Streszczenie

Pałeczki Morganella sp. wraz z rodzajami Proteus i Providencia należą do trybu Proteae ro­dziny Enterobacteriaceae. Są bakteriami o niewielkiej inwazyjności. Rzadko wywołują zaka­żenia u zdrowych ludzi, jednak mogą się stać przyczyną oportunistycznych zakażeń szpitalnych (najczęściej układu moczowego, ran pooperacyjnych oraz krwi) o ciężkim przebiegu i wysokiej śmiertelności nawet w przypadkach stosowania odpowiedniej antybiotykoterapii. Zdolne są do wytwarzania wielu czynników wirulencji, m.in. ureazy, hemolizyn, LPS, adhezyn oraz enzy­mów hydrolizujących i modyfikujących antybiotyki stosowane powszechnie w leczeniu zakażeń. Poznanie różnorodnych właściwości biologicznych tych pałeczek może mieć znaczenie w opra­cowaniu skutecznych metod zapobiegania i zwalczania zakażeń z ich udziałem.

Słowa kluczowe:Morganella sp. • chorobotwórczość • czynniki wirulencji • oporność na antybiotyki

Summary

The Morganella genus is one member of the tribe Proteae, which also includes the genera Proteus and Providencia. These bacteria are commonly present in the environment.
Morganella sp. rods are known to be a causative agent of opportunistic hospital infections, ma­inly urinary tract, wound and blood infections of severe and high mortality, even in cases of an appropriate antibiotic.
These bacteria may produce many virulence factors, for example urease, hemolysins, LPS, adhe­sins and enzymes hydrolyzing and modifying antibiotics commonly used to treat infections.
Understanding the diverse biological properties of these rods may be of importance in the deve­lopment of effective methods of prevention and control of infections with their participation.

Key words:Morganella sp. • pathogenicity • virulence factors • antibiotic resistance

Wykaz skrótów:

AAC – acetylotransferazy (acetyltransferase); AmpC – beta-laktamazy klasy C wg Amblera(beta-lactamase class C according to Ambler); ANT – nukleotydylotransferazy (adenyltransferase); APH – fosfotransferazy (phosphotransferase); ESBL – beta-laktamazy o rozszerzonym zakresie substratowym (extended-spectrum beta-lactamases); EUCAST – Europejski Komitetds. Oznaczania Lekowrażliwości (European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing); KPC – karbapenemaza Klebsiella pneumoniae (Klebsiella pneumoniae carbapenemases); LPS – lipopolisacharyd (lipopolysaccharide); MBL – metalo-beta-laktamaza (metallo-beta-lactamase); MR/K-HA – mannozooporne hemaglutyniny podobne do tych u Klebsiella sp. (mannose resistant Klebsiella-like haemagglutinins); MR/P-HA – mannozooporne hemaglutyniny podobne do tych u Proteus sp. (mannose resistant Proteus-like haemagglutinins); NDM – metalo-beta-laktamaza (New Delhi metallo-beta-lactamase); OMP – zewnętrzne białko porynowe (outer membrane protein); PABA – kwas paraaminobenzoesowy (para-amino-benzoic acid); VIM – imipenemazy VIM (Verona-integron-imipenemase).

Wprowadzenie

Pierwsze informacje na temat bakterii znanych obecnie jako Morganella morganii pochodzą z początku XX wie­ku. W 1905 roku Castellani [15] opisał bakterie, wyizolo­wane z materiału od chorego z gorączką i objawami kli­nicznymi przypominającymi dur brzuszny, a w 1914 roku – dwa szczepy dające podobne objawy u chorych. Ustalił, że nie była to Salmonella Paratyphi – bakteria wywołują­ca paratyfus D i nadał im nazwę Bacterium columbense od nazwy miasta, w którym pracował (Colombo na wyspie Cejlon). W 1906 roku Morgan i wsp. [69] opisali bakterie niefermentujące laktozy i wytwarzające indol, wyosobnio­ne od dziecka z biegunką. Bakterie te były odmienne od szczepów Bacillus dysenteriae odpowiedzialnych za bie­gunki u dzieci, izolowanych w tym czasie na Filipinach, w USA i w Niemczech. Odtąd zaczęto je nazywać pałecz­kami Morgana. W 1919 roku Winslow i wsp. [109] nada­li im nazwę Bacillus morganii, a Castellani i Chalmers Salmonella morganii. Rauss [83] w 1936 roku odkry­wając ich zdolność ruchu, włączył je do rodzaju Proteus i zmienił nazwę na Proteus morganii, co ujęto w V wy­daniu podręcznika Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology z 1939 roku. W 1943 roku Fulton [34] wy­kazał, że B. columbense i B. morganii (nazwany później P. morganii) należą do tego samego rodzaju i zapropo­nował dla nich nazwę Morganella na cześć brytyjskie­go bakteriologa H. R. Morgana. W 1962 roku Ewing [31] wykluczył M. columbense z rodzaju Morganella identyfi­kując ten drobnoustrój jako Escherichia coli. Na podsta­wie różnic w fermentacji trehalozy Sibonii w 1976 roku [98] wyróżnił wśród P. morganii dwie biogrupy. Pałeczki M. morganii uznawano za gatunek należący do rodzaju Proteus (Proteus morganii) do czasu, gdy w 1978 roku Brenner i wsp. [12] stwierdzili większą zawartość guani­ny i cytozyny w DNA tych bakterii w porównaniu z pozo­stałymi przedstawicielami trybu Proteae. Nazwa gatunko­wa M. morganii została ostatecznie włączona do wykazu zatwierdzonych nazw bakterii i zaakceptowana przez śro­dowisko naukowe w 1980 roku [100]. W tym samym cza­sie Hickman i wsp. [40] wykazali, że dodatnie wyniki re­akcji dekarboksylacji lizyny i dekarboksylacji ornityny mogą być podstawą do dalszych podziałów w obrębie ro­dzaju Morganella. W oparciu o wyniki hybrydyzacji DNA oraz obszernych badań fenotypowych Jensen i wsp. [46] w 1992 roku zaproponowali podział gatunku M. morganii na dwa podgatunki: Morganella morganii subsp. morganii oraz Morganella morganii subsp. sibonii, zawierających odpowiednio cztery (A, B, C, D) i trzy (E, F, G) biogrupy (tab. 1). Emborg i wsp. [30] wyróżnili jeszcze jeden gatu­nek, który otrzymał nazwę M. psychotolerans.

Tabela 1. Właściwości morfologiczne i biochemiczne różnicujące podgatunki i biogrupy M. morganii [46]

Występowanie, właściwości morfologiczne i biochemiczne oraz identyfikacja

Obecnie bakterie rodzaju Morganella należą wraz z ro­dzajami Proteus i Providencia do trybu Proteae rodziny Enterobacteriaceae [17,45]. Występują one powszechnie w przyrodzie. Ich naturalnym rezerwuarem jest woda i gle­ba [77,90]. Mogą stanowić naturalną mikroflorę przewodu pokarmowego ssaków oraz gadów [12,16,27,63]. Izolowano je również z materiału pobranego od kurcząt z chorobami układu oddechowego. Jednak nie wyjaśniono, czy pałecz­ki te były czynnikiem etiologicznym zakażenia, czy kolo­nizowały drogi oddechowe [63].

M. morganii to pałeczki Gram-ujemne o długości 1,0-1,7 µm i szerokości 0,6-0,7 µm. Większość szcze­pów jest ruchliwa (urzęsienie wokołorzęse). Jednak w prze­ciwieństwie do pałeczek rodzaju Proteus bakterie te nie wykazują wzrostu mgławicowego. Są nieprzetrwalnikujące i nieotoczkujące. Należą one do względnych beztlenowców, nie wytwarzają oksydazy cytochromowej. Są katalazodo­datnie i indolododatnie. Zaliczane są do chemoorganotro­fów i wykazują metabolizm fermentacyjny. Fermentują glukozę z wytworzeniem kwasu i gazu, mannozę, a nie fermentują laktozy. Wytwarzają ureazę i dezaminazę feny­loalaniny. Większość szczepów wytwarza dekarboksylazę ornityny, a nie wytwarza H₂S. Nie wytwarzają lipazy, di­hydrolazy argininy i DNA-zy, nie rozkładają octanu i cy­trynianu. Zawartość G + C w DNA wynosi 50 mol% [45].

