Streszczenie

Dolny odcinek żeńskich narządów płciowych jest miejscem kontaktu ze środowiskiem ze­wnętrznym i w przeciwieństwie do wyżej położonych struktur, nie jest sterylny. Istnieje wiele mechanizmów odpowiedzi nieswoistej, zapewniających obronę dolnych dróg rodnych przed patogenami z jednoczesnym zachowaniem komensalnej flory bakteryjnej. Odpowiedź nieswo­ista w dolnym odcinku narządu rozrodczego podlega regulacji hormonalnej, w sposób zależny od fazy cyklu menstruacyjnego, podobnie jak przebudowa nabłonka błony śluzowej pochwy, w której aktywnie uczestniczą neutrofile, będące najliczniejszymi leukocytami w dolnych dro­gach rodnych. Narażone na ciągły kontakt ze środowiskiem zewnętrznym komórki nabłonkowe pełnią funkcję bariery fizycznej dla czynników zakaźnych, jednocześnie zawierają na swojej powierzchni cząsteczki MHC klasy I i II oraz receptory rozpoznające wzorce patogenów. Ko­mórki nabłonka stanowią również źródło wielu cytokin i chemokin, co umożliwia migrację komórek wrodzonego układu odpornościowego: neutrofilów, makrofagów, komórek dendry­tycznych, czy komórek NK. Oprócz komórek gospodarza, dużą rolę w odporności wrodzonej odgrywa mikroflora bakteryjna, która dzięki wytwarzaniu kwasu mlekowego i nadtlenku wo­doru, utrudnia przeżycie potencjalnym patogenom. Zaburzenia składu mikroflory błony ślu­zowej pochwy prowadzą do bakteryjnego zakażenia pochwy i kandydozy. Zakażenia te, wraz z opryszczką narządów płciowych, zakażeniem HPV, zakażeniami chlamydiami, rzęsistkiem czy rzeżączką, zwiększają prawdopodobieństwo wystąpienia kolejnych chorób przenoszonych drogą płciową, w tym zakażenia HIV, co wynika z zaburzeń integralności błony śluzowej po­chwy, ułatwiających penetrację tkanek przez patogeny oraz rozwój lokalnego stanu zapalnego.

Słowa kluczowe: dolny odcinek żeńskich narządów płciowych • wrodzony układ odporności • neutrofile • komórki nabłonkowe • receptory Toll-podobne • mikroflora bakteryjna

Summary

Due to the contact with the external environment, the lower female genital tract is non-steri­le. The innate immune system has evolved many mechanisms to protect vaginal tissues from pathogens at the same time allowing for survival of the comensal flora. Innate immunity in the lower female genital tract undergoes hormonal regulation. Estrogen and progesterone levels also influence the vaginal mucosal epithelium remodeling with the neutrophlis play­ing a crucial role, as the most numerous leukocytes in the vaginal tissue. Being exposed to the environment, the vaginal epithelium consists a physical barrier for pathogens, but it also shows the presence of MHC class I and pattern recognition receptors. By production of cyto­kines and chemokines, the vaginal epithelium attracts innate immune cells such as neutro­philes, macrophages, dendritic cells or NK cells. Vaginal comensal flora is another important mechanism of innate immunity by production of lactic acid and hydrogen peroxide, inhibiting pathogen’s growth. Disturbances of vaginal microflora can result in pathogenic infections such as bacterial vaginosis or candidosis. Together with herpes genitalis, HPV infection, chlamydio­sis, trichomatosis and gonorrhoea, vaginal infections increase the risk of acquiring another sexually transmitted disease, includig HIV due to the impaired mucosal integrity, facilitating for tissue penetration by pathogens and development of local inflammation.

Key words:lower female genital tract • innate immunity • neutrophils • epithelial cells • Toll-like receptors • bacterial microflora

Wykaz skrótów:

AMP – białka przeciwdrobnoustrojowe (antimicrobial peptides), APC – komórki prezentujace antygen (antigen presenting cells), BV – bakteryjne zakażenie pochwy (bacterial vaginosis), DC – komórka dendrytyczna (dendritic cell), EB – ciałka elementarne chlamydii (elementary bodies), FLS-1 – receptor FLS-1 (fibroblast-like synoviocytes-1), GM-CSF – czynnik stymulujący tworzenie kolonii granulocytów i makrofagów (granulocyte-macrophage colony-stimulating factor), HBD – ludzkie defenzyny β (human beta defensins), HD – ludzkie defenzyny α (human defensins), HMG N2 – białko chromosomalne niehistonowe HMG N2 (high mobility group nucleosomal-binding domain 2), HNP – ludzkie defenzyny α(human neutrophil peptides), HPV – wirus ludzkiego brodawczaka (human papilloma virus), HSV–2/HHV-2 – wirus opryszczki narządów płciowych (Herpes simplex virus type 2/human herpes virus type 2), IFN – interferon, Ig – immunoglobulina, IL – interleukina, LGP2 – receptor LGP2 (laboratory of genetics and phy­siology-2), LPS – lipopolisacharyd, MCP-1 – chemokina MCP-1 (monocyte chemotactic protein-1), MD-2 – białko MD-2 (myeloid differentiation protein 2), MDA-5 – receptor MDA-5 (melanoma differentiation-associated gene 5), mDC – komórka dendrytyczna linii mieloidalnej (myeloid dendritic cell), MHC – główny układ zgodności tkankowej (major histocompatibility complex), MIP-3α – chemokina MIP-3α (macrophage inflammatory protein 3- α), NAP – naturalne peptydy przeciwdrobnoustrojowe (natural antimicrobial peptides), NET – zewnątrzkomórkowe pułapki neutrofilów (neutrophil extracellular traps), NF-κB – czynnik jądrowy – κB (nuclear factor κB), NK – komórka naturalnie cytotoksyczna (natural killer), NKT – limfocyt NKT (natural killer T cell), NLR – receptory NOD podobne (NOD-like receptors), PAMP – molekularne wzorce związane z patogenami (pathogen-associated molecular patterns), pDC – komórka dendrytyczna linii plazmocytoidalnej (plasmacytoid dendritic cell), PID – zapalenie narządów miednicy mniej­szej (pelvic inflammatory disease), PRR – receptory rozpoznające wzorce (pattern recognition receptors), RIG-1 – receptor RIG-1 (retinoic acid inducible gene 1), RLR/RLH – receptory RIG-1 podobne (RIG-1 – like receptors/RIG-1 helicases), RT-PCR – reakcja łańcuchowa polimerazy z odwrotną transkrypcją (reverse transcription – polymerase chain reaction), sIg – immuno­globulina wydzielnicza (secretory immunoglobulin), SLPI – wydzielniczy inhibitor proteinazy leukocytarnej (secretory leukocyte peptidase inhibitor), TGF– transformujący czynnik wzrostu (transforming growth factor), TLR – receptor Toll-podobny (Toll-like receptor), TNF – czynnik martwicy nowotworów (tumor necrosis factor), VEPD – komórki dendrytyczne nabłonka pochwy (vaginal epithelial DC), VVC – drożdżakowe zapalenie pochwy i sromu (vulvovaginal candidiasis), WHO – Światowa Organizacja Zdrowia (World Health Organization).

Wprowadzenie

W żeńskich wewnętrznych narządach płciowych wyróż­niamy odcinek górny, w skład którego wchodzi macica, jajowody i jajniki oraz dolny obejmujący pochwę i szyjkę macicy. Ze względu na bliski kontakt ze środowiskiem zewnętrznym, w błonie śluzowej dolnych dróg rodnych wykształciło się wiele mechanizmów nieswoistych, bio­rących udział w odporności przeciw wielu mikroorgani­zmom. Stanowią one pierwszą linię obrony w chwili, gdy nie zdążyły jeszcze powstać swoiste mechanizmy. Wyka­zano, że zarówno wrodzone, jak i nabyte mechanizmy od­porności są regulowane podczas cyklu menstruacyjnego przez hormony steroidowe, takie jak estrogeny i proge­steron, dzięki czemu optymalizują warunki do migracji plemników, zapłodnienia, implantacji i ciąży.

W procesach aktywacji wrodzonej odpowiedzi immuno­logicznej rozpoznanie konkretnych antygenów nie jest konieczne, co pozwala na szybkie działanie, nie wymaga wstępnej aktywacji, rozwija się niezależnie od odpowie­dzi swoistej, a receptory rozpoznające drobnoustroje są odziedziczane w niezmienionej postaci. Oprócz komórek wrodzonego układu odpornościowego, do mechanizmów nieswoistych zalicza się także bariery fizyczne, chemicz­ne i biologiczne występujące w dolnych drogach rodnych kobiety, pełniące równie ważną funkcję w zabezpieczeniu przed atakiem drobnoustrojów.

Bariery fizyczne, chemiczne i biologiczne

Komórki nabłonkowe dolnych dróg rodnych oraz śluz stanowią pierwszą fizyczną barierę dla potencjalnych pa­togenów [112]. Pochwa i zewnętrzna część szyjki macicy kobiety jest pokryta wielowarstwowym nabłonkiem pła­skim nierogowaciejącym, natomiast część wewnętrzną, czyli kanał szyjki macicy wyścieła nabłonek jednowar­stwowy walcowaty. Pomiędzy częścią zewnętrzną, a we­wnętrzną szyjki macicy znajduje się ujście zewnętrzne, które stanowi przejście jednego nabłonka w drugi [90]. Komórki nabłonkowe walcowate są zdolne do wytwarza­nia śluzu, podobnie jak gruczoły śluzowe, znajdujące się we właściwej błonie śluzowej szyjki macicy. Ilość i jakość wydzielanego śluzu zależy od fazy cyklu menstruacyjne­go i jest regulowana hormonalnnie [90]. Śluz estrogenny (okołoowulacyjny) jest przejrzysty, wodnisty i charakte­ryzuje się małą lepkością, natomiast śluz gestagenny (po­owulacyjny) jest nieprzejrzysty, mętny i lepki. Głównymi organicznym składnikami śluzu są mucyny należące do rodziny glikoprotein o dużej masie cząsteczkowej, które stanowią fizyczną pułapkę dla patogenów w gęstej fazie żelu [50]. Dzięki temu śluz w sposób mechaniczny chroni błonę śluzową przed adhezją i przenikaniem drobnoustro­jów, ale także jest usuwany wraz z nimi do środowiska zewnętrznego. Powierzchnia nabłonka pochwy i szyjki macicy oraz komórki wrodzonego układu odpornościo­wego oprócz chemokin i cytokin wydzielają do śluzu inne białka, dzięki którym może zwalczać wiele mikroorgani­zmów. Należą do nich takie substancje jak laktoferyna, lizozym, kalprotektyna, defenzyny, katelicydyna, elafina, SLPI (secretory leukocyte peptidase inhibitor) oraz HMG N2 (high mobility group nucleosomal-binding domain 2) [35]. Stwierdzono, że potrafią one efektywnie hamować wzrost bakterii Gram-dodatnich (np. Staphylococcus au­reus), Gram-ujemnych (np. Neisseria gonorrhoeae, Chlamy­dia trachomatis), grzybów (np. Candida albicans) i wirusów (np. HIV-1) [113]. Do śluzu dostają się również związki wytwarzane przez bakterie zasiedlające dolne drogi rod­ne, komórki nabłonkowe, komórki podścieliska, a także komórki układu odpornościowego migrujące z macicy, szyjki macicy i pochwy [112]. Wydzielane są do niego także przeciwciała z klasy IgA oraz IgG wytwarzane przez limfocyty B [113].

