Streszczenie

Cytoszkielet, zbudowany z filamentów aktynowych, mikrotubul i filamentów pośrednich, reguluje wiele procesów zachodzących w komórce, m.in. transport wewnątrzkomórkowy. Mikrofilamenty oraz mikrotubule są włóknami spolaryzowanymi, wzdłuż których możliwy jest dwukierunkowy ruch białek motorycznych: miozyn wzdłuż włókien aktyny oraz kompleksu dyneina/dynaktyna i kinezyn wzdłuż mikrotubul. Wirusy podczas zakażenia wykorzystują struktury cytoszkieletu i jego białka motoryczne na różnych etapach cyklu replikacyjnego. Podczas wnikania do komórki i jej opuszczania, wirusy muszą pokonać korową warstwę mikrofilamentów, co odbywa się zazwy­czaj z udziałem miozyny. W cytoplazmie wirusy są transportowane z udziałem dyneiny w stronę centrum organizacji mikrotubul, natomiast po namnożeniu się wirusa kinezyny przemieszczają nowe wiriony na obrzeża komórki, umożliwiając tym samym uwolnienie wirionów potomnych. Niektóre rodziny wirusów rozwinęły alternatywne metody transportu wewnątrzkomórkowego. Br>W pracy opisano interakcje między wirusami a białkami motorycznymi cytoszkieletu oraz usta­lono ich udział w zakażeniu wirusowym w oparciu o najnowsze doniesienia literaturowe.

Słowa kluczowe: wirusy • cytoszkielet • białka motoryczne

Summary

Cytoskeleton, composed of actin filaments, microtubules and intermediate filaments, regula­tes many processes in the cell, e.g. intracellular transport. Actin and microtubules are polari­zed structures, along which bidirectional transport of motor proteins occurs: myosins along ac­tin and the dynein/dynactin complex and kinesins along microtubules. Viruses interact with the cytoskeleton and motor proteins at different stages during their replication cycle. When entering and egressing the cell, viruses must penetrate the cortical layer of microfilaments, which usual­ly takes place with the contribution of myosin. In the cytoplasm, retrograde transport involving dynein is used to move viruses to the microtubule organizing center. After replication, kinesins participate in anterograde transport of newly produced virions to the peripheral region, close to the plasma membrane. Some families of viruses have developed alternate routes of intracellular transport.
The aim of this study is to describe the interactions between virus and cytoskeletal motor prote­ins and to determine their role in viral infection according to the current literature data.

Key words:viruses • cytoskeleton • motor proteins

Wykaz skrótów:

AcMNV – autographa californica multicapsid nucleopolyherdrovirus; BDM – monoksym 2,3-butanodionu (2,3-butanedione monoxime); CAV-2 – psi adenowirus serotypu 2 (canine adenovirus serotype 2); CPV – psi parwowirus (canine parvovirus); DIC – łańcuch pośredni dyneiny (dynein intermediate chain); DLIC – łańcuch lekki pośredni dyneiny (dynein light intermediate chain); HFV – wirus pienisty człowieka (human foamy virus); HHV-1 – ludzki herpeswirus typu 1 (human herpesvirus type 1); HHV-8 – ludzki herpeswirus typu 8 (human herpesvirus type 8); HIV – ludzki wirus niedoboru odporności (human immunodeficiency virus); KHC – łańcuch ciężki kinezyny (kinesin heavy chain); KIF – rodzina kinezyn (kinesin superfamily proteins); KLC – łańcuch lekki kinezyny (kinesin light chain); MLV – wirus mysiej białaczki (murine leukemia virus); MTOC – centrum organizacji mikrotubul (microtubule organizing centre); NMHC-IIA – niemięśniowa miozyna IIA (non-muscle myosin IIA heavy chain IIA); PIC – kompleks przedintegracyjny (preintegration complex); PRV – wirus wścieklizny rzekomej (pseudorabies virus); RTC – kompleks odwrotnej transkrypcji (reverse transcription complex); SIV – małpi wirus niedoboru odporności (simian immunodeficiency virus); SuHV-1 – świński herpeswirus typu 1 (suid herpesvirus type 1); VACV – wirus krowianki (vaccinia virus); VAMP2 – białko błonowe 2 (vesicle-associated membrane protein 2).

Wprowadzenie

Cytoszkielet jest trójwymiarową siecią białkowych włó­kien i rurek, tworzących rusztowanie komórek eukario­tycznych. Jego obecność jest niezbędna do prawidłowego funkcjonowania, ponieważ uczestniczy w podziałach i ru­chu komórek, odpowiada za sprężystość cytoplazmy, bie­rze udział w transporcie wewnątrzkomórkowym, a także chroni komórkę przed urazami mechanicznymi. Zbudowany jest z trzech rodzajów białkowych włókien: aktyny, mikro­tubul i filamentów pośrednich. Spolaryzowana struktura włókien aktynowych oraz mikrotubul i obecność białek motorycznych, umożliwia dwukierunkowy transport ła­dunków cytoplazmatycznych (transport odśrodkowy, czy­li anterogradowy i dośrodkowy, czyli retrogradowy) [22].

Cytoszkielet odgrywa szczególną rolę podczas zakaże­nia wirusowego. Mimo wielu kierunków badań zwią­zanych z cytoszkieletem, zagadnienie to wzbudza coraz szersze zainteresowanie wielu badaczy [27]. Wirusy jako bezwzględne wewnątrzkomórkowe pasożyty, wykształci­ły wiele mechanizmów ułatwiających im replikację w ko­mórce gospodarza. Jednym z możliwych mechanizmów uszkadzającego oddziaływania wirusów na komórkę jest jego wpływ na elementy cytoszkieletu. Wiadomo, że pod­czas zakażenia wirusowego może dochodzić do rearanżacji uporządkowanej sieci cytoszkieletu [4]. Wirusy wykorzy­stują wszystkie jego elementy, w tym białka motoryczne, podczas wewnątrzkomórkowego transportu wirionów, na różnych etapach replikacji. Cytoszkielet oraz białka mo­toryczne są wykorzystywane przez wirusy począwszy od wniknięcia do komórki i replikacji, aż po uwolnienie wirionów potomnych do środowiska. Włókna aktynowe oraz miozyny wykorzystywane są przez wirusy wówczas, gdy znajdują się na obrzeżach komórki lub w okolicy ją­dra komórkowego. Z kolei oddziaływanie z mikrotubulami i ich białkami motorycznymi: dyneiną i kinezyną, pozwa­la wirusom na transport między peryferyjnymi obszarami komórki a jej wnętrzem. Procesy te są podobne do natu­ralnych mechanizmów transportu wewnątrzkomórkowego [22]. Należy w tym miejscu podkreślić, że różne wirusy podczas zakażenia produktywnego mogą inaczej wpływać na poszczególne elementy cytoszkieletu, w odmienny spo­sób uszkadzając komórkę.

