Streszczenie

Ezryna, radyksyna i moezyna, tworzące rodzinę białek ERM, pełnią funkcję molekularnych łączników pomiędzy filamentami aktynowymi i białkami zakotwiczonymi w błonie komór­kowej. Uczestnicząc w złożonej wewnątrzkomórkowej sieci transdukcji sygnałów odgrywa­ją główną rolę w regulowaniu adhezji i polaryzacji prawidłowych komórek, poprzez interakcje m.in. z E-kadheryną. Dynamiczne transformacje cytoszkieletu, w które zaangażowane są biał­ka ERM i GTP-azy Rho prowadzą do formowania powierzchniowych struktur cytoplazmatycz­no-błonowych: filopodiów i lamellipodiów odpowiedzialnych za mobilność komórkową. Białka rodziny ERM podlegają także swoistym interakcjom z kinazą Akt, która przez aktywację wyka­zuje właściwości zapobiegające apoptozie, wskutek inaktywacji białka proapoptotycznego Bad. Aktywność białek ERM jest modulowana przez procesy fosforylacji i defosforylacji oraz wią­zanie regulowanych przez GTP-azy Rho fosfatydyloinozytoli. Niezwykle istotne dla prawidło­wego funkcjonowania białek ERM jest także ich właściwy model aktywacyjny oparty na zmia­nie konformacji molekularnej poprzez zerwanie wewnątrzcząsteczkowych wiązań i odsłonięcie miejsc wiążących aktynę. Dodatkowo typ połączenia ERM z białkami błonowymi (bezpośredni lub pośredni przez białka EBP50 i E3KARP) odrywa ważną rolę w przekazywaniu sygnałów na­pływających z macierzy zewnątrzkomórkowej. Ze względu na szeroki zakres funkcjonalny, jaki prezentują w fizjologii komórki ezryna, radyksyna i moezyna, poznawanie budowy i funkcji bia­łek ERM pozwoli uzyskać odpowiedź na pytania dotyczące ich udziału i działania w wielu we­wnątrzkomórkowych szlakach transdukcji sygnałów.

Słowa kluczowe:ERM • ezryna • radyksyna • moezyna • adhezja • polaryzacja • ruchliwość komórkowa

Summary

Ezrin, radixin and moesin, forming the ERM protein family, act as molecular crosslinkers betwe­en actin filaments and proteins anchored in the cell membrane. By participating in a complex in­tracellular network of signal transduction pathways, ERM proteins play a key role in the regula­tion of adhesion and polarity of normal cells through interactions with membrane molecules, e.g. E-cadherin. Dynamic cytoskeletal transformations, in which the ERM and Rho GTPases are in­volved, lead to the formation of membrane-cytoplasmic structures, such as filopodia and lamel­lipodia, which are responsible for cellular motility. The interactions of ERM proteins with acti­ve Akt kinase cause the acquisition of antiapoptotic cellular features by downregulation of the proapoptotic protein Bad. ERM protein activity is regulated by phosphorylation/dephosphoryla­tion reactions and linking phosphatidylinositols. The model of activation based on the molecular conformation changes by breaking the intramolecular bonds and exposing actin binding sites is essential for the proper functioning of the ERM proteins. Additionally, the connection types be­tween the ERM and membrane proteins (direct or indirect by EBP50 and E3KARP) play an im­portant role in transduction of signals from the extracellular matrix. Due to the wide range of ezrin, radixin and moesin cytophysiological features, detailed exploration of the ERM bioche­mistry will provide a series of answers to questions about ambiguous functions in many intracel­lular signal transduction pathways.

Key words:ERM • ezrin • radixin • moesin • adhesion • polarity • cellular motility

Wykaz skrótów:

Akt (PKB) – kinaza białkowa B (protein kinase B); C-ERMAD – domena C-końcowa białek ERM (ERM associated domain); CFTR – błonowy regulator przewodnictwa (cystic fibrosis transmembrane conductance regulator); c-MET – czynnik przejścia mezenchymalno-nabłonkowego (mesenchymal-epithelial transition factor); EBP50/NHE-RF – fosfoproteina 50 wiążąca ERM (ERM-binding phosphoprotein 50/regulatory co-factor of the sodium-hydrogen exchange isoform 3); E3KARP – białko regulatorowe dla kinazy A NHE 3 (NHE type 3 kinase A regulatory protein); ERM – ezryna, radyksyna, moezyna (ezrin, radixin, moesin); EVH1 – domena homologiczna do VASP-1 (enabled/VASP-1); FERM – region N-końcowy białek ERM (four-point one, ezrin, radixin, moesin); ICAM-1 – cząsteczka adhezji międzykomórkowej 1 (intercellular adhesion molecule-1); ICAM-2 – cząsteczka adhezji międzykomórkowej 2 (intercellular adhesion molecule-2); MOESIN – białko moezyna (membrane-organizing extension spike protein); NHE – sodowo-protonowy białkowy wymiennik (sodium-hydrogen exchange); PDGF-R – receptor dla płytkowego czynnika wzrostowego (platelet-derived growth factor receptor); PH – domena plekstrynowa (pleckstrin-homology domain); PIP₂ – fosfatydyloinozytoli-4,5-bisfosforan (phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate); PI-3 kinaza – kinaza fosfatydyloinozytolowa (phosphatidylinositol-3 kinase); PKCα – kinaza białkowa Cα (protein kinase Cα); PKCθ – kinaza białkowa Cθ (protein kinase Cθ); PTB – domena wiążąca fosforylowaną tyrozynę (phosphotyrosine-binding); Rho – białka należące do rodziny małych białek G (Ras homologous); RhoGDI – funkcjonalny inhibitor białek Rho (Rho guanine-nucleotide-dissociation inhibitor); ROCK – kinaza zależna od białek Rho (Rho kinase); VASP-1 – fosfoproteina stymulująca rozszerzenie naczyń krwionośnych (vasodilator-stimulated phosphoprotein).

