Streszczenie

System ubikwityna-proteasom jest jednym z głównych szlaków selektywnie degradujących białka komórkowe i regulujących większość procesów kluczowych dla zachowania homeostazy komórki. Degradacji proteasomalnej ulegają między innymi białka odpowiadające za transduk­cję sygnału oraz regulację metabolizmu, cyklu komórkowego i apoptozy. Inhibicja systemu ubi­kwityna-proteasom powoduje zahamowanie proliferacji komórek i indukcję apoptozy, szcze­gólnie w komórkach nowotworowych, przez co jest obiecującą strategią terapii nowotworów, potwierdzoną przez wyniki badań klinicznych. Niniejszy artykuł podsumowuje badania nad dotychczas poznanymi inhibitorami proteasomu, różniącymi się budową chemiczną i mecha­nizmem działania, ze szczególnym naciskiem na ich wpływ na zjawiska wewnątrzkomórkowe związane z apoptozą i regulacją cyklu komórkowego.

Słowa kluczowe: inhibicja proteasomu, chemioterapia nowotworów, chemioprewencja, indukcja apoptozy

Summary

The ubiquitin-proteasome system is one of the main pathways involved in degradation of cel­lular proteins and regulation of most biochemical processes critical for maintaining cellular ho­meostasis. Among proteins that undergo proteasomal degradation are those involved in signal transduction, metabolism regulation, cell cycle control and apoptosis. Therefore, inhibition of the ubiquitin-proteasome system causes inhibition of cell proliferation and induction of apop­tosis, especially in cancer cells, which makes it a promising strategy of cancer therapy that is already supported by clinical trials. This article summarizes reports of known proteasome in­hibitors, differing in chemical structure and mechanism of action, emphasizing their effects on intracellular phenomena related to apoptosis and cell cycle control.

Key words: proteasome inhibition, cancer chemotherapy, chemoprevention, induction of apoptosis

Wykaz skrótów:

CDK – kinazy zależne od cyklin; C-L – aktywność kaspazopodobna; CT-L – aktywność chy­motrypsynopodobna; EGCG – 3-galusan epigallokatechiny; IGF-1 – insulinopodobny czynnik wzrostu-1; IL – interleukina; IκBα – inhibitor czynnika transkrypcyjnego kappa B; JNK – kinaza N-końcowa białka c-Jun; MDR – oporność wielolekowa; NF-κB – czynnik transkrypcyjny kappa B; TL – aktywność trypsynopodobna; Ub – ubikwityna; UPS – system ubikwityna – proteasom.

Wstęp

Znajomość molekularnych podstaw procesów choro­bowych, włączając procesy nowotworowe, pozwala na rozwój nowoczesnych metod celowanej terapii, a także strategii chemioprewencyjnych, mających na celu zapo­bieganie rozwojowi choroby lub wspomaganie działa­nia czynników terapeutycznych. W patogenezie chorób degeneracyjnych i nowotworowych istotną rolę odgry­wa wiele ścieżek przekaźnictwa sygnałowego, których nieprawidłowa regulacja prowadzi do zmiany fenotypu komórki i zaburzeń tak ważnych procesów, jak regu­lacja cyklu, wzrostu, śmierci, różnicowania czy adhezji komórek [34,84]. Istotnym problemem w terapii no­wotworów jest złożoność procesu chorobowego oraz wiele niekorzystnych cech nabywanych przez komórki w czasie progresji, które w efekcie utrudniają skutecz­ną terapię. W sygnalizacji komórkowej, a także w po­wstawaniu zaburzeń na poziomie transdukcji istotną rolę odgrywają procesy degradacji białek sygnałowych, do których zalicza się system ubikwityna-proteasom. Ze względu na to, że system ten jest zaangażowany w wiele procesów ważnych dla patogenezy i rozwoju choroby nowotworowej, jego inhibicja okazuje się ra­cjonalnym podejściem zarówno w kontekście terapii, jak i prewencji, co potwierdza zadowalająca skutecz­ność inhibitorów proteasomu w badaniach klinicznych [17,55]. Skłania to badaczy do poszukiwania nowych związków, wykazujących podobne właściwości. W ar­tykule podsumowano doniesienia dotyczące inhibito­rów proteasomu o zróżnicowanej budowie chemicznej i pochodzących z różnych źródeł. W sposób szczególny zwrócono uwagę na wpływ tych substancji na zjawiska komórkowe związane z kontrolą cyklu komórkowego czy indukcją apoptozy.

System ubikwityna-proteasom

W komórkach eukariotycznych można wyróżnić dwa komplementarne procesy mające za zadanie degrada­cję rodzimych białek wewnątrzkomórkowych: degrada­cję lizosomalną, w tym makroautofagię oraz degrada­cję proteasomalną. Lizosomy rozkładają głównie białka pozakomórkowe, które dostały się do wnętrza komórki poprzez endocytozę lub – w ramach ściśle regulowa­nej makroautofagii – białka wewnątrzkomórkowe, ale tylko w przypadku, jeśli komórka poddana jest silne­mu stresowi (np. podczas głodzenia), bądź białka te są uszkodzone. Zadaniem makroautofagii, przeprowa­dzanej w autolizosomach otoczonych podwójną błoną, jest kontrolowany rozkład dużych struktur białkowych, cytosolu i organelli, w celu utylizacji wadliwej struk­tury i/lub pozyskania surowców strukturalnych bądź energetycznych. Proteasomy są z kolei odpowiedzialne za kontrolowaną degradację białek o niższych masach cząsteczkowych, w tym białek sygnałowych o krótkim okresie półtrwania oraz białek wadliwie sfałdowanych [29,96].

Proteasom jest główną częścią systemu określanego jako system ubikwityna-proteasom (UPS). Białka przezna­czone do degradacji proteasomalnej są najpierw roz­poznawane i oznaczane przez przyłączenie ubikwityny (Ub), niewielkiego białka złożonego z 76 reszt ami­nokwasowych. Proces ubikwitynylacji jest kilkuetapo­wy i obejmuje kolejno: aktywację Ub przez enzym E1, transfer aktywnej Ub na enzym klasy E2 i dalej ligację Ub z docelowym białkiem, katalizowaną przez enzymy klasy E3. Cząsteczka Ub przyłączona do białka mają­cego ulec degradacji staje się następnie kolejnym sub­stratem enzymu E3, co skutkuje powstaniem łańcucha poliubikwityny (poli-Ub). Białko z przyłączonym łań­cuchem poli-Ub, złożonym z co najmniej 4 reszt Ub, jest rozpoznawane przez proteasom i po odłączeniu łańcucha poli-Ub przez enzymy deubikwitynylujące (DUB) następuje jego rozkład na oligopeptydy. Łań­cuch poli-Ub jest następnie rozkładany na monomery Ub (ryc. 1) [12,26,63].

Ryc. 1. Mechanizm działania systemu ubikwityna-proteasom. Ub – ubikwityna, E1 – enzym aktywujący ubikwitynę, E2 – enzym koniugujący ubikwitynę,E3 – enzym o aktywności ligazy ubikwityna-białko, DUB – enzym deubikwitynylujący

O ile E1 jest pojedynczym enzymem, klasa E2 liczy u ssa­ków około 40 różnych enzymów. Różnice między enzy­mami klasy E2 sprowadzają się do typu poliubikwityny­lacji, jako że cząsteczki Ub zawierają 7 reszt lizynowych, z których każda może potencjalnie służyć jako „punkt za­czepu” dla następnej cząsteczki Ub (choć najczęściej jest to Lys48). Klasa E3 jest jeszcze szersza i liczy około 1000 wysoce swoistych enzymów, których zadaniem jest roz­poznanie określonego białka i umożliwienie jego poliubi­kwitynylacji [26,63].

Sam proteasom jest złożonym kompleksem białkowym o masie około 2,5 MDa i znajduje się w jądrze lub cyto­solu każdej komórki eukariotycznej. Jego poszczególne komponenty noszą nazwy związane z ich stałą sedy­mentacji Svedberga. Ludzki proteasom jest określany jako 26S i składa się z rdzenia 20S o masie 670 kDa (określanego także jako proteasom 20S) oraz dwóch cząstek regulatorowych 19S (masa ~1 MDa). Rdzeń ma postać tuby złożonej z czterech pierścieni – dwa zewnętrzne pełnią rolę „bramki” i każdy z nich składa się z 7 podjednostek α, natomiast każdy z dwóch we­wnętrznych złożony jest z 7 podjednostek ß o aktyw­ności katalitycznej. Cząstka regulatorowa 19S składa się z 19 podjednostek, z których 10 tworzy pierścień przylegający do rdzenia, a 9 pozostałych „pokrywkę” wiążącą łańcuch poli-Ub (ryc. 2). Zadaniem cząstki re­gulatorowej jest rozpoznanie łańcucha poli-Ub i roz­winięcie przyłączonego do niego białka tak, aby mogło ono wniknąć do wnętrza rdzenia i tam ulec degradacji [63,86,99].

Ryc. 2. Struktura proteasomu 26S. Kompleks składa się z części rdzeniowej (proteasomu 20S) oraz dwóch części regulatorowych 19S. W skład proteasomu 20S wchodzą dwa pierścienie zewnętrzne (każdy złożony z podjednostek α1-α7) oraz dwa pierścienie wewnętrzne (każdy złożony z podjednostek β1-β7). Trzy spośród podtypów podjednostek β odpowiadają za trzy podstawowe aktywności proteolityczne kompleksu

Proteasom 20S, inaczej niż typowe proteazy, ma zdol­ność degradacji prawie wszystkich wiązań w substracie białkowym, dzięki posiadaniu kilku aktywności pepty­dazowych wewnątrz jednej komory proteolitycznej [59]. Kompleks 20S jest konformacyjnie elastyczny, aktywne miejsca katalityczne umiejscowione są na wewnętrznej powierzchni cylindra, gdzie ulegają wiązaniu substra­ty białkowe. Aktywne miejsca katalityczne proteasomu otrzymały nazwy zależnie od swojej swoistości substra­towej. Aktywność odpowiedzialna za rozbijanie wiązań hydrofobowych, przypominająca tą, jaką wykazuje chy­motrypsyna, została nazwana aktywnością chymotryp­synopodobną (CT-L – chymotrypsin-like). Na tej samej zasadzie scharakteryzowano aktywność trypsynopodob­ną, której wynikiem jest rozpoznawanie reszt aminokwa­sów zasadowych i rozcinanie wiązań przy tych resztach (T-L – trypsin-like) oraz kaspazopodobną, działającą analogicznie, lecz dla reszt kwasowych (C-L – caspase­-like lub PGPH – post-glutamyl peptide hydrolizing) [59,78]. Poza tymi dobrze poznanymi aktywnościa­mi odkryto, iż proteasom ma jeszcze dwie: preferują­cą aminokwasy o rozgałęzionych łańcuchach bocznych (BrAAP – branched-chain amino acid-preferring) oraz preferującą niskocząsteczkowe aminokwasy neutralne (SNAAP – small neutral amino acid-preferring) [76]. Kolejne badania udowodniły, iż każda z wymienionych aktywności jest przyporządkowana do innej podjednost­ki w katalitycznej części proteasomu. Podjednostki β1 są związane z C-L, β5 z CT-L a β2 z T-L [59]. Podjed­nostki te nie działają indywidualnie, lecz rozpad nastę­puje jako multikatalityczna sekwencja zdarzeń. Ustalono także hierarchię aktywności proteasomu i ich znaczenie dla wzrostu komórek. Za najważniejszą z punktu widze­nia przydatności, jako cel oddziaływania czynników te­rapeutycznych przyjęto uważać aktywność chymotryp­synopodobną, następnie trypsynopodobną, natomiast za najmniej ważną kaspazopodobną. Hierarchia ta została ustalona na podstawie przeżywalności mutantów z de­fektami poszczególnych aktywności [94]. Wydaje się jednak, że istotność hamowania poszczególnych aktyw­ności zależy w dużej mierze od charakteru białka, które w danym przypadku ulega degradacji. Ponadto ustalono, że jednoczesne hamowanie aktywności CT-L oraz C-L znacznie podnosi efekt zablokowania proteolizy zależnej od proteasomu [39].