Mikroflora dolnego odcinka dróg rodnych

Jednym z ważniejszych mechanizmów odporności prze­ciw zakażeniom dolnych dróg rodnych jest mikroflora bakteryjna [102]. Głównie pochwa, ale też szyjka macicy jest skolonizowana przez wiele mikroorganizmów i sta­nowi dla nich swoistą niszę ekologiczną. Szyjka macicy jest najwyżej położonym narządem płciowym kobie­ty, w którym występują komensalne bakterie. Tworzy dla nich barierę przed wejściem do jamy macicy, która w fizjologicznych warunkach jest sterylna [100]. Wy­izolowano około 50 gatunków mikroogranizmów zasie­dlających pochwę [79]. Najczęściej występującymi mi­kroorganizmami w pochwie kobiet w wieku rozrodczym są bakterie z rodzaju Lactobacillus, a konkretnie gatunki Lactobacillus crispatus i Lactobacillus jensenii, Lactobacillus gasseri [115]. W stanie fizjologicznym śluz znajdujący się w pochwie zawiera 10⁵-10⁷ mikroorganizmów na mililitr, z czego Lactobaciilus sp. stanowi 90% wszystkich bakterii [51]. Zmiany hormonalne, pH oraz zawartość glikogenu mogą wpływać na stopień adhezji Lactobacillus do komórek nabłonka i kolonizację pochwy [36]. Wzrost stężenia estrogenów powoduje zwiększone przyleganie pałeczek kwasu mlekowego do nabłonka pochwy [12] oraz zwiększa w jego komórkach zawartość glikogenu, który jest metabolizowany przez Lactobacillus do kwasu mlekowego, dzięki czemu pH w pochwie spada do 4,0- 4,5 [106]. Kwaśne środowisko sprzyja wzrostowi bakte­rii kwasu mlekowego, natomiast utrudnia namnażanie i przeżycie mikroorganizmom nietolerującym niskiego pH. Wykazano również, że kwas mlekowy w pH=4 spo­walnia dyfuzję HIV, poprzez zniesienie ujemnego ładun­ku z powierzchni wirusa. Niskie pH pozwala na adhezję HIV do komponentów śluzu. Kwas mlekowy zwiększa również uwalnianie TGF-β przez nabłonek, a w połącze­niu z kwasem poliryboinozylowo:polirybocytydylowym powoduje wzrost wydzielania IL-8 oraz IL-1β [73]. Wy­nika z tego, że kwas mlekowy zwiększa uwalnianie me­diatorów z komórek nabłonkowych pochwy oraz pobu­dza przeciwwirusową odpowiedź immunologiczną [73].

Podobnie jak kwasy organiczne, również nadtlenek wo­doru i bakteriocyny, wytwarzane przez Lactobacillus dzia­łają przeciwbakteryjne, przez co zmniejszają kolonizację innych gatunków, w tym chorobotwórczych [5]. Wyka­zano kliniczną zależność między obecnością Lactobacillus wytwarzających H₂O₂, a spadkiem czętości występowania rzeżączki, bakteryjnego zakażenia pochwy (BV – bacterial vaginosis) oraz zakażenia HIV [93]. Badania przeprowa­dzone przez Ahmeda w 2010 r. wskazują na ochronną rolę mikroorganizmów pochwy, przeciw zakażeniom HIV. Wykazują, że Escherichia coli, Veillonella parvula i Neisseria hamują infekcję HIV-1 poprzez aktywację TLR-4 na po­wierzchni błony śluzowej [1].

Innymi, rzadszymi gatunkami, mogącymi występować w mniejszych ilościach w pochwie zdrowych kobiet są bakterie z rodzaju: Atopobium, Gardnerella, Peptostrep­tococcus, Prevotella, Pseudomonas i Streptococcus, Coryne­bacterium, Staphylococcus, Escherichia, Klebsiella, Proteus, Mycoplasma, Ureaplasma, Atopobium, Peptococcus, Clostri­dium, Bifidobacterium, Propionibacterium, Eubacterium oraz Bacteroides [71]. Niektóre z nich są bezwzględnymi lub fakultatywnymi beztlenowcami związanymi z występo­waniem bakteryjnego zakażenie pochwy [64]. Gdy liczba Lactobacillus drastycznie spadnie, liczba przedstawicieli powyższych gatunków może wzrosnąć, powodując roz­wój zakażeń.

Istotne znaczenie w składzie mikroflory bakteryjnej po­chwy ma przekwitanie. Kobiety w okresie menopauzy, ze względu na spadek poziomu estrogenów, wykazują zmniejszoną liczbę Lactobacillus w dolnych drogach rod­nych [48], przez co są bardziej podatne na zakażenie [83].

Komórki biorące udział wnieswoistych mechanizmach odporności

Do wrodzonych mechanizmów odporności w dolnych drogach rodnych zalicza się aktywność komórek układu odpornościowego, takich jak neutrofile, makrofagi, ko­mórki dendrytyczne oraz komórki NK, a także komórki nabłonkowe. Stanowią one pierwszą linię obrony przed patogenami oraz umożliwiają rozwój odpowiedzi swoistej.

Komórki nabłonkowe

Komórki nabłonkowe dolnych dróg rodnych pełnią istot­ną rolę w odporności wrodzonej. Często są pierwszymi komórkami kontaktującymi się z mikroorganizmami, ponieważ w warunkach fizjologicznych liczba komórek układu odpornościowego w pochwie jest niewielka [26]. Oprócz tworzenia bariery mechanicznej dla patogenów i wytwarzania śluzu, wykazują także inne działania, ma­jące na celu eliminację czynnika zakaźnego z organizmu. Zaliczamy do nich pobudzanie śmierci zakażonych komó­rek w wyniku apoptozy lub nekrozy, uwalnianie substancji cytotoksycznych, wytwarzanie różnorodnych związków, będących chemoatraktantami i aktywatorami leukocytów (np. chemokiny, cytokiny, prostaglandyny, białka szoku cieplnego), aktywację i wzmacnianie reakcji ostrej fazy zapalenia oraz regulowanie i pobudzanie humoralnej i komórkowej odpowiedzi immunologicznej [76]. Istnie­ją różnice w pełnionych funkcjach immunobiologicznych między komórkami nabłonkowymi wyściełającymi różne odcinki dolnych dróg rodnych, co może wynikać z ist­niejącego ist­niejącego kontaktu ze środowiskiem zewnętrznym (po­chwa, zewnętrzna część szyjki macicy) bądź jego braku (wewnętrzna część szyjki macicy) [25].

Szybka odpowiedź odporności wrodzonej na patogeny wymaga dużej swoistości w rozróżnianiu zakażeń bakte­ryjnych, wirusowych, grzybiczych bądź pasożytniczych, podobnie jak endogennych ligandów pochodzących z uszkodzonych komórek [76]. Komórki nabłonkowe, en­dotelialne oraz układu odpornościowego mają na swojej powierzchni receptory (pattern recognition receptors – PRRs), dzięki którym rozpoznają molekularne wzorce związane z patogenami (pathogen-associated molecular patterns – PAMPs), występujące na mikroorganizmach. Do PRR zalicza się receptory Toll-podobne – TLRs (Toll­-like receptors), receptory NOD-podobne – NLRs (NOD­-like receptors) oraz receptory RIG-1- podobne – RLRs (RIG-1 – like receptors), zwane również jako RLH (RIG-1 – like helicases). Do rodziny tych ostatnich zalicza się he­likazy RNA, takie jak RIG-1 (retinoic acid inducible gene 1) i MDA-5 (melanoma differentiation-associated gene 5) oraz LGP2 (laboratory of genetics and physiology-2). Wykazano współdziałanie między poszczególnymi TLR oraz między TLR a innymi receptorami rozpoznającymi wzorce związane z patogenami [105].

Receptory Toll-podobne wraz z naturalnymi peptydami przeciwdrobnoustrojowymi (natural antimicrobial pepti­des – NAPs) są głównymi mediatorami wrodzonego ukła­du odporności [112]. TLRs są to białka transbłonowe, które wykazują między sobą podobieństwo strukturalne. Re­ceptory Toll-podobne rozpoznają wiele wzorców zwią­zanych z patogenami i generują powstawanie sygnałów wewnątrzkomórkowych za pośrednictwem czynnika ją­drowego -κB (NF-κB – nuclear factor κB), w wyniku czego dochodzi do uwalniania cytokin i chemokin. Związanie TLR z produktami mikroorganizmów ułatwia aktywację swoistej odpornościowej odpowiedzi immunologicznej, zarówno typu komórkowego, jak i humoralnego [56].

Receptory Toll-podobne można podzielić na TLR znajdu­jące się na powierzchni komórki (rozpoznające PAMPs), do których zalicza się TLR-1, TLR-2, TLR-4, TLR-5, TLR-6 oraz na TLR występujące wewnątrzkomórkowo w endo­somach (rozpoznające kwasy nukleinowe), w skład któ­rych wchodzą TLR-3, TLR-7, TLR-8, TLR-9 [76]. Tabela 1 przedstawia poszczególne ludzkie PRRs oraz ich ligandy.

Tabela 1. Ludzkie PRRs i ich ligandy

Nabłonek pochwy w warunkach in vitro wykazuje ekspre­sję TLRs i NLRs, które po stymulacji pośredniczą w uwal­nianiu mediatorów prozapalnych, takich jak cytokiny, chemokiny oraz białka przeciwdrobnoustrojowe [56].

Komórki nabłonkowe pochwy i zewnętrznej części szyjki macicy wykazują ekspresję mRNA TLR-1, -2, -3, -5, -6 i -9, natomiast nie wykryto w nich ekspresji TLR-4 i MD-2, co może sugerować, że nabłonek jest zdolny do reagowania z bakteriami Gram-ujemnymi, mimo braku możliwości rozpoznawania endotoksyny [24]. Jest to prawdopodob­nie związane z występowaniem komensalnej flory bak­teryjnej w dolnych drogach rodnych [24,81]. Nabłonek wewnętrznej części szyjki macicy wykazuje ekspresję ta­kich samych receptorów Toll-podobnych jak pochwa i ze­wnętrzna część szyjki macicy, poza TLR-5 [24]. Ekspresja TLR-2 w tym nabłonku jest większa niż w zewnętrznej części szyjki macicy [81]. Komórki nabłonkowe zewnętrz­nej i wewnętrznej części szyjki macicy wykazują również ekspresję TLR-7, -8 i -9, NOD1 (NLRC1) i NOD2 (NLRC2) natomiast nie wykryto w nich TLR-10 [44].

Znany jest wpływ zmian stężenia hormonów płciowych podczas cyklu menstruacyjnego na ekspresję TLR w gór­nym odcinku żeńskich narządów płciowych, natomiast brakuje informacji na ten temat w odcinku dolnym. W fazie wydzielniczej w endometrium wzrasta ekspresja TLR-2, -3, -4, -5, -6 i -9 cyklu, natomiast ich ekspresja jest mniejsza w pozostałych fazach, co może wskazywać, że podobne zmiany zachodzą również w dolnych drogach rodnych u kobiet [76]. Przeprowadzone na myszach ba­dania przez Yao i wsp. wykazują, że dochodzi do wzrostu ekspresji TLR-1-10 w komórkach nabłonkowych pochwy w fazie diestrus lub po podaniu Depo-Provera (pochodna progesteronu), co również sugeruje wpływ hormonów na ekspresję TLRs w dolnych drogach rodnych u kobiet [117].