Pałeczki M. morganii nie mają dużych wymagań odżyw­czych. Dobrze wzrastają na podłożach zwykłych i wybiór­czych dla pałeczek rodziny Enterobacteriaceae, np. na pod­łożu MacConkey Agar, Eosine-Methylene Blue Agar, czy podłożu Levine’a. Na podłożu MacConkey Agar tworzą drobne, bezbarwne (laktozoujemne) kolonie. Z kolei na podłożach płynnych rosną w całej ich objętości. Cechują się zdolnością wzrostu w obecności cyjanku potasu, a tak­że 8,5-9,0% NaCl. Niektóre szczepy pałeczek M. morganii wzrastając w warunkach tlenowych na podłożu zawiera­jącym tryptofan wytwarzają czerwono-brązowy barw­nik rozpuszczalny w wodzie. Na podłożu zawierającym fenyloalaninę wydzielają migdałową woń [16,20]. Wzrastają w zakresie temperatur 4-35°C [102].

Wstępna identyfikacja pałeczek rodzaju Morganella sp. opiera się na obserwacji wzrostu na podłożach wybiór­czych dla pałeczek rodziny Enterobacteriaceae.

Jednym ze sposobów identyfikacji tych pałeczek do ga­tunku jest użycie dostępnych w handlu testów przeznaczo­nych dla pałeczek Gram-ujemnych, np. Api 20E, ID 32E, czy ID 32GN (bioMérieux) [102]. Spośród nich tylko te­sty ID 32E umożliwiają uzyskanie wyniku reakcji fermen­tacji trehalozy. Jednak w bazach danych głównych syste­mów identyfikacyjnych (manualnych i automatycznych), np. ATB Expression (bioMérieux) ujęty jest tylko podgatunek M. morganii subsp. morganii. Natomiast podgatunek M. morganii subsp. sibonii uwzględnia baza identyfikacyjna systemu automatycznego VITEK 2 Compact (bioMérieux).

Jensen i wsp. [46] w obrębie gatunku M. morganii, wy­różnili dwa podgatunki i 8 biogrup, które wyodrębnio­ne zostały w oparciu o różnice w wynikach hybrydyzacji DNA, reakcji dekarboksylacji lizyny i ornityny, fermentacji trehalozy, wrażliwości na tetracyklinę oraz ruchliwości (tab. 1). Biogrupa G, ze względu na różnice w badaniu hybrydyzacji DNA, została podzielona na dwie podgrupy G1 i G2. Podgrupy te nie różniły się fenotypowo, dlatego postanowiono uznać je za jedną biogrupę G. Identyfikacja w obrębie biogrupy A, B, C i D polega na porównaniu wy­ników wytwarzania dekarboksylazy lizyny i ornityny. Z ko­lei różnicowanie biogrup E, F i G opiera się na ocenie wy­ników reakcji dekarboksylacji ornityny, lizyny, rozkładu tryptofanu do indolu oraz zdolności wzrostu w obecności cyjanku potasu [75] (tab. 1).

W identyfikacji pałeczek Morganella sp. można wykorzy­stać metody oparte na typowaniu serologicznym na pod­stawie antygenów O i H, a także na typowaniu za pomo­cą bakteriocyn i bakteriofagów [93,95] oraz na podstawie profili białek błony zewnętrznej [96].

Czynniki wirulencji

U pałeczek rodzaju Morganella wykryto wiele różnych czynników wirulencji, które umożliwiają im kolonizację i zakażenie tkanek gospodarza.

Jednym z czynników wirulencji Morganella sp. jest lipopo­lisacharyd (LPS, endotoksyna), główny składnik zewnętrz­nej błony białkowo-lipidowej wszystkich bakterii Gram-ujemnych [33]. Tworzy on fizyczną barierę ograniczającą wnikanie do komórki bakteryjnej związków hydrofobo­wych, m.in. antybiotyków [26]. LPS chroni również błonę cytoplazmatyczną bakterii przed działaniem zaktywowa­nego dopełniacza oraz komórek żernych [49,51]. Działanie endotoksyn pałeczek Gram-ujemnych wzmaga się po lizie komórki bakteryjnej (uwolnienie LPS ze ściany komórko­wej) [11]. Prowadzi to do pobudzenia komórek gospodarza kompetentnych immunologicznie do wytwarzania media­torów zapalnych, które wraz z makrofagami, monocytami, granulocytami, komórkami śródbłonka naczyń krwiono­śnych oraz z płytkami krwi, wywołują i wzmacniają swoistą i nieswoistą odpowiedź immunologiczną organizmu [88].

Kolejnym czynnikiem zjadliwości pałeczek Morganella sp. jest zdolność wytwarzania ureazy [111]. Bakterie hydroli­zując mocznik pozyskują azot niezbędny do syntezy bia­łek i kwasów nukleinowych. Towarzyszy temu alkalizacja moczu, prowadząca do krystalizacji soli wapnia i magne­zu oraz powstawania złogów fosforanu amonowo-magne­zowego (struwitu) i węglanu apatytu, a także do rozwoju zakażenia. Choć ureaza wytwarzana przez M. morganii wykazuje podobieństwo do ureaz innych rodzajów bakte­rii należących do rodziny Enterobacteriaceae (zwłaszcza Proteus sp. i Providencia sp.), to jednak znaczące różni­ce w strukturze i wielkości enzymu (ureaza M. morganii ma większy ciężar molekularny), sugerują odrębność tego enzymu. Ponadto sekwencje genowe (DNA) kodujące ure­azę pałeczek M. morganii nie hybrydyzują DNA bakterii z rodzaju Proteus, co dodatkowo przekonuje o zróżnico­waniu cech rodzajów Morganella i Proteus [44].

Kim i wsp. [53] stwierdzili, że szczepy M. morganii mogą wytwarzać hemolizyny, które wykazują homologię genetycz­ną z hemolizyną alfa pałeczek E. coli. Toksyna alfa hydro­lizuje sfingomielinę i lecytynę do fosforylocholiny i digli­cerydów, prowadząc do lizy erytrocytów, krwinek białych, płytek krwi oraz komórek śródbłonka. Hemolizyny pałe­czek Morganella sp. powodują lizę erytrocytów poprzez tworzenie porów w ich błonie komórkowej oraz mogą być przyczyną wycieku adenozyno-5′-trifosforanu z granulocy­tów, prowadząc do śmierci komórki. Janda i wsp. [45] ba­dając 14 szczepów M. morganii stwierdzili, że wydłużenie inkubacji powyżej 24 godzin powoduje ujawnienie aktyw­ności hemolitycznej u większej liczby szczepów. Wykazali oni także zależność między ekspresją beta-hemolizyn, a ak­tywnością cytotoksyczną wobec komórek linii Hep-2 i Vero. Koronakis i wsp. [55] prowadząc badania nad podobień­stwem genetycznym hemolizyn bakterii rodzajów nale­żących do trybu Proteae oraz hemolizyn pałeczek E. coli stwierdzili, że są one blisko spokrewnione, lecz ich ewo­lucja była odmienna. Przebieg hemolizy wywołanej zaka­żeniem M. morganii nie jest dobrze poznany. Eberspacher i wsp. [29] przeprowadzili doświadczenie u myszy polega­jące na donosowym podaniu hemolitycznych szczepów M. morganii. Myszy padały zwykle po 4 godzinach, a w wy­niku autopsji stwierdzano u nich krwotoczny obrzęk płuc.

Jednym z czynników, które umożliwiają bakteriom inwa­zję i namnażanie się w tkankach gospodarza są systemy pozyskiwania żelaza ze związków, takich jak transferryna, laktoferryna i hemoglobina. Żelazo jest pierwiastkiem niezbędnym do syntezy cytochromów, reduktazy rybonu­kleotydów oraz innych struktur komórkowych. Pałeczki Morganella sp. pobierają żelazo przez alfa-ketokwasy: fe­nylopirogronowy i indolylopirogronowy, które są produk­tami dezaminacji odpowiednio fenyloalaniny i tryptofanu. Komórka bakterii pobiera kompleks żelazo-ketokwas po­przez oddziaływania hydrofobowe z błoną komórkową [27].

Pałeczki Morganella sp. syntetyzują i wydzielają poza ko­mórkę związki o charakterze białkowym (bakteriocyny), które wykazują działanie antagonistyczne względem innych drobnoustrojów. Związki te hamują wzrost, bądź eliminują inne bakterie. Geny odpowiedzialne za wytwarzanie bak­teriocyn kodowane są w DNA plazmidowym lub chromo­somalnym wraz z genem oporności na własną bakteriocy­nę [8,95]. Bakteriocyny pałeczek Morganella sp. zostały nazwane morganocynami. Senior i Vörös [95] badając 45 serologicznie odmiennych szczepów M. morganii stwier­dzili, że pod względem wytwarzania i wrażliwości na mor­ganocyny istnieje 33 bakteriocynotypy, w tym 15 nowych typów wytwarzania morganocyn i jeden nowy typ wraż­liwości na morganocyny. Wytwarzanie i wrażliwość ba­danych szczepów tych bakterii na morganocyny, nie była związana z występowaniem antygenów O i H.

