Streszczenie

Kwasy mikolowe to jeden z podstawowych elementów budowy ściany komórkowej bakterii rzę­du Actinomycetales, podrzędu Corynebacterineae. Pod względem taksonomicznym przynależy do nich wielu przedstawicieli oportunistycznych patogenów człowieka, w tym między innymi ga­tunki składające się na rodzaje: Dietzia, Gordonia, Nocardia czy Rhodococcus. Kwasy mikolowe mogą stanowić łącznie 20-40% suchej masy ściany komórkowej tych mikroorganizmów wykazu­jąc jednocześnie dużą różnorodność strukturalną w obrębie każdej z rodzin oraz poszczególnych gatunków. Cechy te pozwalają na wyróżnienie tej rodziny związków jako potencjalnych marke­rów diagnostycznych w wykrywaniu oportunistycznych infekcji bakteryjnych, zwłaszcza u pa­cjentów z obniżoną odpornością. Szanse jakie dają nowoczesne techniki analizy chemicznej, ze szczególnym uwzględnieniem spektrometrii mas dają możliwości na rozwinięcie tego kierunku badań pozwalając na stworzenie nowej metody chemiotaksonomicznej dla detekcji oraz różni­cowania przedstawicieli podrzędu Corynebacterineae.

Słowa kluczowe:kwasy mikolowe • Corynebacterineae • biomarkery

Summary

Mycolic acids are one of the basic elements of the cell wall structure of bacteria belonging to the suborder Corynebacterineae, constituting from 20% to 40% of dry weight. Additionally, they show high structural diversity within each family and species. Nowadays, profiles of myco­lic acids are widely described for the genus Mycobacterium, the causative agent of tuberculosis. However, the suborder Corynebacterineae also includes many representatives of opportunistic human pathogens, e.g. Dietzia, Gordonia, Nocardia and Rhodococcus. Currently, an increased infection risk caused by this group of microorganisms especially in immunocompromised patients has been observed. Better knowledge of mycolic acid profiles for Corynebacterineae may allow identification of mycolic acids as diagnostic markers in the detection of opportunistic bacterial infections. Modern techniques of chemical analysis, including mass spectrometry, may enable the development of new chemotaxonomic methods for the detection and differentiation of bacte­ria within the suborder Corynebacterineae.

Key words:mycolic acids • Corynebacterineae • biomarkers

Kwasy mikolowe – budowa chemiczna i znaczenie biologiczne

Kwasy mikolowe po raz pierwszy wyizolował Anderson w 1929 r., a ich dokładną strukturę określono dopiero w 1950 roku [3,4]. Są one długołańcuchowymi α-hydroksy β-alkilo kwasami tłuszczowymi, w budowie których – pod względem strukturalnym – wyróżnia się dłuższy łańcuch meromikolowy (R1) oraz krótszy łańcuch a-węglowodo­rowy (α-alkilowy) (R2) (ryc. 1). Związki te to jeden z pod­stawowych elementów budowy ściany komórkowej bakte­rii rzędu Actinomycetales, podrzędu Corynebacterineae, rodzin: Corynebacteriaceae, Dietziaceae, Gordoniaceae, Mycobacteriaceae, Nocardiaceae, Segniliparaceae, Tsukamurellaceae i Williamsiaceae. Kwasy mikolowe wykazują wysoki poziom zróżnicowania strukturalnego jednocześnie stanowiąc wykładnik pokrewieństwa mię­dzygatunkowego (tab. 1).

Ryc. 1. Ogólny schemat budowy kwasów mikolowych, R₁ – łańcuch meromikolowy, R₂ – łańcuch α-alkilowy

Tabela 1. Zróżnicowanie długości kwasów mikolowych w obrębie podrzędu Corynebacterineae

Najpełniej zbadanymi i opisanymi w literaturze kwasami mikolowymi o 70-90 atomach węgla w cząsteczce charak­teryzuje się rodzaj Mycobacterium. Zbudowane są z nasy­conego łańcucha α-węglowodorowego o 20, 22 bądź 24 atomach węgla oraz dłuższego łańcucha meromikolowe­go, w obrębie którego wyróżniamy dwie charakterystycz­ne pozycje funkcjonalne – dystalną oraz proksymalną [31]. U prątków gruźlicy dominujący typ kwasów miko­lowych (>70%) stanowią α-mikolany mające w obu po­zycjach funkcjonalnych podwójne wiązania węglowe lub pierścienie cyklopropanowe. Pozostała część (10-15%) to keto- i metoksymikolany. Charakteryzuje ich obecność w pozycji proksymalnej, pierścienia cyklopropanowego w konformacji cis bądź trans, a w pozycji dystalnej odpo­wiednio grupy tlenowej bądź metoksylowej [15].

Kwasy mikolowe odgrywają ważną rolę w strukturze ściany komórkowej wpływając na jej integralność oraz przepusz­czalność względem związków zarówno o charakterze hy­drofilowym i hydrofobowym, w tym leków [49]. Obecność pierścieni cyklopropanowych w strukturze tych związków ma bezpośredni związek ze stopniem integralności ścia­ny komórkowej bakterii oraz chroni komórki przed nega­tywnym wpływem stresu oksydacyjnego. Dowiedziono, że ubytek postaci keto kwasów mikolowych prowadzi do ogra­niczenia proliferacji w komórkach makrofagów. Natomiast delecja pierścienia cyklopropanowego w pozycji proksy­malnej, bądź ubytek zarówno form keto jak i metoksy pro­wadzi do znaczącego osłabienia wzrostu prątków w orga­nizmie myszy [57].

Kwasy mikolowe mają wiele unikatowych cech, które po­zwalają na sklasyfikowanie ich jako potencjalnych markerów diagnostycznych infekcji wywoływanych przez mikroorga­nizmy z podrzędu Corynebacterineae. Są markerami ściśle i nierozerwalnie związanymi ze ścianą komórkową mikro­organizmów. Nie są syntetyzowane w organizmie człowie­ka, a więc detekcja tych związków w materiale badanym stanowi bezpośredni dowód na obecność drobnoustrojów. Ponadto cechują się wysokim stopniem różnorodności pod względem struktury chemicznej, co znajduje bezpośrednie odzwierciedlenie w taksonomii. Kwasy mikolowe mogą stanowić łącznie 20-40% suchej masy ściany komórkowej. Pozwala to na łatwiejsze wykrycie tych związków w mate­riale badanym zawierającym żywe mikroorganizmy bądź fragmenty ich osłon komórkowych [7]. Dodatkowym czyn­nikiem ułatwiającymi ich detekcję jest duża stabilność che­miczna, a co za tym idzie możliwość wykrywania ich obec­ności nawet w materiale archeologicznym [13].

