Streszczenie

Sulforafan (SFN) jest naturalnym izotiocyjanianem występującym w warzywach krzyżowych, głównie brokułach. Badania prowadzone w ostatnich latach wskazują na wielokierunkowe od­działywanie związku, przemawiające za możliwością jego wykorzystania w profilaktyce i lecze­niu chorób nowotworowych. Ochronne właściwości SFN zaobserwowano we wszystkich fazach procesu kancerogenezy. Na etapach poprzedzających nowotworzenie mechanizm działania fito­składnika polega na modulowaniu aktywności enzymów zaangażowanych w I i II etap biotrans­formacji niektórych karcynogenów oraz prawdopodobnie na bezpośrednim blokowaniu ich miejsc wiązania z cząsteczką DNA. Następstwem tych właściwości jest zapobieganie powstawaniu ad­duktów DNA, które mogłyby dać początek mutacji. Poza tym aktywność SFN jest wymierzona w komórki nowotworowe. Wykazano, że związek zapobiega ich ekspansji poprzez ingerowanie w procesy komórkowe obejmujące proliferację, różnicowanie i apoptozę. W badaniach na liniach komórek nowotworowych różnych narządów zaobserwowano zdolność SFN do blokowania cy­klu komórkowego głównie w fazie G2/M. W odpowiedzi na wyższe stężenia SFN następowa­ło uruchamianie szlaków śmierci apoptotycznej. Możliwość zastosowania SFN wobec nowotwo­rów inwazyjnych znalazła poparcie w nielicznych badaniach in vitro, wskazujących jednakże na jego działanie antyangiogenne i antyprzerzutowe. Dodatkowy mechanizm ochronny tego związ­ku może polegać na oddziaływaniu przeciwzapalnym i przeciwbakteryjnym.
Praca, poza charakterystyką aktywności biologicznej SFN uwzględnia wpływ jego biodostęp­ności oraz dystrybucji w ludzkim organizmie na potencjał przeciwkancerogenny, a także wpływ uwarunkowań genetycznych poszczególnych osobników na szanse powodzenia działań prewen­cyjnych opartych na suplementacji tym izotiocyjanianem.

Słowa kluczowe:sulforafan • chemioprewencja nowotworów • metabolizm • biodostępność

Summary

Sulforaphane (SFN) is an isothiocyanate that is naturally present in cruciferous vegetables, with high concentration in broccoli. The results of the most recent studies indicate multi-targeted sul­foraphane actions which may contribute to prevention and therapy of cancer. Protective properties of sulforaphane have been observed in every stage of carcinogenesis. The mechanism of protec­tion against the initiation of carcinogenesis by SFN includes modulation of phase I and II xeno­biotic-metabolizing enzymes, as well as direct blocking of specific binding sites of carcinogens with the DNA molecule. As a result, sulforaphane inhibits DNA adduct formation, thus redu­cing the risk of mutations. Further sulforaphane activity is targeted at cancer cells and prevents their expansion due to regulation of proliferation and induction of differentiation or apoptosis.
In vitro studies using various types of cancer cells have revealed the ability of SFN to arrest the cell cycle, particularly in G2/M, while SFN at higher concentration is shown to activate apopto­tic pathways. The possible SFN anticancer effect in the progression stage of carcinogenesis has been proved by only a few studies, which provide evidence for its antiangiogenic and antimeta­static influence. Additionally, SFN exhibits anti-inflammatory and antibacterial effects relevant to cancer prevention.
Apart from the biological activity of SFN, this review also focuses on its bioavailability and tis­sue distribution as well as individuals’ genetic predispositions as significant factors influencing the potential efficiency of chemoprevention using this compound.

Key words:sulforaphane • cancer chemoprevention • metabolism • bioavailability

Wykaz skrótów:

ACF – aberracje krypt jelitowych (aberrant crypt foci); AIF – czynnik indukujący apoptozę (apoptosis inducing factor); Akt – kinaza Akt; AP-1 – kompleks białkowy; Apaf-1 – czynnik typu 1 aktywujący proteazę apoptotyczną (apoptotic protease activating factor 1); ARE – element odpowiedzi na antyoksydanty (antioxidant responsive element); CDK – kinazy zależne od cyklin (cyclin-dependent kinases); COX-2 – cyklooksygenaza 2; CYP – cytochrom P-450; DR5 – receptor śmierci 5 (death receptor 5); ERK – kinaza regulowana przez sygnały zewnątrzkomórkowe; Flk1/KDR (VEGFR-2) – receptor czynnika wzrostu środbłonka naczyń (vascular endothelial growth factor receptor 2); GSH – glutation (glutathione); GST – transferaza glutationowa; HDAC – deacetylaza histonowa; HMGB1 – białko dużej mobilności B1 (hight mobility group box 1); HO-1 – oksygenaza hemowa; IL-1 – interleukina 1; IL-1β – interleukina 1β; iNOS – syntaza tlenku azotu; IκBa – białko inhibitorowe związane z cytosolowym NF-κB; JNK – kinaza NH2-terminalna c-jun; LPS – lipopolisacharyd; MAPK – mitogennie aktywowane kinazy białkowe; MMP – potencjał błony mitochondrialnej (mitochondrial membrane potential), MRP2 – białko oporności wielolekowej (multidrug resistance protein 2); MT – metalotioneiny (izoformy MT-I, MT-II); NAC – N-acetylocysteina; NDMA – N-nitrozodimetyloamina; NF-κB – czynnik transkrypcyjny κB (nuclear factor κB), NO – tlenek azotu, NQO1 – oksydoreduktaza NAD(P)H: chinonowa; Nrf2 – czynnik transkrypcyjny (NF-E2-related factor); PARP – polimeraza poli(ADP-rybozy); PCNA – antygen proliferacyjny (proliferating cell nuclear antigen); P_eff – współczynnik przepuszczalności efektywnej (effective permeability coefficient); PEITC – izotiocyjanian fenyloetylu (phenethyl isothiocyanate); PGE2 – receptor prostaglandynowy E2; QR – reduktaza chinonowa; ROS – reaktywne formy tlenu (reactive oxygen species); SFN – sulforafan; TNF-α – czynnik martwicy nowotworów α (tumor necrosis factor α); TRAIL – ligand czynnika martwicy nowotworu indukujacego apoptozę (TNF related apoptosis inducing-ligand), UGT – UDP-glukuronylotransferaza, γ-GCS – syntetaza γ-glutamylocysteiny.

Wprowadzenie

Wzrost zachorowań na nowotwory stał się impulsem do po­szukiwania sposobów zapobiegania procesom związanym z inicjacją i rozwojem tych chorób. Zainteresowanie na­ukowców koncentruje się na możliwościach zastosowania składników diety w celu ograniczania powstawania i roz­woju nowotworów. Opisana strategia nosi nazwę chemio­prewencji i opiera się na wykorzystaniu nietoksycznych środków farmakologicznych i substancji naturalnych obec­nych w żywności do zatrzymania lub spowalniania pro­cesu kancerogenezy, a nawet odwracania już powstałych zmian [33]. Zainteresowanie chemioprewencją nowotwo­rów wzrasta, a nadzieje wiązane z tą metodą w leczeniu chorób nowotworowych stają się realne, biorąc pod uwagę to, że rozwój nowotworu inwazyjnego jest procesem wie­loetapowym i zwykle długotrwałym. Dodatkowo niesatys­fakcjonujące wyniki oraz działania niepożądane tradycyjnej terapii nowotworowej, związane przede wszystkim z cyto­toksycznym działaniem na komórki prawidłowe, wymu­szają konieczność poszukiwania bezpiecznych środków pochodzenia naturalnego o swoistym oddziaływaniu ce­lowanym w komórki nowotworowe.

Badania epidemiologiczne wskazują, że cennym źródłem substancji chemioprewencyjnych mogą być warzywa krzy­żowe. Stwierdzono, że zawarte w nich fitozwiązki są zdol­ne do zmniejszania ryzyka zachorowania na nowotwory płuc [61,88,93], piersi [1,26], jelita grubego [59,81] i gru­czołu krokowego [32,47]. Prozdrowotne właściwości wa­rzyw z rodziny Brassicaceae są związane przede wszyst­kim z obecnością biologicznie aktywnych izotiocyjanianów. Najlepiej scharakteryzowanym przedstawicielem tej gru­py związków o potencjalnym zastosowaniu w profilaktyce chorób nowotworowych jest sulforafan (SFN). Praca oma­wia mechanizmy przeciwnowotworowego działania tego związku w poszczególnych etapach kancerogenezy w po­równaniu z dotychczasową wiedzą na temat jego biodo­stępności i farmakokinetyki.

Występowanie, metabolizm i biodostępność SFN

Prekursorem SFN jest glukorafanina – glukozynolan wy­stępujący w warzywach krzyżowych. Głównym źródłem tego związku są brokuły, zawierające średnio 0,8-21,7 µmo­li glukorafaniny w 1 g suchej masy [56]. Badania Lianga i wsp. potwierdzają zasobność brokułów w SFN i jed­nocześnie zwracają uwagę na wahania jego zawartości (0,008-0,18 µmoli/g świeżej masy) w zależności od ana­lizowanej odmiany warzywa [58]. Większe ilości glukora­faniny zostały wykryte w kiełkach brokułowych kilka dni po skiełkowaniu, natomiast wraz z wydłużaniem czasu ho­dowli stężenie tego związku szybko malało. W literaturze pojawiają się wzmianki o uzyskaniu nowych odmian tzw. „superbrokułów” charakteryzujących się znacznie większą zawartością izotiocyjanianów, niż odmiany tradycyjne [64].

SFN powstaje jako produkt reakcji hydrolizy glukorafaniny. Wspomniana przemiana wymaga obecności enzymu miro­zynazy, uwalnianego podczas rozdrabniania tkanki roślin­nej. W następstwie gotowania brokułów mirozynaza ule­ga denaturacji, wskutek czego konwersja glukozynolanów do izotiocyjanianów jest mało wydajna. Po dostarczeniu do organizmu w większości nienaruszonych glukozynola­nów, ich przemiana do aktywnych izotiocyjanianów może nastąpić dopiero w jelicie grubym, dzięki aktywności en­zymatycznej obecnej tam mikroflory [17].

Badania z wykorzystaniem szczurów F344 karmionych glu­korafaniną dowodzą, że związek ulega absorpcji w postaci natywnej, a następnie w wyniku krążenia wątrobowo-je­litowego wraca do jelita, gdzie podlega dalszym przemia­nom [8]. Jako końcowe produkty metabolizmu, wykrywa­ne w moczu, powstają pochodne skoniugowane z cysteiną i N-acetylocysteiną (NAC) – ryc. 1 [49,101].