Komórki nabłonkowe pochwy spontanicznie wydzielają IL-1β, IL-8, TGF-β oraz SLPI, natomiast w wyniku pobu­dzenia PRRs, oprócz wzrostu wytwarzania tych substancji, dochodzi również do uwalniania innych cytokin i białek przeciwdrobnoustrojowych, np. w obecności kwasu poli­ryboinozylowo:polirybocytydylowego zostaje wydzielona IL-6 oraz następuje wzrost wydzielania IL-8 w następstwie pobudzenia TLR-3 [73]. Innym przykładem jest FLS-1, który jako agonista heterodimeru TLR2/6 indukuje wydzielanie prozapalnych cytokin i chemokin w komórkach nabłonko­wych pochwy i szyjki macicy, podobnie jak Mycoplasma ge­nitalium [49]. Następnym przykładem jest flagellina (białko wici bakteryjnych), która po połączeniu z TLR-5 również powoduje wzrost ekspresji prozapalnych cytokin i chemo­kin przez komórki nabłonkowe dolnych dróg rodnych [49]. Z kolei kwas lipotejchojowy, będący ligandem TLR-2, hamu­je zakażenie ludzkim wirusem cytomegalii w zewnętrznej części szyjki macicy, przez pobudzenie wytwarzania IFN-β, co może wskazywać na ochronną rolę komensalnej flory bakteryjnej pochwy [45]. Agonistą TLR-7 jest m.in. imikwi­mod, który indukuje wytwarzanie IL-8 w kulturach komó­rek szyjki macicy, podobnie jak CL075, będący ligandem dla TLR-8 oraz oligonukleotyd CpG – agonista TLR-9 [44].

Neutrofile

Neutrofile to najliczniejsze leukocyty, należące do granu­locytów, które tworzą pierwszą linię obrony przed pato­genami. Powstają w szpiku kostnym, po czym przedostają się do krwi, w której stanowią 40-75% wszystkich bia­łych krwinek [112]. Po opuszczeniu naczyń krwionośnych przechodzą do tkanek, gdzie pełnią swoje liczne funkcje.

Granulocyty obojętnochłonne są uznawane za komórki wro­dzonego układu odpornościowego, które mają istotne zna­czenie w obronie głównie przeciwko bakteriom, ale także grzybom, pierwotniakom, czy też wirusom, dzięki obecności różnychreceptorów rozpoznających drobnoustroje, w tym TLR-1,-2, -4, -5, -6, -7, -8, -9 i -10 (wszystkich z wyjątkiem TLR-3) [46]. Po związaniu się z PAMPs, neutrofile wykazują działanie przeciwzakaźne i prozapalne, które zawdzięczają zdolnościom do fagocytozy, wytwarzania peptydów prze­ciwdrobnoustrojowych, enzymów proteolitycznych, cytokin i chemokin, a także wytwarzaniu „sieci-pułapek” zwanych NETs (neutrophil extracellular traps) oraz wytwarzania re­aktywnych form tlenu [6]. Mimo ważnej roli, jaką odgrywa­ją w zwalczaniu patogenów, substancje wytwarzane przez granulocyty są potencjalnie toksyczne również dla otacza­jących komórek gospodarza, co mogłoby doprowadzić do uszkodzenia okolicznych tkanek w przypadku nadmiernej bądź długotrwałej aktywacji neutrofilów. W celu uniknię­cia negatywnych następstw takiego działania, granulocy­ty są usuwane z ustroju zaraz po spełnieniu swoich funkcji odpornościowych [42]. Podstawowym mechanizmem jest pobudzenie neutrofilów do apoptozy, a następnie ich sfa­gocytowanie przez makrofagi [92].

Neutrofile są obecne w każdym odcinku żeńskich narzą­dów płciowych u zdrowych kobiet, a ich liczba zmienia się wraz z umiejscowieniem – najwięcej granulocytów występuje w jajowodach, a najmniej w pochwie [39,112]. Kontakt ze środowiskiem zewnętrznym i występowanie komensalnej flory bakteryjnej, mogłyby wskazywać, że pochwa powinna być miejscem największej stałej mi­gracji neutrofilów, jednak tak nie jest. Przypuszczalnie wskazuje to na dodatkowe funkcje granulocytów obojęt­nochłonnych, poza funkcjami odpornościowymi. Przy­kładem są badania przeprowadzone na myszach, które wykazują, że neutrofile napływające do pochwy biorą udział w utrzymaniu cyklu rujowego przez regulację po­ziomu hormonów płciowych [87]. Jednoznacznie wiąże się to z udziałem granulocytów obojętnochłonnych w prze­budowie nabłonka dolnych dróg rodnych. Brak neutrofi­lów powoduje zatrzymanie cyklu w fazie diestrus (cienki nabłonek), co prawdopodobnie wynika z zahamowania migracji granulocytów obojętnochłonnych do pochwy w fazie metestrus [87]. Jest to faza, w której fizjologicz­nie następuje największy napływ neutrofilów do błony śluzowej pochwy u myszy, co jest związane ze znacznym wzrostem stężenia MIP-2, chemokiny odpowiedzialnej za migrację granulocytów obojętnochłonnych [87].

Nie wiadomo w jaki sposób neutrofile wpływają na stę­żenie estrogenów i progesteronu. Przeprowadzone bada­nia wskazują na przypuszczalną rolę wydzielanych przez neutrofile peptydów opioidowych, które regulują stero­idogenezę w komórkach jajników myszy, a zastosowanie antagonisty peptydów opioidowych skutkuje zablokowa­niem cyklu rujowego [88]. Nie wiadomo jednak, czy ilość uwalnianych peptydów opioidowych przez granulocyty obojętnochłonne jest wystarczająca do wytwarzania hor­monów steroidowych w jajniku, dlatego konieczne jest przeprowadzenie dalszych badań [88].

Liczba granulocytów obojętnochłonnych w pochwie nie jest stała i zmienia się podczas cyklu płciowego, chociaż poznano przypadki kobiet, u których nie zauważono zmian w liczbie neutrofilów w pochwie podczas cyklu [8]. Charakteryzuje je obecność zwiększonego stężenia IL-8 w pochwie, a tym samym większa liczba granulocy­tów obojętnochłonnych, co wskazuje, że chemokina ta umożliwia neutrofilom przechodzenie przez nabłonek [8]. GM-CSF, wytwarzany przez nabłonek dróg rodnych, wy­kazuje synergistyczne działanie z IL-8, przez co zwiększa chemotaksję neutrofilów [97]. W przypadku szyjki macicy zaobserwowano dużą liczbę neutrofilów niezależnie od fazy cyklu [87]. Dodatkowo, podczas zakażenia znacznie wzrasta w niej liczba granulocytów obojętnochłonnych, w wyniku zwiększonego wydzielania IL-8 przez komórki szyjki macicy w odpowiedzi na czynniki patogenne, takie jak LPS [110]. Oprócz IL-8 zaobserwowano także duże stę­żenie mRNA dla CXCL3 (Gro-γ), CXCL5 (ENA-78) i CXCL6 (GCP-2) wydzielanych przez komórki szyjki macicy [112].

Komórki NK

Komórki NK (natural killers – NK) odpowiadają za zjawisko naturalnej, niewymagającej wstępnej aktywacji, cytotok­syczności. Przejawia się ona w stosunku do komórek z ob­niżoną ekspresją MHC klasy I, co jest charakterystyczne dla komórek zakażonych wirusami i komórek nowotwo­rowych. Większość komórek NK wywołuje lizę komórek docelowych poprzez wydzielanie ziaren cytolitycznych zawierających perforynę i granzymy. Uczestniczą również w procesach immunoregulacji. Wyróżnia się dwie pod­stawowe subpopulacje komórek NK. Pierwszą z nich są komórki o umiarkowanej ekspresji CD56 i dużej ekspresji CD16 (CD56^dimCD16⁺; NK1), drugą subpopulacją są komór­ki o dużej ekspresji CD56 i niemające CD16 (CD56^highCD16^–; NK2). NK1 wydzielają po aktywacji duże ilości IFN-γ i mają silne właściwości cytotoksyczne, natomiast NK2 wytwarza­ją GM-CSF, TNF-α, IL-4, IL-5 oraz IL-13, a ich zdolność do zabijania komórek docelowych jest znacznie słabsza [99]. We krwi obwodowej człowieka dominują NK2.

Komórki NK znajdują się we wszystkich odcinkach żeń­skich narządów płciowych, jednak najwięcej badań do­tyczy ich funkcji w macicy, a dokładniej roli w oddzia­ływaniu matki na płód [75]. W zależności od miejsca występowania stanowią różny odsetek leukocytów, który waha się między 10 a 30% [39]. Podobnie jak inne komórki odporności odpowiedzi nieswoistej, podlegają regulacji hormonalnej podczas cyklu menstruacyjnego. Badania wykazują, że w wyniku działania estrogenów, liczba ko­mórek NK może być mniejsza z zachowaniem funkcji bądź większa, przy jednoczesnym obniżeniu ich aktywności cy­totoksycznej [43]. Prawdopodobnie zmniejsza się wtedy ilość wydzielanego IFN-γ, co przyczynia się do osłabienia aktywności przeciwwirusowej.

Makrofagi i komórki dendrytyczne

Makrofagi i komórki dendrytyczne (dendritic cell – DC) należą do komórek prezentujących antygen (antigen pre­senting cells – APC), przez co są łącznikiem między od­pornością wrodzoną, a nabytą. Hormony płciowe regulują prezentację antygenów przez DC oraz liczbę makrofagów i innych APC w pochwie i szyjce macicy [114]. Ich liczba znacznie wzrasta podczas fazy menstruacyjnej cyklu płcio­wego [61]. Komórki dendrytyczne są uznawane za jedyne profesjonalne komórki prezentujące antygen. Ich główną funkcją jest wychwycenie antygenu, napływ do węzłów limfatycznych i jego prezentacja limfocytom Th, w kon­tekście MHC klasy II. Taki mechanizm występuje także w dolnych drogach rodnych, np. podczas zakażenia HIV. Makrofagi występują w każdym odcinku dróg rodnych, stanowiąc tam około 10% leukocytów [39]. Mają właści­wości żerne i są również zdolne do prezentacji antygenu, ale w dużo mniejszym stopniu niż DC. Ważną cechą, która je odróżnia od DC jest brak zdolności migracji do węzłów chłonnych i prezentacji antygenu dziewiczym limfocytom T w przeciwieństwie do DC makrofagi w warunkach fizjo­logicznych charakteryzują się niewielką ekspresją cząste­czek MHC klasy II, jednak podczas aktywacji są zdolne do ich syntetyzowania. Dodatkowo, w obecności IFN-γ, ma­krofagi eliminują patogeny za pośrednictwem fagocytozy.

Głównymi DCs występującymi w stanie fizjologicznym w błonie śluzowej narządów płciowych są komórki Lan­gerhansa, leżące między komórkami nabłonkowymi oraz DC leżące pod nabłonkiem [119]. Według niektórych na­ukowców należy wyróżnić je jako komórki dendrytyczne nabłonka pochwy (vaginal epithelial DC – VEPD). Są to ko­mórki występujące między komórkami nabłonka dolnych dróg rodnych, które różnią się fenotypowo od komórek Langerhansa [54]. W czasie zakażenia bądź stanu zapal­nego do dróg rodnych z krwi obwodowej przedostają się komórki DC linii plazmocytoidalnej (pDC) oraz mieloidal­nej (mDC) [54,66]. Podczas aktywacji pDC wytwarzają duże ilości IFN-α/b i wykazują ekspresję TLR-9, w wyniku czego hamują rozwój zakażenia wirusowego. Bariera fizyczna, jaką tworzy nabłonek uniemożliwia zakażenie komórek dendrytycznych od strony światła pochwy. Jednak zmia­ny hormonalne podczas cyklu płciowego, a konkretnie wzrost stężenia progesteronu powoduje pocienienie war­stwy nabłonka, co może potencjalnie zwiększyć ryzyko zakażenia HIV. W tabeli 2 przedstawiono AMP wydzielane przez komórki odpowiedzi nieswoistej.