Obecnie główne zainteresowanie kwasami mikolowy­mi wiąże się nierozerwalnie z diagnostyką gruźlicy płuc. Najnowocześniejsze techniki spektrometrii mas i chroma­tografii pozwalają na wykrycie kwasów mikolowych w ma­teriale badanym od pacjentów uzyskując wysoką czułość (94-95%), jak i swoistość (93-95%) przeprowadzonego te­stu [52]. Jedynym ograniczeniem tych metod jest trudność detekcji kwasów mikolowych z materiału zawierającego bardzo niskie miana bakterii, wskazujące na konieczność ich uprzedniego wstępnego namnażania [49,52].

Metody wykrywania i analizy kwasów mikolowych

Wraz z rozwojem nowych technik analizy chemicznej wię­cej uwagi zaczęto poświęcać kwasom mikolowym jako potencjalnym markerom różnicowania zwłaszcza w ro­dzaju Mycobacterium. Początkowo analizie poddawano wydzielone z komórek w wyniku metanolizy estry me­tylowe kwasów mikolowych uzyskane w wyniku meta­nolizy całych komórek. Techniki chromatografii gazowej pozwoliły na szczegółowe badania strukturalne kwasów mikolowych [14]. Dowiedziono powstawania swoistych produktów pirolizy estrów metylowych kwasów mikolo­wych charakterystycznych dla rodzaju Mycobacterium. W rezultacie udowodniono, że technika pirolitycznej chromatografii gazowej pozwala na łatwe rozróżnienie prątków gruźlicy od patogenów, takich jak Nocardia czy Rhodococcus [24,35].

Zastosowanie w analizie kwasów mikolowych znalazły rów­nież techniki jedno- oraz dwukierunkowej chromatografii cienkowarstwowej (1D/2D-TLC). Cechujące się łatwością wykonania pozwalają na rozdzielenie badanej mieszani­ny zarówno pod względem masy cząsteczkowej, jak i na frakcje alfa-, keto- i metoksy- kwasów mikolowych [34]. Preparatywna chromatografia cienkowarstwowa stanowiła jeden z etapów, dla późniejszej analizy z wykorzystaniem technik chromatografii gazowej czy jądrowego rezonansu magnetycznego (NMR) [33,45].

Kolejną techniką pozwalającą na wykrycie oraz charakte­rystykę kwasów mikolowych jest wysoko sprawna chro­matografia cieczowa (HPLC). Metoda ta opiera się na roz­dziale chromatograficznym estrów p-bromofenacylowych kwasów mikolowych wykazujących absorpcję promienio­wania ultrafioletowego (UV) [9]. Metoda ulegała później­szym modyfikacjom np. z wykorzystaniem detektora flu­orescencyjnego [59,60].

Znaczny postęp w dziedzinie lipidomiki oraz spektrometrii mas umożliwia obecnie dużo bardziej szczegółowe analizy profilów kwasów mikolowych. Duże możliwości rozdziel­cze oraz czułość techniki opierającej się na desorpcji lase­rowej z udziałem matrycy oraz detektorem czasu przelotu jonów (MALDI-TOF) uczyniły z niej doskonałe narzędzie do badania wysokocząsteczkowych związków, w tym rów­nież tych o charakterze lipidowym. Szczególną zaletą tego typu urządzeń jest możliwość bezpośredniego analizowania cząsteczek kwasów mikolowych bez potrzeby przeprowa­dzania wcześniejszej derywatyzacji [43]. Brak możliwo­ści rozróżnienia izomerów będących kwasami mikolowy­mi o tej samej masie cząsteczkowej, lecz innej strukturze chemicznej sprawia, że technika ta nie pozwala na prze­prowadzenie pełnego różnicowania gatunków w obrębie rodzaju Mycobacterium oraz spokrewnionych z nimi mi­kroorganizmów [48]. Z tego też powodu najczęściej sto­suje się ją w połączeniu z technikami chromatografii cien­kowarstwowej pozwalającymi na zdobycie więcej danych o strukturze chemicznej związku [29,61].

Obecnie do kompleksowej analizy kwasów mikolowych najodpowiedniejsze wydają się tandemowe spektrometry mas typu MS/MS wraz ze źródłem jonów typu elektro­spray (ESI). Mnogość trybów skanowania pozwala na ze­branie maksymalnie szczegółowych danych na temat ba­danych związków pod względem jakościowym. Pozwalają na ocenę wielkości całych cząsteczek, długości i struktu­ry poszczególnych łańcuchów węglowodorowych, stopnia nasycenia oraz obecności ewentualnych grup funkcyjnych w strukturze kwasów mikolowych.

Połączenie MS/MS z technikami separacji, takimi jak chromatografia cieczowa (LC) czy elektroforeza kapilar­na (CE) pozwala na bardziej szczegółową analizę zarów­no jakościową jak i ilościową. Dowiedziono dużej skutecz­ności stosowania technik MS/MS w różnicowaniu profili kwasów mikolowych charakterystycznych dla poszczegól­nych gatunków M. tuberculosis oraz w identyfikowaniu R. equi [19,55]. Zastosowanie tego typu urządzeń pozwoliło­by na potencjalnie wytypowanie markerów swoistych dla rodzin, rodzajów czy wreszcie poszczególnych gatunków mikroorganizmów zawierających kwasy mikolowe (w swo­jej ścianie komórkowej).