Ezryna, radyksyna, moezyna – rola w funkcjach cytoszkieletu aktynowego

Nadrzędną cechą wielu białek błonowych implikującą ich rolę w cytofizjologii jest połączenie z cytoszkiele­tem, które w znaczący sposób wpływa na kształt komór­ki, uczestniczy w adhezji, ruchliwości i innych procesach cytoplazmatyczno-błonowych, takich jak endo- i egzocy­toza. Ezryna (cytowillina), radyksyna i moezyna (ERM) są rodziną białek, którą opisano jako podstawowy ele­ment kotwiczący białka błonowe w cytoszkielecie akty­nowym komórki oraz biorący udział w drogach transduk­cji sygnałów napływających do komórki z zewnątrz [11]. Rodzina białek ERM została opisana ponad 20 lat temu jako element strukturalny kory komórki umiejscowiony w mikrokosmkach części apikalnej (szczytowej) komórki i w międzykomórkowych połączeniach przylegających (ad­herens junctions). Jak wykazują badania [11,17], oprócz licznych funkcji cytofizjologicznych, białka te są ściśle za­angażowane w proces karcynogenezy, w którym komórki nowotworowe nabywają zdolności do inwazji i tworzenia przerzutów odległych.

Ezrynę po raz pierwszy wykryto w mikrokosmkach oraz w strukturach uczestniczących w ruchu komórek jako sub­strat swoistych tyrozynowych kinaz białkowych [29]. Już w pierwszych pracach dotyczących białek ERM zauważo­no, że są one umiejscowione głównie w apikalnej części komórek, co potwierdziło przypuszczenia o ich roli w po­laryzacji komórkowej. Radyksynę pierwotnie wyizolowa­no z mikrokosmków kanalików żółciowych [2], natomiast moezynę (MOESIN – membrane-organizing extension spike protein) zidentyfikowano jako białko wiążące hepa­rynę [11]. Te trzy białka są ze sobą silnie związane funk­cjonalnie i tworzą razem z białkiem 4.1 nadrodzinę, której cechą wspólną jest domena FERM (four-point one, ezrin/radixin/moesin) zlokalizowana na N-końcu każdego z wy­mienionych białek [4].

Zmiany strukturalne pomiędzy aktywną i nieaktywną postacią białek ERM

Badania rentgenograficzne, które rzuciły pierwsze świa­tło na strukturę białek ERM ujawniły istnienie dwóch od­miennych konformacyjnie izoform. Nadrzędną rolę od­grywają w tym procesie domeny FERM i C-ERMAD [4]. Globularna domena FERM, występującą przestrzennie jako liść koniczyny, jest zbudowana z trzech subdomen (F1, F2 i F3) (ryc. 1). Wymienione subdomeny wykazują homologię budowy do kilku znanych i opisanych już bia­łek. Subdomena F1 moezyny jest niezwykle podobna do ubikwityny, natomiast F2 ma budowę przypominającą biał­ko wiążące acylo-CoA. Subdomena F3, określana także mianem PTB (phosphotyrosine-binding), PH (pleckstrin­-homology) lub EVH1 (enabled/VASP-1) odgrywa ważną rolę w procesie wiązania ligandów peptydowych i lipido­wych, które są niezbędne do prawidłowej transdukcji sy­gnałów wewnątrzkomórkowych oraz regulacji funkcji in­nych białek cytoszkieletu [4].

Ryc. 1. Konformacyjny model aktywacji białek rodziny ERM. Białka ERM występują natywnie jako dwie odmienne konformacyjnie izoformy. Główną rolę w tym procesie odgrywają domeny FERM i C-ERMAD. Globularna domena FERM – przestrzennie liść koniczyny – jest zbudowana z trzech subdomen (F1, F2 i F3). C-ERMAD jest domeną zbudowaną z siedmiu elementów: jednego regionu w kształcie ß-kartki oraz sześciu fragmentów przyjmujących konformację α-helikalną. Wzajemne połączenie obu domen powoduje przejście w stan nieaktywny, który może być również efektem heterodimeryzacji białek ERM. W postaci nieaktywnej miejsca wiążące F-aktynę są zablokowane. W wyniku zadziałania sygnałów aktywacyjnych następuje zerwanie wewnątrzcząsteczkowych połączeń między domenami i odsłonięcie miejsc wiążących F-aktynę, będących podstawowym elementem kotwiczącym białka błonowe z cytoszkieletem aktynowym komórki

C-ERMAD jest domeną zbudowaną z siedmiu elementów: jednego regionu w kształcie β-kartki oraz sześciu fragmen­tów przyjmujących konformację α-helikalną [34]. Złożona budowa C-ERMAD jest podyktowana budową domeny FERM, z którą wchodzi w interakcje w celu regulacji ak­tywności białek ERM, a która zależy od różnorodnych zmian konformacyjnych w zależności od stanu związania z F-aktyną (ryc. 1). Interesujących rezultatów dostarczają badania dodatnio naładowanych aminokwasów na C-końcu białek ERM, które są zaangażowane w proces wiązania fi­lamentów aktynowych. Podczas intramolekularnych asocja­cji domen FERM i C-ERMAD są one preferencyjnie ma­skowane, co tłumaczy, dlaczego postać nieaktywna ERM nie uczestniczy w wiązaniu F-aktyny [4,34].

