Streszczenie

Białka Rho są małymi GTP-azami, należącymi do nadrodziny białek Ras. Pełnią one główną rolę w przekazywaniu sygnałów wewnątrzkomórkowych i kontrolowaniu wielu istotnych procesów komórkowych, takich jak: migracja, transport błonowy, adhezja, polarność czy zmiana kształtu. Będąc ogniwem wielu szlaków sygnałowych prowadzących do reorganizacji filamentów aktyno­wych, białka Rho regulują również progresję mitozy i cytokinezy. Zaangażowane są w formowa­nie i usztywnienie korteksu podczas mitotycznego zaokrąglania komórek, tworzenie wrzeciona podziałowego oraz wiązanie mikrotubul wrzeciona do kinetochorów. Ponadto w trakcie cytoki­nezy uczestniczą w wyznaczaniu płaszczyzny podziału komórki, formowaniu pierścienia kurcz­liwego i bruzdy podziałowej oraz ostatecznym rozdziale komórek siostrzanych. Znane są też jako regulatory progresji cyklu komórkowego na przełomie faz G1/S oraz G2/M. W związku z tym szlaki sygnalizacyjne, w których biorą udział białka Rho, wydają się łączyć dynamikę cytoszkie­letu aktynowego i mikrotubularnego z progresją cyklu komórkowego. Niniejsza praca przedsta­wia obecny stan wiedzy na temat molekularnej natury szlaków sygnałowych GTP-az Rho, które regulując przebudowę cytoszkieletu aktynowego i mikrotubularnego wpływają na progresję fazy podziałowej komórki.

Słowa kluczowe:białka Rho • cytoszkielet • mitoza • cytokineza

Summary

The Rho proteins are members of the Ras superfamily of small GTPases. They are thought to be crucial regulators of multiple signal transduction pathways that influence a wide range of cellu­lar functions, including migration, membrane trafficking, adhesion, polarity and cell shape chan­ges. Thanks to their ability to control the assembly and organization of the actin and microtubu­le cytoskeletons, Rho GTPases are known to regulate mitosis and cytokinesis progression. These proteins are required for formation and rigidity of the cortex during mitotic cell rounding, mi­totic spindle formation and attachment of the spindle microtubules to the kinetochore. In addi­tion, during cytokinesis, they are involved in promoting division plane determination, contracti­le ring and cleavage furrow formation and abscission. They are also known as regulators of cell cycle progression at the G1/S and G2/M transition. Thus, the signal transduction pathways in which Rho proteins participate, appear to connect dynamics of actin and microtubule cytoskele­tons to cell cycle progression. We review the current state of knowledge concerning the molecular mechanisms by which Rho GTPase signaling regulates remodeling of actin and microtubule cy­toskeletons in order to control cell division progression.

Key words:Rho proteins • cytoskeleton • mitosis • cytokinesis

Wykaz skrótów:

ABP – białka wiążące się z aktyną (actin binding proteins); Arp2/3 – białko spokrewnione z aktyną 2/3 (actin related protein 2/3); Cdk – kinazy cyklinozależne (cyclin-dependent kinases); CK – kinaza citronowa (Citron kinase); DAD – diaphanous autoinhibitory domain; Dck – ortolog ssaczej kinazy citronowej u Drosophila (Drosophila citron kinase); DID – Diaphanous inhibitory domain; FH1 – domena homologiczna forminy 1 (formin homology domain 1); FH2 – domena homologiczna forminy 2 (formin homology domain 2); GAP – białko stymulujące aktywność GTP-azową małych białek G (GTPase-activating protein); GDI – białko hamujące aktywność małych białek G (guanine nucleotide dissociation inhibitor); GDP – guanozyno-5’difosforan (guanosine-5’diphosphate); GEF – białko zaangażowane w wymianę GDP na GTP, aktywujące małe białka G (guanine nucleotide exchange factor); GTP – guanozyno-5’trifosforan (guanosine-5’triphosphate); GTP-aza – guanozyno-5’trifosfataza (guanosine-5′ triphosphatase); LIMK – kinaza LIM (LIM kinase); mDia – białko efektorowe białek z rodziny Rho (mammalian homologue of Drosophila diaphanous); MLC – lekkie łańcuchy miozyny (myosine light chains); MLCK – kinaza lekkich łańcuchów miozyny (myosine light chains kinase); MLCP – fosfataza lekkich łańcuchów miozyny (myosine light chain phosphatase); MT – mikrotubule (microtubules); PAK – kinaza serynowo-treoninowa (p21-activated kinase); PIP2 – fosfatydyloinozytolo-4,5-bisfosforan (phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate); Plk1 – polokinaza 1 (polo-like kinase 1); Rac – małe białko G z rodziny Rho; Ras – małe białko G kodowane przez protoonkogen ras będący homologiem wirusowego onkogenu zidentyfikowanego w wirusie mięsaka myszy (rat sarcoma); Rho – białko należące do rodziny małych białek G (Ras homologous); ROCK – Rho-zależna kinaza (Rho kinase); PRK2/PKN2 – kinaza serynowo-treoninowa (protein kinase C-related kinase 2); WASP – białko syndromu Wiskott-Aldrich (Wiskott-Aldrich syndrome protein); WAVE – białka należące do rodziny białek WASP (WASP family verprolin homologous protein).

Wprowadzenie

Rodzinę Rho, należącą do nadrodziny białek Ras (małych białek G, małych GTP-az) tworzą monomeryczne białka o masach cząsteczkowych 20-30 kDa [22]. Są to białka o znacznym stopniu homologii sekwencji aminokwaso­wej, szeroko rozpowszechnione w komórkach Eukaryota, od mikroorganizmów, poprzez rośliny, aż do kręgowców [13,22]. Wspólną cechą strukturalną białek nadrodziny Ras jest domena GTP-azowa, przy czym występowanie w jej obrębie 13-aminokwasowego insertu (Rho insert domain) pomiędzy piątym łańcuchem β a czwartą heli­są α, wyróżnia białka Rho spośród pozostałych małych białek G [31,33,47]. Białka Rho funkcjonują jako mole­kularne przełączniki, oscylując między postacią aktywną (związane z GTP) a nieaktywną (związane z GDP) [45]. Wymiana i hydroliza nukleotydów jest kontrolowana przez trzy grupy białek regulatorowych: GEF (guanine nucleoti­de exchange factor), GAP (GTPase-activating protein) oraz GDI (guanine nucleotide dissociation inhibitor) [13,45]. Nieaktywne Rho są utrzymywane w cytoplazmie komórki w postaci związanej z białkami GDI, które hamują wymia­nę GDP na GTP. Rola GEFs sprowadza się do aktywacji białek Rho, ponieważ czynniki te ułatwiają zarówno dy­socjację GDI, jak również wymianę GDP na GTP. Białka Rho mają niską wewnętrzną aktywność GTP-azową, dla­tego też ich przejście ze stanu aktywnego w nieaktywny wymaga białek regulatorowych GAP, które promują hy­drolizę GTP do GDP [22,45].

GTP-azy Rho znane są przede wszystkim jako ogniwa licz­nych szlaków sygnałowych w komórce, które regulują sto­pień polimeryzacji i depolimeryzacji aktyny oraz poziom fosforylacji miozyny. Istotny jest również ich wpływ na dynamikę mikrotubul, drogi wewnątrzkomórkowego trans­portu czy aktywność czynników transkrypcyjnych. Poprzez te oddziaływania białka Rho kontrolują wiele ważnych ko­mórkowych procesów i zjawisk, takich jak np. migracja, egzocytoza, endocytoza, fagocytoza, zmiana kształtu, two­rzenie połączeń międzykomórkowych, podział komórki czy skurcz mięśni gładkich [12,13,22].