Mikroorganizmy zawierające kwasy mikolowe wywołujące infekcje oportunistyczne u ludzi

Drobnoustroje zawierające kwasy mikolowe w strukturze ściany komórkowej stanowią dużą i złożoną grupę mikroor­ganizmów. Wśród nich najczęściej wymienianym patogenem człowieka są prątki M. tuberculosis, czynnik etiologiczny gruźlicy. Prątki kwasooporne wywołują również oportuni­styczne zakażenia u ludzi – mikobakteriozy. Obecnie dowo­dzi się coraz większego udziału bakterii należących do rzędu Actinomycetales, podrzędu Corynebacterineae w zakaże­niach oportunistycznych dotychczas klasyfikowanych jako inne mikroorganizmy [47]. Badania polimorfizmu w obrębie podjednostki 16S rRNA są obecnie najpewniejszą metodą dokładnego rozróżnienia tych mikroorganizmów. Ponadto stosuje się metody hybrydyzacji DNA-DNA oraz różnora­kie markery chemiotaksonomiczne [42,44]. Dodatkowym potencjalnym markerem różnicowania w obrębie podrzędu Corynebacterineae wydają się kwasy mikolowe. Ich wy­krywanie oraz różnicowanie zostało szczegółowo opisano w obrębie rodzaju Mycobacterium, a dotychczasowe wyni­ki badań zapewne znajdą potencjalne zastosowanie w dia­gnostyce zakażeń wywołanych przez mikroorganizmy za­wierające kwasy mikolowe.

Rhodococcus

Gram-dodatnie bakterie z rodzaju Rhodococcus, szczegól­nie rozpowszechnione w glebie, stanowią różnorodną gru­pę mikroorganizmów, spośród których jedynie dwa cechu­ją się patogennością względem ludzi i zwierząt oraz roślin. Ich ściana komórkowa charakteryzuje się obecnością kwa­sów mikolowych o całkowitej liczbie atomów węgla w czą­steczce w zakresie 32-66. Pod względem stopnia nasycenia łańcuchów węglowodorowych zarówno a-alkilowego jak i meromikolowego w obrębie rodzaju Rhodococcus może­my wyodrębnić dwie pogrupy. Do pierwszej z nich zalicza­my ludzki patogen oportunistyczny – R. equi, znajdujący zastosowanie w procesach bioremediacji – R. erythropolis oraz gatunki R. baikonurensis i R. pyridinivorans [67,69]. Mikroorganizmy te cechują się dużym stopniem wysyce­nia łańcuchów węglowodorowych kwasów mikolowych o długości 28-50 atomów węgla [20,38,56,58]. R. equi charakteryzuje się największym udziałem w budowie ścia­ny komórkowej w pełni nasyconych kwasów mikolowych o długości wynoszącej odpowiednio 32, 34 i 36 atomów węgla [19]. Przedstawicielami drugiej, znacznie liczniejszej podgrupy, są m.in. powszechny patogen roślin R. fascians oraz bakterie, takie jak R. rhodnii czy R. ruber. Ich ściana komórkowa cechuje się obecnością kwasów mikolowych o długości 34-54 atomów węgla z jednoczesnym ponad 20% udziałem związków o charakterze wielonienasyco­nym [38,56]. Dowiedziono wpływu przyswajanego źródła węgla na szczegółowy profil kwasów mikolowych w obrę­bie rodzaju Rhodococcus [54]. Niemniej tak duże różnice w wielkości oraz strukturze cząsteczek kwasów mikolo­wych wśród tych mikroorganizmów wydają się cechą ga­tunkową, niezależną od warunków wzrostu in vitro. Różnice dotyczące szczególnie nasycenia łańcuchów węglowodo­rowych kwasów mikolowych w ścianie komórkowej tych bakterii mogą być podyktowane stopniem przepuszczalno­ści ściany komórkowej bezpośrednio związanym z trybem bytowania danego gatunku. Obecnie cechy morfologicz­ne i metaboliczne nie dają całkowitej pewności co do pra­widłowego sklasyfikowania Rhodococcus. Dopiero anali­zy polimorfizmu genów kodujących 16S rRNA wskazują na przynależność części szczepów do spokrewnionych ro­dzajów Dietzia oraz Corynebacterium [39,44].

Nocardia

Bakterie z rodzaju Nocardia stanowią liczną grupę drob­noustrojów glebowych występujących zarówno w klima­cie umiarkowanym, strefach subtropikalnych, jak i tropikal­nych. Stanowią czynnik etiologiczny nokardioz zwierzęcych – infekcji objawiających się głównie zapaleniem sutków [18]. Przypadki nokardioz u ludzi odnotowywane są spo­radycznie, u chorych z obniżoną odpornością wywołując infekcje w obrębie osierdzia, nerek, skóry i tkanek mięk­kich czy układu oddechowego [18,25,68]. Profil kwasów mikolowych charakterystycznych dla rodzaju Nocardia obejmuje wielonienasycone cząsteczki o długości 42-64 atomów węgla. Jedynie N. pseudosporangifera zawiera w ścianie komórkowej kwasy mikolowe o wielkości czą­steczek C₃₂-C₆₂ [37]. Jednocześnie poszczególne gatunki różnią się ilościowym stosunkiem poszczególnych związ­ków względem siebie. Dla N. pseudovaccinii dominujący­mi postaciami kwasów mikolowych są C₅₂, C₅₄ i C₅₆, pod­czas gdy dla N. veterana mają one długość C₅₆, C₅₈, C₆₀ [16,26]. Łańcuchy α-alkilowe kwasów mikolowych nokar­dii cechują się długością 12-18 atomów węgla z możliwie jednym wiązaniem podwójnym. Profil kwasów mikolo­wych pokrywa się z opisanym dla rodzaju Rhodococcus, będąc potencjalnie trudno odróżnialny zwłaszcza w obrę­bie podgrupy tych mikroorganizmów. Niemniej, już róż­nicowanie w obrębie stopnia nasycenia łańcuchów pozwo­li na wydzielenie gatunku R. equi.

