human serum by means of LC/MS. J. Chromatogr. B Analyt. Technol. Biomed. Life Sci., 2010; 878: 107-111
[PubMed]  

[4] Benowitz N.L.: Cotinine as a biomarker of environmental tobacco smoke exposure. Epidemiol. Rev., 1996; 18: 188-204
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[5] Benowitz N.L.: Pharmacology of nicotine: addiction, smoking-induced disease, and therapeutics. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol., 2009; 49: 57-71
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[6] Benowitz N.L., Hukkanen J., Jacob P. 3^rd: Nicotine chemistry, metabolism, kinetics and biomarkers. Handb. Exp. Pharmacol., 2009; 192: 29-60
[PubMed]  

[7] Benowitz N.L., Jacob P. 3^rd.: Trans-3′-hydroxycotinine: disposition kinetics, effects and plasma levels during cigarette smoking. Br. J. Clin. Pharmacol., 2001; 51: 53-59
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Benowitz N.L., Lessov-Schlaggar C.N., Swan G.E., Jacob P. 3^rd.: Female sex and oral contraceptive use accelerate nicotine metabolism. Clin. Pharmacol. Ther., 2006; 79: 480-488
[PubMed]  

[9] Benowitz N.L., Perez-Stable E.J., Fong I., Modin G., Herrera B., Jacob P. 3^rd.: Ethnic differences in N-glucuronidation of nicotine and cotinine. J. Pharmacol. Exp. Ther., 1999; 291: 1196-1203
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Bramer S.L., Kallungal B.A.: Clinical considerations in study designs that use cotinine as a biomarker. Biomarkers, 2003; 8: 187-203
[PubMed]  

[11] Buccafusco J.J., Beach J.W., Terry A.V. Jr.: Desensitization of nicotinic acetylcholine receptors as a strategy for drug development. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2009; 328: 364-370
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Buccafusco J.J., Terry A.V. Jr.: A reversible model of the cognitive impairment associated with schizophrenia in monkeys: potential therapeutic effects of two nicotinic acetylcholine receptor agonists. Biochem. Pharmacol., 2009; 78: 852-862
[PubMed]  

[13] Chazeron I., Daval S., Ughetto S., Richard D., Nicolay A., Lemery D., Llorca P.M., Coudoré F.: GC-MS determined cotinine in an epidemiological study on smoking status at delivery. Pulm. Pharmacol. Ther., 2008; 21: 485-488
[PubMed]  

[14] Chen G., Giambrone N.E. Jr., Dluzen D.F., Muscat J.E., Berg A., Gallagher C.J., Lazarus P.: Glucuronidation genotypes and nicotine metabolic phenotypes: importance of functional UGT2B10 and UGT2B17 polymorphisms. Cancer Res., 2010; 70: 7543-7552
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Chen H.W., Kuo C.T.: Cotinine characterization and quality effect of sperm for smoking and nonsmoking students. Bull. Environ. Contam. Toxicol., 2007; 79: 11-14
[PubMed]  

[16] Cogo K., Montan M.F., Bergamaschi Cde C., D Andrade E., Rosalen P.L., Groppo F.C.: In vitro evaluation of the effect of nicotine, cotinine, and caffeine on oral microorganisms. Can. J. Microbiol., 2008; 54: 501-508
[PubMed]  

[17] Conklin B.S., Surowiec S.M., Ren Z., Li J.S., Zhong D.S., Lumsden A.B., Chen C.: Effects of nicotine and cotinine on porcine arterial endothelial cell function. J. Surg. Res., 2001; 95: 23-31
[PubMed]  

[18] Conklin B.S., Zhao W., Zhong D.S., Chen C.: Nicotine and cotinine up-regulate vascular endothelial growth factor expression in endothelial cells. Am. J. Pathol., 2002; 160: 413-418
[PubMed]  

[19] Crooks P.A., Li M., Dwoskin L.P.: Metabolites of nicotine in rat brain after peripheral nicotine administration. Cotinine, nornicotine, and norcotinine. Drug Metab. Dispos., 1997; 25: 47-54
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Czarnywojtek A., Zgorzalewicz-Stachowiak M., Florek E., Piekoszewski W., Warmuz-Stangierska I., Kulińska-Niedziela I., Komar-Rychlicka K., Sowiński J.: Stężenie kotyniny – markera nikotynizmu – u pacjentów z nadczynnością tarczycy. Endokrynol. Pol., 2006; 57: 612-618
[PubMed]  