Jednym z ważniejszych czynników wirulencji drobnoustro­jów odgrywającym istotną rolę w patogenezie zakażeń jest adhezja do różnych powierzchni, z udziałem adhezyn fim­brialnych i niefimbrialnych. U bakterii rodzaju Morganella opisano fimbrie typu 3, stwierdzone po raz pierwszy u pa­łeczek Klebsiella sp. (mannose resistant Klebsiella-like ha­emagglutinins – MR/K-HA) oraz fimbrie typu 3 podobne do wykrytych wcześniej u pałeczek Proteus sp. (manno­se resistant Proteus-like haemagglutinins – MR/P-HA) [37,76]. Michalska i wsp. [68] badając zdolność adhezji do polistyrenu 50 szczepów M. morganii stwierdziły, że właściwości adhezyjne wykazywało większość izolowa­nych od chorych szczepów, tj. 36 (72,0%). Szczepy te po­chodziły głównie z ran 16 (44,4%) i z moczu 5 (13,9%).

W adhezji drobnoustrojów do powierzchni znaczącą rolę odgrywa zdolność wytwarzania śluzu. Michalska i wsp. [68] stosując do oceny wytwarzania śluzu pozakomórko­wego metodę wiązania czerwieni Congo stwierdziły, że tylko 5 (10,0%) szczepów M. morganii wykazywało taką właściwość. W dostępnym piśmiennictwie brak innych da­nych dotyczących zdolności wytwarzania pozakomórkowe­go śluzu u tych pałeczek.

Chorobotwórczość

Pałeczki M. morganii należą do drobnoustrojów o niewiel­kiej inwazyjności. Rzadko wywołują zakażenia u zdrowych ludzi, jednak mogą się stać przyczyną oportunistycznych za­każeń szpitalnych o ciężkim przebiegu i wysokiej śmiertel­ności [75,77], szczególnie przy przedłużającej się hospita­lizacji [106]. Najczęściej wywołują one zakażenia układu moczowego, zakażenia ran pooperacyjnych oraz bakteriemię i sepsę [71]. Wśród chorych ambulatoryjnych przypadki za­każeń o etiologii Morganella sp. notuje się sporadycznie [77].

Szczepy M. morganii były dotychczas izolowane z różno­rodnego materiału klinicznego, choć najczęściej z moczu, krwi i wymazów z rany [45,77,90]. Zakażenia tymi pa­łeczkami dotyczą głównie chorych leczonych w oddzia­łach chirurgicznych [32].

Zakażenia układu moczowego wywołane przez pałecz­ki M. morganii częściej występują wśród chorych dłu­gotrwale cewnikowanych [74]. Zdolność do ruchu i wy­twarzania ureazy zwiększa możliwość wywoływania zakażeń przez te pałeczki w układzie moczowym i pre­dysponuje do powstawania kamicy nerkowej. Bakterie trybu Proteae odpowiadają za prawie 50% przypadków kamicy nerkowej, będącej konsekwencją zakażenia ukła­du moczowego. Cox [21] analizując wyniki badań cho­rych z objawowym zakażeniem układu moczowego wy­wołanym drobnoustrojami wielolekoopornymi wykazał, że 9% zakażeń było spowodowanych przez pałeczki M. morganii. Lewczyk i wsp. [60,61] analizując etiologię za­każeń układu moczowego w zależności od wieku i płci dzieci stwierdzili, że udział pałeczek M. morganii w tych zakażeniach wzrasta wraz z wiekiem dzieci, a pałeczki te częściej wywołują zakażenia układu moczowego u chłop­ców powyżej 1 roku życia.

Bakteriemia wywołana przez pałeczki M. morganii wy­stępuje rzadko, ale towarzyszy jej wysoka śmiertelność (22-38%). Bakteriemia i/lub sepsa o etiologii M. morganii jest często wtórna do zakażenia układu moczowego oraz zakażeń wątroby i dróg żółciowych [59,66,87]. W badaniu retrospektywnym 73 chorych z Tajwanu [59], z bakterie­mią o etiologii M. morganii, 70% przypadków uznano za zakażenie pozaszpitalne, a 45% to przypadki bakteriemii wywołanej przez kilka drobnoustrojów (najczęściej w na­stępstwie zakażenia wątroby i dróg żółciowych). Według autorów głównym czynnikiem śmiertelnosci była niepra­widłowa antybiotykoterapia. Senior [94] w 34% spośród 220 próbek kału od chorych stwierdził obecność pałeczek M. morganii. Jego zdaniem głównym źródłem zakażeń o tej etiologii jest przewód pokarmowy, sugerował także udział pałeczek M. morganii w zakażeniach żołądkowo­-jelitowych. Kim i wsp. [53] stwierdzili, że sepsa wywo­łana pałeczkami M. morganii może się przyczynić do ma­sywnej hemolizy prowadzącej do śmierci.

Pałeczki M. morganii są uważane za jeden z czynników etiologicznych zakażeń wewnątrzmacicznych i okołopo­rodowych [14,47,82]. Dotychczas opisano z ich udziałem zakażenia wód płodowych i poporodowe zakażenie maci­cy oraz bakteriemię, zapalenie opon mózgowo-rdzenio­wych i ropień mózgu u noworodków [107]. Opisano rów­nież przypadek jednodniowego noworodka [56], u którego stwierdzono nekrotyzujące zapalenie powięzi o etiologii M. morganii i E. coli nabyte podczas domowego porodu.

Dotychczas opisano wiele innych przypadków zakażeń z udziałem M. morganii, m.in.zapalenia: opon mózgowo­-rdzeniowych [1,32,72,90], płuc [90], stawów [36,52,91], gałki ocznej [108], osierdzia [99,110], otrzewnej [25], za­nokcicę [7]. Ponadto wymieniano także ropnie: nerki [77], wątroby [104], szyjki macicy [19], ropne zapalenie mię­śnia [2] i zgorzel Fourniera [35], a ostatnio zakażenie prze­szczepów naczyniowych [73], anginę Ludwiga i głębokie zakażenie szyi [41], zakażenie tętniaka aorty brzusznej [58], zapalenie otrzewnej w wyniku dializy otrzewnowej [3] oraz zakażenie stopy cukrzycowej [50].

Ghosh i wsp. [38] w 2009 roku opisali przypadek 60-let­niej kobiety chorej na cukrzycę, u której rozwinęła się bak­teriemia prawdopodobnie w następstwie rozsiewu bakterii z rany zgorzelinowej. Autorzy zwrócili uwagę, że poza la­seczkami z rodzaju Clostridium, należy brać pod uwagę, jako możliwy czynnik etiologiczny zgorzeli gazowej, pa­łeczki M. morganii. Ze względu na wiele czynników ryzy­ka występujących u chorej odstąpiono od interwencji chi­rurgicznej i włączono antybiotykoterapię celowaną, lecz mimo to kobieta zmarła.

Pałeczki M. morganii występują w otworze gębowym węży i dlatego jest to gatunek bakterii najczęściej izolowany z przypadków zakażeń ran po ukąszeniu przez te gady [48].

Pałeczki M. morganii mogą również pośrednio doprowa­dzić do wstrząsu anafilaktycznego [62] po spożyciu nie­właściwie przechowywanych ryb (tuńczyk, mahimahi, sardynka, makrela). Pałeczki te wytwarzają enzym dekar­boksylazę histydyny, który reaguje z histydyną, wolnym aminokwasem występującym w mięśniach ryb. Na skutek niewłaściwego przechowywania ryb dekarboksylaza histy­dyny może spowodować przejście histydyny w histaminę, a jej spożycie z rybą może wywołać wspomniany wstrząs.

Mimo wielu miejsc bytowania w środowisku pałeczki Morganella sp. rzadko bywają przyczyną zakażeń u osób, u których nie występują czynniki ryzyka [7]. Gdy dochodzi do obniżenia naturalnych mechanizmów obronnych drob­noustroje mogą się stać przyczyną zakażeń. Czynnikami predysponującymi do zakażeń o etiologii M. morganii są: wiek (głównie skrajne grupy wiekowe) [65,90], współ­istniejąca choroba podstawowa (cukrzyca, AIDS, choro­ba nowotworowa) [2,56,64], hospitalizacja [90], przeby­te w ostatnim czasie zabiegi diagnostyczne i chirurgiczne [32], stosowanie antybiotyków o szerokim zakresie dzia­łania [59] oraz upośledzenie odpowiedzi immunologicznej [10]. Ryzyko zakażenia jest szczególnie wysokie, jeśli chory jest w neutropenii po chemioterapii mielosupresyjnej [22].

