Streszczenie

Aktywność metaboliczna drobnoustrojów żyjących w populacjach o dużej gęstości jest regulo­wana przez mechanizm quorum sensing. Proces komunikacji drobnoustrojów wpływa na wy­twarzanie czynników wirulencji, w tym tworzenie się i różnicowanie biofilmu. W pracy opisano rolę mechanizmu quorum sensing w ekspresji czynników wirulencji bakterii. Omówiono rów­nież możliwości wykorzystania quorum sensing w medycynie.

Słowa kluczowe:quorum sensing • AHL • biofilm • patogeneza

Summary

The metabolism of a high density population of bacteria is regulated by a quorum sensing me­chanism. Cell-to-cell communication of microorganisms regulates the process of production of pathogenicity factors including formation and differentiation of bacterial biofilms. The role of the quorum sensing system in the expression of virulence features is described in this paper. The possibility of application of the quorum sensing mechanism in medicine is also discussed.

Key words:quorum sensing • AHL • biofilm • pathogenesis

Wstęp

Quorum sensing (QS), sygnalizator zagęszczenia jest syste­mem komunikacji między komórkami bakterii uczestniczą­cym w regulacji ekspresji genów w odpowiedzi na gęstość populacji drobnoustrojów [26,31,32,87]. System quorum sensing ma szczególne znaczenie w opanowywaniu przez bakterie nowych terytoriów i precyzuje do jakich warun­ków mogą zaadoptować się poszczególne drobnoustroje [79]. Mechanizm quorum sensing stwierdzono u bakterii Gram-dodatnich i Gram-ujemnych [80].

W systemie międzykomórkowej komunikacji pośredniczą małe cząsteczki sygnalizacyjne (autoinduktory). Po prze­kroczeniu progowego stężenia tych związków (co świadczy o osiągnięciu przez populację mikroorganizmów odpowied­niej liczebności, czyli kworum) dochodzi do skoordyno­wanej zmiany ekspresji genów, niezbędnej do efektywne­go współdziałania całej populacji [81]. Zdaniem Schuster i wsp. ponad 200 genów Pseudomonas aeruginosa podle­ga kontroli przez mechanizm quorum sensing [53].

Bakterie Gram-dodatnie i Gram-ujemne wykształciły, za­równo odmienne systemy autoinduktorów, jak i różne sys­temy regulacji ekspresji genów w odpowiedzi na cząsteczki sygnalizacyjne [42]. W niniejszym artykule opisano naj­bardziej rozpowszechniony mechanizm quorum sensing bakterii Gram-ujemnych, w którym pośredniczą cząsteczki sygnalizacyjne laktonu N-acylo-L-homoseryny (acyl-L-ho­moserine lactone-AHL). Bakterie Gram-dodatnie porozu­miewają się za pomocą sygnałów oligopeptydowych, któ­re powstają w wyniku trawienia większych prekursorów białkowych. Takie cząsteczki sygnalizacyjne są transpor­towane na zewnątrz komórki z udziałem białka transporto­wego zależnego od ATP (ATP-binding cassete-ABC) [73].

System quorum sensing, oparty na cząsteczkach AHL, zidentyfikowano u ponad 26 gatunków bakterii Gram-ujemnych należących do rodzajów: Agrobacterium, Aeromonas, Brukholderia, Chromobacterium, Citrobacter, Enterobacter, Erwinia, Hafnia, Klebsiella, Nitrosomonas, Obesumbacterium, Pantoea, Pseudomonas, Rahnella, Ralstonia, Rhodobacter, Rhizobium, Serratia, Vibrio, Xenorhabdus, Yersinia [12,20,81]. Wymienione wyżej grupy mikroorganizmów obejmują zarówno mikroflorę saprofityczną, jak i bakterie patogenne dla ludzi, roślin i zwierząt [81]. Zjawiska quorum sensing nie zidentyfiko­wano u obligatoryjnych szczepów chorobotwórczych, ta­kich jak: Neisseria meningitidis, Haemophilus influenzae czy Helicobacter pylori [80].

Charakterystyka zjawiska quorum sensing

Quorum sensing bakterii Gram-ujemnych jest systemem opierającym się na współdziałaniu następujących elementów:
• cząsteczek sygnalizacyjnych AHL, zwanych również chemicznymi sygnałami dyfuzyjnymi lub autoindukto­rami;
• białek z rodziny syntaz autoinduktora LuxI;
• rodziny białkowych regulatorów transkrypcyjnych LuxR;
• genów docelowych [18,20].

Cząsteczki sygnalizacyjne AHL są zbudowane z pierście­nia laktonu homoseryny (homoserine lactone – HSL), który jest acylowany w pozycji α łańcuchem tłuszczo­wym. Autoinduktory bakterii Gram-ujemnych różnią się między sobą budową łańcucha kwasu tłuszczowego (obec­nością wiązań nienasyconych w łańcuchu oraz stopniem jego utlenienia). Liczba atomów węgla w łańcuchu kwa­su tłuszczowego może wynosić 4-18 [20].

Najlepiej poznanymi i opisanymi w literaturze przedmiotu cząsteczkami AHL, wytwarzanymi przez bakterie Gram-ujemne są cząsteczki, które zawierają 6-8 atomów wę­gla w łańcuchu kwasu tłuszczowego [19,20,80]. C4-HSL i 3-hydroxy-C4-HSL to najmniejsze cząsteczki autoinduk­torów wytwarzane przez drobnoustroje [76]. Cząsteczki AHL, mające 14-18 atomów węgla w łańcuchu bocznym, zawierają 1 lub 2 wiązania podwójne [56,72].

Zdaniem Yatesa i wsp. budowa i właściwości cząsteczek sygnalizacyjnych, wytwarzanych przez bakterie Gram-ujemne, zależą od wartości pH środowiska [82]. Badacze odnotowali zmiany konformacyjne pierścienia HSL (otwie­ranie się pierścienia HSL) przy wzroście wartości odczy­nu obojętnego środowiska o 1-2 jednostki. Zmian w struk­turze pierścienia HSL nie stwierdzono natomiast przy pH środowiska równym 7. Zależność ta może tłumaczyć po­wszechność zjawiska quorum sensing wśród mikroorgani­zmów żyjących w ekosystemach wodnych [82]. Cząsteczki AHL z otwartym pierścieniem HSL są nieaktywne jako che­miczne sygnały dyfuzyjne mechanizmu quorum sensing.

Cząsteczki AHL mogą swobodnie dyfundować przez ścia­nę komórkową bakterii i akumulować się w otaczającym środowisku. Cząsteczki AHL mogą być także przenoszone z udziałem pompy protonowej [50]. Sposób migracji czą­steczek AHL na zewnątrz komórki zależy od liczby ato­mów węgla w łańcuchu tłuszczowym. Chemiczne sygnały dyfuzyjne AHL, mające krótki łańcuch kwasu tłuszczo­wego (4-6 atomów węgla) swobodnie dyfundują do wnę­trza i na zewnątrz błony komórkowej [30]. Autoinduktory o dłuższych łańcuchach kwasu tłuszczowego (powyżej 6 atomów węgla), są przenoszone z udziałem pompy proto­nowej [50]. Migracja chemicznych sygnałów dyfuzyjnych AHL jest procesem uzależnionym także od liczby komó­rek bakteryjnych w danym ekosystemie [18].