Tabela 2. Peptydy przeciwdrobnoustrojowe wydzielane przez komórki wrodzonego układu odporności dolnych dróg rodnych

Nieswoista odpowiedź immunologiczna wwybranych zakażeniach dolnego odcinka dróg rodnych

Wirus opryszczki typu 2 (HSV-2)

HSV-2 (HHV-2) jest wirusem DNA z rodziny Herpesviridae, który wywołuje opryszczkę narządów płciowych, jedną z najczęstszych chorób przenoszonych drogą płciową. Za­każenie HSV-2 w populacji ogólnej wynosi 10-60% i jest wyższe w krajach rozwijających się, gdzie może sięgać 80% [40]. Kobiety są bardziej podatne na zakażenie HSV-2 niż mężczyźni [63]. Przy występowaniu HSV-2 trzykrotnie wzrasta ryzyko zakażenia HIV, co wiąże się z zaburze­niami integralności błony śluzowej pochwy [34]. Wirus opryszczki narządów płciowych zwiększa również ryzyko zachorowań na inne choroby przenoszone drogą płcio­wą, podobnie jak duża liczba partnerów seksualnych, czy wczesny wiek inicjacji seksualnej [40].

Głównymi komórkami atakowanymi przez wirusa są ko­mórki nabłonkowe dolnych dróg rodnych. Wrodzony układ odpornościowy dolnych dróg rodnych dysponuje mechani­zmami, które umożliwiają obronę przed wirusami, w tym przed HSV-2. Występują różnice w odpowiedzi immunolo­gicznej między zakażeniem pierwotnym a nawracającym, co jest klinicznie zobrazowane przez znacznie dłuższy czas występowania zmian w przypadku zakażenia pierwotne­go [15]. Stwierdzono, że wydzielina pochwy i szyjki maci­cy wykazuje aktywność przeciw HSV-2, częściowo dzięki obecności HNP-1-3 [59]. Inne badania potwierdzają te wy­niki, dodatkowo wskazując na przeciwwirusowe działania innych defenzyn, takich jak HNP-4, HD5, HD6 i HBD3 [47]. Rola HNP-4, HD6 i HBD3 opiera się głównie na zabezpie­czaniu przed wiązaniem wirusa i jego przenikaniem do komórek, natomiast HNP-1-3 oraz HD5 dodatkowo hamują działania HSV-2 wewnątrz komórki [47]. Laktoferyna i lizo­zym także uczestniczą w odporności przeciw HSV-2 [57]. Podczas zakażenia dochodzi również do podwyższenia stę­żenia wielu chemokin w pochwie, takich jak CXCL1, CXCL9, CXCL10, CCL2, CCL3, CCL5, odpowiadających za rekrutację komórek układu odpornościowego (neutrofilów, makrofa­gów, komórek NK), które ograniczają rozprzestrzenianie się HSV-2 i aktywują mechanizmy swoiste [104].

Neutrofile, jako najliczniejsze leukocyty w pochwie, prawdo­podobnie również są zaangażowane w odpowiedź przeciw HSV-2, aczkolwiek ich rola nie jest dobrze poznana. Badania przeprowadzone na mysim modelu opryszczki narządów płciowych wskazują, że u myszy pozbawionych granulocy­tów obojętnochłonnych nie zwiększa się częstość występo­wania zakażenia, co sugeruje że niewielka populacja neutro­filów w pochwie myszy dzikich jest nieskuteczna w obronie przed HSV-2 [72]. Ci sami autorzy przedstawiają, że neu­trofile w pochwie są zaangażowane w obronę organizmu przed wirusem, ale tylko podczas pierwotnego zakażenia, a myszy pozbawione neutrofilów wykazują znacznie wyższe miana HSV-2 [72]. Jak dotąd nie do końca poznano mecha­nizm aktywności przeciwwirusowej granulocytów obojęt­nochłonnych. Badania przeprowadzone na modelu in vitro wskazują, że neutrofile wiążą wiriony HSV-2 bądź komórki zakażone wirusem i zabijają je poprzez mechanizmy zależne lub niezależne od tlenu [98]. Wydzielają również przeciwwi­rusowe cytokiny, takie jak TNF-α, IFN-α oraz IFN-γ, co także wskazuje na ich rolę w odporności przeciwko HSV-2 [72]. Komórki NK i NKT również wydzielają IFN-γ w odpowiedzi na IL-15, pochodzącą z zakażonych komórek lub makrofa­gów [3]. Zbadano także, że myszy z niedoborem receptora IFN typu I lub komórek NK wykazywały wyższą replikację wirusa opryszczki narządów rozrodczych niż myszy dzikie i nie wykryto u nich wzrostu poziomu IFN-γ w odpowiedzi na zakażenie [38]. Może to świadczyć o roli receptora IFN- α/β w aktywacji komórek NK podczas zakażenia HSV-2 [38].

Komórki dendrytyczne również uczestniczą w odporno­ści przeciw HSV-2. Glikoproteiny HSV-2 aktywują TLR-2 na komórkach dendrytycznych, a następnie TLR-9 w en­dosomach na skutek połączenia z wirusowym materiałem genetycznym [89]. W efekcie pobudzenia TLR-9, komórki dendrytyczne wydzielają IFN-α, który pełni funkcje w od­porności przeciwwirusowej [66]. Mysi model zakażenia wirusem opryszczki narządów płciowych pozwala na zba­danie migracji komórek dendrytycznych do zakażonego nabłonka pochwy. Komórki dendrytyczne podśluzówki CD11c+ wędrują w szybkim tempie do nabłonka zakażone­go HSV-2, a następnie do węzłów chłonnych, gdzie prezen­tują antygen wirusowy za pomocą MHC klasy II limfocytom Th1, które w efekcie wytwarzają IFN-γ [119]. Natomiast badania nad komórkami dendrytycznymi linii plazmocy­toidalnej (CD11c-) wykazały, że nie są one niezbędne do aktywacji limfocytów Th1, o czym świadczy pobudzenie Th1 bez obecności pDC [67]. Prawdopodobnie pDC pełnią rolę głównie w odporności nieswoistej in situ podczas za­każenia HSV-2 przez wzmożone wytwarzanie IFN-α [67].

Wirus brodawczaka ludzkiego (HPV)

Wirus brodawczaka ludzkiego (human papilloma virus – HPV) jest wirusem DNA należącym do rodziny Papillomavi­ridae. HPV przenosi się drogą płciową i może doprowadzić do powstania raka szyjki macicy, który jest istotną przy­czyną śmierci kobiet na całym świecie. Szacuje się, że około 80% kobiet nabywa wirusa w czasie swojego życia, a 5-10% z nich nie udaje się usunąć go z organizmu, co doprowa­dza do rozwoju choroby [91]. Pozostała część zakażonych kobiet eliminuje HPV z układu rozrodczego, dzięki istnie­niu mechanizmów odpornościowych [91]. Ponad 40 typów HPV powoduje zakażenia dróg płciowych u ludzi, z czego 15 stwarza wysokie ryzyko rozwoju raka szyjki macicy [91,120]. Najczęstszą przyczyną choroby nowotworowej są HPV-16 i -18, które powodują około 70% przypadków raka szyjki macicy na świecie [16]. Zakażenie HPV zazwyczaj przebiega bezobjawowo, dlatego ważne są regularne ba­dania cytologiczne, w celu wykrycia ewentualnej choroby. Obecnie dostępna jest również szczepionka przeciw HPV- 16 i -18, która zapewnia minimum 5-letnią odporność [91].

W dolnych drogach rodnych kobiety wykształciły się me­chanizmy odporności nieswoistej przeciwko zakażeniu HPV. W stanach przedrakowych liczba komórek dendry­tycznych i NK w szyjce macicy wzrasta wraz z postępem za­chodzących zmian, ale wraca do prawidłowego poziomu po kancerogenezie [68]. Świadczy to o wzmożeniu lokalnych funkcji immunologicznych w stanach przedrakowych, na­tomiast stadium raka szyjki macicy doprowadza do utraty tej ochrony. Podobnie stwierdzono, że TNF-α i TGF-β, wy­twarzane przez zakażone keratynocyty, zmniejszają eks­presję genów E6/E7 HPV-16 lub -18 w komórkach, które nie uległy jeszcze transformacji nowotworowej, podczas gdy postępowanie kancerogenezy zmniejsza wrażliwość zakażonych komórek na te cytokiny [69]. Według badań przeprowadzonych przez Bucka i wsp., ludzkie defenzyny HNP-1-3 oraz HD-5 są silnymi antagonistami zakażenia wirusem brodawczaka ludzkiego, ze szczególnym znacze­niem HD-5 przeciwko HPV przenoszonym drogą płciową [7]. Stężenie tych substancji w dolnych drogach rodnych jest wystarczające do zahamowania zakażenia HPV in vitro, co może wskazywać, że zapewniają one ochronę również w warunkach in vivo [7]. Przedstawione wyniki mogą sta­nowić wyjaśnienie wysokiego odsetka kobiet, u których dochodzi do naturalnego usunięcia wirusa z organizmu.

Bakteryjne zakażenie pochwy

Bakteryjne zakażenie pochwy (bacterial vaginosis – BV) to najczęstsza przyczyna dysfunkcji układu moczowo-płcio­wego u kobiet w wieku reprodukcyjnym, której etiologia nie jest do końca poznana [14]. Zwykle przebiega bezob­jawowo i jest zespołem zaburzeń wywołanych przez licz­ne mikroorganizmy, charakteryzujący się wzrostem pH (pH>4,5) w pochwie, spadkiem liczby bakterii z rodzaju Lactobacillus wytwarzających H₂O₂ oraz dużym wzrostem bakterii fakultatywnie bądź bezwzględnie beztlenowych [14]. Są nimi: Gardnerella vaginalis, Prevotella sp., Bacteroides sp., Mobiluncus sp., Mycoplasma hominis, Atopobium vagi­nae, Megasphera sp., Peptostreptococcus sp., Clostridium sp., Leptotrichia sp., Peptoniphilus sp. oraz Eggerthella sp. [79]. Gatunkiem, który występuje w 88-98% klinicznie zdia­gnozowanych przypadków BV u kobiet jest Gardnerella vaginalis, która odgrywa istotną rolę w jego patogenezie[2]. Jednak została ona zdiagnozowana w pochwie 50-70% zdrowych kobiet, dlatego też nie jest swoistym markerem w rozpoznaniu BV, podobnie jak Atopobium vaginae [33]. Według Fredricksa i wsp. bardziej swoiste dla BV są drob­noustroje Megasphaera, Leptotrichia oraz Eggerthella [33].

