Streszczenie

Lawinowo wzrastająca liczba ludzi otyłych i z cukrzycą typu 2, to jeden z najpoważniejszych problemów zdrowotnych współczesnego świata. Do niedawna uważano, że główną przyczyną tego zjawiska jest zmiana stylu życia i nawyków żywieniowych. Według ostatnich doniesień ważną rolę w „epidemii” otyłości i cukrzycy może odgrywać także mikroflora jelitowa. U osób cierpiących na te choroby zaobserwowano zmiany w jej składzie. Dodatkowo to, że mikroflora jelitowa może wpływać na masę ciała, wrażliwość na insulinę, czy też metabolizm cukrów i li­pidów doprowadziło do wysunięcia hipotezy, że zmiany w jej obrębie mogą się przyczyniać do patogenezy otyłości i cukrzycy. Lekami przeciwbakteryjnymi oraz pro- i prebiotykami próbuje się modyfikować florę jelit i w ten sposób wpływać na jej oddziaływanie z organizmem gospodarza. Uzyskane wyniki są bardzo obiecujące, skłaniają do dalszych analiz oraz wskazują mikroflorę jelitową jako potencjalny cel terapeutyczny w leczeniu otyłości i cukrzycy.

Słowa kluczowe:mikroflora jelitowa • otyłość • cukrzyca typu 2 • cukrzyca typu 1 • krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe • Bacteroidetes • Firmicutes • zwierzęta „germ-free” • probiotyki • prebiotyki

Summary

The rapidly increasing number of people with obesity and type 2 diabetes is one of the most serious problems of the contemporary world. Until recently, it was thought that the main cause of this phenomenon is the change of lifestyle and dietary habits. According to recent reports, the gut microbiota may also play an important role in the “epidemic” of obesity and diabetes. Changes in its composition have been observed in people suffering from these diseases. In addition, the fact that the intestinal microbiota may affect body weight, insulin sensitivity or sugar and lipid metabolism has led to the hypothesis that these changes may contribute to the pathogenesis of obesity and diabetes. Scientists, using antibacterial drugs, pro – and prebiotics, are trying to modify the intestinal flora and thus affect its interaction with the host. The results are very promising, lead to further analysis and indicate gut microbiota as a potential therapeutic target for obesity and diabetes treatment.

Key words:Gut microbiota • obesity • type 2 diabetes • type 1 diabetes • short chain fatty acids • Bacteroidetes • Firmicutes • “germ-free” animals • probiotics • prebiotics

Wykaz skrótów:

AMPK – kinaza białkowa aktywowana przez AMP; BMI – indeks masy ciała; BB-DP – szczurze mo­dele cukrzycy typu 1; cAMP – cykliczny AMP; FIAF – czynnnik tkankowy indukowany głodzeniem; FXR – receptor jądrowy FXR; GPCRs – receptory sprzężone z białkami G; HOMA-IR – test określający insulinooporność; ID % – procent identyczności; LPS – lipopolisacharyd; NLRs – receptory Nod­-podobne; PAMP – wzorce molekularne związane z patogenami; PRR – receptory rozpoznające wzorce; PYY – peptyd YY; SCFAs – krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe; T1D – cukrzyca typu 1; T2D – cukrzyca typu 2; TLRs – receptory Toll-podobne; VLDL – lipoproteina o bardzo małej gęstości.

Wstęp

Mikroflora jelitowa, ze względu na swą złożoność i różno­rodność, od lat stanowi obiekt zainteresowania wielu badaczy zajmujących się pozornie odległymi dziedzinami nauki. Ba­dania nad jej składem i funkcjami przeprowadzają zarówno dietetycy, jak i immunolodzy, epidemiolodzy, mikrobiolodzy oraz specjaliści analizujący ludzki metabolizm. Od dawna wiadomo, że mikroflora, dzięki rozkładowi węglowodanów złożonych, dostarcza organizmowi gospodarza wielu skład­ników odżywczych oraz uczestniczy w przemianach krótko­łańcuchowych kwasów tłuszczowych. Ponad pół wieku temu udowodniono też wpływ mikroflory na rozwijający się układ immunologiczny. Natomiast stosunkowo niedawno wyka­zano, że odpowiedź immunologiczna gospodarza związana jest ze składem jego mikroflory. Co więcej, w ostatnich la­tach zmiany w obrębie flory jelitowej wiąże się ze wzrostem zachorowań na różnego rodzaju alergie oraz choroby meta­boliczne, w tym otyłość i cukrzycę typu 2 [80].

Dokładniejsze poznanie roli mikroflory jelitowej i jej wpływu na organizm gospodarza było możliwe dzięki badaniom na zwierzętach nazywanych w języku angielskim „germ-free”. Zwierzęta te, dzięki sterylnym warunkom hodowli, są wolne od mikroflory towarzyszącej. Do istotnych cech tych mo­deli badawczych należą m.in.: duża podatność na infekcje, obniżona aktywność enzymów trawiennych, zmniejszone wytwarzanie cytokin, mała różnorodność immunoglobulin, mniejsza masa ciała niż u osobników hodowanych w pra­widłowych warunkach oraz – co bardzo interesujące – brak możliwości wywołania objawów otyłości za pomocą odpo­wiedniej diety [6,79].

Przewód pokarmowy ssaków, a zwłaszcza jego końcowy od­cinek, jest jednym z najgęściej upakowanych ekosystemów na świecie. Liczba bakterii w 1 g materiału pobranego z je­lita sięga ponad 10¹² organizmów. Zbiorowość ta wykazu­je tak ogromny potencjał metaboliczny, że może pod tym względem „rywalizować” z wątrobą, która jest najbardziej złożonym narządem ludzkiego ciała pod względem przepro­wadzanych przepro­wadzanych procesów. Ponadto mikroflora zawiera większy zbiór informacji genetycznej niż genom zasiedlanego przez siebie gospodarza [62]. Dokładna liczba gatunków bakterii zasiedlających ludzki przewód pokarmowy nie jest znana. Ich liczebność i rozmieszczenie uzależnione jest od wielu czynników, z których najważniejsze to: dostępność tlenu, pożywienia oraz pH. Dolna część przewodu pokarmowego jest zasiedlana przez większą liczbą mikroorganizmów niż górna i skolonizowana jest głównie przez bakterie beztleno­we, podczas gdy w górnym odcinku bytują głównie drobno­ustroje tlenowe. Strefą oddzielającą jest końcowy fragment jelita krętego [29] (ryc. 1).

Ryc. 1. Warunki fizjologiczne i rozmieszczenie flory bakteryjnej w jelitach (cfu – cell forming unit – jednostka tworząca kolonię, określa liczbę drobnoustrojów w danej objętości materiału)

Sposoby identyfikacji drobnoustrojów wchodzących w skład mikroflory jelitowej

Wiele ekosystemów, w tym także omawiany ekosystem jelit, stanowi wielką zagadkę. Dzieje się tak głównie dlatego, że większość zasiedlających go bakterii nie można wyhodować w laboratorium, używając tradycyjnych metod i dostępnych pożywek, gdyż nie poznano ich wymagań substratowych i środowiskowych. Problem ten został jednak częściowo roz­wiązany dzięki rozwijającym się metodom biologii moleku­larnej, metagenomiki oraz zwiększonej wydajności technik sekwencjonowania. Pozwoliły one poznać i wykazać wpływ mikroflory jelitowej na metabolizm gospodarza, a w efekcie na jego stan zdrowia [62].

Nowo poznane metody są efektywnie wykorzystywane do analizy genu 16S rRNA wielu mikroorganizmów. Gen ten, o wielkości około 1,5 kb, zawiera w swojej strukturze silnie konserwowane sekwencje, utrwalane w toku ewolu­cji, dzięki czemu służy do klasyfikacji mikroorganizmów i pozwala na udokumentowanie historii ich ewolucji oraz tworzenie drzew filogenetycznych [60]. Grupowania i se­gregowania poznanych filotypów (zarówno na poziomie szczepów jak i gatunków) dokonano na podstawie tzw. „podobieństwa sekwencji” (% ID) genów 16S rRNA. Jako wartość progową przy tego typu klasyfikacjach obiera się zwykle ID > 97% [87].

W celu identyfikacji i odpowiedniej klasyfikacji mikroorga­nizmów znajdujących się w jelicie tworzy się tzw. bibliote­ki klonów. Procedura pozwalająca na identyfikację bakterii końcowego odcinka przewodu pokarmowego rozpoczyna się od ekstrakcji genomowego DNA z próbek stolca i am­plifikacji genu 16S rRNA metodą PCR. Następnie gen ten wbudowywany jest do wektora plazmidowego, którym trans­formuje się kompetentne komórki bakterii, np. Escherichia coli. Po tym etapie następuje inkubacja i selekcja transfor­mantów oraz izolacja plazmidów. Na koniec wykonuje się sekwencjonowanie insertów plazmidowych, porównywanie uzyskanych sekwencji z już istniejącymi w bazach danych i ostatecznie tworzy się drzewa filogenetyczne [29].

Badania nad genem 16S rRNA, wykonane w ciągu ostatnich dziesięciu lat, stały się punktem zwrotnym w poznaniu róż­norodności bakteryjnej mikroflory znajdującej się w ludzkim przewodzie pokarmowym [33]. Zsekwencjonowanie genów 16S rRNA, uzyskanych po amplifikacji materiału genetycz­nego pobranego z próbek stolca i błony śluzowej końcowych odcinków jelita, wykazało znacznie większe niż dotychczas przypuszczano zróżnicowanie znajdujących się w jelitach mikroorganizmów [61].

Większość, czyli 94-98% wszystkich wyizolowanych drob­noustrojów należy do czterech grup bakterii: Firmicutes (64%), Bacteroidetes (23%), Proteobacteria (8%) i Actinobac­teria (3%). Pozostałe, choć nieliczne, stanowią bardzo zróż­nicowaną taksonomicznie zbiorowość [41]. W mikroflorze jelitowej dominują głównie bakterie, ale archeony, wirusy i eukaryota również są tam obecne [29,87].

Powstawanie mikroflory jelitowej

Jelito płodu jest sterylne, ale jego kolonizacja rozpoczyna się już w czasie porodu. Dzieje się tak na skutek kontaktu dziecka z florą bakteryjną pochwy matki, ze znajdującymi się w jej kale bakteriami oraz drobnoustrojami napotka­nymi w środowisku tuż po opuszczeniu organizmu matki. Kształtowanie się mikroflory kontynuowane jest w okresie postnatalnym i trwa, w zależności od organizmu, do około 12-24 miesiąca życia [38]. Na skład mikroflory jelitowej nie­mowląt może wpłynąć wiele czynników. Jednym z nich jest rodzaj porodu. W jelitach dzieci urodzonych przez tzw. po­ród naturalny, po kontakcie z florą bakteryjną pochwy matki, natychmiast pojawiają się bakterie z rodzaju Bifidobacterium i Lactobacillus. U dzieci urodzonych przez cesarskie cięcie, te same drobnoustroje pojawiają się w jelicie dopiero po upły­wie około 30 dni [70]. Innym czynnikiem kształtującym mi­kroflorę jelitową niemowląt jest dieta. Różnice dotyczą po­jawiania się określonych gatunków bakterii w zależności od karmienia dziecka naturalnym mlekiem matki bądź mlekiem syntetycznym. W przeprowadzonych badaniach, w których nie brano pod uwagę rodzaju porodu, a tylko rodzaj spo­żywanego mleka, wykazano, że u niemowląt karmionych mlekiem matki bakterie z rodzaju Bifidobacterium pojawiają się wcześniej niż u dzieci karmionych mlekiem syntetycz­nym. Produkty fermentacji, przeprowadzanej przez bakterie tej grupy (kwas octowy i mlekowy), chronią dziecko przed patogennymi szczepami E. coli oraz Clostridium perfringens [37]. Dodatkowym czynnikiem wpływającym na mikroflorę jelit w początkowym okresie życia jest okres ciąży, w którym dochodzi do porodu. W jelitach dzieci urodzonych przed planowanym terminem, czyli u tzw. wcześniaków, mikroflora jelitowa pojawia się później i może znacząco różnić się od flory dzieci urodzonych „w terminie” [69]. To w jaki sposób i przez jakie mikroorganizmy jelito niemowlęcia zostanie zasiedlone zależy także od wielu innych czynników, w tym poziomu higieny oraz przyjmowanych leków [70].