Białka z rodziny LuxI warunkują syntezę cząsteczek AHL u bakterii Gram-ujemnych [18]. Genom bakteryjny może zawierać ponad 100 homologów białek LuxI. Moré i wsp. wykazali, że oczyszczone białko TraI (homolog LuxI) za­opatrzone w „metkę” powinowactwa (histydynę His₆), katalizuje syntezę in vitro cząsteczek sygnalizacyjnych u Agrobacterium tumefaciens [44]. Podobne zależności odnotowali Schaefer i wsp., badając wpływ oczyszczo­nego białka LuxI zaopatrzonego w partnera fuzyjnego – białko wiążące maltozę (MBP) – na proces wytwarzania cząsteczek sygnalizacyjnych AHL u Vibrio fischeri [52]. W przeprowadzonych doświadczeniach biosynteza cząste­czek sygnalizacyjnych przez komórki Vibrio spp. katalizo­wana była przez białko LuxI [54].

Gdy stężenie cząsteczek sygnalizacyjnych w otaczają­cym komórki bakteryjne środowisku osiągnie odpowied­ni poziom, AHL wiążą się i uaktywniają rodzinę białko­wych regulatorów transkrypcyjnych LuxR. W komórkach Vibrio fischeri LuxR łącząc się swoiście z autoinduktorem, oddziałuje z sekwencją promotorową operonu, co prowadzi do modulacji procesu transkrypcji genów docelowych [58].

Białko LuxR jest cząsteczką złożoną z 250 aminokwa­sów. C-końcowy fragment łańcucha polipeptydowego jest odpowiedzialny za bezpośrednie oddziaływanie z DNA. N-końcowy fragment łańcucha jest odpowiedzialny za rozpoznawanie i wiązanie cząsteczek AHL. W większo­ści przypadków w obecności cząsteczki AHL, białko LuxR zmienia konformację i ulega aktywacji, indukując trans­krypcję genów docelowych [17].

Na podstawie filogenetycznego porównania białek z ro­dziny LuxI i LuxR wykazano, że w mechanizmie quorum sensing występuje horyzontalny transfer genów [21]. Wiele homologów białek LuxR i LuxI jest umiejscowio­nych na plazmidach. Takie prawidłowości zaobserwowa­no u Agrobacterium spp. (plazmid Ti) i u Rhizobium spp. [78,85]. Wei i wsp. wykazali, że system LuxRI u Serratia marcescens (nazwany SpnRI), umiejscowiony na trans­pozonie Tn3, może być przekazywany między plazmi­dami i chromosomami komórek tego gatunku i komórek Escherichia coli, współbytujących w jednym środowisku [77]. Nabycie systemu SpnRI przez komórki E. coli, któ­re w środowisku naturalnym nie syntetyzują cząsteczek AHL, zmienia metabolizm tych drobnoustrojów. Komórki E. coli z nabytym system SpnRI od S. marcescens, poru­szają się i wytwarzają barwniki w zależności od stężenia chemicznych cząsteczek dyfuzyjnych w środowisku [77].

Biosynteza cząsteczek sygnalizacyjnych

Pierwsze doświadczenia nad wytwarzaniem cząsteczek sygnalizacyjnych AHL przez drobnoustroje V. fischeri przeprowadzili Eberhard i wsp. [11]. Hodowle mikroor­ganizmów Vibrio spp. prowadzono na podłożach, suple­mentowanych dodatkiem S-adenozylometioniny (SAM) i kwasów tłuszczowych. Stwierdzili oni, że obecność w po­żywce mikrobiologicznej SAM i kwasów tłuszczowych wpływa na wzrost efektywności biosyntezy cząsteczek sygnalizacyjnych 3-okso-C6-HSL przez badane drobno­ustroje [11]. Podobnie wytwarzanie cząsteczek dyfuzyj­nych 3-okso-C6-HSL przez autotroficzne mutanty E. coli z wklonowanym luxI, zależy od obecności w środowisku wzrostu metioniny lub SAM [24]. Hanzelka i Greenberg zaobserwowali, że deficyt aminokwasów w podłożu ho­dowlanym hamuje proces konwersji metioniny do SAM [24]. Zdaniem Vala i Cronana niższe stężenie SAM we­wnątrz komórek E. coli, obniża także wydajność procesu biosyntezy cząsteczek AHL przez badane bakterie [71]. Wewnątrzkomórkowa S-adenozylometionina wpływa na ekspresję białka TraI (homologu LuxI) w komórkach E. coli.

Eberhard i wsp. wykazali, że 3-oksoheksanolylo-koenzym A lub przenośnik białkowy (acyl carrier protein – ACP) są elementami przenoszącymi łańcuch tłuszczowy w pro­cesie syntezy cząsteczek 3-okso-C6-HSL u V. fischeri [11]. W doświadczeniach przeprowadzonych przez Vala i Cronana stwierdzono zahamowanie syntezy cząsteczek sygnalizacyjnych AHL przez mutanty fabD E. coli, spo­wodowane zablokowaniem procesu β-oksydacji kwasów tłuszczowych w cytosolu badanych komórek [71]. Powyższe wyniki badań korelują z rezultatami doświadczeń prze­prowadzonych przez Hoanga i Schweizera [26]. Badacze przeprowadzili mutację komórek P. aeruginosa w obrębie genu fabI, kodującego białko, zaangażowane w proces syn­tezy kwasów tłuszczowych w komórce. Delecja genu fabI, uniemożliwiła komórkom P. aeruginosa przeprowadzenie procesu biosyntezy i sekrecji cząsteczek AHL do otacza­jącego środowiska [26].

W procesie biosyntezy cząsteczek sygnalizacyjnych grupa aminowa homocysteiny, wchodzącej w skład SAM wiąże się z udziałem LuxI przez wiązanie amidowe z łańcuchem tłuszczowym przenoszonym przez przenośnik białkowy. Utworzenie pierścienia laktonowego z połączonych pół­produktów zachodzi z uwolnieniem metylotioadenozyny w wyniku czego powstaje acylowany lakton homoseryny [19]. Szlak biosyntezy SAM/acyl-ACP jest konserwatyw­ny dla różnych acylowanych laktonów homoseryny [19,42].

Biosynteza chemicznych cząsteczek dyfuzyjnych AHL zależy także od białek z rodziny LuxM. Rodzina LuxM syntetaz AHL zidentyfikowana została u przedstawicie­li Vibrio spp. [25,43]. Geny luxM są powiązane z genami kodującymi białka sensorowe kinazy histydyny. Białka te w periplazmie wywołują kaskadę procesów fosforylacji, prowadząc do transkrypcyjnej aktywacji genów uczestni­czących w biosyntezie cząsteczek AHL oraz genów do­celowych, na które oddziaływają cząsteczki AHL [4,5,8].