Białka motoryczne cytoszkieletu

Białka motoryczne, zwane inaczej białkami kroczącymi lub transportowymi, odgrywają istotną rolę w komórkach. Stanowią one grupę białek enzymatycznych, hydrolizują­cych ATP i wykorzystujących wyzwalaną w ten sposób energię do generowania sił niezbędnych podczas transpor­tu wewnątrzkomórkowego. Różnią się między sobą trze­ma głównymi cechami:
• typem filamentu, z którym się wiążą (aktyna lub mikrotubule),
• kierunkiem ruchu wzdłuż filamentu oraz
• rodzajem transportowanego ładunku.

Polaryzacja mikrofilamentów i mikrotubul umożliwia lep­szą organizację transportu wewnątrzkomórkowego, ponie­waż określone białka motoryczne są w stanie efektywnie przemieszczać się tylko w stronę jednego końca włók­na cytoszkieletu [9]. Transport w stronę ujemnego końca filamentów nazywamy retrogradowym, natomiast w stronę końca dodatniego anterogradowym. Białkami motoryczny­mi dla aktyny są miozyny, których kierunek poruszania się zależy od klasy białka. Za transport anterogradowy wzdłuż mikrotubul odpowiedzialne są białka z rodziny kinezyn, zaś ruch retrogradowy ładunków cytoplazmatycznych jest możliwy za pośrednictwem kompleksu białek dyneina/dy­naktyna oraz niektórych kinezyn [13,22].

Udział białek motorycznych w zakażeniu wirusowym

Sama reorganizacja struktury cytoszkieletu nie jest wy­starczająca, aby mogło dojść do skutecznego zakażenia. Obecność wewnątrz komórki licznych organelli, elementów cytoszkieletu, jonów i białek, własciwie uniemożliwia swo­bodną dyfuzję cząsteczek większych niż 500 kDa w cyto­plazmie [22], a jest to mniej niż wynosi masa wielu wiru­sów. Dlatego też wirusy potrafią wykorzystywać naturalne drogi transportu wewnątrzkomórkowego za pośrednictwem białek motorycznych, które są szybkim i bardzo skutecz­nym środkiem transportu. Szczególnie ważne są one dla wirusów zakażających duże spolaryzowane komórki, takie jak np. neurony. Wirusy penetrują cytoplazmę wewnątrz pęcherzyków endosomalnych prawidłowo transportowa­nych przez białka motoryczne lub zaburzają homeostazę i przyłączają je bezpośrednio do swojej powierzchni [7].

Herpesviridae

Do wirusów powodujących uszkodzenia cytoszkieletu ko­mórki gospodarza należą wirusy z rodziny Herpesviridae, a ich interakcje z białkami motorycznymi cytoszkieletu na­leżą do jednych z najlepiej poznanych. Wykorzystują one wewnątrzkomórkowy transport na każdym etapie cyklu re­plikacyjnego. Jest to istotne zwłaszcza dla wirusów z pod­rodziny Alphaherpesviridae zakażających komórki nerwo­we, gdyż aby dotrzeć do miejsca replikacji, muszą przebyć całą długość aksonu aż do ciała neuronu.

Przemieszczanie się wirionów wzdłuż filopodiów uzależ­nione jest od miozyny II, zaś traktowanie komórek inhi­bitorem miozyny – blebbistatyną, wyraźnie obniża sku­teczność zakażenia [29]. Białko receptorowe ludzkiego herpeswirusa typu 1 (human herpesvirus type 1 – HHV-1) – gB, jest niezbędne podczas wnikania wirusa do komórki, działając receptorem – PILRα (paired immunoglobulin-like type 2 receptor alpha), ale również wiążąc się z łańcuchem ciężkim niemięśniowej miozyny IIA (non-muscle myosin IIA heavy chain IIA, NMHC-IIA). Wkrótce po zakażeniu HHV-1 obserwuje się nagromadzenie NMHC-IIA w pobli­żu błony komórkowej, gdzie może być ona eksponowana na powierzchni komórki, co ułatwia wirusowi penetrację. Delecje oraz zastosowanie przeciwciał anty-NMHC-IIA hamują wnikanie wirusa [29].

Inhibitor kinazy ML-7 lub chelacja jonów zmniejsza po­datność komórek linii Vero na zakażenie HHV-1 [29]. Podczas replikacji w jądrze elementy HHV-1 są prze­mieszczane z udziałem nowo powstałych włókien aktyny i miozyny. Ten sam mechanizm zachodzi podczas replika­cji świńskiego herpeswirusa typu 1 (suid herpesvirus type 1 – SuHV-1, PRV), stwierdzono bowiem kolokalizację białka kapsydu SuHV-1 – VP26 z miozyną V. Natomiast w komórkach linii Hep-2, aktywny transport HHV-1 był hamowany w wyniku depolimeryzacji aktyny oraz zasto­sowania inhibitora miozyny – monoksymu 2,3-butano­dionu (BDM) [18]. Miozyna jest wykorzystywana przez herpeswirusy do transportu wirionów wewnątrz komórki gospodarza, a także podczas ostatnich etapów zakażenia, kiedy wiriony potomne pokonują korową warstwę aktyny w czasie uwalniania [29].

Po wniknięciu do komórki herpeswirusy są transportowa­ne retrogradowo w stronę centrum organizacji mikrotubul (microtubule organizing centre – MTOC). Transport ten jest zależny od kompleksu dyneina/dynaktyna, zwłaszcza w silnie spolaryzowanych komórkach tkanki nabłonkowej i neuronach (ryc. 1).