Proteasomy mają również swoje odpowiedniki wystę­pujące głównie w narządach układu immunologicznego, zwane immunoproteasomami i zawierające alternatyw­ne podjednostki katalityczne β1i, β2i oraz β5i. Podjed­nostki β2i oraz β5i charakteryzują się większą aktyw­nością proteolityczną niż ich standardowe odpowiedniki i służą do wytwarzania polipeptydów, które są następnie prezentowane jako antygeny w ramach MHC I [26,63]. Swoisty typ immunoproteasomu wykryto w grasicy i na­zwano tymoproteasomem. Zawiera on jednostkę kata­lityczną β5t, charakteryzującą się specyficzną aktywno­ścią enzymatyczną. Białko to ulega ekspresji w korowej warstwie komórek epitelialnych grasicy i bierze udział w pozytywnej selekcji tymocytów [58]. Myszy pozba­wione genu kodującego podjednostkę β5t wykazują nie­dobór limfocytów T CD8⁺. Wydaje się, że do wytworze­nia immunokompetentnych komórek cytotoksycznych T CD8⁺ niezbędne jest wytwarzanie odpowiedniego peptydu MHC I, które z kolei jest uzależnione od ak­tywności tymoproteasomu [65].

Znaczenie inhibicji UPS w homeostazie komórkowej i kancerogenezie

Ze względu na to, że substratami proteasomu są zarówno białka uszkodzone, wadliwie złożone i białka sygnałowe, w tym prekursory białek wymagających proteolitycznej aktywacji, pełni on niezwykle istotną rolę w utrzymaniu homeostazy komórkowej.

Poprzez kontrolę poziomu białek regulatorowych w ko­mórce proteasomy uczestniczą w regulacji jej podstawo­wych procesów życiowych, takich jak: progresja cyklu ko­mórkowego, onkogeneza, transkrypcja, rozwój, wzrost, szlaki metaboliczne, selektywna degradacja uszkodzonych białek czy wytwarzanie antygenów. Nagromadzenie białek wadliwych może ostatecznie uruchomić programowaną śmierć komórki (apoptozę) lub indukować makroautofagię w ramach próby naprawy uszkodzeń [20,86,96].

Komórki nowotworowe charakteryzują się m.in. niekon­trolowanym wzrostem, niewielką podatnością na apop­tozę, a niekiedy podwyższoną wrażliwością na szkodliwe czynniki, co związane jest z rozregulowanym cyklem ko­mórkowym i drastycznie przyspieszonym metabolizmem. Obecne strategie terapeutyczne mają głównie na celu wy­muszenie apoptozy w tych komórkach poprzez działanie genotoksyczne lub zahamowanie ich proliferacji [32].

Do białek degradowanych przez UPS należą białka pro­apoptotyczne z rodziny Bcl-2, ujemne regulatory cyklu komórkowego (p53, p21Waf1/Cip1, p27Kip1) i inne ele­menty sygnalizacji wewnątrzkomórkowej, takie jak in­hibitor czynnika transkrypcyjnego NF-κB, białko IκB (tabela 1). Inhibicja systemu UPS prowadzi zatem do sta­bilizacji wielu istotnych czynników proapoptotycznych [86,95].

Tabela 1. Substraty proteasomu 26S

Uwzględniając to, że aktywność proteasomu 26S w ko­mórkach nowotworowych jest najczęściej podwyższona, co stanowi swoistą ochronę tych komórek przed apop­tozą, inhibicja UPS wydaje się obiecującą strategią tera­pii przeciwnowotworowej [6,92], która obecnie przynosi wymierne efekty, zarówno w badaniach laboratoryjnych, jak i klinicznych. Indukcję apoptozy i zahamowanie cyklu komórkowego wiąże się głównie z zahamowaniem ak­tywności CT-L proteasomu [62].

Skutki inhibicji proteasomów

Wiele podstawowych procesów komórkowych jest zwią­zanych z funkcjonowaniem proteasomu i szlaku UPS, w związku z czym inhibicja proteasomu wpływa na wzrost komórek, regulację cyklu komórkowego i apop­tozę. Niżej podano przykłady skutków inhibicji prote­asomu 26S.

Wpływ na wzrost komórek i procesy starzenia

Inhibicja proteasomu obniża transkrypcję głów­nych cząsteczek związanych z kaskadami sygnałowy­mi, związanymi ze wzrostem i przeżyciem komórek, np. następuje obniżenie ekspresji insulinopodobnego czynnika wzrostu 1 (IGF-1), jego receptora (IGF-1R) i cząsteczek regulujących (np. substrat receptora insu­linowego IRS-1). Szlak sygnalizacji związany z IGF-1 promuje wzrost komórek w niektórych nowotworach (np. w szpiczaku mnogim), ich przeżycie i oporność na niektóre leki. IGF-1 jest wytwarzanym przez komór­ki gospodarza czynnikiem wzrostu umożliwiającym wędrówkę komórek nowotworowych podczas meta­stazy. Podobnie jak interleukina 8 (IL-8) i histamina, IGF-1 może powodować zmiany kształtu komórek, rearanżację cytoszkieletu, zmiany w adhezji komórek i płynności błon, umożliwiające powstanie przerzu­tów. Szlaki sygnalizacyjne związane z insuliną i czyn­nikiem IGF-1 odgrywają także istotną rolę w proce­sach starzenia. Stymulacja komórek za pomocą IGF-1 powoduje wzrost aktywności proteasomu [49]. Wydaje się, że odpowiedni poziom IGF-1 odgrywa zatem rolę w zależnym od proteasomu usuwaniu utlenionych bia­łek w komórkach nerwowych. IGF-1 prawdopodob­nie wpływa na aktywność proteasomu poprzez szlak kinazy mTOR. Zahamowanie aktywności proteaso­mu może być zatem zarówno konsekwencją, jak i jedną z przyczyn procesów starzenia.

Wpływ na apoptozę

Inhibicja proteasomu wpływa istotnie na proces apop­tozy. Istnieje przynajmniej pięć mechanizmów apopto­zy, związanej z regulacją systemu proteasomu 26S. Po pierwsze, obniżenie aktywności proteasomu prowadzi do podwyższenia poziomu białka inhibitorowego li­ganda Fas (FLIP), co sprzyja apoptozie, przez zwięk­szenie aktywacji kaspazy 8. Drugi mechanizm nie wiąże się bezpośrednio z inhibicją proteasomu, lecz z ochro­ną degradacji białka BAX poprzez jego dimeryzację (podczas gdy w prawidłowych komórkach jest ono mo­nomeryczne). BAX przemieszcza się wtedy do wnę­trza mitochondrium, sprzyjając uwalnianiu cytochro­mu c i drugiego mitochondrialnego aktywatora kaspaz, SMAC. To prowadzi do aktywacji kaspazy 9 i tworze­nia apoptosomu [103]. Trzeci mechanizm związany jest z hamowaniem degradacji białka IκB, co z kolei hamu­je aktywność transkrypcyjną czynnika transkrypcyjne­go NF-κB i prowadzi do obniżenia ekspresji białek an­tyapoptotycznych, takich jak Bcl-2, A1 oraz inhibitora kaspazy 9 XIAP [74]. Prowadzi to w konsekwencji do uwolnienia cytochromu c do cytosolu i aktywacji kaska­dy kaspaz, stymulując apoptozę. Kolejny szlak apopto­zy związany jest z nagromadzeniem innych substratów proteasomu, takich jak: kinaza JNK i czynnik c-myc. Stabilizacja JNK prowadzi do zwiększonej fosforylacji c-Jun i podnosi zdolność wiązania się AP-1 do DNA, co prowadzi do podwyższonej ekspresji receptora śmierci Fas. Jednocześnie wzrasta również ekspresja FasL, zależ­na od czynnika transkrypcyjnego c-myc, który również gromadzi się wskutek inhibicji proteasomu. Przyłącze­nie FasL do Fas uaktywnia kaspazę 8, która jest główną kaspazą apoptozy, prowadząc nieuchronnie do kontro­lowanej śmierci komórki. Wreszcie, inhibicja proteaso­mu skutkuje zwiększeniem poziomu białka p53, które z kolei powoduje wzrost ekspresji wielu czynników pro­apoptotycznych (np. Bax) i obniża ekspresję czynników antyapoptotycznych. Białko p53 wpływa również na przebieg cyklu komórkowego poprzez transaktywację białka p21 [67].

Wynika z tego, że inhibicja proteasomu może indukować apoptozę zarówno przez aktywację szlaku mitochondrial­nego (wewnątrzkomórkowego), jak i receptorowego (ze­wnątrzkomórkowego).

Wpływ na cykl komórkowy

Degradacja cyklin zależna od proteasomu jest jed­nym z głównych mechanizmów odpowiedzialnych za regulację cyklu komórkowego. Zależne od cyklin ki­nazy CDK wiążą się do cyklin, które ulegają ekspre­sji tylko w specyficznych momentach cyklu, tworząc enzymatyczny kompleks cyklina/CDK. Kompleks ten jest kontrolowany przez inhibitory CDK: p21WAF1 i p27KIP1,19, które są substratami proteasomu. Inhi­bicja proteasomu skutkuje nagromadzeniem inhibito­rów CDK, co prowadzi do zatrzymania cyklu komór­kowego [77,78].

Wpływ na pompy błonowe i zjawisko oporności wielolekowej (MDR)

Zjawisko oporności wielolekowej w komórkach nowo­tworowych związane jest z nadmierną aktywnością gli­koproteiny P (MDR1), wypompowującej leki poza ko­mórkę, co skutecznie zmniejsza ich stężenie i tym samym efektywność terapii. Wykazano, że proteasom 26S bierze udział w procesie dojrzewania glikoproteiny P [91].

W niektórych badaniach stwierdzono, że inhibitory pro­teasomów zmniejszają aktywność transporterów błono­wych z rodziny ABC (ATP-binding cassette), do których należy glikoproteina P (PgP). Taką aktywność wykazy­wał syntetyczny peptyd MG132 w komórkach raka żo­łądka linii SGC7901/VCR [104]. Wcześniej wykazano, że zarówno MG132, jak i bortezomib hamuje aktywność PgP poprzez szlak kinaz MAP i czynnika NF-κB w ko­mórkach raka piersi MCF7 [25]. Podobne działanie bor­tezomibu w liniach wykazujących nadekspresję MDR1, KB 8-5 i K 562/i-S9 wykazano w badaniach Panischevej i wsp., wskazując jednak na oddziaływanie tego leku na białko YB-1 [69]. Takie działanie inhibitorów proteaso­mu sugeruje ich zastosowanie w terapii skojarzonej w celu zwiększenia efektów i obniżenia zjawiska oporności wie­lolekowej.

Możliwość indukcji makroautofagii i ekspresji białek szoku cieplnego

Z powodu roli, którą proteasomy pełnią w homeostazie komórki, ich inhibicja może uruchomić mechanizmy ada­ptacyjne zwiększające szanse komórki na przeżycie.

Inhibitory proteasomu prowadzą do wzrostu transkryp­cji genów kodujących białka z rodzin HSP90, HSP70, HSP40, HSP28, HSP apg-1 i mitochondrialnego HSP75. Białka te, należące do białek opiekuńczych (cha­perons), pełnią znaczącą rolę w rozwijaniu się mechani­zmów oporności na związki terapeutyczne. Komórki no­wotworowe traktowane inhibitorami proteasomu dążą do kompensowania obniżonej aktywności tej proteazy przez zwiększanie jej syntezy i syntezy cząsteczek chapero­nowych. Takie zachowanie może być dowodem na nie­zbędność proteasomu do przeżycia komórki oraz suge­rować możliwość użycia inhibitorów chaperonów w celu wzmocnienia terapii inhibitorami proteasomów [53].

Innym zjawiskiem obserwowanym w inhibicji prote­asomów jest indukcja autofagii, jako komplementarne­go procesu niszczenia wadliwych struktur białkowych i odzysku aminokwasów. Chociaż intensywna auto­fagia może równie dobrze prowadzić do autofagicznej śmierci komórki, indukcja autofagii w komórkach no­wotworowych jest powszechnie uważana za zjawisko niepożądane, dzięki któremu komórka nowotworo­wa może pozbyć się uszkodzonych struktur i pozyskać dodatkowe substraty budulcowe i energetyczne. Zaha­mowanie aktywności proteasomu skutkuje akumulacją ubikwitynylowanych białek, które mogą tworzyć agre­gaty zwane agresomami, rozkładane w procesie autofa­gii poprzez aktywację HDAC6, a także indukcją stresu siateczki śródplazmatycznej, co skutkuje aktywacją szla­ku IRE1-JNK. Inhibicja proteasomu powoduje też inhi­bicję mTOR, stabilizację ATF4 oraz akumulację LC3. Wszystkie te zjawiska mogą prowadzić do indukcji ma­kroautofagii [96].

Należy też wziąć pod uwagę możliwość, że mała toksycz­ność inhibitorów proteasomu w komórkach nienowotwo­rowych może mieć związek z ich lepszymi możliwościa­mi adaptacyjnymi oraz indukcją powyższych zjawisk na większą skalę.