U ssaków wykryto dotąd 20 genów kodujących białka Rho (m.in. RhoA, RhoB, RhoC, RhoD, RhoE, Rac1, Rac2, RacE, Cdc42Hs, TC10) [22,45]. Najlepiej poznanymi oraz pełniącymi ważną rolę w kontroli organizacji cytoszkieletu są białka Rho, Rac i Cdc42 [22]. Aktywne RhoA stymulu­je formowanie włókien naprężeniowych oraz ognisk kon­taktowych, podczas gdy białka Cdc42 i Rac m.in. indukują powstawanie, odpowiednio filopodiów i lamelipodiów [16].

W pracy omówiono obecny stan wiedzy na temat mole­kularnych mechanizmów, za pośrednictwem których biał­ka Rho regulują procesy mitozy i cytokinezy. Szczególną uwagę zwrócono na szlaki, w których sygnał przenoszo­ny jest od białek regulatorowych GTP-az Rho, poprzez ich efektory aż do filamentów aktynowych, których dynami­ka odgrywa nadrzędną rolę w przebiegu podziału komórki [3]. We wczesnych etapach mitozy rearanżacja cytoszkie­letu aktynowego przyczynia się do zaokrąglenia komórki i usztywnienia jej korteksu sprawiając, że staje się gotowa do kolejnych procesów mitotycznych, takich jak segrega­cja chromosomów czy powstanie pierścienia aktomiozyny – podstawowej struktury tworzącej mechanizm napędowy cytokinezy [16,20]. Zatem regulacja cytoszkieletu aktyno­wego i progresji cyklu komórkowego wydają się połączo­ne. Jednak natura funkcjonalnego powiązania obu tych procesów nie została jak dotąd w pełni poznana. W ostat­nich latach uwagę naukowców zwróciły więc małe biał­ka z rodziny Rho, które oprócz istotnej roli w modulacji organizacji filamentów aktynowych, funkcjonują również jako regulatory progresji cyklu komórkowego na granicy faz G1/S i G2/M [16].

Funkcja białek RhoA i Rac wpierwszych etapach mitozy

Profaza jest pierwszą fazą podziału mitotycznego. W czasie jej trwania dochodzi do powiększenia jądra, zaniku jąde­rek oraz osłonki jądrowej, a także kondensacji chromoso­mów. Charakterystyczne dla tej fazy jest również powsta­nie układu wrzeciona podziałowego między centrosomami oraz zaokrąglenie komórek (mitotic cell rounding) [48].

Mitotyczne zaokrąglenie komórek jest istotne zarówno dla segregacji chromosomów, jak i ustalenia pozycji bruzdy podziałowej (positioning of the cytokinetic furrow). W ko­mórkach interfazowych filamenty aktynowe zorganizowa­ne są głównie w uporządkowane, równoległe wiązki zwa­ne włóknami naprężeniowymi (stress fibers), które obecne są w całej cytoplazmie. Podczas wejścia komórki w fazę podziałową włókna te ulegają demontażowi, a filamen­ty aktynowe tworzą gęstą, trójwymiarową sieć w peryfe­ryjnej warstwie cytoplazmy, nazywanej także korteksem (cell cortex). Te zmiany w organizacji cytoszkieletu akty­nowego prowadzą do usztywnienia i zaokrąglenia komó­rek mitotycznych. Dotąd nie poznano dokładnego mecha­nizmu regulującego zaokrąglenie komórek podczas mitozy. Ze względu na istotną funkcję cytoszkieletu aktynowego w tym procesie przypuszcza się, że białko RhoA bierze udział w zmianie kształtu komórek podczas wczesnych etapów mitozy. Maddox i wsp. uważają, że RhoA uczest­niczy w rearanżacji cytoszkieletu aktynowego, a co za tym idzie, wpływa na usztywnienie komórki i zmianę jej kształ­tu [25]. Ponadto badacze ci zaobserwowali, że istotną rolę w przekazywaniu sygnału z RhoA do cytoszkieletu pod­czas zamiany kształtu komórek odgrywa kinaza zależna od białek Rho (ROCK, kinaza Rho, Rho kinase). Badania polegające na blokowaniu aktywności białka RhoA lub ki­nazy Rho potwierdziły, że brak jednego z tych białek ha­muje zmianę kształtu komórek. Aktywacja szlaku RhoA/ROCK powoduje, że korteks komórki staje się sztywny i sferyczny, co umożliwia dokładną i szybką segregację chromosomów. Udowodniono również, że RhoA i kina­za Rho odpowiadają za usztywnienie komórki, które na­stępuje w preanafazie. Za zmianę aktywności RhoA od­powiedzialne są dwa białka regulatorowe: p190RhoGAP i GEF. Podczas interfazy obserwuje się mniejszą aktyw­ność białka RhoA niż w czasie mitozy, dlatego też w in­terfazie nie dochodzi do zjawiska zaokrąglenia komórek. Przyczyną zwiększonej aktywności RhoA w fazie M jest inaktywacja białka GAP (inhibitora RhoA) [25].

Oprócz mechanizmu bazującego na aktywacji RhoA, Maddox i wsp. wykryli również mechanizm niezależny od RhoA, prowadzący do zaokrąglenia komórek w cza­sie mitozy u szczurów. Okazało się, że stała nadproduk­cja p190RhoGAP nie prowadzi do całkowitego zahamowa­nia zaokrąglania się komórek mitotycznych [25]. Wyniki te świadczą o złożoności procesów prowadzących do mi­totycznego zaokrąglenia komórek, jednak dokładny me­chanizm kierujący tym procesem nie został jeszcze w peł­ni poznany.

Kolejnym ważnym punktem profazy i prometafazy jest za­początkowanie wiązania mikrotubul (MT) wrzeciona do kinetochorów. Proces ten zależny jest od białek regulato­rowych (Lfc) oraz efektorowych (mDia1) RhoA [4,16]. U gryzoni czynnikiem wymiany GTP w białkach Rho jest Lfc (ludzkim analogiem tego białka jest GEF-H1). Czynnik ten reguluje aktywność nie tylko RhoA, ale rów­nież Rac1. Lfc zaangażowany jest w tworzenie wrzecio­na mitotycznego, które odbywa się w profazie i prometa­fazie. Zahamowanie aktywności Lfc blokuje formowanie wrzeciona, co przyczynia się do opóźnienia mitozy oraz akumulacji komórek prometafazalnych. Komórki z niedo­borem Lfc, którym uda się zakończyć mitozę, często zawie­rają mikrojądra, w przeciwieństwie do komórek kontrol­nych. Zastosowanie przeciwciał skierowanych przeciwko Lfc powoduje nieprawidłową organizację chromatyny ją­drowej, a wrzeciono mitotyczne tych komórek jest cien­kie i osłabione. Defekty Lfc w obrębie jego domen kata­litycznych powodują niemalże całkowitą depolimeryzację mikrotubul. Doniesienia te wskazują, że Lfc odpowie­dzialne jest za prawidłową segregację chromosomów do komórek potomnych. Białkiem efektorowym Lfc jest biał­ko RhoA, które jest zaangażowane w regulację tworzenia dwubiegunowego wrzeciona podczas wczesnych stadiów mitozy. Bakal i wsp. uważają, że RhoA jest niezbędne do wytworzenia wrzeciona mitotycznego na przełomie pro­fazy i prometafazy. Efektorem białka RhoA jest mDia1 [4]. Przypuszcza się, że zarówno mDia1, jak i inne białko z rodziny mDia – mDia3 (efektor Cdc42), odpowiedzialne są za wiązanie białek kinetochorowych (np. CENBP-A), umożliwiając przyłączenie MT wrzeciona do kinetocho­rów chromosomów. Konstytutywna aktywacja oraz hamo­wanie ścieżki zależnej od mDia1 podczas mitozy powodu­je defekty wrzeciona [4].