Ryc. 1. Wewnątrzkomórkowy transport ludzkiego herpeswirusa typu 1 (HHV). Po fuzji otoczki wirusowej z błoną komórkową kapsyd jest uwalniany do cytoplazmy, a następnie za pomocą kompleksu dyneina/dynaktyna (kolor niebieski) transportowany jest wzdłuż mikrotubul (kolor czerwony) w stronę jądra komórkowego (wg [10] zmodyfikowano)

Zakłócenie funkcjonowania białka motorycznego poprzez nadekspresję dynamityny w komórkach, zmniejsza o po­łowę liczbę wirionów dostarczanych do jądra. Odwrotna sytuacja zdarza się w przypadku komórek niespolaryzo­wanych, w których replikacja wirusa zachodzi nawet po depolimeryzacji mikrotubul i przy dużym stężeniu dyna­mityny, co oznacza, że kompleks dyneina/dynaktyna nie jest niezbędny do transportu wirionów [10]. Jednym z ele­mentów wiążących dyneinę do herpeswirusów jest małe białko kapsydu – VP36, które reaguje z podjednostkami Tctex1 i rp3 lekkiego łańcucha dyneiny. Pozostaje ono in­tegralną częścią cząsteczki zakaźnej, aż do osiągnięcia jądra komórkowego [8]. W celu potwierdzenia roli VP36 w ruchu retrogradowym zbadano mutanty HHV-1 pozba­wione tego białka. Typ dziki docierał do miejsc replikacji w przeciągu 2-4 godzin, natomiast wiriony pozbawione VP36 nie łączyły się z rp3 i były losowo rozsiane w cyto­plazmie, najczęściej w pobliżu błony komórkowej. W wa­runkach in vitro, VP36 nie jest niezbędne podczas replikacji wirusa, a tłumaczy to zidentyfikowanie innych elementów wirusowych zdolnych przyłączać dyneinę. Część składo­wa tegumentu – VP11/12, także wykazuje powinowactwo do Tctex i rp3 i prawdopodobnie bierze udział we wcze­snym transporcie wirionów wzdłuż mikrotubul przed od­dzieleniem się tegumentu od kapsydu, bądź przy składa­niu wirionów potomnych [6]. Spośród innych elementów tegumentu, również pUL36 (VP1/2) oraz pUL37 są zdolne do wiązania „retrogradowych” białek motorycznych i naj­prawdopodobniej łączą one silnie cząsteczkę wirusa z łań­cuchem pośrednim dyneiny [18]. VP1/2 jest największym białkiem kodowanym przez herpeswirusy, zawierającym ponad 3000 aminokwasów. Odgrywa ono ważną funkcję podczas uwalniania wirusowego DNA przez pory jądro­we oraz jest wymagane podczas nabywania przez wiru­sa otoczki przed opuszczeniem komórki. Ze względu na główną rolę w cyklu replikacyjnym, prawdopodobnie sta­nowi ono rusztowanie dla innych białek tegumentu oraz otoczki. VP1/2 jest przyłączany przez pUL37 i w posta­ci kompleku biorą one udział w transporcie retrogrado­wym. Delecje w genach tych białek u HHV-1, jak również u SuHV-1, prowadzą do nagromadzenia się bezotoczko­wych kapsydów w cytoplazmie [29]. W przypadku wiru­sa opryszczki oba białka są niezbędne dla ruchu wzdłuż mikrotubul, natomiast wirus wścieklizny rzekomej pozba­wiony pUL37, może nadal się namnażać [29]. Połączone pUL36 i pUL37 są też jednymi z niewielu białek tegumen­tu, obecnych na powierzchni wirusa, aż do czasu, gdy wi­rus osiągnie jądro komórkowe, co świadczy o ich waż­nej roli w transporcie wewnątrzkomórkowym [18]. Innym białkiem wiążącym retrogradowe białka motoryczne jest UL34, znajdujące się w otoczce wirusa, które również wy­kazuje powinowactwo do łańcucha pośredniego dyneiny (dynein intermediate chain – DIC), jednak jego dokładna rola w transporcie wirusa jest nieznana [11].

Podczas opuszczania komórki, herpeswirusy korzysta­ją z anterogradowego transportu wzdłuż mikrotubul. Wspomniane wcześniej białko VP1/2 jest także w stanie przyłączać kinezynę 1 do wewnątrzkomórkowych ładun­ków pochodzących z aparatu Golgiego, zawierających wi­riony HHV-1. Kinezyna może być przyłączana do ładun­ków cytoplazmatycznych, gdy UL36 nie jest związane z kapsydem albo wówczas, gdy VP1/2 są już elementem wirionu. Innymi białkami wiążącymi kinezyny są US11 u HHV-1 i UL56 u HHV-2. Pierwsze ma powinowactwo do kinezyny 5b i białka występującego w łańcuchu lek­kim kinezyny (kinesin light chain – KLC) – PAT1 oraz do innych elementów w komórce niezwiązanych z cytosz­kieletem, takich jak: kwasy nukleinowe, białka hamują­ce wzrost komórki czy kinaza białkowa R i jej aktywator [18,29]. Jednak, US11 nie jest istotnym elementem wiru­sa i nie wszyscy przedstawiciele alfa-herpeswirusów mają jego homologi. Białko UL56, związane z błoną, reaguje z KIF1A (kinesin family member 1A), a następnie umiej­scawia się w aparacie Golgiego. Chociaż jest konserwa­tywne u neurotropowych herpeswirusów, nie jest konieczne podczas replikacji. W neuronach pozbawione otoczki kap­sydy mogą przyłączać kinezyny i są transportowane ante­rogradowo wzdłuż aksonów wraz ze składowymi błony ko­mórkowej. Fluorescencyjne znakowanie wirionów SuHV-1 i HHV-1 pozwoliło ustalić, że ich ruch wzdłuż mikrotubul jest związany z przemieszczaniem się białka błonowego 2 (vesicle-associated membranę protein 2 – VAMP2), które bierze udział w procesach komunikacyjnych w synapsie. Z kolei zastosowanie mikroskopii elektronowej wykazało, że transport glikoprotein i białek tegumentu HHV-1 odby­wa się wewnątrz błonowych struktur powstałych w apara­cie Golgiego, do których przyłączają się białka regulujące ruch anterogradowy – Rab3A, SNAP-25, GAP-43 i kinezy­na 1 [29]. Testy immunoprecypitacji dla łańcucha ciężkie­go kinezyny (kinesin heavy chain, KHC) przeprowadzone na linii komórkowej Hep-2 zakażonej HHV-1 wskaza­ły, że główne białko kapsydu VP5 i białka tegumentu – VP16, VP22 oraz wcześniej wspomniane US11, mogą się wiązać z KHC. Jednak, w transporcie najprawdopodob­niej uczestniczy bezpośrednio tylko US11, ponieważ pod­czas opuszczania komórki elementy kapsydu są otoczone przez osłonki wirusa, natomiast VP16 i VP22 przyłącza­ły KHC za pośrednictwem US11 [18].