Regulacja syntezy czynników wirulencji przez mechanizm quorum sensing

Proces patogenezy jest zjawiskiem bardzo złożonym, wy­magającym udziału wielu czynników. Do determinantów patogenezy, regulowanych przez system quorum sensing, należą m.in.: biosynteza pozakomórkowych proteaz, he­molizyn, egzotoksyn, tworzenie biofilmu i wzrost roz­pełzliwy komórek. Udział cząsteczek AHL w syntezie czynników wirulencji zaobserwowano u: P. aeruginosa, Brukholderia cepacia, Aeromonas hydrophila, Yersinia pseudotuberculosis oraz S. marcescens [3,60].

Komórki P. aeruginosa dysponują dwoma zespołami quorum sensing homologicznymi do LuxRI. Jest to system las obejmujący białka LasR i LasI oraz system rhl, złożo­ny z białek RhlR i RhlI [3]. Białka LasI oraz RhlI są syn­tetazami odpowiedzialnymi za wytwarzanie cząsteczek sy­gnalizacyjnych, odpowiednio 3-okso-C12-HSL i C4-HSL [48,49,83]. Przy dużej gęstości komórek P. aeruginosa w tkankach gospodarza, białko receptorowe LasR roz­poznaje i łączy się z autoinduktorem 3-okso-C12-HSL. Wytworzony kompleks LasR-3-okso-C12-HSL łączy się następnie z promotorami kontrolującymi ekspresję wie­lu genów odpowiedzialnych za syntezę sekrecyjnych bia­łek P. aeruginosa. Wydzielanie tych białek do środowiska zewnętrznego, powoduje uszkodzenie tkanki gospodarza, rozszerzając obszar bakteryjnej infekcji. Do czynników chorobotwórczości P. aeruginosa, których synteza indu­kowana jest przez kompleks LasR-3-okos-C12-HSL, nale­ży: elastaza, proteaza, egzotoksyna i alkaliczna fosfataza [57,83]. Stwierdzono ponadto, że kompleks LasR-3-okso-C12-HSL wpływa na ekspresję białka RhlR. Białko RhlR po związaniu z cząsteczką sygnalizacyjną C4-HSL, indu­kuje dodatkowo geny odpowiedzialne za syntezę elasta­zy i alkalicznej fosfatazy, będące pod kontrolą systemu LasRI. Stwierdzono ponadto, że kompleks RhlR-C4-HSL aktywuje ekspresję rhlAB, operonu kodującego ramnozy­lotransferazę, niezbędną w biosyntezie ramnolipidu przez Pseudomonas spp. [46]. Obecność tego związku obniża na­pięcie powierzchniowe, umożliwiając P. aeruginosa wzrost rozpełzliwy w środowiskach o konsystencji półstałej [34]. W syntezie czynników wirulencji P. aeruginosa, białka re­gulatorowe LasR i RhiR mechanizmu quorum sensing, peł­nią zatem zarówno funkcję sensorów sygnałów, jak i efek­torów transkrypcji genów [29].

W międzykomórkowej komunikacji P. aeruginosa, oprócz AHL, mogą być wykorzystywane również cząsteczki chino­lonowe (pseudomonas quinolone signal molekule – PQS) [10]. Biosynteza PQS regulowana jest przez białko LasR. PQS poprzez indukuję ekspresji lasB (genu kodującego elastazę), rhlI i rhlR, stanowi łącznik pomiędzy systema­mi las oraz rhl [23].

Czynnikami patogenności Yersinia spp. są inwazyjny Inv, YadA, wydzielnicze białka Yop oraz białka aparatu wy­dzielniczego. Na wydzielnicze białka Yop składają się biał­ka efektorowe oraz białka związane z translokacją białek efektorowych z komórki bakteryjnej do cytoplazmy ko­mórki eukariotycznej. Białka efektorowe, wprowadzone do komórki gospodarza, zaburzają mechanizmy przekazywa­nia sygnału i atakują cytoszkielet komórki eukariotycznej. Zjadliwość komórek Y. enterocolitica, Y. pseudotuberculosis oraz Y. pestis jest kontrolowana przez mechanizm quorum sensing. W systemie komunikacji komórkowej pośredni­czą cząsteczki C6-HSL i 3-okso-C6-HSL, które wytwarza­ne są przez Yersinia spp. w równym stosunku molowym. [2]. Dodatkowo Y. pseudotuberculosis wytwarza cząstecz­ki C8-HSL [81]. Synteza cząsteczek AHL w komórkach Y. enterocolitica warunkowana jest przez YenI. Przerwanie genu yenI zakłóca biosyntezę przez drobnoustroje cząste­czek AHL [69]. Analiza proteomiczna wykazała istotną rolę yenI w ekspresji wydzielniczych białek Yop [1]. W komór­kach Y. pseudotuberculosis system quorum sensing składa się z dwóch loci: ypsI/ypsR i ytbI/ytbR. Badania przepro­wadzone przez Atkinsona i wsp., porównujące mechanizm quorum sensing szczepów dzikich Y. pseudotuberculosis i mutantów ypsR wskazały, że ypsR pełni funkcję nega­tywnego regulatora ekspresji czynników wirulencji tych bakterii [2].

Chorobotwórczość A. hydrophila jest związana przede wszystkim z wytwarzaniem enterotoksyn, wśród których wyróżnia się dwa typy: enterotoksyny cytotoniczne oraz enterotoksyny cytotoksyczne. Toksyny cytotoksyczne, ta­kie jak np. aerolizyna oraz alfa hemolizyna uszkadzają ko­mórki nabłonka przewodu pokarmowego, a ich obecność stanowi o zjadliwości szczepów A. hydrophila. Proces biosyntezy enterotoksyn przez A. hydrophila jest kontro­lowany przez mechanizm quorum sensing, w którym po­średniczą cząsteczki C4-HSL oraz C6-HSL wytwarzane w stosunku 70:1 [67]. W komórkach A. hydrophila za wy­twarzanie cząsteczek AHL odpowiada AhyI [66]. Swift i wsp. zaobserwowali, że mutanty ahyI oraz ahyR, okaza­ły się niezdolne do biosyntezy C4-HSL i były szczepami niezjadliwymi [66].

Do determinantów patogenezy Serratia spp. należą: he­molizyny, proteazy, chloroperoksydaza, alkaliczna fos­fataza. Wirulencja Serratia spp. zależy także od wzrostu rozpełzliwego komórek [36, 75]. Mechanizm quorum sensing poszczególnych gatunków Serratia spp. jest zróżni­cowany i obejmuje system SwrIR (u S. liquefaciens MG1), SprIR (u S. proteamaculans), SpnIR (u S. marcescens) [6,13,27]. System SpnI u S. marcescens reguluje wytwa­rzanie czterech typów cząsteczek AHL: 3-oxo-C6-HSL, C6-HSL, C7-HSL oraz C8-HSL. W odróżnieniu od wielu homologów LuxR, SpnR pełni funkcję negatywnego regula­tora ekspresji, którego inaktywacja wywoływana jest przez 3-oxo-C6-HSL. W badaniach przeprowadzonych przez Wei i in. stwierdzono, że zakłócenia w obrębie genu spnI uniemożliwiają rozpad wydłużonych komórek na krótkie pałeczki [77]. Wzrost rozpełzliwy Serratia spp. zależy od biosyntezy biosurfaktantów [38]. Rice i wsp. przeprowa­dzili badania mające na celu identyfikację genów kodują­cych syntezę serrawetyny W2 u S. liquefaciens MG1 [51]. Mutanty swrI poddano dalszej mutagenizacji transpozo­nem Tn-5 niosącym luxAB. Uzyskane podwójne mutanty S. liquefaciens oceniano pod względem zdolności do wy­twarzania cząsteczek AHL. W przeprowadzonych przez Linduma i wsp. badaniach wykazano, że tylko 1 z 19 te­stowanych mutantów Serratia spp. nie wykazuje zdolno­ści do rozpełzliwego wzrostu przy zachowaniu potencjału tych komórek do biosyntezy cząsteczek AHL [38].