Przyjmuje się, że typową cechą BV jest brak stanu zapal­nego błony śluzowej pochwy, dlatego jest nazwany zaka­żeniem (vaginosis), a nie zapaleniem (vaginitis) [62]. Praw­dopodobnie jest to związane z zahamowaniem napływu leukocytów podczas tego zakażenia, czego przyczyną może być wzrost stężenia różnych substancji bakteryjnych [9]. Stwierdzono, że bardziej swoiście wpływają one na poziom IL-8 niż IL-1β [10]. Wykazano, że swoiste proteazy wytwa­rzane przez bakterie mogą być odpowiedzialne za rozpad IL-8, a cytolizyna pochodząca z G. vaginalis hamuje wytwa­rzanie chemokiny przez komórki (w tym neutrofile) [11]. W przeciwieństwie do komensalnych Lactobacillus, których liczba w BV jest dużo mniejsza, G. vaginalis nie indukuje podwyższenia poziomu HBD-2 i IL-8, a jedynie wpływa na niewielki wzrost stężenia IL-1β [107]. Zwiększenie koncen­tracji IL-1β jest na tyle małe, że nie dochodzi do pobudzenia wydzielania HBD-2 (human beta defensin-2) i IL-8. Powo­duje to spadek stężenia IL-8 odpowiadającej za chemotak­sję leukocytów, głównie neutrofilów, dlatego też ich liczba nie ulega zwiększeniu, co wyjaśnia również niski poziom HNP (human neutrophil peptides) [9,10,107]. Brak migracji leukocytów jest także związany z obniżeniem się poziomu SLPI u kobiet z BV w stosunku do zdrowych [78]. Dochodzi natomiast do podwyższenia poziomu laktoferyny i wspo­mnianej IL-1β, co może wskazywać, że układ odpornościo­wy stara się chronić organizm przed patogenami [9,78]. Jednakże udowodniono korelację między wzrostem stęże­nia IL-1β i TNF-α w przebiegu BV, a zwiększeniem praw­dopodobieństwa zakażenia HIV, dlatego taki mechanizm działania wrodzonego układu odpornościowego nie jest do końca skuteczny w ogólnym ujęciu ochrony dolnych dróg rodnych [103]. Niektórzy naukowcy sugerują, że podczas przebiegu BV, oprócz podwyższonego stężenia IL-1β docho­dzi również do wzrostu IL-1α, IL-6, TNF-α, a nawet IL-8 oraz zwiększenia chemotaksji leukocytów, co może wskazywać na związek między BV a rozwojem stanu zapalnego [109]. Inni autorzy, którzy także stwierdzili wzrost liczby leuko­cytów w pochwie i rozwój stanu zapalnego w przebiegu BV sugerują, że może mieć to związek ze współistnieniem in­nych zakażeń dolnych dróg rodnych, bądź nie uwzględnili w swoich badaniach możliwości istnienia innych chorób, co może skutkować błędnymi wnioskami w stosunku do bakteryjnego zakażenia pochwy [20].

Chlamydia trachomatis

Chlamydia trachomatis to wewnątrzkomórkowa bakteria, która jest jedną z najczęstszych przyczyn chorób prze­noszonych drogą płciową. Może wywoływać zapalenie cewki moczowej, szyjki macicy oraz zapalenie narządów miednicy mniejszej (pelvic inflammatory disease – PID). W 70% przypadków u kobiet zakażenie przebiega bez­objawowo, przez co jest niezauważone, powodując po­ważne uszkodzenia dróg rodnych, doprowadzając nawet do niepłodności [70]. Według WHO w 1999 r. w Europie Wschodniej stwierdzono prawie 3 mln przypadków za­każeń chlamydiami wsród dorosłych, natomiast w ciągu roku dochodzi do ponad 90 mln zakażeń na świecie [85]. Badania wskazują na występowanie współzakażenia HSV- 2, czy Neisseria gonorrhoeae u osób z C. trachomatis [30,108].

Zakażenie dróg rodnych chlamydiami wywołuje reakcje ze strony wrodzonych mechanizmów odpornościowych. W śluzie pochwowym stwierdzono duże stężenie HBD1 i HBD2 w odpowiedzi na C. trachomatis [111]. Komórki na­błonkowe odgrywają zasadniczą rolę w odporności prze­ciwko tej bakterii [101]. W wyniku obecności w ich wnę­trzu Chlamydia trachomatis, wydzielają zwiększone ilości IL-8, IL-1α, IL-6, GM-CSF oraz GROα (CXCL1), co powoduje chemotaksję lub aktywację komórek wrodzonego układu odpornościowego, takich jak neutrofile czy makrofagi [82]. Wzrost wytwarzania IL-8 może być związany ze wzrostem IL-1α, bądź niezależnie od niego [82]. Komórki dendry­tyczne również mogą ulegać zakażeniu chlamydiami, ze względu na ich występowanie wśród komórek nabłonka. Obydwa rodzaje komórek wytwarzają IL-12 i IL-18 w wy­niku zakażenia, co doprowadza do pobudzenia komórek NK [52]. Reagują one wydzielaniem IFN-γ, który prawdo­podobnie sprzyja eliminacji chlamydii oraz aktywuje ma­krofagi do uwalniania mediatorów zapalnych, w wyniku czego dochodzi do pobudzenia fibroblastów i zwiększonego wytwarzania kolagenu [52,84]. Zakażone komórki nabłon­kowe wykazują także zmniejszoną ekspresję MHC klasy I, w wyniku czego komórki NK doprowadzają do ich lizy [53]. Zakażenie C. trachomatis powoduje wzrost wytwarza­nia TNF-α w szyjce macicy, który pełni podobne funkcje do IFN-γ w jej zwalczaniu [84]. Badania przeprowadzone przez Darville’a i wsp. dowodzą, że mysie makrofagi pozbawione TLR-2 (TLR-2^-/-) wydzielały znacznie mniejsze ilości TNF-α i IL-6 w porównaniu do myszy szczepu dzikiego, natomiast myszy z deficytem TLR-4 (TLR-4^-/-) charakteryzowały się wzrostem uwalniania tych cytokin [18]. Oznacza to, że TLR- 2 wpływa na zwiększenie wydzielania cytokin przez makro­fagi, a TLR-4 zmniejsza ich uwalnianie. Wyniki te wskazują na ważną rolę TLR-2 we wrodzonych mechanizmach odpor­ności przeciwko C. trachomatis, natomiast obecność TLR-4 może powodować osłabienie przekazywania sygnałów za pośrednictwem TLR-2 bądź zmniejszać jego ekspresję [18]. Inne badania wskazują, że LPS pochodzący z bakterii po­budza makrofagi do uwalniania cytokin prozapalnych, ale ze względu na to, że głównymi komórkami atakowanymi przez bakterie są komórki nabłonkowe, które słabiej re­agują na LPS, nie odgrywa on dużej roli w indukowaniu odpowiedzi immunologicznej [101].

Neutrofile odgrywają ważną rolę w kontroli wczesnego stadium zakażenia chlamydiami. Granulocyty obojętno­chłonne i makrofagi, występujące w drogach rodnych my­szy, mogą odpowiadać za pierwotne uwalnianie TNF-α, który zwiększa chemotaksję innych neutrofilów [17]. Wraz z monocytami napływają w dużej liczbie do miejsca zaka­żenia w przeciągu 1-2 dni od czasu wtargnięcia patogenu, gdzie ułatwiają jego eliminację. Ponadto, ciałka elemen­tarne chlamydii (elementary bodies – EB) są także chemotaktyczne dla neutrofilów, po części w wyniku aktywacji granulocytów poprzez składową dopełniacza – C5a oraz odpowiadają za uwalnianie HNP-2 z granulocytów [118].

Neisseria gonorrhoeae

Neisseria gonorrhoeae (dwoinka rzeżączki) to zewnątrzko­mórkowa Gram-ujemna bakteria, która wywołuje rze­żączkę, należącą do chorób przenoszonych drogą płciową. Zakażenie dotyka ponad 60 milionów ludzi na świecie, głównie w krajach słabo rozwiniętych [37]. U kobiet ata­kuje komórki szyjki macicy, wywołujac zapalenie, które najczęściej przebiega bezobjawowo, ale może skutkować przewlekłymi dysfunkcjami górnego odcinka żeńskich na­rządów płciowych [21]. Długotrwałe zakażenie prowadzi do zapalenia narządów miednicy mniejszej (PID), a w kon­sekwencji do niepłodności bądź ciąży pozamacicznych. Jedna na 10 kobiet cierpi z powodu PID, a w 40% przy­padków czynnikiem etiologicznym jest N. gonorrhoeae [21]. Ponadto rzeżączka zwiększa podatność na zakażenie HIV-1, przez zaburzenie integralności błony śluzowej oraz nasilenie lokalnej ekspresji wirusowego RNA [13].

Zakażenie N. gonorrhoeae wywołuje silną odpowiedź zapal­ną wywołaną przez neutrofile, które stanowią pierwszą linię obrony podczas zakażenia. W niektórych przypad­kach, mimo obecności dużej liczby granulocytów obojętno­chłonnych, zakażenie postępuje, co wskazuje na powstanie mechanizmow obronnych bakterii przeciwko odporności gospodarza. Badania wykazują, że dwoinka rzeżączki może przetrwać i dzielić się wewnątrz neutrofilów. Poznano dwa sposoby ucieczki bakterii przed układem immunologicz­nym [60]. Pierwszym są czynniki zjadliwości N. gonorrhoeae (białka Opa, pile, lipooligosacharyd), które bronią patogen przed tlenowymi i pozatlenowymi mechanizmami zabija­nia przez neutrofile. Drugim sposobem jest modulowanie zdolności fagocytarnych granulocytów i wydzielania przez nich substancji przeciwbakteryjnych. Zauważono również że N. gonorrhoeae pobudza neutrofile do aktywności oksyda­cyjnej tylko w fagolizosomach, natomiast pozakomórkowo nie wykazuje takich właściwości. Prawdopodobnie wyja­śnia to możliwości przeżycia bakterii na zewnątrz komórek w obecności dużej liczby granulocytów [31].

Badania przeprowadzone przez Fichorova i wsp. wskazu­ją, że podczas zakażenia dwoinką rzeżączki dochodzi do wzmożonego uwalniania IL-1, IL-6 oraz IL-8 przez komórki dolnych dróg rodnych. Obecność IL-8 mogłaby wskazy­wać na wzmożoną rekrutację neutrofilów do miejsca za­każenia, natomiast Hedges i wsp. nie zauważyli wzrostu wydzielania tych cytokin, co dodatkowo zostało poparte innym doświadczeniem z użyciem RT-PCR [21]. W tym przypadku brak wydzielania IL-8 przeczy napływowi gra­nulocytów, który jest obserwowany w obecności N. go­norrhoeae. Wyjaśnieniem tego mogą być kolejne badania, wskazujące, że za migrację neutrofilów odpowiada IL-17 pochodząca z limfocytów Th17 [22].

Podczas zakażenia dwoinką rzeżączki zauważono także, że ludzkie β-defezyny 1-4 (HBD-1 – 4) oraz SLPI, wydziela­ne przez komórki nabłonkowe szyjki macicy, zapobiegają zakażeniu i hamują wzrost N. gonorrhoeae [113].

Candida albicans

Candida albicans jest gatunkiem bezotoczkowego grzyba zaliczanego do drożdżaków (Saccharomycetes). W warun­kach fizjologicznych zasiedla pochwę u 20% zdrowych kobiet, dlatego często jest zaliczany do komensalnej flory występującej w dolnych drogach rodnych [113]. 80-95% przypadków drożdżakowego zapalenia pochwy i sromu (vulvovaginal candidiasis – VVC) jest wywołana tym ga­tunkiem, a 75% kobiet w wieku rozrodczym przynajmniej raz w ciągu życia zostaje dotkniętych tą przypadłością, którą zalicza się do chorób przenoszonych drogą płcio­wą [113]. Prawdopodobieństwo wystąpienia VVC wzrasta podczas fazy lutealnej cyklu menstruacyjnego, w czasie stosowania antykoncepcji hormonalnej bądź podczas an­tybiotykoterapii oraz u diabetyków [4,29].

Niewiele badań wskazuje na rolę wrodzonego układu im­munologicznego w odporności przeciwko C. albicans w po­chwie [27]. Brakuje informacji na temat komórek NK, ma­krofagów i komórek dendrytycznych [77]. Badania in vitro dotyczące roli komórek nabłonkowych pochwy w odporno­ści przeciw C. albicans, wskazują że hamują one wzrost droż­dżaka, ale mechanizmy działania nie są dokładnie poznane [77]. Więcej doniesień powstało w oparciu o doświadczenia wykonane na modelu kandydozy przewodu pokarmowego bądź drożdżycy systemowej, w której wrodzony układ od­pornościowy odgrywa dużą rolę w ochronie organizmu. Ba­dania przeprowadzone na VVC dotyczą najczęściej mecha­nizmów odporności nabytej, która wydaje się mieć większe znaczenie w przypadku drożdżycy dolnych narządów rod­nych, co może wynikać z ich specyficznego charakteru.