Ryc. 1. Powstawanie (a) i metabolizm SFN (b); GST – transferaza glutationowa, GTP – glutamylotranspeptydaza, CGase – cysteinyloglicynaza, NAT – N-acetylotransferaza [według 101, zmodyfikowano]

Absorpcja i biodostępność SFN zależą od początkowe­go etapu metabolizmu – hydrolizy glukorafaniny z udzia­łem mirozynazy. W pracy Conawaya i wsp. podkreślono, że inaktywacja tego enzymu znacząco wpływa na biodo­stępność izotiocyjanianów [17]. W wyniku spożywania świeżych brokułów osiągnięto prawie 3-krotnie wyższe stężenia izotiocyjanianów w moczu niż po zjedzeniu bro­kułów gotowanych na parze [17]. Badania Shapiro wska­zały 6-krotne obniżenie biodostępności SFN, gdy przemia­na glukozynolanów do izotiocyjanianów nie zachodziła z udziałem mirozynazy [82]. Z tego względu do osiągnię­cia większych korzyści zdrowotnych zaleca się spożywa­nie surowych brokułów.

Aktywność przeciwnowotworowa SFN

Dane literaturowe dowodzą, że SFN wykazuje działanie przeciwnowotworowe na różnych etapach procesu kance­rogenezy – ryc 2. Pierwsze prace badawcze poświęcone aktywności biologicznej SFN zwracają uwagę na zaanga­żowanie opisywanej substancji w zmniejszanie ryzyka for­mowania zmian DNA przez wspomaganie metabolizmu i usuwanie czynników mutagennych oraz genotoksycznych, a także bezpośrednie obniżanie ich reaktywności [5,62]. Na etapie promocji procesu nowotworzenia SFN, ingerując w proliferację, cykl komórkowy, procesy apoptozy i różni­cowania komórek nowotworowych, może zapobiegać eks­pansji komórek zmienionych genetycznie i ograniczać for­mowanie zmian nowotworowych [23,25,27,28]. W fazie progresji nowotworu aktywność tego związku wydaje się znacznie mniejsza, choć w badaniach in vitro obserwowa­no jego udział w zakłócaniu angiogenezy [2,7] i przerzuto­wania [90]. Poza wymienionymi mechanizmami działania SFN istotne dla ochrony przed chorobami nowotworowy­mi mogą być również jego właściwości przeciwbakteryj­ne [21,34] i przeciwzapalne [11,36,60].

Ryc. 2. Mechanizmy działania przeciwnowotworowego SFN na poszczególnych etapach procesu kancerogenezy

Działania prewencyjne SFN

Regulacja aktywności enzymów I i II fazy metabolizmu ksenobiotyków

Chemioprewencyjne działanie SFN w znacznej mierze wy­nika z jego zdolności do regulacji metabolizmu ksenobio­tyków. W konwersji kancerogenów i ich eliminacji z orga­nizmu uczestniczą dwie grupy enzymów. Enzymy I fazy, należące do rodziny cytochromu P-450, katalizują reakcje oksydacji, redukcji i hydrolizy, które przygotowują kance­rogen do dalszych przemian ostatecznie go uczynniających. W toku tych reakcji może dochodzić do aktywacji metabo­licznej niektórych prokancerogenów i formowania meta­bolitów przejściowych zdolnych do oddziaływania z DNA i wywoływania mutacji [98]. W II etapie metabolizmu kancerogenów szczególną rolę odgrywają S-transferaza glutationu (GST), oksydoreduktaza NAD(P)H: chinonowa (NQO1), UDP-glukuronylotransferaza (UGT) oraz reduk­taza chinonowa (QR). Przemiany z udziałem wymienio­nych enzymów zwiększają rozpuszczalność ksenobiotyków w wodzie i ułatwiają ich wydalanie [35]. Wykazano, że SFN wpływa na oba typy enzymów (ryc. 3), regulując za­równo ich aktywność, jak i poziom ekspresji w komórkach.

Ryc. 3. Oddziaływanie SFN na enzymy I i II fazy metabolizmu kancerogenów

W badaniach prowadzonych na hepatocytach szczurzych wykazano hamujące działanie SFN w stosunku do en­zymów CYP1A1 i CYP2B1/2. Podobnie w ludzkich ko­mórkach wątroby związek ten obniżał aktywność enzy­mu CYP3A4 i zmniejszał poziom transkryptu jego genu [62]. Rezultaty badań na mikrosomach komórek wątro­bowych szczurów poddanych działaniu acetonu wskazu­ją na funkcjonowanie SFN jako inhibitora kompetencyj­nego CYP2E1. Oszacowano, że stała inhibicji Ki dla SFN wynosiła 37,0±4,5 µM [5]. Ze względu na to, że CYP2E1 uczestniczy w aktywacji acetonu jako prokancerogenu, SFN poprzez hamujące oddziaływanie na enzym praw­dopodobnie mógłby ograniczać chemiczną kancerogene­zę wywołaną przez N-nitrozodimetyloaminę (NDMA). Autorzy pracy potwierdzili to przypuszczenie, wykazu­jąc, że izotiocyjanian w stosunkowo małych stężeniach (0,8 µM) obniżał mutagenne działanie NDMA na szczep S. thypimurium TA100, natomiast działanie przeciwgeno­toksyczne w hepatocytach indukowanych za pomocą tego czynnika osiągnięto po zastosowaniu pochodnej glukora­faniny w stężeniach 0,064-20 µM [5].

Użyteczność SFN jako potencjalnego środka chemiopre­wencyjnego jest związana ze zdolnością związku do in­dukcji enzymów II fazy potwierdzonej w badaniach na modelach komórkowych i zwierzęcych. W badaniach in vitro opisywane oddziaływanie SFN różniło się zasięgiemi typem aktywowanych enzymów w zależności od wyko­rzystanej linii komórkowej. W przypadku ludzkich hepa­tocytów linii HepG2 traktowanych tym fitozwiązkiem wy­kazano wzrost stężenia mRNA UGT1A1 i GSTA1 [3] oraz wzrost aktywności NQO1 [45] i UGT1A1, któremu towa­rzyszyła glukuronidacja bilirubiny [6]. Aktywację enzy­mów GST i NQO1 indukowaną SFN zaobserwowano rów­nież w hepatocytach mysich linii Hepa1c1c7 [103]. Ponadto autorzy odnotowali, że SFN w stężeniach 0,4-0,8 µM po­wodował 2-krotny wzrost aktywności QR w tych komór­kach. Natomiast Maheo i wsp. stwierdzili indukcję mRNA GSTA1/2 i GSTP1 w hepatocytach szczurzych oraz mRNA GSTA1/2 i GSTM1 w pierwotnych komórkach wątroby po­chodzenia ludzkiego [62]. Wprowadzenie izotiocyjania­nu do hodowli ludzkich komórek raka jelita grubego linii Caco-2 i HT29 wiązało się z indukcją enzymów GSTA1 i UGT1A1 [6,89]. W wyniku ekspozycji komórek gruczo­łu krokowego na SFN następował wzrost stężenia mRNA NQO1, co korespondowało ze zwiększoną aktywnością tego enzymu [10]. Rezultaty przytoczonej pracy wskazują także na zdolność SFN do modulowania aktywności syn­tetazy γ-glutamylocysteinowej (γ-GCS) przez oddziaływa­nie na jej łańcuch lekki. Opisanej aktywności towarzyszył wzrost stężenia wewnątrzkomórkowego GSH oraz induk­cja GST-α i mikrosomalnej GST.

Badania na zwierzęcym modelu F344 potwierdziły induk­cję enzymów II fazy w komórkach stercza i jelita grubego szczurów po zastosowaniu suplementacji diety brokułami lub SFN [52]. W komórkach jelita grubego zwierząt, któ­rym podawano brokuły zaobserwowano 4,5-krotne zwięk­szenie aktywności NQO1. W późniejszych badaniach na szczurach F344, SFN spożywany przez 5 dni w dawce 3,5 µmoli/g masy ciała/dzień powodował wzrost aktywności enzymów NQO1, GST oraz GST-µ w komórkach stercza [46]. W innych narządach, takich jak wątroba, nerki, pę­cherz moczowy również obserwowano zwiększoną aktyw­ność NQO-1 i GST. Opisywana właściwość SFN ujawni­ła się także w badaniach in vivo nad absorpcją ekstraktu brokułowego w ilości odpowiadającej ~1,2 g suchej masy brokułów. W ludzkich enterocytach zaobserwowano in­dukcję enzymów GSTA1 i UGTA1 [74].

W kolejnych badaniach podjęto próby wyjaśnienia moleku­larnych mechanizmów stymulacji enzymów II fazy przez SFN [20]. Jeden z zaproponowanych mechanizmów doty­czy aktywacji czynnika jądrowego Nrf2. Czynnik trans­krypcyjny Nrf2 oddziałuje z sekwencją ARE (antioxidant response element) obecną w regionie flankującym 5′ wie­lu genów kodujących enzymy detoksykacyjne. W prawidło­wych warunkach Nrf2 jest zatrzymywany w cytosolu komór­kowym przez wiązanie z cząsteczką Keap1, zakotwiczoną w cytoszkielecie aktynowym. Autorzy sugerują, że SFN po przedostaniu się do wnętrza komórki doprowadza do rozpa­du kompleksu i uwolnienia cząstki Nrf2. Następnie czyn­nik transkrypcyjny migruje do jądra komórkowego, gdzie ulega wiązaniu z elementem ARE i stymuluje transkrypcję genów kodujących enzymy II fazy [20]. Myzak i Dashwood wskazują, że oprócz bezpośredniego naruszania komplek­su Keap1-Nrf2, uwalnianie Nrf2 może zachodzić również dzięki aktywacji ścieżki kinaz białkowych MAPK [65].

Badania na myszach pozbawionych genu nrf2 (nrf2^-/-) potwierdziły główną rolę czynnika Nrf2 w intensyfikacji transkrypcji genów kodujących enzymy II etapu metabo­lizmu ksenobiotyków [91]. W grupie zwierząt mających gen nrf2 (nrf2^+/+) w wyniku suplementacji SFN (9 µmo­li/dzień) zaobserwowano wyraźne zwiększenie ekspre­sji genów detoksyfikacyjnych NQO1, GST, γ-GCS i UGT w jelicie cienkim. Efekt ten był słabo widoczny u myszy pozbawionych genu kodującego czynnik Nrf2 (nrf2^-/-) [91]. Podobne rezultaty wykazali McWalter i wsp. przy zastosowaniu diety zawierającej ekstrakt z nasion broku­łów [63]. Autorzy odnotowali wzrost aktywności NQO1 i GST w żołądku, jelicie cienkim i wątrobie myszy typu dzikiego, bez znaczących zmian u myszy z wyłączonym genem kodującym Nrf2.