Z kolei ludzki herpeswirus typu 8 (human herpesvirus type 8 – HHV-8), należący do gamma-herpeswirusów, wyko­rzystuje swoje białko tegumentu – ORF45, aby przyłączać KIF3A (kinesin family member 3A), należące do kinezyn typu 2, podczas opuszczania komórki. Immunoprecypitacja i immunofluorescencja dowiodły, że białko to bezpośred­nio bierze udział w przyłączaniu wirionu do domeny wią­żącej ładunek w kinezynie. Mutacje w KIF3A oraz wy­ciszanie ekspresji genów tego białka motorycznego przez shRNA (small hairpin RNA), wyraźnie ograniczało uwal­nianie HHV-8, natomiast nie wpłynęło na replikację HHV-1, co wskazuje, że ten mechanizm jest swoisty dla herpeswirusów limfotropowych [25].

Warto również podkreślić, że transport herpeswirusów wzdłuż mikrotubul jest dwukierunkowy, co oznacza, iż wirusy mogą przyłączać jednocześnie białka motoryczne przemieszczające się w przeciwnych kierunkach, podob­nie jak w przypadku organelli komórkowych. Wirusy czę­sto zatrzymują się na włóknach cytoszkieletu, by po chwili wznowić przesuwanie się, zmieniają filamenty, po których są transportowane, a nawet kierunek przemieszczania się [7]. Dlatego, jeżeli w komórce występuje nadekspresja dy­namityny, wnikające do środka kapsydy HHV-1, zamiast być losowo rozsiane w cytoplazmie, kumulują się przy bło­nie komórkowej, ponieważ są przemieszczane przez ante­rogradowe białka motoryczne. Po dotarciu do MTOC, wi­riony muszą jeszcze pokonać krótki odcinek dzielący tę strukturę od jądra, tym samym przestawić się na transport do końców „plus” mikrotubul. Mechanizm regulowania przez wirusy tego transportu nie został jeszcze dobrze po­znany [10]. Zaproponowano trzy różne modele opisujące regulację transportu wirusowego. Pierwszy stanowi o wy­łączności określonego białka motorycznego dla cząsteczki wirusa. Według niego z jednym wirionem może się wią­zać na raz tylko jeden rodzaj białka motorycznego, które wymienia się z innymi i przez to zmieniany jest typ ruchu. Drugi to model „przeciągania liny”, gdzie intensywniej po­stępujący transport dominuje nad transportem w przeciw­nym kierunku. Trzecią możliwością jest skoordynowana regulacja aktywności białek motorycznych przez określo­ne mechanizmy podczas zakażenia [7].

Retroviridae

Kolejną rodziną wirusów wykorzystujących białka moto­ryczne są wirusy z rodziny Retroviridae. Informację gene­tyczną tych wirusów kodują dwie cząsteczki ssRNA (sin­gle-stranded RNA) zawierające zawsze trzy podstawowe geny: gag, pol i env.

Wirus mysiej białaczki (murine leukemia virus – MLV) oraz ludzki wirus niedoboru odporności (human immu­nodeficiency virus – HIV) wykorzystują miozynę II pod­czas wnikania do komórki, która umożliwia im przemiesz­czanie się na powierzchni mikrokosmków i filopodiów do miejsc integracji. Proces ten jest uzależniony od połączenia się białka Env z receptorami na błonie [17]. Retrowirusy wymagają również filamentów aktynowych i miozyny, aby wydostać się do środowiska przez wypączkowywa­nie [9]. Proces ten jest hamowany podczas depolimery­zacji aktyny i inhibicji kinazy lekkiego łańcucha miozy­ny, która reguluje działanie miozyny II [22]. Zastosowanie cytochalazyny D, powodującej depolimeryzację mikrofi­lamentów, hamuje uwalnianie wirionów, a transport nowo powstałych elementów HIV do miejsc składania znajdują­cych się w pobliżu błony komórkowej, odbywa się za po­średnictwem miozyny [14].

Transport wirusowego RNA jest zależny od endosomów i dyneiny. Aktywność białka Rab7, które reguluje procesy wewnątrzkomórkowego transportu, powoduje gromadze­nie się pęcherzyków endosomalnych, dyneiny i wirusowe­go RNA w pobliżu jądra. Umiejscowienie tych elementów ulega zmianie, jeżeli zastosuje się siRNA dla DHC lub do­prowadzi do nadekspresji dynamityny. W tym przypadku materiał genetyczny wirusa i białko Gag wraz z endosoma­mi lokalizuje się na obrzeżach komórki [16]. Białko Gag ma sekwencję wiążącą się z fragmentem LC8 lekkiego łańcucha dyneiny, co oznacza, że składowe rdzenia mogą być czynnikami przyciągającymi białka motoryczne. Wirus pienisty człowieka (human foamy virus – HFV), pozba­wiony powinowactwa do DLC, jest dużo mniej zjadliwy [7]. Z drożdżowym homologiem dyneiny LC8 oddziału­je także integraza HIV. Kompleksy odwrotnej transkryp­cji (reverse transcription complex – RTC) po wniknięciu wirusa najpierw są ustanawiane z udziałem filamentów aktynowych [2], a następnie przemieszczane wzdłuż mi­krotubul do jądra. Zarówno HFV, jak i HIV, wykorzystują kompleks dyneina/dynaktyna podczas transportu komplek­su odwrotnej transkrypcji lub kompleksu przedintegracyj­nego (preintegration complex – PIC) do przestrzeni oko­łojądrowej (ryc. 2) [20].