Znaczenie wiązań wewnątrzcząsteczkowych

Dla prawidłowego zrozumienia istoty działania białek ERM ważne okazało się badanie wewnątrzcząsteczkowych wią­zań odpowiedzialnych za aktywację/deaktywację ERM. Pierwotnym elementem zwracającym uwagę badaczy na kon­formacyjny model regulacji aktywności było wykazanie ist­nienia heterodimeru ezryna-moezyna [12]. W kolejnych do­świadczeniach udowodniono, że białka ERM w komórkach mogą tworzyć zarówno dimery (homo- i hetero-), jak również wyższe struktury oligomeryczne, jednak ich znaczenie nie jest jeszcze poznane. Należy jednak podkreślić, że mimo możli­wości formowania polimerycznych struktur większość czą­steczek ezryny występuje w komórce jako monomer [3,4,5].

Konformacyjny model aktywności białek ERM został potwierdzony dzięki odkryciu na N-końcu białek dome­ny, która wykazuje duże powinowactwo do C-końcowego fragmentu każdego z członków rodziny ERM. Te białko­we regiony nazwano N- i C-ERMAD (ERM associated do­main) [13]. N-ERMAD nakłada się strukturalnie z FERM, natomiast C-ERMAD była uważana za kolejny ligand do­meny FERM. W czasie inaktywacji miejsce wiążące ak­tynę na C-końcu białek ERM jest niedostępne, zatem mo­del aktywacji obejmuje zerwanie wewnątrzcząsteczkowych wiązań i uwolnienie miejsca wiążącego aktynę, które jest najważniejsze dla sprawowania fizjologicznych funkcji ERM. Co więcej, badania in vitro wykazały, że wysokie poziomy ekspresji C-ERMAD ezryny i radyksyny są ściśle związane z elongacją błony komórkowej w wyniku nad­miernej ekspozycji miejsc wiążących aktynę. W pewnych przypadkach opisany wyżej fenotyp może być hamowa­ny poprzez nadmierną ekspresję N-końcowego fragmentu białek ERM. Dodatkowo wykazano, że wyłączna ekspre­sja domeny FERM wiąże się ze zmniejszoną zdolnością do tworzenia mikrokosmków [7].

Badania z wykorzystaniem cząsteczki EBP50/NHE-RF (ERM-binding phosphoprotein 50/regulatory co-factor of the sodium-hydrogen exchange isoform 3), która ma miejsce wiążące na domenie FERM, także potwierdzają przestrzenny model maskowania aktywności białek ERM. Białko EBP50/NHE-RF ma swoje miejsce wiążące na do­menie FERM i jak wykazano doświadczalnie, w stanie in­aktywacji jest niedostępne wskutek interakcji z C-ERMAD [4,37]. Mimo to, że na domenie FERM znajduje się wie­le miejsc wiążących różne ligandy, opisane wyżej zjawi­sko ich maskowania poprzez wiązanie FERM i C-ERMAD wykazano tylko dla dwóch białek: EBP50/NHE-RF oraz dla RhoGDI (Rho guanine-nucleotide-dissociation inhibi­tor), który jest negatywnym regulatorem białek Rho [4].

Reakcje białek ERM z kinazami białkowymi i lipidami jako sposób regulacji funkcji fizjologicznych

Fosforylacja białek komórkowych jest istotnym procesem cytobiochemicznym, który odpowiada za regulację aktyw­ności wielu białek. Pierwsze doniesienia o roli fosforylacji białek ERM w procesie ich regulacji dotyczyły fosforyla­cji treoniny 558 (T558) moezyny, która została zaobser­wowana podczas aktywacji płytek krwi [30]. Fosforylacja ERM prowadzi do zmniejszenia powinowactwa domeny C-ERMAD do FERM [15] i w konsekwencji do przejścia białek ERM w stan aktywny. Badania Hayashi i wsp. [16] wykazały, że transfekowanie komórek zmutowaną ezryną (T567D), która naśladuje ufosforylowane białko, może in­dukować wytwarzanie dużej liczby struktur powierzchnio­wych komórek, które – najprawdopodobniej poprzez wzrost liczby połączeń między filamentami aktynowymi a błoną komórkową – są zaangażowane w procesy m.in. migra­cji i ruchliwości komórkowej. Za fosforylację reszt ami­nokwasowych odpowiedzialne są co najmniej trzy kinazy białkowe: ROCK (Rho kinase), PKCα (protein kinase Cα) i PKCθ (protein kinase Cθ) [32,35,41]. Dodatkowo ujaw­niono, że ufosforylowane ERM są wybiórczo wykrywane w mobilnych strukturach powierzchniowych komórek [33].