Nie tylko aktywacja RhoA, ale także białek Rac ma pod­stawowe znaczenie dla prawidłowego przebiegu wczesnych etapów mitozy. Aktywność GTP-azy Rac regulowana jest przez białko Tiam1, należące do grupy czynników GEF. Tiam1 zaangażowane jest w migrację, adhezję komórko­wą, przeżycie oraz proliferację komórek. Zarówno Tiam1, jak i Rac są umiejscowione w centrosomach podczas pro­fazy i prometafazy. Regulator Tiam1, działając poprzez Rac, uniemożliwia przedwczesne rozdzielenie centroso­mów w profazie podziału mitotycznego. Ścieżka sygnało­wa Tiam1-Rac działa antagonistyczne w stosunku do ki­nezyny 5 (Eg5; białka motorycznego mikrotubul) podczas tworzenia dwubiegunowego wrzeciona. Defekty szlaku Tiam1-Rac uniemożliwiają prawidłową separację centro­somów w profazie, co skutkuje wydłużeniem czasu trwa­nia prometafazy oraz nieprawidłowym ułożeniem chromo­somów w płytce metafazalnej [49].

Regulacja metafazy zależna od GTP-az Rho

Metafaza to stadium, podczas którego obserwuje się usta­wienie chromosomów w tzw. płaszczyźnie równikowej komórki i wytworzenie wrzeciona podziałowego. Istotną rolę w prawidłowym przebiegu tej fazy pełnią białka kine­tochorowe, umożliwiające przyłączenie mikrotubul wrze­ciona podziałowego do chromosomów w miejscu zwanym kinetochorem oraz prawidłowe formowanie wrzeciona po­działowego [48].

Ważną funkcję podczas metafazy odgrywa białko Cdc42. Jest ono jednym z głównych białek odpowiedzialnych za przyłączenie mikrotubul wrzeciona mitotycznego do kine­tochorów [32,44]. Połączenie to jest niezbędne do prawidło­wego podziału chromosomów pomiędzy dwie komórki po­tomne. Aktywność Cdc42 regulowana jest głównie poprzez białka Ect2 oraz MgcRacGAP. Ect2 działa jako GEF, a za­tem aktywuje białka z rodziny Rho poprzez wymianę GDP na GTP (patrz wstęp) [32]. Lokalizacja kinazy Ect2 jest ści­śle związana z progresją cyklu komórkowego. Podczas in­terfazy białko to występuje głównie w jądrze komórkowym, natomiast w metafazie jest uwalniane z jądra i umiejscawia się w obrębie wrzeciona podziałowego [32,44]. Uważa się, że we wczesnej fazie mitozy dochodzi do fosforylacji Ect2 przez Cdk1, co zapoczątkowuje asocjację Ect2 do wrzecio­na podziałowego. Możliwe jest również, że umiejscowie­nie Ect2 zależne jest od oddziaływania z MgcRacGAP (np. w komórkach Drosophila) lub spowodowane jest fosfory­lacją różnych białek przez Cdk1, które następnie oddziału­ją z Ect2 [28]. MgcRacGAP należy do rodziny białek GAP (GTPase activating proteins), aktywujących hydrolizę GTP do GDP. Podobnie jak Ect2, MgcRacGAP podczas interfa­zy jest umiejscowione w jądrze komórkowym, natomiast w metafazie – w obrębie wrzeciona [32,44].

Białka Ect2 oraz MgcRacGAP, oprócz regulacji aktywno­ści Cdc42, wpływają także na rekrutację Cdc42 do wrze­ciona podziałowego w czasie metafazy podziału mito­tycznego. Innymi słowy Ect2 generuje związanie GTP do Cdc42 w obrębie kinetochorów chromosomów metafazal­nych. Oceguera-Yanez i wsp. udowodnili, że komórki wy­kazujące syntezę zmutowanej postaci Ect2 (pozbawionej domen odpowiedzialnych za wiązanie GTP) cechują się mniejszą ilością zaktywowanego Cdc42 [32]. W komór­kach tych poziom aktywnej postaci Cdc42 w metafazie jest porównywalny z poziomem GTP-Cdc42 w prometa­fazie komórek wykazujących syntezę niezmienionej Ect2. Mutacja w obrębie genu Ect2 skutkuje opóźnieniem przej­ścia z metafazy do anafazy, zwiększeniem liczby komórek mających dwa równej wielkości jądra komórkowe lub ko­mórek charakteryzujących się zmianami morfologiczny­mi jądra, wrębami w jego obrębie czy obecnością mikro­jąder. Obserwowane są również komórki z rozproszonymi chromosomami, zatrzymane w prometafazie podziału mito­tycznego. Mutacja w genie kodującym MgcRacGAP (zno­sząca aktywność GAP) powoduje przedwczesne nagroma­dzenie GTP-Cdc42 (poziom GTP-Cdc42 w prometafazie jest zbliżony do poziomu tego białka w metafazie komó­rek wykazujących syntezę MgcRacGAP typu dzikiego). Skutki tej mutacji są podobne do zmian opisanych wyżej, zaistniałych w wyniku mutacji Ect2 [32].

Aktywne białko Cdc42 oraz inne GTP-azy Cdc42-podobne: TC10, TCL, Wrch1 lub Wrch2 (Chp) umożliwiają aktywa­cję białka efektorowego: forminy (mDia3). Białko mDia3 reguluje wiązanie mikrotubul wrzeciona do kinetocho­rów najprawdopodobniej poprzez aktywację białek APC i EB1. Oba białka APC i EB1 są istotne dla prawidłowego wiązania MT do kinetochorów. Aktywacja mDia3 przez Cdc42 i inne białka Cdc42-podobne pozwala na wytwo­rzenie dwubiegunowego wiązania MT do kinetochorów, co z kolei przyczynia się do prawidłowego ustawienia chro­mosomów w płaszczyźnie podziałowej komórki i umoż­liwia ich dalszą segregację [16,28].

Forminy (mDia3) tworzą ponadto kompleks z GTP-azą Cdc42 w kinetochorach, który umożliwia kondensację chromosomów i stabilizuje połączenie dwóch kinetocho­rów z MT wrzeciona, wybiegającymi z przeciwległych biegunów. Proces ten umożliwia prawidłowe gromadzenie się chromosomów w obrębie strefy równikowej komórki. Do chromosomów metafazalnych przyłączane są włókna kinetochorowe, co prowadzi do wytworzenia płytki meta­fazowej. Jednocześnie zachodzą procesy związane z wy­tworzeniem kompleksu zwanego centralspindliną (cen­tralspindlin), który składa się z białka MgcRacGAP oraz kinezyny MKLP1. Za regulację aktywności centralspindli­ny odpowiedzialne są białka sieciujące Cep55 oraz PRC1, a także białko Cdc20 (obecne w kinetochorach) i Ect2 (na­leżące do RhoGEF). Aktywacja centralspindliny umożliwia przejście do anafazy podziału mitotycznego, dzięki uloko­waniu tego kompleksu w obrębie włókien astralnych [20].

Białko Cdc42 może również wpływać na postęp podziału mitotycznego w sposób zależny od białka PRC1 (protein­-regulating cytokinesis 1). Badania przeprowadzone przez Bana i wsp. wykazały, że białko PRC1 (białko towarzy­szące wrzecionu mitotycznemu) powoduje destabilizację MgcRacGAP i przez to pośredniczy w aktywacji Cdc42 [5]. Aktywna postać Cdc42, oprócz regulacji wiązania MT wrzeciona do kinetochorów, może kontrolować także sta­bilizację cytoszkieletu mikrotubularnego [29]. Ban i wsp. w dyskusji zasugerowali, że aktywne Cdc42 umożliwia aktywację białka p65PAK, które z kolei może uczestni­czyć w inaktywacji statminy (stathmin). Statmina jest za­chowanym w ewolucji białkiem powodującym destabiliza­cję włókien MT. Do pełnej inaktywacji statminy potrzebna jest fosforylacja jej czterech reszt serynowych, z których jedna (Ser-16) fosforylowana jest przez p65PAK [5].