Na podstawie badań, w których analizowano skład i zmien­ność mikroflory w trakcie życia, stworzono profile mikrobio­logiczne flory jelitowej dla niemowląt i dorosłych. Mikroflo­ra noworodków składa się w większości z bakterii z rodzaju: Bifidobacterium, Staphylococcus, Streptococcus oraz rodziny En­terobacteriaceae. W skład flory jelit dorosłych, opisanej szerzej w kolejnym rozdziale, wchodzą głównie bakterie należące do dwóch typów: Bacteroidetes i Firmicutes. Obie mikroflory, dorosłych i dzieci, ograniczone są do kilku głównych grup bakterii, co oznacza, że cała mikroflora jelit ewoluowała do obecnego składu pod silną presją selekcyjną [56].

U bliźniąt dwujajowych obserwuje się bardzo duże podo­bieństwo w składzie mikroflory jelitowej tuż po porodzie oraz analogiczne jej zmiany w ciągu życia. Takie obserwacje sugerują, że mimo wielu czynników wpływających na flo­rę jelitową, głównymi elementami odpowiadającymi za jej skład mogą być czynniki genetyczne i środowiskowe [71]. Istotny wpływ genotypu na skład flory jelitowej potwierdza także inne badanie, przeprowadzone tym razem u bliźniąt jednojajowych i ich matek [88].

Wpływ różnych czynników na skład mikroflory jelitowej

Jednym z najistotniejszych czynników wpływających na skład mikroflory jelitowej jest dieta. Przeprowadzone ba­dania wykazują, że zmiana diety z nisko- na wysokotłusz­czową powodowała znaczące różnice ilościowe w składzie mikroflory. Obserwowano spadek liczebności bakterii na­leżących do typu Bacteroidetes przy jednoczesnym, znaczą­cym wzroście liczebności Firmicutes i Proteobacteria. Zmiany te były niezależne od występowania bądź braku objawów otyłości u badanych osób [46]. Podobne wyniki uzyskali naukowcy porównujący florę bakteryjną dzieci karmionych wysokoenergetyczną dietą zachodnią oraz dzieci z regionów afrykańskich. Mikroflora jelitowa dzieci pochodzących z le­żącego w Afryce Burkina Faso, w porównaniu z dziećmi kar­mionymi dietą zachodnią, zawierała znacznie więcej bakterii z typu Bacteroidetes oraz odpowiednio mniej bakterii nale­żących do Firmicutes. Jednocześnie, w próbkach kału dzieci z Afryki, stwierdzono obecność bakterii z rodzaju Prevotella i Xylanibacter – drobnoustrojów zdolnych do wytwarzania enzymów hydrolizujących celulozę i ksylan oraz większą zawartość krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych, bę­dących dodatkowym źródłem energii. Mikroflora jelitowa dzieci z Burkina Faso różniła się także między sobą u po­szczególnych badanych. Jest to spowodowane pochodzeniem badanych dzieci (regiony bogate i biedne). Na podstawie wyników tych badań stwierdzono, że różnice w składzie mikroflory są ściśle powiązane z dietą. Poszczególne drob­noustroje flory pojawiają się w niej w zależności od składu spożywanych pokarmów. Tłumaczy to także obecność Pre­votella i Xylanibacter w mikroflorze dzieci z regionów afry­kańskich, których dieta obfituje w składniki roślinne [25]. Opisaną wyżej zależność potwierdzają badania mikroflory jelitowej osób odżywiających się dietą wegetariańską. Wyka­zano u nich spadek liczebności oraz zmiany różnorodności bakterii z rodzaju Clostridium oraz wzrost liczebności Bac­teroidetes [59] (ryc. 2).

Ryc. 2. Wpływ różnych czynników na skład mikroflory jelitowej (na podstawie [2], za zgodą Wydawnictwa Future Medicine)

Okazuje się jednak, że nie wszyscy naukowcy otrzymali ta­kie same wyniki. Ley i wsp. wykazali identyczną zawartość Bacteroidetes i Firmicutes u osób otyłych odżywiających się wysokotłuszczową dietą oraz po zmianie diety na nisko­kaloryczną [57]. Pojawiły się również wyniki badań, któ­re sugerują, że nie ma żadnej korelacji między stosunkiem Bacteroidetes/Firmicutes a dietą i BMI [4]. Potwierdzenie istnienia tej zależności wciąż wymaga wielu badań i analiz uwzględniających wszystkie możliwe czynniki, wpływające na wiarygodność wyników [50].

Na skład mikroflory jelitowej poza dietą mają wpływ także: genotyp, wiek, płeć oraz warunki środowiskowe. Przebadano mikroflorę jelitową osób pochodzących z różnych regionów świata. Zaobserwowano różnice w składzie mikroflory mię­dzy mieszkańcami Europy Północnej i Południowej, któ­re polegały na większej zawartości bakterii z rodzaju Bifi­dobacterium u osób zamieszkujących Europę Południową [35]. Spore różnice wykazano także w składzie flory jelito­wej między Europejczykami i Afrykanami. W skład flory jelitowej osób zamieszkujących Europę wchodzi znacznie mniej Actinobacteria i Bacteroidetes oraz więcej Firmicutes i Proteobacteria [25]. Znaczna odrębność obserwowana jest także między profilami mikrobiologicznymi Chińczyków i Amerykanów [58] (ryc. 2).

Mikroflora jelitowa ulega zmianie wraz z wiekiem, o czym mogą świadczyć różnice pomiędzy składem flory jelitowej dzieci, osób dorosłych i w podeszłym wieku [9,13]. Jak opi­sano wcześniej, mikroflora jelitowa noworodków zdomi­nowana jest przez bakterie z rodzaju Bifidobacterium, ale w ciągu życia ulega ona dynamicznym zmianom, tworząc ostatecznie bardzo złożony ekosystem [71]. Między 3 a 52 tygodniem życia zmniejsza się liczebność populacji Staphylo­coccus, Lactobacillus, Bifidobacterium i Clostridium. Natomiast w mikroflorze jelit dzieci w wieku 3-12 lat wykazano wzrost liczebności populacji Bacteroides fragilis [90]. W przepro­wadzonych na szeroką skalę badaniach potwierdzono, że w ciągu pierwszych dwóch lat życia dochodzi do znaczących zmian w mikroflorze jelitowej, a między 2 a 18 rokiem życia jej skład nie ulega już większym wahaniom [34].

Porównanie flory jelitowej młodzieży i osób dorosłych wy­kazało zwiększoną zawartość Bifidobacterium i Clostridium w mikroflorze młodzieży [1]. U osób starszych obserwuje się zwiększoną liczebność bakterii z rodzaju Bacteroidetes, mniej­szą różnorodność drobnoustrojów w porównaniu z osoba­mi dorosłymi oraz obniżoną zawartość bakterii z rodzaju Bifidobacterium i Clostridium [97]. Jednak nowsze wyniki badań, nie potwierdzają spadku liczebności bakterii z ro­dzaju Clostridium, a wręcz przeciwnie wskazują na wzrost ich liczebności u osób starszych [23].

Funkcje mikroflory jelitowej i jej wpływ na metabolizm gospodarza

Mikroflora jelitowa spełnia istotne funkcje w organizmie gospodarza, związane zarówno z układem pokarmowym, jak i immunologicznym. Odpowiada też za prawidłowy przebieg i regulację wielu procesów metabolicznych. Jej obecność jest niezbędna, a upośledzenie funkcji może prowadzić do wielu znaczących nieprawidłowości oraz problemów w utrzymaniu homeostazy organizmu [80].

Jedną z wielu korzyści wynikających z obecności bakterii w przewodzie pokarmowym jest ochrona organizmu gospo­darza gospo­darza przed patogenami. Mikroflora jelit syntetyzuje wiele związków chemicznych służących do aktywnej obrony przed inwazją enteropatogenów. Dzięki tym swoistym substancjom niemożliwa jest kolonizacja jelit przez bakterie z rodzaju Clo­stridium, np. Clostridium difficile czy Clostridium cocleatum. Co ciekawe, zasiedlające jelita szczepy E. coli wytwarzają substancje stanowiące barierę przeciwko patogennym szcze­pom E. coli. Wchodzące w skład flory jelitowej bakterie z ro­dzaju Lactobacillus i Bifidobacterium wytwarzają substancje antybakteryjne (aktywne zarówno w warunkach in vitro jak i in vivo), które skierowane są przeciwko takim patogenom jak Listeria monocytogenes czy Salmonella Typhimurium [70].

Drobnoustroje bytujące w jelitach uczestniczą ponadto w rozkładzie obecnych w pożywieniu toksyn i kanceroge­nów, syntezie mikroelementów, metabolizmie leków oraz wchłanianiu elektrolitów i soli mineralnych [67].

Kolejną istotną rolą mikroflory jest jej wpływ na budowę końcowego odcinka przewodu pokarmowego. Na obsza­rach z dużą liczbą bakterii obserwuje się zwiększoną liczbę i długość kosmków jelitowych w porównaniu z regionami mniej licznie zasiedlonymi. Analogiczne różnice w budowie kosmków jelitowych wykazano także między zwierzętami hodowanymi w prawidłowych warunkach a zwierzętami „germ-free” [70]. Zależność ta potwierdza hipotezę o do­datnim wpływie mikroflory jelitowej na dojrzewanie i wy­mianę enterocytów. Enterocyty to komórki odpowiedzialne za wchłanianie substancji w obrębie jelita cienkiego. Zatem, im więcej drobnoustrojów na danym odcinku jelita tym in­tensywniejszy proces powstawania enterocytów i większe wchłanianie w tym obszarze [67].

Mikroflora ma także wpływ na funkcje motoryczne jelit. Potwierdzono eksperymentalnie, że rozprzestrzenianie się kompleksów odpowiedzialnych za motorykę jelit zachodzi zdecydowanie wolniej u zwierząt „germ-free” niż u „normal­nych” osobników. Jest to także ściśle powiązane z szybkością opróżniania żołądka i transportem wewnątrz jelit [7].

Wpływ mikroflory jelitowej na homeostazę energetyczną i magazynowanie tłuszczu w organizmie gospodarza

Związek między mikroflorą jelitową a funkcjonowaniem szlaków metabolicznych w organizmie człowieka jest sła­bo poznany. Wiele przesłanek pozwala jednak sądzić, że istnieje korelacja między mikroflorą jelitową a funkcjono­waniem szlaków metabolicznych i jest ona bardzo istotna w utrzymaniu homeostazy organizmu [16]. Badania ostat­nich lat sugerują, że zaburzeniom metabolicznym towa­rzyszą zmiany w mikroflorze jelitowej. Jednym z badań pozwalających na wysunięcie tej hipotezy było doświad­czenie przeprowadzone na opisanych szerzej w dalszym fragmencie pracy myszach ob/ob. Podawanie antybioty­ków tym zwierzętom – norfloksacyny i ampicyliny, spo­wodowało zmiany w składzie mikroflory jelitowej, a przy tym poprawę glikemii na czczo, tolerancji na glukozę oraz wrażliwości komórek na insulinę w porównaniu z grupą kontrolną, nietraktowaną antybiotykiem [65]. W innym badaniu myszom ob/ob podawano ampicylinę i neomycynę, po czym zaobserwowano ogólnoustrojowy spadek poziomu endotoksyn oraz czynników zapalnych we krwi badanych osobników [15].