Ryc. 2. Wewnątrzkomórkowy transport ludzkiego wirusa niedoboru odporności (HIV). HIV wnika do komórki poprzez fuzję z błoną komórkową. Następnie wirusowe RNA ulega odwrotnej transkrypcji do DNA w kompleksie odwrotnej transkrypcji lub kompleksie przedintegracyjnego (PIC, kolor zielony). Kompleks jest transportowany wzdłuż mikrotubul (kolor czerwony) z udziałem dyneiny (kolor niebieski). Prowirusowe DNA wnika do jądra komórkowego i zostaje zintegrowane z genomem gospodarza (wg [10] zmodyfikowano)

Odcinek między MTOC a jądrem, retrowirusy pokonu­ją z udziałem kinezyn, zaś nadekspresja białka FEZ-1, re­gulującego transport mikrotubularny, zaburza aktywność kinezyny 1, co powstrzymuje wnikanie cDNA wirusa do jądra [20]. Stwierdzono, że ważną rolę w ruchu anterogra­dowym cząsteczek HIV na obrzeża komórki pełnią KIF3A i KIF3C [16]. Innym elementem potrzebnym podczas trans­portu wirionów w stronę dodatnich końców mikrotubul jest KIF4, który jest przyłączany przez białko Gag MLV [20], HIV oraz małpiego wirusa niedoboru odporności (simian immunodeficiency virus – SIV). Sugeruje się, że kinezy­na ta może brać również udział w transporcie RTC, a tak­że części rdzenia, po wniknięciu retrowirusów przed zło­żeniem wirionów potomnych [9].

Adenoviridae

Białka motoryczne ogrywają znaczącą rolę również w re­plikacji wirusów z rodziny Adenoviridae. Po połącze­niu się białek fibrylarnych kapsydu z receptorem CAR (Coxsackievirus and Adenowirus receptor) i integryna­mi, umieszczonymi na powierzchni błony komórkowej, adenowirusy wnikają do komórki w wyniku endocytozy. Kiedy pH wewnątrz pęcherzyka spada wirusy opuszcza­ją endosomy i dalej są transportowane z udziałem mikro­tubul (ryc. 3).

Ryc. 3. Wewnątrzkomórkowy transport adenowirusów. Adenowirus wnika do komórki gospodarza. Gdy pH wewnątrz pęcherzyka spada, wirusy opuszczają endosomy i dalej są transportowane z udziałem kompleksu dyneina/dynaktyna (kolor niebieski) wzdłuż mikrotubul (kolor czerwony) w stronę jądra komórkowego (wg [10] zmodyfikowano)

Psi adenowirus serotypu 2 (canine adenovirus serotype 2 – CAV-2), zakażający neurony, wykorzystuje podczas cyklu replikacyjnego zarówno dyneinę, jak i kinezynę. Nadekspresja dynamityny i domeny TPR łańcucha lek­kiego kinezyny zakłóca transport cząsteczek wirusowych w komórce [12]. W przypadku ludzkich adenowirusów serotypu 2 i 5 (Ad2 i Ad5) stwierdzono, że wykorzystują one dyneinę wówczas, gdy transportowane są do MTOC. Depolimeryzacja mikrotubul oraz nadekspresja dynamityny zapobiegały zakażeniu CAV-2 [9]. W komórkach nabłonko­wych, wirus ten szybko opuszcza endosomy i bezpośrednio łączy się z dyneiną, z kolei w neuronach ruchowych prze­bywa większość drogi w stronę jądra wzdłuż mikrotubul, wewnątrz pęcherzyków endocytarnych [12]. Za przyłącza­nie dyneiny do wirionu odpowiedzialny jest hekson, któ­ry jest głównym białkiem budującym kapsyd (240 trime­rów na wirion). Aby skutecznie wiązać białka motoryczne, hekson musi najpierw dojrzeć w niskim pH. Oczyszczone adenowirusy w pH obojętnym nie wykazywały interakcji z dyneiną, jednak po umieszczeniu w pH 4,4-5,4 ich zdol­ność wiązania znacząco wzrastała. Wyjaśnia to, dlaczego wirusy opuszczają dopiero późne endosomy o zakwaszo­nym wnętrzu. Hekson w niskim pH prawdopodobnie zmie­nia swoją konformację, co pozwala mu funkcjonować jako łącznik z białkami motorycznymi [26].

Interesujący jest sam mechanizm, w jaki adenowirusy wy­korzystują białka motoryczne, który różni się od konwen­cjonalnych mechanizmów transportu wewnątrzkomórkowe­go. Hekson łączy kapsyd z dyneiną w sposób niezależny od czynników wspomagających przyłączanie ładunków, jakimi są dynaktyna, NudE/NudEL, LIS1 i ZW10 [1]. Powierzchnie przyczepu dla wirionu tworzy tandem DIC (dynein inter­mediate chain) i DLIC (dynein light intermediate chain) przy podstawie ciężkich łańcuchów dyneiny [26]. Kapsyd może się w ten sposób łączyć z kilkoma cząsteczkami dy­neiny jednocześnie. Fragmenty łańcuchów pośrednich są również miejscem tworzenia kompleksu białka motorycz­nego z dynaktyną i NudE. Testy z wykorzystaniem przeciw­ciał stwierdzają, że hekson ma powinowactwo do swoistych dla siebie obszarów DIC. Zahamowanie aktywności dynak­tyny nie wpływało na wydajność replikacji wirusa, zmniej­szała jedynie prędkość, z jaką adenowirusy przemieszczały się do jądra. Sugeruje to, że wobec tego w przeciwieństwie do prawidłowego transportu wewnątrzkomórkowego, biał­ko to pełni wyłącznie funkcję regulacyjną podczas zakaże­nia [1]. Pozostałe czynniki: NudE/NudEL, LIS1 oraz ZW10 nie pełnią żadnej roli w przenoszeniu cząsteczek wiruso­wych. Dodatkowo, kompleks adenowowirus-dyneina-dynak­tyna jest niestandardowy, ponieważ dynaktyna jest związa­na z kapsydem za pośrednictwem dyneiny, czyli odwrotnie niż w przypadku innych wirusów [1]. Możliwość dwukie­runkowego ruchu adenowirusów w cytoplazmie wskazuje, że wykorzystują one także kinezynę w ruchu anterogrado­wym, natomiast mechanizm tego procesu nie został jesz­cze dobrze poznany [26].