Podczas metafazy istotne funkcje pełni także białko RhoA, które z udziałem licznych białek regulatorowych i efek­torowych jest w stanie kontrolować położenie wrzeciona oraz stopień polimeryzacji aktyny. Jak już wspomniano, jednym z efektorów RhoA jest kinaza ROCK, która akty­wuje następnie białko efektorowe, jakim jest kinaza LIM (LIMK1) odpowiadająca za regulację dynamiki aktyny poprzez fosforylację kofiliny (białka odpowiedzialnego za depolimeryzację aktyny) [13,31]. W komórkach meta­fazalnych ufosforylowaną kofilinę obserwuje się głównie w cytoplazmie (białko to jest transportowane do cytopla­zmy z warstwy korteksu). Ufosforylowana, nieaktywna po­stać kofiliny umożliwia polimeryzację włókien aktynowych, co pozwala na prawidłową regulację dynamiki wrzeciona. Aktywacja kinazy LIM, zachodząca podczas metafazy, po­woduje zatem stabilizację oraz akumulację włókien akty­nowych w komórce. Nadmierna ilość opisywanego efekto­ra prowadzi do formowania się komórek wielojądrzastych, a niedobór LIMK1 odpowiedzialny jest za opóźnienie po­stępu mitozy, nieregularną orientację wrzeciona (irregu­lar spindle orientation), destabilizację aktyny kortykalnej oraz mikrotubul astralnych [21].

Inne białka należące do rodziny Rho, tj. Rac oraz Cdc42, są także zaangażowane w regulację stopnia polimeryzacji filamentów aktynowych. Rac oraz Cdc42 aktywują kina­zę PAK, która następnie stymuluje białko efektorowe, ki­nazę LIM. Aktywacja LIMK w sposób zależny od Cdc42 i Rac pokazuje, że również te białka wpływają na organi­zację mikrofilamentów [13,31].

Udział GTP-az Rho w regulacji procesu cytokinezy

Cytokineza jest końcowym etapem cyklu podziałowego komórki i polega na fizycznym odseparowaniu nowo po­wstałych komórek siostrzanych [19,30,52]. Proces ten wy­maga dynamicznej reorganizacji cytoszkieletu aktynowe­go oraz interakcji miozyny II z filamentami aktynowymi, co pozwala na wytworzenie struktury przejściowej cy­toszkieletu zwanej pierścieniem kurczliwym (contracti­le ring), którego obkurczanie prowadzi do pogłębiania się bruzdy podziałowej (cleavage furrow) aż do całkowitego rozdzielenia komórek potomnych. Cytokineza w komór­kach zwierzęcych rozpoczyna się w anafazie uformowa­niem centralnego wrzeciona mitotycznego (central spin­dle) i jest procesem precyzyjnie regulowanym w czasie i przestrzeni. Prawidłowe jej zajście jest bowiem podsta­wowe dla utrzymania stabilności genomu [52]. Ze względu na to, że składniki cytoszkieletu tworzą mechanizm napę­dowy cytokinezy, białkom Rho przypisuje się zasadniczą rolę w kontroli tego procesu, przy czym aktywność poli­peptydu RhoA wydaje się tu najważniejsza. Jednak, mimo że udział pozostałych białek z rodziny Rho w kontroli po­działu cytoplazmy komórek ssaków jest słabo poznany i wydaje się mieć niewielkie znaczenie, to w przypadku innych organizmów (m.in. drożdży) analogi białek Cdc42 i Rac pełnią istotną rolę w opisywanym procesie [36,39].

Aktywne RhoA, promując nukleację i elongację mikrofi­lamentów oraz ruch ślizgowy aktyny względem miozyny, reguluje proces formowania pierścienia kurczliwego, wpu­klanie się bruzdy podziałowej oraz jej stabilizację [36,40]. Pierwsze doniesienia o głównej roli RhoA w podziale cy­toplazmy komórki pochodzą z badań przeprowadzonych w 1993 r. na jajach jeżowca (sand dollar eggs). W komór­kach, do których przed utworzeniem bruzdy, a w drugim wariancie doświadczenia w czasie cytokinezy, wprowadzo­no swoisty inhibitor RhoA, transferazę C3 z Clostridium botulinum, nie obserwowano tworzenia się bruzdy podzia­łowej (wynik I wariantu doświadczenia) lub dochodziło do jej regresji (wynik II wariantu doświadczenia). Uzyskane dane wskazują, że aktywność białka RhoA jest niezbędna zarówno na etapie inicjacji, jak i progresji cytokinezy [24].

Rekrutacja białka RhoAdo miejsca podziału cytoplazmy

Inicjacja procesu cytokinezy wymaga wyznaczenia płasz­czyzny podziału (tj. ustalenia pozycji bruzdy podziałowej), uformowania pierścienia kurczliwego oraz pierwotnego wpuklania się bruzdy podziałowej [53]. Na tym etapie cy­tokinezy najistotniejszym momentem jest prawidłowe ulo­kowanie i aktywacja RhoA w miejscu podziału. Podczas interfazy RhoA jest bowiem równomiernie rozmieszczo­ne w cytoplazmie, a po zapoczątkowaniu fazy M zaczy­na gromadzić się w korowej części komórki. W anafazie RhoA lokuje się tuż pod powierzchnią błony komórkowej w równikowym obszarze komórki (equatorial cortex), bę­dącym potencjalnym miejscem montażu pierścienia kurcz­liwego i bruzdy podziałowej, co sugeruje, że funkcja tego białka związana jest z powstawaniem obu wspomnianych struktur. W telofazie RhoA utrzymywane jest w obrębie bruzdy podziałowej, a ostatecznie kumuluje się w ciałku pośrednim (midbody) [30].

W wyznaczaniu pozycji bruzdy podziałowej zasadniczą rolę przypisuje się mikrotubulom astralnym i mikrotubulom centralnego wrzeciona mitotycznego. Badania Nishimura i wsp. wykazały, że wspomniane mikrotubule odpowiadają również za rekrutację RhoA do strefy równikowej. W celu wyjaśnienia molekularnego mechanizmu odpowiadające­go za przemieszczanie RhoA do miejsca podziału poszu­kiwano białek, które umiejscowiałyby się zarówno w MT astralnych, jak i MT centralnego wrzeciona mitotycznego, a jednocześnie odpowiadałyby za regulację aktywności RhoA. Białkami spełniającymi założone kryteria okazały się: Ect2, MgcRacGAP oraz kinezyna MKLP1, która two­rzy z MgcRacGAP wspomniany wyżej heterotetrametrycz­ny kompleks zwany centralspindliną [30]. Zgodnie z tym mechanizmem centralspindlina, występująca we włóknach astralnych i w korteksie przylegającym do wrzeciona mi­totycznego w strefie równikowej, rekrutuje Ect2 do strefy podziału [20,30]. Ect2 aktywuje RhoA i tym samym po­średniczy w uformowaniu i obkurczaniu pierścienia bruz­dy podziałowej. Reasumując, w modelu zaproponowanym przez Nishimura i wsp. MT aparatu mitotycznego mogą, za pośrednictwem centralspindliny i Ect2, przesyłać sygnały do korteksu komórki w celu wyznaczenia płaszczyzny po­działu i akumulacji RhoA w tej strefie [30]. Zaskakujące jest, że pozytywny regulator RhoA – czynnik Ect2 jest bezpośrednio kontrolowany przez negatywny regulator białek Rho – MgcRacGAP. Paradoks ten tłumaczony jest tym, iż we wczesnym stadium cytokinezy MgcRacGAP funkcjonuje jako białko GAP dla GTPaz Rac i Cdc42, ale nie dla RhoA [53]. Fosforylacja MgcRacGAP przez kinazę Aurora B sprawia, że białko MgcRacGAP centralspindli­ny jest funkcjonalnie zmienione na białko RhoGAP [20]. Kinaza Aurora B pojawia się w komórce dopiero wów­czas, gdy proces pogłębiania bruzdy podziałowej zbliża się ku końcowi [53].