Jak się okazało, także swoiste interakcje z lipidami uczest­niczą w regulacji aktywacji białek ERM. Pierwsze donie­sienia traktujące o tym pochodziły z badań nad rodziną białek ERM, które zawierały tylko aminowy koniec łań­cucha białkowego. Tak zmodyfikowane ezryna, radyksyna i moezyna reagowały znacznie słabiej z cytoplazmatycz­nym końcem receptora CD44, podczas gdy ERM niepod­dane manipulacjom wymagały dla tej interakcji obecności PI(4,5)P₂ [18]. Jak wykazały kolejne badania [45], obec­ność PI(4,5)P₂ nie jest wymagana dla wiązania się białek ERM z CD44. Doświadczenia z wykorzystaniem ufosfo­rylowanej moezyny T558 izolowanej z płytek krwi ujawni­ły, że PI(4,5) P₂ oraz inne lipidy są niezbędne do odsłonię­cia miejsc wiążących aktynę in vitro [31]. Potwierdzeniem ważnej roli PI(4,5) P₂ w regulacji aktywności białek ERM i co za tym idzie regulowaniu procesów adhezji i mobil­ności komórkowej były eksperymenty, w których stosowa­no mikroiniekcje z neomycyny. Antybiotyk ten charakte­ryzuje się właściwością wiązania fosfatydyloinozytoli. Zastosowanie neomycyny służącej jako chelator PI(4,5) P₂ powoduje utratę powierzchniowych mikrokosmków, co udo­wadnia rolę PI(4,5) P₂ w aktywacji ERM [46].

Białka ERM jako substancje łącznikowe między cytoszkieletem aktynowym a białkami błony komórkowej – interakcje bezpośredniei pośrednie

Postawione na początku badań nad białkami ERM hipote­tyczne założenie, że pełnią one rolę łączników między fi­lamentami aktynowymi a błoną komórkową wynikało ze swoistej subkomórkowej immunotopografii w strukturach powierzchniowych komórek [4]. Dopiero później wyka­zano istnienie na C-końcu miejsca wiążącego F-aktynę, które jest maskowane w nieaktywnej postaci białek ERM [43]. Stwierdzono także obecność innych miejsc wiążą­cych F-aktynę, jednak ich znaczenie fizjologiczne nie jest do końca poznane [23,24].

Jak się okazało, domena FERM jest najważniejsza w pro­cesie wiązania ezryny, radyksyny i moezyny z białka­mi błony komórkowej. Istnieją dwa główne typy interak­cji z cząsteczkami błonowymi: bezpośrednie wiązanie się FERM z cytoplazmatycznymi końcami białek transmem­branowych (ryc. 2A) i pośrednie reakcje z tymi białkami za pomocą dwóch białek rusztujących (scaffolding prote­ins): E3KARP (NHE type 3 kinase A regulatory protein) (ryc. 2B) oraz EBP50/NHE-RF (ryc. 2C). Białka rusztują­ce odznaczają się występowaniem swoistej domeny PDZ, która pośredniczy w reakcjach z innymi cząsteczkami [4].

Ryc. 2. Białka ERM jako substancje łącznikowe między cytoszkieletem aktynowym a białkami błony komórkowej – interakcje bezpośrednie i pośrednie. Interakcje bezpośrednie (A) pomiędzy białkami ERM a białkami transbłonowymi dotyczą głównie receptorów adhezyjnych CD44, CD43, ICAM1 i ICAM2. Interakcje pośrednie występują w kooperacji z dwoma białkami kotwiczącymi: (B) E3KARP oraz (C) EBP50/NHE-RF

Wiele z bezpośrednich reakcji między białkami ERM a biał­kami transmembranowymi dotyczy receptorów adhezyjnych.

Pierwsze takie wiązanie opisano dla ERM i receptora CD44 [42] (ryc. 2A). Interakcja ezryna-CD44 jest niezwykle waż­na dla adhezji oraz ruchliwości komórkowej i, co interesu­jące, w jej wyniku dokonywana jest odwracalna fosfory­lacja miejsca S219 w końcowym fragmencie CD44, która jest odpowiedzialna za zmniejszenie asocjacji ezryna­-CD44. Jednak rola tych funkcjonalnych powiązań mię­dzy ezryną i CD44 wymaga dalszych analiz [21]. Ezryna jest także zaangażowana w reakcję z cytoplazmatycznym końcem adhezyjnej molekuły ICAM-2 (intercellular ad­hesion molecule-2) [45] (ryc. 2A). Komórki NK (natural killer) wymagają ICAM-2 do wytworzenia struktur zwa­nych uropodiami, przed procesem aktywacji związanym z IL-2. Nagromadzenie ICAM-2 jest zależne od ezryny i jej brak powoduje równomierne rozmieszczenie ICAM-2, co uniemożliwia sprawne funkcjonowanie komórek NK [17].

Inny przykład bezpośrednich reakcji z białkami błonowymi dotyczy ezryny i NHE-1 (sodium-hydrogen exchange isoform 1) [9]. Wprowadzenie tego białka do fibroblastów PS120, które nie wykazują zwykle jego ekspresji, prowadzi do re­organizacji cytoszkieletu i formowania ognisk kontaktowych (focal contacts). Efekt przebudowy włókien aktynowych jest uzależniony od występowania końcowego fragmentu łańcu­cha cytoplazmatycznego białka NHE-1, który jest odpowie­dzialny za wiązanie ERM. Podobne zmiany morfologicz­ne występują po wprowadzeniu do komórek zmutowanej NHE-1, która nie jest zdolna do przemieszczenia protonu.