Lekowrażliwość oraz mechanizmy oporności na antybiotyki

Pałeczki Morganella sp. charakteryzują się zróżnicowaną wrażliwością na antybiotyki i chemioterapeutyki, co spo­wodowane jest występowaniem u nich naturalnych i naby­tych mechanizmów oporności [79,101]. Drobnoustroje te wykazują wrażliwość na piperacylinę, tikarcylinę, cefalo­sporyny III, IV generacji (choć mogą występować szcze­py oporne wytwarzające chromosomalną cefalosporynazę AmpC), monobaktamy, karbapenemy, aminoglikozydy oraz chloramfenikol [79,101]. Pałeczki te są też wrażliwe na sul­fonamidy i tetracykliny, choć w przypadku tego ostatniego leku występuje zróżnicowanie między podgatunkami [101]. Stock i Widemann [101] wykazali, że szczepy należące do podgatunku M. morganii ssp. morganii w wyższym odset­ku są wrażliwe na tetracykliny w porównaniu ze szczepami z podgatunku M. morganii ssp. sibonii. W przypadku po­zostałych antybiotyków nie stwierdzono takiej zależności.

Pałeczki M. morganii są naturalnie oporne na penicyli­ny, cefalosporyny I i II generacji, makrolidy, linkozami­dy, rifampicynę, glikopeptydy, kwas fusydowy, kolistynę i polimyksynę B. Oporność ta związana jest z wytwa­rzaniem enzymów hydrolizujących lek oraz z brakiem przepuszczalności błony zewnętrznej dla antybiotyków o dużej masie cząsteczkowej [101].

U pałeczek Morganella sp. nabyte mechanizmy oporno­ści na antybiotyki związane są m.in. z wytwarzaniem en­zymów hydrolizujących lub modyfikujących lek [4,5,6,13,67,70,78,79,81,85,97,103,105], zmianą miejsca docelowe­go działania antybiotyku [101] oraz aktywnym wypom­powywaniem antybiotyku z komórki bakterii [24,84,86].

Najczęstszym mechanizmem oporności na antybiotyki be­ta-laktamowe tych bakterii jest wytwarzanie swoistej gatun­kowo, kodowanej przez gen ampC, chromosomalnej cefalo­sporynazy – beta-laktamazy AmpC (klasy C wg Amblera, grupy 1 wg Bush) [5,79]. Wytwarzanie tego enzymu ma charakter konstytutywny lub jest indukowane i zachodzi zarówno bez obecności i/lub w obecności antybiotyków, które często są dobrymi induktorami (aminopenicylin, ce­falosporyn, karbapenemów). Sam mechanizm warunkuje naturalną oporność tych szczepów na aminopenicyliny i ce­falosporyny I i II generacji [28] z zachowaniem wrażliwo­ści na karboksy-i ureidopenicyliny, co spowodowane jest niewielkim powinowactwem enzymu AmpC do tych anty­biotyków. Niekiedy wśród szczepów bakterii z enzymem typu AmpC dochodzi do, tzw. derepresji, czyli spontanicz­nej mutacji w chromosomalnych genach ampR, ampD, które prawidłowo zapobiegają nadmiernemu wytwarzaniu beta­-laktamazy AmpC [65,66]. Prowadzi to do zmiany ekspre­sji enzymu AmpC z indukowanej na konstytutywną, a sam enzym wytwarzany jest stale na bardzo wysokim poziomie. Szczepy z derepresją AmpC są oporne na wszystkie anty­biotyki beta-laktamowe z wyjątkiem karbapenemów, aztre­onamu i cefalosporyn IV generacji, a także na połączenia beta-laktamów z inhibitorami beta-laktamaz. W połącze­niu z niedoborami białek porynowych w komórce bakte­rii, mogą też dawać oporność na karbapenemy. Mutanty ze stałym nadmiernym wytwarzaniem enzymu mogą wy­stępować również wśród szczepów M. morganii [65,66]. Jednak poziom ekspresji enzymów AmpC w stanie in­dukcji i derepresji, jest przypuszczalnie 10-krotnie niższy niż u pałeczek Enterobacter sp., czy Citrobacter sp. [39].

Innym mechanizmem oporności na antybiotyki beta-lak­tamowe występującym u pałeczek Morganella sp. jest wy­twarzanie enzymów o rozszerzonym zakresie substrato­wym (ESBL), kodowanych plazmidowo [6,54,67,78,103]. Beta-laktamazy typu ESBL (klasy A wg Amblera, grup 2bc, 2d wg Bush) są skutkiem mutacji punktowej w ge­nach enzymów o szerokim zakresie substratowym grupy 2b, tj. beta-laktamaz TEM i SHV. Enzymy te inaktywują przede wszystkim penicyliny, cefalosporyny I-III genera­cji i aztreonam, a ich działanie jest hamowane przez inhi­bitory beta-laktamaz, np. kwas klawulanowy, tazobaktam i karbapenemy. Czasem jednak połączenia antybiotyków beta-laktamowych z inhibitorami beta-laktamaz mogą nie być wystarczająco skuteczne.

Dotychczas u pałeczek M. morganii stwierdzono następu­jące rodzaje enzymów typu ESBL: TEM-10 [6], TEM-21 [103], TEM-72 [78], TEM-116 [54]. Mimo różnic w czę­stości występowania szczepów M. morganii wytwarza­jących beta-laktamazy typu ESBL w różnych rejonach geograficznych [18,74,89] można wnioskować, że ten me­chanizm oporności na antybiotyki nie rozprzestrzenił się wśród pałeczek M. morganii w takim stopniu, jak u in­nych przedstawicieli rodziny Enterobacteriaceae. Zgodnie z obowiązującymi w Polsce od 01.04.2011 roku rekomen­dacjami oznaczania i interpretacji lekowrażliwości drobno­ustrojów według Europejskiego Komitetu ds. Oznaczania Lekowrażliwości (EUCAST) [42] ocenę wytwarzania en­zymów typu ESBL wykonuje się przede wszystkim do ce­lów epidemiologicznych i kontroli zakażeń.

U pałeczek M. morganii wykryto również kodowane na pla­zmidach inne niż TEM i SHV enzymy typu ESBL należące do klasy enzymów CTX-M (cefotaksymazy) [4,9,13,54,80]. Beta-laktamazy te są rozpowszechnione u pałeczek E. coli, K. pneumoniae, Salmonella enterica serowar Typhimurium, P. mirabilis, ale u pałeczek M. morganii występują rzadko [9]. Od enzymów TEM i SHV typu ESBL różnią się zakresem hy­drolizowanych substratów, gdyż lepiej od benzylopenicyliny rozkładają cefalotynę i zazwyczaj preferencyjnie hydrolizują cefotaksym w porównaniu z ceftazydymem, co znajduje od­zwierciedlenie w znacznie wyższych wartościach minimal­nego stężenia hamującego cefotaksymu niż ceftazydymu. Ponadto enzymy te są lepiej hamowane przez tazobaktam niż przez sulbaktam, czy kwas klawulanowy. Dotychczas izolo­wano szczepy M. morganii wytwarzające enzymy z tej grupy: CTX-M-2 w Argentynie [9,80] CTX-M-3 (w Polsce, Turcji) [4,9,67], CTX-M-15 (w Portugalii) [3] oraz CTX-M-40 [6].

W ostatnim czasie pojawiły się prace, których autorzy opi­sują szczepy M. morganii oporne na karbapenemy z powodu wytwarzania cynkozależnych metalobetalaktamaz (MBL) i serynozależnych betalaktamaz typu KPC-2 [3,97,105]. MBL są to enzymy należące do grupy 3 według Bush, do klasy B według Amblera, zawierające w centrum aktyw­nym enzymu atom cynku. Geny kodujące wytwarzanie tych enzymów znajdują się na chromosomie, plazmidach lub integronach. MBL są oporne na działanie inhibitorów beta-laktamaz (kwasu klawulanowego, sulbaktamu, tazo­baktamu), ale ulegają inaktywacji pod wpływem działania związków chelatujących, np. EDTA. Nie hydrolizują mo­nobaktamów, a w ich zakresie substratowym znajdują się szerokozakresowe penicyliny (aminopenicyliny, ureidope­nicyliny), cefalosporyny (zwłaszcza III-IV generacji), cefa­mycyny i karbapenemy. Rozróżnia się kilka molekularnych typów enzymów MBL, tj. IMP, VIM, GIM, SPM, czy SIM. W 2004 roku izolowano od pacjenta z Portugalii pierwszy szczep pałeczek M. morganii wytwarzający enzym VIM-2 [3], a w 2005 roku – z moczu od chorej z Grecji pierw­szy szczep wytwarzający enzym VIM-1 [105]. W obydwu przypadkach wykrycie oporności na karbapenemy pozosta­wało w związku z wytwarzaniem tych enzymów klasy B, a pacjenci byli leczeni przez dłuższy czas karbapenemami.