Badania przeprowadzone przez Zhao i Fanga wykazały, że udział MgcRacGAP w procesie cytokinezy nie ograni­cza się do rekrutacji Ect2 do strefy równikowej i aktywa­cji RhoA, ale odpowiada ono także za wbudowanie anili­ny do wrzeciona podziałowego [53].

Dalsze badania nad rolą centralspindliny w procesie cy­tokinezy udowodniły, że hamowanie białka Rac przez MgcRacGAP jest niezbędne do prawidłowego formowa­nia i pogłębiania się bruzdy. Rac pośredniczy w aktywacji kompleksu Arp2/3 przez białka WASP^WSP-1 i WAVE^WVE-1. W regionie tworzącej się bruzdy aktywny kompleks Arp2/3 może zakłócać obkurczanie pierścienia kurczliwego po­przez rozgałęzianie wcześniej istniejących mikrofilamen­tów, co może stanowić strukturalną barierę dla wpuklania się bruzdy podziałowej [8].

Kolejnym białkiem biorącym udział w rekrutacji RhoA do strefy podziału jest polokinaza 1 (Plk1, polo-like kinase 1). Yoshida i wsp. analizując rolę drożdżowej polokinazy Cdc5 w podziale cytoplazmy wskazali na istnienie dwóch od­miennych mechanizmów odpowiedzialnych za przemiesz­czanie Rho1 (funkcjonalny homolog ssaczego RhoA) do przewężenia pomiędzy komórką rodzicielską a pączkiem (bud neck). Pierwszy z nich, tzw. RhoGEF-zależny, anga­żuje białka Tus1 i Rom2 (GEF dla Rho1), które podczas anafazy podlegają fosforylacji przez Cdc5, po czym akty­wują Rho1 w miejscu podziału [52].

Analogiczny szlak sygnałowy (Plk1-Etc2-RhoA) funkcjo­nuje w komórkach ssaków [7,34]. Petronczki i wsp. zasu­gerowali, że kinaza Plk1, rekrutując białko Ect2 do central­nego wrzeciona podziałowego, promuje inicjację procesu cytokinezy i przyczynia się do wyznaczenia płaszczyzny podziału komórki [34].

Po wyjściu komórek z mitozy, RhoGEF-niezależny me­chanizm odpowiada za koncentrację Rho1 w mikrodome­nach błony komórkowej [51]. GTP-azy Rho są syntetyzo­wane w cytoplazmie i zanim ulegną przemieszczeniu do równika komórki muszą zostać dostarczone do błony ko­mórkowej. Aby to nastąpiło, białka Rho przechodzą po­translacyjną modyfikację (tzw. prenylację) polegającą na przyłączeniu izoprenoidu do cysteiny w umiejscowionym na C-końcu cząsteczki motywie CAAX. Taka pojedyncza prenylacja jest niezbędna, ale niewystarczająca do połącze­nia białka Rho z błoną komórkową. Rho musi ulec mody­fikacji lipidowej w dodatkowym miejscu lub też zawierać (w sąsiedztwie motywu CAAX) wielozasadową sekwen­cję (PBS, polybasic sequence), która oddziałuje elektrosta­tycznie z ujemnie naładowanymi fosfolipidami błony ko­mórkowej, tj. PIP2 [18]. Rho1 drożdży, podobnie jak RhoA ssaków, podlega pojedynczej prenylacji oraz zawiera PBS [2]. Yoshida i wsp. zasugerowali, że bezpośrednie oddzia­ływanie pomiędzy sekwencją PBS Rho1 a PIP2 może się przyczyniać do utrzymywania puli Rho1 (uczestniczącej w późniejszych wydarzeniach cytokinezy, takich jak wy­tworzenie przegrody wtórnej czy rozdzielenie potomnych komórek) w miejscu podziału. Co więcej, przypuszcza się, że przedstawiony mechanizm może być powszechny, po­nieważ w wielu typach komórek zaobserwowano znaczne nagromadzenie PIP2 w miejscu podziału [51].

Białkiem bezpośrednio oddziałującym z RhoA okazała się również anilina, wyizolowana po raz pierwszy z embrio­nów Drosophila jako białko wiążące filamenty aktynowe (ABP, actin binding protein). Piekny i wsp. wykazali, że ludzka anilina gromadzi się w czasie cytokinezy w regio­nie bruzdy podziałowej, w sposób zależny od RhoA i odpo­wiada za jego stabilizację. Anilina ma zachowaną w ewolu­cji C-końcową domenę, istotną dla jej funkcji i lokalizacji, zdolną do interakcji z RhoA. Podczas cytokinezy anilina jest również wymagana do utrzymania aktywnej formy mio­zyny w strefie równikowej sugerując, że stanowi ona biał­ko szkieletowe (scaffold protein) łączące RhoA ze skład­nikami pierścienia kurczliwego, aktyną i miozyną [35].

Udział białka RhoA w inicjacji i progresji cytokinezy

Białko RhoA kontroluje proces podziału komórki poprzez wiązanie i regulowanie swoistych białek efektorowych, które wpływają na formowanie mikrofilamentów i kurcz­liwość struktur aktomiozynowych. Głównymi efektorami RhoA zaangażowanymi w przebieg cytokinezy są białka z rodziny formin, Rho-zależna kinaza (ROCK) oraz kina­za citronowa (CK, citron kinase) [36]. Rycina 1 przedsta­wia udział białka RhoA w regulacji kolejnych etapów pro­cesu cytokinezy.

Ryc. 1. Udział białka RhoA w regulacji kolejnych etapów procesu cytokinezy (opis w tekście) (wg [36] zmodyfikowano)

Poprzez interakcję z forminą RhoA stymuluje polimeryza­cję G-aktyny w filamenty aktynowe (ryc. 1A) [36]. Tolliday i wsp. wykazali, że proces polimeryzacji aktyny wymaga­ny jest do utworzenia i utrzymania dynamicznej struktu­ry cytoszkieletu – pierścienia kurczliwego [43]. Główną rolę forminy i profiliny w procesie cytokinezy podkreśla to, że pozbawienie komórek aktywnej postaci któregokol­wiek z tych białek zakłóca formowanie bruzdy podziało­wej i jest przyczyną zmiany fenotypu na charakterystycz­ny dla komórek traktowanych inhibitorami polimeryzacji aktyny. Po związaniu z RhoA, aktywna formina promuje nukleację aktyny i elongację mikrofilamentów. Zdolność formin do wiązania aktyny uwarunkowana jest obecnością w ich strukturze zachowanych w ewolucji domen FH1 i FH2 (formin homology domain) [36]. Domena FH2 wiąże się z aktyną i jest istotna w procesie nukleacji i elongacji ak­tyny. Z kolei domena FH1 odpowiada za wiązanie kom­pleksu wolnej aktyny z profiliną oraz odpowiednie umiej­scowienie podjednostek aktyny względem domeny FH2 [26]. Ponadto forminy mają N- i C-koniec (odpowiednio DID, diaphanous inhibitory domain oraz DAD, diaphanous autoinhibitory domain), które stanowią potencjalne miej­sca oddziaływania z RhoA. Forminy promują nukleację de novo mikrofilamentów, indukując asocjację dwóch mono­merów aktyny oraz tworząc miejsce wiązania dla trzeciego monomeru [36]. Podczas elongacji filamentu formina po­zostaje związana z rosnącym końcem (barbed end) i chro­ni go przed białkami czapeczkującymi (capping proteins), umożliwiając dołączanie kolejnych podjednostek aktyny [26,36]. Z kolei profilina przyłącza związane z ATP mo­nomery aktyny oraz wiąże się z bogatą w reszty prolinowe domeną FH1 forminy, wpływając tym samym na wzrost tempa elongacji mikrofilamentów [6,36]. Warto również wspomnieć, że Böttcher i wsp. wykazali, że w dzielących się chondrocytach profilina nie jest wymagana do uformo­wania aktomiozynowego pierścienia, lecz jest niezbędna w końcowym etapie cytokinezy, przyczyniając się do ge­neracji siły potrzebnej do rozdzielenia komórek potom­nych [6]. Przy braku RhoA w komórce większość formin zaangażowanych w proces cytokinezy podlega autoinhibi­cji przez wewnątrzcząsteczkowe oddziaływanie pomiędzy domenami C- i N-końcową. Miejsce wiązania dla RhoA w cząsteczce forminy częściowo pokrywa się z DID, dla­tego też RhoA znosi autoinhibicję forminy [36].