Oddziaływania mikroflory jelitowej na homeostazę ener­getyczną organizmu gospodarza mogą zachodzić na wielu płaszczyznach i nazywane są często „hipotezą magazy­nowania” (the storage hypothesis) [13,17]. Po pierwsze, mikroflora jelitowa, dzięki syntezie i wydzielaniu wielu związków chemicznych, może wpływać na podwojenie gęstości naczyń włosowatych w nabłonku jelita cienkiego, co skutkuje zwiększonym wchłanianiem monosacharydów w tym odcinku przewodu pokarmowego [83]. Po drugie, mikroorganizmy bytujące w jelitach syntetyzują hydrola­zy glikozydowe – enzymy niezbędne do rozkładania zło­żonych, roślinnych polisacharydów wchodzących w skład spożywanych produktów. Organizm ludzki ma ograniczone możliwości jeśli chodzi o wytwarzanie enzymów tej gru­py [39]. Dzięki symbiozie człowieka i bakterii jelitowych możliwe jest pozyskiwanie energii ze związków, które nie są rozkładane przez enzymy trawienne, a które w wyniku fermentacji przeprowadzanej przez mikroflorę dostają się do krwiobiegu. Dziennie możemy w ten sposób dostar­czyć 80-200 kcal, czyli ~4-10% dziennego zapotrzebowa­nia osoby dorosłej [46]. Związkami pozyskiwanymi dzięki wspomnianej symbiozie są np. krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe – SCFAs (short chain fatty acids), do których należą m.in. octan, propionian i maślan, przy czym kwas octowy jest dominującym typem SCFAs [96]. Jednym ze SCFAs stanowiącym źródło energii dla organizmu jest kwas propionowy, który może być wykorzystywany w pro­cesie syntezy glukozy i lipidów [78] (ryc. 3).

Ryc. 3. Procesy fermentacyjne przeprowadzane przez mikroorganizmy wchodzące w skład mikroflory jelitowej (na podstawie [2], za zgodą Wydawnictwa Future Medicine)

Opisano wiele funkcji jakie pełnią krótkołańcuchowe kwa­sy tłuszczowe. Jedną z nich jest stymulowanie wydzielania peptydu YY – PYY (peptide YY) [28]. PYY jest hormonem, który zmniejsza motorykę jelit, spowalnia przechodzenie tre­ści pokarmowej w jelitach, a przez to zwiększa wchłanianie składników odżywczych. Jego działanie jest obecnie inten­sywnie badane, gdyż może wpływać na rozwój otyłości [45].

SCFAs pełnią też funkcję cząsteczek sygnałowych. Kwasy propionowy, octowy i masłowy są ligandami dla receptorów sprzężonych z białkami G: Gpr41 oraz Gpr43, należący­mi do grupy receptorów komórkowych GPCRs (G-pro­tein coupled receptors) [11]. Oba wymienione receptory są eksprymowane na komórkach nabłonka. Przeprowadzo­ne badania sugerują, że Gpr41 jest regulatorem równowagi energetycznej organizmu przez oddziaływanie z metaboli­tami wytwarzanymi przez mikroflorę. Gpr43 proponowany jest jako „molekularny łącznik” pomiędzy dietą, mikroflorą przewodu pokarmowego, odpornością oraz odpowiedzią zapalną [64]. Wykazano, że myszy pozbawione receptorów Gpr41 i Gpr43 są chudsze niż ich dzikie odpowiedniki [10].

Wpływ maślanu na regulację homeostazy energetycznej organizmu może się wiązać ze stymulacją wytwarzania leptyny w adipocytach i indukcją wydzielania GLP-1 przez komórki L jelita [68], a także nasileniem procesu termo­genezy, wzrostem utleniania kwasów tłuszczowych oraz aktywnością mitochondriów w obrębie mięśni i brunat­nej tkanki tłuszczowej [43]. Ponadto zauważono, że ma­ślan może wykazywać działanie przeciwzapalne, obniża­jąc uwalnianie cytokin i chemokin [68]. U otyłych myszy karmionych wysokotłuszczową dietą wzbogaconą o maślan zaobserwowano zahamowanie, a nawet cofnięcie się in­sulinooporności [43]. W innym badaniu zaobserwowano zaś, że spożywanie diety o niskiej zawartości węglowoda­nów skutkuje obniżonym stężeniem kwasu masłowego w próbkach kału oraz zmniejszeniem liczby bakterii, które go wytwarzają [31]. Na podstawie tych informacji można wysunąć hipotezę, że maślan korzystnie wpływa na meta­bolizm w stanach patologicznych, natomiast nie odgrywa większej roli w warunkach prawidłowych [50].

Mechanizmem, dzięki któremu mikroflora jelit może sprzy­jać magazynowaniu tłuszczu jest blokowanie ekspresji czyn­nika tkankowego indukowanego głodzeniem – FIAF (fa­sting-induced adipocyte factor). FIAF, znany także pod nazwą białka podobnego do angiopoetyny 4, hamuje dzia­łanie lipazy lipoproteinowej – LPL (lipoprotein lipase) – en­zymu odpowiedzialnego za magazynowanie energii w po­staci tłuszczu. Co więcej, FIAF ułatwia uwalnianie kwasów tłuszczowych ze związanych z lipoproteinami trójglicerydów. Zatem obniżona ekspresja FIAF prowadzi do zwiększenia aktywności LPL w komórkach tłuszczowych i nasilenia pro­cesu magazynowania energii w postaci tłuszczu [6] (ryc. 4).

Ryc. 4. Wpływ mikroflory jelitowej na magazynowanie energii w organizmie (na podstawie [17], za zgodą Wydawnictwa Elsevier); ^ – wzrost ilości związku/intensywności procesu; ˇ – spadek ilości związku/intensywności procesu. AMPK – kinaza białkowa zależna od AMP; SCFA – krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe; FIAF – czynnik tkankowy indukowany głodzeniem; LPL – lipaza lipoproteinowa; GPR41/GPR43 – receptory sprzężone z białkami G

Mikroflora jelitowa może również wpływać na metabolizm lipidów gospodarza, hamując aktywność kinazy białkowej aktywowanej przez AMP – AMPK (adenosine monopho­sphate activated protein kinase) [5] (ryc. 4). AMPK jest enzymem występującym u wszystkich organizmów eukario­tycznych, który kontroluje status energetyczny na poziomie komórkowym [48]. Myszy „germ-free”, mimo karmienia dietą zachodnią, zawierającą duże ilości cukrów i tłuszczów, bronią się przed otyłością. Taki stan możliwy jest dzięki du­żej aktywności ufosforylowanej postaci AMPK w wątrobie i mięśniach szkieletowych tych zwierząt, a więc wysokiej wydajności utleniania kwasów tłuszczowych w obu tych organach [5]. Aktywna AMPK fosforyluje karboksylazę acetylo-CoA, co prowadzi do spadku stężenia malonylo­-CoA. Związek ten hamuje palmitoilotransferazę karnityno­wą – enzym związany z przenoszeniem długołańcuchowych kwasów tłuszczowych do mitochondriów. Skutkiem tego jest aktywacja procesu utleniania kwasów tłuszczowych [68].

Poza opisanymi wyżej zależnościami między mikroflorą je­litową a magazynowaniem tłuszczu (ryc. 4), należy wspo­mnieć także o kwasach żółciowych, których metabolizm potencjalnie powiązany jest z mikroflorą jelitową. Kwasy żółciowe syntetyzowane są w wątrobie i magazynowane w woreczku żółciowym. Ich główną funkcją jest ułatwianie trawienia tłuszczy oraz wchłaniania witamin rozpuszczal­nych w tłuszczach [68]. Przez długi czas uważano, że są one jedynie związkami uczestniczącymi w metabolizmie lipidów. W ciągu ostatnich dziesięciu lat pojawiło się jednak przy­puszczenie, że mogą pełnić rolę cząsteczek sygnałowych, regulujących aktywność kilku szlaków metabolicznych [54]. Ponadto okazało się, że mikroflora jelitowa wpływa na synte­zę kwasów żółciowych i ich przemiany w organizmie. Inte­resujące jest to, że u myszy „germ-free” obserwuje się zmiany w proporcji kwasów żółciowych w porównaniu z osobnika­mi hodowanymi w „normalnych”, niesterylnych warunkach [85]. Kwasy żółciowe mogą aktywować szlaki sygnałowe zarówno poprzez receptory jądrowe, jak i opisane wcześniej GPCRs, czyli receptory znajdujące się na powierzchni ko­mórki. FXR (farnesoid X receptor) był pierwszym ziden­tyfikowanym receptorem jądrowym, aktywowanym przez kwasy żółciowe. We krwi myszy pozbawionych tego re­ceptora (FXR^-/-) obserwuje się podwyższone stężenia trój­glicerydów i glukozy. Wskazuje to, że może on brać udział w szlakach metabolizmu glukozy i lipidów [54,85]. Innym receptorem aktywowanym przez kwasy żółciowe jest TGR5. Jest on receptorem błonowym, eksprymowanym głównie w brunatnej tkance tłuszczowej i jelicie cienkim [86]. Prze­kazywanie sygnału poprzez TGR5 powoduje zwiększenie poziomu cAMP, a to z kolei prowadzi do wzmożonego zu­życia energii w obrębie brunatnej tkanki tłuszczowej, a więc może zapobiegać powstawaniu insulinooporności i otyłości. Inną funkcją tego receptora jest aktywacja enzymu prze­kształcającego tyrozynę w trójjodotyroninę. Sugeruje się, że przez takie oddziaływanie receptor ten może zwiększać tempo przemiany materii i w pozytywny sposób wpływać na gospodarkę energetyczną organizmu [8,94].

Zmiany w mikroflorze jelitowej towarzyszące otyłości

Według Światowej Organizacji Zdrowia (WHO) w 2005 roku na świecie było 400 mln osób otyłych, a 1,6 mld mia­ło nadwagę. Prognozy na 2015 rok przewidują, że liczba osób otyłych powyżej 15 roku życia wzrośnie do około 700 mln, czyli prawie dwa razy więcej niż przed dziesięcioma laty. Wzrośnie także liczba osób z nadwagą do około 2,3 mld [22]. Otyłość powiązana jest z wieloma schorzeniami, których wzrost częstości występowania także jest znaczący. Zalicza się do nich: wszelkiego rodzaju stany zapalne, in­sulinooporność, cukrzycę typu 2, stłuszczeniowe zapalenie wątroby [74] oraz nadciśnienie, choroby układu sercowo­-naczyniowego i nowotwory [44].