Ochrona przed uszkodzeniami DNA indukowanymi chemicznie

Liczne badania potwierdzają zaangażowanie SFN w zapo­bieganie niekorzystnym zmianom DNA indukowanym che­micznie. Aktywność ta w dużej mierze wiąże się z opisaną wcześniej zdolnością do intensyfikacji unieczynniania kan­cerogenów poprzez indukcję aktywności enzymów II fazy i hamowanie izoenzymów CYP. Dane literaturowe wska­zują, że SFN wykorzystuje również inne mechanizmy pro­wadzące do zapobiegania oddziaływaniom substancji kan­cerogennych z DNA. Jiang i wsp. zaobserwowali redukcję stężenia adduktów PhIP z DNA w komórkach wątrobiaka HepG2 i prawidłowych ludzkich hepatocytach po dodaniu SFN w trakcie indukcji uszkodzeń [45]. Zastosowanie SFN po ekspozycji na PhIP nie przyniosło istotnych efektów, co sugeruje udział izotiocyjanianu w zapobieganiu interak­cji PhIP z DNA, a nie w naprawie powstałych adduktów. Podobnych dowodów dostarczyły badania na komórkach nabłonkowych piersi MCF-10F, w których SFN ograni­czał formowanie adduktów benzo(a)pirenu oraz 1,6-dini­tropirenu z DNA odpowiednio o 63-81% i 30-56% [87]. W przytoczonych pracach widoczne działanie SFN uzy­skano już przy stężeniu poniżej 0,1 µM. Bonnesen i wsp. potwierdzają rolę SFN w ochronie przed uszkodzeniami DNA indukowanymi benzo(a)-pirenem [9]. Autorzy wy­kazali, że SFN w stężeniu 5 µM ograniczał uszkodzenia DNA komórek jelita grubego mierzone testem kometowym.

Praca Fimognari i wsp. wskazuje na zdolność SFN do ochrony DNA ludzkich limfocytów eksponowanych na czynniki o zróżnicowanych właściwościach chemicznych: H₂O₂, metanosulfonian etylu, winkrystynę i mitomycynę C [22]. Redukcja genotoksycznego oddziaływania mitomy­cyny C i metanosulfonianu etylu przez SFN była związana ze wzmacnianiem odpowiedzi komórek na sygnały apopto­tyczne. W próbach eksponowanych zarówno na wymienio­ne substancje genotoksyczne, jak i SFN uzyskano większą liczbę komórek apoptotycznych niż w próbach traktowa­nych samym czynnikiem uszkadzającym DNA. W przy­padku H₂O₂ i winkrystyny nie zaobserwowano podobnej zależności, frakcja komórek apoptotycznych po dodaniu SFN nie uległa istotnym zmianom. Autorzy sugerują, że wobec tych czynników genotoksycznych SFN indukuje inny mechanizm, polegający prawdopodobnie na ograni­czaniu proliferacji uszkodzonych komórek i regulacji ak­tywności swoistych enzymów [22].

Badania na modelach zwierzęcych również dowodzą, że SFN poprzez zmniejszanie następstw genotoksycznych in­dukowanych różnymi czynnikami może zapobiegać roz­wojowi procesu kancerogenezy wywoływanej w wielu na­rządach. Zastosowanie diety zawierającej SFN (80 ppm) przez 3 tygodnie chroniło przed procesem kancerogenezy w obrębie trzustki chomików indukowanym N-nitrozobis(2-oksypropylo)aminą (BOP) [55]. W grupie zwierząt kar­mionych SFN zaobserwowano zmniejszenie poziomu hi­perplazji w przewodach trzustkowych w porównaniu ze zwierzętami traktowanymi samym kancerogenem. Ponadto opisywany związek przyczynił się do ograniczenia wystę­powania gruczolaków [55]. Chung i wsp. podjęli badania nad znaczeniem czystych izotiocyjanianów w ochronie przed procesem nowotworowym indukowanym za pomo­cą azoksymetanu [16]. Uzyskane wyniki wskazują na efek­tywną redukcję zmian nowotworowych w wyniku suple­mentacji diety SFN podczas fazy inicjacji oraz promocji kancerogenezy. Zaobserwowano, że testowane substancje przyczyniły się do ograniczenia całkowitej liczby aberra­cji krypt jelitowych (ACF) u szczurów F344.

Kassie i wsp. w badaniach na zwierzętach eksponowanych na heterocykliczną aminę – 2-amino-3-metylimidazo[4,5-f]-chinolinę wykazali, że soki przygotowane z warzyw krzyżo­wych chronią przed ACF [50,51]. Autorzy zaobserwowali, że aktywność przeciwkancerogenna badanych produktów jest skorelowana z ich oddziaływaniem na enzym II fazy – transferazę-UDP-glukuronylową umiejscowioną w wątrobie.

Aktywność przeciwzapalna SFN

Oprócz wzmacniania systemów ochronnych komórek pra­widłowych przed czynnikami kancerogennymi, SFN wy­kazuje również działanie przeciwzapalne. Ma to szcze­gólne znaczenie w przypadku chorób nowotworowych ze względu na silne powiązania między stanami zapalnymi a procesem kancerogenezy.

W badaniach in vitro poświęconym określeniu przeciw­zapalnej aktywności SFN wykorzystano model oparty na linii makrofagów RAW 264.7, u których stan zapalny in­dukowano za pomocą LPS. Zastosowanie SFN skutkowa­ło wygaszaniem objawów stanu zapalnego poprzez obni­żenie poziomu ekspresji iNOS i COX-2 oraz ograniczanie uwalniania cytokiny TNF-α [36]. Autorzy przypuszcza­ją, że inhibicja wymienionych czynników prozapalnych przez SFN jest związana z jego oddziaływaniem na czyn­nik transkrypcyjny NF-κB. SFN prawdopodobnie wcho­dzi w interakcje z grupami tiolowymi NF-κB zakłócając jego wiązanie z DNA i transaktywację odpowiednich ge­nów. Późniejsze badania na tym samym modelu wykaza­ły, że SFN w stężeniu 1µM również łagodził stan zapalny indukowany LPS przez regulację ekspresji iNOS i COX-2, stężenia cytokin TNF-α i IL-1 oraz wytwarzania NO [11]. Związek okazał się bardziej skuteczny, niż stosowa­ne jednocześnie izotiocyjanian fenyloetylu (PEITC) i kur­kumina [11].

Oddziaływanie SFN jako inhibitora mediatorów prozapal­nych, podobnie jak induktora enzymów II fazy, jest w du­żej mierze związane z aktywacją nrf2. Lin i wsp. podjęli próbę wyjaśnienia roli genu nrf w hamowaniu reakcji za­palnej za pomocą SFN [60]. W badaniach przeprowadzo­nych na makrofagach pochodzących od myszy pozbawio­nych genu nrf (nrf^-/-) oraz myszy typu dzikiego (nrf^+/+) zaobserwowano silniejsze oddziaływanie SFN na komórki tych drugich. Związek w stężeniach 10 i 20 µM widocznie ograniczał ekspresję mRNA TNF-α, IL-1β, COX-2 oraz iNOS w komórkach mających gen nrf, nie wpływając na komórki pozbawione tego genu. Analizując stężenia bia­łek COX-2 oraz iNOS i inne symptomy stanu zapalnego, m.in. wytwarzanie NO i PGE₂, czy uwalnianie prozapalnych cytokin, również zaobserwowano silniejsze oddziaływanie hamujące SFN w stosunku do makrofagów nrf2^+/+ [60].

Killeen i wsp. zwrócili uwagę na zjawisko wydzielania przez ginące makrofagi białka HMGB1 (high-mobility group box 1), służącego podtrzymaniu procesu zapalnego [53]. Korzystne działanie SFN w tym obszarze zaobser­wowano w komórkach linii RAW 264.7. Makrofagi pod­dawane inkubacji z SFN charakteryzowały się ograniczo­nym uwalnianiem HMGB1 i słabszym przemieszczaniem się tego białka z jądra do cytoplazmy [53].

Przeciwzapalne znaczenie SFN może wynikać również z jego zdolności do modulowania aktywności peroksyda­zy glutationowej. Praca przeglądowa Chu i wsp. wskazu­je na relację między zwiększoną ekspresją peroksydazy glutationowej i zapobieganiem rozwojowi nowotworów [15]. Autorzy wnioskują, że prewencyjna rola tego enzy­mu polega raczej na ograniczaniu stanu zapalnego niż na bezpośredniej ingerencji w przebieg procesu nowotworo­wego. Z tego względu indukcja peroksydazy glutationo­wej w komórkach Caco-2 wywołana SFN może stanowić kolejny dowód na jego właściwości przeciwzapalne [4].

Aktywność antybakteryjna SFN w stosunku do Helicobacter pylori

Prace badawcze wskazują, że SFN oprócz właściwości ochronnych przed czynnikami genotoksycznymi i wywo­łującymi reakcje zapalne, wykazuje aktywność przeciw­bakteryjną. Rola SFN wiąże się m.in. z ograniczaniem chronicznych infekcji Helicobacter pylori, bakterii powo­dujących wrzody żołądka, które od dawna są podejrzewa­ne o związek z rakiem żołądka. Wczesne zapobieganie ogniskom zapalnym w wyściółce żołądka może zmniej­szać ryzyko zachorowania na ten typ nowotworu. Fahey i wsp. wykazali bakteriobójcze właściwości izotiocyjania­nu w stosunku do szczepów H. pylori, w tym szczepów odpornych na antybiotyki [21]. Dużą aktywność przeciw­bakteryjną SFN potwierdziły badania in vivo, w których podawanie myszom związku w dawce 7,5 µmoli przez 5 dni wiązało się z eliminacją 8 z 11 szczepów H. pylori wy­wołujących zakażenia [34]. Dokładny mechanizm oddzia­ływania SFN przedstawiony w opisywanych doświadcze­niach pozostaje niewyjaśniony. Ponadto autorzy, przekonani o ograniczeniach zastosowanego modelu, sugerują potrze­bę przeprowadzenia dalszych badań in vivo potwierdzają­cych działania ochronne SFN wobec szczepów H. pylori, zakażających ludzki organizm [34].

Aktywność przeciwnowotworowa SFN w fazie promocji kancerogenezy

Wiele badań wskazuje na ingerencję SFN w procesy zwią­zane z ekspansją komórek z defektem genetycznym i utrwa­laniem mutacji. Dowiedziono, że związek może chronić przed rozwojem kancerogenezy na etapie promocji, wy­kazując aktywność antyproliferacyjną w stosunku do ko­mórek nowotworowych, polegającą na regulacji ich cy­klu, na indukowaniu procesu apoptozy oraz różnicowania. Uzyskane wyniki zastosowania SFN jako modulatora wy­mienionych procesów komórkowych w warunkach in vitro różniły się w zależności od dawki oraz testowanej linii ko­mórkowej. Wyniki badań zestawiono w tabeli 1.