Zdolność przylegania bakterii do powierzchni stałych świadczy o zjadliwości drobnoustrojów. Proces tworzenia się biofilmów bakteryjnych na powierzchni komórek euka­riotycznych lub materiałach abiotycznych jest regulowany przez mechanizm quorum sensing [57,61]. Wytwarzanie przez komórki cząsteczek AHL inicjuje proces adhe­zji pojedynczych drobnoustrojów do płaszczyzn stałych [74]. Komórka bakteryjna łączy się z daną powierzchnią od strony, w której tempo sekrecji cząsteczek sygnaliza­cyjnych uległo zmniejszeniu [7]. U drobnoustrojów, pozo­stających w zawiesinie, sekrecja cząsteczek AHL jest jed­nakowa z każdej strony komórki [7,74].

W matrycy dojrzałego biofilmu możliwa jest swobodna dyfuzja cząsteczek sygnalizacyjnych z jednej komórki do drugiej [62]. W błonach biologicznych, w przeciwieństwie do populacji wolno żyjących mikroorganizmów, kontakt z drugą komórką jest o wiele bardziej prawdopodobny, a odległości jakie muszą pokonać cząsteczki sygnaliza­cyjne są odpowiednio mniejsze [81]. Wpływ cząsteczek AHL na strukturę błon biologicznych stwierdzono zarów­no w naturalnych, jak i laboratoryjnie wytworzonych bio­filmach B. cenocepacia, A. hydrophila, P. aeruginosa, P. putida i S. marcescens [28,35,39,63]. Błony biologicz­ne, utworzone przez zmutowane szczepy P. aeruginosa, B. cenocepacia oraz A. hydrophila, niezdolne do syntezy cząsteczek AHL, były cienkimi warstewkami, złożonymi z mocno upakowanych komórek. Struktura biofilmów utwo­rzonych przez bakterie niepoddane mutagenizacji, były he­terogenne i składały się z mikrokolonii komórek, tworzą­cych wypustki lub też filamenty wystające do środowiska zewnętrznego (często w kształcie grzyba), porozdzielane systemem kanałów wodnych [9,28,35,39,63].

Głównym komponentem mikrokolonii biofilmu są poza­komórkowe polisacharydy, wytwarzane przez mikroorga­nizmy [45]. Biosynteza i sekrecja zewnątrzkomórkowego alginianu w biofilmach P. aeruginosa PA14 jest procesem indukowanym przez 3-okso-C12-HSL [55]. W błonach biologicznych S. marcescens MG1 wytwarzanie polisacha­rydu, którego mery połączone są wiązaniami β 1,3- lub β 1,4-glikozydowymi, jest warunkowane sekrecją przez ko­mórki C4-HSL [35].

Oderwane od błony biologicznej drobnoustroje rozpo­czynają proces kolonizacji nowych terytoriów. Zdaniem Costertona żaden ze znanych człowiekowi drobnoustrojów nie wykazuje zdolności do planktonicznej formy życia [7]. Obecność wolno pływających komórek w danym ekosys­temie jest jedynie etapem pomiędzy odrywaniem się mi­kroorganizmów od warstwy dojrzałego biofilmu a adhezją początkową komórek do nowych płaszczyzn stałych [74].

Aspekty praktyczne mechanizmu quorum sensing

Badania dotyczące kontroli przez mechanizm quorum sensing procesów fizjologicznych bakterii oraz roli tego zjawiska w kształtowaniu interakcji między drobnoustro­jami i organizmami wyższymi są dopiero w fazie począt­kowej. Z punktu widzenia medycznego szczególnie waż­ne są badania oceniające znaczenie systemu komunikacji mikroorganizmów w przebiegu procesu infekcji oraz two­rzeniu się trudnych do eliminacji biofilmów bakteryjnych na materiałach medycznych.

Wpływ biosyntezy AHL na rozwój zakażeń P. aeruginosa początkowo zaobserwowano na mysich i szczurzych mode­lach ostrego i chronicznego zapalenia płuc [59]. Zdaniem Smitha i wsp. mechanizm komunikacji P. aeruginosa od­powiada za rozprzestrzenianie się zakażenia prowadzące­go do posocznicy, sprzyja powstaniu zmian patologicznych w tkankach oraz wzrostu śmiertelności badanych zwierząt [59]. Wytwarzanie cząsteczek sygnalizacyjnych wpływa także na rozwój chronicznych zakażeń płucnych przez P. aeruginosa i B. cepacia u osób chorych na mukowiscy­dozę (CF). W plwocinie tych pacjentów wykazano duże stężenie transkryptów genów las i rhl oraz zidentyfikowa­no cząsteczki C4-HSL, C6-HSL oraz C12-HSL [16,41]. U pacjentów z CF najpierw dochodziło do infekcji i roz­woju populacji P. aeruginosa. Dowiedziono, że cząstecz­ki sygnalizacyjne C4-HSL, C6-HSL oraz C12-HSL wy­twarzane w czasie tego procesu przez P. aeruginosa były warunkiem koniecznym w indukcji ekspresji czynników wirulencji B. cepacia. Powyższe zjawisko w pewnym stop­niu tłumaczy porządek sukcesji chorobotwórczych gatun­ków, zasiedlających osoby chore na mukowiscydozę [4].

Z raportów Narodowego Instytutu Zdrowia Publicznego (PZH) wynika, że proces tworzenia biofilmów bakteryj­nych na materiałach medycznych, jest bezpośrednią przy­czyną 65-80% zakażeń u hospitalizowanych pacjentów. Problem dotyczy głównie pacjentów, u których w celach diagnostycznych lub terapeutycznych zastosowano prote­zy stawowe i kostne, cewniki czy zespolenia naczyniowe [70]. Zdaniem Favre-Bontéa i wsp. u pacjentów oddzia­łów intensywnej terapii zakażenia P. aeruginosa mogą być m.in. następstwem tworzenia się biofilmów bakteryjnych na powierzchni rurek intubacyjnych [16]. W badaniach prze­prowadzonych przez tych badaczy wykazano, że koloni­zacja rurek intubacyjnych przez P. aeruginosa zależy od biosyntezy 3-okso-C12-HSL. U wszystkich przebadanych kultur bakteryjnych, biosynteza 3-okso-C12-HSL wpły­wała także na wytwarzanie przez P. aeruginosa elastazy LasB. Favre-Bonté i wsp. stwierdzili również, że biosyn­teza cząsteczek 3-okso-C12-HSL stymuluje wytwarzanie przez P. aeruginosa drugiego autoinduktora – C4-HSL, kontrolującego powstawanie ramnolipidu [16]. Zdaniem badaczy wytwarzanie dwóch rodzajów cząsteczek sygnali­zacyjnych przez P. aeruginosa (3-okso-C12-HSL oraz C4-HSL), umożliwia rozwój biofilmu na materiałach medycz­nych oraz utrzymanie zmian chorobowych w tkankach [16].

