Abstrakt

γ-Cystationaza (CTH, EC: 4.4.1.1), enzym szeroko rozpowszechniony w świecie organizmów prokariotycznych i eukariotycznych, katalizuje powstawanie i przemiany związków zawierających siarkę sulfanową oraz odgrywa zasadniczą rolę w beztlenowym, desulfuracyjnym, metabolizmie L-cysteiny. Ludzka CTH jest tetramerem złożonym z dwóch dimerów, a każdy monomer wiąże fosforan pirydoksalu (PLP). Gen znajdujący się na krótkim ramieniu chromosomu 1 składa się z 13 eksonów i 12 intronów. W wyniku alternatywnego składania, powstają 3 izoformy ludzkiej CTH. Analiza zmienności genetycznych CTH wykazała dużą liczbę polimorfizmów. Obniżenie ekspresji CTH pociąga za sobą spadek stężenia cysteiny, glutationu (GSH), tauryny i siarkowodoru (H2S) w komórkach, a co więcej prowadzi do wystąpienia cystationinurii. H2S, endogennie tworzony przez CTH, ma wpływ na rozszerzanie naczyń i regulację ciśnienia krwi. Myszy pozbawione genu CTH wykazują obniżone stężenie H2S, nadciśnienie tętnicze i obniżenie, zależnej od H2S, zdolności do relaksacji śródbłonka naczyń. Nadekspresja genu kodującego CTH w komórkach prowadzi do zwiększonego wytwarzania H2S. H2S odgrywa rolę w ochronie neuronów przed stresem oksydacyjnym wpływając na zwiększenie aktywności syntetazy γ-glutamylocysteinowej, a przez to na wzrost poziomu GSH. Transferazy siarkowe, w tym CTH, mogą lokalnie przeciwdziałać stresowi oksydacyjnemu dzięki odwracalnemu utlenianiu ich grup –SH w obecności zwiększonego poziomu reaktywnych form tlenu oraz redukcji w obecności GSH i/lub zredukowanej tioredoksyny.

Wprowadzenie

Transferazy siarkowe są grupą enzymów szeroko rozpowszechnionych w świecie organizmów prokariotycznych i  eukariotycznych [2,47,46,73], katalizują powstawanie i przemiany związków zawierających siarkę sulfanową (zredukowany atom siarki znajdujący się na 0 lub – 1 stopniu utlenienia połączony z innymi atomami siarki) oraz odgrywają zasadniczą rolę w beztlenowym, desulfuracyjnym, metabolizmie L-cysteiny. Należą do nich: γ-cystationaza (CTH, EC: 4.4.1.1), rodanaza (transferaza siarkowa tiosiarczanu, TST, EC: 2.8.1.1) oraz transferaza siarkowa 3-merkaptopirogronianu (MST, EC: 2.8.1.2). W niekorzystnych warunkach fizjologicznych, takich jak m.in. niedobór siarki czy obecność nadtlenków, zaobserwować można wzrost ekspresji tych transferaz siarkowych [1,32,52,55], co sugeruje, że pełnią one ochronną rolę w komórce [52].

CTH (inne nazwy tego enzymu: γ-liaza cystationinowa, deaminaza homoserynowa, desulfhydraza cysteinowa, dehydrataza homoserynowa, cysteinoproteinowa sulfhydrataza – wg NCBI – Online Mendelian Inheritance in Man, AC genu: *607657), podobnie jak inne transferazy siarkowe, uczestniczy w wytwarzaniu tiosiarczanu. Początek zainteresowania metabolizmem tiosiarczanu w organizmie zwierzęcym [59,60] związany jest z wykryciem tego związku w moczu psów i kotów przez Schmiedeberga w 1867 r. Tiosiarczan sodu stosowany jest w medycynie, gdyż podany pozajelitowo jest donorem siarki, która może być przenoszona na cyjanek, przekształcając go w mniej toksyczny rodanek [29]. W 1950 r. Binkley udowodnił prawdziwość hipotezy mówiącej, że desulfhydraza cysteinowa i CTH to ten sam enzym [5]. CTH po raz pierwszy wyizolowana została w 1958 r. z wątroby szczura przez Matuso i Greenberga [40]. W 1962 r. Cavallini i wsp. zaobserwowali, że CTH rozkłada cystynę do pirogronianu, amoniaku i tiocysteiny [7], a Chatagner i wsp. odnotowali wzrost aktywności CTH w wątrobie szczura po podaniu metioniny [8]. Fernandez i Horvath [17] wykazali, że tyroksyna jest inhibitorem CTH. Koj i Frendo [30] zwrócili uwagę na powiązanie metaboliczne CTH i rodanazy, a Szczepkowski i Wood [65] wykazali, że tiocysteina – produkt działania CTH, jest doskonałym substratem dla TST [29]. Według Coopera główną fizjologiczną funkcją CTH jest katabolizm cystationiny zachodzący na szlaku powstawania L-cysteiny z metioniny (ryc.1) [11]. W 1990 r. Erickson i wsp. określili strukturę pierwszorzędową szczurzej CTH [16], a w 1992 r. Lu i wsp. wykazali, że sekwencja ludzkiego cDNA dla CTH wykazuje znaczną homologię aminokwasową z cDNA dla CTH szczura (85%) i drożdży (50%) [36]. Yamagata i wsp. sklonowali gen kodujący CTH z Saccharomyces cerevisiae i przeprowadzili jego ekspresję w komórkach Escherichii coli [81]. Steegborn i wsp. sklonowali z komórek HepG2 gen kodujący ludzką CTH, który również ulegał ekspresji w komórkach bakterii E. coli [61]. W ten sposób po raz pierwszy uzyskano CTH ssaków wytworzoną przez bakterię.