Tabela 1. Przykładowe działania SFN na komórki nowotworowe in vitro

Regulacja cyklu komórkowego

Komórki nowotworowe cechują się wzmożonym wzrostem spowodowanym utratą lub zaburzonym funkcjonowaniem mechanizmów regulujących cykl komórkowy. W kontro­lowaniu przebiegu cyklu komórek prawidłowych biorą udział kinazy zależne od cyklin (CDK), cykliny oraz in­hibitory kinaz zależnych od cyklin. Tworzenie komplek­sów cyklin i CDK sprzyja osiąganiu przez komórkę ko­lejnych faz cyklu, natomiast działanie inhibitorów CDK wiąże się z jej zatrzymaniem w określonej fazie cyklu. Badania z wykorzystaniem linii komórek nowotworowych dowodzą, że SFN pełni rolę regulatora cyklu komórkowe­go. Większość przeprowadzonych doświadczeń wskazuje, że dodanie SFN do hodowli komórek nowotworowych po­woduje ich zatrzymywanie w fazie G2/M cyklu [25,42,43]. Przejście przez punkt kontrolny G2/M wymaga aktyw­nego kompleksu cykliny B i CDK1. Fosforylacja CDK1 przez kinazy Wee1 i Myt1 prowadzi do inaktywacji kom­pleksu, podczas gdy działanie fosfatazy białkowej Cdc25 przywraca aktywność kompleksu i stymuluje przejście do fazy M cyklu komórkowego. Fosfatazy Cdc25 podlegają regulacji kinaz Chk1 i Chk2, które z kolei poprzez fosfo­rylację różnych izoform Cdc25 inaktywują je, czego na­stępstwem jest nieaktywny kompleks B i CDK i blokowa­nie cyklu komórkowego w fazie G2/M [29]. Udowodniono, że SFN zakłóca zjawiska pozwalające na wejście komó­rek nowotworowych PC-3 w fazę M, istotnie ogranicza­jąc ich proliferację. Komórki tej linii potraktowane SFN w stężeniu 20 µM charakteryzowały się obniżonym pozio­mem cykliny B1, Cdk25B i Cdk25C oraz wzmożoną fos­forylacją Cdk25C przez Chk2 w porównaniu do komórek hodowanych bez dodatku tego związku [85]. Podobnych wyników dostarczyły badania na komórkach nowotworo­wych jelita grubego HCT116, które wykazały zakłócanie cyklu komórkowego w fazie G2/M zależne od Chk2 [85]. Blokowanie cyklu komórkowego w tej fazie dotyczyło również nowotworowych komórek gruczołu krokowego linii LNCaP [37] i DU145 [13].

Zapobieganie przejściu komórek w fazę mitozy, choć do­minuje, nie jest jedynym przejawem aktywności SFN. W kolejnych badaniach prowadzonych na nowotworowych komórkach tego gruczołu DU145 i LNCaP [12,92] oraz je­lita grubego HT29 [83] wykazano zdolność SFN w stęże­niu 10 µM do blokowania cyklu komórkowego w fazie G1.

Wyniki badań wskazują, że jednym z mechanizmów wpływa­jących na zakłócanie cyklu komórek nowotworowych przez SFN jest indukcja białka p21. Zwiększanie ekspresji białka p21 obserwowano w komórkach nowotworowych jelita gru­bego HT29 i Caco-2 [76] oraz stercza PC-3 i LNCaP [67].

Prace naukowe potwierdzają, że efekt apoptotyczny, bądź antyproliferacyjny uzyskany w wyniku zastosowania SFN zależy głównie od użytej dawki związku oraz czasu eks­pozycji na jego działanie. Jakubikova i wsp. zaobserwo­wali różnice w odpowiedzi komórek Caco-2 na działanie SFN wprowadzonego do hodowli w różnych ilościach [43]. W następstwie inkubacji komórek tej linii z SFN w stę­żeniu 20 µM zachodziło blokowanie cyklu komórkowe­go w fazie G2/M, natomiast ekspozycja na SFN w stęże­niach powyżej 20 µM powodowała wyraźną akumulację komórek w fazie sub-G1. Ponadto wyniki badań wskazują na duże znaczenie czasu ekspozycji na efekt antyprolifera­cyjny [43]. Krótkotrwała ekspozycja komórek nowotwo­rowych jelita grubego na SFN skutkowała odwracalnym blokowaniem cyklu w fazie G2/M, natomiast osiągnięcie trwałego zatrzymania cyklu, a w konsekwencji apoptozy wymagało ponad 12-godzinnej inkubacji [70].

Indukcja apoptozy

W niektórych przypadkach rozwój nowotworu wyni­ka z małej podatności komórek zainicjowanych (np. po­przez zadziałanie kancerogenu) na sygnały uruchamiają­ce proces apoptozy. Na podstawie licznych badań in vitro wykazano, że SFN bierze udział w aktywowaniu sygna­łów prowadzących do apoptozy w komórkach nowotwo­rowych wielu typów. Aktywność proapoptotyczna SFN była skierowana na komórki nowotworowe jelita grube­go, stercza, piersi, wątroby, trzustki, a nawet mózgu i ko­mórek białaczkowych (tabela 1). Większość uzyskanych rezultatów wskazuje na rolę SFN w inicjowaniu śmierci komórkowej przebiegającej szlakiem bezpośrednio zwią­zanym z udziałem mitochondriów. W jednym z przykła­dowych eksperymentów związek stymulował formowanie ciałek apoptotycznych i akumulację komórek linii HepG2 i HeLa w fazie sub-G1 [72]. Jednocześnie SFN powodo­wał obniżenie stężenia białek antyapoptotycznych Blc-2 i Blc-XL, zwiększenie ekspresji białka proapoptotyczne­go Bax, aktywację kaspazy 3 oraz degradację polimerazy poli(ADP-rybozy), a więc oddziaływał na czynniki apop­tozy zależne od mitochondriów. Choi i wsp. zaobserwo­wali zarówno aktywację Bax, jak i obniżenie aktywności inhibitorów apoptozy IAP (cIAP1, cIAP2 i XIAP) oraz in­dukcję białka Apaf-1 w komórkach nowotworowych ster­cza hodowanych w obecności SFN [14].

Próby wyjaśnienia szlaków procesu apoptozy indukowanej przez SFN okazały się jednak bardziej skomplikowane. Ten sam zespół badawczy sugeruje, że wytwarzanie reaktyw­nych form tlenu (ROS) przez SFN stanowiło podstawowy mechanizm indukcji śmierci komórek nowotworowych [84]. Stymulacja procesu odbywała się poprzez uruchamianie szlaku wewnętrznego, zapoczątkowanego zmianami struktu­ralnymi w mitochondriach. Potwierdzeniem są m.in. wyni­ki badań in vitro z wykorzystaniem linii komórkowej PC-3 [86]. We wspomnianych doświadczeniach wprowadzenie SFN do hodowli komórek nowotworowych PC-3 powo­dowało formowanie ROS, które inicjowały zmianę poten­cjału błony mitochondrialnej, a następnie uwolnienie cy­tochromu c z przestrzeni międzybłonowej do cytoplazmy. Jednak autorzy dowiedli, że SFN bierze udział również w uruchamianiu innych dróg prowadzących do apoptozy. W komórkach eksponowanych na działanie SFN zaobser­wowano także zmiany stężenia białek Fas, uczestniczą­cych w regulacji szlaku związanego z błonowymi recepto­rami śmierci. W innych badaniach na tym samym modelu SFN również wpływał na zewnętrzną ścieżkę apoptotycz­ną, zapoczątkowaną aktywacją kinaz białkowych MAPK [97]. Uruchamianie tego szlaku prowadziło ostatecznie do aktywacji AP-1, ważnego transaktywatora genów pro­apoptotycznych.

Istotnych informacji dostarczyły badania na komórkach ostrej białaczki T-komórkowej Jurkat, wskazujące na róż­nice w podatności na sygnały apoptotyczne indukowa­ne przez SFN w zależności od fazy cyklu komórkowego. Wykazano, że komórki charakteryzowały się największą wrażliwością na indukcję procesu w fazie G1, mniejszą w fazie G2/M, a najmniejszą w fazie S [24].

Inhibicja deacetylazy histonowej

Innym celem aktywności antynowotworowej SFN jest de­acetylaza histonowa (HDAC). Zwiększona aktywność i eks­presja HDAC jest kojarzona z wieloma nowotworami; skut­kuje tłumieniem transkrypcji i wpływa na rozregulowanie mechanizmów kontrolujących różnicowanie, cykl komór­kowy i apoptozę. Co więcej HDAC poprzez deacetylację genów supresorowych nowotworu, między innymi genu p21, prowadzi do wyciszania ich transkrypcji lub całko­witego wyłączania. Badania wskazują, że nadaktywność HDAC i hipoacetylacja mogą się przyczyniać do progresji nowotworów stercza i jelita grubego. Dowodów dostarcza praca Selingsona i wsp., w której wykazano korelację mię­dzy zmniejszeniem acetylacji histonów a zwiększeniem częstości zachorowań i ryzyka nawrotów raka stercza [78]. Natomiast inni autorzy zaobserwowali, że wyłącze­nie HDAC2 stymuluje śmierć komórek nowotworowych jelita grubego linii HT29 [104]. Badania in vitro wska­zują na obniżenie aktywności HDAC w nowotworowych komórkach jelita grubego HCT 116 traktowanych SFN w stężeniach 3-15 µM [68]. Późniejsze prace potwierdzają opisywaną aktywność w stosunku do komórek nowotwo­rowych linii PC-3, LNCaP i BPH-1 pochodzących z raka stercza [67]. Inhibicji HDAC w tych komórkach induko­wanej SFN towarzyszył ogólny wzrost acetylacji histonu jądrowego H3 i H4 sprzężony z miejscową hiperacetyla­cją w obrębie promotora p21.

Podobne osiągnięcia przyniosły doświadczenia na myszach Apcmin. U zwierząt, którym podano jednorazowo 10 µmo­li SFN lub 10 µmoli jego metabolitu NAC-SFN nastąpi­ła inhibicja aktywności HDAC w błonie śluzowej jelita grubego po 6 godzinach od rozpoczęcia eksperymentu [66]. Zastosowanie dłuższej suplementacji SFN (~6 µmo­li/dzień przez 70 dni) zaowocowało zmniejszeniem two­rzenia spontanicznych polipów jelitowych u myszy Apc^min. Po zbadaniu chromatyny komórek jelita grubego i cienkie­go okazało się, że w wyniku spożywania SFN zachodziła jednocześnie acetylacja histonów związanych z regionem promotorowym genów p21 i bax.