Kolejny szlak sygnałowy indukowany przez RhoA, od­powiedzialny za akumulację F-aktyny angażuje kinazy ROCK oraz LIM (ryc. 1B) [14]. Abe i wsp. wykazali, że blokada kofiliny wymagana jest do prawidłowego zajścia procesu cytokinezy [1]. Aktywacja szlaku RhoA/ROCK/LIMK/kofilina może się w sposób pośredni przyczyniać do utworzenia pierścienia kurczliwego, poprzez stabilizowa­nie struktur zbudowanych z filamentów aktynowych [14].

Udział RhoA w regulacji procesu cytokinezy związany jest również z wpływem tego białka na aktywność mio­zyny II, drugiego podstawowego komponentu pierścienia kurczliwego (ryc. 1C) [36]. Miozyna II jest heksamerem za­wierającym dwa łańcuchy ciężkie, których regiony globu­larne związane są z dwoma łańcuchami lekkimi – MLC1 (myosin light chain 1; określany też regulacyjnym, rMLC) i MLC2 (myosin light chain 2; nazywany również istot­nym). Fosforylacja zachowanej w ewolucji reszty seryny w pozycji 19 rMLC pozwala na włączenie miozyny w sieć mikrofilamentów, tworząc aktomiozynowy układ kurczli­wy komórek [9]. Badania wykazały, że kilka kinaz biał­kowych (m.in. ROCK, CK czy MLCK) zdolnych jest do fosforylacji miozyny w miejscu Ser19 [36].

Kosako i wsp. zaobserwowali, że podczas cytokinezy, zak­tywowana przez RhoA kinaza ROCK gromadzi się w re­gionie bruzdy podziałowej i odpowiada za fosforylację łańcuchów regulatorowych miozyny II [23]. ROCK, w spo­sób niezależny od Ca²⁺, fosforyluje tę samą resztę seryno­wą MLC co swoista, Ca²⁺-zależna kinaza lekkich łańcu­chów miozyny (MLCK, myosin light chain kinase) [22,37].

Regulacja stopnia fosforylacji miozyny przez ROCK może również wynikać z wpływu tego białka na fosfatazę lek­kich łańcuchów miozyny (MLCP, myosine light chain pho­sphatase), która katalizuje defosforylację rMLC-Ser19. Rho-zależna kinaza, poprzez fosforylację wiążącej mio­zynę podjednostki MBS (myosin-binding subunit) fos­fatazy MLC prowadzi do zmniejszenia aktywności tego enzymu, a w konsekwencji do wzrostu stopnia ufosfory­lowania miozyny. Tak więc ROCK może również pośred­nio przyczyniać się do zwiększenia aktywności miozyny II [13,36,38,46].

Innym białkiem zdolnym do fosforylacji rMLC, lokującym się w regionie tworzącej się bruzdy w sposób zależny od RhoA jest kinaza citronowa (ryc. 1D) [11,50]. Enzym ten należy do zachowanej w ewolucji rodziny kinaz seryno­wo-treoninowych wykrytych u człowieka, myszy, szczura i muszki owocowej [41]. Yamashiro i wsp. wykazali, że CK funkcjonuje jako kinaza łańcucha lekkiego miozyny, przy­łączając reszty fosforanowe w pozycji Ser19 i Thr18 [50].

Udział białka RhoA w rozdziale komórek potomnych

Poza etapami inicjacji i progresji cytokinezy, RhoA uczest­niczy także w końcowej fazie tego procesu, jaką jest osta­teczne rozdzielenie komórek siostrzanych (abscission) [36]. W większości komórek zwierzęcych pogłębiająca się bruz­da podziałowa zapewnia niemal całkowite odseparowanie komórek potomnych, które jednak pozostają połączone wy­dłużającym się, aż do przerwania międzykomórkowym mo­stem (intercellular bridge) [27]. Proces pogłębiania bruzdy dobiega końca w chwili osiągnięcia przez nią przeciw­równoległych wiązek mikrotubul, które zachodzą na sie­bie w centralnym regionie międzykomórkowego mostu, określanym jako ciałko pośrednie [42]. Ukończenie proce­su cytokinezy wymaga stabilizacji wspomnianego mostu, demontażu pierścienia kurczliwego, specjalizacji domen błonowych oraz wytworzenia dodatkowej błony plazma­tycznej [15,27]. Elementy błony dostarczane są do bruzdy w postaci pęcherzyków wydzielniczych powstałych w sys­temie trans aparatu Golgiego, a ich fuzja z błoną pomaga w rozdziale cytoplazmy [20,40].

Wyniki badań przeprowadzonych przez Naima i wsp. su­gerują, że enzym Dck (Drosophila citron kinase), będący ortologiem ssaczej kinazy citronowej u Drosophila, peł­ni główną rolę w końcowym etapie cytokinezy. Mutanty Drosophila z utratą funkcji białka Dck miały prawidłowo uformowane wrzeciono podziałowe oraz pierścień akto­miozyny, którego obkurczanie prowadziło do prawidłowe­go pogłębiania się bruzdy podziałowej. Jednakże takie ko­mórki wykazywały liczne defekty w późnej telofazie (m.in. zmiany w morfologii mostu łączącego komórki potomne) i nie kończyły cytokinezy, co sugerowało problem z roz­dzieleniem komórek siostrzanych [27].

Jak już wcześniej wspomniano, zarówno CK jak i ROCK katalizują fosforylację rMLC. Dlatego też zastanawiające jest, że u myszy z defektem genu kinazy citronowej obser­wowano zaburzenia przebiegu cytokinezy, mimo że komór­ki te wykazywały wzmożoną syntezę Rho-zależnej kinazy. Te dane świadczą o odmiennej roli obu białek w procesie cytokinezy. Istotna różnica w aktywności tych enzymów związana jest z tym, że fosfataza lekkich łańcuchów miozy­ny jest substratem ROCK, ale nie kinazy citronowej. Brak możliwości zahamowania aktywności MLCP przez kina­zę citronową wskazuje, że enzym ten nie hamuje defosfo­rylacji reszt aminokwasowych łańcuchów regulatorowych miozyny II. Z kolei aktywna kinaza Rho, blokując MLCP może przekształcić większość rMLC do postaci ufosforylo­wanej. Zablokowanie defosforylacji MLC może utrudniać prawidłowe ukończenie cytokinezy, ponieważ rozdziele­nie komórek potomnych wymaga demontażu pierścienia, a proces ten prawdopodobnie zależy m.in. od defosfory­lacji MLC [50]. Tak więc Rho-zależna kinaza oraz kina­za citronowa wydają się pełnić odmienną rolę w procesie cytokinezy, promując odpowiednio, obkurczanie pierście­nia aktomiozyny i rozdzielenie komórek potomnych [36].