Z medycznego punktu widzenia ważne są badania nad rolą systemu quorum sensing w układach antagonistycz­nych i kompetycyjnych drobnoustrojów z organizmami wyższymi. Ponieważ stosowanie antybiotyków czy środ­ków dezynfekcyjnych przynosi ograniczony sukces w za­pobieganiu lub leczeniu zakażeń bakteryjnych, badania dotyczące interferencji z quorum sensing nabierają szcze­gólnego znaczenia.

W układach antagonistycznych między drobnoustrojami a organizmami wyższymi, zwalczanie systemu quorum sensing bakterii następuje albo wskutek niszczenia czą­steczek sygnalizacyjnych albo poprzez wytwarzanie anta­gonistycznych związków względem AHL [3]. Dokładnie opisanym w literaturze przedmiotu przykładem hamowa­nia systemu quorum sensing drobnoustrojów i zapobiega­niu tworzeniu biofilmów S. liquefaciens jest zdolność bio­syntezy halogenowanych furanonów przez wodorost morski Delisea pulchra [40]. Halogenowane furanony, jako kom­petycyjne analogi AHL, skutecznie zapobiegały tworzeniu biofilmu na statkach rybackich i sieciach. Zjawisko to na­stępowało wskutek konkurencji halogenowanych furano­nów z AHL o miejsce wiązania na białku receptorowym LuxR [68]. Przypuszcza się również, że przyłączenie inhi­bitora quorum sensing destabilizowało białko LuxR przez obniżenie czasu jego półtrwania lub zablokowało proces dimeryzacji cząsteczki [64].

Niszczenie cząsteczek sygnalizacyjnych mechanizmu quorum sensing w celu obniżenia ekspresji niektórych czynników wirulencji bakterii patogennych może być prze­prowadzone metodami chemicznymi lub enzymatycznymi [3]. Chemiczna inaktywacja cząsteczek AHL może opie­rać się na hydrolizie alkalicznej, w wyniku której powstają pochodne acylowane homoseryny lub na reakcji z utlenio­nymi chlorowcami o działaniu przeciwbakteryjnym [31]. Zdaniem Summerfelta traktowanie hodowli bakteryjnych wodą zawierającą niewielkie stężenia silnie utleniających związków, takich jak ozon, może być użyteczne w lecze­niu zakażeń bakteryjnych [65]. Ozon skutecznie inakty­wuje cząsteczki sygnalizacyjne mikroorganizmów [65].

Enzymatyczna inaktywacja cząsteczek sygnalizacyjnych może się odbywać z udziałem dwóch typów enzymów: lak­tonazy AHL i acylazy AHL. Powyższe enzymy są wytwa­rzane przez α-Proteobacteria, β-Proteobacteria, Bacillus spp. oraz organizmy eukariotyczne [47]. Laktonazy AHL i acylazy AHL, rozszczepiając pierścień laktonowy czą­steczek sygnalizacyjnych powodują, że AHL stają się nie­zdolne do aktywacji pokrewnych regulatorów transkrypcyj­nych [19]. W kulturach mieszanych bakterii enzymatyczna degradacja cząsteczek sygnalizacyjnych umożliwia części drobnoustrojów wykorzystywanie AHL na potrzeby od­żywcze. Ograniczona w ten sposób możliwość komuni­kowania się innych współbytujących gatunków bakterii, pozwala uzyskać selektywną przewagę nad konkurenta­mi w danym ekosystemie. Wykorzystywanie AHL jako potencjalnego źródła azotu i energii jest cechą komórek Variovorax paradoxus [37].

Acylazy wytwarzane przez organizmy wyższe mogą także powodować degradację bakteryjnych cząsteczek sygnaliza­cyjnych. Xu i wsp. zaobserwowali, że acylaza I nerki świni, poprzez deacylację, inaktywuje cząsteczki AHL wytwarza­ne przez komórki Pseudomonas spp. oraz Microbacterium spp. [84]. Inaktywacja cząsteczek sygnalizacyjnych bak­terii występowała przy pH 9,0 środowiska, co mogło być spowodowane alkaliczną hydrolizą pierścienia laktonu. Acylaza wyraźnie ograniczyła potencjał adhezyjny komó­rek Pseudomonas spp. i Microbacterium spp. [84].

Skuteczne blokowanie lub zakłócanie mechanizmu quorum sensing u mikroorganizmów wykorzystujących acyl-HSL w kontroli zjadliwości ma zdecydowanie aplikacyjne zna­czenie. Może bowiem doprowadzić do częściowej lub całko­witej atenuacji patogennych drobnoustrojów. Ponadto efek­tywna inhibicja quorum sensing może zapobiec zjawisku selekcji postaci opornych [4,32]. Zdaniem Kołodyńskiego i Jankowskiego rozwiązanie problemu lekooporności drob­noustrojów przez zastąpienie antybiotyków związkami blokującymi quorum sensing, wymaga opracowania no­wych metod diagnostycznych do oceny ich skuteczności [32]. Inhibitory quorum sensing nie wykazują aktywności bakteriobójczej, więc nie jest możliwe tradycyjne badanie minimalnego stężenia hamującego (minimal inhibitory con­centration – MIC) w warunkach in vitro [32].

Podsumowanie

Atrakcyjność badań mechanizmu quorum sensing drobno­ustrojów wynika z niezaprzeczalnego ogólnobiologicznego i biotechnologicznego znaczenia tego zjawiska. Aktywność metaboliczna drobnoustrojów żyjących w populacjach o du­zej gęstości jest regulowana biosyntezą cząsteczek sygnaliza­cyjnych. Powyższy mechanizm kontroluje proces wytwarza­nia czynników wirulencji, w tym tworzenia się i różnicowania biofilmów. Zjawiska te decydują o tempie i sposobie opano­wywania przez drobnoustroje nowego środowiska.

Szczegółowa obserwacja i zrozumienie mechanizmu ko­munikacji, odbywającego się między drobnoustrojami, ma aplikacyjne znaczenie. Ingerencja w mechanizm quorum sensing może ułatwić opracowanie skutecznych środków higienicznych, eliminujących drobnoustroje chorobotwór­cze z materiałów i urządzeń medycznych. Z medycznego punktu widzenia poznanie szczegółów procesu quorum sensing może się także przyczynić do odkrycia nowych klas nieantybiotykowych środków przeciwbakteryjnych. Poprzez ingerencję w komunikację między komórkami możliwe będzie opracowanie nowych strategii leczenia wielu bakteryjnych infekcji.