Inhibitory proteasomu 20S- klasyfikacja i przegląd

Aldehydy peptydowe

Działanie aldehydów peptydowych opiera się na reak­cji grupy aldehydowej z grupą hydroksylową reszty tre­oniny w miejscu aktywnym proteasomu, czego skutkiem jest powstanie hemacetalowego adduktu. W warun­kach fizjologicznych reakcja ta jest odwracalna, ponad­to aldehydy szybko ulegają utlenieniu do odpowied­nich kwasów karboksylowych niezdolnych do inhibicji i usuwanych z komórki w ramach zjawiska oporności wielolekowej [90]. Poważną wadą aldehydów peptydo­wych jest ich nieswoistość, ponieważ wywołują również inhibicję proteaz serynowych i cysteinowych, takich jak kalpaina i katepsyna B [79]. Z tego względu znajdują one zastosowanie głównie jako „narzędzia” w biologii molekularnej.

Do grupy tej należy m.in. syntetyczny peptyd MG-132 (Z-Leu-Leu-Leu-CHO), wykazujący silną inhibicję aktywności CT-L [90]. Wykazano, że uwrażliwia on komórki raka prostaty linii PC3-TR i LNCaP niewraż­liwe na TRAIL, ligand receptorów śmierci DR4 i DR5, prowadząc do ich apoptozy. Jednocześnie ani MG-132, ani TRAIL, ani też kombinacja tych dwóch czynni­ków nie wywołuje apoptozy w komórkach linii 293T i BPH-1, zatem działanie sensytyzujące MG-132 wy­daje się selektywne w stosunku do złośliwych komórek nowotworowych [46]. Inne badania wykazały induku­jący wpływ MG-132 na sygnalizację BMP w komór­kach nowotworowych linii gruczolakoraka TMK1, a także jelita grubego SW1116 oraz HT-29, czego skutkiem jest zwiększenie ekspresji genów p21Waf1/Cip1, p27Kip1 oraz kilku naturalnych ligandów recep­tora BMP i konsekwentnie zmniejszenie proliferacji wspomnianych komórek [97,98]. Istnieją doniesienia, że MG-132 może indukować apoptozę neuronów do­paminergicznych, co zostało zaobserwowane w linii im­mortalizowanych neuronów N27 oraz w modelu zwie­rzęcym myszy C57 (bezpośrednie podanie domózgowe) i ma związek z aktywacją kaspazy 3. Przypuszcza się, że zaburzenia aktywności proteasomu w neuronach do­paminergicznych mogą mieć znaczenie w patogenezie choroby Parkinsona [87].

Tyropeptyna A, związek wyizolowany z pożywki hodow­lanej bakterii Kitasatospora sp. hamuje aktywność CT-L oraz T-L (IC50 odpowiednio 0,1 i 1,5 µg/mL), nie ha­muje jednak aktywności C-L nawet przy stężeniu rzę­du 100 µg/mL. Tyropeptyna B, będąca związkiem o bar­dzo zbliżonej budowie wykazuje aktywność dwukrotnie mniejszą [56,90]. Zsyntetyzowano kilka pochodnych ty­ropeptyny A, z których dwie okazały się mieć szczególne właściwości. TP-104 wykazuje 20-krotnie silniejszą inhi­bicję CT-L niż związek macierzysty, natomiast TP-110 jest swoistym inhibitorem aktywności CT-L, tj. wykazu­jącym brak inhibicji pozostałych aktywności enzymatycz­nych proteasomu [57].

Fellutamid B wyizolowano z Penicillium fellutanum; ze względu na pewne podobieństwo strukturalne do MG-132 został przebadany jako inhibitor proteasomu i oka­zało się, że szczególnie silnie hamuje aktywność CT-L (IC50 = 9,4 nM), a także aktywności T-L i C-L (IC50 odpowiednio 2,0 i 1,2 µM) [90]. Ostatnie badania wska­zują także na wyjątkowo silną inhibicję proteasomu My­cobacterium tuberculosis, co może sugerować potencjalne zastosowanie fellutamidu B jako leku przeciwgruźlicze­go [47].

Peptydowe pochodne kwasu boronowego

Niestabilność i nieselektywność aldehydów peptydo­wych stała się powodem poszukiwań innej grupy funk­cyjnej zdolnej do inhibicji proteasomu, co ostatecznie doprowadziło do syntezy boronianów peptydowych. Mimo iż wiązanie między grupą boronianową a N-koń­cową resztą treoniny proteasomu nie ma charakteru ko­walencyjnego, inhibitory proteasomu zawierające grupę boronianową wykazują dużą aktywność i selektywność. Uważa się, że atom boru przyjmuje wolną parę elektro­nową tlenu pochodzącego z reszty treoniny, co pozwala na uzyskanie stabilnej struktury tetraedrycznej. Pepty­dowe pochodne kwasu boronowego są też wolniej usu­wane przez mechanizm oporności wielolekowej, niż al­dehydy peptydowe [90].

Bortezomib (Velcade™, PS-341) jest pierwszym inhi­bitorem proteasomu dopuszczonym w 2003 r. w trybie przyspieszonym przez Food and Drug Administration do terapii pacjentów ze szpiczakiem mnogim (MM) w sta­dium progresji. Dzięki zadowalającej skuteczności w 2005 r. uzyskał regularną rekomendację FDA [37].

Skuteczność bortezomibu jest szczególnie widoczna w połączeniu z konwencjonalnymi chemioterapeutyka­mi, deksametazonem lub radioterapią [77]. Silny efekt chemiouczulający bortezomibu zaobserwowano w połą­czeniu z chemioterapeutykami, takimi jak melfalan czy doksorubicyna w licznych liniach komórkowych szpi­czaka mnogiego. Mechanizm działania powiązany jest z inhibicją NF-κB i transrepresją licznych czynników antyapoptotycznych: Bcl-2, A1, XIAP i FLIP [53,54]. Bortezomib indukuje także apoptozę w kilku rodzajach złośliwego chłoniaka, zarówno in vitro jak i u pacjentów [35]. Skuteczność bortezomibu nie ogranicza się jed­nak do nowotworów hematologicznych. Jedne z pierw­szych doniesień dotyczących chemiosensytyzacji przez bortezomib pochodzą z badań na liniach komórkowych raka jelita grubego oraz ksenograftach u myszy, gdzie chemioterapeutykiem był czynny metabolit irinoteka­nu [18]. Analogiczne badania wykonano również na li­niach komórkowych raka trzustki BxPC3 [83]. Badania przeprowadzone na dwóch liniach komórkowych siat­kówczaka WERI-Rb1 i Y72 (IC50 odpowiednio 4,4 i 10 nM) wykazały wzrost ekspresji p53, p21 i p27, in­dukcję apoptozy i chemiosensytyzację na doksorubicynę [73]. Badania aktywności bortezomibu in vitro w liniach komórkowych raka rdzeniastego i anaplastycznego tar­czycy wskazują na jego działanie proapoptotyczne w stężeniach zbliżonych do osiągalnych klinicznie. Za­obserwowano także osłabienie aktywności bortezomibu w obecności IGF-1, co wskazuje, że aktywność osi sy­gnałowej IGF-1/Akt może działać przeciwstawnie do inhibicji proteasomu [52]. Sugeruje się, że obiecującą strategią chemioterapii mogłoby być połączenie borte­zomibu z TRAIL, ligandem receptorów śmierci charak­teryzującym się brakiem większego wpływu na komórki nienowotworowe [82].

Bortezomib nie jest jednak pozbawiony działań nie­pożądanych – do najczęstszych należą trombocytope­nia, neutropenia, anemia i neuropatia obwodowa [35]. Istotnym problemem klinicznym jest także nabywanie oporności na bortezomib stosowany w monoterapii. Z badań in vitro wynika, że ma to najprawdopodobniej związek z nadekspresją i/lub mutacją genu kodującego jednostkę β5 – z linii komórkowych białaczki THP1 oraz Jurkat wyprowadzono linie oporne na bortezomib, natomiast linia K562 wykazująca naturalną nadekspre­sję podjednostki β5 jest bardziej oporna na bortezo­mib w porównaniu do innych linii białaczki i szpicza­ka. Inną przyczyną nabywania oporności, niezależną od aktywności proteasomu, może być nadekspresja białek chaperonowych, jak Bip czy HSP20, co zostało zaob­serwowane w badaniach na liniach międzybłoniaka i chłoniaka [80].

CEP-18770 jest syntetycznym boronianem peptydowym, charakteryzującym się aktywnością przy podaniu doust­nym i podobnym profilem i siłą inhibicji proteasomu jak bortezomib. CEP-18770 indukuje apoptozę i hamuje ak­tywność NF-κB wywołaną TNF-α w licznych liniach ko­mórkowych szpiczaka mnogiego, a także ksenograftach w modelu mysim. Związek ten charakteryzuje się także mniejszą cytotoksycznością niż bortezomib w stosunku do nienowotworowych komórek krwi i szpiku kostnego [72]. Dalsze badania nad CEP-18770 wskazują na jego synergistyczne działanie w połączeniu z bortezomibem lub melfalanem w liniach komórkowych szpiczaka mno­giego, a także dużą skuteczność w modelach mysich kse­nograftów (zarówno przy podaniu i.v. jak i p.o.). Ponad­to, progresja LAGκ-1B – guzów opornych na bortezomib czy CEP-18770 podawanych pojedynczo – postępuje dwukrotnie wolniej przy podaniu obu tych inhibitorów jednocześnie [81]. Może to sugerować inny mechanizm działania tego inhibitora, wspomagający działanie borte­zomibu.

Duża skuteczność boronianów peptydowych sprawiła, że podjęte zostały próby syntezy związków opartych na in­nych efektywnych inhibitorach proteasomu, ale zawiera­jących grupę boronianową jako grupę funkcyjną. Spośród boropochodnych tyropeptyn z dodatkowymi podstawni­kami przy N-końcu na szczególną uwagę zasługują dwie: N-3-fenoksyfenyloacetylowa oraz N-3-fluoropikolinowa. Ta pierwsza jest ponad 9-krotnie silniejszym inhibito­rem aktywności CT-L niż bortezomib (IC50 odpowied­nio 4,1 i 39 nM), wykazuje jednak mniejszą cytotoksycz­ność w stosunku do komórek szpiczaka linii RPMI8226. Druga z pochodnych charakteryzuje się z kolei wyższą cytotoksycznością niż bortezomib (IC50 odpowiednio 4,9 i 8,8 nM), lecz jest słabszym inhibitorem aktywności CT-L [93].

β-laktony

Laktacystyna jest metabolitem bakterii z rodzaju Strep­tomyces i historycznie pierwszym związkiem pochodze­nia naturalnego opisanym jako inhibitor proteasomu, odkrytym i wyizolowanym jako inhibitor wzrostu my­siej linii komórkowej nerwiaka płodowego, Neuro-2a oraz induktor rozrostu neurytów tej linii komórkowej. Laktacystyna powoduje także zatrzymanie cyklu ko­mórkowego w linii kostniakomięsaka MG-63 [23,24]. Omuralid, β-lakton clasto-laktacystyny, zidentyfikowa­ny później jako jej aktywny metabolit, hamuje wszystkie trzy aktywności proteasomu przez utworzenie acylowe­go adduktu z resztą treoniny w miejscu aktywnym pod­jednostki β. Charakter inhibicji aktywności CT-L i T-L jest nieodwracalny. Oba związki określa się jako wysoce specyficzne inhibitory proteasomu, niemające wpływu na inne proteazy, ani na aktywność lizosomów. Obser­wuje się także zmniejszoną prezentację antygenów w ra­mach MHC I [16,23]. W kulturach komórek granular­nych móżdżka pochodzących od szczurów rasy Wistar, laktacystyna indukuje apoptozę poprzez aktywację ka­spazy 3 [71]. Podobny skutek uzyskano w kulturach mysich embrionalnych neuronów kory mózgowej, przy czym zaobserwowano również zwiększenie poziomu białka szoku cieplnego HSP70, a ponadto nasilenie eks­presji genów HSP47 i HSP22. Badania powtórzono na komórkach PC-12 transfekowanych HSP22 w celu jego nadekspresji i inkubowanych z MG-132. Efektem było zwiększenie ich przeżywalności o 25%, co dodatkowo potwierdza indukcję mechanizmów cytoprotekcyjnych w odpowiedzi na inhibicję proteasomu [102].