[21] Damaj M.I., Siu E.C., Sellers E.M., Tyndale R.F., Martin B.R.: Inhibition of nicotine metabolism by methoxysalen: Pharmacokinetic and pharmacological studies in mice. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2007; 320: 250-257
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] de Leon J., Diaz F.J., Rogers T., Browne D., Dinsmore L., Ghosheh O.H., Dwoskin L.P., Crooks P.A.: Total cotinine in plasma: a stable biomarker for exposure to tobacco smoke. J. Clin. Psychopharmacol., 2002; 22: 496-501
[PubMed]  

[23] Dempsey D., Jacob P. 3^rd, Benowitz N.L.: Nicotine metabolism and elimination kinetics in newborns. Clin. Pharmacol. Ther., 2000; 67: 458-465
[PubMed]  

[24] Dhar P.: Measuring tobacco smoke exposure: quantifying nicotine/cotinine concentration in biological samples by colorimetry, chromatography and immunoassay methods. J. Pharm. Biomed. Anal., 2004; 35: 155-168
[PubMed]  

[25] Dwoskin L.P., Teng L., Buxton S.T., Crooks P.A.: (S)-(-)-Cotinine, the major brain metabolite of nicotine, stimulates nicotinic receptors to evoke [3H]dopamine release from rat striatal slices in a calcium-dependent manner. J. Pharmacol. Exp. Ther., 1999; 288: 905-911
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Gandini L., Lombardo F., Lenzi A., Culasso F., Pacifici R., Zuccaro P., Dondero F.: The in-vitro effects of nicotine and cotinine on sperm motility. Hum. Reprod., 1997; 12: 727-733
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[27] Ghaffari M.A., Abromand M., Motlagh B. In vitro inhibition of human sperm creatine kinase by nicotine, cotinine and cadmium, as a mechanism in smoker men infertility. Int. J. Fertility Sterility, 2008; 3: 125-130

[28] Ghosheh O., Hawes E.M.: N-glucuronidation of nicotine and cotinine in human: formation of cotinine glucuronide in liver microsomes and lack of catalysis by 10 examined UDP-glucuronosyltransferases. Drug Metab. Dispos., 2002; 30: 991-996
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Grzybowski A.: Historia tytoniu w Europie. Herba Polonica, 2006; 52: 146-152

[30] Haley N.J., Hoffmann D.: Analysis for nicotine and cotinine in hair to determine cigarette smoker status. Clin. Chem., 1985; 31: 1598-1600
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[31] Hatsukami D., Pentel P.R., Jensen J., Nelson D., Allen S.S., Goldman A., Rafael D.: Cotinine: effects with and without nicotine. Psychopharmacology, 1998; 135: 141-150.
[PubMed]  

[32] Haughton S.: On the use of nicotine in tetanus and cases of poisoning by strychnia. Dublin Quarterly J. Med. Sci., 1862; 6: 1-16

[33] Heiss C., Amabile N., Lee A.C., Real W.M., Schick S.F., Lao D., Wong M.L., Jahn S., Angeli F.S., Minasi P., Springer M.L., Hammond S.K., Glantz S.A., Grossman W., Balmes J.R., Yeghiazarians Y.: Brief secondhand smoke exposure depresses endothelial progenitor cells activity and endothelial function: sustained vascular injury and blunted nitric oxide production. J. Am. Coll. Cardiol., 2008; 51: 1760-1771
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Herzig K.E., Callaway E., Halliday R., Naylor H., Benowitz N.L.: Effects of cotinine on information processing in nonsmokers. Psychopharmacology, 1998: 135: 127-132
[PubMed]  

[35] Higashi E., Fukami T., Itoh M., Kyo S., Inoue M., Yokoi T., Nakajima M.: Human CYP2A6 is induced by estrogen via estrogen receptor. Drug Metab. Dispos., 2007; 35: 1935-1941
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Hukkanen J., Jacob P. 3^rd, Benowitz N.L.: Metabolism and disposition kinetics of nicotine. Pharmacol. Rev., 2005; 57: 79-115
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Jacob P. 3^rd, Yu L., Duan M., Ramos L., Yturralde O., Benowitz N.L.: Determination of the nicotine metabolites cotinine and trans-3′-hydroxycotinine in biologic fluids of smokers and non-smokers using liquid chromatography-tandem mass spectrometry: biomarkers for tobacco smoke exposure and for phenotyping cytochrome P450 2A6 activity. J. Chromatogr. B Analyt. Technol. Biomed. Life Sci., 2011; 879: 267-276
[PubMed]  