Smaragdicoccus

W obrębie rodziny Nocardiaceae wyróżnia się dodatko­wo rodzaj Smaragdicoccus, reprezentowany przez gatunek S. niigatensis wyizolowany z gleby na terenach wydobyw­czych ropy naftowej. Dotychczas nie odnotowano jego pa­togenności u ludzi. Cechuje się dużą konserwatywnością wielkości cząsteczek kwasów mikolowych, mieszczących się w zakresie 43-49 atomów węgla, oraz dużą różnorodno­ścią pod względem stopnia nasycenia [1]. Taki skład kwa­sów mikolowych pozwoliłby na potencjalnie łatwe wyklu­czenie obecności tych mikroorganizmów spośród innych bakterii o podobnej sumarycznej liczbie atomów węgla w cząsteczkach kwasów mikolowych mających znaczenie kliniczne. Charakterystycznie nieparzysta liczba atomów węgla może odnosić się bezpośrednio do obserwacji prze­prowadzonych u R. erythropolis i dotyczyć ewolucyjnego przystosowania do przyswajania jako źródła węgla związ­ków o strukturze liniowej i parzystej liczbie atomów węgla [54]. Obserwacja ta wskazuje na potencjalne możliwości skriningu na podstawie składu kwasów mikolowych wśród mikroorganizmów mogących mieć potencjalne zastosowa­nie w procesach biodegradacji.

Dietzia

Rodzaj Dietzia zdefiniowano po wyodrębnieniu mikroorga­nizmów klasyfikowanych jako Rhodococcus maris w 1995 r. [46]. Obecnie obejmuje on 12 gatunków bytujących zarówno w glebie, jak i środowiskach wodnych. Szczepy patogenne względem ludzi wywołują zakażenia oportunistyczne u pa­cjentów z obniżoną odpornością. Gatunek D. maris został dotychczas wyizolowany z powierzchni protezy stawu bio­drowego, a także rozpatrywany z przypadku bakteriemii oraz rozwarstwienia regionu aorty [5,47]. Bezpośredni udział w infekcjach oportunistycznych u ludzi wywołanych przez D. papillomatosis oraz D. cinnamea nie został dotychczas w peł­ni udowodniony [32,39]. Profil kwasów mikolowych, do­tychczas przeanalizowanych przedstawicieli rodzaju Dietzia wskazuje na pewien stopień konserwatywności w wielkości i strukturze cząsteczek. Wielkość molekuł kwasów mikolo­wych waha się w granicach 30-40 atomów węgla przy do­minującej w pełni nasyconej formie łańcuchów węglowodo­rowych o długości łańcucha α-alkilowego w graniach 14-18 atomów węgla [32,38,63]. Dominującą rolę w ścianie ko­mórkowej D. maris odgrywają związki o wielkości 36 i 35 atomów węgla stanowiąc wspólnie ponad połowę wszyst­kich kwasów mikolowych [38,46]. Profil ten wykazuje wie­le podobieństw z gatunkiem R. equi, u którego dominującą rolę odgrywają kwasy mikolowe o długości łańcucha wę­glowego 32, 34 i 36 atomów węgla. Potencjalnym marke­rem różnicującym pomiędzy R. equi a mikroorganizmami z rodzaju Dietzia wydają się kwasy mikolowe o 35 atomach węgla, występujące w znikomej ilości w ścianie komórko­wej rodzaju Rhodococcus. Dodatkowo cennym markerem różnicującym może być wzajemny stosunek ilościowy kwa­sów mikolowych o długościach łańcuchów węglowych wy­noszących odpowiednio: 34, 35 i 36. Brakuje jednak dal­szych badań kwasów mikolowych charakterystycznych dla rodzaju Dietzia, by wyciągać definitywne wnioski o podo­bieństwach między tymi mikroorganizmami i pewnego wy­odrębnienia markerów różnicowania.

Gordonia

Mikroorganizmy należące do rodzaju Gordonia wywołują infekcje oportunistyczne u ludzi oraz biorą udział w pro­cesach bioremediacji oraz biodegradacji ksenobiotyków. Drobnoustroje te najczęściej izolowane są z przypadków bakteriemii rozprzestrzeniających się z centralnych wkłuć u pacjentów przewlekle hospitalizowanych. Izolowane były również od chorych z zapaleniem płuc, ucha środkowego, infekcjami skóry lub innych tkanek. Wśród mikroorgani­zmów najczęściej wywołujących infekcje układu krwio­nośnego u ludzi wymienia się: G. bronchialis, G. terrae, G. sputi, G. polyisoprenivorans oraz G. otitidis [22]. W ob­rębie Gordonia wyróżnia się dwie podgrupy cechujące się obecnością kwasów mikolowych o wielkości mieszczącej się odpowiednio w zakresach 48-58 oraz 52-64 atomów węgla. Do pierwszej z grup należą m. in. niektóre szcze­py G. amarae, G. amicalis oraz G. sihwensis. Do drugiej grupy zaliczamy większość mikroorganizmów wyizolowa­nych z przypadków bakteriemii, a także G. desulfuricans, G. hirsuta, G. aichiensis [27,38,56]. Spośród patogenów ludz­kich G. otitidis, G. sputi oraz G. polyisoprenivorans cechują się zdecydowaną dominacją kwasów mikolowych o 62 ato­mach węgla, stanowiąc około 50% wszystkich kwasów mi­kolowych w ich ścianie komórkowej. Potencjalnym marke­rem G. bronchialis jest równy wzajemny stosunek ilościowy C₆₀ i C₆₂. Postacią dominującą kwasów mikolowych u G. terrae są cząsteczki składające się z 58 atomów węgla [21]. Obserwuje się zatem wyraźne różnice w strukturze kwa­sów mikolowych ściany komórkowej bakterii patogennych dla człowieka i niepatogennych izolatów środowiskowych. Możliwym zatem wydaje się wyodrębnienie markera lub grupy markerów w postaci kwasów mikolowych, które po­tencjalnie ujawniałby przynależność do rodzaju Gordonia.

Millisia i Skermania

W obrębie rodziny Nocardiaceae wyodrębniono dodatko­wo dwa oddzielne rodzaje mikroorganizmów: Millisia oraz Skermania. Kwasy mikolowe tych rodzajów mają długość podobną, co drobnoustroje należące do rodzaju Gordonia. Millisia brevis charakteryzuje się obecnością w ścianie ko­mórkowej kwasów mikolowych o wielkości 44-52 atomów węgla z dominującą rolą C₄₈, C₅₀ oraz C₅₂ [50]. Parzysta liczba atomów węgla pozwala na potencjalne rozróżnienie M. brevis od S. niigatensis, mimo nakładających się zakre­sów wielkości cząsteczek. Natomiast, Skermania piniformis zawiera kwasy mikolowe o długości 58-64 atomów wę­gla cechujące się obecnością jednonienasyconego łańcu­cha a-alkilowego [11].