Pilotowe badania kliniczne przeprowadzone przez zespół Myzak potwierdziły zależność między jednokrotnym spoży­ciem kiełków brokułowych (68 g), stanowiących bogate źró­dło SFN, a poziomem aktywności HDAC w komórkach krwi obwodowej [69]. Wyniki opisywanych badań dostarczyły pierwszych dowodów, że korzystne działanie widoczne jest po 3-6 godzinach od zjedzenia kiełków brokułowych (inhi­bicja HDAC), a efekt hiperacetylacji utrzymuje się przez 48 godzin. Co ważniejsze, osiągnięty poziom inhibicji HDAC i hiperacetylacji histonów w komórkach krwi obwodowej był zbliżony lub większy niż uzyskiwany po zastosowaniu preparatów terapeutycznych, takich jak Vorinostat. Obecnie SFN jako silny inhibitor HDAC może być uważany za obie­cujący czynnik wspomagający chemioterapię poprzez epi­genetyczne mechanizmy. Jednak wyjaśnienie dokładnego mechanizmu inhibicji HDAC w różnych rodzajach komórek oraz określenie skutków modulacji tego enzymu w komór­kach prawidłowych wymaga dalszych badań.

Aktywność przeciwnowotworowa w fazie progresji kancerogenezy

Inhibicja angiogenezy i przerzutowania

Angiogeneza, czyli proces tworzenia nowych naczyń krwio­nośnych z już istniejących, jest niezbędna w patogenezie wielu chorób, w tym nowotworowych. Guzek nowotworo­wy do wzrostu i rozwoju wymaga nienaruszonego systemu naczyń krwionośnych, zaopatrujących go w tlen i skład­niki odżywcze. Aktywność SFN polegającą na hamowa­niu naczyniotworzenia zaobserwowano w nielicznych do tej pory doświadczeniach in vitro.

W badaniach na komórkach śródbłonka żyły pępowino­wej HUVEC wykorzystywanych jako model opisywane­go procesu wykazano, że SFN uczestniczy w regulacji różnych etapów naczyniotworzenia. Aktywność substan­cji w tym zakresie polegała na ograniczaniu formowania naczyń oraz szybkości namnażania komórek śródbłonka [2]. Zmniejszanie aktywności proliferacyjnej komórek li­nii HUVEC pod wpływem SFN następowało w sposób za­leżny od dawki przez indukcję apoptozy.

Zapobieganie migracji i formowaniu naczyń na macierzy błony podstawnej na skutek działania SFN zaobserwowa­no również w doświadczeniach na ludzkich mikronaczy­niowych komórkach śródbłonkowych HMEC-1 [7]. W ko­mórkach tej linii SFN obniżał ekspresję receptora czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego Flk-1/KDR.

Uzyskane wyniki wskazują, że SFN zakłóca podstawowe etapy procesu unaczyniania, od sygnałów proangiogennych do migracji i formowania naczyń krwionośnych przez ko­mórki śródbłonkowe.

Zdolność komórek nowotworowych do rozsiewu z pierwot­nego ogniska do węzłów chłonnych oraz do najbliższych i odległych tkanek i narządów jest nieodłączną cechą no­wotworów złośliwych. Inwazyjność nowotworu i przerzuto­wanie stanowią główną przyczynę niepowodzeń w leczeniu tych schorzeń. Proces powstawania przerzutów jest kaska­dą wielu zjawisk. Rozsiew komórek rakowych zapoczątko­wuje wniknięcie komórek uwolnionych z pierwotnego no­wotworu do naczyń chłonnych lub krwionośnych. Krążące komórki drogą naczyń mogą dotrzeć do otaczających tka­nek, gdzie osiedlają się i proliferują, tworząc ogniska prze­rzutowe. Wędrówka w krwiobiegu lub w układzie limfa­tycznym i „ekstrawazacja” komórek nowotworowych przez ściany naczyń wymaga aktywacji enzymów proteolitycz­nych, zdolnych do degradacji macierzy pozakomórkowej, otaczającej warstwę śródbłonka naczyń, czy też budującą błonę podstawną tkanki nabłonkowej różnych narządów. Na tym etapie niezbędna jest indukcja enzymów proteoli­tycznych, takich jak proteinazy systemu plazminy, prote­inazy serynowe oraz metaloproteinazy macierzowe [94].

Dowiedziono, że aktywność SFN na tym etapie kance­rogenezy polega głównie na supresji wymienionych en­zymów. W badaniach Rose i wsp. analizowano wpływ ekstraktu z brokułów na aktywność metaloproteinazy 9, głównego enzymu w procesie przerzutowania. Warto do­dać, że w tkankach nowotworowych stwierdzono relatyw­nie dużą ekspresję i aktywność tego enzymu [96]. W cyto­wanej pracy wykazano, że SFN, występujący w ekstrakcie z brokułów w stosunkowo dużych ilościach, hamował ak­tywność metaloproteinazy 9. Ponadto badany ekstrakt zmniejszał zdolność komórek raka piersi MDA-MB-231 do przerzutowania. Kolejne badania in vitro nad wpływem SFN na metaloproteinazy w komórkach śródbłonka dostar­czają niejednoznacznych rezultatów. Podczas gdy wyka­zano supresję transkrypcji metaloproteinazy 2 macierzy w komórkach HMEC-1 [7], w komórkach HUVEC SFN nie wpływał na zmiany w wytwarzaniu enzymów tej klasy [2].

Thejass i Kuttan wykazali, że SFN hamuje rozwój nowotworu in vivo i zapobiega powstawaniu przerzutów czerniaka B16F-10, którego komórki tworzą kolonie guzków nowotworowych w płucach [90]. W doświadczeniach przeprowadzonych na myszach C57BL/6 zaobserwowano przede wszystkim znacz­ny spadek masy tkanki nowotworowej i redukcję formowa­nia guzków. Stwierdzono również zmniejszenie zawartości hydroksyproliny w kolagenie, co w istotny sposób ogranicza proces włóknienia płuc. Zmiany w komórkach B16F-10 in vitro, indukowane za pomocą SFN, polegały na zmniejsze­niu inwazyjności komórek nowotworowych wobec macie­rzy kolagenowej, w porównaniu z komórkami nietraktowa­nymi izotiocyjanianem. Jednocześnie zaobserwowano dużą cytotoksyczność SFN względem komórek nowotworowych oraz wyraźny potencjał antyproliferacyjny związku [90].

Farmakokinetyka SFN a potencjał przeciwnowotworowy

Badania Petriego i wsp. nad wchłanianiem i metaboli­zmem SFN wskazują na efektywną absorpcję SFN w jelicie czczym in vivo (P_eff=18,7±12,6×10^-4 cm/s) [74]. Ze wzglę­du na hydrofobowość oraz niską masę molową SFN praw­dopodobnie jego transport przez nabłonek jelitowy zacho­dzi w wyniku dyfuzji biernej [95]. Autorzy wykazali, że SFN po absorpcji przez enterocyty ulega sprzężeniu z glu­tationem i w postaci skoniugowanej jest w znacznej części wydzielany z powrotem do światła jelit. Wcześniejsze ba­dania in vitro sugerują udział P-glikoproteiny w wydziela­niu koniugatu ‘SFN-GSH’ poza komórki [19,102].

Badania farmakokinetyki SFN na modelach zwierzęcych i ludziach wskazują, że stężenie tego związku we krwi osią­ga wartości rzędu kilku µM. Z badań nad dystrybucją izo­tiocyjanianów w ludzkim organizmie wynika, że po godzi­nie od spożycia kiełków brokułowych zawierających 200 µmoli izotiocyjanianów, stężenie w osoczu może wynosić 0,943-2,27 µM. [99]. Hu i wsp. w późniejszych badaniach z wykorzystaniem szczurów, godzinę po podaniu 50 µmo­li SFN uzyskali we krwi zwierząt stężenie ~20 µM, a okres półtrwania związku oszacowano na 2,2 godziny [38]. Po zastosowaniu u myszy 3-tygodniowej diety zawierającej 5 i 10 µmoli SFN/dzień, związek utrzymywał się we krwi i je­licie na poziomie 0,124-0,254 µmoli i 3-13 nmoli/g tkan­ki. Poza tym u myszy Apc^min izotiocyjanian w wymienio­nych dawkach zapobiegał powstawaniu gruczolaków [39]. Badania na szczurach wykazały gromadzenie się metabo­litów SFN w gruczołach sutkowych zwierząt po spożyciu 150 µmoli tego związku. Osiągnięty poziom pochodnych SFN wystarczał do efektywnej modulacji ekspresji genów kodujących enzymy II fazy. W grupie zwierząt, u których zastosowano jednorazową suplementację zaobserwowano zwiększoną ekspresję genów NQO1 i HO-1 [18]. Pilotowe badania Corblatta i wsp. pozwoliły na oszacowanie biodo­stępności SFN i dystrybucji w tkance piersiowej kobiet [18]. U ośmiu pacjentek po spożyciu jednej porcji kiełków bro­kułowych zawierającej 200 µmoli pochodnej glukorafani­ny uzyskano stężenia metabolitów SFN w tkance piersio­wej na poziomie 1,45±1,12 (lewa pierś) i 2,0±1,95 (prawa pierś) nmoli/g tkanki. W badanych tkankach również za­obserwowano aktywność ochronną dostarczonych składni­ków polegającą na regulowaniu genów NQO1 i HO-1 [18]. Uzyskane wyniki stanowią dobrą podstawę do dalszych ba­dań nad możliwościami zastosowania kiełków brokułowych w chemioprewencji nowotworu piersi.

Wpływpodłoża genetycznego na skuteczność ochronnego działania izotiocyjanianów

Do tej pory w badaniach klinicznych testowano wpływ die­ty bogatej w izotiocyjaniany lub warzywa krzyżowe, a nie suplementacji SFN lub jego prekursorem glukorafaniną, na ryzyko występowania chorób nowotworowych. Wyniki badań populacyjnych wskazują, że zdolność izotiocyjania­nów do zapobiegania chorobom nowotworowym prawdo­podobnie zależy od uwarunkowań genetycznych poszcze­gólnych osobników. Biorąc pod uwagę to odkrycie próba zastosowania SFN jako efektywnego środka chemioprewen­cyjnego może nie przynieść oczekiwanych rezultatów dla wszystkich. Decydującą rolę w korzystnym oddziaływa­niu izotiocyjanianów odgrywa prawdopodobnie polimor­fizm genów izoenzymów S-transferazy glutationu GSTM1 i GSTT1. GST jest zaangażowana w detoksyfikację wielu karcynogenów chemicznych i odpowiada za metabolizm spożywanych izotiocyjanianów. Badania kohortowe wska­zują na ochronne działanie diety bogatej w warzywa krzy­żowe przeciwko nowotworom płuc, jelita grubego i pier­si jedynie u pacjentów pozbawionych GSTM1 i GSTT1 [57,80]. Ze względu na to, że GST uczestniczy w przemia­nach metabolicznych SFN i przez to wpływa na jego wy­dalanie, mniejsza aktywność enzymu u osób z polimorfi­zmem genu GST może skutkować wolniejszą eliminacją i dłuższą ekspozycją komórek nowotworowych na ten związek dostarczony wraz z dietą. Seow i wsp. zaobserwo­wali większe wydalanie izotiocyjanianów poza organizm, a tym samym krótszy czas oddziaływania na tkanki u osób z genem GSTT1 w porównaniu z badanymi pozbawiony­mi tego genu [79]. Późniejsze wyniki badań potwierdziły korelację między dużym spożyciem warzyw krzyżowych a obniżeniem ryzyka zachorowania na raka jelita grubego u osób pozbawionych GSTM1 i GSTT1 [81].