Rozpoczęcie badań nad wpływem mikroflory jelitowej na patogenezę otyłości związane było z przełomowym ekspery­mentem, który polegał na przeniesieniu ludzkiej mikroflory jelitowej do jelit myszy „germ-free”. Skolonizowane ludzką mikroflorą zwierzęta były stabilne pod kątem zmian jakie zaszły w ich organizmie, przekazywały nabytą cechę po­tomstwu i dodatkowo zwiększały jej różnorodność. W kolej­nych etapach eksperymentu analizowano różnice w składzie mikroflory jelitowej w zależności od diety. Okazało się, że wprowadzenie myszom diety wysokotłuszczowej powoduje zmiany w obrębie ich flory w ciągu jednego dnia. Zmianie ulega także aktywność wielu szlaków metabolicznych prze­prowadzanych przez zasiedlające jelito drobnoustroje, co su­geruje, że mogła nastąpić także zmiana w ekspresji ich genów. Badania te wykazały następnie możliwość wywołania otyłości na skutek przeniesienia mikroflory otyłych ludzi do jelit zdro­wych zwierząt [89]. Po scharakteryzowaniu drobnoustrojów bytujących w końcowym fragmencie przewodu pokarmowe­go, przeprowadzono wiele kompleksowych analiz. Badania tego typu zależności przeprowadza się głównie na zwierzę­tach, ponieważ pozwala to na uniknięcie kłopotliwych różnic w diecie, środowisku i genotypie, które ewentualnie mogłyby utrudnić interpretację wyników. W jednym z eksperymentów badacze porównali zmodyfikowane genetycznie, pozbawione leptyny, otyłe myszy (ob/ob) i myszy chude (ob/+ i +/+) [87]. Jako element różnicujący wybrano leptynę, ponieważ jest ona czynnikiem regulującym łaknienie [36]. Wykazano, że drobnoustroje bytujące w jelitach myszy ob/ob mają enzymy, dzięki którym możliwy jest rozkład niestrawialnych w inny sposób polisacharydów, będących częścią pożywienia. Analiza stolców otyłych osobników wykazała ponadto większą ilość końcowych produktów fermentacji, takich jak kwas octowy i masłowy oraz mniejszą zawartość kalorii. Uzyskane wyniki skłoniły badaczy do przypuszczenia, że mikroflora jelitowa u osobników otyłych może ułatwiać pozyskiwanie dodatko­wych kalorii z trawionego pożywienia. Dalsze badania miały na celu sprawdzenie, czy flora jelitowa ma wpływ na masę ciała. W tym celu przeniesiono drobnoustroje z jelit otyłych myszy ob/ob do jelit myszy „germ-free”. Po dwóch tygodniach od kolonizacji jelit myszy „germ-free” zaobserwowano, że pozyskiwały one więcej kalorii z pożywienia i wykazywały znacznie większy przyrost tkanki tłuszczowej niż myszy, które otrzymały bakterie od szczupłych, zdrowych osobni­ków (odpowiednio: 47±8,3% i 27±3,6%). Uzyskane wyniki sugerują, że ilość pozyskiwanych kalorii z trawionego po­żywienia może zależeć od składu mikroflory jelitowej, a to z kolei może potwierdzać udział flory jelitowej w patoge­nezie otyłości [87].

Dodatkowo zauważono, że u myszy, które są podatne na wy­stąpienie insulinooporności oraz stłuszczeniowego zapalenia wątroby, jednego z najczęstszych powikłań występujących u osób otyłych, obserwuje się nieprawidłowy poziom me­tabolitów związanych z przemianami fosfatydylocholiny we krwi i w moczu. Karmienie myszy dietą wysokotłuszczową powoduje, że ich mikroflora zaczyna przekształcać pocho­dzącą z pożywienia cholinę w hepatotoksyczne metyloaminy. Cholina jest niezbędna do wydzielania lipoproteiny o bar­dzo małej gęstości – VLDL (very low density lipoprotein). VLDL syntetyzowana jest w wątrobie, a jej główną funkcją jest transport lipidów z wątroby do komórek tłuszczowych – adipocytów. Zmniejszając biodostępność choliny mikro­flora jelitowa może uczestniczyć w patogenezie insulino­oporności oraz stłuszczeniowego zapalenia wątroby. Może także inicjować peroksydację lipidów w obrębie organizmu gospodarza [30].

Różnice w składzie mikroflory jelitowej u szczupłych i otyłych osobników

Analizy genu 16S rRNA mikroorganizmów wchodzą­cych w skład flory jelitowej zdrowych myszy oraz osobni­ków otyłych wykazały różnice w składzie ich mikroflory. W większości badań, analogicznie do wyników badań nad dietą i jej wpływem na mikroflorę jelitową, w mikroflorze otyłych myszy zauważono prawie 50% spadek liczebno­ści bakterii należących do typu Bacteroidetes oraz propor­cjonalny wzrost liczebności bakterii typu Firmicutes [55]. Wyniki uzyskane na zwierzętach zainspirowały badaczy do przeprowadzenia podobnych analiz na mikroflorze je­litowej ludzi. Część wyników obrazuje analogiczne różnice, czyli spadek liczebności Bacteroidetes i wzrost liczebności Firmicutes w obrębie flory jelitowej osób otyłych. Taki ob­raz uzyskali m.in. Ley i wsp., którzy przebadali 15 otyłych osób [57]. W innym badaniu, tym razem obejmującym gru­pę 154 otyłych ochotników, wykazano spadek liczebności Bacteroidetes oraz wzrost liczebności Actinobacteria [89]. Co więcej, na skutek operacji bariatrycznej (RYGB – zespo­lenie omijające żołądkowo-jelitowe z pętlą Roux-en-Y), prowadzącej do spadku masy ciała u osób otyłych, badacze zaobserwowali u nich wzrost liczebności Bacteroidetes. Im wyższy był stosunek Bacteroidetes do Prevotella, tym więk­szy był spadek masy tkanki tłuszczowej i poziomu leptyny we krwi. Obserwowane zmiany w mikroflorze jelitowej po RYGB mogą być powiązane z pooperacyjną zmianą pH w obrębie fragmentów przewodu pokarmowego, a jak opisano wcześniej, poziom pH jest bardzo istotnym czyn­nikiem wpływającym na liczebność i rozmieszenie bakte­rii [24,57]. Pojawiają się też wyniki badań, w których nie zaobserwowano spadku liczebności Bacteroidetes w obrębie mikroflory jelitowej osób otyłych [32,78].

Murphy i wsp. doszukiwali się przyczyn tak istotnych różnic w wynikach. W przeprowadzonych przez nich badaniach na myszach, zaobserwowali, że różnice te mogą być powią­zane m.in. z wiekiem osobników, u których przeprowadza się badania. Według nich nie ma wyraźnej korelacji między składem mikroflory jelitowej a liczbą spożywanych kalorii. Obserwowane przez niektórych badaczy różnice między florą jelitową otyłych i szczupłych osobników są bardziej złożone niż dotychczas uważano [66] i sugerują istnienie wielu innych czynników przyczyniających się do patogenezy otyłości, które jednocześnie wpływają na skład mikroflory jelitowej i utrudniają prawidłową interpretację wyników [44].

Inną różnicą obserwowaną w mikroflorze otyłych osobników jest wzrost liczby bakterii metanogennych, które usuwając szkodliwy nadmiar H₂ ze środowiska, usprawniają procesy fermentacyjne przeprowadzane przez bakterie [87] (ryc. 3). Badania nad Methanobrevibacter smithii – głównym przed­stawicielem archeonów bytujących w jelicie, wykazały wpływ tego drobnoustroju na usprawnienie procesów fermentacji polisacharydów przeprowadzanych przez bakterie. Wzrost pozyskiwania energii z pożywienia z udziałem bakterii me­tanogennych może być czynnikiem przyczyniającym się do rozwoju otyłości [76].

Mikroflora jelitowa a cukrzyca typu 2

Przeprowadza się wiele analiz dotyczących korelacji między składem mikroflory jelitowej a występowaniem cukrzycy typu 2 – T2D (type 2 diabetes). T2D jest chorobą, w której obserwuje się przewlekłą hiperglikemię spowodowaną insu­linoopornością tkanek obwodowych i/lub niewystarczającym wytwarzaniem insuliny przez komórki ß trzustki. Uważa się, że zarówno insulinooporność jak i dysfunkcja komórek wytwarzających insulinę powstają w wyniku współdziałania wielu czynników środowiskowych i genetycznych. Obserwo­wany w ciągu ostatnich dziesięcioleci wzrost zachorowań na cukrzycę typu 2 jest wiązany z wieloma elementami współ­czesnego stylu życia [82].

Wykonano badanie, w którym wzięło udział 30 osób oty­łych, wśród których było siedmioro cierpiących na T2D. U chorych na cukrzycę wykazano znaczne zredukowanie li­czebności Faecalibacterium prausnitzii – bakterii prawidłowo występujących w mikroflorze jelit, należących do typu Fir­micutes. Badana grupa była zakwalifikowana do operacyjnego leczenia otyłości i po wykonaniu zabiegu, u chorych na T2D liczebność F. praustnitzii wzrosła, choć nadal była mniejsza niż u pozostałych badanych. Po operacji zaobserwowano tak­że obniżone stężenia glukozy, insuliny i glikowanej hemoglo­biny we krwi badanych oraz mniejszą oporność komórek na insulinę, szacowaną na podstawie wyniku testu HOMA-IR (homeostasis model assessment of insulin resistance). Takie pozytywne wyniki pozwoliły chorym na odstawienie leków przeciwcukrzycowych. Dodatkowo wzrostowi liczebności F. praustnitzii towarzyszył spadek markerów stanu zapalnego, tj. białka CRP i IL-6 [42].

Larsen i wsp. przeprowadzili badanie, w którym wzięło udział 36 kobiet, wśród których 18 cierpiało na cukrzycę typu 2. Kobiety te były w wieku 31-72 lat, a ich BMI wahało się między 23 a 48, czyli były wśród nich zarówno kobiety o prawidłowej masie ciała jak i otyłe. Badacze zaobserwowa­li zmieniony profil mikroflory jelitowej u chorych na T2D w porównaniu z pozostałymi badanymi. W jelitach pacjentek cierpiących na cukrzycę typu 2 wykazali spadek liczebności Firmicutes i Clostridia. Dodatkowo zauważono, że stosunek Bacteroidetes do Firmicutes jest pozytywnie skorelowany ze stężeniem glukozy w osoczu krwi. Stosunek ten nie wykazuje jednak korelacji ze wskaźnikiem masy ciała – BMI. Biorąc pod uwagę, że cukrzyca i upośledzona tolerancja na gluko­zę często współwystępują z otyłością wyniki te wydają się zastanawiające i wymagają dalszych analiz [51].

Stosunek Bacteroidetes do Firmicutes, czyli bakterii Gram­-ujemnych do Gram-dodatnich, u osób, które cierpią jedno­cześnie na otyłość i cukrzycę typu 2 nie jest w pełni jedno­znaczny, ale wykazano dodatni związek między zawartością LPS – lipopolisacharydu (lipopolysaccharide) w osoczu krwi myszy, a przyrostem masy ciała, akumulacją trójglicerydów, insulinoopornością oraz cukrzycą typu 2. LPS jest wyso­ce prozapalnym elementem ściany komórkowej bakterii Gram-ujemnych, wchodzących w skład mikroflory jelitowej i może brać udział w rozwoju stanu zapalnego, towarzyszą­cego cukrzycy typu 2. Dożylne podawanie lipopolisachary­du myszom wywołuje u nich insulinooporność oraz otyłość [14]. Potwierdzeniem wyników badań na zwierzętach, były analizy poziomu LPS w osoczu ludzi zdrowych i cierpiących na T2D. Analogicznie wykazano wyższy poziom lipopoli­sacharydu u chorych na cukrzycę niż u osób zdrowych. Ist­nienie tej korelacji może sugerować, że LPS bierze udział w patogenezie cukrzycy typu 2 [24]. Traktowanie szczurów polimyksyną B – antybiotykiem, którego działanie skupia się na bakteriach Gram-ujemnych, powoduje spadek zawarto­ści LPS w osoczu krwi, zmniejsza częstość występowania stłuszczeniowego zapalenia wątroby oraz innych wyżej wy­mienionych schorzeń [72].