Williamsia

Wśród bakterii z rodzaju Williamsia wyodrębnia się obecnie siedem gatunków: W. deligens, W. marianensis, W. maris, W. muralis oraz W. serinedens. Dotychczas odnotowa­no przypadki zakażeń u ludzi obejmujące zapalenie płuc oraz gałki ocznej (W. muralis), a także jeden przypadek bakteriemii (W. serindens) [12,36,64]. Kwasy mikolowe W. muralis zawierają 52-56 atomów węgla, a W. serinedens oraz W. deligens charakteryzują się obecnością wyłącz­nie w pełni nasyconych łańcuchów α-alkilowych o długo­ści 16 lub 18 atomów węgla we wzajemnym stosunku ilo­ściowym zbliżonym do 1:1 [23,62,66].

Tsukamurella

Gatunek Tsukamurella pulmonis po raz pierwszy wy­izolowano z plwociny chorego na gruźlicę płuc w 1996 roku. Obecnie rodzaj ten obejmuje zarówno gatunki izo­lowane ze środowiska, jak i szczepy klinicznie ważne: T. inchonensis, T. paurometabola, T. pseudospumae, T. pulmonis, T. spongiae, T. spumae, T. strandjordii i T. tyrosinosolvens. Wśród głównych zakażeń oportuni­stycznych u ludzi wywołanych przez te mikroorganizmy wymienia się zakażenia krwi związane z wlewami do­żylnymi oraz infekcje dróg oddechowych [6,30,51]. Inne, rzadsze zakażenia obejmują skórę i tkanki miękkie oraz infekcje oka [2,30]. Ściana komórkowa bakterii z rodza­ju Tsukamurella cechuje się obecnością kwasów miko­lowych o liczbie atomów węgla w zakresie 64-76 dla T. tyrosinosolvens, T. spumae oraz T. pseudospumae [65]. Profil kwasów mikolowych T. spongiae rozszerza dolny zakres możliwych mas cząsteczkowych do łańcuchów skła­dających się z co najmniej 58 atomów węgla [40]. Profil kwasów mikolowych dla T. carboxydivorans całkowicie odstaje od wymienionej charakterystyki cechując się obec­nością związków o długości C₈₁-C₉₅. Profil ten zdecydo­wanie bardziej przystaje do składu kwasów mikolowych rodzaju Mycobacterium (ryc. 2) [41].

Ryc. 2. Zróżnicowanie wielkości kwasów mikolowych w obrębie podrzędu Corynebacterineae

Wspólnymi cechami kwasów mikolowych Tsukamurella jest brak dodatkowych grup funkcyjnych w strukturze nie­nasyconych łańcuchów meromikolowych, gdzie liczba po­dwójnych wiązań miedzy atomami węgla może docho­dzić do siedmiu. Dodatkowo możliwe jest występowanie w strukturze tych cząsteczek jedynie łańcuchów α-alkilo­wych o długości 20 lub 22 atomów węgla, całkowicie na­syconych lub mających jedno wiązanie podwójne [65]. Pod względem struktury i długości fragmentu a-alkilo­wego rodzaj Tsukamurella wykazuje duży stopień podo­bieństwa z prątkami atypowymi z rodzaju Mycobacterium z w pełni nasyconymi łańcuchami α-alkilowymi o długo­ści zazwyczaj C₂₄ i C₂₆ z marginalnym udziałem C₂₈ [55]. Mikroorganizmy te mogą być jednak z łatwością rozróż­nialne ze względu na wielkość całych cząsteczek kwasów mikolowych, które u prątków kwasoopornych wahają się w granicach 70-90 atomów węgla, stopniu nasycenia łań­cuchów meromikolowych oraz obecności postaci metok­sy- oraz ketokwasów mikolowych [24].

Segniliparus

Rodzaj Segniliparus obejmuje obecnie dwa oddzielne ga­tunki: Segniliparus rotundus oraz Segniliparus rugosus. Początkowo sklasyfikowane przez CDC (Centers for Disease Control and Prevention) jako trudne do zidentyfikowania szczepy prątków kwasoopornych prawdopodobnie zaanga­żowane w rozwój mikobakterioz w obrębie dróg oddecho­wych [8]. Dotychczas dowiedziono infekcji wywołanych przez Segniliparus głównie u pacjentów z mukuwiscydo­zą oraz w jednym przypadku zapalenia płuc u pacjenta z niemukowiscydozowym rozstrzeniem oskrzeli [10,17,28]. Profil kwasów mikolowych charakterystyczny dla rodzaju Segniliparus nie został szczegółowo określony. Wnioskując z czasu retencji w rozdziale HPLC oraz badań TLC, moż­na stwierdzić, że najprawdopodobniej kwasy mikolowe charakterystyczne dla tego rodzaju mają wielkość 90-110 atomów węgla o nierozgałęzionej strukturze i nie zawie­rają dodatkowych grup funkcyjnych. Pozwoliłoby to łatwo odróżnić te mikroorganizmy od prątków Mycobacterium, z którymi łączy ich obecność C₂₂ i C₂₄ łańcuchów α-alki­lowych kwasów mikolowych [8].

Podsumowanie

Mikroorganizmy należące do rzędu Actinomycetales, pod­rzędu Corynebacterineae cechują się wysoką różnorod­nością pod względem profilu i wielkości cząsteczek kwa­sów mikolowych, obecności grup funkcyjnych, długości poszczególnych łańcuchów węglowodorowych oraz stop­niem nasycenia. Obecne techniki dokładnej analizy che­micznej wykorzystujące spektrometrię mas umożliwiają dostrzec niekiedy subtelne różnice. Pozwoli to na stworze­nie łatwej i szybkiej metody chemiotaksonomicznej opie­rającej się na kwasach mikolowych w obrębie tak złożonej grupy drobnoustrojów o rosnącym znaczeniu klinicznym.