Komórkami dominującymi w pierwszej fazie zakażenia C. albicans we krwi są neutrofile [4]. Natomiast podczas za­każenia w pochwie, obserwuje się napływ granulocytów obojetnochłonnych, przy czym badania in vivo wskazują, że nie wywołują one stanu zapalnego i nie odgrywają roli w eliminacji patogenu [29]. Ciekawe jest to, że w wa­runkach in vitro neutrofile zabijają komórki drozdżaka. Może mieć to związek z przypuszczalnym występowa­niem mechanizmów immunoregulacyjnych w pochwie, które zapobiegają temu w naturalnych warunkach [29]. Stwierdzono także, że wzrost liczby granulocytów w po­chwie może być zależny jedynie od zmian w poziomie hormonów płciowych i nie jest związany z obecnością C. albicans, dlatego nie obserwuje się reakcji obronnej neu­trofilów [29]. Wiadomo jednak, że do zakażenia drożdża­kiem dochodzi najczęściej w fazie lutealnej, gdy nabłonek pochwy jest znacznie cieńszy, czyli bardziej podatny na przenikanie patogenów [4]. W tej fazie również liczba granulocytów jest wysoka, co mogłoby wyjaśniać niewła­ściwe powiązanie wzrostu liczby neutrofilów w pochwie z zakażeniem C. albicans. Inni nakowcy biorą pod uwagę pojawienie się symptomów choroby bądź ich brak, co we­dług nich ma znaczenie w migracji komórek zapalnych do pochwy. Badania Fidela i wsp. wskazują, że liczba neu­trofilów jest wyższa u kobiet, u których wystapiły obja­wy kandydozy pochwy, w porównaniu z bezobjawowym przebiegiem zakażenia [28]. Ten i kolejne eksperymenty z ostatnich lat wskazują, że granulocyty obojętnochłonne nie pełnią funkcji obronnej podczas VVC, lecz ich zwięk­szony naciek doprowadza do niszczenia komórek nabłon­ka i odpowiada za wystąpienie objawów kandydozy [28].

Trichomonas vaginalis

Trichomonas vaginalis (rzęsitek pochwowy) to beztleno­wy pierwotniak z grupy wiciowców (Flagellata), żyjący pozakomórkowo. Powoduje rzęsistkowicę, należacą do chorób przenoszonych drogą płciową, która w 10-50% przypadków u kobiet przebiega bezobjawowo [74]. We­dług WHO w 2005 r. stwierdzono 285 mln nowych przy­padków zakażeń T. vaginalis wśród dorosłych (15-49 lat), głównie u kobiet [116] rzęsistek pochwowy zwiększa ry­zyko przenoszenia i zakażenia HIV 1,5-3 razy [65]. Może również powodować wiele innych powikłań, takich jak zapalenie narządów miednicy mniejszej, niepłodność, przedwczesny poród [23].

Zakażenie T. vaginalis jest często nawracające, bez wytwo­rzenia trwałej odporności, dlatego nieswoiste mechani­zmy obronne pełnią tutaj główną rolę [23]. Duże znaczenie ma zaburzenie fizjologicznych warunków mikrośrodowi­ska pochwy. Wzrost pH do 6,5 i więcej zwiększa ryzyko zakażenia rzęsistkiem [20].

Neutrofile odgrywają główną rolę podczas zakażenia rzęsistkiem, ale wciąż mało jest doniesień na temat przyczyny ich migracji i sposobu w jaki pobudzają od­powiedź zapalną w czasie ostrego zakażenia [86]. Uważa się, że chemoatraktanty wydzielane w miejscu obec­ności rzęsistka pełnią ważną funkcję w napływie leu­kocytów. Prawdopodobnie są nimi IL-8 i leukotrien B₄ (LTB₄), których wysoki poziom stwierdzono w pochwie u kobiet z objawami rzęsistkowicy [94]. Leukotrien B₄ to czynnik aktywujący neutrofile, pochodzący z T. vagina­lis bądź z samych neutrofilów, które uwalniają go pod wpływem odpowiedzi humoralnej podczas zakażenia pasożytem [95]. Badania wykazują, że zarówno neu­trofile, jak i monocyty wydzielają IL-8 w odpowiedzi na T. vaginalis [86,96]. Oprócz funkcji chemotaktycz­nej, IL-8 pobudza neutrofile do degranulacji, wybu­chu tlenowego oraz aktywności 5-lipooksygenazy [96]. Najnowsze badania wskazują również na rolę tlenku azotu (NO), wydzielanego przez granulocyty obojęt­nochłonne w odpowiedzi na sygnały purynergiczne stymulowane przez rzęsistka pochwowego [32]. Lipopo­lisacharyd (LPS) rzęsistka jest silnym czynnikiem pobu­dzającym uwalnianie NO [32]. Aktywowane makrofagi również wydzialają NO na skutek obecności T. vaginalis, na co wskazują wcześniejsze doniesienia [80]. Tlenek azotu jest jednym z najbardziej powszechnych związ­ków odpowiadajacych za migrację leukocytów i zmiany w funkcjonowaniu mechanizmów immunologicznych. Prawdopodobnie bierze udział w pobudzaniu granulo­cytów obojętnochłonnych do migracji i pełnienia przez nie funkcji odpornościowych, takich jak tlenowe me­chanizmy zabijania drobnoustrojów, czy fagocytoza, a jego działalność może ostatecznie doprowadzić do uszkodzenia tkanek [32].

PIŚMIENNICTWO

[1] Ahmed N., Hayashi T., Hasegawa A., Furukawa H., Okamura N., Chida T., Masuda T., Kannagi M.: Suppression of human immunodeficiency virus type 1 replication in macrophages by commensal bacteria preferentially stimulating Toll-like receptor 4. J. Gen. Virol., 2010; 91: 2804-2813
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Aroutcheva A.A., Simoes J.A., Behbakht K., Faro S.: Gardnerella vaginalis isolated from patients with bacterial vaginosis and from patients with healthy vaginal ecosystems. Clin. Infect. Dis., 2001; 33: 1022-1027
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Ashkar A.A., Rosenthal K.L.: Interleukin-15 and natural killer and NKT cells play a critical role in innate protection against genital herpes simplex virus type 2 infection. J. Virol., 2003; 77: 10168-10171
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Barousse M.M., Espinosa T., Dunlap K., Fidel P.L.Jr: Vaginal epithelial cell anti-Candida albicans activity is associated with protection against symptomatic vaginal candidiasis. Infect. Immun., 2005; 73: 7765-7767
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Boris S., Suárez J.E., Vázquez F., Barbés C.: Adherence of human vaginal lactobacilli to vaginal epithelial cells and interaction with uropathogens. Infect. Immun., 1998; 66: 1985-1989
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Borregaard, N.: Neutrophils: from marrow to microbes. Immunity, 2010; 33: 657-670
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Buck C.B., Day P.M., Thompson C.D., Lubkowski J., Lu W., Lowy D.R., Schiller J.T.: Human α-defensins block papillomavirus infection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 1516-1521
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Cauci S., Driussi S., De Santo D., Penacchioni P., Iannicelli T., Lanzafame P., De Seta F., Quadrifoglio F., de Aloysio D., Guaschino S.: Prevalence of bacterial vaginosis and vaginal flora changes in peri- and postmenopausal women. J. Clin. Microbiol., 2002; 40: 2147-2152
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Cauci S., Driussi S., Guaschino S., Isola M., Quadrifoglio F.: Correlation of local interleukin-1beta levels with specific IgA response against Gardnerella vaginalis cytolysin in women with bacterial vaginosis. Am. J. Reprod. Immunol., 2002; 47: 257-264
[PubMed]  

[10] Cauci S., Guaschino S., De Aloysio D., Driussi S., De Santo D., Penacchioni P., Quadrifoglio F.: Interrelationships of interleukin-8 with interleukin-1β and neutrophils in vaginal fluid of healthy and bacterial vaginosis positive women. Mol. Hum. Reprod., 2003; 9: 53-58
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[11] Cauci S., Monte R., Driussi S., Lanzafame P., Quadrifoglio F.: Impairment of the mucosal immune system: IgA and IgM cleavage detected in vaginal washings of a subgroup of patients with bacterial vaginosis. J. Infect. Dis., 1998; 178: 1698-1706
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Chan R.C., Bruce A.W., Reid G.: Adherence of cervical, vaginal and distal urethral normal microbial flora to human uroepithelial cells and the inhibition of adherence of gram-negative uropathogens by competitive exclusion. J. Urol., 1984; 131: 596-601
[PubMed]  

[13] Chen A., Boulton I.C., Pongoski J., Cochrane A., Gray-Owen S.D.: Induction of HIV-1 long terminal repeat-mediated transcription by Neisseria gonorrhoeae. AIDS, 2003; 17: 625-628
[PubMed]  

[14] Cribby S., Taylor M., Reid G.: Vaginal microbiota and the use of probiotics. Interdiscip. Perspect. Infect. Dis., 2008; 2008: 256490
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Cunningham A.L., Mikloska Z.: The Holy Grail: immune control of human herpes simplex virus infection and disease. Herpes, 2001; 8 Suppl 1: 6A-10A
[PubMed]  

[16] Cutts F.T., Franceschi S., Goldie S., Castellsague X., de Sanjose S., Garnett G., Edmunds W.J., Claeys P., Goldenthal K.L., Harper D.M., Markowitz L.: Human papillomavirus and HPV vaccines: a review. Bull. World Health Organ., 2007; 85: 719-726
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Darville T., Andrews C.W. Jr., Laffoon K.K., Shymasani W., Kishen L.R., Rank R.G.: Mouse strain-dependent variation in the course and outcome of chlamydial genital tract infection is associated with differences in host response. Infect. Immun., 1997; 65: 3065-3073
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Darville T., O’Neill J.M., Andrews C.W.Jr, Nagarajan U.M., Stahl L., Ojcius D.M.: Toll-like receptor-2, but not Toll-like receptor-4, is essential for development of oviduct pathology in chlamydial genital tract infection. J. Immunol., 2003; 171: 6187-6197
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Donders G.G.: Defnition and classifcation of abnormal vaginal flora. Best. Pract. Res. Clin. Obstet. Gynaecol., 2007; 21: 355-373
[PubMed]  

[20] Donders G.G., Vereecken A., Bosmans E., Dekeersmaecker A., Salembier G., Spitz B.: Definition of a type of abnormal vaginal flora that is distinct from bacterial vaginosis: aerobic vaginitis. BJOG, 2002; 109: 34-43
[PubMed]  

[21] Edwards J.L., Apicella M.A.: The molecular mechanisms used by Neisseria gonorrhoeae to initiate infection differ between men and women. Clin. Microbiol. Rev., 2004; 17: 965-981
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Feinen B., Jerse A.E., Gaffen S.L., Russell M.W.: Critical role of Th17 responses in a murine model of Neisseria gonorrhoeae genital infection. Mucosal Immunol., 2010; 3: 312-321
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[23] Fichorova R.N.: Impact of T. vaginalis infection on innate immune responses and reproductive outcome. J. Reprod. Immunol., 2009; 83: 185-189
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Fichorova R.N., Cronin A.O., Lien E., Anderson D.J., Ingalls R.R.: Response to Neisseria gonorrhoeae by cervicovaginal epithelial cells occurs in the absence of toll-like receptor 4-mediated signaling. J. Immunol., 2002; 168: 2424-2432
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Fichorova R.N., Desai P.J., Gibson F.C., Genco C.A.: Distinct proinflammatory host responses to Neisseria gonorrhoeae infection in immortalized human cervical and vaginal epithelial cells. Infect. Immun., 2001; 69: 5840-5848
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Fichorova R.N., Tucker L.D., Anderson D.J.: The molecular basis of nonoxynol-9-induced vaginal inflammation and its possible relevance to human immunodeficiency virus type 1 transmission. J. Infect. Dis., 2001; 184: 418-428
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[27] Fidel P.L.Jr.: Distinct protective host defenses against oral and vaginal candidiasis. Med. Mycol., 2002; 40: 359-375
[PubMed]  