Kolejnym dowodem potwierdzającym ważną rolę białek ERM w prawidłowym funkcjonowaniu komórek jest proces aktywacji limfocytów T, który wymaga usunięcia cząstecz­ki CD43 z immunologicznej synapsy między limfocytem T a komórką prezentującą antygen (APC – antigen-pre­senting cell). Reakcja ta zależy od interakcji białek ERM i cytoplazmatycznego końca CD43, do którego są przyłą­czone ERM [45]. Doświadczenia prowadzone na limfo­cytach T wykazujących ekspresję zmodyfikowanej ezry­ny niespełniającej swojej funkcji wykazują, że nie mogą one usunąć CD43 z synapsy immunologicznej w wyniku czego nie mogą ulec aktywacji [1].

Niezwykle istotne z punktu widzenia cytobiochemii białek ERM są ich interakcje pośrednie z molekułami komórkowymi. Uczestniczy w nich także domena FERM, która jest zaangażowana w reakcje z białkami rusztującymi, zwłaszcza E3KARP (ryc. 2B) i EBP50/NHE-RF (ryc. 2C). Obydwa białka zawierają w swojej strukturze dwie domeny PDZ oraz C-końcową sekwencję około 30 aminokwasów wiążących ERM [37,47]. Domeny PDZ są najprawdopo­dobniej odpowiedzialne za wiązanie białek transmembra­nowych do cytoszkieletu. EBP50/NHE-RF i E3KARP wy­kazują wiele funkcji fizjologicznych, z których część jest nie do końca poznana. Najistotniejszą ich rolą jest wiązanie białek błonowych i łączenie ich za pośrednictwem ERM z filamentami aktynowymi, np. podokaliksyna, odgrywa­jąca ważną rolę w prawidłowym funkcjonowaniu kłębusz­ków nerkowych. Stwierdzono, że podokaliksyna wiąże się poprzez swoją C-końcową sekwencję DTHL (D-kwas aspa­raginowy, T-treonina, H-histydyna, L-leucyna) z E3KARP, a to z kolei kotwiczy powstałe połączenie z F-aktyną za po­średnictwem ezryny [40] (ryc. 2B). Powstała sieć wzajem­nych połączeń sprzyja prawidłowemu procesowi filtracji kłębuszkowej i utrzymuje stabilny stan funkcjonalny po­dokaliksyny. Warto dodać, że EBP50/NHE-RF i E3KARP mogą uczestniczyć w regulacji endocytozy wielu białek błonowych, z którymi są związane. Należą do nich m.in.: CFTR (cystic fibrosis transmembrane conductance regu­lator), receptor β₂-adrenergiczny, NHE-3 i PDGF-R (pla­telet-derived growth factor receptor) [15,27,44] (ryc. 2C).

Udział ERM w wewnątrzkomórkowych szlakach transdukcji sygnału

Konformacja białek ERM, i co za tym idzie ich aktywność, jest regulowana poprzez wiązanie fosfolipidów i fosforyla­cję. Obydwa procesy są rezultatem działania drogi sygnało­wej, w której pośredniczą białka Rho [25,26]. Mackay i wsp. [22] udowodnili, że indukowana białkami Rho przebudo­wa cytoszkieletu zależy od cytoplazmatycznej puli białek ERM. Ich badania wykazały, że rozpuszczalna pula cyto­plazmatycznych ERM ulega redystrybucji do błony komór­kowej w odpowiedzi na aktywację Rho-zależną poprzez GTPγS (nieulegający hydrolizie analog GTP). W podobny sposób ERM spełniają rolę efektora w drodze sygnałowej PKCα i PKCθ. Jak opisano wyżej, obie kinazy są zaangażo­wane również w fosforylację C-końcowego fragmentu bia­łek ERM, co ułatwia przejście w stan aktywny tych białek.

Interesujący jest wpływ ERM na aktywność rodziny bia­łek Rho (ryc. 3). Wiele dowodów wskazuje, że ERM re­guluje aktywność Rho [4]. RhoGDI, będący silnym, ne­gatywnym regulatorem aktywacji Rho może być wiązany poprzez domenę FERM białek ERM [39]. Jednak wiąza­nie RhoGDI jest zahamowane jeśli cząsteczka białka ERM jest w stanie nieaktywnym. Badania in vitro wykazały, że związanie przez ERM RhoGDI uwalnia nieaktywne Rho z kompleksu z GDI, co umożliwia aktywację Rho wsku­tek wymiany GDP na GTP. Takahashi i wsp. [39] wykaza­li, że związanie przez domenę FERM RhoGDI powoduje wzrost aktywności białek Rho. Należy podkreślić, że rola i udział białek Rho w aktywacji ERM i ewentualne sprzę­żenia zachodzące między nimi wymagają dalszych badań ze względu na istniejące niejasności [4].