PIŚMIENNICTWO

[1] Adachi K., Katsuta A., Matsuda S., Peng X., Misawa N., Shizuri Y., Kroppenstedt R.M., Yokota A., Kasai H.: Smaragdicoccus niigatensis gen. nov., sp. nov., a novel member of the suborder Corynebacterineae. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2007; 57: 297-301
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Almeida D.R., Miller D., Alfonso E.C.: Tsukamurella: an emerging opportunistic ocular pathogen. Can. J. Ophthalmol., 2010; 45: 290-293
[PubMed]  

[3] Anderson R.J.: The chemistry of lipoids of tubercle bacilli. IX. The occurrence of hexacosanic acid in the unsaponifiable wax. J. Biol. Chem., 1929; 85: 351-354

[4] Asselineau J., Lederer E.: Structure of mycolic acids of Mycobacteria. Nature, 1950; 166: 782-783
[PubMed]  

[5] Bemer-Melchior P., Haloun A., Riegel P., Drugeon H.B.: Bacteremia due to Dietzia maris in an immunocompromised patient. Clin. Infect. Dis., 1999; 29: 1338-1340
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Bouza E., Pérez-Parra A., Rosal M., Martín-Rabadán P., Rodríguez-Créixems M., Marín M.: Tsukamurella: a cause of catheter-related bloodstream infections. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., 2009; 28: 203-210
[PubMed]  

[7] Brennan P.J., Nikaido H.: The envelope of mycobacteria. Annu. Rev. Biochem., 1995; 64: 29-63
[PubMed]  

[8] Butler W.R., Floyd M.M., Brown J.M., Toney S.R., Daneshvar M.I., Cooksey R.C., Carr J., Steigerwalt A.G., Charles N.: Novel mycolic acid-containing bacteria in the family Segniliparaceae fam. nov., including the genus Segniliparus gen. nov., with descriptions of Segniliparus rotundus sp. nov. and Segniliparus rugosus sp. nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2005; 55: 1615-1624
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Butler W.R., Guthertz L.S.: Mycolic acid analysis by high-performance liquid chromatography for identification of Mycobacterium species. Clin. Microbiol. Rev., 2001; 14: 704-726
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Butler W.R., Sheils C.A., Brown-Elliott B.A., Charles N., Colin A.A., Gant M.J., Goodill J., Hindman D., Toney S.R., Wallace R.J. Jr, Yakrus M.A.: First isolations of Segniliparus rugosus from patients with cystic fibrosis. J. Clin. Microbiol., 2007; 45: 3449-3452
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[11] Chun J., Blackall L.L., Kang S.O., Hah Y.C., Goodfellow M.: A proposal to reclassify Nocardia pinensis Blackall et al. as Skermania piniformis gen. nov., comb. nov. Int. J. Syst. Bacteriol., 1997; 47: 127-131
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[12] del Mar Tomas M., Moure R., Saez Nieto J.A., Fojon S., Fernandez A., Diaz M., Villanueva R., Bou G.: Williamsia muralis pulmonary infection. Emerg. Infect. Dis., 2005; 11: 1324-1325
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Donoghue H.D., Lee O.Y., Minnikin D.E., Besra G.S., Taylor J.H., Spigelman M.: Tuberculosis in Dr Granville’s mummy: a molecular re-examination of the earliest known Egyptian mummy to be scientifically examined and given a medical diagnosis. Proc. Biol. Sci., 2010; 277: 51-56
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[14] Ete´madi A.H.: The use of pyrolysis gas chromatography and mass spectroscopy in the study of the structure of mycolic acids. J. Gas. Chromatogr., 1967; 5: 447-456

[15] Glickman M.S.: The mmaA2 gene of Mycobacterium tuberculosis encodes the distal cyclopropane synthase of the alpha-mycolic acid. J. Biol. Chem., 2003; 278: 7844-7849
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Gürtler V., Smith R., Mayall B.C., Pötter-Reinemann G., Stackebrandt E., Kroppenstedt R.M.: Nocardia veterana sp. nov., isolated from human bronchial lavage. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2001; 51: 933-936
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[17] Hansen T., Van-Kerckhof J., Jelfs P., Wainwright C., Ryan P., Coulter C.: Segniliparus rugosus infection, Australia. Emerg. Infect. Dis., 2009; 15: 611-613
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Hidri N., Farina C., Szponar B., Paściak M., Grzegorzewicz A., Mordarska H., Gamian A., Boiron P.: Nokardia i nokardiozy. Pneumonol. Alergol. Pol., 2001; 69: 677-686
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[19] Hsu F.F., Soehl K., Turk J., Haas A.: Characterization of mycolic acids from the pathogen Rhodococcus equi by tandem mass spectrometry with electrospray ionization. Anal. Biochem., 2011; 409: 112-122
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Hsu F.F., Wohlmann J., Turk J., Haas A.: Structural definition of trehalose 6-monomycolates and trehalose 6,6′-dimycolates from the pathogen Rhodococcus equi by multiple-stage linear ion-trap mass spectrometry with electrospray ionization. J. Am. Soc. Mass. Spectrom., 2011; 22: 2160-2170
[PubMed]  

[21] Iida S., Taniguchi H., Kageyama A., Yazawa K., Chibana H., Murata S., Nomura F., Kroppenstedt R.M., Mikami Y.: Gordonia otitidis sp. nov., isolated from a patient with external otitis. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2005; 55: 1871-1876
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Johnson J.A., Onderdonk A.B., Cosimi L.A., Yawetz S., Lasker B.A., Bolcen S.J., Brown J.M., Marty F.M.: Gordonia bronchialis bacteremia and pleural infection: case report and review of the literature. J. Clin. Microbiol., 2011; 49: 1662-1666
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[23] Kämpfer P., Andersson M.A., Rainey F.A., Kroppenstedt R.M., Salkinoja-Salonen M.: Williamsia muralis gen. nov., sp. nov., isolated from the indoor environment of a children’s day care centre. Int. J. Syst. Bacteriol., 1999; 49: 681-687
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[24] Kaneda K., Naito S., Imaizumi S., Yano I., Mizuno S., Tomiyasu I., Baba T., Kusunose E., Kusunose M.: Determination of molecular species composition of C80 or longer-chain alpha-mycolic acids in Mycobacterium spp. by gas chromatography-mass spectrometry and mass chromatography. J. Clin. Microbiol., 1986; 24: 1060-1070
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Kanne J.P., Yandow D.R., Mohammed T.L., Meyer C.A.: CT findings of pulmonary nocardiosis. AJR. Am. J. Roentgenol., 2011; 197: W266-W272
[PubMed]  