Salinosporamid A (Marizomib, NPI-0052) jest wtór­nym metabolitem morskiej bakterii Salinispora tropica, nieodwracalnie hamującym aktywność CT-L przy ni­skich stężeniach nanomolowych. W badaniach aktyw­ności na izolowanym proteasomie 20S pochodzącym od drożdży i królików IC50 wynoszą odpowiednio 1,9 i 2,6 nM, co czyni salinosporamid A jednym z silniej­szych znanych inhibitorów proteasomu pochodzenia naturalnego. Badania wykazują dobrą skuteczność sali­nosporamidu A w modelu ksenograftów szpiczaka mno­giego u myszy. Wiele badań przedklinicznych wskazuje na potencjalne zastosowanie salinosporamidu A w no­wotworach hematologicznych: szpiczaku mnogim, ma­kroglobulinemii Waldenströma, ostrej białaczce szpi­kowej i limfatycznej, przewlekłej białaczce limfatycznej oraz chłoniakach nieziarniczych, a także nowotworach trzustki i jelita grubego [90].

Salinosporamid A w połączeniu z bortezomibem, a także z wieloma chemioterapeutykami wykazuje sy­nergizm działania. Udokumentowany jest także wpływ salinosporamidu A na inhibicję NF-κB. Obecnie sali­nosporamid A znajduje się w I fazie badań klinicznych jako pojedynczy chemioterapeutyk w leczeniu szpicza­ka mnogiego, chłoniaków i guzów litych [30]. Jest do­brze tolerowany, jedynym efektem niepożądanym są halucynacje. Istotną wadą salinosporamidu A jest jego krótki okres półtrwania u ludzi, wynoszący około 5 mi­nut [80].

W poszukiwaniu jeszcze silniejszych inhibitorów prote­asomu zsyntetyzowano wiele pochodnych salinosporami­du A, żadna jednak, włączając w to pochodną fluorową, nie wykazała silniejszego działania. Innymi silnymi inhi­bitorami proteasomu pochodzenia naturalnego spokrew­nionymi z salinosporamidem A są cynabaramid A (IC50 = 1 nM) oraz antyprotealid, będący naturalną hybrydą sa­linosporamidu A i omuralidu [90].

Belaktozyny A i C wyizolowane ze Streptomyces sp. wy­kazują profil działania podobny do omuralidu. Ich ha­mujący wpływ na cykl komórkowy komórek HeLa S3, związany z zatrzymaniem cyklu na granicy faz G2/M, opisano jeszcze przed odkryciem zdolności hamowania aktywności proteasomu [7]. Dalsze badania wykazały, że hamowanie aktywności kompleksów cyklina A1­-Cdc2 oraz cyklina A1-Cdc28 ma charakter pośredni i jest skutkiem inhibicji aktywności CT-L proteasomu 20S (IC50 obu związków 0,21 µM). Ponadto zaobser­wowano większą aktywność benzylowego estru belak­tozyny A, KF33955 (IC50 = 48 nM), a także znacz­nie silniejsze działanie antyproliferacyjne na komórki HeLa S3 (IC50 = 0,46 µM; IC50 belaktozyny A = 51 µM), co przypisuje się jego lepszej przenikalności przez błonę komórkową. Analog ten powoduje także wzrost poziomu p53 oraz p27 [8].

Spośród pochodnych belaktozyny C warto wyróżnić dwa związki różniące się głównie obecnością grupy bo­ronianowej zamiast ugrupowania β-laktonowego, hamu­jące aktywność CT-L proteasomu 20S przy IC50 0,28 i 0,51 µM. Pierwszy z nich wywołuje zatrzymanie cyklu w fazie G2/M oraz indukuje apoptozę w komórkach li­nii HeLa S3 przy stężeniach >1 µM, jednak bortezomib wywołuje porównywalny efekt w stężeniu 100-krotnie mniejszym [60].

Epoksyketony

Mechanizm działania α,b-epoksyketonów opiera się na tworzeniu morfolinowego adduktu z resztą treoni­ny w miejscu aktywnym proteasomu. Związki tej gru­py są wysoce specyficznymi inhibitorami proteasomu i nieodwracalnie hamują jego aktywność, przy niższych stężeniach wykazując także znaczną selektywność w stosunku do aktywności CT-L [28]. Epoksomycyna, opisana po raz pierwszy w 1992 jako metabolit nie­zidentyfikowanego szczepu promieniowców, wykazuje silne działanie cytotoksyczne in vitro na mysie komórki czerniaka linii B16 oraz białaczki P388, a także ludzkie komórki raka jelita linii HCT-116 i Moser oraz bia­łaczki szpikowej K562 (IC50 odpowiednio 2, 2, 5, 44, 37 ng/ml). Badania in vivo na myszach z wszczepio­nymi komórkami linii B16 i P388 wykazały dużą sku­teczność jedynie w stosunku do pierwszej z nich [31]. W 2000 r. epoksomycyna została scharakteryzowana jako nieodwracalny, wysoce selektywny inhibitor pro­teasomu [28].

Carfilzomib (PR-171) jest syntetycznym epoksyke­tonem z dobrze udokumentowanym działaniem pro­apoptotycznym in vitro w liniach komórkowych szpi­czaka mnogiego (ANBL-6, KAS-6/1, RPMI 8226, U266, H929). Charakteryzuje się wysoką selektywno­ścią inhibicji aktywności CT-L (ponad 80% inhibicji przy stężeniu 10 nM, brak większego wpływu na po­zostałe aktywności poniżej stężenia 100 nM). W ko­mórkach traktowanych carfilzomibem obserwuje się aktywację JNK, fragmentację DNA, spadek potencja­łu błony mitochondrialnej i zwiększoną aktywność obu szlaków indukcji apoptozy. W porównaniu z bortezo­mibem, carfilzomib okazuje się silniejszym czynnikiem proapoptotycznym. Wykazuje również dużą skutecz­ność w liniach komórkowych oraz próbkach guzów opornych na bortezomib [44]. Przypadek carfilzomi­bu wydaje się podkreślać szczególną rolę aktywności CT-L proteasomu w przeżyciu komórek nowotwo­rowych, przynajmniej w odniesieniu do nowotworów hematologicznych [70]. W pierwszych badaniach kli­nicznych u pacjentów z nawrotami nowotworów he­matologicznych różnego typu, carfilzomib wykazał za­dowalającą efektywność i bezpieczeństwo stosowania. Nie wywołuje neuropatii obwodowych jak bortezomib, zaobserwowano natomiast zmęczenie, mdłości i bie­gunki, a przy wyższych dawkach neutropenię i trom­bocytopenię. Aktywność przeciwnowotworową zaob­serwowano przy dawkach >= 11 mg/m², a maksymalną tolerowaną dawkę ustalono na 15 mg/m². Biologiczny okres półtrwania carfilzomibu wynosi około 30 minut [66].

ONX-0912 jest tripeptydem z ugrupowaniem epoksy­ketonowym o sile i selektywności działania porównywal­nej z carfilzomibem, a ponadto aktywnym przy podaniu doustnym. W liniach komórkowych szpiczaka mnogiego wykazuje synergizm działania z bortezomibem, deksa­metazonem, lenalidomidem oraz MS-275 (inhibitorem deacetylazy histonów). ONX-0912 indukuje apoptozę poprzez aktywację kaspazy 3, 8, 9 oraz PARP, przedłuża także życie myszy z ksenograftami szpiczaka mnogiego. Badania na liniach MM.1S oraz HUVEC sugerują, że inhibitor ten może hamować migrację komórek do krwi obwodowej oraz angiogenezę [9].

Syrbaktyny

Inhibitory tej grupy zawierają makrocykliczny układ laktamowy zawierający wiązanie nienasycone, które uczestniczy w tworzeniu kowalencyjnego wiązania z resztą treoniny w miejscu katalitycznym podjednostki β proteasomu. Syryngolina A jest metabolitem bakte­ryjnym Pseudomonas syringae pv. syringae, scharaktery­zowanym jako inhibitor proteasomu hamujący nieod­wracalnie jego trzy główne aktywności katalityczne. Glidobaktyna A, metabolit bakterii z rzędu Burkholde­riales, różniąca się od syryngoliny A głównie obecno­ścią długiego lipofilowego łańcucha bocznego, wyka­zuje większą aktywność i znikomy wpływ na inhibicję aktywności C-L. Półsyntetyczna pochodna syryngoli­ny A zawierająca podobny łańcuch charakteryzuje się jeszcze wyższą aktywnością [13]. W badaniach in vitro na liniach komórkowych nerwiaka płodowego (SK-N­-SH i LAN-1) oraz raka jajnika SKOV3 syryngolina A wykazuje działanie antyproliferacyjne (IC50 rzędu 20-25 µM). W komórkach SK-N-SH zaobserwowano zwiększony poziom białka p53 oraz indukcję apopto­zy [15]. Glidobaktyna A wykazuje bardzo silne dzia­łanie antyproliferacyjne na linie komórkowe szpiczaka mnogiego, zarówno podatne na deksametazon MM1.S, jak i oporne na niego MM1.RL (IC50 odpowiednio 4 i 5 nM), poza tym silnie hamuje aktywność CT-L proteasomu w komórkach SK-N-SH (IC50 = 15 nM). Co istotne, przewyższa pod tymi względami zarów­no syryngolinę A, jak i jej dwie syntetyczne pochod­ne z łańcuchem bocznym. Dokładniejsze badania nad działaniem glidobaktyny A w linii SK-N-SH wykazu­ją akumulację p53 i indukcję apoptozy, aktywację Akt/PKB przez jej fosforylację, a także indukcję autofagii, za czym przemawia obecność autofagosomów oraz li­pidowanej postaci białka LC3 [5].­

Peptydy cykliczne

TMC-95A jest peptydem cyklicznym wyizolowanym z pożywki hodowlanej Apiospora montagnei, jednokomór­kowego grzyba należącego do workowców. Związek ten hamuje aktywności CT-L, T-L i C-L przy IC50 odpo­wiednio 5,4, 200 i 60 nM. Mechanizm działania, wyja­śniony na podstawie badań krystalograficznych, opiera się o tworzenie wiązań wodorowych z podjednostką 20S proteasomu [90].

Argiryna A, peptyd wykazujący właściwości immunosu­presyjne, została pozyskana z bakterii śluzowej Archan­gium gephyra. Związek ten najsilniej hamuje aktywność CT-L, słabiej C-L i najsłabiej T-L. W komórkach no­wotworowych linii HCT116, SW480 i HeLa argiryna A sprzyja akumulacji białek p27, p53, p21, Bax, lecz także NF-κB. Dalsze badania ukazują odmienne reakcje komó­rek różnych linii na dodatek argiryny A: o ile w liniach komórkowych ludzkich pierwotnych fibroblastów, A549 i HCT116 obserwuje się zahamowanie proliferacji i za­trzymanie cyklu w fazie G1, w komórkach SW480, CaCo, MCF7 i HeLa występuje indukcja apoptozy. Argiryna A w modelu ksenograftów linii SW480 u myszy wykazu­je skuteczność porównywalną z bortezomibem, ponadto w przeciwieństwie do niego nie powoduje spadku masy ciała zwierząt [64].

Scytonemid A, peptyd zawierający ugrupowanie imi­nowe, został wyizolowany z podłoża fermentacyjnego sinic Scytonema hofmanii. Związek ten hamuje aktyw­ność CT-L proteasomu 20S przy IC50 = 96 nM. Ba­dania na linii komórkowej HT-29 nie dały zadowa­lających rezultatów, co przypisywano utrudnionemu przenikaniu substancji przez błonę komórkową. Do­świadczenie powtórzono, tym razem badając aktyw­ność proteasomu metodami luminescencyjnymi. Wy­kazano 80% inhibicji już przy stężeniu 6,7 nM, przy którym nie obserwowano cytotoksyczności. Sugeruje to niestabilność chemiczną lub metaboliczną scytone­midu A in cellulo przy dłuższej kilkudniowej inkubacji, co można teoretycznie poprawić przez chemiczną mo­dyfikację peptydu [43].

Inne inhibitory proteasomu pochodzenia naturalnego

Gliotoksyna jest toksyną z grupy epipolitiodioksopi­perazyn wyizolowaną pierwotnie z grzyba Gliocladium fimbriatum, a wytwarzaną również przez Aspergillus fu­migatus i wykazującą silne działanie immunosupresyj­ne. Odnotowano również silne działanie hamujące ak­tywację NF-κB w limfocytach TiB [68]. Związek ten hamuje wszystkie trzy podstawowe ak­tywności proteasomu, przy czym najsilniej CT-L (>60% inhibicji przy 1 µM dla izolowanych proteaso­mów) i nie ma znaczącego wpływu na aktywność pro­teaz. Z badań na komórkach HeLa oraz komórkach mononuklearnych z krwi obwodowej wynika, że obec­ność gliotoksyny w stężeniu 1 µM jest wystarczająca, aby zahamować aktywację NF-κB wywołaną przez sty­mulację TNF. Jest to związane ze stabilizacją poziomu IκBα wywołaną przez inhibicję proteasomu. Mecha­nizm działania gliotoksyny związany jest z obecnością mostka disulfidowego [42]. Gliotoksyna ze względu na szczególnie silną inhibicję proteasomu Plasmodium fal­ciparum może znaleźć zastosowanie jako lek przeciw­malaryczny, zwłaszcza w szczepach zarodźca opornych na działanie chlorochiny [33].