Ryc. 3. Udział białek ERM w wewnątrzkomórkowych szlakach transdukcji sygnałów. Poprzez bezpośrednie i pośrednie połączenia z białkami błonowymi, ERM są ściśle zaangażowane w wiele procesów cytofizjologicznych. Wewnątrzkomórkowa sekwestracja E-kadheryny przez ezrynę wpływa na adhezję komórkową, z kolei udział w szlaku kinaz Rho odgrywa istotną rolę w regulowaniu ruchliwości komórek. Aktywacja kinazy Akt, w którą białka ERM zaangażowane są pośrednio, powoduje inaktywację białka proapoptotycznego Bad i stopniowe nabywanie przez komórki właściwości antyapoptotycznych

Rodzina białek ERM wpływa w znaczący sposób na pro­ces regulacji adhezji i komunikacji międzykomórkowej, w którym uczestniczy także E-kadheryna [20] (ryc. 3). Wykazano, że ezryna odgrywa główną rolę w prawidło­wym umiejscowieniu E-kadheryny w błonie komórkowej. Komórki odznaczające się nadekspresją ezryny „akumu­lują” wewnątrzkomórkowo E-kadherynę, co prowadzi do obniżenia stopnia adhezji międzykomórkowej [36].

Ezryna podlega także interakcjom z PI-3 kinazą (phospha­tidylinositol-3 kinase), enzymem odgrywającym istotną rolę w przeżyciu komórek (ryc. 3). Jak wykazały badania Gautreau i wsp. [14], aktywowana ezryna ulega bezpośred­niemu wiązaniu do regulatorowej podjednostki p85 PI-3 kinazy. Akt, znana też jako PKB (protein kinase B), jako główny element drogi sygnałowej zapoczątkowanej przez PI-3 kinazę, poprzez swoją aktywację chroni komórki przed apoptozą w wyniku inaktywacji białka Bad, będącego pro­apoptotycznym czynnikiem z rodziny białek Bcl-2 [14].

Topografia komórkowa i tkankowa białek ERM w warunkach prawidłowych

Jak wynika z powyższych informacji płynących z ba­dań nad funkcjonowaniem i rolą białek rodziny ERM w prawidłowych komórkach na pierwszy plan wysuwa się podstawowe znaczenie właściwego subkomórkowego roz­mieszczenia tych białek. Swoista immunotopografia bia­łek kompleksu ERM ma istotne znaczenie zwłaszcza dla funkcjonowania komórek w obrębie tkanki nabłonkowej [4,10,28,38]. Ezryna, radyksyna i moezyna w prawidłowej komórce są umiejscowione głównie w jej apikalnej (szczy­towej) części, co zostało potwierdzone w badaniach im­munofluorescencyjnych [19] i immunohistochemicznych [8]. Taka lokalizacja jest ściśle związana z regionami bo­gatymi w filamenty aktynowe, które obejmują różnego ro­dzaju sfałdowania błony komórkowej, połączenia między­komórkowe i mikrokosmki. Immunodetekcja białek ERM jest stwierdzana także odcinkowo, segmentalnie w obrębie błony komórkowej. Najrzadziej występującą natywną lo­kalizacją jest jądro komórkowe [19,38]. Warto dodać, że ekspresję kompleksu ERM, a zwłaszcza moezyny obser­wuje się również w komórkach mioepitelialnych, fibrobla­stach, komórkach śródbłonka i komórkach mięśni gładkich, przede wszystkim ściany naczyń [6].

Podsumowanie

Ezryna, radyksyna i moezyna (ERM) jako substancje łącz­nikowe umożliwiają istnienie regulowanego sprzężenia między filamentami F-aktyny w korze komórki a białkami umiejscowionymi w błonie komórkowej. Połączenie mię­dzy mikrofilamentami aktynowymi i białkami błony jest najważnejsze dla wielu podstawowych procesów, m.in.: adhezji, ruchliwości komórkowej, cytokinezy, determina­cji kształtu komórki, fagocytozy oraz integracji transportu błonowego z wewnątrzkomórkowym systemem transdukcji sygnałów. W związku z udziałem białek ERM w polaryza­cji komórek sugeruje się także ich udział w rozmieszczaniu białek w komórce oraz w integracji sygnałów napływają­cych do komórki ze środowiska zewnętrznego.

Podziękowania

Autorzy dziękują Panu Piotrowi Zalewskiemu za pomoc edytorską w przygotowaniu rycin do artykułu.

PIŚMIENNICTWO

[1] Allenspach E.J., Cullinan P., Tong J., Tang Q., Tesciuba A.G., Cannon J.L., Takahashi S.M., Morgan R., Burkhardt J.K., Sperling A.I.: ERM-dependent movement of CD43 defines a novel protein complex distal to the immunological synapse. Immunity, 2001; 15: 739-750
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Amieva M.R., Wilgenbus K.K., Furthmayr H.: Radixin is a component of hepatocyte microvilli in situ. Exp. Cell Res., 1994; 210: 140-144
[PubMed]  

[3] Berryman M., Gary R., Bretscher A.: Ezrin oligomers are major cytoskeletal components of placental microvilli: a proposal for their involvement in cortical morphogenesis. J. Cell Biol., 1995; 131: 1231-1242
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[4] Bretscher A., Edwards K., Fehon R.G.: ERM proteins and merlin: integrators at the cell cortex. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2002; 3: 586-599
[PubMed]  

[5] Bretscher A., Gary R., Berryman M.: Soluble ezrin purified from placenta exists as stable monomers and elongated dimers with masked C-terminal ezrin-radixin-moesin association domains. Biochemistry, 1995; 34: 16830-16837
[PubMed]  