[28] Fidel P.L. Jr., Barousse M., Espinosa T., Ficarra M., Sturtevant J., Martin D.H., Quayle A.J., Dunlap K.: An intravaginal live Candida challenge in humans leads to new hypotheses for theimmunopathogenesis of vulvovaginal candidiasis. Infect. Immun., 2004; 72: 2939-2946
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Fidel P.L. Jr., Luo W., Steele C., Chabain J., Baker M., Wormley F. Jr.: Analysis of vaginal cell populations during experimental vaginal candidiasis. Infect. Immun., 1999; 67: 3135-3140
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Forward K.R.: Risk of coinfection with Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae in Nova Scotia. Can. J. Infect. Dis. Med. Microbiol., 2010; 21: e84-e86
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Fox K.K., Thomas J.C., Weiner D.H., Davis R.H, Sparling P.F., Cohen M.S.: Longitudinal evaluation of serovarspecific immunity to Neisseria gonorrhoeae. Am. J. Epidemiol., 1999; 149: 353-358
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[32] Frasson A.P., De Carli G.A., Bonan C.D., Tasca T.: Involvement of purinergic signaling on nitric oxide production by neutrophils stimulated with Trichomonas vaginalis. Purinergic Signal, 2012; 8: 1-9
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Fredricks D.N., Fiedler T.L., Thomas K.K., Oakley B.B., Marrazzo J.M.: Targeted PCR for detection of vaginal bacteria associated with bacterial vaginosis. J. Clin. Microbiol., 2007; 45: 3270-3276
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Freeman E.E., Weiss H.A., Glynn J.R., Cross P.L., Whitworth J.A.: Herpes simplex virus 2 infection increases HIV acquisition in men and women: systematic review and meta-analysis of longitudinal studies. AIDS, 2006; 20: 73-83
[PubMed]  

[35] Frew L., Stock S.J.: Antimicrobial peptides and pregnancy. Reproduction, 2011; 141: 725-735
[PubMed]  

[36] Galask R.P.: Vaginal colonization by bacteria and yeast. Am. J. Obstet. Gynecol., 1988; 158: 993-995
[PubMed]  

[37] Gerbase A.C., Rowley J.T., Mertens T.E.: Global epidemiology of sexually transmitted diseases. Lancet, 1998; 351: S2-S4
[PubMed]  

[38] Gill N., Chenoweth M.J., Verdu E.F., Ashkar A.A.: NK cells require type I IFN receptor for antiviral responses during genital HSV-2 infection. Cell Immunol., 2011; 269: 29-37
[PubMed]  

[39] Givan A.L., White H.D., Stern J.E., Colby E., Gosselin E.J., Guyre P.M., Wira C.R.: Flow cytometric analysis of leukocytes in the human female reproductive tract: a comparison of fallopian tube, uterus, cervix, and vagina. Am. J. Reprod. Immunol., 1997; 38: 350-359
[PubMed]  

[40] Gupta R., Warren T., Wald A.: Genital herpes. Lancet, 2007; 370: 2127-2137
[PubMed]  

[41] Hakakha M.M., Davis J., Korst L.M., Silverman N.S.: Leukorrhea and bacterial vaginosis as in-office predictors of cervical infection in high-risk women. Obstet. Gynecol., 2002; 100: 808-812
[PubMed]  

[42] Hallett J.M., Leitch A.E., Riley N.A., Duffin R., Haslett C., Rossi A.G.: Novel pharmacological strategies for driving inflammatory cell apoptosis and enhancing the resolution of inflammation. Trends Pharmacol. Sci., 2008; 29: 250-257

[43] Hao S., Zhao J.,Zhou J., Hu Y., Hou Y.: Modulation of 17β-estradiol on the number and cytotoxicity of NK cells in vivo related to MCM and activating receptors. Int. Immunopharmacol., 2007; 7: 1765-1775
[PubMed]  

[44] Hart K.M., Murphy A.J., Barrett K.T., Wira C.R., Guyre P.M., Pioli P.A.: Functional expression pattern recognition receptors in tissues of thye human female reproductive tract. J. Reprod. Immunol., 2009; 80: 33-40
[PubMed]  

[45] Harwani S.C., Lurain N.S., Zariffard M.R., Spear G.T.: Differential inhibition of human cytomegalovirus (HCMV) by Toll-like receptor ligands mediated by interferon-beta in human foreskin fibroblasts and cervical tissue. Virol. J., 2007; 4: 133
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Hayashi F., Means T.K., Luster A.D.: Toll-like receptors stimulate human neutrophil function. Blood, 2003; 102: 2660-2669
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Hazrati E., Galen B., Lu W., Wang W., Ouyang Y., Keller M.J., Lehrer R.I., Herold B.C.: Human α- and β-defensins block multiple steps in herpes simplex virus infection. J. Immunol., 2006;177: 8658-8666
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Heinemann C., Reid G.: Vaginal microbial diversity among postmenopausal women with and without hormone replacement therapy. Can. J. Microbiol., 2005; 51: 777-781
[PubMed]  

[49] Herbst-Kralovetz M.M., Quayle A.J., Ficarra M., Greene S., Rose W.A., Chesson R., Spagnuolo R.A., Pyles R.B.: Quantification and comparison of Toll-like receptor expression and responsiveness in primary and immortalized human female lower genital tract epithelia. Am. J. Reprod. Immunol., 2008; 59: 212-224
[PubMed]  

[50] Hickey D.K., Patel M.V., Fahey J.V., Wira C.R.: Innate and adaptive immunity at mucosal surfaces of the female reproductive tract: stratification and integration of immune protection against the transmission of sexually transmitted infections. J. Reprod. Immunol., 2011; 88: 185-194
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Hill J.A.: Cytokines in human reproduction. Wiley-IEEE, 2000

[52] Hook C.E., Matyszak M.K., Gaston J.S.: Infection of epithelial and dendritic cells by Chlamydia trachomatis results in IL-18 and IL-12 production, leading to interferon-gamma production by human natural killer cells. FEMS Immunol. Med. Microbiol., 2005; 45: 113-120
[PubMed]  

[53] Hook C.E., Telyatnikova N., Goodall J.C., Braud V.M., Carmichael A.J., Wills M.R., Gaston J.S.: Effects of Chlamydia trachomatis infection on the expression of natural killer (NK) cell ligands and susceptibility to NK cell lysis. Clin. Exp. Immunol., 2004; 138: 54-60
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Iijima N., Linehan M.M., Saeland S., Iwasaki A.: Vaginal epithelial dendritic cells renew from bone marrow precursors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 19061-19066
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Islam A., Safdar A., Malik A.: Bacterial Vaginosis. J. Pak. Med. Assoc., 2009; 59: 601-604
[PubMed]  

[56] Iversen M.B., Ank N., Melchjorsen J., Paludan S.R.: Expression of type III interferon (IFN) in the vaginal mucosa is mediated primarily by dendritic cells and displays stronger dependence on NF-κB than type I IFNs. J. Virol., 2010; 84: 4579-4586
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[57] Jenssen H., Sandvik K., Andersen J.H., Hancock R.E., Gutteberg T.J.: Inhibition of HSV cell-to-cell spread by lactoferrin and lactoferricin. Antiviral. Res., 2008; 79: 192-198
[PubMed]  

[58] Jimenez-Flores R., Mendez-Cruz R., Ojeda-Ortiz J., Munoz-Molina R., Balderas-Carrillo O., de la Luz Diaz-Soberanes M., Lebecque S., Saeland S., Daneri-Navarro A., Garcia-Carranca A., Ullrich S.E., Flores-Romo L.: High-risk human papilloma virus infection decreases the frequency of dendritic Langerhans’ cells in the human female genital tract. Immunology, 2006; 117: 220-228
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] John M., Keller M.J., Fam E.H., Cheshenko N., Hogarty K., Kasowitz A., Wallenstein S., Carlucci M.J., Tuyama A.C., Lu W., Klotman M.E., Lehrer R.I., Herold B.C.: Cervicovaginal secretions contribute to innate resistance to herpes simplex virus infection. J. Infect. Dis., 2005; 192: 1731-1740
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[60] Johnson M.B., Criss A.K.: Resistance of Neisseria gonorrhoeae to neutrophils. Front. Microbiol., 2011; 2: 77
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] Kaul R., Pettengell C., Sheth P.M., Sunderji S., Biringer A., MacDonald K., Walmsley S., Rebbapragada A.: The genital tract immune milieu: an important determinant of HIV susceptibility and secondary transmission. J. Reprod. Immunol., 2008; 77: 32-40
[PubMed]  

[62] Koneman E.W.: Diagnóstico microbiológico: texto e atlas colorido. 6th ed. Guanabara Koogan, Rio de Janeiro 2008

[63] Langenberg A., Corey L., Ashley R., Leong W., Straus S.: A prospective study of new infections with herpes simplex virus type 1 and type 2. N. Engl. J. Med. 1999; 341: 1432-1438
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[64] Larsen B., Monif G.R.: Understanding the bacterial flora of the female genital tract. Clin. Infect. Dis., 2001; 32: e69-e77
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Lazenby G.B.: Trichomonas vaginalis screening and prevention in order to impact the HIV pandemic: Isn’t it time we take this infection seriously? Infect. Dis. Rep., 2011; 3: 12-14

[66] Lund J., Sato A., Akira S., Medzhitov R., Iwasaki A.: Toll-like receptor 9-mediated recognition of herpes simplex virus-2 by plasmacytoid dendritic cells. J. Exp. Med., 2003; 198: 513-520
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[67] Lund J.M., Linehan M.M., Iijima N., Iwasaki A.: Cutting edge: plasmacytoid dendritic cells provide innate immune protection against mucosal viral infection in situ. J. Immunol., 2006; 177: 7510-7514
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[68] Ma C., Zhang W.Y., Wang J.D.: Expressions of Th, DC, NK cells in cervical tissue and the relationship with immune functions. Zhonghua Yi Xue Za Zhi, 2009; 89: 1650-1653
[PubMed]  

[69] Majewski S., Malejczyk J., Jablonska S.: The role of cytokines and other factors in HPV infection and HPV-associated tumors. Papillomavirus Report, 1996; 7: 143-154

[70] Marks E., Tam M.A., Lycke N.Y.: The female lower genital tract is a privileged compartment with IL-10 producing dendritic cells and poor Th1 immunity following Chlamydia trachomatis infection. PLoS Pathog., 2010; 6: e1001179
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[71] Martín R., Soberón N., Vázquez F., Suárez J.E.: Vaginal microbiota: composition, protective role, associated pathologies, and therapeutic perspectives. Enferm. Infecc. Microbiol. Clin., 2008; 26: 160-167
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[72] Milligan G.N., Bourne N., Dudley K.L.: Role of polymorphonuclear leukocytes in resolution of HSV-2 infection of the mouse vagina. J. Reprod. Immunol., 2001; 49: 49-65
[PubMed]  

[73] Mossop H., Linhares I.M., Bongiovanni A.M., Ledger W.J., Witkin S.S.: Influence of lactic acid on endogenous and viral rna-induced immune mediator production by vaginal epithelial cells. Obstet. Gynecol., 2011; 118: 840-846
[PubMed]  