Agosterole są polihydroksysterolami obecnymi w gąb­kach z rodzaju Spongia i Acanthodendrilla, z których naj­silniejszym inhibitorem aktywności CT-L jest agoste­rol C (IC50 = 10 µg/mL) [88]. Warty odnotowania jest silnie hamujący wpływ agosteroli na zjawisko oporności wielolekowej w komórkach raka szyjki macicy linii KB-3-1, KB-C2 i KB-CV60, przy czym dwie ostatnie linie charakteryzują się nadekspresją odpowiednio glikopro­teiny P i MRP [3,4]. Gąbki z rodzaju Mycale wytwa­rzają inhibitory proteasomu należące do grupy mikalo­lidów, z których najwyższą aktywność ma sekomikaloid A (IC50 = 11 µg/mL) [90]. Z gąbki Aaptos suberitoides wyizolowano alkaloid aaptaminę i wiele jego pochod­nych dobrze hamujących aktywność CT-L (IC50 rzędu kilku µg/mL), nie zaobserwowano jednak korelacji po­między siłą inhibicji proteasomu a ich dużą cytotoksycz­nością w komórkach HeLa (demetyloaaptamina wyka­zuje minimalnie słabszą inhibicję i jest o wiele bardziej cytotoksyczna) [89].

Kurkumina, polifenol o intensywnie żółtym zabar­wieniu pochodzący z kłączy ostryżu długiego (Curcu­ma longa), jest znana z działania przeciwutleniającego, przeciwzapalnego oraz przeciwnowotworowego, za­równo in vivo jak i in vitro. Działanie proapoptotycz­ne i antyproliferacyjne kurkuminy jest dobrze udoku­mentowane i związane z wpływem na białka z rodziny Bcl-2, kaspazy, receptory śmierci, cykl komórkowy oraz liczne ścieżki sygnałowe, ponadto dotyczy ono niemal wyłącznie komórek nowotworowych [75]. Kurkumina okazuje się również inhibitorem aktywności proteaso­mu – w komórkach linii Neuro 2a jej dodatek w stęże­niu 10 µM powoduje obniżenie aktywności CT-L, T-L i C-L proteasomu prawie do 60%. Ponadto obserwu­je się spadek poziomu wolnej ubikwityny oraz wzrost okresu półtrwania destabilizowanego białka GFP. In­dukcja apoptozy przez kurkuminę związana jest ze wzrostem poziomu białka p53 oraz aktywacją kaspazy 9 i 3. W badaniach na komórkach HeLa zaobserwowa­no natomiast spadek potencjału błony mitochondrial­nej oraz wyciek cytochromu c do cytosolu. Podobnie jak inne inhibitory proteasomu, kurkumina wykazuje słabsze działanie antyproliferacyjne na zróżnicowane komórki Neuro 2a oraz stymuluje rozrost neurytów w tej linii [36]. Nowsze doniesienia dotyczą wpływu kurkuminy na komórki raka jelita grubego linii HCT-116 oraz SW480 i wywodzące się z tych linii kseno­grafty u myszy. Obserwuje się zależny od dawki i cza­su wzrost poziomu ubikwitynylacji białek, w tym IκBα, a także wzmożoną aktywność p27, kaspazy 3 i 7, spa­dek aktywności cykliny D1 oraz zmiany morfologiczne charakterystyczne dla apoptozy. IC50 dla aktywności CT-L, T-L, i C-L izolowanego proteasomu 20S wy­nosi odpowiednio 1,85, 6,23 i 3,68 µM. Sugeruje się, że karbonylowe atomy węgla kurkuminy są bardzo podat­ne na nukleofilowy atak grupy hydroksylowej treoniny zawartej w miejscu aktywnym podjednostki ß5. Czą­steczka kurkuminy związana w ten sposób może też tworzyć wiązania wodorowe z pobliskimi aminokwasa­mi, dodatkowo stabilizujące kompleks [51].

Warto odnotować, że chociaż kurkumina w niższych dawkach jest czynnikiem neuroprotekcyjnym o możli­wym zastosowaniu w terapii chorób neurodegeneracyj­nych, takich jak choroba Alzheimera, Parkinsona czy Huntingtona, jej wyższe stężenia przekraczające kil­ka µM mogą wywierać działanie odwrotne [14]. Wyka­zano, że inhibicja aktywności proteasomu przez kurku­minę w neuronach wytwarzających zmutowaną postać huntingtyny (odpowiedzialną za rozwój choroby Hun­tingtona) przyczynia się do ich jeszcze szybszej śmierci i progresji choroby [21]. Niższe stężenia mogą z kolei, na zasadzie hormezy, indukować aktywność proteasomu, co wykazano na przykładzie keratynocytów inkubowanych z kurkuminą w stężeniu 1 µM, gdzie aktywność CT-L wzrosła o 46%. Preinkubacja z kurkuminą w stężeniu 3 µM przez dobę indukowała z kolei wytwarzanie białek szoku cieplnego HSP70 i HSP90, przy czym oba te zja­wiska nie występowały w wyższych stężeniach, rzędu 10 µM [1]. Konsekwencje inhibicji proteasomu w komór­kach nienowotworowych, zwłaszcza nerwowych, mogą być zatem różnorodne i nie zawsze pożądane, a samo działanie niektórych inhibitorów proteasomu może być dwufazowe i przy niższych stężeniach uruchamiać me­chanizmy adaptacyjne.

Także kapsaicyna, substancja odpowiedzialna za palący smak ostrych odmian papryki, o dobrze udokumentowa­nym działaniu proapoptotycznym, okazuje się, że hamują­co wpływa na aktywność CT-L i C-L proteasomu (IC50 około 300 µM), a także zwiększa poziom ubikwitynylo­wanych białek. Podobnie jak MG-132, w komórkach linii Neuro 2a kapsaicyna indukuje rozrost neurytów. Komór­ki tej linii pod wpływem kapsaicyny ostatecznie ulega­ją apoptozie (IC50 około 600 µM), potwierdzoną przez wzrost poziomu p27, p53 i Bax, spadek Bcl-2, obniżenie potencjału błony mitochondrialnej, uwolnienie cytochro­mu c oraz aktywację kaspaz. Co ciekawe, wraz ze wzro­stem dawki obserwuje się zarówno obniżenie aktywności NF-κB, jak i spadek poziomu jego inhibitora, IκBα [50]. Wynika z tego, że indukcja apoptozy przez kapsaicynę jest, przynajmniej częściowo, efektem inhibicji proteaso­mów.

Aktywność przeciwnowotworowa wielu polifenoli po­chodzenia roślinnego również zdaje się silnie powią­zana z inhibicją proteasomu. Wykazano szczególną ak­tywność polifenoli zawierących ugrupowanie estrowe – głównie 3-galusanu epigallokatechiny (EGCG) oraz kwasu taninowego. Związki te hamują najsilniej aktyw­ność CT-L i znacznie słabiej C-L oraz T-L. Sugeruje się, że mechanizm działania estrów polifenoli jest zwią­zany z nukleofilowym atakiem grupy hydroksylowej tre­oniny podjednostki β na karbonylowy atom węgla inhi­bitora, podobnie jak w przypadku opisanych wcześniej beta-laktonów [61].

EGCG wykazuje silną inhibicję aktywności CT-L izo­lowanych proteasomów 20S przy IC50 = 86 nM. Epi­gallokatechina i kwas galusowy wykazują o wiele mniej­szy wpływ na aktywność izolowanego proteasomu niż EGCG (IC50 rzędu kilku mM), co podkreśla szczegól­ną rolę ugrupowania estrowego. EGCG hamuje również aktywność proteasomu w licznych liniach komórkowych: LNCaP, PC-3, MCF7 oraz Jurkat (najniższe IC50 = 18 µM). Obserwuje się dodatkowo akumulację p27, IκBα oraz ubikwitynylowanych białek już przy stężeniu 1 µM, przy czym nie zdarza się to przy inkubacji komórek z epi­gallokatechiną. Akumulacja p27 oraz IκBα zachodzi po­nadto na znacznie większą skalę w transformowanych fibroblastach linii VA-13, niż w ich nienowotworowych odpowiednikach linii WI-38 [61].

Stereoizomeria EGCG nie ma wpływu na inhibicję pro­teasomu. Zarówno naturalnie występujący izomer (-)-EGCG, jak i syntetyczny (+)-EGCG wykazują zbliżone wartości IC50. GCG (3-galusan gallokatechiny, która jest naturalnym epimerem epigallokatechiny) wykazuje słabsze działanie niż EGCG, jednak i w tym przypadku zarówno (-)-GCG, jak i (+)-GCG wykazują zbliżone IC50. Oba (+)-stereoizomery wywołują również wzrost poziomu p27 i IκBα, a (+)-EGCG indukuje apoptozę w komórkach LNCaP poprzez akumulację Bax [85]. Dowiedziono, że O-metylacja EGCG osłabia jego ak­tywność tym bardziej, im więcej grup metylowych za­wiera dana pochodna, a całkowicie O-benzylowana po­stać EGCG jest niezdolna do inhibicji proteasomu, co wskazuje na ważną rolę wolnych grup hydroksylowych i sugeruje prawdopodobny los tego związku w ramach biotransformacji [45,85]. Z tego względu dokonano syntezy całkowicie O-acetylowanej pochodnej EGCG, ulegającej hydrolizie wewnątrz komórki, która wykazu­je większą aktywność, prawdopodobnie zarówno dzięki mniejszej podatności na O-metylację, jak i zwiększonej lipofilności [22].

Kwas taninowy silnie i swoiście hamuje aktywność CT-L izolowanych proteasomów 20S (IC50 = 0,06 µg/mL), a także aktywność proteasomu 26S komórek Jur­kat. Pod jego wpływem zachodzi akumulacja białek p27 i Bax, obserwuje się także zatrzymanie cyklu w fazie G1 oraz indukcję apoptozy [62]. Należy nadmienić, że tak­że w przypadku kwasu taninowego i EGCG obserwuje się inhibicję aktywności glikoproteiny P w komórkach linii KB-C2, wykazujących jej nadekspresję, przy czym przypisuje się to w dużej mierze bezpośredniej interakcji z tym białkiem transporterowym. Kwas taninowy prze­wyższa pod tym względem EGCG prawdopodobnie ze względu na większą liczbę ugrupowań galloilowych [40,41]. W naskórku myszy wykazano umiarkowaną zdolność kwasu taninowego do hamowania indukowa­nej 12-O-tetradekanoilo-13-octanem forbolu (TPA) aktywności proteasomu [11]. W badaniach tych hamo­wana była głównie aktywność C-L, natomiast aktywno­ści CT-L i T-L były modulowane w mniejszym stopniu.

Do inhibicji proteasomu są również zdolne flawonoidy, takie jak genisteina, kwercetyna, mirycetyna, apigenina oraz kemferol. Genisteina hamuje aktywność CT-L izo­lowanych proteasomów (IC50 = 26 µM) oraz w komór­kach linii MCF7 i LNCaP, zwiększając poziom białek p27, IκBα oraz Bax [38]. Spośród pozostałych flawono­idów największą aktywność wykazują apigenina i kwer­cetyna, osiągając w izolowanych proteasomach 20S IC50 odpowiednio 1,8 i 3,5 µM. IC50 mirycetyny i kemferolu wynosi odpowiednio 10 i 10,5 µM. Wartości IC50 wy­znaczone dla proteasomu w nienaruszonych komórkach linii Jurkat są zbliżone do wyżej wymienionych i wyno­szą odpowiednio 1, 2, 12 i 11 µM. Związki te zwiększa­ją poziom IκBα, BAX i kaspazy 3, indukując apoptozę, przy czym ich siła działania koreluje z wartościami IC50. Dodatkowo, apigenina nie hamuje aktywności proteaso­mu i nie indukuje apoptozy w nienowotworowych lim­focytach T. Postuluje się, że podobnie jak w przypad­ku β-laktonów i estrów kwasu galusowego mechanizm działania związany jest z nukleofilowym atakiem grupy hydroksylowej łańcucha bocznego reszty treoninowej na karbonylowy węgiel C4 flawonoidu. Brak grupy hydrok­sylowej w pozycji C3 prawdopodobnie ułatwia wpasowa­nie cząsteczki inhibitora w miejscu aktywnym podjed­nostki β. Obecność dodatkowych grup hydroksylowych w pierścieniu benzenowym przy C2 wydaje się osłabiać aktywność inhibitora [10].