PIŚMIENNICTWO

[1] Atkinson S., Chang C.Y., Sockett R.E., Cámara M., Williams P.: Quorum sensing in Yersinia enterocolitica controls swimming and swarming motility. J. Bacteriol., 2006; 188: 1451-1461
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Atkinson S., Throup J.P., Stewart G.S., Williams P.: A hierarchical quorum-sensing system in Yersinia pseudotuberculosis is involved in the regulation of motility and clumping. Mol. Microbiol., 1999; 33: 1267-1277
[PubMed]  

[3] Bjarnsholt T., Givskov M.: Quorum sensing blockade as a strategy for enhancing host defences against bacterial pathogens. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B.Biol. Sci., 2007; 362: 1213-1222
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Cámara M., Hardman A., Williams P., Milton D.: Quorum sensing in Vibrio cholerae. Nat. Genet., 2002; 32: 217-218
[PubMed]  

[5] Cámara M., Williams P. Hardman A.: Controlling infection by tuning in and turning down the volume of bacterial small-talk. Lancet. Infect. Dis., 2002; 2: 667-676
[PubMed]  

[6] Christensen A.B., Riedel K., Eberl L., Flodgaard L.R., Molin S., Gram L., Givskov M.: Quorum sensing-directed protein expression in Serratia proteamaculans B5a. Microbiol., 2003; 149: 471-483
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Costerton J.W.: Introduction to biofilm. Int. J. Antimicrob. Agents, 1999; 11: 217-221
[PubMed]  

[8] Croxatto A., Pride J., Hardman A., Williams P., Cámara M., Millton D.L.: A distinctive dual-channel quorum-sensing system operates in Vibrio anguillarum. Mol. Microbiol., 2004; 52: 1677-1689
[PubMed]  

[9] Czaczyk K.: Czynniki warunkujące adhezję drobnoustrojów do powierzchni abiotycznych. Postepy Microbiol., 2004; 43: 267-283

[10] Diggle S.P., Winzer K., Chhabra S.R., Worrall K.E., Cámara M., Williams P.: The Pseudomonas aeruginosa quinolone signal molecule overcomes the cell density-dependency of the the quorum sensing hierarchy regulates. Mol. Microbiol., 2003; 50: 29-43
[PubMed]  

[11] Eberhard A., Longin T., Widrig C.A., Stranick S.J.: Synthesis of the lux gene autoinducer in Vibrio fischeri is positively autoregulated. Arch. Microbiol., 1991; 155: 294-297
[Full Text PDF]  

[12] Eberl L.: N-acyl homoserinelactone-mediated gene regulation in gram-negative bacteria. Syst. Appl. Microbiol., 1999; 22: 493-506
[PubMed]  

[13] Eberl L., Winson M.K., Sternberg C., Stewart G.S., Christiansen G., Chhabra S.R., Bycroft B., Williams P., Molin S., Givskov M.: Involvement of N-acyl-l-homoserine lactone autoinducers in cotrolling the multicellular behavior of Serratia liquefaciens. Mol. Microbiol., 1996; 20: 127-136
[PubMed]  

[14] Egland K.A., Greenberg E.P.: Quorum sensing in Vibrio fischeri: elements of the luxI promoter. Mol. Microbiol., 1999; 31: 1197-1204
[PubMed]  

[15] Engerbrecht J., Silverman M.: Identification of genes and gene products necessary for bacterial bioluminescence. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1984; 81: 4154-4158
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Favre-Bonté S., Chamot E., Köhler T., Romand J.A., van Delden C.: Autoinducer production and quorum-sensing dependent phenotypes of Pseudomonas aeruginosa vary according to isolation site during colonization of incubated patients. BMC Microbiol., 2007; 7: 33-45
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Finney A.H., Blick R.J., Murakami K., Ishohama A., Stevens A.A.: Role of the C-terminal domain of the alpha subunit of RNA polymerase in LuxR-dependent transcriptional activation of the lux operon during quorum sensing. J. Bacteriol., 2002; 184; 4520-4528
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Fuqua C., Parsek M.R., Greenberg E.P.: Regulation of gene expression by cell-to-cell communication: acyl-homoserine lactone quorum sensing. Annu. Rev. Genet., 2001; 35: 439-468
[PubMed]  

[19] Geske G.D., O’Neil J.C., Blackwell H.E.: Expanding dialogues: from natural autoinducers to non-natural analogues that modulate quorum sensing in gram-negative bacteria. Chem. Soc. Rev., 2008; 37: 1432-1447
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] González J.E., Keshavan N.D.: Messing with bacterial quorum sensing. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2006; 70: 859-875
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Gray K. M., Garey J. R.: The evolution of bacterial LuxI and LuxR quorum sensing regulators. Microbiol., 2001; 147: 2379-2387
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Guina T., Purvine S.O., Eugene C.Y., Eug J., Goodlett D.R., Abersold R., Miller S.I.: Quantitive proteomics analysis indicates increased isolates from cystic fibrosis airways. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003; 100: 2771-2776
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[23] Hanzelka B.L., Greenberg E.P.: Quorum sensing in Vibrio fischeri: evidence that S-adenosylmethionine is the amino acid substrate for autoinducer synthesis. J. Bacteriol., 1996; 178: 5291-5294
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Hanzelka B.L., Parsek M.R., Val D.L., Dunlap P.V., Cronan J.E., Greenberg E.P.: Acylhomoserine lactone synthase activity of the Vibrio fischeri AinS protein. J. Bacteriol., 1999; 181: 5766-5770
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Hoang T.T., Schweizer H.P.: Characterization of Pseudomonas aeruginosa enoyl-acyl carrier protein reductase (FabI): a target for the antimicrobial triclosan and its role in acylated homoserine lactone synthesis. J. Bacteriol., 1999; 181: 5489-5497
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Horng Y.T., Deng S.C., Daykin M., Soo P.C., Wei J.R., Luh K.T., Ho S.W., Swift S., Lai H.C., Williams P.: The LuxR family protein SpnR functions as a negative regulator of N-acylhomoserine lactone-dependent quorum sensing in Serratia marcescens. Mol. Microbiol., 2002; 45: 1655-1671
[PubMed]  

[27] Huber B., Riedel K., Hentzer M., Heydorn A., Gotschlich A., Givskov M., Molin S., Eberl L.: The cep quorum-sensing system of Brukholderia capacia H111 controls biofilm formation and swarming motility. Microbiol., 2001; 147: 2517-2528
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Jaworski A., Serwecińska L., Stączek P.: Quorum sensing – komunikowanie się komórek w populacjach bakterii przy udziale chemicznych cząsteczek sygnałowych. Postepy Biol. Kom., 2005; 32: 231-256
[Abstract]  