Związek między mikroflorą jelitową a cukrzycą typu 1

Cukrzyca typu 1 – T1D (type 1 diabetes) jest chorobą, w przebiegu której dochodzi do uszkodzenia odpowiada­jących za wytwarzanie insuliny komórek ß trzustki. T1D może mieć podłoże genetyczne lub wystąpić np. jako powi­kłanie po infekcji wirusowej czy też być skutkiem przyjmo­wania niektórych leków. Częstość występowania cukrzycy typu 1 wśród dzieci i młodzieży krajów zachodnich, po­dobnie jak w przypadku T2D, znacząco wzrosła w ostat­nich dziesięcioleciach. Naukowcy, doszukując się przyczyn tego zjawiska, jako jeden z kierunków badań obrali mikro­florę jelitową. Zauważono jej zmieniony skład u chorych na cukrzycę typu 1 w porównaniu z mikroflorą zdrowych badanych. Interesujące jest to, że zmiany te można wykryć długo przed pojawieniem się klinicznych objawów choro­by. Przeprowadzono badania, które sugerują, że mikroflo­ra jelitowa i jej interakcje z układem odpornościowym są ważnymi czynnikami wpływającymi na predyspozycje do występowania cukrzycy typu 1. Naukowcy testowali udział TLRs (Toll-like receptors), białka MyD88 oraz mikroflo­ry jelitowej w mysim modelu T1D (non-obese diabetic).

U myszy tych komórki β trzustki wytwarzające insulinę są atakowane i niszczone przez aktywowane komórki ukła­du immunologicznego. TLRs są głównymi składnikami wrodzonego układu odpornościowego, które wykrywają infekcje bakteryjne i inicjują przeciwbakteryjną odpowiedź immunologiczną, a białko MyD88 wykorzystywane jest przez TLRs podczas odpowiedzi immunologicznej orga­nizmu. Wykazano, że w mysim modelu T1D pozbawionym białka MyD88 nie dochodzi do rozwoju cukrzycy typu 1. Jest to związane najprawdopodobniej z mikroflorą jelitową, bo jeżeli myszy te będą wolne od mikroflory towarzyszą­cej („germ-free”) i także pozbawimy je białka MyD88, to zaobserwujemy objawy T1D. Co ciekawe, po skolonizo­waniu jelit tych myszy kilkoma grupami bakterii wcho­dzących w skład ludzkiej mikroflory jelitowej dochodzi do stłumienia objawów cukrzycy typu 1. Wykazano ponadto, że pozbawienie białka MyD88 zmienia skład mikroflory jelitowej. Przeniesienie mikroflory z jelit mysiego modelu T1D pozbawionego MyD88 (niezapadających na T1D) do takich samych myszy, ale „germ-free”, czyli chorujących na cukrzycę, powoduje u nich osłabienie objawów T1D. Wszystkie te wyniki wskazują, że interakcje mikroflory jelitowej ze składnikami wrodzonego układu odporno­ściowego mogą być głównym czynnikiem wpływającym na predyspozycje do rozwoju cukrzycy typu 1 [95].

Wpływ mikroflory jelitowej na układ immunologiczny

Biorąc pod uwagę powierzchnię wchłaniania jelita cienkie­go, która wynosi około 100 m², narażenie układu pokarmo­wego na antygeny środowiskowe i czynniki patogenne jest bardzo duże. Prawidłowa mikroflora przewodu pokarmo­wego, jak wspomniano wcześniej, jest jedną z ważniejszych barier chroniących przed zakażeniem mikroorganizmami patogennymi. Ponadto nasz organizm wykształcił wiele nieswoistych i swoistych mechanizmów broniących błony śluzowe układu pokarmowego przed zagrożeniem z ze­wnątrz. Najbardziej charakterystyczne cząsteczki drobno­ustrojów, selektywnie rozpoznawane przez komórki odpo­wiedzi nieswoistej, określane są jako wzorce molekularne związane z patogenami – PAMP (patogen associated mo­lecular patterns). Receptory dla cząsteczek PAMP nazywa­ne są receptorami rozpoznającymi wzorce – PRR (pattern recognition receptors). Wyróżnia się dwie główne grupy PRRs: cytoplazmatyczne NLRs (Nod-like receptors) oraz wspomniane we wcześniejszym rozdziale, błonowe recep­tory TLRs (Toll-like receptors). Poziom LPS, będącego przykładem PAMP, jest stale monitorowany z udziałem TLR4 [46]. U szczurów podatnych na wystąpienie otyło­ści obserwowano zwiększoną przepuszczalność jelit oraz podwyższony poziom LPS we krwi [26]. Zwiększoną prze­puszczalność jelit stwierdzono też u myszy karmionych dietą wysokotłuszczową [15]. Reasumując, podwyższony poziom PAMP i aktywacja PRRs prowadzą do indukcji stanu zapalnego, a to z kolei wiąże się z rozwojem zaburzeń metabolicznych, takich jak oporność tkanek na insulinę czy choroby układu sercowo-naczyniowego [46].

Hipotezę o związku między układem immunologicznym, mikroflorą jelitową a insulinoopornością potwierdzają badania przeprowadzone u myszy pozbawionych TLR5. Okazuje się, że zmiana różnorodności w obrębie mikro­flory jelitowej tych osobników powiązana jest ze spadkiem wrażliwości komórek ich organizmu na insulinę, hiperin­sulinemią oraz otyłością, a w efekcie wystąpieniem zespołu metabolicznego. Przeniesienie mikroflory jelitowej myszy pozbawionych TLR5 do myszy „germ-free” także skut­kowało powstawaniem nieprawidłowości metabolicznych u tych osobników. Co ciekawe, jeśli w 3 tygodniu życia myszom pozbawionym TLR5 ograniczono przyjmowanie kalorii to restrykcje te zapobiegały rozwojowi otyłości, ale nie miały wpływu na rozwój insulinooporności [92].

Zmiany w ekosystemie jelit jako element terapii

Najlepszą, niechirurgiczną i niefarmakologiczną meto­dą leczenia otyłości i zapobiegania cukrzycy typu 2 jest wprowadzenie trwałych zmian w diecie oraz zwiększenie aktywności fizycznej, w celu zniwelowania dodatniego bi­lansu energetycznego w organizmie. Mimo że dokładna rola mikroorganizmów wchodzących w skład mikroflory jelitowej nie jest całkowicie poznana, to zgromadzone do­tychczas wyniki pozwalają na rozpoczęcie badań mających na celu wprowadzanie zmian w obrębie ekosystemu jelit i wykorzystaniu ich jako elementu terapii [73]. Stosowanie leków przeciwbakteryjnych, prebiotyków i probiotyków może skutkować zmianami w składzie mikroflory jelito­wej i przynajmniej częściowo pozwolić na zapobieganie lub leczenie chorób metabolicznych [29].

Leki przeciwbakteryjne

Wykazano, że leczenie przeciwbakteryjne zmniejsza zacho­rowalność i opóźnia wystąpienie cukrzycy typu 1. Brugman i wsp. przeprowadzili badanie na szczurzych modelach T1D – BB-DP (Bio-breeding diabetes prone). W pierw­szym etapie doświadczenia badacze przeanalizowali skład mikroflory jelitowej szczurów na długo przed wystąpieniem klinicznych objawów cukrzycy typu 1. Zaobserwowano różnice w składzie mikroflory jelitowej między szczurami, które finalnie zachorowały na cukrzycę typu 1 oraz tymi, u których nie doszło do rozwoju choroby. Mikroflora je­litowa szczurów, które nie zachorowały na T1D charak­teryzowała się obniżoną zawartością bakterii należących Bacteroidetes. Następnie badacze analizowali wpływ anty­biotykoterapii na częstość występowania cukrzycy typu 1. Podawanie antybiotyków szczurom BB-DP prowadziło do zmian w ich mikroflorze jelitowej oraz zmniejszało częstość występowania T1D lub opóźniało pojawienie się jej objawów. Uzyskane wyniki sugerują, że mikroflora je­litowa może brać udział w patogenezie cukrzycy typu 1. Co więcej, czynniki, które mogą modyfikować skład flory jelit, np. analizowane antybiotyki, mogą się stać elemen­tem interwencji terapeutycznej [12]. Także w przypadku cukrzycy typu 2 (myszy ob/ob) podawanie antybiotyków (norfloksacyny i ampicyliny) prowadziło do znacznej po­prawy tolerancji glukozy. U zwierząt tych obserwowano: obniżony poziom trójglicerydów w wątrobie oraz LPS we krwi, a także zwiększoną ilość glikogenu w wątrobie oraz adiponektyny we krwi [65].

Prebiotyki

Prebiotyki to nieulegające trawieniu związki chemiczne, głównie oligosacharydy, które są pokarmem bakterii za­siedlających jelita. Przyspieszają one wzrost pożytecznych grup organizmów komensalnych, takich jak np. Bifido­bacterium i Lactobacillus. Fruktooligosacharydy, do któ­rych zalicza się m.in. inulina i oligofruktoza, nie mogą ulec strawieniu w górnym odcinku przewodu pokarmo­wego, ale mogą być metabolizowane przez pewne grupy drobnoustrojów wchodzących w skład mikroflory jelitowej. Związki te uczestniczą w modulacji wzrostu innych po­żytecznych drobnoustrojów bytujących w jelicie grubym. Fruktooligosacharydy pełnią zatem rolę prebiotyków [75]. Przeprowadzono badania pod kątem wpływu oligofrukto­zy na ilość uzyskiwanej energii z pożywienia oraz przyrost masy ciała i tkanki tłuszczowej. Badania prowadzono na dwóch grupach szczurów, jedne z nich żywiono standar­dową dietą, o średniej zawartości tłuszczu [19] zaś drugie dietą wysokotłuszczową [21]. Wykazano, że dodanie oligo­fruktozy zwiększa poziom wydzielanej insuliny, obniża stę­żenie glukozy we krwi, zmniejsza ilość uzyskiwanej energii z pożywienia oraz ogranicza przyrost masy ciała i tkanki tłuszczowej u obu badanych grup. Należy zaznaczyć, że było to osiągane dzięki zwiększonemu stężeniu inkretyn – hormonów jelitowych, które wpływają na poposiłkowe wydzielanie insuliny przez komórki ß wysp trzustkowych, a więc w sposób pośredni biorą udział w regulacji łaknienia i masy ciała [27,93].

W innym badaniu wykazano także, że u otrzymujących oligofrukozę myszy, żywionych wysokotłuszczową dietą, występuje dodatnia korelacja między kolonizacją Bifidobac­terium a lepszą tolerancją glukozy, wydzielaniem insuliny pod wpływem zwiększonego stężenia glukozy oraz norma­lizacja stężenia czynników prozapalnych [20].

Kolejne dowody wpływu prebiotyków na redukcję wchła­niania tłuszczu przyniosły badania z udziałem ludzi. Ochotnicy biorący udział w badaniu byli podzieleni na dwie grupy. Jedna dostawała pokarm o wysokiej zawartości tłuszczu, a druga żywiona była beztłuszczowym pożywie­niem z dodatkiem inuliny, błonnika pozyskanego z pestek łubinu oraz nieulegającej trawieniu skrobi. Zaobserwowa­no redukcję wchłaniania tłuszczu u osób, które spożywały pokarm z dodatkiem prebiotyków [3]. W innym badaniu z udziałem 10 zdrowych ochotników o prawidłowej masie ciała, czternastodniowe przyjmowanie oligofruktozy spo­wodowało przyspieszone występowanie uczucia sytości po śniadaniu i kolacji oraz znacząco osłabiło uczucie głodu. Wydłużyło także czas między posiłkami, co doprowadziło do zmniejszenia przyjmowanej dziennej porcji energii o 5% w stosunku do badanej grupy kontrolnej [18].