Druga grupa karbapenemaz, to serynozależne karbapenema­zy typu KPC należące do klasy A według Ambler i grupy 2f według Bush, kodowane plazmidowo, które hydrolizu­ją karbapenemy, penicyliny, cefalosporyny i w przeciwień­stwie do enzymów klasy B, również aztreonam. Ich nazwa pochodzi od szczepu K. pneumoniae, u którego w 2001 roku po raz pierwszy wykryto karbapenemazę KPC. Od tego czasu enzymy te zidentyfikowano już u wielu rodzajów i gatunków rodziny Enterobacteriaceae, ale nie u pałeczek M. morganii. Shi i wsp. [97] informują o prawdopodobnie pierwszym w świecie przypadku izolacji w latach 2008-2010 w Chinach trzech szczepów pałeczek tego gatunku wytwarzających enzymy KPC-2, opornych na karbape­nemy. Badania mechanizmu oporności tych szczepów na antybiotyki beta-laktamowe i fluorochinolony pozwoliły stwierdzić, że poza genami odpowiedzialnymi za syntezę karbapenemazy KPC-2, szczepy te charakteryzowały się zdolnością wytwarzania enzymów typu ESBL i brakiem białka porynowego OMP o masie 38 kDa, co spowodowa­ło wysoki poziom oporności na karbapenemy, penicyliny, cefalosporyny i fluorochinolony.

Zagrożenie dla zdrowia publicznego w świecie stanowią zi­dentyfikowane ostatnio beta-laktamazy typu NDM-1 (New Delhi metallo-beta-lactamases-1), które po raz pierwszy wykryto u szczepów E. coli i K. pneumoniae izolowanych od szwedzkiego pacjenta hospitalizowanego w New Delhi w Indiach w 2008 roku [43]. Geny kodujące te enzymy (blaNDM-1) przenoszone są na plazmidach i odpowie­dzialne są za oporność na większość znanych antybioty­ków i chemioterapeutyków, m.in. na antybiotyki beta-lak­tamowe, w tym karbapenemy (imipenem, meropenem, ertapenem, doripenem), aztreonam, aminoglikozydy i flu­orochinolony. W wyniku migracji ludności powracających z Indii i Pakistanu, w kilku krajach na świecie pojawiły się kolejne szczepy o takim fenotypie oporności, występują­ce wśród różnych gatunków bakterii, m.in. Enterobacter sp., Citrobacter freundi i Proteus sp. Kumarasamy i wsp. [57] informują, że w Wielkiej Brytanii w latach 2008-2009 wyizolowano 37 szczepów wytwarzających enzymy typu NDM-1, wśród których jeden szczep należał do gatunku M. morganii. Wśród badanych szczepów był to jedyny szczep z enzymami typu NDM-1, który zachował wrażliwość na jeden z karbapenemów (meropenem).

U pałeczek M. morganii oprócz oporności na antybiotyki beta-laktamowe może występować oporność na aminogli­kozydy [70,81,85], sulfonamidy [101], chloramfenikol [85], tetracykliny [84,86], czy fluorochinolony [24].

Głównym mechanizmem oporności pałeczek Gram-ujemnych na antybiotyki aminoglikozydowe jest wytwa­rzanie enzymów modyfikujących cząsteczkę antybiotyku. Enzymy ze względu na mechanizm działania podzielo­no na trzy grupy: acetylotransferazy (AAC), nukleotydy­lotransferazy (ANT) i fosfotransferazy (APH). Prowadzi to do powstania nieaktywnych acetylo-i nukleotydylopo­chodnych postaci antybiotyku, które tracą powinowactwo do podjednostki 30S rybosomu (miejsce docelowego dzia­łania leku) i warunkują oporność na tę grupę antybiotyków. Jak dotąd u pałeczek M. morganii, stwierdzono na plazmi­dzie i w integronach obecność genów aac(6′)-Ib, ant(2″)­-Ia, aadB, aadA1 i aadA6, które kodują acetylotransferazę AAC(6′)-I, nukleotydylotransferazę ANT(2″)-Ia i adeny­lotransferazę [70,81,85].

Podobny mechanizm związany z obecnością genu catB3 odpowiada za wytwarzanie acetylotransferazy chloram­fenikolowej, która warunkuje oporność M. morganii na chloramfenikol [85].

Mechanizm oporności pałeczek M. morganii na sulfonami­dy polega na wzmożonej syntezie kwasu paraaminobenzo­esowego (PABA), który jest strukturalnym analogiem sul­fonamidów w cząsteczce kwasu foliowego potrzebnego do syntezy kwasów nukleinowych. Może też być związa­ny z wytwarzaniem większej ilości syntetazy dwuhydrop­teroidowej, enzymu o zmniejszonym powinowactwie do sulfonamidów. Jest to oporność kodowana na plazmidzie lub transpozonie [101].

Gromadzenie tigecykliny w komórce bakteryjnej jest ogra­niczane przez aktywne usuwanie antybiotyku z komórki przez pompy AcrAB [86]. Ten sam mechanizm warunko­wany obecnością genu tet(L) odpowiada za zmniejszanie wrażliwości M. morganii na tetracykliny [84].

W przypadku oporności pałeczek Morganella na fluoro­chinolony, oprócz aktywnego usuwania leków systemem tzw. pomp wypływu („efflux pomp”), notuje się także utra­tę białek porynowych będących kanałami, przez które te chemioterapeutyki mogą wnikać do komórki bakteryjnej. Ponadto nie można także wykluczyć mutacji w genach od­powiedzialnych za syntezę gyrazy DNA, odpowiedzialnej za replikację bakteryjnego DNA [24].

Biorąc pod uwagę częstość występowania mechanizmów oporności na leki u istotnych klinicznie pałeczek M. morganii można stwierdzić, że wprawdzie nie są to drob­noustroje o wysokiej zjadliwości, lecz opisywane w pi­śmiennictwie jako bakterie wielolekooporne mogą stano­wić istotne zagrożenie dla chorych wskutek możliwości nabywania nowych, coraz bardziej złożonych mechani­zmów oporności na antybiotyki.

PIŚMIENNICTWO

[1] Abdalla J., Saad M., Samnani I., Lee P., Moorman J.: Central nervous system infection caused by Morganella morganii. Am. J. Med. Sci., 2006; 331: 44-47
[PubMed]  

[2] Arranz-Caso J.A., Cuadrado-Gomez L.M., Romanik-Cabrera J., Garcia-Tena J.: Pyomyositis caused by Morganella morganii in a patient with AIDS. Clin. Infect. Dis., 1996; 22: 372-373
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[3] Atalay H., Güney I., Solak Y., Almaz E.: First case of CAPD-related peritonitis caused by Morganella morganii. Perit. Dial. Int., 2010; 30: 119-121
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Baraniak A., Fiett J., Sulikowska A., Hryniewicz W., Gniadkowski M.: Countrywide spread of CTX-M-3 extended-spectrum β-lactamase-producing microorganisms of the family Enterobacteriaceae in Poland. Antimicrob. Agents Chemother., 2002; 46: 151-159
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[5] Barnaud G., Arlet G., Danglot C., Philippon A.: Cloning and sequencing of the gene encoding the AmpC β-lactamase of Morganella morganii. FEMS Microbiol. Rev., 1997; 148: 15-20
[PubMed]  

[6] Barroso H., Freitas-Vieira A., Duarte A.: Molecular characterization of a ceftazidime-resistant Morganella morganii isolate producing a TEM-10 β-lactamase. Antimicrob. Agents Chemother., 1999; 43: 434-435
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[7] Bilgin S.S., Olcay S.E., Demirtas A.M.: Complication of felon caused by Morganella morganii; case report. J. Ankara Med. School, 2003; 25:199-204