Kolejnym efektorem białka RhoA niezbędnym do ukoń­czenia procesu cytokinezy jest serynowo-treoninowa ki­naza PRK2/PKN2 (ryc. 1E). Podczas telofazy białko to, w sposób zależny od Ect2 i Rho, gromadzi się w bruździe podziałowej, a następnie w ciałku pośrednim. Schmidt i wsp. zaobserwowali, że wyciszenie ekspresji genu PRK2 w komórkach HeLa S3 nie zakłóca działania bruzdy po­działowej czy formowania ciałka pośredniego, natomiast nie pozwala na przerwanie międzykomórkowego mostu łączącego komórki potomne, które ostatecznie ulegają fu­zji i stają się dwujądrowe [40].

Biochemiczna rola kinazy PRK/PKN w rozdziale komó­rek siostrzanych nie została jednak dotąd poznana [40]. Jak wynika z piśmiennictwa, PRK2 oddziałuje z białko­wą fosfatazą tyrozynową PTP-BL, która podczas cytokine­zy kolokalizuje z nią w bruździe podziałowej, a następnie w ciałku pośrednim i zdaje się pełnić istotną rolę w regu­lacji podziału cytoplazmy [17]. Innym białkiem lokującym się w czasie cytokinezy w regionie śródciałka i wiążącym się z PKN/PRK1 jest CG-NAP (centrosome and Golgi lo­calized protein kinase N-associated protein). Niezbędne są jednak dalsze badania, aby ustalić czy wymienione białka uczestniczą w szlaku kinaz PRK zaangażowanym w kontro­lę rozdziału komórek potomnych podczas cytokinezy [40].

Udział białek Rho w ostatecznym rozdzieleniu komórek potomnych może być także związany z promowaniem se­krecji [51]. Naukowcy sugerują bowiem, że pęcherzyki wy­dzielnicze dostarczane z aparatu Golgiego w okolice ciałka pośredniego, łącząc się ze sobą oraz z błoną plazmatycz­ną, prowadzą do przebudowy błony otaczającej komórki siostrzane, a następnie ich rozdziału [15,40,42]. Aktywne Rho1 wiąże istotne dla procesu sekrecji białko Sec3 oraz odpowiada za jego prawidłowe umiejscowienie w komór­ce [51]. Dobbelaere i wsp. wykazali, że Sec3 uczestniczy w procesie cytokinezy u drożdży, promując oddzielenia pączka od komórki rodzicielskiej [10].

Podsumowanie

GTP-azy Rho pełnią istotną rolę w regulacji organizacji cytoszkieletu, wpływając zarówno na filamenty aktynowe, jak i mikrotubule. Aktywność tych białek regulowana jest przez białka GEF, GAP oraz GDI, które kontrolują wią­zanie i hydrolizę GTP. Liczne badania wskazują na udział białek Rho w regulacji mitozy i cytokinezy poprzez reor­ganizację cytoszkieletu aktynowego i mikrotubularnego. W przebiegu mitozy istotne funkcje pełni białko Cdc42, które kontroluje tworzenie dwubiegunowego wiązania MT wrzeciona do kinetochorów (zależnie od formin), a także wpływa na dynamikę wzrostu mikrotubul (hamując statmi­ny). Kolejne białko – RhoA podczas podziału mitotyczne­go aktywuje białka efektorowe, m.in. kinazę ROCK i LIM oraz białko mDia. Efektory te kontrolują formowanie kor­teksu komórkowego, dynamikę tworzenia wrzeciona oraz wiązanie mikrotubul wrzeciona do kinetochorów. Białko RhoA pełni również istotne funkcje podczas cytokinezy. Oprócz aktywacji ROCK i LIMK, które regulują procesy formowania i stabilizacji pierścienia kurczliwego a w kon­sekwencji bruzdy podziałowej, RhoA aktywuje także ki­nazę citronową. Kinaza ta kontroluje proces ostatecznego rozdzielenia siostrzanych komórek i tym samym umożli­wia zakończenie cytokinezy. Przedstawione mechanizmy kontroli podziału komórkowego zależne od reorganizacji cytoszkieletu wskazują na to, że białka Rho mogą stano­wić pomost łączący obydwa te procesy.

PIŚMIENNICTWO

[1] Abe H., Obinata T., Minamide L.S., Bamburg J.R.: Xenopus laevis actin-depolymerizing factor/cofilin: a phosphorylation- regulated protein essential for development. J. Cell Biol., 1996; 132: 871-875
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Abe M., Qadota H., Hirata A., Ohya Y.: Lack of GTP-bound Rho1p in secretory vesicles of Saccharomyces cerevisiae. J. Cell Biol., 2003; 162: 85-97
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Amano T., Kaji N., Ohashi K., Mizuno K.: Mitosis-specific activation of LIM motif-containing protein kinase and roles of cofilin phosphorylation and dephosphorylation in mitosis. J. Biol. Chem., 2002; 277: 22093-22102
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Bakal C.J., Finan D., LaRose J., Wells C.D., Gish G., Kulkarni S., DeSepulveda P., Wilde A., Rottapel R.: The Rho GTP exchange factor Lfc promotes spindle assembly in early mitosis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 9529-9534
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Ban R., Irino Y., Fukami I., Tanaka H.: Human mitotic spindle-associated protein PRC1 inhibits MgcRacGAP activity toward Cdc42 during the metaphase. J. Biol. Chem., 2004; 279: 16394-16402
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Böttcher R.T., Wiesner S., Braun A., Wimmer R., Berna A., Elad N., Medalia O., Pfeifer A., Aszódi A., Costell M., Fässler R.: Profilin 1 is required for abscission during late cytokinesis of chondrocytes. EMBO J., 2009; 28: 1157-1169
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Burkard M.E., Randall C.L., Larochelle S., Zhang C., Shokat K.M., Fisher R.P., Jallepalli P.V.: Chemical genetics reveals the requirement for Polo-like kinase 1 activity in positioning RhoA and triggering cytokinesis in human cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 4383-4388
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Canman J.C., Lewellyn L., Laband K., Smerdon S.J., Desai A., Bowerman B., Oegema K.: Inhibition of Rac by the GAP activity of centralspindlin is essential for cytokinesis. Science, 2008; 322: 1543-1546
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Chaudoir B., Kowalczyk P.A., Chisholm R.L.: Regulatory light chain mutations affect myosin motor function and kinetics. J. Cell Sci., 1999; 112: 1611-1620
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[10] Dobbelaere J., Barral Y.: Spatial coordination of cytokinetic events by compartmentalization of the cell cortex. Science, 2004; 305: 393-396
[PubMed]  

[11] Eda M., Yonemura S., Kato T., Watanabe N., Ishizaki T., Madaule P., Narumiya S.: Rho-dependent transfer of Citron-kinase to the cleavage furrow of dividing cells. J. Cell Sci., 2001; 114: 3273-3284
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Etienne-Manneville S., Hall A.: Rho GTPases in cell biology. Nature, 2002; 420: 629-635
[PubMed]  

[13] Fabczak A.: Rodzina białek Rho a cytoszkielet. Kosmos, 2001; 50: 283-293

[14] Glotzer M.: Animal cell cytokinesis. Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 2001; 17: 351-386
[PubMed]  

[15] Guizetti J., Gerlich D.W.: Cytokinetic abscission in animal cells. Semin. Cell Dev. Biol., 2010; 21: 909-916
[PubMed]  

[16] Heng Y.W., Koh C.G.: Actin cytoskeleton dynamics and the cell division cycle. Int. J. Biochem. Cell Biol., 2010; 42: 1622-1633
[PubMed]  

[17] Herrmann L., Dittmar T., Erdmann K.S.: The protein tyrosine phosphatase PTP-BL associates with the midbody and is involved in the regulation of cytokinesis. Mol. Biol. Cell, 2003; 14: 230-240
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Hoe W.D., Inoue T., Park W.S., Kim M.L., Park B.O., Wandless T.J., Meyer T.: PI(3,4,5)P3 and PI(4,5)P2 lipids target proteins with polybasic clusters to the plasma membrane. Science, 2006; 314: 1458-1461
[PubMed]  