Takie obserwacje wydają się przeczyć wynikom innych ba­dań sugerujących, że nieulegające trawieniu polisacharydy mogą w pewien sposób odpowiadać za przyrost masy ciała u badanych myszy przez zwiększone pozyskiwanie kalorii z trawionego pożywienia [87]. Te różnice mogą jednak wynikać z wielu czynników. Jednym z nich jest swoisty osobniczo skład mikroflory jelitowej, która do tej pory została zidentyfikowana jedynie w części [49].

Opisane wyżej zależności i obserwacje wydają się suge­rować ważną rolę suplementacji prebiotykami i stanowią podstawę do dalszych badań nad zastosowaniem tych związków do modyfikacji mikroflory jelitowej, a w efek­cie pomoc w leczeniu osób otyłych, z nadwagą oraz cu­krzycą typu 2 [29].

Probiotyki

Probiotyki to niepatogenne mikroorganizmy, które po spożyciu przynoszą korzyści zdrowotne organizmo­wi gospodarza [77]. W ostatnich latach stały się one obiektem ogromnego zainteresowania wielu badaczy z powodu zaskakująco pozytywnych wyników nad ich zastosowaniem w leczeniu biegunek oraz innych sta­nów chorobowych [40].

Podjęto także wiele badań prowadzących do wykorzysta­nia probiotyków w leczeniu otyłości. Na myszach z oty­łością indukowaną dietą przebadano działanie Lacto­bacillus rhamnosus, bakterii bytującej w jelicie ludzkim i wytwarzającej kwas linolowy. Zaobserwowano pozytyw­ny wpływ wytwarzanego przez L. rhamnosus kwasu lino­lowego na redukcję tkanki tłuszczowej. Po 8 tygodniach doustnego stosowania probiotyku zawierającego L. rham­nosus, zaobserwowano redukcję masy ciała u badanych zwierząt, przy niezmienionej ilości spożywanych kalorii. Dalsze badania wskazały, że jest to związane z apoptozą komórek w obrębie tkanki tłuszczowej [53].

W celu potwierdzenia pozytywnego działania kwasu li­nolowego wytwarzanego przez opisany wyżej probiotyk przeprowadzono kolejne badanie, tym razem na ludziach, podczas którego ponad 100 badanych otrzymywało przez rok 3,4 g kwasu linolowego dziennie. Grupa kontrol­na otrzymywała placebo. Wyniki badań nie były jednak analogiczne do przeprowadzonych na zwierzętach i nie wykazały pozytywnego wpływu metabolitu wytwarza­nego przez L. rhamnosus na redukcję masy ciała i tkanki tłuszczowej u ludzi [52].

Kolejne badania polegały na skolonizowaniu myszy „germ­-free” powszechnie stosowanymi probiotykami – Bacillus thetaiotaomicron i Bifidobacterium longum. Zauważono, że gdy B. thetaiotaomicron współwystępuje z B. longum, zwięk­sza się ilość trawionych przez te drobnoustroje polisacha­rydów i dzieje się tak niezależnie od genotypu gospodarza. Analogiczny efekt zaobserwowano po zastosowaniu inne­go probiotyku – Lactobacillus casei [81]. W innym badaniu myszom „germ-free” skolonizowanym ludzką mikroflo­rą jelitową podawano napoje zawierające probiotyki. Za­obserwowano, że podanie ich powoduje znaczne zmiany w obrębie mikroflory jelitowej oraz związane z tym zmiany metabolizmu w obrębie różnych tkanek. Zaobserwowano m.in. zmieniony profil metabolizmu lipidów w wątrobie, skutkujący obniżonym poziomem lipoprotein w osoczu oraz nasilenie procesu glikolizy [63].

Znaczenie wyżej opisanych odkryć dla homeostazy energetycznej organizmu i zdrowia człowieka nie jest na razie całkowicie poznane i wytłumaczone. Wyni­ki sugerują jednak, że probiotyki i prebiotyki mogą wpływać na dynamikę mikroflory jelitowej jako całości. Wykazują też, że metody biologii molekularnej mogą być z powodzeniem wykorzystywane w celu oceny wpływu probiotyków i prebiotyków na metabolizm go­spodarza i skład jego mikroflory jelitowej, a w efekcie na możliwość wykorzystania ich w leczeniu cukrzycy i otyłości [29].

Uwagi końcowe

Stajemy obecnie w obliczu ery, która umożliwia nam lepsze zrozumienie funkcji mikroflory jelitowej, na­zywanej przez badaczy „nowym organem w obrębie ludzkiego organizmu”. Okres ten, pełen obaw związa­nych ze światową „epidemią” otyłości i cukrzycy typu 2, każe zwiększać wysiłki w celu zidentyfikowania i mo­dyfikowania czynników wpływających na równowagę energetyczną organizmu [13]. Niewątpliwie skład mi­kroflory jelitowej znacząco różni się między osobni­kami otyłymi i zdrowymi. Dodatkowo skład flory jelit uwarunkowany jest nie tylko genetycznie, ale także ma ścisły związek z wieloma czynnikami środowiskowymi [84]. Nie jest jednak pewne, czy zmiany w składzie mikroflory jelitowej są przyczyną czy skutkiem oty­łości [91]. Symbioza człowieka z mikroorganizmami dostarcza obu stronom znaczących korzyści, a oddzia­ływanie mikroflory jelitowej na organizm gospodarza zachodzi na wielu płaszczyznach. U osób zdrowych mikroflora jelitowa ma głównie pozytywny wpływ na metabolizm gospodarza. Problem rozpoczyna się wraz z rozwijaniem się stanów patologicznych, takich jak otyłość, czy cukrzyca typu 2. Wówczas obserwuje się niekorzystne zmiany w oddziaływaniach na płaszczyź­nie organizm gospodarza – jego mikroflora jelitowa (ryc. 5). Nie wiadomo jednak dlaczego tak się dzieje i jak temu zapobiec.

Ryc. 5. Różnice w oddziaływaniu mikroflory jelitowej na organizm gospodarza u osób szczupłych i otyłych

Obecnie trwają intensywne badania nie tylko pod ką­tem mikroflory jelitowej, ale także całej mikroflory za­siedlającej ludzki organizm. Dowodem jest powstanie Human Microbiome Project (HMP). Jest to między­narodowy projekt zajmujący się charakterystyką mikro­organizmów znajdujących się w obrębie różnych obsza­rów ludzkiego ciała. Dotyczy on nie tylko poruszonej w pracy mikroflory przewodu pokarmowego, ale także tej, znajdującej się w obrębie przewodów nosowych, jamy ustnej, bytującej na skórze czy też zasiedlającej układ moczowo-płciowy. Celem badań jest zarówno scharakteryzowanie i poznanie roli tych drobnoustro­jów, jak również wykazanie ich potencjalnego wpływu na patogenezę wielu chorób. W oparciu o wyniki badań HMP, na coraz szerszą skalę, wdraża się terapie i leki, m.in. opisane w pracy probiotyki i prebiotyki. Temat „human microbiome” jest bardzo ciekawy i rozwojowy, o czym świadczy liczba publikacji pojawiających się w przeciągu ostatnich 10 lat (ryc. 6).

Ryc. 6. Liczba publikacji na temat „human microbiome” w latach 2001-2011 (wyszukiwanie dla „All Fields” w bazie PubMed)

PIŚMIENNICTWO

[1] Agans R., Rigsbee L., Kenche H., Michail S., Khamis H.J., Paliy O.: Distal gut microbiota of adolescent children is different from that of adults. FEMS Microbiol. Ecol., 2011; 77: 404-412
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Angelakis E., Armougom F., Million M., Raoult D.: The relationship between gut microbiota and weight gain in humans. Future Microbiol., 2012; 7: 91-109
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Archer B.J., Johnson S.K., Devereux H.M., Baxter A.L.: Effect of fat replacement by inulin or lupin-kernel fibre on sausage patty acceptability, post-meal perceptions of satiety and food intake in men. Brit. J. Nutr., 2004; 91: 591-599
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Arumugam M., Raes J., Pelletier E., Le Paslier D., Yamada T., Mende D.R., Fernandes G.R., Tap J., Bruls T., Batto J.M., Bertalan M., Borruel N., Casellas F., Fernandez L., Gautier L., Hansen T., Hattori M., Hayashi T., Kleerebezem M., Kurokawa K., Leclerc M., Levenez F., Manichanh C., Nielsen H.B., Nielsen T., Pons N., Poulain J., Qin J., Sicheritz-Ponten T., Tims S., Torrents D., Ugarte E., Zoetendal E.G., Wang J., Guarner F., Pedersen O., de Vos WM., Brunak S., Doré J.; MetaHIT Consortium, Antolín M., Artiguenave F., Blottiere H.M., Almeida M., Brechot C., Cara C., Chervaux C., Cultrone A., Delorme C., Denariaz G., Dervyn R., Foerstner K.U., Friss C., van de Guchte M., Guedon E., Haimet F., Huber W., van Hylckama-Vlieg J., Jamet A., Juste C., Kaci G., Knol J., Lakhdari O., Layec S., Le Roux K., Maguin E., Mérieux A., Melo Minardi R., M’rini C., Muller J., Oozeer R., Parkhill J., Renault P., Rescigno M., Sanchez N., Sunagawa S., Torrejon A., Turner K., Vandemeulebrouck G., Varela E., Winogradsky Y., Zeller G., Weissenbach J., Ehrlich S.D., Bork P.: Enterotypes of the human gut microbiome. Nature, 2011; 473: 174-180
[PubMed]  

[5] Bäckhed F., Crawford P.A., O’Donnell D., Gordon J.I.: Postnatal lymphatic partitioning from the blood vasculature in the small intestine requires fasting-induced adipose factor. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 606-611
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Bäckhed F., Ding H., Wang T., Hooper L.V., Koh G.Y., Nagy A., Semenkovich C.F., Gordon J.I.: The gut microbiota as an environmental factor that regulates fat storage. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 15718-15723
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Barbara G., Stanghellini V., Brandi G., Cremon C., Di Nardo G., De Giorgio R., Corinaldesi R.: Interactions between commensal bacteria and gut sensorimotor function in health and disease. Am. J. Gastroenterol., 2005; 100: 2560-2568
[PubMed]  

[8] Baxter J.D., Webb P.: Metabolism: bile acids heat things up. Nature, 2006; 439: 402-403
[PubMed]  

[9] Benson A.K., Kelly S.A., Legge R., Ma F., Low S.J., Kim J., Zhang M., Oh P.L., Nehrenberg D., Hua K., Kachman S.D., Moriyama E.N., Walter J., Peterson D.A., Pomp D.: Individuality in gut microbiota composition is a complex polygenic trait shaped by multiple environmental and host genetic factors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2010; 107: 18933-18938
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Bjursell M., Admyre T., Göransson M., Marley A.E., Smith D.M., Oscarsson J., Bohlooly Y.M.: Improved glucose control and reduced body fat mass in free fatty acid receptor 2-deficient mice fed a high-fat diet. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2011; 300: E211-E220
[PubMed]  