[8] Błaszczyk U.: Bakteriocyny – właściwości i zastosowanie. Laboratorium, 2008; 10: 28-32

[9] Bonnet R.: Growing group of extended-spectrum β-lactamases: the CTX-M enzymes. Antimicrob. Agents Chemother., 2004; 48: 1-14
[Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Bothur J., Krupa J.: Występowanie infekcji bakteryjnych u pacjentów z ciężką granulocytopenią leczonych z powodów hematologicznych za pomocą polichemioterapii: doświadczenia jednego ośrodka. Nowiny Lekarskie, 2001; 70: 123-135

[11] Brandenburg K., Wiese A.: Endotoxins: relationships between structure, function, and activity. Curr. Top. Med. Chem., 2004; 4: 1127-1146
[PubMed]  

[12] Brenner D.J., Farmer J.J. 3^rd, Fanning G.R., Steigerwalt A.G., Klykken P., Wathen H.G., Hickman F.W., Ewing W.H.: Deoxyribonucleic acid relatedness of Proteus vulgaris, with ATCC 29905. Request for an opinion. Int. J. Syst. Bacteriol., 1978; 28: 269-282

[13] Brizio A., Vasco S., Conceicao T., Lito L., Melo-Cristino J., Salgado M.J., Duarte A.: First report of Morganella morganii producing CTX-M-15 β-lactamase. Int. J. Antimicrob. Agents, 2006; 28: 79-80
[PubMed]  

[14] Carmona F., Fábregues F., Alvarez R., Vila J., Cararach V.: A rare case of chorioamnionitis by Morganella morganii complicated by septicemia and adult respiratory distress syndrome. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol., 1992; 45: 67-70
[PubMed]  

[15] Castellani A.: Note on cases of fever due to Bacterium columbense (Cast. 1905). Zentbl. Bakteriol. Parasitenkd. Infektionskr. Hyg. I Orig. 1914; 74:19-200

[16] Cetin M., Ocak S., Kuvandik G., Aslan B., Temiz M., Aslan A.: Morganella morganii-associated arthritis in a diabetic patient. Adv. Ther., 2008; 25: 240-244
[PubMed]  

[17] Choi J.H., Yoo H.S., Park J.Y., Kim Y.K., Kim E., Kim D.Y.: Morganelliasis pneumonia in a captive jaguar. J. Wildl. Dis., 2002; 38: 199-201
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[18] Choi S.H., Lee J.E., Park S.J, Kim M.N., Choo E.J., Kwak Y.G., Jeong J.Y., Woo J.H., Kim N.J., Kim Y.S.: Prevalence, microbiology, and clinical characteristics of extended-spectrum β-lactamase-producing Enterobacter spp., Serratia marcescens, Citrobacter freundii, and Morganella morganii in Korea. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., 2007; 26: 557-561
[PubMed]  

[19] Chou C.Y., Liang P.C., Chen C.A., Lee C.N.: Cervical abscess with vaginal fistula after extraperitoneal Cesarean section. J. Formos. Med. Assoc., 2007; 106: 1048-1051
[PubMed]  

[20] Christensen G.D., Simpson W.A., Younger J.J., Baddour L.M., Barrett F.F., Melton D.M., Beachey E.H.: Adherence of coagulase-negative staphylococci to plastic tissue culture plates: a quantitative model for the adherence of staphylococci to medical devices. J. Clin. Microbiol., 1985; 22: 996-1006
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[21] Cox C.E.: Aztreonam therapy for complicated urinary tract infections caused by multidrug-resistant bacteria. Rev. Infect. Dis., 1985; 7 (Suppl. 4): S767-S771
[PubMed]  

[22] Crawford J., Dale D.C., Lyman G.H.: Chemotherapy-induced neutropenia: risks, consequences, and new directions for its management. Cancer, 2004; 100: 228-237
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[23] Da Silva G.J., Cardoso O., Domingues S., Bento G., Ribeiro G.: First report of a Morganella morganii clinical isolate producing VIM-2 carbapenemase. Abstract number: 897. 18th European Congress of Clinical Microbiology and Infectious Diseases (ESCMID), Barcelona, Spain, 19-22 April 2008
[Abstract]  

[24] del Mar Tavio M., Vila J., Ruiz J., Sánchez A.M., de Anta M.T.: Decreased permeability and enhanced proton-dependent active efflux in the development of resistance to quinolones in Morganella morganii. Int. J. Antimicrob. Agents, 2000; 14: 157-160
[PubMed]  

[25] Del Pozo J., García-Silva J., Almagro M., Martínez W., Nicolas R., Fonseca E.: Ecthyma gangrenosum-like eruption associated with Morganella morganii infection. Br. J. Dermatol., 1998; 139: 520-521
[PubMed]  

[26] Ding B., Yin N., Liu Y., Cardenas-Garcia J., Evanson R., Orsak T., Fan M., Turing G., Savage P.B.: Origins of cell selectivity of cationic steroid antibiotics. J. Am. Chem. Soc., 2004; 126: 13642-13648
[PubMed]  

[27] Drechsel H., Thieken A., Reissbrodt R., Jung G., Winkelmann G.: α-keto acids are novel siderophores in the genera Proteus, Providencia, and Morganella and are produced by amino acid deaminases. J. Bacteriol., 1993; 175: 2727-2733
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[28] Dzierżanowska D. Antybiotykoterapia praktyczna. α-medica press, Bielsko-Biała 2000; 288-303

[29] Eberspächer B., Hugo F., Pohl M., Bhakdi S.: Functional similarity between the haemolysins of Escherichia coli and Morganella morganii. J. Med. Microbiol., 1990; 33: 165-170
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[30] Emborg J., Dalgaard P., Ahrens P.: Morganella psychrotolerans sp. nov., a histamine-producing bacterium isolated from various seafoods. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2006; 56: 2473-2479
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Ewing W.H.: The tribe Proteeae: its nomenclature and taxonomy. Int. Bull. Bacteriol. Nomencl. Taxon., 1962; 12: 93-102
[Abstract]  [Full Text PDF]  

[32] Falagas M.E., Kavvadia P.K., Mantadakis E., Kofteridis D.P., Bliziotis I.A., Saloustros E., Maraki S., Samonis G.: Morganella morganii infections in a general tertiary hospital. Infection, 2006; 34: 315-321
[PubMed]  

[33] Finlay B.B., Falkow S.: Common themes in microbial pathogenicity. Microbiol. Rev., 1989; 53: 210-230
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[34] Fulton M.: The identity of Bacterium columbensis Castellani. J. Bacteriol., 1943; 46: 79-82
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[35] Garcia Reinoso C., Gómez Rubio M., Sáez-Royela F., Melero Calleja E.: Fournier’s disease: a report of 9 cases. Rev. Esp. Enferm. Dig., 1990; 78: 131-134
[PubMed]  

[36] Gautam V., Gupta V., Joshi R.M., Sawhney G., Duhan S.: Morganella morganii-associated arthritis in a diabetic patient. J. Clin. Microbiol., 2003; 41: 3451
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Gerlach G.F., Allen B.L., Clegg S.: Type 3 fimbriae among enterobacteria and the ability of spermidine to inhibit MR/K hemagglutination. Infect. Immun., 1989; 57: 219-224
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[38] Ghosh S., Bal A.M., Malik I., Collier A.: Fatal Morganella morganii bacteraemia in a diabetic patient with gas gangrene. J. Med. Microbiol., 2009; 58: 965-967
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Gniadkowski M.: Beta-laktamazy u pałeczek Gram-ujemnych. Mikrobiol. Med., 1997; 2: 17-24

[40] Hickman F.W., Framer J.J. 3^rd, Steigerwalt A.G., Brenner D.J.: Unusual groups of Morganella (“Proteus”) morganii isolated from clinical specimens: lysine-positive and ornithine-negative biogroups. J. Clin. Microbiol., 1980; 12: 88-94
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[41] Ho M.P., Tsai K.C., Yen S.L., Lu C.L., Chen C.H.: A rare cause of Ludwig’s angina by Morganella morganii. J. Infect., 2006; 53: e191-e194
[PubMed]  

[42] Hryniewicz W., Żabicka D., Bartoszewicz M., Burdynowski K., Deptuła A., Dzierżanowska-Fangrat K., Filczak K., Gniadkowski M., Golec K., Gruszczyński P., Kędzierska J., Komarnicka J., Kozioł-Montewka M., Małafiej E., Martirosian G., Młodzińska E., Stefaniuk E., Szkudlarek A., Tryniszewska E.: Rekomendacje Zespołu Roboczego ds. wprowadzania zaleceń Europejskiego Komitetu ds. Oznaczania Lekowrażliwości EUCAST, 2011
http://www.korld.edu.pl/pdf/eucast/rekomendacje-zesp-rob-EUCAST-ost.pdf