Za istotne klinicznie należy uważać wzmianki o inte­rakcji EGCG oraz pokrewnych polifenoli z bortezomi­bem. W liniach komórkowych szpiczaka RPMI/8226 oraz glejaka U251 i LN229 dodatek EGCG osłabia działanie bortezomibu i MG-262, boronianowego ana­logu MG-132. Podobne działanie obserwuje się in vivo w ksenograftach linii RPMI/8226 u myszy. Przypusz­cza się, że dochodzi tu do inaktywacji grupy boronia­nowej przez jej połączenie z grupą 1,2-diolową, obecną w EGCG i innych polifenolach [27]. Podobną atenu­ację powodują także kwercetyna i mirycetyna w liniach komórkowych chłoniaka i szpiczaka. Z tego względu spożywanie większej ilości polifenoli jest przeciwwska­zane u osób poddanych terapii inhibitorami proteaso­mu z ugrupowaniem boronianowym, choć wykazano również, że w obecności nieorganicznego kwasu boro­wego bortezomib odzyskuje swoją aktywność, prawdo­podobnie ze wzgledu na preferencyjne wiązanie się po­lifenoli z kwasem borowym [48].

Celastrol, należący do grupy triterpenów, jest jednym z czynnych składników pnącza Tripterygium wilfor­dii, stosowanego w chińskiej medycynie naturalnej jako środek przeciwzapalny. Wykazuje inhibicję aktywności CT-L proteasomu 20S przy IC50 = 2,5 µM. W komór­kach raka prostaty linii PC-3 i LNCaP celastrol powo­duje wzrost poziomu ubikwitynylowanych białek, IκBα, Bax oraz p27, czego następstwem jest indukcja apopto­zy. W modelu ksenograftów linii PC-3 wszczepianych myszom, celastrol podawany dootrzewnowo w dawce 1-3 mg/kg m.c./d przez 31 dni powodował znaczny (65-93%) spadek masy guza [100]. Z dalszych badań na li­niach komórkowych PC-3, DU145 oraz CL1 wynika dodatkowo, że celastrol jest w stanie zapobiegać migracji i zmniejszać inwazyjność komórek, obniżać konstytutyw­ną aktywność NF-κB, aktywować proapoptotyczne biał­ko Noxa i hamować aktywność antyapoptotyczną białka Mcl-1 [19].

Witaferyna A jest laktonem steroidowym pochodzą­cym z rośliny Withania somnifera, stosowanej w medy­cynie ajurwedyjskiej jako środek tonizujący. Badania nad farmakologią wyciągu z W. somnifera wskazują m.in. na właściwości przeciwzapalne, immunomodulacyjne, kar­dio- i neuroprotekcyjne oraz przeciwnowotworowe. Działanie przeciwnowotworowe ma związek z inhibicją NF-κB i indukcją apoptozy, co jest następstwem inhibi­cji proteasomu. IC50 w odniesieniu do aktywności CT-L izolowanego proteasomu 20S wynosi 4,5 µM. W li­niach komórkowych raka prostaty (w stężeniu 5-10 µM) oraz wywodzących się z nich ksenograftach (4-8 mg/kg m.c./d) witaferyna A powoduje wzrost poziomu Bax, p27, IκBα oraz ubikwitynylowanych białek, co ostatecz­nie skutkuje apoptozą. Ponadto, w androgenozależnych komórkach linii LNCaP następuje supresja receptorów androgenowych [101].

Leki wpływające na aktywność proteasomu

Poza związkami, których głównym mechanizmem dzia­łania jest wpływ na szlak UPS istnieje duża grupa le­ków, wprowadzonych wcześniej do praktyki klinicznej ze względu na inne właściwości, które jak się okazuje rów­nież wykazują znaczny wpływ na aktywność tej ścieżki proteolitycznej. Leki te zostały wymienione w tabeli 2.

Tabela 2. Leki modulujące szlak UPS

Podsumowanie

Inhibitory proteasomu są nową i unikalną klasą związków, które wykazują mechanizm działania znacznie odbiegają­cy od konwencjonalnych czynników chemioterapeutycz­nych. Poza tym inhibitory te wykazują zdolność silniej­szego oddziaływania na komórki transformowane niż na zdrowe, zwiększają wrażliwość komórek nowotworowych na chemioterapeutyki i pokonują oporność wielolekową. Są to cechy idealnych kandydatów do stosowania w skojarzo­nej terapii przeciwnowotworowej – zarówno w połączeniu z konwencjonalnymi chemioterapeutykami, jak i z inhibi­torami proteasomu należącymi do innych grup.

O ile proteasom 20S jest główną strukturą systemu UPS, nie jest jedynym jego elementem, którego ak­tywność można zahamować. Pojawia się coraz więcej doniesień na temat możliwości hamowania enzymów E1, E2 i E3, a więc czynników zapewniających akty­wację ubikwityny, rozpoznanie substratu i jego sprawną ubikwitynylację. Szczególne nadzieje wiąże się z selek­tywną inhibicją enzymów klasy E3, które są odpowie­dzialne za rozpoznanie specyficznego substratu prze­znaczonego do degradacji, konieczne są jednak dalsze badania dotyczące motywów strukturalnych biorących udział w swoistym wiązaniu danego substratu. Ponie­waż przed degradacją białka przyłączony do niego łań­cuch poliubikwityny musi zostać uchwycony i odłą­czony, istnieje także możliwość hamowania enzymów deubikwitynylujących oraz podjednostek regulatoro­wych proteasomu.

Zarówno z punktu widzenia metodologii badań nad inhibicją proteasomu, jak i praktycznego zastosowania samych inhibitorów warto zauważyć, że IC50 w po­równaniu do izolowanych proteasomów jest przeważnie zawsze niższe od IC50 w odniesieniu do inhibi­cji proteasomów w żywych, nietkniętych komórkach. O ile pierwsza wartość determinuje aktywność danego związku, druga decyduje o jego potencjalnym zastoso­waniu w terapii. W zależności od typu inhibitora róż­nice między tymi dwiema wartościami mogą wahać się od nieznacznych, jak w przypadku flawonoidów [10], do nawet kilkusetkrotnych w przypadku niektórych peptydów [2]. Ma to z pewnością związek z utrudnio­ną przenikalnością przez błonę komórkową, co zda­je się potwierdzać lepsza skuteczność lipofilowych pochodnych wielu inhibitorów. Nie można jednak wy­kluczyć innych przyczyn, np. niestabilność chemiczna niektórych inhibitorów w złożonym środowisku we­wnątrzkomórkowym.

Ze względu na liczne doniesienia o skutkach inhibicji proteasomu w komórkach nerwowych, istotnym efek­tem ubocznym stosowania inhibitorów proteasomu może być sprzyjanie rozwojowi chorób neurodegene­racyjnych i indukcja apoptozy neuronów, pod warun­kiem jednak, że dany inhibitor będzie w stanie przekro­czyć barierę krew-mózg. Może to dodatkowo wykluczać możliwość stosowania tych związków w nowotworach układu nerwowego, konieczne są jednak dalsze bada­nia dotyczące wpływu inhibitorów proteasomu na układ nerwowy człowieka, przy czym istotną zmienną może w tym przypadku być zarówno stężenie osiągane w neu­ronie, jak i czas ekspozycji.

Obecność inhibitorów proteasomu pochodzenia natural­nego w diecie człowieka, takich jak kurkumina, kapsaicy­na, flawonoidy i estry kwasu galusowego, stwarza realną możliwość zastosowania ich w chemioprewencji nowo­tworów. Istnienie mechanizmów adaptacyjnych induko­wanych przez inhibicję proteasomu oraz trudność w osią­gnięciu funkcjonalnych stężeń przy podaniu doustnym może jednak stanowić istotny problem. W tym kontek­ście na dokładniejsze zbadanie zasługuje wpływ wymie­nionych substancji w stężeniach osiąganych przy podaniu doustnym na całokształt procesu kancerogenezy w moż­liwie wielu modelach.

Pomimo względnie słabej aktywności (IC50 rzędu kil­kunastu µM i wyższe) licznych inhibitorów proteasomu pochodzenia naturalnego, doniesienia o ich aktywności należy uważać za cenne, poszerzają one bowiem wiedzę na temat interakcji proteasomu z substancjami o określo­nej budowie chemicznej i mogą się przyczynić do opraco­wania nowych struktur o aktywności daleko większej niż związki macierzyste. Kolejne, pojawiające się wciąż do­niesienia dotyczące inhibicji proteasomów przez substan­cje o różnorodnej budowie chemicznej skutkują nie tylko możliwością ich zastosowania w terapii przeciwnowo­tworowej, ale także poszerzeniem ogólnej wiedzy o dzia­łaniu systemu UPS i powiązaniu jego aktywności oraz jej inhibicji z innymi ważnymi procesami biochemicznymi, które mogą mieć znaczenie w patogenezie nowotworów i innych schorzeń degeneracyjnych.

PIŚMIENNICTWO

[1] Ali R.E., Rattan S.I.: Curcumin’s biphasic hormetic response on proteasome activity and heat-shock protein synthesis in human keratinocytes. Ann. N.Y. Acad. Sci., 2006; 1067: 394-399
[PubMed]  

[2] An B., Goldfarb R.H., Siman R., Dou Q.P.: Novel dipeptidyl proteasome inhibitors overcome Bcl-2 protective function and selectively accumulate the cyclin-dependent kinase inhibitor p27 and induce apoptosis in transformed, but not normal, human fibroblasts. Cell Death Differ., 1998; 5: 1062-1075
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[3] Aoki S., Setiawan A., Yoshioka Y., Higuchi K., Fudetani R., Chen Z.S., Sumizawa T., Akiyama S., Kobayashi M.: Reversal of multidrug resistance in human carcinoma cell line by agosterols, marine spongean sterols. Tetrahedron, 1999; 55: 13965-13972

[4] Aoki S., Yoshioka Y., Miyamoto Y., Higuchi K., Setiawan A., Murakami N., Chen Z.S., Sumizawa T., Akiyama S., Kobayashi M.: Agosterol A, a novel polyhydroxylated sterol acetate reversing multidrug resistance from a marine sponge of Spongia sp. Tetrahedron Lett., 1998; 39: 6303-6306

[5] Archer C.R., Koomoa D.L., Mitsunaga E.M., Clerc J., Shimizu M., Kaiser M., Schellenberg B., Dudler R., Bachmann A.S.: Syrbactin class proteasome inhibitor-induced apoptosis and autophagy occurs in association with p53 accumulation and Akt/PKB activation in neuroblastoma. Biochem. Pharmacol., 2010; 80: 170-178
[PubMed]  

[6] Arlt A., Bauer I., Schafmayer C., Tepel J., Müerköster S.S., Brosch M., Röder C., Kalthoff H., Hampe J., Moyer M.P., Fölsch U.R., Schäfer H.: Increased proteasome subunit protein expression and proteasome activity in colon cancer relate to an enhanced activation of nuclear factor E2-related factor 2 (Nrf2). Oncogene, 2009; 28: 3983-3996
[PubMed]  

[7] Asai A., Hasegawa A., Ochiai K., Yamashita Y., Mizukami T.: Belactosin A, a novel antitumor antibiotic acting on cyclin/CDK mediated cell cycle regulation, produced by Streptomyces sp. J. Antibiot., 2000; 53: 81-83
[PubMed]  

[8] Asai A., Tsujita T., Sharma S.V., Yamashita Y., Akinaga S., Funakoshi M., Kobayashi H., Mizukami T.: A new structural class of proteasome inhibitors identified by microbial screening using yeast-based assay. Biochem. Pharmacol., 2004; 67: 227-234
[PubMed]  

[9] Chauhan D., Singh A.V., Aujay M., Kirk C.J., Bandi M., Ciccarelli B., Raje N., Richardson P., Anderson K.C.: A novel orally active proteasome inhibitor ONX 0912 triggers in vitro and in vivo cytotoxicity in multiple myeloma. Blood, 2010; 116: 4906-4915
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Chen D., Daniel K.G., Chen M.S., Kuhn D.J., Landis-Piwowar K.R., Dou Q.P.: Dietary flavonoids as proteasome inhibitors and apoptosis inducers in human leukemia cells. Biochem. Pharmacol., 2005; 69: 1421-1432
[PubMed]  