[74] Mullick S., Watson-Jones D.,Beksinska B., Mabey D.: Sexually transmitted infections in pregnancy: prevalence, impact on pregnancy outcomes, and approach to treatment in developing countries. Sex. Transm. Infect., 2005; 81: 294-302
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[75] Murphy S.P., Hanna N.N., Fast L.D., Shaw S.K., Berg G., Padbury J.F., Romero R., Sharma S.: Evidence for participation of uterine natural killer cells in the mechanisms responsible for spontaneous preterm labor and delivery. Am. J. Obstet. Gynecol., 2009; 200: 308.e1-e9
[PubMed]  

[76] Nasu K., Narahara H.: Pattern recognition via the Toll-like receptor system in the human female genital tract. Mediators Inflamm., 2010; 2010: 976024
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[77] Nomanbhoy F., Steele C., Yano J., Fidel P.L. Jr.: Vaginal and oral epithelial cell anti-Candida activity. Infect. Immun., 2002; 70: 7081-7088
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Novak R.M., Donoval B.A., Graham P.J., Boksa L.A., Spear G., Hershow R.C., Chen H.Y., Landay A.: Cervicovaginal levels of lactoferrin, secretory leukocyte protease inhibitor, and RANTES and the effects of coexisting vaginoses in human immunodeficiency virus (HIV)-seronegative women with a high risk of heterosexual acquisition of HIV infection. Clin. Vaccine Immunol., 2007; 14: 1102-1107
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[79] Oakley B.B., Fiedler T.L., Marrazzo J.M., Fredricks D.N.: Diversity of human vaginal bacterial communities and associations with clinically defined bacterial vaginosis. Appl. Environ. Microbiol., 2008; 74: 4898-4909
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Park G.C., Ryu J.S., Min D.Y.: The role of nitric oxide as an effector of macrophage-mediated cytotoxicity against Trichomonas vaginalis. Korean J. Parasitol., 1997; 35: 189-195
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[81] Pioli P.A., Amiel E., Schaefer T.M., Connolly J.E., Wira C.R., Guyre P.M.: Differential expression of Toll-like receptors 2 and 4 in tissues of the human female reproductive tract. Infect. Immun., 2004; 72: 5799-5806
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[82] Rasmussen S.J., Eckmann L., Quayle A.J., Shen L., Zhang Y.X., Anderson D.J., Fierer J., Stephens R.S., Kagnoff M.F.: Secretion of proinflammatory cytokines by epithelial cells in response to Chlamydia infection suggests a central role for epithelial cells in chlamydial pathogenesis. J. Clin. Invest., 1997; 99: 77-87
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[83] Raz R., Colodner R., Rohana Y., Battino S., Rottensterich E., Wasser I., Stamm W.: Effectiveness of estriolcontaining vaginal pessaries and nitrofurantoin macrocrystal therapy in the prevention of recurrent urinary tract infection in postmenopausal women. Clin. Infect. Dis., 2003; 36: 1362-1368
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[84] Reddy B.S., Rastogi S., Das B., Salhan S., Verma S., Mittal A.: Cytokine expression pattern in the genital tract of Chlamydia trachomatis positive infertile women – implication for T-cell responses. Clin. Exp. Immunol., 2004; 137: 552-558
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[85] Russell M.W., Mestecky J.: Tolerance and protection against infection in the genital tract. Immunol. Invest., 2010; 39: 500-525
[PubMed]  

[86] Ryu J.S., Kang J.H., Jung S.Y., Shin M.H., Kim J.M., Park H., Min D.Y.: Production of interleukin-8 by human neutrophils stimulated with Trichomonas vaginalis. Infect. Immun., 2004; 72: 1326-1332
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[87] Sasaki S., Nagata K., Kobayashi Y.: Regulation of the estrous cycle by neutrophil infiltration into the vagina. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2009; 382: 35-40
[PubMed]  

[88] Sasaki S., Tamaki Y., Nagata K., Kobayashi Y.: Regulation of the estrous cycle by neutrophils via opioid peptides. J. Immunol., 2011; 187: 774-780
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[89] Sato A., Linehan M.M., Iwasaki A.: Dual recognition of herpes simplex viruses by TLR2 and TLR9 in dendritic cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 17343-17348
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[90] Sawicki W.: Histologia. Wydanie 4. Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa 2005

[91] Schwarz T.F., Leo O.: Immune response to human papillomavirus after prophylactic vaccination with AS04-adjuvanted HPV-16/18 vaccine: improving upon nature. Gynecol. Oncol., 2008; 110: S1-S10
[PubMed]  

[92] Serhan C.N., Brain S.D., Buckley C.D., Gilroy D.W., Haslett C., O’Neill L.A., Perretti M., Rossi A.G., Wallace J.L.: Resolution of inflammation: state of the art, definitions and terms. FASEB J., 2007; 21: 325-332
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[93] Sewankambo N., Gray R.H.,Wawer M.J., Paxton L., McNaim D., Wabwire-Mangen F., Serwadda D., Li C., Kiwanuka N., Hillier S.L., Rabe L., Gaydos C.A., Quinn T.C., Konde-Lule J.: HIV-1 infection associated with abnormal vaginal flora morphology and bacterial vaginosis. Lancet, 1997; 350: 546-550
[PubMed]  

[94] Shaio M. F., Lin P.R.: Leukotriene B4 levels in the vaginal discharges from cases of trichomoniasis. Ann. Trop. Med. Parasitol., 1995; 89: 85-88
[PubMed]  

[95] Shaio M. F., Lin P. R.: Influence of humoral immunity on leukotriene B4 production by neutrophils in response to Trichomonas vaginalis stimulation. Parasite Immunol., 1995; 17: 127-133
[PubMed]  

[96] Shaio M.F., Lin P.R., Liu J.Y., Yang K.D.: Generation of interleukin-8 from human monocytes in response to Trichomonas vaginalis stimulation. Infect. Immun., 1995. 63: 3864-3870
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[97] Shen L., Smith J.M., Shen Z., Hussey S.B., Wira C.R., Fanger M.W.: Differential regulation of neutrophil chemotaxis to IL-8 and fMLP by GM-CSF: lack of direct effect of oestradiol. Immunology, 2006; 117: 205-212
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[98] Smith J.W., Jachimowicz J.R., Bingham E.L.: Binding and internalization of herpes simplex virus-antibody complexes by polymorphonuclear leukocytes. J. Med. Virol., 1986; 20: 151-163
[PubMed]  

[99] Sochocka M.: Rozpoznawanie patogenów przez wrodzony system odporności. Postępy Hig. Med. Dośw., 2008; 62: 676-687
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[100] Sparks R.A., Purrier B.G., Watt P.J., Elstein M.: The bacteriology of the cervix and uterus. Br. J. Obstet. Gynaecol., 1977; 84: 701-704
[PubMed]  

[101] Stephens R.S.: The cellular paradigm of chlamydial pathogenesis. Trends Microbiol., 2003; 11: 44-51
[PubMed]  

[102] Strömbeck L.: Vaginal commensal bacteria: Interactions with cervix epithelial and monocytic cells and influence on cytokines and secretory leukocyte protease inhibitor, SLPI. University of Gothenburg, Gothenburg 2008

[103] Sturm-Ramirez K., Gaye-Diallo A., Eisen G., Mboup S., Kanki P.J.: High levels of tumor necrosis factor-alpha and interleukin-1beta in bacterial vaginosis may increase susceptibility to human immunodeficiency virus. J. Infect. Dis., 2000; 182: 467-473
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[104] Thapa M., Carr D.J.: Chemokines and chemokine receptors critical to host resistance following genital herpes simplex virus type 2 (HSV-2) infection. Open Immunol. J., 2008; 1: 33-41
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[105] Trinchieri G., Sher A.: Cooperation of Toll-like receptor signals in innate immune defence. Nat. Rev. Immunol., 2001; 7: 179-190
[PubMed]  

[106] Vallor A.C., Antonio M.A., Hawes S.E., Hillier S.L.: Factors associated with acquisition of, or persistent colonization by, vaginal lactobacilli: role of hydrogen peroxide production. J. Infect. Dis., 2001; 184: 1431-1436
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[107] Valore E.V., Wiley D.J., Ganz T.: Reversible deficiency of antimicrobial polypeptides in bacterial vaginosis. Infect. Immun., 2006; 74: 5693-5702
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[108] Vanover J., Sun J., Deka S., Kintner J., Duffourc M.M., Schoborg R.V.: Herpes simplex virus co-infection-induced Chlamydia trachomatis persistence is not mediated by any known persistence inducer or anti-chlamydial pathway. Microbiology, 2008; 154: 971-978
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[109] Wasiela M., Krzemiński Z., Kalinka J., Brzezińska-Błaszczyk E.: Correlation between levels of selected cytokines in cervico-vaginal fluid of women with abnormal vaginal bacterial flora. Med. Dośw. Mikrobiol., 2005; 57: 327-333
[PubMed]  

[110] Watari M., Watari H., Fujimoto T., Yamada H., Nishihira J., Strauss J.F., Fujimoto S.: Lipopolysaccharide induces interleukin-8 production by human cervical smooth muscle cells. J. Soc. Gynecol. Investig., 2003; 10: 110-117
[PubMed]  

[111] Wiechuła B., Cholewa K., Ekiel A., Romanik M., Dolezych H., Martirosian G.: HBD-1 and hBD-2 are expressed in cervico-vaginal lavage in female genital tract due to microbial infections. Ginekol. Pol., 2010; 81: 268-271
[PubMed]  

[112] Wira C.R., Fahey J.V., Sentman C.L., Pioli P.A., Shen L.: Innate and adaptive immunity in female genital tract: cellular responses and interactions. Immunol Rev., 2005; 206: 306-335
[PubMed]  

[113] Wira C.R., Ghosh M., Smith J.M., Shen L., Connor R.I., Sundstrom P., Frechette G.M., Hill E.M., Fahey J.V.: Epithelial cell secretions from the human female reproductive tract inhibit sexually transmitted pathogens and Candida albicans but not Lactobacillus. Mucosal. Immunol., 2011; 4: 335-342
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[114] Wira C.R., Rossoll R.M.: Antigen-presenting cells in the female reproductive tract: influence of sex hormones on antigen presentation in the vagina. Immunology, 1995; 84: 505-508
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[115] Witkin S.S., Linhares I.M., Giraldo P.: Bacterial flora of the female genital tract: function and immune regulation. Best. Pract. Res. Clin. Obstet. Gynaecol., 2007; 21: 347-354
[PubMed]  

[116] World Health Organisation: Prevalence and incidence of selected sexually transmitted infections Chlamydia trachomatis, Neisseria gonorrhoeae, syphilis and Trichomonas vaginalis. Methods and results used by WHO to generate 2005 estimates. Genewa 2005

[117] Yao X.D., Fernandez S., Kelly M.M., Kaushic C., Rosenthal K.L.: Expression of Toll-like receptors in murine vaginal epithelium is affected by the estrous cycle and stromal cells. J. Reprod. Immunol., 2007; 75: 106-119
[PubMed]  

[118] Yasin B., Harwig S.S., Lehrer R.I., Wagar E.A.: Susceptibility of Chlamydia trachomatis to protegrins and defensins. Infect. Immun., 1996; 64: 709-713
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[119] Zhao X., Deak E., Soderberg K., Linehan M., Spezzano D., Zhu J., Knipe D.M., Iwasaki A.: Vaginal submucosal dendritic cells, but not Langerhans cells, induce protective Th1 responses toherpes simplex virus-2. J. Exp. Med., 2003; 197: 153-162
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[120] Zur Hausen H.: Roots and perspectives of contemporary papillomavirus research. J. Cancer Res. Clin. Oncol., 1996; 122: 3-13
[PubMed]  

Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text