Z kolei Gasper i wsp. zaobserwowali odwrotne zależności: większe stężenie metabolitów SFN w moczu i szybszą eli­minację z organizmu zanotowano u osób nieposiadających genu GSTT1 [30]. W innych badaniach wykazano wpływ diety wzbogaconej w warzywa krzyżowe na obniżenie za­padalności na raka stercza jedynie w grupie mężczyzn po­siadających izoenzym GSTM1, bez potencjału ochronne­go w stosunku do pacjentów pozbawionych GSTM1 [47].

Mimo niejednoznacznych wyników, wymagających pod­jęcia dalszych badań, wpływ polimorfizmu genów GST na biodostępność SFN wydaje się mieć istotne znaczenie w kształtowaniu indywidualnej odpowiedzi organizmu na przeciwnowotworowe działanie tego związku.

Podsumowanie

Rezultaty dotychczasowych badań wskazują na złożone mechanizmy przeciwnowotworowego działania SFN, ofe­rujące ochronę na różnych etapach procesu kancerogenezy. Jednak szczególnego znaczenia nabiera możliwość wyko­rzystania tego związku w tzw. chemioprewencji pierwotnej, ze względu na dobrze udowodnione zdolności do indukowa­nia enzymów detoksykacyjnych i zapobiegania uszkodze­niom DNA indukowanym chemicznie. Pozytywne wyniki badań in vitro oraz badań na zwierzętach potwierdzające te właściwości SFN uzyskano przy stosunkowo niewiel­kich dawkach tego związku, osiągalnych w ludzkim orga­nizmie. Dane wskazują, że zastosowanie SFN u osób zdro­wych oraz z grupy podwyższonego ryzyka może się stać racjonalną strategią postępowania profilaktycznego, acz­kolwiek wpływ podłoża genetycznego na jego biodostęp­ność wymaga dalszych badań.

PIŚMIENNICTWO

[1] Ambrosone C.B., McCann S.E., Freudenheim J.L., Marshall J.R., Zhang Y., Shields P.G.: Breast cancer risk in premenopausal women in inversely associated with consumption of broccoli, a source of isothiocyanates, but is modified by GST genotype. J. Nutr., 2004; 134: 1134-1138
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Asakage M., Tsuno N.T., Kitayama J., Tsuchiya T., Yoneyama S., Yamada J., Okaji Y., Kaisaki S., Osada T., Takahashi K., Nagawa H.: Sulforaphane induces inhibition of human umbilical vein endothelial cells proliferation by apoptosis. Angiogenesis, 2006; 9: 83-91
[PubMed]  

[3] Bacon J.R., Williamson G., Garner R.C., Lappin G., Langouet S., Bao Y.: Sulforaphane and quercetin modulate PhIP- DNA adduct formation in human HepG2 cells and hepatocytes. Carcinogenesis, 2003; 24: 1903-1911
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Banning A., Brigelius-Flohe R.: NF-kappaB, Nrf2, and HO-1 interplay in redox-regulated VCAM-1 expression. Antioxid. Redox. Signal., 2005; 7: 889-899
[PubMed]  

[5] Barcelo S., Gardiner J.M., Gescher A., Chipman J.K.: CYP2E1-mediated mechanism of anti-genotoxicity of the broccoli constituent sulforaphane. Carcinogenesis, 1996; 17: 277-282
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[6] Basten G.P., Bao Y., Williamson G.: Sulforaphane and its glutathione conjugate but not sulforaphane nitrile induce UDP-glucuronosyl transferase (UGT1A1) and glutathione transferase (GSTA1) in cultured cells. Carcinogenesis, 2002; 23: 1399-1404
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Bertl E., Bartsch H., Gerhauser C.: Inhibition of angiogenesis and endothelial cell functions are novel sulforaphane-mediated mechanisms in chemoprevention. Mol. Cancer Ther., 2006; 5: 575-585
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Bheemreddy R.M., Jeffery E.H.: The metabolic fate of purified glucoraphanin in F344 rats. J. Agric. Food Chem., 2007; 55: 2861-2866
[PubMed]  

[9] Bonnesen C., Eggleston I.M., Hayes J.D.: Dietary indoles and isothiocyanates that are generated from cruciferous vegetables can both stimulate apoptosis and confer protection against DNA damage in human colon cell lines. Cancer Res., 2001; 61: 6120-6130
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Brooks J.D., Paton V.G., Vidanes G.: Potent induction of phase 2 enzymes in human prostate cells by sulforaphane. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev., 2001; 10: 949-954
[PubMed]  

[11] Cheung K.L., Khor T.O., Kong A.N.: Synergistic effect of combination of phenethyl isothiocyanate and sulforaphane or curcumin and sulforaphane in the inhibition of inflammation. Pharmaceut. Res., 2009; 26: 224-231
[PubMed]  

[12] Chiao J.W., Chung F.L., Kancherla R., Ahmed T., Mittelman A., Conaway C.C.: Sulforaphane and its metabolite mediate growth arrest and apoptosis in human prostate cancer cells. Int. J. Oncol., 2002; 20: 631-636
[PubMed]  

[13] Cho S.D., Li G., Hu H., Jiang C., Kang K.S., Lee Y.S, Kim S.H., Lu J.: Involvement of c-jun N-terminal kinase in G2/M arrest and caspase-mediated apoptosis induced by sulforaphane in DU 145 prostate cancer cells. Nutr. Cancer, 2005; 52: 213-224
[PubMed]  

[14] Choi S., Lew K.L., Xiao H., Herman-Antosiewicz A., Xiao D., Brown C.K., Singh S.V.: D,L-Sulforaphane-induced cell death in human prostate cancer cells is regulated by inhibitor of apoptosis family proteins and Apaf-1. Carcinogenesis, 2007; 28: 151-162
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Chu F.F., Esworthy R.S., Doroshow J.H.: Role of Se-dependent glutathione peroxidases in gastrointestinal inflammation and cancer. Free Radic. Biol. Med., 2004; 36: 1481-1495
[PubMed]  

[16] Chung F.L., Conaway C.C., Rao C.V., Reddy B.S.: Chemoprevention of colonic aberrant crypt foci in Fisher rats by sulforaphane and phenethyl isothiocyanate. Carcinogenesis, 2000; 21: 2287-2291
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Conaway C.C., Getahun S.M., Liebes L.L., Pusateri D.J., Topham D.K., Botero-Omary M., Chung F.L.: Disposition of glucosinolates and sulforaphane in humans after ingestion of steamed and fresh broccoli. Nutr. Cancer, 2000; 38: 168-178
[PubMed]  

[18] Cornblatt B.S., Ye L., Dinkova-Kostova A.T., Erb M., Fahey J.W., Singh N.K., Chen M.S., Stierer T., Garrett-Mayer E., Argani P., Davidson N.E., Talalay P., Kensler T.W., Visvanathan K.: Preclinical and clinical evaluation of sulforaphane for chemoprevention in the breast. Carcinogenesis, 2007; 28: 1485-1490
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Dietrich C.G., Ottenhoff R., de Waart D.R., Oude Elferink R.P.: Role of MRP2 and GSH in intrahepatic cycling of toxins. Toxicology, 2001; 167: 73-81
[PubMed]  

[20] Dinkova-Kostova A.T., Holtzclaw W.D., Cole R.N., Itoh K., Wakabayashi N., Katoh Y.: Direct evidence that sulfhydyl groups of Keap1 are the sensors regulating induction of phase 2 enzymes that protect against carcinogens and antioxidants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 11908-11913
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Fahey J.W., Haristoy X., Dolan P.M., Kensler T.W., Scholtus I., Stephenson K.K., Talalay P., Lozniewski A.: Sulforaphane inhibits extracellular, intracellular, and antibiotic-resistant strains of Helicobacter pylori and prevents benzo[a]pyrene induced stomach tumors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 7610-7615
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Fimognari C., Berti F., Cantelli-Forti G., Hrelia P.: Effect of sulforaphane on micronucleus induction in cultured human lymphocytes by four different mutagens. Environ. Mol. Mutagen., 2005; 46: 260-267
[PubMed]  

[23] Fimognari C., Lenzi M., Cantelli-Forti G., Hrelia P.: Induction of differentiation in human promyelocytic cells by the isothiocyanate sulforaphane, In Vivo, 2008; 22: 317-320
[PubMed]  

[24] Fimognari C., Lenzi M., Sciuscio D., Cantelli-Forti G., Hrelia P.: Cell-cycle specificity of sulforaphane- mediated apoptosis in Jurkat T-leukemia cells. In Vivo, 2007; 21: 377-380
[PubMed]  

[25] Fimognari C., Nusse M., Cesari R., Iori R., Cantelli-Forti G., Hrelia P.: Growth inhibition, cell-cycle arrest and apoptosis in human T-cell leukemia by the isothiocyanate sulforaphane, Carcinogenesis, 2002; 23: 581-586
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Fowke J.H., Chung F.L, Jin E., Qi D., Cai Q., Conaway C., Cheng J.R., Shu X.O., Gao Y.T., Zheng W.: Urinary isothiocyanate levels, brassica, and human breast cancer. Cancer Res., 2003; 63: 3980-3986
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[27] Gamet-Payrastre L., Li P., Lumeau S., Cassar G., Dupont M.A, Chevolleau S., Gasc N., Tulliez J., Terce F.: Sulforaphane, a naturally occurring isothiocyanate, induces cell cycle arrest and apoptosis in HT29 human colon cancer cells. Cancer Res., 2000; 60: 1426-1433
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Gamet-Payrastre L., Lumeau S., Gasc N., Cassar G., Rollin P., Tulliez J.: Selective cytostatic and cytotoxic effects of glucosinolates hydrolysis products on human colon cancer cells in vitro. Anticancer Drugs, 1998; 9: 141-148
[PubMed]  