[29] Kaplan H.B., Greenberg E.P.: Diffusion of autoinducer is involved in regulation of the Vibrio fischeri luminescence system. J. Bacteriol., 1985; 163: 1210-1214
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Kim M.H., Choi W.C., Kang H.O., Lee J.S., Kang B.S., Kim K.J., Derewenda Z.S., Oh T.K., Lee C.H., Lee J.K.: The molecular structure and catalytic mechanism of a quorum sensing N-acyl-L-homoserine lactone hydrolase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 17606-17611
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Kołodyński J., Jankowski S.: Systemy międzykomórkowej sygnalizacji u bakterii. Adv. Clin. Exp. Med., 2005; 14: 343-348

[32] Kozdrój J.: Aspekty ekologiczne i biotechnologiczna luminescencji bakterii. Postepy Microbiol., 1998; 37: 349-367

[33] Köhler T., Curty L.K., Barja F., van Delden C., Pechere J.C.: Swarming of Pseudomonas aeruginosa is dependent on cell-to-cell signaling and requires flagella and pili. J. Bacteriol., 2000; 182: 5990-5996
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Labbate M., Zhu H., Thung L., Bandara R., Larsen M., Willcox M., Givskov M., Rice S., Kjelleberg S.: Quorum sensing regulation of adhesion in Serratia marcescens MG1 is surface dependend. J. Bacteriol., 2007; 189: 2702-2711
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Lai H.C., Soo P.C., Wei J.R., Yi W.C., Liaw S.J., Horng Y.T., Lin S.M., Ho S.W., Swift S., Williams P.: The RssAB two-component signal transduction system in Serratia marcescens regulates swarming motility and cell envelope architecture in response to exogenous saturated fatty acids. J. Bacteriol., 2005; 187: 3407-3414
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Leadbetter J.R., Greenberg E.P.: Methabolism of acyl-homoserine lactone quorum-sensing signals by Variovorax paradoxus. J. Bacteriol., 2000; 182: 6921-6926
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Lindum P.W., Anthoni U., Christophersen C., Eberl L., Molin S., Givskov M.: N-Acyl-l-homoserine lactone autoinducers control production of an extracellular lipopeptide biosurfactant required for swarming motility of Serratia liquefaciens MG1. J. Bacteriol., 1998; 180: 6384-6388
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Lynch N.J., Swift S., Kirke D.F., Keevil C.W., Dodd C.E., Williams P.: The regulation of biofilm development by quorum-sensing in Aeromonas hydrophila. Eviron. Microbiol., 2002; 4: 18-28
[PubMed]  

[39] Manefield M., de Nys R., Kumar N., Read R., Givskov M., Steinberg P., Kjelleberg S.: Evidence that halogenated furanones for Delisea pulchra inhibit acylated homoserine lactone (AHL)-mediated gene expression by displacing the AHL signal from its receptor protein. Microbiology, 1999; 145: 283-291
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[40] Middleton B., Rodgers H.C., Cámara M., Knox A.J., Williams P., Hardman A.: Direct detection of N-acylhomoserine lactones in cystic fibrosis sputum. FEMS Microbiol. Lett., 2002; 22: 1-7
[PubMed]  

[41] Miller M.B., Bassler B.L.: Quorum sensing in bacteria. Annu. Rev. Microbiol., 2001; 55: 165-199
[PubMed]  

[42] Milton D.L., Chalker V.J., Kirke D., Hardman A., Cámara M., Williams P.: The LuxM homologue VanM from Vibrio anguillarum directs the synthesis of N-(3-hydroxyhexanoyl)homoserine lactone nad N-hexanoyl-homoserine lactone. J. Bacteriol., 2001; 183: 3537-3547
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Moré M.I., Finger L.D., Stryker J.L., Fuqua C., Eberhard A., Winans S.C.: Enzymatic synthesis of a quorum-sensing autoinducer through use of defined substrates. Science, 1996; 272: 1655-1658
[PubMed]  

[44] Myszka K., Czaczyk K.: Characterization of adhesive exopolysaccharide (EPS) produced by Pseudomonas aeruginosa under starvation conditions. Curr. Microbiol., 2009; 58: 541-546
[PubMed]  

[45] Ochsner U.A., Koch A.K., Fiechter A., Reiser J.: Isolation and characterization of a regulatory gene affecting rhamnolipid biosurfactant synthesis in Pseudomonas aeruginosa. J. Bacteriol., 1994; 176: 2044-2054
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Park S.Y., Kang H.O., Jang H.S., Lee J.K., Koo B.T., Yum D.Y.: Identification of extracellular N-acylhomoserine lactone acylase from a Streptomyces sp. and its application to quorum quenching. Appl. Environ. Microbiol., 2005; 71: 2632-2641
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Passador L., Cook J.M., Gambello M.J., Rust L., Iglewski B.H.: Expression of Pseudomonas aeruginosa virulence genes requires cell-to-cell communication. Science, 1993; 260: 1127-1130
[PubMed]  

[48] Pearson J.P., Passador L., Iglewski B.H., Greenberg E.P.: A second N-acylhomoserine lactone signal produced by Pseudomonas aeruginosa. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995; 92: 1490-1494
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[49] Pearson J.P., van Delden C., Iglewski B.H.: Active efflux and diffusion are involved in transport of Psedomonas aeruginosa cell-to-cell signals. J. Bacteriol., 1999; 181: 1203-1210
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Rice S.A., Koh K.S., Queck S.Y., Labbate M., Lam K.W., Kjelleberg S.: Biofilm formation and sloughing in Serratia marcescens are controlled by quorum sensing and nutrient cues. J. Bacteriol., 2005; 187: 3477-3485
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Rivas M., Seeger M., Jedlicki E., Holmes D.S.: Second acyl-homoserine lactone producing system in th extreme acidophile Acidithiobacillus ferrooxidans. Appl. Environ. Microbiol., 2007; 73: 3225-3231
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] Schaefer A.L., Greenberg E.P., Parsek M.R.: Acylated homoserine lactone detection in Pseudomonas aeruginosa biofilms by radiolabel assay. Methods Enzymol., 2001; 226: 41-47
[PubMed]  

[53] Schaefer A.L., Val D.L., Hanzelka B.L., Cronan J.E., Greenberg E.P.: Generation of cell-to-cell signals in quorum sensing: acyl homoserine lactone synthase activity of a purified Vibrio fischeri LuxI protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996; 93: 9505-9509
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Schripsema J., de Rudder K.E., van Vliet T.B., Lankhorst P.P., de Vroom E., Kijne J.W., van Brussel A.A.: Bacteriocin small of Rhizobium leguminosarum belongs to the class of N-acylhomoserine lactone molecules known as autoinducers and as quorum sensing transcription factors. J. Bacteriol., 1996, 178: 366-371
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Schuster M., Lostroh C.P., Ogi T., Greenberg E.P.: Identification timing, and signal specificity of Pseudomonas aeruginosa quorum controlled genes: a transcriptome analysis. J. Bacteriol., 2003; 185: 2066-2079
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Shrout J.D., Chopp D.L., Just C.L., Hentzer M., Givskov M., Parsek M.R.: The impact of quorum sensing and swarming motility on Pseudomonas aeruginosa biofilm formation is nutrionally conditional. Mol. Microbiol., 2006; 62: 1264-1277
[PubMed]  