[43] Hsueh P.R.: New Delhi metallo-β-lactamase-1 (NDM-1): an emerging threat among Enterobacteriaceae. J. Formos. Med. Assoc., 2010; 109: 685-687
[PubMed]  

[44] Hu L.T., Nicholson E.B., Jones B.D., Lynch M.J., Mobley H.L.: Morganella morganii urease: purification, characterization, and isolation of gene sequences. J. Bacteriol., 1990; 172: 3073-3080
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[45] Janda J.M., Abbott S.L., Khashe S., Robin T.: Biochemical investigations of biogroups and subspecies of Morganella morganii. J. Clin. Microbiol., 1996; 34: 108-113
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[46] Jensen K.T., Frederiksen W., Hickman-Brenner F.W., Steigerwalt A.G., Riddle C.F., Brenner D.J.: Recognition of Morganella subspecies, with proposal of Morganella morganii subsp. morganii subsp. nov. and Morganella morganii subsp. sibonii subsp. nov. Int. J. Syst. Bacteriol., 1992; 42: 613-620
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[47] Johnson J.R., Feingold M.: Case of chorioamnionitis in an immunocompetent woman caused by Morganella morganii. J. Matern. Fetal Med., 1998; 7: 13-14
[PubMed]  

[48] Jorge M.T., Ribeiro L.A., da Silva M.L., Kusano E.J., de Mendonça J.S.: Microbiological studies of abscesses complicating Bothrops snakebite in humans: a prospective study. Toxicon, 1994; 32: 743-748
[PubMed]  

[49] Kaca W., Literacka E., Sjöholm A.G., Weintraub A.: Complement activation by Proteus mirabilis negatively charged lipopolysaccharides. J. Endotoxin Res., 2000; 6: 223-234
[PubMed]  

[50] Kandemir O., Akbay E., Sahin E., Milcan A., Gen R.: Risk factors for infection of the diabetic foot with multi-antibiotic resistant microorganisms. J. Infect., 2007; 54: 439-445
[PubMed]  

[51] Kaszowska M.: Chemical structure and biosynthesis of lipopolysaccharide-important component of the cell envelope of Gram-negative bacteria. Postępy Hig. Med. Dośw., 2004; 58: 333-342
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[52] Katz L.M., Lewis R.J., Borenstein D.G.: Successful joint arthroplasty following Proteus morganii (Morganella morganii) septic arthritis: a four-year study. Arthritis Rheum., 1987; 30: 583-585
[PubMed]  

[53] Kim J.H., Cho C.R., Um T.H., Rhu J.Y., Kim E.S., Jeong J.W., Lee H.R.: Morganella morganii sepsis with massive hemolysis. J. Korean Med. Sci., 2007; 22: 1082-1084
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[54] Kiratisin P., Henprasert A.: Genotypic analysis of plasmid-mediated β-lactamases amongst Enterobacteriaceae other than Escherichia spp. and Klebsiella spp. that are non-susceptible to a broad-spectrum cephalosporin. Int. J. Antimicrob. Agents, 2010; 36: 343-347
[PubMed]  

[55] Koronakis V., Cross M., Senior B., Koronakis E., Hughes C.: The secreted hemolysins of Proteus mirabilis, Proteus vulgaris, and Morganella morganii are genetically related to each other and to the αlpha-hemolysin of Escherichia coli. J. Bacteriol., 1987; 169: 1509-1515
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[56] Krebs V.L., Koga K.M., Diniz E.M., Ceccon M.E., Vaz F.A.: Necrotizing fasciitis in a newborn infant: a case report. Rev. Hosp. Clin. Fac. Med. Sao Paulo, 2001; 56: 59-62
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[57] Kumarasamy K.K., Toleman M.A., Walsh T.R., Bagaria J., Butt F., Balakrishnan R., Chaudhary U., Doumith M., Giske C.G., Irfan S., Krishnan P., Kumar A.V., Maharjan S., Mushtaq S., Noorie T., Paterson D.L., Pearson A., Perry C., Pike R., Rao B., Ray U., Sarma J.B., Sharma M., Sheridan E., Thirunarayan M.A., Turton J., Upadhyay S., Warner M., Welfare W., Livermore D.M., Woodford N.: Emergence of a new antibiotic resistance mechanism in India, Pakistan, and the UK: a molecular, biological, and epidemiological study. Lancet Infect. Dis., 2010; 10: 597-602
[PubMed]  

[58] Kwon O.Y., Lee J.S., Choi H.S., Hong H.P., Ko Y.G.: Infected abdominal aortic aneurysm due to Morganella morganii: CT findings. Abdom. Imaging, 2011; 36: 83-85
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Lee I.K., Liu J.W.: Clinical characteristics and risk factors for mortality in Morganella morganii bacteremia. J. Microbiol. Immunol. Infect., 2006; 39: 328-334
[PubMed]  

[60] Lewczyk E.: Analiza flory bakteryjnej odpowiedzialnej za zakażenia układu moczowego u dzieci hospitalizowanych w latach 1997-1999 w Wojewódzkim Specjalistycznym Szpitalu Chorób Dziecięcych im. J. Korczaka we Wrocławiu. Praca doktorska. Akademia Medyczna, Wrocław, 2001

[61] Lewczyk E., Drulis-Kawa Z., Doroszkiewicz W., Jankowski S.: Czynniki etiologiczne zakażeń układu moczowego u dzieci. Pol. Merkur. Lekarski, 2001; 65: 422-424
[PubMed]  

[62] López-Sabater E.I., Rodriguez-Jerez J.J., Hernández-Herrero M., Mora-Ventura M.T.: Incidence of histamine-forming bacteria and histamine content in scombroid fish species from retail markets in the Barcelona area. Int. J. Food Microbiol., 1996; 28: 411-418
[PubMed]  

[63] Manos J., Belas R.: The genera Proteus, Providencia and Morganella. Prokaryotes, 2006; 6: 245-269
[Full Text PDF]  

[64] Mastroianni A., Coronado O., Chiodo F.: Morganella morganii meningitis in a patient with AIDS. J. Infect., 1994; 29: 356-357
[PubMed]  

[65] Matuszczak-Wleklak M., Szymankiewicz M., Szumała-Kąkol A., Gadzinowski J.: Morganella morganii – jeden z czynników etiologicznych zakażeń wewnątrzmacicznych i szpitalnych w okresie noworodkowym. Post. Neonat., 2007; 2: 180-184
[Abstract]  

[66] McDermott C., Mylotte J.M.: Morganella morganii: epidemiology of bacteremic disease. Infect. Control, 1984; 5: 131-137
[PubMed]  

[67] Metan G., Gulmez D., Eser O.K., Kocagöz S., Sardan Y.C., Hascelik G.: CTX-M-3-type extended-spectrum β-lactamase-producing Morganella morganii: first description of an isolate from Turkey. Int. J. Antimicrob. Agents, 2007; 30: 368-370
[PubMed]  

[68] Michalska A., Zalas-Więcek P., Sielska B., Gospodarek E.: Wytwarzanie śluzu pozakomórkowego a adhezja pałeczek Morganella morganii do polistyrenu. Med. Dośw. Mikrobiol., 2011; 63: 29-35
[PubMed]  

[69] Morgan H. de R.: Report XLV. Upon the bacteriology of the summer diarrhoea of infants. Br. Med. J., 1906; 1: 908-912
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[70] Mukherjee S., Chakraborty R.: Incidence of class 1 integrons in multiple antibiotic-resistant Gram-negative copiotrophic bacteria from the River Torsa in India. Res. Microbiol., 2006; 157: 220-226
[PubMed]  

[71] Müller H.E.: Occurrence and pathogenic role of Morganella-Proteus-Providencia group bacteria in human feces. J. Clin. Microbiol., 1986; 23: 404-405
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[72] Ndiaye M., Sene M.S., Sow A.D., Seck L.B., Coulibaly T., Diagne N.S., Touré K., Diop A.G., Ndiaye M.M.: Meningoencephalitis due to Morganella morganii: a case report. Bull. Soc. Pathol. Exot., 2010; 103: 230-232
[PubMed]  

[73] Niedźwiadek J., Mazur E., Terlecki P., Ziemba B., Ligięza J., Wroński J., Kozioł-Montewka M.: Czynniki etiologiczne zakażeń przeszczepów naczyniowych i ocena ich lekooporności. Pol. Merkur. Lekarski, 2006; 21: 423-428
[PubMed]  