[29] Garrett M.D.: Cell cycle control and cancer. Current Science, 2001; 5: 515-522

[30] Gasper A.V., Al-Janobi A., Smith J.A., Bacon J.R., Fortun P., Atherton C., Taylor M.A., Hawkey C.J., Barrett D.A., Mithen R.F.: Glutathione s-transferase M1 polymorphism and metabolism of sulforaphane from standard and high-glucosinolate broccoli. Am. J. Clin. Nutr., 2005; 82: 1283-1291
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Gingras D., Gendron M., Boivin D., Moghrabi A., Theoret Y., Beliveau R.: Induction of medulloblastoma cell apoptosis by sulforaphane, a dietary anticarcinogen from Brassica vegetables. Cancer Lett., 2004; 203: 35-43
[PubMed]  

[32] Giovannucci E., Rimm E.B., Liu Y., Stampfer M.J., Willet W.C: A prospective study of cruciferous vegetables and prostate cancer. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev., 2003; 12: 1403-1409
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Hakama M.: Chemoprevention of cancer. Acta Oncol, 1998; 37: 227-230
[PubMed]  

[34] Haristoy X., Angioi-Duprez K., Duprez A., Lozniewski A.: Efficacy of sulforaphane in eradicating Helicobacter pylori in human gastric xenografts implanted in nude mice. Antimicrob. Agents Chemother., 2003; 47: 3982-3984
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Hecht S.S.: Chemoprevention of cancer by isothiocyanates, modifiers of carcinogen metabolism. J. Nutr., 1999; 129: 768S-774S
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[36] Heiss E, Herhaus C, Klimo K, Bartsch H, Gerhauser C.: Nuclear factor kappa B is a molecular target for sulforaphane-mediated anti-inflammatory mechanisms. J. Biol. Chem., 2001; 276: 32008-32015
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Herman-Antosiewicz A., Xiao H., Lew K.L., Singh S.V.: Induction of p21 protein protects against sulforaphane induced mitotic arrest in LnCaP human prostate cancer cell line. Mol. Cancer Ther., 2007; 6: 1673-1681
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Hu R., Hebbar V., Kim B.R., Chen C., Winnik B., Buckley B., Soteropoulos P., Tolias P., Hart R.P., Kong A.N.: In vivo pharmacokinetics and regulation of gene expression profiles by isothiocyanate sulforaphane in the rat. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2004; 310: 263-271
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Hu R., Khor T.O., Shen G., Jeong W.S., Hebbar V., Chen C., Xu C., Reddy B., Chada K., Kong A.N: Cancer chemoprevention of intestinal polyposis in Apc min/+ mice by sulforaphane, a natural product derived from cruciferous vegetable. Carcinogenesis, 2006; 27: 2038-2046
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] Jackson S.J., Singletary K.W.: Sulforaphane inhibits human MCF-7 mammary cancer cell mitotic progression and tubulin polymerization. J. Nutr., 2004; 134: 2229-2236
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[41] Jackson S.J., Singletary K.W.: Sulforaphane: a naturally occurring mammary carcinoma mitotic inhibitor, which disrupts tubulin polymerization. Carcinogenesis, 2004; 25: 219-227
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Jakubikova J., Bao Y., Sedlak J.: Isothiocyanates induce cell cycle arrest, apoptosis and mitochondrial potential depolarization in HL-60 and multidrug-resistant cell lines. Anticancer Res., 2005; 25: 3375-3386
[PubMed]  

[43] Jakubikova J., Sedlak J., Mithen R., Bao Y.: Role of PI3K/Akt and MEK/ERK signaling pathways in sulforaphane and erucin induced phase II enzymes and MRP2 transcription, G2/M arrest and cell death in Caco-2 cells. Biochem. Pharmacol., 2005; 69: 1543-1552
[PubMed]  

[44] Jiang H., Shang X., Wu H., Huang G., Wang Y., Al-Holou S., Gautam S.C., Chopp M.: Combination treatment with resveratrol and sulforaphane Induces apoptosis in human U251 glioma cells. Neurochem. Res., 2010; 35: 152-161
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[45] Jiang Z.Q., Chen C., Yang B., Hebbar V., Kong A.N.: Differential responses from seven mammalian cell lines to the treatments of detoxifying enzyme inducers. Life Sci., 2003; 72: 2243-2253
[PubMed]  

[46] Jones S.B., Brooks J.D.: Modest induction of phase 2 enzyme activity in the F344 rat prostate. BMC Cancer, 2006; 6: 62-70
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Joseph M.A., Moysich K.B., Freudenheim J.L., Shields P.G., Bowman E.D., Zhang Y., Marshall J.R., Ambrosone C.B.: Cruciferous genetic polymorphisms in glutatione S-transferases M1 and T1, and prostate cancer risk. Nutr. Cancer, 2004; 50: 206-213
[PubMed]  

[48] Karmakar S., Weinberg M.S., Banik N.L., Patel S.J., Ray S.K.: Activation of multiple molecular mechanisms for apoptosis in human malignant glioblastoma T98G and U87MG cells treated with sulforaphane. Neuroscience, 2006; 141: 1265-1280
[PubMed]  

[49] Kassahun M., Davis M., Hu P., Martin B., Baillie T.: Biotransformation of the naturally occurring isothiocyanate sulforaphane in the rat: identification of phase I metabolites and glutathione conjugates. Chem. Res. Toxicol., 1997; 10: 1228-1233
[PubMed]  

[50] Kassie F., Rabot S., Uhl M., Huber W., Qin H.M., Helma C., Schulte-Hermann R., Knasmuller S.: Chemoprotective of garden cress (Lepidium sativum) and its constituents towards 2-amino-3-methyl- imidazo[4,5-f]quinoline (IQ)-induced genotoxic effects and colonic preneoplastic lesions. Carcinogenesis, 2002; 23: 1155-1161
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Kassie F., Uhl M., Rabot S., Grasl-Kraupp B., Verkerk R., Kundi M., Chabicovsky M., Schulte-Hermann R., Knasmuller S.: Chemoprevention of 2-amino-3-methyl- imidazo[4,5-f]quinoline (IQ)-induced colonic and hepatic preneoplastic lesions in F344 rat by cruciferous vegetables administered simultanously with the carcinogen. Carcinogenesis, 2003; 24: 255-261
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] Keck A.S., Qiao Q., Jeffery E.H.: Food matrix effects on bioactivity of broccoli-derived sulforaphane in liver and colon of F344 rats. J. Agric. Food Chem., 2003; 51: 3320-3327
[PubMed]  

[53] Killeen M.E., Englert J.A., Stolz D.B., Song M., Han Y., Delude R.L., Kellum J.A., Fink M.P.: The phase 2 enzyme inducers ethacrynic acid, DL-sulforaphane, and oltipraz inhibit lipopolysaccharide-induced high-mobility group box 1 secretion by RAW 264.7 cells. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2006; 316: 1070-1079
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Kim E., Kim E.H., Eom Y.W., Kim W.H., Kwon K.W., Lee S.J., Choi K.S.: Sulforaphane sensitizes tumor necrosis factor related apoptosis-inducing ligand (TRAIL)-resistant hepatoma cells to TRAIL-induced apoptosis through reactive oxygen species-mediated up-regulation of DR5. Cancer Res., 2006; 66: 1740-1750
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Kuroiwa Y., Nishikawa A., Kitamura Y., Kanki K., Ishii Y., Umemura T., Hirose M.: Protective effects of benzyl isothiocyanate and sulforaphane but not resveratrol against initiation of pancreatic carcinogenesis in hamsters. Cancer Lett., 2006; 241: 275-280
[PubMed]  

[56] Kushad M.M, Brown A.F., Kurilich A.C., Juvik J.A., Wallig M.A., Jeffery E.H.: Variation of glucosinolates in vegetable crops of Brassica oleracea. J. Agric. Food Chem., 1997; 47: 1541-1548
[PubMed]  

[57] Lampe J.W., Peterson S.: Brassica, biotransformation and cancer risk: genetic polymorphisms alter the preventive effects of cruciferous vegetables. J. Nutr., 2002; 132: 2991-2994
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[58] Liang H., Yuan Q.P., Dong H.R., Liu Y.M.: Determination of sulforaphane in broccoli and cabbage by high-performance liquid chromatography. J. Food Comp. Anal., 2006; 19: 473-476

[59] Lin H.J., Probst-Hensch N.M., Louie A.D, Kau I.H., Witte J.S., Ingles S.A., Frankl H.D., Lee E.R., Haile R.: Glutathione transferase null genotype, broccoli, and lover prevalence of colorectal adenomas. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev., 1998; 7: 647-652
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[60] Lin W., Wu R.T., Wu T., Khor T.O., Wang H., Kong A.N.: Sulforaphane suppressed LPS-induced inflammation in mouse peritoneal macrophages through Nrf2 dependent pathway. Biochem. Pharmacol, 2008; 76: 967-973
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] London S.J., Yuan J.M., Chung F.L., Gao Y.T., Coetzee G.A., Ross R.K., Yu M.C.: Isothiocyanates, glutathione S-transferase M1 and T1 polymorphisms, and lung-cancer risk: a prospective study of men in Shanghai, China. Lancet, 2000; 356: 724-729
[PubMed]  

[62] Maheo K., Morel F., Langouet S., Kramer H., Le Ferrec E., Ketterer B., Guillouzo A.: Inhibition of cytochromes P-450 and induction of glutathione S-transferases by sulforaphane in primary human and rat hepatocytes. Cancer Res., 1997; 57: 3649-3652
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[63] McWalter G.K., Higgins L.G., McLellan L.I., Henderson C.J., Song L., Thornalley P.J., Itoh K., Yamamoto M., Hayes J.D.: Transcription factor nrf2 is essential for induction of NAD(P)H:quinone oxidoreductase 1, glutathione S-transferases, and glutamate cysteine ligase by broccoli seeds and isothiocyanates. J. Nutr., 2004; 134: 3499S-3506S
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[64] Mithen R., Faulkner K., Magrath R, Rose P., Williamson G., Marquez J.: Development of isothiocyanate-enriched broccoli, and its enhanced ability to induce phase 2 detoxification enzymes in mammalian cells. Theor. Appl. Genet., 2003; 106: 727-734
[PubMed]  