Parvoviridae

Wirusy z rodziny Parvoviridae wnikają do komórki po­przez endocytozę. Przykładem jest psi parwowirus (cani­ne parvovirus – CPV), który transportowany jest w stronę jądra komórkowego w endosomach [28]. Transport wi­rionów, od wczesnych do późnych endosomów, zależy od sieci mikrotubul i cytoplazmatycznej dyneiny [9]. Cząstki wirusa po opuszczeniu pęcherzyków endocytarnych, są da­lej transportowane w stronę jądra z udziałem mikrotubul. Testy immunoprecypitacji mające na celu odtworzenie za­każenia w warunkach in vitro potwierdziły oddziaływanie między kapsydami CPV, a dyneiną. Dodatkowo, traktowa­nie komórek nokodazolem, który powoduje depolimery­zację mikrotubul lub winblastyną, powodującą krystaliza­cję włókien, spowodowało rozsianie wirionów w obszarze cytoplazmy, co w konsekwencji doprowadziło do tego, że nie docierały one do miejsca replikacji. Również obecność taksolu, który stabilizuje mikrotubule, nieznacznie obni­żała transport kapsydów do jądra. Ponadto przy zniszczo­nych mikrotubulach, ekspresja markerowego wirusowego białka – NS1, które zapoczątkowuje replikację wirusowe­go DNA oraz transkrypcję promotorów wirusowych, była wyraźnie obniżona.

Ostatecznie rolę dyneiny w transporcie CPV do jądra ko­mórkowego potwierdzają badania z wykorzystaniem prze­ciwciał skierowanych przeciwko białkom motorycznym. Cząsteczki wirusa najprawdopodobniej łączą się z pośredni­mi łańcuchami dyneiny. Przeciwciała skierowane przeciwko dyneinie całkowicie zatrzymywały retrogradowy transport wirusa, natomiast immunoglobuliny przeciwko kinezynie nie wpływały na dystrybucję CPV. Zastosowanie mikro­skopii elektronowej pozwoliło na stwierdzenie, że kapsydy, oprócz dyneiny mogą również aktywnie wiązać się z samy­mi mikrotubulami zarówno in vitro, jak i in vivo [9,28].

Poxviridae

Najwięcej informacji o interakcji między cytoszkieletem komórki gospodarza a wirusem dostarczają badania nad wirusem krowianki (vaccinia virus – VACV), należącym do rodziny Poxviridae. Replikacja wirusa zachodzi w cy­toplazmie zakażonej komórki. Pierwszym produktem ekspresji genomu wirusa są białka i lipidy uformowane w błoniaste półksiężyce, przechodzące następnie w kuli­ste niedojrzałe wiriony (immature virions – IVs), zbudo­wane z genomu wirusa i białek rdzenia. IVs przechodzą w dojrzałe wewnątrzkomórkowe wirusy (intracellular ma­ture virus – IMV) po proteolitycznym przetworzeniu nie­których białek kapsydu, które nie opuszczają gospodarza i dostają się do środowiska tylko po zniszczeniu komórki. IMV mogą uzyskiwać podwójną lipidową otoczkę ze wcze­snych endosomów lub z aparatu Golgiego, po czym stają się wewnątrzkomórkowymi wirusami pokrytymi otoczką (intracellular enveloped virus – IEV). Dalej transportowa­ne są wzdłuż mikrotubul na obrzeża komórki, gdzie indu­kują polimeryzację aktynowych ogonów (actin tails) [19]. W wyniku kontaktu z błoną komórkową, VACV przecho­dzi ostatnie modyfikacje. Fuzja z powierzchnią komórki prowadzi do powstania związanego z komórką wirusa po­krytego otoczką (cell-associated enveloped virus – CEV). Jeżeli CEV opuści komórkę, co najczęściej zachodzi dzięki wypchnięciu cząsteczki przez nowo powstałe mikrokosm­ki, to nazywany jest wówczas pozakomórkowym wirusem pokrytym otoczką (extracellular enveloped virus – EEV) [23]. CEV jest istotny dla zakażania sąsiednich komórek, natomiast EEV służy do rozprzestrzeniania się patogenu w środowisku na większe odległości [19].

Po replikacji, IMC są transportowane retrogradowo wzdłuż mikrotubul w stronę MTOC, aby mogły nabyć otoczkę. W procesie tym bierze udział wirusowe białko A27L i dy­neina. Nadekspresja dynamitryny spowodowała zahamo­wanie tego transportu [9]. Wirus krowianki, zanim zacznie indukować polimeryzację aktynowych ogonów w pobliżu błony komórkowej, wykorzystuje do transportu anterogra­dowego kinezynę 1, która jest przyłączana do białek F12 i A36R [19]. A36R jest białkiem błonowym, które nie tyl­ko bierze udział w rekrutacji kinezyny do IEV, ale po prze­mieszczeniu się wirionu w pobliże powierzchni komórki, oddysocjowuje od niego i z udziałem innych białek – IEV A33R, A34R i B5R, zapoczątkowuje syntezę włókien akty­nowych za cząsteczką CEV [23]. Z kolei F12 jest głównym białkiem przyłączającym kinezynę i wykazującym wiele cech wspólnych z łańcuchami lekkimi kinezyny. Oba biał­ka mają zbliżone rozmiary, punkt izoelektryczny, hydro­fobowość i bardzo podobne do siebie rejony TPR. F12 za­wiera powtórzenia WD, będące podstawowym elementem łączącym wirusa z białkiem motorycznym. Ten sam motyw ma również A36, ale w tym przypadku nie odpowiada za zespolenie białek. TPR, występujące w obu białkach, re­agują z odpowiadającymi elementami na KLC i powodują aktywację domeny motorycznej KHC tak, jak się to dzieje przy przyłączaniu prawidłowych ładunków wewnątrzko­mórkowych. Badania na mutantach VACV wykazały, że F12 i A36R łączą się z wirionem niezależnie od siebie, lecz tylko w obecności pierwszego z nich kinezyna może być używana do transportu wirusa. Przy braku A36R, wirusy mogą skutecznie poruszać się anterogradowo z prędkościa­mi odpowiadającymi kinezynom [19]. Przemieszczanie się wirusa krowianki do końców „plus” MT nie jest procesem ciągłym – występują w nim częste przerwy, a przemierzane odległości są zmienne, w przeciwieństwie do systematycz­nego ruchu podczas polimeryzacji aktyny [24]. W pobliżu błony komórkowej, wirusowe białko B5R aktywuje kine­zyny Src, które fosforylują tyrozynowe fragmenty A36R. Jest to sygnał do odłączenia kinezyny 1 od wirionu i roz­poczęcia powstawania ogonków aktynowych [22]. Przy tworzeniu włókien biorą udział białka gospodarza: Nck, Grb2, białko reagujące z WASP (WASP-interacting protein) oraz N-WASP. N-WASP uruchamia działanie kompleksu Arp2/3 powodującego polimeryzację aktyny za CEV [9]. Mikrofilamenty tworzone przez VACV są ułożone w gę­stą sieć. Podobne zjawisko można zaobserwować u bakte­rii z rodzajów Listeria, Rickettsia oraz Shigella, jednakże wirusowe ogony aktynowe i mikrokosmki różnią się uło­żeniem włókien. Pośród filamentów cienkich stwierdza się obecność wielu wiążących się z aktyną, takich jak: a-ak­tynina, filamina oraz fimbryna, lecz brak wśród nich mio­zyny i tropomiozyny [3].