[6] Charafe-Jauffret E., Monville F., Bertucci F., Esterni B., Ginestier C., Finetti P., Cervera N., Geneix J., Hassanein M., Rabayrol L., Sobol H., Taranger-Charpin C., Xerri L., Viens P., Birnbaum D., Jacquemier J.: Moesin expression is a marker of basal breast carcinomas. Int. J. Cancer, 2007; 121: 1779-1785
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Crepaldi T., Gautreau A., Comoglio P.M., Louvard D., Arpin M.: Ezrin is an effector of hepatocyte growth factor-mediated migration and morphogenesis in epithelial cells. J. Cell Biol., 1997; 138: 423-434
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Den Bakker M.A., Riegman P.H., Hekman R.A., Boersma W., Janssen P.J., van der Kwast T.H., Zwarthoff E.C.: The product of the NF2 tumour suppressor gene localizes near the plasma membrane and is highly expressed in muscle cells. Oncogene, 1995; 10: 757-763
[PubMed]  

[9] Denker S.P., Huang D.C., Orlowski J., Furthmayr H., Barber D.L.: Direct binding of the Na – H exchanger NHE1 to ERM proteins regulates the cortical cytoskeleton and cell shape independently of H⁺ translocation. Mol. Cell, 2000; 6: 1425-1436
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Fais S.: A role for ezrin in a neglected metastatic tumor function. Trends Mol. Med., 2004; 10: 249-250
[PubMed]  

[11] Fehon R.G., McClatchey A.I., Bretscher A.: Organizing the cell cortex: the role of ERM proteins. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2010; 11: 276-287
[PubMed]  

[12] Gary R., Bretscher A.: Heterotypic and homotypic associations between ezrin and moesin, two putative membrane-cytoskeletal linking proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1993; 90: 10846-10850
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[13] Gary R., Bretscher A.: Ezrin self-association involves binding of an N-terminal domain to a normally masked C-terminal domain that includes the F-actin binding site. Mol. Biol. Cell, 1995; 6: 1061-1075
[PubMed]  

[14] Gautreau A., Poullet P., Louvard D., Arpin M.: Ezrin, a plasma membrane-microfilament linker, signals cell survival through the phosphatidylinositol 3-kinase/Akt pathway. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1999; 96: 7300-7305
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Hall R.A., Ostedgaard L.S., Premont R.T., Blitzer J.T., Rahman N., Welsh M.J., Lefkovitz R.J.: A C-terminal motif found in the β2-adrenergic receptor, P2Y1 receptor and cystic fibrosis transmembrane conductance regulator determines binding to the Na⁺/H⁺ exchanger regulatory factor family of PDZ proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998; 95: 8496-8501
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Hayashi K., Yonemura S., Matsui T., Tsukita S.: Immunofluorescence detection of ezrin/radixin/moesin (ERM) proteins with their carboxyl-terminal threonine phosphorylated in cultured cells and tissues. J. Cell Sci., 1999; 112: 1149-1158
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[17] Helander T.S., Carpén O., Turunen O., Kovanen P.E., Vaheri A., Timonen T.: ICAM-2 redistributed by ezrin as a target for killer cells. Nature, 1996; 382: 265-268
[PubMed]  

[18] Hirao M., Sato N., Kondo T., Yonemura S., Monden M., Sasaki T., Takai Y., Tsukita S., Tsukita S.: Regulation mechanism of ERM (ezrin/radixin/moesin) protein/plasma membrane association: possible involvement of phosphatidylinositol turnover and Rho-dependent signaling pathway. J. Cell Biol., 1996; 135: 37-51
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[19] Hoeflich K.P., Ikura M.: Radixin: cytoskeletal adopter and signaling protein. Int. J. Biochem. Cell Biol., 2004; 36: 2131-2136
[PubMed]  

[20] Hunter K.W.: Ezrin, a key component in tumor metastasis. Trends Mol. Med., 2004; 10: 201-204
[PubMed]  

[21] Legg J.W., Lewis C.A., Parsons M., Ng T., Isacke C.M.: A novel PKC-regulated mechanism controls CD44 ezrin association and directional cell motility. Nat. Cell Biol., 2002; 4: 399-407
[PubMed]  

[22] Mackay D.J., Esch F., Furthmayr H., Hall A.: Rho- and Rac-dependent assembly of focal adhesion complexes and actin filaments in permeabilized fibroblasts: an essential role for ezrin/radixin/moesin proteins. J. Cell Biol., 1997; 138: 927-938
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[23] Mangeat P., Roy C., Martin M.: ERM proteins in cell adhesion and membrane dynamics. Trends Cell Biol., 1999; 9: 187-192
[PubMed]  

[24] Martin M., Roy C., Montcourrier P., Sahuquet A., Mangeat P.: Three determinants in ezrin are responsible for cell extension activity. Mol. Biol. Cell, 1997; 8: 1543-1557
[PubMed]  

[25] Matsui T., Maeda M., Doi Y., Yonemura S., Amano M., Kaibuchi K., Tsukita S., Tsukita S.: Rho-kinase phosphorylates COOH-terminal threonines of ezrin/radixin/moesin (ERM) proteins and regulates their head-to-tail association. J. Cell Biol., 1998; 140: 647-657
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Matsui T., Yonemura S., Tsukita S., Tsukita S.: Activation of ERM proteins in vivo by Rho involves phosphatidylinositol 4-phosphate 5-kinase and not ROCK kinases. Curr. Biol., 1999; 9: 1259-1262
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[27] Maudsley S., Zamah A.M., Rahman N., Blitzer J.T., Luttrell L.M., Lefkovitz R.J., Hall R.A.: Platelet-derived growth factor receptor association with Na⁺/H⁺ exchanger regulatory factor potentiates receptor activity. Mol. Cell. Biol., 2000; 20: 8352-8363
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] McClatchey A.I.: Merlin and ERM proteins: unappreciated roles in cancer development? Nat. Rev. Cancer, 2003; 3: 877-883
[PubMed]  