[65] Myzak M.C., Dashwood R.H.: Chemoprotection by sulforaphane: Keep one eye beyond Keap1. Cancer Lett., 2006; 233: 208-218
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] Myzak M.C., Dashwood W.M., Orner G.A., Ho E., Dashwood R.H.: Sulforaphane inhibits histone deacetylase in vivo and suppresses tumorigenesis in Apc-minus mice. FASEB J., 2006; 20: 506-508
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[67] Myzak M.C., Hardin K., Wang R., Dashwood R.H., Ho E.: Sulforaphane inhibits histone deacetylase activity in BPH-1, LnCaP and PC-3 prostate epithelial cells. Carcinogenesis, 2006; 27: 811-819
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[68] Myzak M.C., Karplus P.A., Chung, F.L., Dashwood R.H.: A novel mechanism of chemoprotection by sulforaphane: inhibition of histone deacetylase. Cancer Res., 2004; 64: 5767-5774
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Myzak M.C., Tong P., Dashwood W.M., Dashwood R.H., Ho E.: Sulforaphane retards the growth of human PC-3 xenografts and inhibits HDAC activity in human subjects. Exp. Biol. Med. (Maywood), 2007; 232: 227-234
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[70] Pappa G., Bartsch H., Gerhauser C.: Biphasic modulation of cell proliferation by sulforaphane at physiologically relevant exposure times in a human colon cancer cell line. Mol. Nutr. Food Res., 2007; 51: 977-984
[PubMed]  

[71] Pappa G., Lichtenberg M., Iori R., Barillari J., Bartsch H., Gerhauser C.: Comparison of growth inhibition profiles and mechanisms of apoptosis induction in human colon cancer cell lines by isothiocyanates and indoles from Brassicaceae. Mutation Res., 2006; 599: 76-87
[PubMed]  

[72] Park S.Y., Kim G.Y., Bae S.J., Yoo Y.H., Choi Y.H.: Induction of apoptosis by isothiocyanate sulforaphane in human cervical carcinoma HeLa and hepatocarcinoma HepG2 cells through activation of caspase-3. Oncol. Rep., 2007; 18: 181-187
[PubMed]  

[73] Parnaud G., Li P., Cassar G., Rouimi P., Tulliez J., Combaret L., Gamet-Payrastre L.: Mechanism of sulforaphane-induced cell cycle arrest and apoptosis in human colon cancer cells. Nutr. Cancer, 2004; 48: 198-206
[PubMed]  

[74] Petri N., Tannergren C., Holst B., Mellon F.A., Bao Y., Plumb G.W., Bacon J., O’Leary K.A., Kroon P.A., Knutson L., Forsell P., Eriksson T., Lennernas H., Williamson G.: Absorption/metabolism of sulforaphane and quercetin, and regulation of phase ii enzymes, in human jejunum in vivo. Drug Metab. Dispos., 2003; 31: 805-813
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[75] Pham N.A., Jacobberger J.W., Schimmer A.D., Cao P., Gronda M., Hedley D.W.: The dietary isothiocyanate sulforaphane targets pathways of apoptosis, cell cycle arrest, and oxidative stress in human pancreatic cancer cells and inhibits tumor growth in severe combined immunodeficient mice. Mol. Cancer Ther., 2004; 3: 1239-1248
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Rose P., Huang Q., Ong C.N., Whiteman M.: Broccoli and watercress suppress matrix metalloproteinase-9 activity and invasiveness of human MDA-MB-231 breast cancer cells. Toxicol. Appl. Pharmacol., 2005; 209: 105-113
[PubMed]  

[77] Rudolf E., Andelova H., Cervinka M.: Activation of several concurrent proapoptic pathways by sulforaphane in human colon cancer cells SW620. Food Chem. Toxicol., 2009; 47: 2366-2373
[PubMed]  

[78] Seligson D.B., Horvath S., Shi T., Yu H., Tze S., Grunstein M., Kurdistani S.K.: Global histone modification patterns predict risk of prostate cancer recurrence. Nature, 2005; 435: 1262-1266
[PubMed]  

[79] Seow A., Shi C.Y., Chung F.L., Jiao D., Hankin J.H, Lee H.P, Coetzee G.A., Yu M.C.: Urinary total isothiocyanate (ITC) in a population-based sample of middle-aged and older Chinese in Singapore: relationship with dietary total ITC and glutathione S-transferase M1/T1/P1 genotypes. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev., 1998; 7: 775-781
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[80] Seow A., Vainio H., Yu M.C.: Effect of glutathione-stransferase polymorphisms on the cancer preventive potential of isothiocyanates: an epidemiological perspective. Mutat. Res., 2005; 592: 58-67
[PubMed]  

[81] Seow A., Yuan J.M., Sun C.L., Van Den Berg D., Lee H.P, Yu M.C: Dietary isothiocyanates, glutathione S-transferase polymorphisms and colorectal cancer risk in the Singapore Chinese Health Study. Carcinogenesis, 2002; 23: 2055-2061
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[82] Shapiro T.A., Fahey J.W., Wade K.L., Stephenson K.K., Talalay P.: Human metabolism and excretion of cancer chemoprotective glucosinolates and isothiocyanates of cruciferous vegetables. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev., 1998; 7: 1091-1100
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[83] Shen G., Xu C., Chen C., Hebbar V., Kong A.N.: p53-independent G1 cell cycle arrest of human colon carcinoma cells HT-29 by sulforaphane is associated with induction of p21^CIP1 and inhibition of expression of cyclin D1. Cancer Chemother. Pharmacol., 2006; 57: 317-327
[PubMed]  

[84] Singh A.V., Xiao D., Lew K.L., Dhir R., Singh S.V.: Sulforaphane induces caspase-mediated apoptosis in cultured PC-3 human prostate cancer cells and retards growth of PC-3 xenografts in vivo. Carcinogenesis, 2004; 25: 83-90
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[85] Singh S.V., Herman-Antosiewicz A., Singh A.V, Lew K.L., Srivastava S.K., Kamath R., Brown K.D., Zhang L., Baskaran R.: Sulforaphane-induced G2/M phase cell cycle arrest involves checkpoint kinase 2-mediated phosphorylation of cell division cycle 25C. J. Biol. Chem., 2004; 279: 25813-25822
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[86] Singh S.V., Srivastava S.K., Choi S., Lew K.L., Antosiewicz J., Xiao D., Zeng Y., Watkins S.C., Johnson C.S., Trump D.L., Lee Y.J., Xiao H., Herman-Antosiewicz A.: Sulforaphane-induced cell death in human prostate cancer cells is initiated by reactive oxygen species. J. Biol. Chem., 2005; 280: 19911-19924
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[87] Singletary K., MacDonald C.: Inhibition of benzo[a]pyrene and 1,6-dinitropyrene-DNA adduct formation in human mammary epithelial cells by dibenzoylmethane and sulforaphane. Cancer Lett., 2000; 155: 47-54
[PubMed]  

[88] Spitz M.R., Duphorne C.M., Detry M.A., Pillow P.C., Amos C.I., Lei L., de Andrade M., Gu X., Hong W.K., Wu X.: Dietary intake of isothiocyanates: evidence of a joint effect with glutathione S-transferase polymorphisms and lung cancer risk. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev., 2000; 9: 1017-1020
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[89] Svehlikova V., Wang S., Jakubikova J., Williamson G., Mithen R., Bao Y.: Interactions between sulforaphane and apigenin in the induction of UGT1A1 and GSTA1 in Caco-2 cells. Carcinogenesis, 2004; 25: 1629-1637
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[90] Thejass P., Kuttan G.: Antimetastatic activity of sulforaphane. Life Sci., 2006; 78: 3043-3050
[PubMed]  

[91] Thimmulappa R.K., Mai K.H., Srisuma S., Kensler T.W., Yamamoto M., Biswal S.: Identification of Nrf2-regulated genes induced by the chemopreventive agent sulforaphane by oligonucleotide microarray. Cancer Res., 2005; 62: 5196-5203
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[92] Wang L., Liu D., Ahmed T., Chung F.L., Conaway C., Chiao J.W.: Targeting cell cycle machinery as a molecular mechanism of sulforaphane in prostate cancer prevention. Int. J. Oncol., 2004; 24: 187-192
[PubMed]  

[93] Wang L.I., Giovannucci E.L., Hunter D., Neuberg D., Su L., Christiani D.C: Dietary intake of cruciferous vegetables, glutathione S-transferase (GST) polymorphisms and lung cancer risk in Caucasian population. Cancer Causes Control, 2004; 15: 977-985
[PubMed]  

[94] Wideł M.S., Wideł M.: Mechanizmy przerzutowania i molekularne markery progresji nowotworów złośliwych. I. Rak jelita grubego. Postępy Hig. Med. Dosw., 2006; 60: 453-470
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[95] Winiwarter S., Bonham N.M., Ax F., Hallberg A., Lennernas H., Karlen A.: Correlation of human jejunal permeability (in vivo) of drugs with experimentally and theoretically derived parameters. A multivariate data analysis approach. J. Med. Chem., 1998; 41: 4939-4949
[PubMed]  

[96] Woessner Jr. J.F.: Matrix metalloproteinases and their inhibitors in connective tissue remodeling. FASEB J., 1991; 5: 2145-2154
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[97] Xu C., Shen G., Yuan X., Kim J.H., Gopalkrishnan A., Keum Y.S.: ERK and JNK signaling pathways are involved in the regulation of activator protein 1 and cell death elicited by three isothiocyanates in human prostate cancer PC-3 cells. Carcinogenesis, 2006; 27: 437-445
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[98] Yang C.S., Smith T.J., Hong J.Y.: Cytochrome P-450 enzymes as targets for chemoprevention against chemical carcinogenesis and toxicity: opportunities and limitations. Cancer Res., 1994; 54: 1982s-1986s
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[99] Ye L., Dinkova-Kostova A.T., Wade K.L., Zhang Y., Shapiro T.A., Talalay P.: Quantitative determination of dithiocarbamates in human plasma, serum, erythrocytes and urine: pharmacokinetics of broccoli sprout isothiocyanates in humans. Clin. Chim. Acta, 2002; 316: 43-53
[PubMed]  

[100] Yeh C.T., Yen G.C.: Effect of sulforaphane on metallothionein expression and induction of apoptosis in human hepatoma HepG2 cells. Carcinogenesis, 2005; 26: 2138-2148
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[101] Zhang Y.: Cancer-preventive isothiocyanates: measurement of human exposure and mechanism of action. Mutation Res., 2004; 555: 173-190
[PubMed]  

[102] Zhang Y., Callaway E.C.: High cellular accumulation of sulphoraphane, a dietary anticarcinogen, is followed by rapid transporter-mediated export as a glutathione conjugate. Biochem. J., 2002; 364: 301-307
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[103] Zhang Y., Talalay P., Cho G.C., Posner G.H.: A major inducer of anticarcinogenic protective enzymes from broccoli: isolation and elucidation of structure. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1992; 89: 2399-2403
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[104] Zhu P., Martin E., Mengwasser J., Schlag P., Janssen K.P., Gottlicher M.: Induction of HDAC2 expression upon loss of APC in colorectal tumorigenesis. Cancer Cell, 2004; 5: 455-463
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text