Baculoviridae

Wirusy z rodziny Baculoviride również wykorzystują cy­toszkielet podczas replikacji w komórce gospodarza. Cechą wyróżniającą bakulowirusy jest brak udziału mikrotubul oraz ich białek motorycznych w transporcie wewnątrzko­mórkowym wirionów. Po wniknięciu do komórki, AcMNV (autographa californica multicapsid nucleopolyherdrovi­rus) indukuje powstawanie długich cienkich włókien ak­tynowych, z którymi się wiąże, a następnie jest wzdłuż nich transportowany w stronę jądra komórkowego [21]. Badania z wykorzystaniem inhibitora aktyny – cytochala­zyny D wskazują, że wiriony znajdują się na ujemnych koń­cach filamentów. Wśród białek wirusowych za przyłącza­nie do aktyny odpowiedzialne są białka p39 i p78/83 [15]. To ostatnie stymuluje kompleks Arp2/3. AcMNPV wyko­rzystuje aktynę do transportu nukleokapsydów na obrze­ża komórki, gdzie się gromadzą na zakończeniach akty­nowych wypustek na powierzchni błony komórkowej [21]. Białkiem motorycznym wykorzystywanym przez bakulo­wirusy jest miozyna lub białko podobne do miozyny, co potwierdziły testy przeprowadzone na zakażonych komór­kach ćmy – linii Sf9. Zastosowanie inhibitora mikrotubul – nokodazolu nie wpłynęło na cykl replikacyjny wirusa, natomiast inhibitor miozyny – monoksym 2,3-butanodio­nu redukował zakaźność wirusem do 28% w porównaniu z próbą kontrolną [5]. Możliwym elementem wirionu, który bierze udział w rekrutacji białek motorycznych jest białko Ac66, ponieważ jest spokrewnione m.in. z białkiem wią­żącym aktynę Dictyostelium discoideum oraz łańcuchem ciężkim króliczej miozyny, a jego homologi są obecne u wszystkich przedstawicieli rodziny. Mutanty z delecja­mi Ac66 wytwarzały prawidłowe wiriony potomne, lecz nie były w stanie zakażać sąsiednich komórek, ponieważ nie opuszczały pierwotnego gospodarza [24]. Wszystkie te fakty wskazują, że cytoszkielet aktynowy wraz z towa­rzyszącymi mu białkami motorycznymi, odgrywa ważną rolę w replikacji bakulowirusów.

Podsumowanie

Gruntowna wiedza na temat transportu wewnątrzkomórko­wego, w którym biorą udział białka motoryczne, tj. mio­zyna, dyneina czy kinezyna, znacznie poszerza znajomość mechanizmów patogenezy zakażeń wirusowych [22,27]. Wirusy, jako bezwzględne pasożyty, w celu przeprowadze­nia cyklu replikacyjnego, wykorzystują struktury obecne w komórce gospodarza, w tym cytoszkielet. Dane litera­turowe poświęcone interakcjom między wirusem a cy­toszkieletem, opisują wiele zmian jakim ulegają zarówno mikrotubule, jak i filamenty aktynowe. Pod wpływem za­każenia układ poszczególnych włókien cytoszkieletu może ulec rearanżacji, uszkodzeniu, a nawet całkowitemu znisz­czeniu. Wiadomo, że największe znaczenie dla wirusów mają spolaryzowane włókna cytoszkieletu: aktyna oraz mikrotubule, ale również wykazujące do nich powinowac­two białka motoryczne, które są zdolne do przesuwania się wzdłuż spolaryzowanych włókien, uczestnicząc tym sa­mym w transporcie wewnątrzkomórkowym. Aktyna wraz z miozyną są wykorzystywane do przemieszczania wiru­sów na obrzeżach komórki i w obrębie jądra. Natomiast mikrotubule wraz z kompleksem dyneina/dynaktyna oraz kinezynami regulują ruch wirionów między peryferiami cytoplazmy a centrami organizacji mikrotubul.

Należy w tym miejscu zaznaczyć, że wiedza ta ma nie tyl­ko charakter teoretyczno-poznawczy. Poznanie mechani­zmów transportu wewnątrzkomórkowego oraz zasad, na których się on opiera, może zostać wykorzystane w terapii przeciwwirusowej. W dobie narastającej oporności patoge­nów na leki stosowane podczas terapii farmakologicznych, daje to możliwość tworzenia nowych preparatów, których działanie nie polegałoby na hamowaniu enzymów wiruso­wych, lecz na hamowaniu swoistych interakcji pomiędzy wirusem a komórką gospodarza. Możliwe mogłoby się stać zatrzymanie replikacji wirusów przez zniszczenie lub za­hamowanie aktywności białka, uczestniczącego w trans­porcie wirusa do miejsca replikacji lub też uniemożliwie­nie mu zakażenia sąsiednich komórek.