[38] Jain R.B., Bernert J.T.: Effect of body mass index and total blood volume on serum cotinine levels among cigarette smokers: NHANES 1999-2008. Clin. Chim. Acta, 2010; 411: 1063-1068
[PubMed]  

[39] Jarvis M.J., Tunstall-Pedoe H., Feyerabend C., Vesey C., Saloojee Y.: Comparison of tests used to distinguish smokers from nonsmokers. Am. J. Public Health, 1987; 77: 1435-1438
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[40] Kalkbrenner A.E., Hornung R.W., Bernert J.T., Hammond S.K., Braun J.M., Lanphear B.P.: Determinants of serum cotinine and hair cotinine as biomarkers of childhood secondhand smoke exposure. J. Expo. Sci. Environ. Epidemiol., 2010; 20: 615-624
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[41] Kołodziejczyk J.: Wpływ biernego palenia na stan zdrowia osób niepalących. Kosmos, 2002; 51: 47-55
[Full Text PDF]  

[42] Lotfipour S., Arnold M.M., Hogenkamp D.J., Gee K.W., Belluzzi J.D., Leslie F.M.: The monoamine oxidase (MAO) inhibitor tranylcypromine enhances nicotine self-administration in rats through a mechanism independent of MAO inhibition. Neuropharmacology, 2011; 61: 95-104
[PubMed]  

[43] Machacek D.A., Jiang N.S.: Quantification of cotinine in plasma and saliva by liquid chromatography. Clin. Chem., 1986; 32: 979-982
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[44] Molander L., Hansson A., Lunell E.: Pharmacokinetics of nicotine in healthy elderly people. Clin. Pharmacol. Ther., 2001; 69: 57-65
[PubMed]  

[45] Moolchan E.T., Franken F.H., Jaszyna-Gasior M.: Adolescent nicotine metabolism: ethnoracial differences among dependent smokers. Ethn. Dis., 2006; 16: 239-243
[PubMed]  

[46] Murphy S.E., Johnson L.M., Pullo D.A.: Characterization of multiple products of cytochrome P450 2A6-catalyzed cotinine metabolism. Chem. Res. Toxicol., 1999; 12: 639-645
[PubMed]  

[47] Nakajima M., Yamagishi S., Yamamoto H., Yamamoto T., Kuroiwa Y., Yokoi T.: Deficient cotinine formation from nicotine is attributed to the whole deletion of the CYP2A6 gene in humans. Clin. Pharmacol. Ther., 2000; 67: 57-69
[PubMed]  

[48] Nakajima M., Yokoi T.: Interindividual variability in nicotine metabolism: C-oxidation and glucuronidation. Drug Metab. Pharmacokinet., 2005; 20: 227-235
[PubMed]  

[49] Nicotine (25.04.2012)
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=nicotine

[50] Nowak A., Pufal E., Mierzwa G., Kuczyńska R., Landowski P., Kamińska B., Śliwka K., Korzon M., Czerwionka-Szaflarska M.: Kotynina w moczu jako wskaźnik ekspozycji na dym tytoniowy w ocenie przebiegu klinicznego choroby Leśniowskiego-Crohna u dzieci i młodzieży – obserwacje własne. Przegl. Gastroenterol., 2008; 3: 154-160
[Abstract]  [Full Text PDF]  

[51] Obach R.S.: Potent inhibition of human liver aldehyde oxidase by raloxifene. Drug Metab. Dispos., 2004; 32: 89-97
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] O’Leary K., Parameswaran N., McIntosh J.M., Quik M.: Cotinine selectively activates a subpopulation of α3/α6β2 nicotinic receptors in monkey striatum. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2008; 325: 646-654
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Pacifici R., Altieri I., Gandini L., Lenzi A., Pichini S., Rosa M., Zuccaro P., Dondero F.: Nicotine, cotinine, and trans-3-hydroxycotinine levels in seminal plasma of smokers: effects on sperm parameters. Ther. Drug Monit., 1993; 15: 358-363
[PubMed]  

[54] Pérez-Stable E.J., Herrera B., Jacob P. 3^rd, Benowitz N.L.: Nicotine metabolism and intake in black and white smokers. JAMA, 1998; 280: 152-156
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Piekoszewski W., Florek E.: Markery narażenia na dym tytoniowy. Wydaw.-Druk. Prodruk, Katedra i Zakład Toksykologii, Akademia Medyczna im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu, Poznań 2001