[11] Brown A.J., Goldsworthy S.M., Barnes A.A., Eilert M.M., Tcheang L., Daniels D., Muir A.I., Wigglesworth M.J., Kinghorn I., Fraser N.J., Pike N.B., Strum J.C., Steplewski K.M., Murdock P.R., Holder J.C., Marshall F.H., Szekeres P.G., Wilson S., Ignar D.M., Foord S.M., Wise A., Dowell S.J.: The Orphan G protein-coupled receptors GPR41 and GPR43 are activated by propionate and other short chain carboxylic acids. J. Biol. Chem., 2003; 278: 11312-11319
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Brugman S., Klatter F.A., Visser J.T., Wildeboer-Veloo A.C., Harmsen H.J., Rozing J., Bos N.A.: Antibiotic treatment partially protects against type 1 diabetes in the Bio-Breeding diabetes prone rat. Is the gut flora involved in the development of type 1 diabetes? Diabetologia, 2006; 49: 2105-2108
[PubMed]  

[13] Burcelin R., Serino M., Chabo C., Blasco-Baque V., Amar J.: Gut microbiota and diabetes: from pathogenesis to therapeutic perspective. Acta Diabetol., 2011; 48: 257-273
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[14] Cani P.D., Amar J., Iglesias M.A., Poggi M., Knauf C., Bastelica D., Neyrinck A.M., Fava F., Tuohy K.M., Chabo C., Waget A., Delmée E., Cousin B., Sulpice T., Chamontin B., Ferrieres J., Tanti J.F., Gibson G.R., Casteilla L., Delzenne N.M., Alessi M.C., Burcelin R.: Metabolic endotoxemia initiates obesity and insulin resistance. Diabetes, 2007; 56: 1761-1772
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Cani P.D., Bibiloni R., Knauf C., Waget A., Neyrinck A.M., Delzenne N.M., Burcelin R.: Changes in gut microbiota control metabolic endotoxemia-induced inflammation in high-fat diet induced obesity and diabetes in mice. Diabetes, 2008; 57: 1470-1481
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Cani P.D., Delzenne N.M.: Interplay between obesity and associated metabolic disorders: new insights into the gut microbiota. Curr. Opin. Pharmacol., 2009; 9: 737-743
[PubMed]  

[17] Cani P.D., Delzenne N.M.: The gut microbiome as therapeutic target. Pharmacol. Ther., 2011; 130: 202-212
[PubMed]  

[18] Cani P.D., Joly E., Horsmans Y., Delzenne N.M.: Oligofructose promotes satiety in healthy human: a pilot study. Eur. J. Clin. Nutr., 2006; 60: 567-72
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Cani P.D., Montoya M.L., Neyrinck A.M., Delzenne N.M., Lambert D.M.: Potential modulation of plasma ghrelin and glucagon-like peptide-1 by anorexigenic cannabinoid compounds, SR141716A (rimonabant) and oleoylethanolamide. Br. J. Nutr., 2004; 92: 757-761
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Cani P.D., Neyrinck A.M., Fava F., Knauf C., Burcelin R.G., Tuohy K.M., Gibson G.R., Delzenne N.M.: Selective increases of bifidobacteria in gut microflora improve high-fat-diet-induced diabetes in mice through a mechanism associated with endotoxaemia. Diabetologia, 2007; 50: 2374-2383
[PubMed]  

[21] Cani P.D., Neyrinck A.M., Maton N., Delzenne N.M.: Oligofructose promotes satiety in rats fed a high-fat diet: involvement of glucagon-like Peptide-1. Obes. Res., 2005; 13: 1000-1007
[PubMed]  

[22] Chan R.S., Woo J.: Prevention of overweight and obesity: how effective is a current public health approach. Int. J. Environ. Res. Public Health, 2010; 7: 765-783
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[23] Claesson M.J., Cusack S., O’Sullivan O., Greene-Diniz R., de Weerd H., Flannery E., Marchesi J.R., Falush D., Dinan T., Fitzgerald G., Stanton C., van Sinderen D., O’Connor M., Harnedy N., O’Connor K., Henry C., O’Mahony D., Fitzgerald A.P., Shanahan F., Twomey C., Hill C., Ross R.P., O’Toole P.W.: Composition, variability, and temporal stability of the intestinal microbiota of the elderly. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108 (Suppl. 1): 4586-4591
[PubMed]  

[24] Creely S.J., McTernan P.G., Kusminski C.M., Fisher M., Da Silva N.F., Khanolkar M., Evans M., Harte A.L., Kumar S.: Lipopolysaccharide activates an innate immune system response in human adipose tissue in obesity and type 2 diabetes. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2007; 292: E740-E747
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] De Filippo C., Cavalieri D., Di Paola M., Ramazzotti M., Poullet J.B., Massart S., Collini S., Pieraccini G., Lionetti P.: Impact of diet in shaping gut microbiota revealed by a comparative study in children from Europe and rural Africa. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2010; 107: 14691-14696
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] de La Serre C.B., Ellis C.L., Lee J., Hartman A.L., Rutledge J.C., Raybould H.E.: Propensity to high-fat diet-induced obesity in rats is associated with changes in the gut microbiota and gut inflammation. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol., 2010; 299: G440-G448
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[27] Delzenne N.M., Cani P.D., Daubioul C., Neyrinck A.M.: Impact of inulin and oligofructose on gastrointestinal peptides. Br. J. Nutr., 2005; 93 (Suppl. 1): S157-S161
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Denechaud P.D., Dentin R., Girard J., Postic C.: Role of ChREBP in hepatic steatosis and insulin resistance. FEBS Lett., 2008; 582: 68-73
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] DiBaise J.K., Zhang H., Crowell M.D., Krajmalnik-Brown R., Decker G.A., Rittmann B.E.: Gut microbiota and its possible relationship with obesity. Mayo Clin. Proc., 2008; 83: 460-469
[PubMed]  

[30] Dumas M.E., Barton R.H., Toye A., Cloarec O., Blancher C., Rothwell A., Fearnside J., Tatoud R., Blanc V., Lindon J.C., Mitchell S.C., Holmes E., McCarthy M.I., Scott J., Gauguier D., Nicholson J.K.: Metabolic profiling reveals a contribution of gut microbiota to fatty liver phenotype in insulin-resistant mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 12511-12516
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Duncan S.H., Belenguer A., Holtrop G., Johnstone A.M., Flint H.J., Lobley G.E.: Reduced dietary intake of carbohydrates by obese subjects results in decreased concentrations of butyrate and butyrate-producing bacteria in feces. Appl. Environ. Microbiol., 2007; 73: 1073-1078
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[32] Duncan S.H., Lobley G.E., Holtrop G., Ince J., Johnstone A.M., Louis P., Flint H.J.: Human colonic microbiota associated with diet, obesity and weight loss. Int. J. Obes., 2008; 32: 1720-1724
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Eckburg P.B., Bik E.M., Bernstein C.N., Purdom E., Dethlefsen L., Sargent M., Gill S.R., Nelson K.E., Relman D.A.: Diversity of the human intestinal microbial flora. Science, 2005; 308: 1635-1638
[PubMed]  

[34] Enck P., Zimmermann K., Rusch K., Schwiertz A., Klosterhalfen S., Frick J.S.: The effects of maturation on the colonic microflora in infancy and childhood. Gastroenterol. Res. Pract., 2009; 2009: 752401
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[35] Fallani M., Amarri S., Uusijarvi A., Adam R., Khanna S., Aguilera M., Gil A., Vieites J.M., Norin E., Young D., Scott J.A., Doré J., Edwards C.A.; INFABIO team: Determinants of the human infant intestinal microbiota after the introduction of first complementary foods in infant samples from five European centres. Microbiology, 2011; 157: 1385-1392
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Farooqi I.S., Bullmore E., Keogh J., Gillard J., O’Rahilly S., Fletcher P.C.: Leptin regulates striatal regions and human eating behavior. Science, 2007; 317: 1355
[PubMed]  

[37] Favier C.F., de Vos W.M., Akkermans A.D.: Development of bacterial and bifidobacterial communities in feces of newborn babies. Anaerobe, 2003; 9: 219-229
[PubMed]  

[38] Favier C.F., Vaughan E.E., De Vos W.M., Akkermans A.D.: Molecular monitoring of succession of bacterial communities in human neonates. Appl. Environ. Microbiol., 2002; 68: 219-226
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Flint H.J., Bayer E.A., Rincon M.T., Lamed R., White B.A.: Polysaccharide utilization by gut bacteria: potential for new insights from genomic analysis. Nat. Rev. Microbiol., 2008; 6: 121-131
[PubMed]  

[40] Floch M.H., Montrose D.C.: Use of probiotics in humans: an analysis of the literature. Gastroenterol. Clin. North Am., 2005; 34: 547-570
[PubMed]  

[41] Frank D.N., St Amand A.L., Feldman R.A., Boedeker E.C., Harpaz N., Pace N.R.: Molecular-phylogenetic characterization of microbial community imbalances in human inflammatory bowel diseases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 13780-13785
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Furet J.P., Kong L.C., Tap J., Poitou C., Basdevant A., Bouillot J.L., Mariat D., Corthier G., Doré J., Henegar C., Rizkalla S., Clément K.: Differential adaptation of human gut microbiota to bariatric surgery-induced weight loss: links with metabolic and low-grade inflammation markers. Diabetes, 2010; 59: 3049-3057
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Gao Z., Yin J., Zhang J., Ward R.E., Martin R.J., Lefevre M., Cefalu W.T., Ye J.: Butyrate improves insulin sensitivity and increases energy expenditure in mice. Diabetes, 2009; 58: 1509-1517
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] Greiner T., Bäckhed F.: Effects of the gut microbiota on obesity and glucose homeostasis. Trends Endocrinol. Metab., 2011; 22: 117-123
[PubMed]  

[45] Grudell A.B., Camilleri M.: The role of peptide YY in integrative gut physiology and potential role in obesity. Curr. Opin. Endocrinol. Diabetes Obes., 2007; 14: 52-57
[PubMed]  

[46] Harris K., Kassis A., Major G., Chou C.J.: Is the gut microbiota a new factor contributing to obesity and its metabolic disorders? J. Obes., 2012; 2012: 879151
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Hildebrandt M.A., Hoffmann C., Sherrill-Mix S.A., Keilbaugh S.A., Hamady M., Chen Y.Y., Knight R., Ahima R.S., Bushman F., Wu G.D.: High-fat diet determines the composition of the murine gut microbiome independently of obesity. Gastroenterology, 2009; 137: 1716-1724
[PubMed]  

[48] Kahn B.B., Alquier T., Carling D., Hardie D.G.: AMP-activated protein kinase: ancient energy gauge provides clues to modern understanding of metabolism. Cell Metab., 2005; 1: 15-25
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[49] Kleessen B., Hartmann L., Blaut M.: Oligofructose and long-chain inulin: influence on the gut microbial ecology of rats associated with a human faecal flora. Br. J. Nutr., 2001; 86: 291-300
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Kootte R.S., Vrieze A., Holleman F., Dallinga-Thie G.M., Zoetendal E.G., de Vos W.M., Groen A.K., Hoekstra J.B., Stroes E.S., Nieuwdorp M.: The therapeutic potential of manipulating gut microbiota in obesity and type 2 diabetes mellitus. Diabetes Obes. Metab., 2012; 14: 112-120
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Larsen N., Vogensen F.K., van den Berg F.W., Nielsen D.S., Andreasen A.S., Pedersen B.K., Al-Soud W.A., Sorensen S.J., Hansen L.H., Jakobsen M.: Gut microbiota in human adults with type 2 diabetes differs from non-diabetic adults. PLoS One, 2010; 5: e9085
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] Larsen T.M., Toubro S., Gudmundsen O., Astrup A.: Conjugated linoleic acid supplementation for 1 y does not prevent weight or body fat regain. Am. J. Clin. Nutr., 2006; 83: 606-612
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Lee H.Y., Park J.H., Seok S.H., Baek M.W., Kim D.J., Lee K.E., Paek K.S., Lee Y., Park J.H.: Human originated bacteria, Lactobacillus rhamnosus PL60, produce conjugated linoleic acid and show anti-obesity effects in diet-induced obese mice. Biochim. Biophys. Acta, 2006; 1761: 736-744
[PubMed]  