[26] Kim K.K., Roth A., Andrees S., Lee S.T., Kroppenstedt R.M.: Nocardia pseudovaccinii sp. nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2002; 52: 1825-1829
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[27] Klatte S., Rainey F.A., Kroppenstedt R.M.: Transfer of Rhodococcus aichiensis Tsukamura 1982 and Nocardia amarae Lechevalier and Lechevalier 1974 to the genus Gordona as Gordona aichiensis comb. nov. and Gordona amarae comb. nov. Int. J. Syst. Bacteriol., 1994; 44: 769-773
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[28] Koh W.J., Choi G.E., Lee S.H., Park Y.K., Lee N.Y., Shin S.J.: First case of Segniliparus rotundus pneumonia in a patient with bronchiectasis. J. Clin. Microbiol., 2011; 49: 3403-3405
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Laval F., Lanéelle M.A., Déon C., Monsarrat B., Daffé M.: Accurate molecular mass determination of mycolic acids by MALDI-TOF mass spectrometry. Anal Chem., 2001; 73: 4537-4544
[PubMed]  

[30] Liu C.Y., Lai C.C., Lee M.R., Lee Y.C., Huang Y.T., Liao C.H., Hsueh P.R.: Clinical characteristics of infections caused by Tsukamurella spp. and antimicrobial susceptibilities of the isolates. Int. J. Antimicrob. Agents., 2011; 38: 534-537
[PubMed]  

[31] Liu J., Barry C.E. 3rd, Besra G.S., Nikaido H.: Mycolic acid structure determines the fluidity of the mycobacterial cell wall. J. Biol. Chem., 1996; 271: 29545-29551
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[32] Mayilraj S., Suresh K., Kroppenstedt R.M., Saini H.S.: Dietzia kunjamensis sp. nov., isolated from the Indian Himalayas. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2006; 56: 1667-1671
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Mederos L., Valdivia J.A., Valero-Guillén P.L.: Analysis of the structure of mycolic acids of Mycobacterium simiae reveals a particular composition of alpha-mycolates in strain ‘habana’ TMC 5135, considered as immunogenic in tuberculosis and leprosy. Microbiology, 2007; 153: 4159-4165
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Minnikin D.E., Alshamaony L., Goodfellow M.: Differentiation of Mycobacterium, Nocardia, and related taxa by thin-layer chromatographic analysis of whole-organism methanolysates. J. Gen. Microbiol., 1975; 88: 200-204
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[35] Minnikin D.E., Dobson G., Parlet J.H., Datta A.K., Minnikin S.M., Goodfellow M.: Topics in lipid research: from structural elucidation to biological function. Analysis of mycobacteria mycolic acids. Royal Society of Chemistry, London 1986, 139-143

[36] Murray R.J., Aravena-Román M., Kämpfer P.: Endophthalmitis due to Williamsia muralis. J. Med. Microbiol., 2007; 56: 1410-1412
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Nishiuchi Y., Baba T., Hotta H.H., Yano I.: Mycolic acid analysis in Nocardia species. The mycolic acid compositions of Nocardia asteroides, N. farcinica, and N. nova. J. Microbiol. Methods., 1999; 37: 111-122
[PubMed]  

[38] Nishiuchi Y., Baba T., Yano I.: Mycolic acids from Rhodococcus, Gordonia, and Dietzia. J. Microbiol. Methods., 2000; 40: 1-9
[PubMed]  

[39] Niwa H., Lasker B.A., Hinrikson H.P., Franzen C.G., Steigerwalt A.G., Whitney A.M., Brown J.M.: Characterization of human clinical isolates of Dietzia species previously misidentified as Rhodococcus equi. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., 2011; 31: 811-812
[PubMed]  

[40] Olson J.B., Harmody D.K., Bej A.K., McCarthy P.J.: Tsukamurella spongiae sp. nov., a novel actinomycete isolated from a deep-water marine sponge. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2007; 57: 1478-1481
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[41] Park S.W., Kim S.M., Park S.T., Kim Y.M.: Tsukamurella carboxydivorans sp. nov., a carbon monoxide-oxidizing actinomycete. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2009; 59: 1541-1544
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Paściak M., Mordarska H., Szponar B., Gamian A.: Metody chemiotaksonomiczne w rozpoznawaniu zakażeń wywoływanych przez aktynobakterie. Postępy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 403-412
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Pignone M., Greth K.M., Cooper J., Emerson D., Tang J.: Identification of mycobacteria by matrix-assisted laser desorption ionization-time-of-flight mass spectrometry. J. Clin. Microbiol., 2006; 44: 1963-1970
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] Pilares L., Agüero J., Vázquez-Boland J.A., Martínez-Martínez L., Navas J.: Identification of atypical Rhodococcus-like clinical isolates as Dietzia spp. by 16S rRNA gene sequencing. J. Clin. Microbiol., 2010; 48: 1904-1907
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[45] Rafidinarivo E., Lanéelle M.A., Montrozier H., Valero-Guillén P., Astola J., Luquin M., Promé J.C., Daffé M.: Trafficking pathways of mycolic acids: structures, origin, mechanism of formation, and storage form of mycobacteric acids. J. Lipid Res., 2009; 50: 477-490
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Rainey F.A., Klatte S., Kroppenstedt R.M., Stackebrandt E.: Dietzia, a new genus including Dietzia maris comb. nov., formerly Rhodococcus maris. Int. J. Syst. Bacteriol., 1995; 45: 32-36
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[47] Reyes G., Navarro J.L., Gamallo C., delas Cuevas M.C.: Type A aortic dissection associated with Dietzia maris. Interact. Cardiovasc. Thorac. Surg., 2006; 5: 666-668
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Yassin A.F., Young C.C., Lai W.A., Hupfer H., Arun A.B., Shen F.T., Rekha P.D., Ho M.J.: Williamsia serinedens sp. nov., isolated from an oil-contaminated soil. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2007; 57: 558-561
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[49] Saleeb P.G., Drake S.K., Murray P.R., Zelazny A.M.: Identification of mycobacteria in solid-culture media by matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry. J. Clin. Microbiol., 2011; 49: 1790-1794
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Salvadó-Viader J.M., Molina-Torres C.A., Guerrero-Olazarán M.: Detection and identification of mycobacteria by mycolic acid analysis of sputum specimens and young cultures. J. Microbiol. Methods, 2007; 70: 479-483
[PubMed]  