[11] Cichocki M., Blumczyńska J., Baer-Dubowska W.: Naturally occurring phenolic acids inhibit 12-O-tetradecanoylphorbol-13-acetate induced NF-kappaB, iNOS and COX-2 activation in mouse epidermis. Toxicology, 2010; 268: 118-124
[PubMed]  

[12] Ciechanover A.: The ubiquitin-proteasome proteolytic pathway. Cell, 1994; 79: 13-21
[PubMed]  

[13] Clerc J., Groll M., Illich D.J., Bachmann A.S., Huber R., Schellenberg B., Dudler R., Kaiser M.: Synthetic and structural studies on syringolin A and B reveal critical determinants of selectivity and potency of proteasome inhibition. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2009; 106: 6507-6512
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[14] Cole G.M., Teter B., Frautschy S.A.: Neuroprotective effects of curcumin. Adv. Exp. Med. Biol., 2007; 595: 197-212
[PubMed]  

[15] Coleman C.S., Rocetes J.P., Park D.J., Wallick C.J., Warn-Cramer B.J., Michel K., Dudler R., Bachmann A.S.: Syringolin A, a new plant elicitor from the phytopathogenic bacterium Pseudomonas syringae pv. syringae, inhibits the proliferation of neuroblastoma and ovarian cancer cells and induces apoptosis. Cell Prolif., 2006; 39: 599-609
[PubMed]  

[16] Craiu A., Gaczynska M., Akopian T., Gramm C.F., Fenteany G., Goldberg A.L., Rock K.L.: Lactacystin and clasto-lactacystin β-lactone modify multiple proteasome β-subunits and inhibit intracellular protein degradation and major histocompatibility complex class I antigen presentation. J. Biol. Chem., 1997; 272: 13437-13445
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[17] Crawford L.J., Walker B., Irvine A.E. Proteasome inhibitors in cancer therapy. J. Cell Commun. Signal., 2011; 5: 101-110
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[18] Cusack J.C. Jr., Liu R., Houston M., Abendroth K., Elliott P.J., Adams J., Baldwin A.S. Jr.: Enhanced chemosensitivity to CPT-11 with proteasome inhibitor PS-341: implications for systemic nuclear factor-kB inhibition. Cancer Res., 2001; 61: 3535-3540
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Dai Y., Desano J., Tang W., Meng X., Meng Y., Burstein E., Lawrence T.S., Xu L.: Natural proteasome inhibitor celastrol suppresses androgen-independent prostate cancer progression by modulating apoptotic proteins and NF-kappaB. PloS One, 2010; 5: e14153
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] DeMartino G.N., Slaughter C.A.: The proteasome, a novel protease regulated by multiple mechanisms. J. Biol. Chem., 1999; 274: 22123-22126
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Dikshit P., Goswami A., Mishra A., Nukina N., Jana N.R.: Curcumin enhances the polyglutamine-expanded truncated N-terminal huntingtin-induced cell death by promoting proteasomal malfunction. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2006; 342: 1323-1328
[PubMed]  

[22] Dou Q.P., Landis-Piwowar K.R., Chen D., Huo C., Wan S.B., Chan T.H.: Green tea polyphenols as a natural tumour cell proteasome inhibitor. Inflammopharmacology, 2008; 16: 208-212
[PubMed]  

[23] Fenteany G., Schreiber S.L.: Lactacystin, proteasome function, and cell fate. J. Biol. Chem., 1998; 273: 8545-8548
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Fenteany G., Standaert R.F., Reichard G.A., Corey E.J., Schreiber S.L.: A β-lactone related to lactacystin induces neurite outgrowth in a neuroblastoma cell line and inhibits cell cycle progression in an osteosarcoma cell line. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994; 91: 3358-3362
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[25] Fujita T., Washio K., Takabatake D., Takahashi H., Yoshitomi S., Tsukuda K., Ishibe Y., Ogasawara Y., Doihara H., Shimizu N.: Proteasome inhibitors can alter the signaling pathways and attenuate the P-glycoprotein-mediated multidrug resistance. Int. J. Cancer, 2005; 117: 670-682
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Glickman M.H., Ciechanover A.: The ubiquitin-proteasome proteolytic pathway: destruction for the sake of construction. Physiol. Rev., 2002; 82: 373-428
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[27] Golden E.B., Lam P.Y., Kardosh A., Gaffney K.J., Cadenas E., Louie S.G., Petasis N.A., Chen T.C., Schönthal A.H.: Green tea polyphenols block the anticancer effects of bortezomib and other boronic acid-based proteasome inhibitors. Blood, 2009; 113: 5927-5937
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Groll M., Kim K.B., Kairies N., Huber R., Crews C.M.: Crystal structure of epoxomicin: 20S proteasome reveals a molecular basis for selectivity of α’,β’-epoxyketone proteasome inhibitors. J. Am. Chem. Soc., 2000; 122: 1237-1238
[Full Text PDF]  

[29] Grzelakowska-Sztabert B.: Zależna od ubikwityny degradacja białek. Nagroda Nobla z chemii w 2004 roku. Kosmos – Problemy Nauk Biologicznych, 2005; 54: 133-148
[Abstract]  [Full Text PDF]  

[30] Gulder T.A., Moore B.S.: Salinosporamide natural products: potent 20S proteasome inhibitors as promising cancer chemotherapeutics. Angew. Chem. Int. Ed. Engl., 2010; 49: 9346-9367
[PubMed]  

[31] Hanada M., Sugawara K., Kaneta K., Toda S., Nishiyama Y., Tomita K., Yamamoto H., Konishi M., Oki T.: Epoxomicin, a new antitumor agent of microbial origin. J. Antibiot., 1992; 45: 1746-1752
[PubMed]  

[32] Hanahan D., Weinberg R.A.: The hallmarks of cancer. Cell, 2000; 100: 57-70
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Hatabu T., Hagiwara M., Taguchi N., Kiyozawa M., Suzuki M., Kano S., Sato K.: Plasmodium falciparum: the fungal metabolite gliotoxin inhibits proteasome proteolytic activity and exerts a plasmodicidal effect on P. falciparum. Exp. Parasitol., 2006; 112: 179-183
[PubMed]  

[34] Irish J.M., Kotecha N., Nolan G.P.: Mapping normal and cancer cell signalling networks: towards single-cell proteomics. Nat. Rev. Cancer, 2006; 6: 146-155
[PubMed]  

[35] Jackson G., Einsele H., Moreau P., Miguel J.S.: Bortezomib, a novel proteasome inhibitor, in the treatment of hematologic malignancies. Cancer Treat. Rev., 2005; 31: 591-602
[PubMed]  

[36] Jana N.R., Dikshit P., Goswami A., Nukina N.: Inhibition of proteasomal function by curcumin induces apoptosis through mitochondrial pathway. J. Biol. Chem., 2004; 279: 11680-11685
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Kane R.C., Farrell A.T., Sridhara R., Pazdur R.: United States Food and Drug Administration approval summary: bortezomib for the treatment of progressive multiple myeloma after one prior therapy. Clin. Cancer Res., 2006; 12: 2955-2960
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Kazi A., Daniel K.G., Smith D.M., Kumar N.B., Dou Q.P.: Inhibition of the proteasome activity, a novel mechanism associated with the tumor cell apoptosis-inducing ability of genistein. Biochem. Pharmacol., 2003; 66: 965-976
[PubMed]  

[39] Kisselev A.F., Callard A., Goldberg A.L.: Importance of the different proteolytic sites of the proteasome and the efficacy of inhibitors varies with the protein substrate. J. Biol. Chem., 2006; 281: 8582-8590
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] Kitagawa S., Nabekura T., Kamiyama S.: Inhibition of P-glycoprotein function by tea catechins in KB-C2 cells. J. Pharm. Pharmacol., 2004; 56: 1001-1005
[PubMed]  

[41] Kitagawa S., Nabekura T., Nakamura Y., Takahashi T., Kashiwada Y.: Inhibition of P-glycoprotein function by tannic acid and pentagalloylglucose. J. Pharm. Pharmacol., 2007; 59: 965-969
[PubMed]  

[42] Kroll M., Arenzana-Seisdedos F., Bachelerie F., Thomas D., Friguet B., Conconi M.: The secondary fungal metabolite gliotoxin targets proteolytic activities of the proteasome. Chem. Biol., 1999; 6: 689-698
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[43] Krunic A., Vallat A., Mo S., Lantvit D.D., Swanson S.M., Orjala J.: Scytonemides A and B, cyclic peptides with 20S proteasome inhibitory activity from the cultured cyanobacterium Scytonema hofmanii. J. Nat. Prod., 2010; 73: 1927-1932
[PubMed]  

[44] Kuhn D.J., Chen Q., Voorhees P.M., Strader J.S., Shenk K.D., Sun C.M., Demo S.D., Bennett M.K., van Leeuwen F.W., Chanan-Khan A.A., Orlowski R.Z.: Potent activity of carfilzomib, a novel, irreversible inhibitor of the ubiquitin-proteasome pathway, against preclinical models of multiple myeloma. Blood, 2007; 110: 3281-3290
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[45] Landis-Piwowar K.R., Wan S.B., Wiegand R.A., Kuhn D.J., Chan T.H., Dou Q.P.: Methylation suppresses the proteasome-inhibitory function of green tea polyphenols. J. Cell. Physiol., 2007; 213: 252-260
[PubMed]  

[46] Li W., Zhang X., Olumi A.F.: MG-132 sensitizes TRAIL-resistant prostate cancer cells by activating c-Fos/c-Jun heterodimers and repressing c-FLIP(L). Cancer Res., 2007; 67: 2247-2255
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Lin G., Li D., Chidawanyika T., Nathan C., Li H.: Fellutamide B is a potent inhibitor of the Mycobacterium tuberculosis proteasome. Arch. Biochem. Biophys., 2010; 501: 214-220
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[48] Liu F.T., Agrawal S.G., Movasaghi Z., Wyatt P.B., Rehman I.U., Gribben J.G., Newland A.C., Jia L.: Dietary flavonoids inhibit the anticancer effects of the proteasome inhibitor bortezomib. Blood, 2008; 112: 3835-3846
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[49] Löw P.: The role of ubiquitin-proteasome system in ageing. Gen. Comp. Endocrinol., 2011; 172: 39-43
[PubMed]  

[50] Maity R., Sharma J., Jana N.R.: Capsaicin induces apoptosis through ubiquitin-proteasome system dysfunction. J. Cell. Biochem., 2010; 109: 933-942
[PubMed]  

[51] Milacic V., Banerjee S., Landis-Piwowar K.R., Sarkar F.H., Majumdar A.P., Dou Q.P.: Curcumin inhibits the proteasome activity in human colon cancer cells in vitro and in vivo. Cancer Res., 2008; 68: 7283-7292
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] Mitsiades C.S., McMillin D., Kotoula V., Poulaki V., McMullan C., Negri J., Fanourakis G., Tseleni-Balafouta S., Ain K.B., Mitsiades N.: Antitumor effect of the proteasome inhibitor bortezomib in medullary and anaplastic thyroid carcinoma cells in vitro. J. Clin. Endocrinol. Metab., 2006; 91: 4013-4021
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Mitsiades N., Mitsiades C.S., Poulaki V., Chauhan D., Fanourakis G., Gu X., Bailey C., Joseph M., Libermann T.A., Treon S.P., Munshi N.C., Richardson P.G., Hideshima T., Anderson K.C.: Molecular sequelae of proteasome inhibition in human multiple myeloma cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 14374-14379
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Mitsiades N., Mitsiades C.S., Richardson P.G., Poulaki V., Tai Y.T., Chauhan D., Fanourakis G., Gu X., Bailey C., Joseph M., Libermann T.A., Schlossman R., Munshi N.C., Hideshima T., Anderson K.C.: The proteasome inhibitor PS-341 potentiates sensitivity of multiple myeloma cells to conventional chemotherapeutic agents: therapeutic applications. Blood, 2003; 101: 2377-2380
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Molineaux S.M.: Molecular pathways: targeting proteasomal protein degradation in cancer. Clin. Cancer Res., 2012; 18: 15-20
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Momose I., Sekizawa R., Hashizume H., Kinoshita N., Homma Y., Hamada M., Iinuma H., Takeuchi T.: Tyropeptins A and B, new proteasome inhibitors produced by Kitasatospora sp. MK993-dF2. I. Taxonomy, isolation, physico-chemical properties and biological activities. J. Antibiot., 2001; 54: 997-1003
[PubMed]  

[57] Momose I., Umezawa Y., Hirosawa S., Iinuma H., Ikeda D.: Structure-based design of derivatives of tyropeptin A as the potent and selective inhibitors of mammalian 20S proteasome. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2005; 15: 1867-1871
[PubMed]  