[19] Huckaba T., Pon L.A.: Cytokinesis: Rho and formins are the ringleaders. Curr. Biol., 2002; 12: R813-R814
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Kaczanowska J., Kaczanowski A.: Dynamika mitozy i cytokinezy symetrycznej i asymetrycznej. Postępy Biochem., 2010; 56: 29-40
[PubMed]  

[21] Kaji N., Muramoto A., Mizuno K.: LIM kinase-mediated cofilin phosphorylation during mitosis is required for precise spindle positioning. J. Biol. Chem., 2008; 283: 4983-4992
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Kłopocka W., Barańska J.: Rola białek z rodziny Rho w kontroli migracji komórek pełzających. Postępy Biochem., 2005; 51: 36-43
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[23] Kosako H., Yoshida T., Matsumura F., Ishizaki T., Narumiya S., Inagaki M.: Rho-kinase/ROCK is involved in cytokinesis through the phosphorylation of myosin light chain and not ezrin/radixin/moesin proteins at the cleavage furrow. Oncogene, 2000; 19: 6059-6064
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Mabuchi I., Hamaguchi Y., Fujimoto H., Morii N., Mishima M., Narumiya S.: A rho-like protein is involved in the organisation of the contractile ring in dividing sand dollar eggs. Zygote, 1993; 1: 325-331
[PubMed]  

[25] Maddox A.S., Burridge A.: RhoA is required for cortical retraction and rigidity during mitotic cell rounding. J. Cell Biol., 2003; 160: 255-265
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Maruniewicz M., Kasprowicz A., Wojtaszek P.: Roślinna twarz formin- organizatorów cytoszkieletu aktynowego. Postępy Biochem., 2009; 55: 196-200
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[27] Naim V., Imarisio S., Di Cunto F., Gatti M., Bonaccorsi S.: Drosophila citron kinase is required for final step of cytokinesis. Mol. Biol. Cell, 2004; 15: 5053-5063
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Narumiya S., Oceguera-Yanez F., Yasuda S.: A new look at Rho GTPases in cell cycle. Role in kinetochore-microtubule attachment. Cell Cycle, 2004; 3: 855-857
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[29] Narumiya S., Shingo Y.: Rho GTPases in animal cell mitosis. Curr. Opin. Cell Biol., 2006; 18: 199-205
[PubMed]  

[30] Nishimura Y., Yonemura S.: Centralspindlin regulates ECT2 and RhoA accumulation at the equatorial cortex during cytokinesis. J. Cell Sci., 2006; 119: 104-114
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Nowak J.M., Grzanka A., Żuryń A., Stępień A.: Rodzina białek Rho i ich rola w cytoszkielecie komórki. Postępy Hig. Med. Dośw., 2008; 62: 110-117
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[32] Oceguera-Yanez F., Kimura K., Yasuda S., Higashida C., Kitamura T., Hiraoka Y., Haraguchi T., Narumiya S.: Ect2 and MgcRacGAP regulate the activation and function of Cdc42 in mitosis. J. Cell Biol., 2006; 168: 221-232
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Parri M., Chiarugi P.: Rac and Rho GTPases in cancer cell motility control. Cell Commun. Signal., 2010; 8: 23
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Petronczki M., Glotzer M., Kraut N., Peters J.M.: Polo-like kinase 1 triggers the initiation of cytokinesis in human cells by promoting recruitment of the RhoGEF Ect2 to the central spindle. Dev. Cell, 2007; 12: 713-725
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Piekny A., Glotzer M.: Anillin is a scaffold protein that links RhoA, actin, and myosin during cytokinesis. Curr. Biol., 2008; 18: 30-36
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Piekny A., Werner M., Glotzer M.: Cytokinesis: welcome to the Rho zone. Trends Cell Biol., 2005; 15: 651-658
[PubMed]  

[37] Ramachandran C., Patil R.V., Combrink K., Sharif N.A., Srinivas S.P.: Rho-Rho kinase pathway in the actomyosin contraction and cell matrix adhesion in immortalized human trabecular meshwork cells. Mol. Vis., 2011; 17: 1877-1890
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Riddick N., Ohtani K., Surks H.: Targeting by myosin phosphatase-RhoA interacting protein mediates RhoA/Rock regulation of myosin phosphatase. J. Cell Biochem., 2008; 103: 1158-1170
[PubMed]  

[39] Rincon S., Coll P.M., Perez P.: Spatial regulation of Cdc42 during cytokinesis. Cell Cycle, 2007; 6: 1687-1691
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[40] Schmidt A., Durgan J., Magalhaes A., Hall A.: Rho GTPase regulate PRK2/PKN2 to control entry into mitosis and exit from cytokinesis. EMBO J., 2007; 26: 1624-1636
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[41] Shandala T., Gregory S.L., Dalton H.E., Smallhorn M., Saint R.: Citron kinase is essential effector of the Pbl-activated Rho signalling pathway in Drosophila melanogaster. Development, 2004; 131: 5053-5063
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Steigemann P., Gerlich D.W.: Cytokinetic abscission: cellular dynamics at the midbody. Trends Cell Biol., 2009; 19: 606-616
[PubMed]  

[43] Tolliday N., VerPlank L., Li R.: Rho1 directs formin-mediated actin ring assembly during budding yeast cytokinesis. Curr. Biol., 2002; 12: 1864-1870
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] Touré A., Mzali R., Liot C., Seguin L., Morin L., Crouin C., Chen-Yang I., Tasy Y-G., Dorseuil O., Gacon G., Bertoglio J.: Phosphoregulation of MgcRacGAP in mitosis involves Aurora B and Cdk1 protein kinases and the PP2A phosphatase. FEBS Lett., 2008; 582: 1182-1188
[PubMed]  

[45] Van Aelst L., D’Souza-Schorey C.: Rho GTPase and signaling networks. Genes Dev., 1997; 11: 2295-2322
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Wang Y., Zheng X.R., Riddick N., Bryden M., Baur W., Zhang X., Surks H.K.: ROCK isoform regulation of myosin phosphatase and contractility in vascular smooth muscle cells. Circ. Res., 2009; 104: 531-540
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Wennerberg K., Channing J.: Rho-family GTPases: It’s not only Rac and Rho (and I like it). J. Cell Sci., 2004; 117: 1301-1312
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Wolniak S.M. Mitosis. (05.05.2011)
http://www.clfs.umd.edu/cbmg/faculty/wolniak/wolniakmitosis.html

[49] Woodcock S.A., Rushton H.J., Castaneda-Saucedo E., Myant K., White G.R., Blyth K., Sansom O.J., Malliri A.: Tiam1-Rac signaling counteracts Eg5 during bipolar spindle assembly to facilitate chromosome congression. Curr. Biol., 2010; 20: 669-675
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Yamashiro S., Totsukawa G., Yamakita Y., Sasaki Y., Madaule P., Ishizaki T., Narumiya S., Matsumura F.: Citron kinase, a Rho-dependent kinase, induces di-phosphorylation of regulatory light chain of myosin II. Mol. Biol. Cell, 2003; 14: 1745-1756
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Yoshida S., Bartolini S., Pellman D.: Mechanisms for concentrating Rho1 during cytokinesis. Genes Dev., 2009; 23: 810-823
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] Yoshida S., Kono K., Lowery D.M., Bartolini S., Yaffe M.B., Ohya Y., Pellman D.: Polo-like kinase Cdc5 controls the local activation of Rho1 to promote cytokinesis. Science, 2006; 313: 108-111
[PubMed]  

[53] Zhao W., Fang G.: MgcRacGAP controls the assembly of the contractile ring and the initiation of cytokinesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 13158-13163
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text