[51] Savini V., Fazii P., Favaro M., Astolfi D., Polilli E., Pompilio A., Vannucci M., D’Amario C., Di Bonaventura G., Fontana C., D’Antonio D.: Tuberculosis-like pneumonias by the aerobic actinomycetes Rhodococcus, Tsukamurella and Gordonia. Microbes. Infect., 2011; 14: 401-410
[PubMed]  

[52] Schwartz M.A., Tabet S.R., Collier A.C., Wallis C.K., Carlson L.C., Nguyen T.T., Kattar M.M., Coyle M.B.: Central venous catheter-related bacteremia due to Tsukamurella species in the immunocompromised host: a case series and review of the literature. Clin. Infect. Dis., 2002; 35: e72-e77
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Shui G., Bendt A.K., Jappar I.A., Lim H.M., Laneelle M., Hervé M., Via L.E., Chua G.H., Bratschi M.W., Rahim S.Z., Michelle A.L., Hwang S.H., Lee J.S., Eum S.Y., Kwak H.K., Daffé M., Dartois V., Michel G., Barry C.E.3rd, Wenk M.R.: Mycolic acids as diagnostic markers for tuberculosis case detection in humans and drug efficacy in mice. EMBO Mol. Med., 2012; 4: 27-37
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Soddell J.A., Stainsby F.M., Eales K.L., Kroppenstedt R.M., Seviour R.J., Goodfellow M.: Millisia brevis gen. nov., sp. nov., an actinomycete isolated from activated sludge foam. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2006; 56: 739-744
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Sokolovská I., Rozenberg R., Riez C., Rouxhet P.G., Agathos S.N., Wattiau P.: Carbon source-induced modifications in the mycolic acid content and cell wall permeability of Rhodococcus erythropolis 9. Appl. Environ. Microbiol., 2003; 69: 7019-7027
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Song S.H., Park K.U., Lee J.H., Kim E.C., Kim J.Q., Song J.: Electrospray ionization-tandem mass spectrometry analysis of the mycolic acid profiles for the identification of common clinical isolates of mycobacterial species. J. Microbiol. Methods, 2009; 77: 165-177
[PubMed]  

[57] Stratton H.M., Brooks P.R., Seviour R.J.: Analysis of the structural diversity of mycolic acids of Rhodococcus and Gordonia [correction of Gordonla] isolates from activated sludge foams by selective ion monitoring gas chromatography-mass spectrometry (SIM GC-MS). J. Microbiol. Methods, 1999; 35: 53-63
[PubMed]  

[58] Takayama K., Wang C., Besra G.S.: Pathway to synthesis and processing of mycolic acids in Mycobacterium tuberculosis. Clin. Microbiol. Rev., 2005; 18: 81-101
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Tindall B.J., Euzeby J.P.: A taxonomic note on the authorship and date of valid publication of Rhodococcus sputi. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2001; 51: 255-256
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[60] Uenishi Y., Takii T., Yano I., Sunagawa M.: Separation and molecular characterization of mycolic acid from the cell wall skeleton of Mycobacterium bovis BCG Tokyo 172 (SMP-105) and BCG substrains by normal-phase high performance liquid chromatography and liquid chromatography/mass spectrometry. J. Microbiol. Methods, 2009; 77: 320-322
[PubMed]  

[61] Viader-Salvadó J.M., Molina-Torres C.A., Guerrero-Olazarán M.: Detection and identification of mycobacteria by mycolic acid analysis of sputum specimens and young cultures. J. Microbiol. Methods, 2007; 70: 479-483
[PubMed]  

[62] Watanabe M., Aoyagi Y., Ridell M., Minnikin D.E.: Separation and characterization of individual mycolic acids in representative mycobacteria. Microbiology, 2001; 147: 1825-1837
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[63] Yassin A.F., Hupfer H.: Williamsia deligens sp. nov., isolated from human blood. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2006; 56: 193-197
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[64] Yassin A.F., Hupfer H., Schaal K.P.: Dietzia cinnamea sp. nov., a novel species isolated from a perianal swab of a patient with a bone marrow transplant. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2006; 56: 641-645
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Yassin A.F., Lombardi S.J., Fortunato S.J., McNabb P.C., Carr M.B., Trabue C.H.: Perinatal sepsis caused by Williamsia serinedens infection in a 31-year-old pregnant woman. J. Clin. Microbiol., 2010; 48: 2626-2629
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] Yassin A.F., Rainey F.A., Brzezinka H., Burghardt J., Rifai M., Seifert P., Feldmann K., Schaal K.P.: Tsukamurella pulmonis sp. nov. Microbiol Immunol., 1996; 40: 1-4

[67] Yoon J.H., Kang S.S., Cho Y.G., Lee S.T., Kho Y.H., Kim C.J., Park Y.H.: Rhodococcus pyridinivorans sp. nov., a pyridine-degrading bacterium. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2000; 6: 2173-2180
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[68] Yu X., Han F., Wu J., He Q., Peng W., Wang Y., Huang H., Li H., Wang R., Chen J.: Nocardia infection in kidney transplant recipients: case report and analysis of 66 published cases. Transpl. Infect. Dis., 2011; 13: 385-391
[PubMed]  

[69] Zhang Y.Q., Li W.J., Kroppenstedt R.M., Kim C.J., Chen G.Z., Park D.J., Xu L.H., Jiang C.L.: Rhodococcus yunnanensis sp. nov., a mesophilic actinobacterium isolated from forest soil. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2005; 55:1133-1137
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text