[58] Murata S., Takahama Y., Tanaka K.: Thymoproteasome: probable role in generating positively selecting peptides. Curr. Opin. Immunol., 2008; 20: 192-196
[PubMed]  

[59] Myung J., Kim K.B., Crews C.M.: The ubiquitin-proteasome pathway and proteasome inhibitors. Med. Res. Rev., 2001; 21: 245-273
[PubMed]  

[60] Nakamura H., Watanabe M., Ban H.S., Nabeyama W., Asai A.: Synthesis and biological evaluation of boron peptide analogues of Belactosin C as proteasome inhibitors. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2009; 19: 3220-3224
[PubMed]  

[61] Nam S., Smith D.M., Dou Q.P.: Ester bond-containing tea polyphenols potently inhibit proteasome activity in vitro and in vivo. J. Biol. Chem., 2001; 276: 13322-13330
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[62] Nam S., Smith D.M., Dou Q.P.: Tannic acid potently inhibits tumor cell proteasome activity, increases p27 and Bax expression, and induces G1 arrest and apoptosis. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev., 2001; 10: 1083-1088
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[63] Navon A., Ciechanover A.: The 26 S proteasome: from basic mechanisms to drug targeting. J. Biol. Chem., 2009; 284: 33713-33718
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[64] Nickeleit I., Zender S., Sasse F., Geffers R., Brandes G., Sörensen I., Steinmetz H., Kubicka S., Carlomagno T., Menche D., Gütgemann I., Buer J., Gossler A., Manns M.P., Kalesse M., Frank R., Malek N.P.: Argyrin a reveals a critical role for the tumor supressor protein p27^kip1 in mediating antitumor activities in response to proteasome inhibition. Cancer Cell, 2008; 14: 23-35
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Nitta T., Murata S., Sasaki K., Fujii H., Ripen A.M., Ishimaru N., Koyasu S., Tanaka K., Takahama Y.: Thymoproteasome shapes immunocompetent repertoire of CD8⁺ T cells. Immunity, 2010; 32: 29-40
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] O’Connor O.A., Stewart A.K., Vallone M., Molineaux C.J., Kunkel L.A., Gerecitano J.F., Orlowski R.Z.: A phase 1 dose escalation study of the safety and pharmacokinetics of the novel proteasome inhibitor carfilzomib (PR-171) in patients with hematologic malignancies. Clin. Cancer Res., 2009; 15: 7085-7091
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[67] Orlowski R.Z.: The role of the ubiquitin-proteasome pathway in apoptosis. Cell Death Differ., 1999; 6: 303-313
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[68] Pahl H.L., Krauss B., Schulze-Osthoff K., Decker T., Traenckner E.B., Vogt M., Myers C., Parks T., Warring P., Muhlbacher A., Czernilofsky A.P., Bauerle P.A.: The immunosuppressive fungal metabolite gliotoxin specifically inhibits transcription factor NF-kΒ. J. Exp. Med., 1996; 183: 1829-1840
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[69] Panischeva L.A., Kakpakova E.S., Rybalkina E.Y., Stavrovskaya A.A.: Influence of proteasome inhibitor bortezomib on the expression of multidrug resistance genes and Akt kinase activity. Biochemistry, 2011; 76: 1009-1016
[PubMed]  

[70] Parlati F., Lee S.J., Aujay M., Suzuki E., Levitsky K., Lorens J.B., Micklem D.R., Ruurs P., Sylvain C., Lu Y., Shenk K.D., Bennett M.K.: Carfilzomib can induce tumor cell death through selective inhibition of the chymotrypsin-like activity of the proteasome. Blood, 2009; 114: 3439-3447
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[71] Pasquini L.A., Besio Moreno M., Adamo A.M., Pasquini J.M., Soto E.F.: Lactacystin, a specific inhibitor of the proteasome, induces apoptosis and activates caspase-3 in cultured cerebellar granule cells. J. Neurosci. Res., 2000; 59: 601-611
[PubMed]  

[72] Piva R., Ruggeri B., Williams M., Costa G., Tamagno I., Ferrero D., Giai V., Coscia M., Peola S., Massaia M., Pezzoni G., Allievi C., Pescalli N., Cassin M., Giovine S., Nicoli P., Feudis P., Strepponi I., Roato I., Ferracini R., Bussolati B., Camussi G., Jones-Bolin S., Hunter K., Zhao H., Neri A., Palumbo A., Berkers C., Ovaa H., Bernareggi A., Inghirami G.: CEP-18770: A novel, orally active proteasome inhibitor with a tumor-selective pharmacologic profile competitive with bortezomib. Blood, 2008; 111: 2765-2775
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[73] Poulaki V., Mitsiades C.S., Kotoula V., Negri J., McMillin D., Miller J.W., Mitsiades N.: The proteasome inhibitor bortezomib induces apoptosis in human retinoblastoma cells lines in vitro. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 2007; 48: 4706-4719
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[74] Ravi R., Bedi A.: NF-kappaB in cancer – a friend turned foe. Drug Resist. Updat., 2004; 7: 53-67
[PubMed]  

[75] Ravindran J., Prasad S., Aggarwal B.B.: Curcumin and cancer cells: how many ways can curry kill tumor cells selectively? AAPS J., 2009; 11: 495-510
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[76] Rechsteiner M., Realini C., Ustrell V.: The proteasome activator 11 S REG (PA28) and class I antigen presentation. Biochem. J., 2000; 345: 1-15
[PubMed]  

[77] Richardson P.G., Mitsiades C.: Bortezomib: proteasome inhibition as an effective anticancer therapy. Future Oncol., 2005; 1: 161-171
[PubMed]  

[78] Richardson P.G., Mitsiades C., Hideshima T., Anderson K.C.: Proteasome inhibition in the treatment of cancer. Cell Cycle, 2005; 4: 290-296
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[79] Rock K.L., Gramm C., Rothstein L., Clark K., Stein R., Dick L., Hwang D., Goldberg A.L.: Inhibitors of the proteasome block the degradation of most cell proteins and the generation of peptides presented on MHC class I molecules. Cell, 1994; 78: 761-771
[PubMed]  

[80] Ruschak A.M., Slassi M., Kay L.E., Schimmer A.D.: Novel proteasome inhibitors to overcome bortezomib resistance. J. Natl. Cancer Inst., 2011; 103: 1007-1017
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[81] Sanchez E., Li M., Steinberg J.A., Wang C., Shen J., Bonavida B., Li Z.W., Chen H., Berenson J.R.: The proteasome inhibitor CEP-18770 enhances the anti-myeloma activity of bortezomib and melphalan. Br. J. Haematol., 2010; 148: 569-581
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[82] Sayers T.J., Murphy W.J.: Combining proteasome inhibition with TNF-related apoptosis-inducing ligand (Apo2L/TRAIL) for cancer therapy. Cancer Immunol. Immunother., 2006; 55: 76-84
[PubMed]  

[83] Shah S.A., Potter M.W., McDade T.P., Ricciardi R., Perugini R.A., Elliott P.J., Adams J., Callery M.P.: 26S proteasome inhibition induces apoptosis and limits growth of human pancreatic cancer. J. Cell. Biochem., 2001; 82: 110-122
[PubMed]  

[84] Sliva D.: Signaling pathways responsible for cancer cell invasion as targets for cancer therapy. Curr. Cancer Drug Targets, 2004; 4: 327-336
[PubMed]  

[85] Smith D.M., Wang Z., Kazi A., Li L.H., Chan T.H., Dou Q.P.: Synthetic analogs of green tea polyphenols as proteasome inhibitors. Mol. Med., 2002; 8: 382-392
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[86] Sorokin A.V., Kim E.R., Ovchinnikov L.P.: Proteasome system of protein degradation and processing. Biochemistry, 2009; 74: 1411-1442
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[87] Sun F., Anantharam V., Zhang D., Latchoumycandane C., Kanthasamy A., Kanthasamy A.G.: Proteasome inhibitor MG-132 induces dopaminergic degeneration in cell culture and animal models. Neurotoxicology, 2006; 27: 807-815
[PubMed]  

[88] Tsukamoto S., Tatsuno M., van Soest R.W., Yokosawa H., Ohta T.: New polyhydroxy sterols: proteasome inhibitors from a marine sponge Acanthodendrilla sp. J. Nat. Prod., 2003; 66: 1181-1185
[PubMed]  

[89] Tsukamoto S., Yamanokuchi R., Yoshitomi M., Sato K., Ikeda T., Rotinsulu H., Mangindaan R.E., de Voogd N.J., van Soest R.W., Yokosawa H.: Aaptamine, an alkaloid from the sponge Aaptos suberitoides, functions as a proteasome inhibitor. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2010; 20: 3341-3343
[PubMed]  

[90] Tsukamoto S., Yokosawa H.: Inhibition of the ubiquitin-proteasome system by natural products for cancer therapy. Planta Med., 2010; 76: 1064-1074
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[91] Voorhees P.M., Dees E.C., O’Neil B., Orlowski R.Z.: The proteasome as a target for cancer therapy. Clin. Cancer Res., 2003; 9: 6316-6325
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[92] Wang R.E.: Targeting heat shock proteins 70/90 and proteasome for cancer therapy. Curr. Med. Chem., 2011; 18: 4250-4264
[PubMed]  

[93] Watanabe T., Abe H., Momose I., Takahashi Y., Ikeda D., Akamatsu Y.: Structure-activity relationship of boronic acid derivatives of tyropeptin: proteasome inhibitors. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2010; 20: 5839-5842
[PubMed]  

[94] Wolf D.H., Hilt W.: The proteasome: a proteolytic nanomachine of cell regulation and waste disposal. Biochim. Biophys. Acta, 2004; 1695: 19-31
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[95] Wu W.K., Cho C.H., Lee C.W., Wu K., Fan D., Yu J., Sung J.J.: Proteasome inhibition: a new therapeutic strategy to cancer treatment. Cancer Lett., 2010; 293: 15-22
[PubMed]  

[96] Wu W.K., Sakamoto K.M., Milani M., Aldana-Masankgay G., Fan D., Wu K., Lee C.W., Cho C.H., Yu J., Sung J.J.: Macroautophagy modulates cellular response to proteasome inhibitors in cancer therapy. Drug Resist. Updat., 2010; 13: 87-92
[PubMed]  

[97] Wu W.K., Sung J.J., Wu Y.C., Li Z.J., Yu L., Cho C.H., Bone morphogenetic protein signalling is required for the anti-mitogenic effect of the proteasome inhibitor MG-132 on colon cancer cells. Br. J. Pharmacol., 2008; 154: 632-638
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[98] Wu W.K., Sung J.J., Yu L., Cho C.H.: Proteasome inhibitor MG-132 lowers gastric adenocarcinoma TMK1 cell proliferation via bone morphogenetic protein signaling. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2008; 371: 209-214
[PubMed]  

[99] Xie Y.: Structure, assembly and homeostatic regulation of 26S proteasome. J. Mol. Cell Biol., 2010; 2: 308-317
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[100] Yang H., Chen D., Cui Q.C., Yuan X., Dou Q.P.: Celastrol, a triterpene extracted from the Chinese “Thunder of God Vine”, is a potent proteasome inhibitor and suppresses human prostate cancer growth in nude mice. Cancer Res., 2006; 66: 4758-4765
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[101] Yang H., Shi G., Dou Q.P.: The tumor proteasome is a primary target for the natural anticancer compound Withaferin A isolated from “Indian winter cherry”. Mol. Pharmacol., 2007; 71: 426-437
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[102] Yew E.H., Cheung N.S., Choy M.S., Qi R.Z., Lee A.Y., Peng Z.F., Melendez A.J., Manikandan J., Koay E.S., Chiu L.L., Ng W.L., Whiteman M., Kandiah J., Halliwell B.: Proteasome inhibition by lactacystin in primary neuronal cells induces both potentially neuroprotective and pro-apoptotic transcriptional responses: a microarray analysis. J. Neurochem., 2005; 94: 943-956
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[103] Zhang H.G., Wang J., Yang X., Hsu H.C., Mountz J.D.: Regulation of apoptosis proteins in cancer cells by ubiquitin. Oncogene, 2004; 23: 2009-2015
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[104] Zhang Y., Shi Y., Li X., Du R., Luo G., Xia L., Du W., Chen B., Zhai H., Wu K., Fan D.: Proteasome inhibitor MG132 reverses multidrug resistance of gastric cancer through enhancing apoptosis and inhibiting P-gp. Cancer Biol. Ther., 2008; 7: 540-546
[PubMed]  [Full Text PDF]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text