[54] Lefebvre P., Cariou B., Lien F., Kuipers F., Staels B.: Role of bile acids and bile acid receptors in metabolic regulation. Physiol. Rev., 2009; 89: 147-191
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Ley R.E., Bäckhed F., Turnbaugh P., Lozupone C.A., Knight R.D., Gordon J.I.: Obesity alters gut microbial ecology. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 11070-11075
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Ley R.E., Peterson D.A., Gordon J.I.: Ecological and evolutionary forces shaping microbial diversity in the human intestine. Cell, 2006;124: 837-848
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[57] Ley R.E., Turnbaugh P.J., Klein S., Gordon J.I.: Microbial ecology: human gut microbes associated with obesity. Nature, 2006; 444: 1022-1023
[PubMed]  

[58] Li M., Wang B., Zhang M., Rantalainen M., Wang S., Zhou H., Zhang Y., Shen J., Pang X., Zhang M., Wei H., Chen Y., Lu H., Zuo J., Su M., Qiu Y., Jia W., Xiao C., Smith L.M., Yang S., Holmes E., Tang H., Zhao G., Nicholson J.K., Li L., Zhao L.: Symbiotic gut microbes modulate human metabolic phenotypes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 2117-2122
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Liszt K., Zwielehner J., Handschur M., Hippe B., Thaler R., Haslberger A.G.: Characterization of bacteria, clostridia and Bacteroides in faeces of vegetarians using qPCR and PCR-DGGE fingerprinting. Ann. Nutr. Metab., 2009; 54: 253-257
[PubMed]  

[60] Ludwig W., Schleifer K.H.: Bacterial phylogeny based on 16S and 23S rRNA sequence analysis. FEMS Microbiol. Rev., 1994; 15: 155-173
[PubMed]  

[61] Macfarlane S., Macfarlane G.T.: Bacterial diversity in the human gut. Adv. Appl. Microbiol., 2004; 54: 261-289
[PubMed]  

[62] Marchesi J., Shanahan F.: The normal intestinal microbiota. Curr. Opin. Infect. Dis., 2007; 20: 508-513
[PubMed]  

[63] Martin F.P., Wang Y., Sprenger N., Yap I.K., Lundstedt T., Lek P., Rezzi S., Ramadan Z., van Bladeren P., Fay L.B., Kochhar S., Lindon J.C., Holmes E., Nicholson J.K.: Probiotic modulation of symbiotic gut microbial-host metabolic interactions in a humanized microbiome mouse model. Mol. Syst. Biol., 2008; 4: 157
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[64] Maslowski K.M., Vieira A.T., Ng A., Kranich J., Sierro F., Yu D., Schilter H.C., Rolph M.S., Mackay F., Artis D., Xavier R.J., Teixeira M.M., Mackay C.R.: Regulation of inflammatory responses by gut microbiota and chemoattractant receptor GPR43. Nature, 2009; 461: 1282-1286
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[65] Membrez M., Blancher F., Jaquet M., Bibiloni R., Cani P.D., Burcelin R.G., Corthesy I., Macé K., Chou C.J.: Gut microbiota modulation with norfloxacin and ampicillin enhances glucose tolerance in mice. FASEB J., 2008; 22: 2416-2426
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] Murphy E.F., Cotter P.D., Healy S., Marques T.M., O’Sullivan O., Fouhy F., Clarke S.F., O’Toole P.W., Quigley E.M., Stanton C., Ross P.R., O’Doherty R.M., Shanahan F.: Composition and energy harvesting capacity of the gut microbiota: relationship to diet, obesity and time in mouse models. Gut, 2010; 59: 1635-1642
[PubMed]  

[67] Neu J., Douglas-Escobar M., Lopez M.: Microbes and the developing gastrointestinal tract. Nutr. Clin. Pract., 2007; 22: 174-182
[PubMed]  

[68] Nicholson J.K., Holmes E., Kinross J., Burcelin R., Gibson G., Jia W., Pettersson S.: Host-gut microbiota metabolic interactions. Science, 2012; 336: 1262-1267
[PubMed]  

[69] Orrhage K., Nord C.E.: Factors controlling the bacterial colonization of the intestine in breastfed infants. Acta Paediatr. Suppl., 1999; 88: 47-57
[PubMed]  

[70] Pai R., Kang G.: Microbes in the gut: a digestable account of host-symbiont interactions. Indian J. Med. Res., 2008; 128: 587-594
[PubMed]  

[71] Palmer C., Bik E.M., DiGiulio D.B., Relman D.A., Brown P.O.: Development of the human infant intestinal microbiota. PLoS Biol., 2007; 5: e177
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[72] Pappo I., Becovier H., Berry E.M., Freund H.R.: Polymyxin B reduces cecal flora, TNF production and hepatic steatosis during total parenteral nutrition in the rat. J. Surg. Res., 1991; 51: 106-112
[PubMed]  

[73] Quigley E.M.: Gut microbiota and the role of probiotics in therapy. Curr. Opin. Pharmacol., 2011; 11: 593-603
[PubMed]  

[74] Reinhardt C., Reigstad C.S., Bäckhed F.: Intestinal microbiota during infancy and its implications for obesity. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr., 2009; 48: 249-256
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[75] Roberfroid M.B.: Global view on functional foods: European perspectives. Br. J. Nutr., 2002; 88 (Suppl. 2): S133-S138
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[76] Samuel B.S., Hansen E.E., Manchester J.K., Coutinho P.M., Henrissat B., Fulton R., Latreille P., Kim K., Wilson R.K., Gordon J.I.: Genomic and metabolic adaptations of Methanobrevibacter smithii to the human gut. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 10643-10648
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[77] Schrezenmeir J., de Vrese M.: Probiotics, prebiotics, and synbiotics-approaching a definition. Am. J. Clin. Nutr., 2001; 73 (Suppl. 1): 361s-364s
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Schwiertz A., Taras D., Schäfer K., Beijer S., Bos N.A., Donus C., Hardt P.D.: Microbiota and SCFA in lean and overweight healthy subjects. Obesity, 2010; 18: 190-195
[PubMed]  

[79] Shanahan F.: The host-microbe interface within the gut. Best Pract. Res. Clin. Gastroenterol., 2002; 16: 915-931
[PubMed]  

[80] Shanahan F., Murphy E.: The hybrid science of diet, microbes, and metabolic health. Am. J. Clin. Nutr., 2011; 94: 1-2
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[81] Sonnenburg J.L., Chen C.T., Gordon J.I.: Genomic and metabolic studies of the impact of probiotics on a model gut symbiont and host. PLoS Biol., 2006; 4: e413
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[82] Staiger H., Machicao F., Fritsche A., Häring H.U.: Pathomechanisms of type 2 diabetes genes. Endocr. Rev., 2009; 30: 557-585
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[83] Stappenbeck T.S., Hooper L.V., Gordon J.I.: Developmental regulation of intestinal angiogenesis by indigenous microbes via Paneth cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 15451-15455
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[84] Stephani J., Radulovic K., Niess J.H.: Gut microbiota, probiotics and inflammatory bowel disease. Arch. Immunol. Ther. Exp., 2011; 59: 161-177
[PubMed]  

[85] Swann J.R., Want E.J., Geier F.M., Spagou K., Wilson I.D., Sidaway J.E., Nicholson J.K., Holmes E.: Systemic gut microbial modulation of bile acid metabolism in host tissue compartments. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108 (Suppl. 1): 4523-4530
[PubMed]  

[86] Thomas C., Gioiello A., Noriega L., Strehle A., Oury J., Rizzo G., Macchiarulo A., Yamamoto H., Mataki C., Pruzanski M., Pellicciari R., Auwerx J., Schoonjans K.: TGR5-mediated bile acid sensing controls glucose homeostasis. Cell Metab., 2009; 10: 167-177
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[87] Turnbaugh P.J., Ley R.E., Mahowald M.A., Magrini V., Mardis E.R., Gordon J.I.: An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest. Nature, 2006; 444: 1027-1031
[PubMed]  

[88] Turnbaugh P.J., Quince C., Faith J.J., McHardy A.C., Yatsunenko T., Niazi F., Affourtit J., Egholm M., Henrissat B., Knight R., Gordon J.I.: Organismal, genetic, and transcriptional variation in the deeply sequenced gut microbiomes of identical twins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2010; 107: 7503-7508
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[89] Turnbaugh P.J., Ridaura V.K., Faith J.J., Rey F.E., Knight R., Gordon J.I.: The effect of diet on the human gut microbiome: a metagenomic analysis in humanized gnotobiotic mice. Sci. Transl. Med., 2009; 1: 6ra14
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[90] Vael C., Verhulst S.L., Nelen V., Goossens H., Desager K.N.: Intestinal microflora and body mass index during the first three years of life: an observational study. Gut Pathog., 2011; 3: 8
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[91] Venema K.: Role of gut microbiota in the control of energy and carbohydrate metabolism. Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care, 2010; 13: 432-438
[PubMed]  

[92] Vijay-Kumar M., Aitken J.D., Carvalho F.A., Cullender T.C., Mwangi S., Srinivasan S., Sitaraman S.V., Knight R., Ley R.E., Gewirtz A.T.: Metabolic syndrome and altered gut microbiota in mice lacking Toll-like receptor 5. Science, 2010; 328: 228-231
[PubMed]  

[93] Vilsboll T., Krarup T., Madsbad S., Holst J.J.: Both GLP-1 and GIP are insulinotropic at basal and postprandial glucose levels and contribute nearly equally to the incretin effect of a meal in healthy subjects. Regul. Pept., 2003; 114: 115-121
[PubMed]  

[94] Watanabe M., Houten S.M., Mataki C., Christoffolete M.A., Kim B.W., Sato H., Messaddeq N., Harney J.W., Ezaki O., Kodama T., Schoonjans K., Bianco A.C., Auwerx J.: Bile acids induce energy expenditure by promoting intracellular thyroid hormone activation. Nature, 2006; 439: 484-489
[PubMed]  

[95] Wen L., Ley R.E., Volchkov P.Y., Stranges P.B., Avanesyan L., Stonebraker A.C., Hu C., Wong F.S., Szot G.L., Bluestone J.A., Gordon J.I., Chervonsky A.V.: Innate immunity and intestinal microbiota in the development of Type 1 diabetes. Nature, 2008; 455: 1109-1113
[PubMed]  

[96] Wong J.M., de Souza R., Kendall C.W., Emam A., Jenkins D.J.: Colonic health: fermentation and short chain fatty acids. J. Clin. Gastroenterol., 2006; 40: 235-243
[PubMed]  

[97] Zwielehner J., Liszt K., Handschur M., Lassl C., Lapin A., Haslberger A.G.: Combined PCR-DGGE fingerprinting and quantitative-PCR indicates shifts in fecal population sizes and diversity of Bacteroides, bifidobacteria and Clostridium cluster IV in institutionalized elderly. Exp. Gerontol., 2009; 44: 440-446
[PubMed]  

Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text