[29] McClatchey A.I., Saotome I., Ramesh V., Gusella J.F., Jacks T.: The Nf2 tumor suppressor gene product is essential for extraembryonic development immediately prior to gastrulation. Genes Dev., 1997; 11: 1253-1265
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[30] Nakamura F., Amieva M.R., Furthmayr H.: Phosphorylation of threonine 558 in the carboxyl-terminal actin-binding domain of moesin by thrombin activation of human platelets. J. Biol. Chem., 1995; 270: 31377-31385
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Nakamura F., Huang L., Pestonjamasp K., Luna E.J., Furthmayr H.: Regulation of F-actin binding to platelet moesin in vitro by both phosphorylation of threonine 558 and polyphosphatidylinositides. Mol. Biol. Cell, 1999; 10: 2669-2685
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[32] Ng T., Parsons M., Hughes W., Monypenny J., Zicha D., Gautreau A., Arpin M., Gschmeissner S., Verveer P.J., Bastiaens P.I., Parker P.J.: Ezrin is a downstream effector of trafficking PKC-integrin complexes involved in the control of cell motility. EMBO J., 2001; 20: 2723-2741
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Oshiro N., Fukata Y., Kaibuchi K.: Phosphorylation of moesin by Rho-associated kinase (Rho-kinase) plays a crucial role in the formation of microvilli-like structures. J. Biol. Chem., 1998; 273: 34663-34666
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Pearson M.A., Reczek D., Bretscher A., Karplus P.A.: Structure of the ERM protein moesin reveals the FERM domain fold masked by an extended actin binding tail domain. Cell, 2000; 101: 259-270
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Pietromonaco S.F., Simons P.C., Altman A., Elias L.: Protein kinase C-? phosphorylation of moesin in the actin binding sequence. J. Biol. Chem., 1998; 273: 7594-7603
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Pujuguet P., Del Maestro L., Gautreau A., Louvard D., Arpin M.: Ezrin regulates E-cadherin-dependent adherens junction assembly through Rac1 activation. Mol. Biol. Cell, 2003; 14: 2181-2191
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Reczek D., Bretscher A.: The carboxyl-terminal region of EBP50 binds to a site in the amino-terminal domain of ezrin that is masked in the dormant molecule. J. Biol. Chem., 1998; 273: 18452-18458
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Sarrió D., Rodriguez-Pinilla S.M., Dotor A., Calero F., Hardisson D., Palacios J.: Abnormal ezrin localization is associated with clinicopathological features in invasive breast carcinomas. Breast Cancer Res. Treat., 2006; 98: 71-79
[PubMed]  

[39] Takahashi K., Sasaki T., Mammoto A., Takaishi K., Kameyama T., Tsukita S., Takai Y.: Direct interaction of the Rho GDP dissociation inhibitor with ezrin/radixin/moesin initiates the activation of the Rho small G protein. J. Biol. Chem., 1997; 272: 23371-23375
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] Takeda T., McQuistan T., Orlando R.A., Farquhar M.G.: Loss of glomerular foot processes is associated with uncoupling of podocalyxin from the actin cytoskeleton. J. Clin. Invest., 2001; 108: 289-301
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[41] Tran Quang C., Gautreau A., Arpin M., Treisman R.: Ezrin function is required for ROCK-mediated fibroblast transformation by the Net and Dbl oncogenes. EMBO J., 2000; 19: 4565-4576
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Tsukita S., Oishi K., Sato N., Sagara J., Kawai A., Tsukita S.: ERM family members as molecular linkers between the cell surface glycoprotein CD44 and actin-based cytoskeletons. J. Cell Biol., 1994; 126: 391-401
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[43] Turunen O., Wahlström T., Vaheri A.: Ezrin has a COOH-terminal actin-binding site that is conserved in the ezrin protein family. J. Cell Biol., 1994; 126: 1445-1453
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[44] Wang S., Raab R.W., Schatz P.J., Guggino W.B., Li M.: Peptide binding consensus of the NHE-RF-PDZ1 domain matches the C-terminal sequence of cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR). FEBS Lett., 1998; 427: 103-108
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[45] Yonemura S., Hirao M., Doi Y., Takahashi N., Kondo T., Tsukita S., Tsukita S.: Ezrin/radixin/moesin (ERM) proteins bind to a positively charged amino acid cluster in the juxta-membrane cytoplasmic domain of CD44, CD43, and ICAM-2. J. Cell Biol., 1998; 140: 885-895
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Yonemura S., Matsui T., Tsukita S., Tsukita S.: Rho-dependent and -independent activation mechanisms of ezrin/radixin/moesin proteins: an essential role for polyphosphoinositides in vivo. J. Cell Sci., 2002; 115: 2569-2580
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Yun C.H., Lamprecht G., Forster D.V., Sidor A.: NHE3 kinase A regulatory protein E3KARP binds the epithelial brush border Na+/H+ exchanger NHE3 and the cytoskeletal protein ezrin. J. Biol. Chem., 1998; 273: 25856-25863
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Full text