[57] Slock J., vanRiet D., Kolibachuk D., Greenberg E.P.: Critical regions of the Vibrio fischeri LuxR protein defined by mutational analysis. J. Bacteriol., 1990; 172: 3974-3979
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[58] Smith R.S., Harris S.G., Phipps R., Iglewski B.: The Pseudomonas aeruginosa quorum-sensing molecule N-(3-oxododecanoyl) homoserine lactone contributes to virulence and induces inflammation in vivo. J. Bacteriol., 2002; 184: 1132-1139
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Smith R.S., Iglewski B.H.: P. aeruginosa quorum-sensing systems and virulence. Curr. Opinion Microbiol., 2003; 6: 56-60
[PubMed]  

[60] Spoering A.L., Gilmore M.S.: Quorum sensing and DNA release in bacterial biofilms. Curr. Opinion Microbiol., 2006; 9: 133-137
[PubMed]  

[61] Stańkowska D., Kaca W.: Systemy komunikacji międzykomórkowej bakterii gramujemnych i ich znaczenie w ekspresji cech fenotypowych. Postepy Microbiol., 2005; 44: 99-111

[62] Steidle A., Allesen-Holm M., Riedel K., Berg G., Givskov M., Molin S., Eberl L.: Identification and characterization of an N-acylhomoserine lacton-dependent quorum-sensing system in Pseudomonas putida strain IsoF. Appl. Environ. Microbiol., 2002; 68: 6371-6382
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[63] Suga H., Smith K.M.: Molecular mechanisms of bacterial quorum sensing as a new drug target. Curr. Opin. Chem. Biol., 2003; 7: 586-591
[PubMed]  

[64] Summerfelt S.T.: Ozonation and UV irradiation – an introduction and examples of current applications. Aquac. Eng., 2003; 28: 21-36

[65] Swift S., Karlyshev A.V., Fish L., Durant E.L., Winson M.K., Chhabra S.R., Williams P., Macinyre S., Stewart G.S.: Quorum sensing in Aeromonas hydrophila and Aeromonas salmonicida: identification of the LuxRI homoloques AhyRI and AsaRI and their cognate signal molecules. J. Bacteriol., 1997; 179: 5271-5281
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] Swift S., Lynch M.J., Fish L., Kirke D.F., Tomas J.M., Stewart G.S., Williams P.: Quorum sensing-dependent regulation and blockade of exoprotease production in Aeromonas hydrophila. Infect. Immun., 1999; 67: 5192-5199
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[67] Teplitsky M., Robinson J.B., Bauer W.D.: Plants secrete substances that mimic bacterial N-acyl homoserine lactone signal activities and affect population density-dependent behaviors in associated bacteria. Mol. Plant Microbe. Interact., 2000; 13: 637-648
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[68] Throup J.P., Cámara M., Briggs G.S., Winson M.K., Chhabra S.R., Bycroft B.W., Williams P., Stewart G.S.: Characterization of the yenIlyenR locus from Yersinia enterocolitica mediating the synthesis of two N-acyl homoserine lactone signal molecules. Mol. Microbiol., 1995; 17: 345-356
[PubMed]  

[69] Trafny E.A. Rola biofilmów w patogenezie zakażeń człowieka. Postepy Microbiol., 2008; 47: 353-357

[70] Val D.L., Cronan J.E.Jr: In vivo evidence that S-adenosylmethionine and fatty acid synthesis intermediates are the substrates for the LuxI family of autoinducer synthases. J. Bacteriol., 1998; 180: 2644-2651
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[71] Wagner-Döbler I., Thiel V., Eberl L., Allgaier M., Bodor A., Meyer S., Ebner S., Hennig A., Pukall R., Schulz S.: Discovery of complex mixtures of novel long-chain quorum sensing signals in free-living and host-associated marine alphaproteobacteria. Chembiochem., 2005; 6: 2195-2206
[PubMed]  

[72] Waters C.M., Bassler B.L.: Quorum sensing: cell-to-cell communication in bacteria. Annu. Rev. Cell. Dev. Biol., 2005; 21: 319-346
[PubMed]  

[73] Watnick P., Kolter R.: Biofilm, city of microbes. J. Bacteriol., 2000; 182: 2675-2679
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[74] Wei J.R., Lai H.C.: N-acylhomoserine lactone-dependent cell to cell communication and social behavior in the genus Serratia. Int. J. Med. Microbiol., 2006; 296: 117-124
[PubMed]  

[75] Wei J.R., Tsai Y.H., Horng Y.T., Soo P.C., Hsieh S.C., Hsueh P.R., Horng J.T., Williams P., Lai H.C.: TnTIR, a mobile Tn3-familiy transposon carring spnIR quorum sensing unit. J. Bacteriol., 2006; 188: 1518-1525
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Whitehead N.A., Barnard A.M., Slater H., Simpson N.J., Salmond G.P.: Quorum-sensing in Gram-negative bacteria. FEMS Microbiol. Rev., 2001; 25: 365-404
[PubMed]  

[77] Williams P., Winzer K., Chan W.C., Cámara M.: Look who’s talking: communication and quorum sensing in the bacterial world. Philos. Trans. R. Soc. B. Biol. Sci., 2007; 362: 1119-1134
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Winans S.C., Bassler B.L.: Mob psychology. J. Bacteriol., 2002; 184: 873-883
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[79] Winson M.K., Cámara M., Latifi A., Foglino M., Chhabra S.R., Daykin M., Bally M., Chapon V., Salmond G.P., Bycroft B.W., Lazdunsky A., Stewart G., Williams P.: Multiple N-acyl-L-homoserine lactone signal molecules regulate production of virulence determinants and secondary metabolites in Pseudomonas aeruginosa. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995; 92: 9427-9431
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Wisniewski-Dye F., Downie J.A.: Quorum sensing in Rhizobium. Antonie van Leeuwenhoek, 2003; 81: 397-407
[PubMed]  

[81] Wu H., Song Z., Givskov M., Doring G., Worlitzsch D., Mathee K., Rygaard J., Hoiby N.: Pseudomonas aeruginosa mutations in lasI and rhlI quorum sensing systems result in milder chronic lung infections. Microbiology, 2001; 147: 1105-1113
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[82] Xu F., Byun T., Dussen H.J., Duke K.R.: Degradation of N-acylhomoserine lactones, the bacterial quorum sensing molecules by acylase. J. Bacteriol., 2003; 101: 89-96
[PubMed]  

[83] Yates E.A., Philipp B., Buckley C., Atkinson S., Chhabra S.R., Sockett R.E., Goldner M., Dessaux Y., Cámara M., Smith H., Williams P.: N-acylhomoserine lactones undergo lactonolysis in a pH-, temperature-, and acyl chain length-dependent manner during growth of Yersinia pseudotuberculosis and Pseudomonas aeruginosa. Infect. Immun., 2002; 70: 5635-5646
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[84] Zhang L., Murphy P.J., Kerr A, Tate M.E.: Agrobacterium conjugation and gene regulation by N-acyl-L-homoserine lactones. Nature, 1993; 362: 446-448
[PubMed]  

Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text