PIŚMIENNICTWO

[1] Bremner K.H., Scherer J., Yi J., Vershinin M., Gross S.P., Vallee R.B.: Adenovirus transport through a direct cytoplasmic dynein-hexon interaction. Cell. Host. Microbe, 2009; 6: 523-535
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Bukrinskaya A., Brichacek B., Mann A., Stevenson M.: Establishment of a functional human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1) reverse transcription complex involves the cytoskeleton. J. Exp. Med., 1998; 188: 2113-2125
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Cudmore S., Reckmann I., Griffiths G., Way M.: Vaccinia virus: a model system for actin-membrane interactions. J. Cell. Sci., 1996; 109: 1739-1747
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[4] Cudmore S., Reckmann I., Way M.: Viral manipulations of the actin cytoskeleton. Trends Microbiol., 1997; 5: 142-148
[PubMed]  

[5] Dong S., Wang M., Qiu Z., Deng F., Vlak J.M., Hu Z., Wang H.: Autographa californica multicapsid nucleopolyhedrovirus efficiently infects Sf9 cells and transduces mammalian cells via direct fusion with the plasma membrane at low pH. J. Virol., 2010; 84: 5351-5359
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Douglas M.W., Diefenbach R.J., Homa F.L., Miranda-Saksena M., Rixon F.J., Vittone V., Byth K., Cunningham A.L.: Herpes simplex virus type 1 capsid protein VP26 interacts with dynein light chains rp3 and Tctex1 and plays a role in retrograde cellular transport. J. Biol. Chem., 2004; 279: 28522-28530
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Döhner K., Nagel C.H., Sodeik B.: Viral stop-and-go along microtubules: taking a ride with dynein and kinesins. Trends Microbiol., 2005; 13: 320-327
[PubMed]  

[8] Döhner K., Radtke K., Schmidt S., Sodeik B.: Eclipse phase of herpes simplex virus type 1 infection: efficient dynein-mediated capsid transport without the small capsid protein VP2. J. Virol., 2006; 80: 8211-8224
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Döhner K., Sodeik B.: The role of the cytoskeleton during viral infection. Curr. Top. Microbiol. Immunol., 2005; 285: 67-108
[PubMed]  

[10] Döhner K., Wolfstein A., Prank U., Echeverri C., Dujardin D., Vallee R., Sodeik B.: Function of dynein and dynactin in herpes simplex virus capsid transport. Mol. Biol. Cell, 2002; 13: 2795-2809
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[11] Garner J.A.: Herpes simplex virion entry into and intracellular transport within mammalian cells. Adv. Drug Deliv. Rev., 2003; 55: 1497-1513
[PubMed]  

[12] Henaff D., Salinas S.: An endocytic CARriage tale: Adenoviruses internalization and trafficking in neurons. Virulence, 2010; 1: 188-191
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[13] Hirokawa N.: Kinesin and dynein superfamily proteins and the mechanism of organelle transport. Science, 1998; 279: 519-526
[PubMed]  

[14] Jolly C, Mitar I., Sattentau Q.J.: requirement for an intact t-cell actin and tubulin cytoskeleton for efficient assembly and spread of human immunodeficiency virus type 1. J. Virol., 2007; 81: 5547-5560
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Lanier L.M., Volkman L.E.: Actin binding and nucleation by Autographa californica M nucleopolyhedrovirus. Virology, 1998; 243: 167-177
[PubMed]  

[16] Lehmann M., Milev M.P., Abrahamyan L., Yao X.J., Pante N., Mouland A.J.: Intracellular transport of human immunodeficiency virus type 1 genomic rna and viral production are dependent on dynein motor function and late endosome positioning. J. Biol. Chem., 2009; 284: 14572-14585
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Lehmann M.J., Sherer N.M., Marks C.B., Pypaert M, Mothes W.: Actin- and myosin driven movement of viruses along filopodia precedes their entry into cells. J. Cell Biol., 2005; 170: 317-325
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Lyman M.G., Enquist L.W.: Herpesvirus interactions with the host cytoskeleton. J. Virol., 2009; 83: 2058-2066
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Morgan G.W., Hollinshead M., Ferguson B.J., Murphy B.J., Carpentier D.C., Smith G.L.: Vaccinia protein F12 has structural similarity to kinesin light chain and contains a motor binding motif required for virion export. PLoS Pathog., 2010; 6: e1000785
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Naghavi M.H., Goff S.P.: Retroviral proteins that interact with the host cell cytoskeleton. Curr. Opin. Immunol., 2007; 19: 402-407
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Ohkawa T., Volkman L.E., Welch M.D.: Actin-based motility drives baculovirus transit to the nucleus and cell surface. J. Cell Biol., 2010; 190: 187-195
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Radtke K., Döhner K., Sodeik B.: Viral interactions with the cytoskeleton: a hitchhiker’s guide to the cell. Cell. Microbiol., 2006; 8: 387-400
[PubMed]  

[23] Rietdorf J., Ploubidou A., Reckmann I., Holmström A., Frischknecht F., Zettl M., Zimmermann T., Way M.: Kinesin-dependent movement on microtubules precedes actin-based motility of vaccinia virus. Nat. Cell Biol., 2001; 3: 992-1000
[PubMed]  

[24] Rohrmann G.F.: Introduction to the baculoviruses, their taxonomy, and evolution. In: Baculovirus molecular biology – 2^nd edition. eds.: Bethesda (MD). National Library of Medicine (US), National Center for Biotechnology Information., 2011; 7-19

[25] Sathish N., Zhu F.X., Yuan Y.: Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus ORF45 interacts with kinesin-2 transporting viral capsid-tegument complexes along microtubules. PLoS Pathog. 2009; 5: e1000332
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Scherer J., Vallee R.B.: Adenovirus recruits dynein by an evolutionary novel mechanism involving direct binding to pH-primed hexon. Viruses, 2011; 3: 1417-1431
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[27] Słońska A., Golke A., Solarska M., Cymerys J., Dzieciątkowski T., Bańbura M.: Wpływ zakażeń wirusowych na cytoszkielet komórkowy. Post. Mikrob., 2011; 50: 121-130
[Full Text PDF]  

[28] Suikkanen S., Aaltonen T., Nevalainen M., Välilehto O., Lindholm L., Vuento M., Vihinen-Ranta M.: Exploitation of microtubule cytoskeleton and dynein during parvoviral traffic toward the nucleus. J. Virol., 2003; 77: 10270-10279
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Zaichick S.V., Bohannon K.P., Smith G.A.: Alphaherpesviruses and the cytoskeleton in neuronal infections. Viruses, 2011; 3: 941-981
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text