[56] Poland R.E., Pechnick R.N., Cloak C.C., Wan Y.J., Nuccio I., Lin K.M.: Effect of cigarette smoking on coumarin metabolism in humans. Nicotine Tob. Res., 2000; 2: 351-354
[PubMed]  

[57] Rehani K., Scott D.A., Renaud D., Hamza H., Williams L.R., Wang H., Martin M.: Cotinine-induced convergence of the cholinergic and PI3 kinase-dependent anti-inflammatory pathways in innate immune cells. Biochim. Biophys. Acta, 2008; 1783: 375-382
[PubMed]  

[58] Riah O., Dousset J.C., Bofill-Cardona E., Courriere P.: Isolation and microsequencing of a novel cotinine receptor. Cell. Mol. Neurobiol., 2000; 20: 653-664
[PubMed]  

[59] Riah O., Dousset J.C., Courriere P., Stigliani J.L., Baziard-Mouysset G., Belahsen Y.: Evidence that nicotine acetylcholine receptors are not the main targets of cotinine toxicity. Toxicol. Lett., 1999; 109: 21-29
[PubMed]  

[60] Scott D.A., Martin M.: Therapeutic cotinine compositions. United States Patent Application Publication, US 2010/0143270 A1, 2010
http://www.google.com/patents/US20100143270

[61] Seccareccia F., Zuccaro P., Pacifici R., Meli P., Pannozzo F., Freeman K.M., Santaquilani A., Giampaoli S.: Serum cotinine as a marker of environmental tobacco smoke exposure in epidemiological studies: the experience of the MATISS project. Eur. J. Epidemiol., 2003; 18 487-492
[PubMed]  

[62] Signorello L.B., Cai Q., Tarone R.E., McLaughlin J.K., Blot W.J.: Racial differences in serum cotinine levels of smokers. Dis. Markers, 2009; 27: 187-192
[PubMed]  

[63] SRNT Subcommittee on Biochemical Verification: Biochemical verification of tobacco use and cessation. Nicotine Tob. Res., 2002; 4: 149-159
[PubMed]  

[64] Swan G.E., Lessov-Schlaggar C.N., Bergen A.W., He Y., Tyndale R.F., Benowitz N.L.: Genetic and environmental influences on the ratio of 3’hydroxycotinine to cotinine in plasma and urine. Pharmacogenet. Genomics, 2009; 19: 388-398
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[65] Terry A.V.Jr., Hernandez C.M., Hohnadel E.J., Bouchard K.P., Buccafusco J.J.: Cotinine, a neuroactive metabolite of nicotine: potential for treating disorders of impaired cognition. CNS Drug Rev., 2005; 11: 229-252
[PubMed]  

[66] Tutka P., Mosiewicz J., Wielosz M.: Pharmacokinetics and metabolism of nicotine. Pharmacol. Rep., 2005; 57: 143-153
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[67] Vainio P.J., Törnquist K., Tuominen R.K.: Cotinine and nicotine inhibit each other’s calcium responses in bovine chromaffin cells. Toxicol. Appl. Pharmacol., 2000; 163: 183-187
[PubMed]  

[68] Vainio P.J., Tuominen R.K.: Cotinine binding to nicotinic acetylcholine receptors in bovine chromaffin cell and rat brain membranes. Nicotine Tob. Res., 2001; 3: 177-182
[PubMed]  

[69] Vine M.F., Hulka B.S., Margolin B.H., Truong Y.K., Hu P.C., Schramm M.M., Griffith J.D., McCann M., Everson RB.: Cotinine concentrations in semen, urine, and blood of smokers and nonsmokers. Am. J. Public Health, 1993; 83: 1335-1338
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[70] Wall M.A., Johnson J., Jacob P., Benowitz N.L.: Cotinine in the serum, saliva, and urine of nonsmokers, passive smokers, and active smokers. Am. J. Public Health, 1988; 78: 699-701
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[71] Yamanaka H., Nakajima M., Nishimura K., Yoshida R., Fukami T., Katoh M., Yokoi T.: Metabolic profile of nicotine in subjects whose CYP2A6 gene is deleted. Eur. J. Pharm. Sci., 2004; 22: 419-425
[PubMed]  

[72] Yildiz D.: Nicotine, its metabolism and an overview of its biological effects. Toxicon, 2004; 43: 619-632
[PubMed]  

[73] Zhang W., Kilicarslan T., Tyndale R.F., Sellers E.M.: Evaluation of methoxsalen, tranylcypromine, and tryptamine as specific and selective CYP2A6 inhibitors in vitro. Drug Metab. Dispos., 2001; 29: 897-902
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text