[74] Nowakowska M., Rogala-Zawada D., Wiechuła B., Rudy M., Radosz-Komoniewska H., Zientara M.: Czynniki etiologiczne zakażeń układu moczowego u dzieci i ich wrażliwość na antybiotyki. Wiad. Lek., 2004; 57: 438-443
[PubMed]  

[75] O’Hara C.M., Brenner F.W., Miller J.M.: Classification, identification, and clinical significance of Proteus, Providencia, and Morganella. Clin. Microbiol. Rev., 2000; 13: 534-546
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Old D.C., Adegbola R.A.: Haemagglutinins and fimbriae of Morganella, Proteus and Providencia. J. Med. Microbiol., 1982; 15: 551-564
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[77] Osanai S., Nakata H., Ishida K., Hiramatsu M., Toyoshima E., Ogasa T., Ohsaki Y., Kikuchi K.: Renal abscess with Morganella morganii complicating leukemoid reaction. Intern. Med., 2008; 47: 51-55
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[78] Perilli M., Segatore B., de Massis M.R., Riccio M.L., Bianchi C., Zollo A., Rossolini G.M., Amicosante G.: TEM-72, a new extended-spectrum β-lactamase detected in Proteus mirabilis and Morganella morganii in Italy. Antimicrob. Agents Chemother., 2000; 44: 2537-2539
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[79] Power P., Galleni M., Ayala J.A., Gutkind G.: Biochemical and molecular characterization of three new variants of AmpC β-lactamases from Morganella morganii. Antimicrob. Agents Chemother., 2006; 50: 962-967
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[80] Power P., Galleni M., Di Conza J., Ayala J.A., Gutkind G.: Description of In116, the first blaCTX-M-2-containing complex class 1 integron found in Morganella morganii isolates from Buenos Aires, Argentina. J. Antimicrob. Chemother., 2005; 55: 461-465
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[81] Ramirez M.S., Tolmasky M.E.: Aminoglycoside modifying enzymes. Drug Resist. Updat., 2010; 13: 151-171
[PubMed]  

[82] Ranu S.S., Valencia G.B., Piecuch S.: Fatal early onset infection in an extremely low birth weight infant due to Morganella morganii. J. Perinatol., 1999; 19: 533-535
[PubMed]  

[83] Rauss K. F.: The systematic position of Morgan’s bacillus. J. Pathol. Bacteriol. 1936; 42: 183-192
[Abstract]  

[84] Roberts M.C.: Update on acquired tetracycline resistance genes. FEMS Microbiol. Lett., 2005; 245: 195-203
[PubMed]  

[85] Rojas L., Vinuesa T., Tubau F., Truchero C., Benz R., Vinas M.: Integron presence in a multiresistant Morganella morganii isolate. Int. J. Antimicrob. Agents, 2006; 27: 505-512
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[86] Ruzin A., Keeney D., Bradford P.A.: AcrAB efflux pump plays a role in decreased susceptibility to tigecycline in Morganella morganii. Antimicrob. Agents Chemother., 2005; 49: 791-793
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[87] Salen P.N., Eppes S.: Morganella morganii: a newly reported, rare cause of neonatal sepsis. Acad. Emerg. Med., 1997; 4: 711-714
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[88] Saluk-Juszczak J.: Znaczenie lipopolisacharydu bakteryjnego w procesie aktywacji płytek krwi. Postępy Biol. Kom., 2007; 34: 159-172

[89] Salwa E.: Analiza wrażliwości pałeczek Enterobacteriaceae na sulperazon. Uniwersytet Mikołaja Kopernika w Toruniu, praca magisterska Toruń, 2007

[90] Samonis G., Anatoliotaki M., Apostolakou H., Souglakos J., Georgoulias V.: Fatal septicemia and meningitis due to Morganella morganii in a patient with Hodgkin’s disease. Scand. J. Infect. Dis., 2001; 33: 553-555
[PubMed]  

[91] Schonwetter R.S., Orson F.M.: Chronic Morganella morganii arthritis in an elderly patient. J. Clin. Microbiol., 1988; 26: 1414-1415
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[92] Senior B.W.: Proteus morgani is less frequently associated with urinary tract infections than Proteus mirabilis – an explanation. J. Med. Microbiol., 1983; 16: 317-322
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[93] Senior B.W.: The typing of Morganella morganii by bacteriocin production and sensitivity. J. Med. Microbiol., 1987; 23: 33-39
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[94] Senior B.W., Leslie D.L.: Rare occurrence of Proteus vulgaris in faeces: a reason for its rare association with urinary tract infections. J. Med. Microbiol., 1986; 21: 139-144
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[95] Senior B.W., Vörös S.: Discovery of new morganocin types of Morganella morganii in strains of diverse serotype and the apparent independence of bacteriocin type from serotype of strains. J. Med. Microbiol., 1989; 29: 89-93
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[96] Senior B.W., Vörös S.: Protein profile typing – a new method of typing Morganella morganii strains. J. Med. Microbiol., 1990; 33: 259-264
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[97] Shi D.S., Wang W.P., Kuai S.G., Shao H.F., Huang M.: Identification of bla (KPC-2) on different plasmids of three Morganella morganii isolates. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., 2011 (w druku)
[PubMed]  

[98] Siboni K.: Correlation of the characters fermentation of trehalose, non-transmissible resistance to tetracycline, and relatively long flagellar wavelength in Proteus morganii. Acta Pathol. Microbiol. Scand. B., 1976; 84B: 421-427
[PubMed]  

[99] Sica S., Di Mario A., Salutari P., d’Onofrio G., Antinori A., Chiusolo P., Leone G.: Morganella morganii pericarditis after resolvent splenectomy for immune pancytopenia following allogeneic bone marrow transplantation for acute lymphoblastic leukemia. Clin. Infect. Dis., 1995; 21: 1052-1053
[PubMed]  

[100] Skerman V.B., McGowan V., Sneath P.H. (ed.): Approved Lists of Bacterial Names (Amended). Int. J. Syst. Bacteriol., 1980; 30: 225-420
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[101] Stock I., Wiedemann B.: Identification and natural antibiotic susceptibility of Morganella morganii. Diagn. Microbiol. Infect. Dis., 1998; 30: 153-165
[PubMed]  

[102] Szewczyk E.M.: Diagnostyka bakteriologiczna. Warszawa, PWN, 2007

[103] Tessier F., Arpin C., Allery A., Quentin C.: Molecular characterization of a TEM-21 β-lactamase in a clinical isolate of Morganella morganii. Antimicrob. Agents Chemother., 1998; 42: 2125-2127
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[104] Tsai W.C., Chang L.K.: Morganella morganii causing solitary liver abscess complicated by pyopericardium and left pleural effusion in a nondiabetic patient. J. Microbiol. Immunol. Infect., 2002; 35: 191-194
[PubMed]  

[105] Tsakris A., Ikonomidis A., Spanakis N., Poulou A., Pournaras S.: Characterization of In3Mor, a new integron carrying VIM-1 metallo-β-lactamase and sat1 gene, from Morganella morganii. J. Antimicrob. Chemother., 2007; 59: 739-741
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[106] Tucci V., Isenberg H.D.: Hospital cluster epidemic with Morganella morganii. J. Clin. Microbiol., 1981; 14: 563-566
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[107] Verboon-Maciołek M., Vandertop W.P., Peters A.C., Roord J.J., Geelen S.P.: Neonatal brain abscess caused by Morganella morganii. Clin. Infect. Dis., 1995; 20: 471
[PubMed]  

[108] Wang T.J., Huang J.S., Hsueh P.R.: Acute postoperative Morganella morganii panophthalmitis. Eye, 2005; 19: 713-715
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[109] Winslow C.E., Kligler I.J., Rothberg W.: Studies on the classification of the colon-typhoid group of bacteria with special reference to their fermentative reactions. J. Bacteriol., 1919; 4: 429-503
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[110] Yang Z.T., Lecuit M., Suarez F., Carbonnelle E., Viard J.P., Dupont B., Buzyn A., Lortholary O.: Morganella morganii pericarditis 3 years after allogenic bone marrow transplantation for mantle cell lymphoma. J. Infect., 2006; 53: e223-e225
[PubMed]  

[111] Young G.M., Amid D., Miller V.L.: A bifunctional urease enhances survival of pathogenic Yersinia enterocolitica and Morganella morganii at low pH. J. Bacteriol., 1996; 178: 6487-6495
[PubMed]  [Full Text PDF]  

Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text