Ryc. 1.Powstawanie i przemiany L-cysteiny. Metabolizm aminokwasów siarkowych: CBS – β-syntaza cystationinowa; CDO – dioksygenaza cysteinowa, CTA – transaminaza cysteinowa; CTH – γ-liaza cystationinowa, MST – transferaza siarkowa 3-merkaptopirogronianu

Występowanie CTH

W 2000 roku Dobric i wsp. zidentyfikowali gen CTH u bakterii [13]. Aktywność tego enzymu stwierdzono również u grzybów [61], nicieni [24], ssaków [24,56] i człowieka [24,34,61]. Aktywności CTH nie stwierdzono w wątrobie ludzkiego zarodka [22,34], a także w soczewkach starych zwierząt, w związku z czym GSH nie może być syntetyzowany z metioniny [67]. U ssaków aktywność CTH jest największa w wątrobie i nerkach, w pozostałych tkankach poziom CTH jest niższy [19,24,25,48,71]. Mała jest też aktywność CTH w mózgu [19,24,75,77,78,79]. W nerkach szczura aktywność CTH stanowi jedynie 8%, a w sercu 1% aktywności wątrobowej [40]. Występowanie CTH w komórce ograniczone jest do przedziału cytosolowego [49,71].

Struktura CTH

CTH może występować jako trimer (Lactococcus fermentum DT41, 140 kDa) [13] lub tetramer (szczur, Streptomyces phaeochromogenes 4 x 40 000 Da, mysz, człowiek) [34,61,64] (ryc. 2). Każdy monomer ludzkiej CTH ma trzy odrębne domeny: N-końcową stanowiącą część składową miejsca aktywnego utworzonego przez sąsiednie monomery wchodzące w skład aktywnego dimeru, domenę wiążącą fosforan pirydoksalu (PLP), domenę C-końcową [34,61].

Ryc. 2.γ-Liaza cystationinowa (EC 4.4.1.1) (PDB ID: 3ELP; [61])

W ludzkiej wątrobie występują dwa warianty mRNA dla genu CTH. Dłuższy z nich wykazuje 85% homologię składu aminokwasowego z CTH szczurów. Krótszy, produkt modyfikacji potranskrypcyjnej, jest uboższy o 132 pary nukleotydów zlokalizowane na eksonie 5. Aktywność enzymatyczną CTH wykazuje białkowy produkt translacji dłuższej formy mRNA [34,36].

Dwa monomery znajdujące się w bliskim kontakcie, tworzą aktywny dimer mający miejsce aktywne (ryc. 2) na styku podjednostek A i B, a kolejne miejsce aktywne jest na styku podjednostek C i D [34]. Tetramer składa się zatem z dwóch niemalże samodzielnych dimerów (A, B) i (C, D) wzajemnie powiązanych dwukrotną pseudoosią [31]. Na każdy z czterech monomerów przypada kofaktor – fosforan pirydoksalu (PLP) kowalencyjnie przyłączony do Lys212 znajdującej się w miejscu aktywnym – kofaktor tworzy z aminokwasem wiązanie typu zasady Schiffa [61]. Grupa fosforanowa PLP z danego monomeru tworzy wiązania wodorowe z Ser89, Gly90 i Leu91 tej samej podjednostki. Innym ważnym mechanizmem stabilizującym wiązanie PLP jest równoległe ułożenie Tyr114 do pierścienia aromatycznego pirydoksalu, które blokuje PLP we wnęce miejsca aktywnego poprzez wzajemne oddziaływanie π – π orbitali tych dwóch pierścieni aromatycznych [31]. W obrębie miejsca aktywnego tworzone są dwie pętle: Thr211 – Met214 i Met110 – Asn118, któ- re na powierzchni każdej podjednostki tworzą głębokie wgłębienia ze zlokalizowanym w nich kofaktorem – to ugrupowanie jest miejscem właściwej reakcji. Reakcja enzymatyczna polega na zerwaniu wiązania kowalencyjnego między Lys212 a PLP, co silnie uzależnione jest od dokładnego położenia i orientacji reszt Thr60-Thr21- -Lys212-PLP-Thr114 [31].

Po usunięciu PLP, szczelina wraz z miejscem aktywnym przechodzi duże zmiany konformacyjne prowadzące do destabilizacji samodzielnych dimerów. Odkrycie to wyjaśnia znaczenie złożenia dimerów w bardziej stabilną strukturę tetrameru. Trwałość połączeń międzydomenowych warunkowana jest brakiem występowania między nimi reszt aminokwasowych zaangażowanych w zmiany konformacyjne zachodzące podczas reakcji enzymatycznej [64].

GEN dla CTH

Początkowo, podczas badania hybryd komórek somatycznych, gen kodujący ludzką CTH przypisywany był do chromosomu 16 [15]. Po latach dokładnie określono jego lokalizację. Gen znajduje się na krótkim ramieniu chromosomu 1 (1p31.1) i składa się z 13 eksonów i 12 intronów (wg NCBI: NG_008041.1). U człowieka, w wyniku alternatywnego składania, powstają 3 izoformy CTH różniące się liczbą par nukleotydów (izoforma 1, najdłuższa – 2140 pz; izoforma 2 – 2008 pz; izoforma 3 – 2044 pz) (ryc. 3) oraz prowadzące do powstania białka różniącego się ilością aminokwasów (odpowiednio poszczególne izoformy dają produkty o długości: 405, 361 i 373 aminokwasów).

Ryc. 3. Warianty transkryptu CTH (wg NCBI)

Ryc. 4. Reakcje katalizowane przez γ-cystationazę

Korzystając z bazy danych NCBI sprawdzono czy istnieją zmiany zbyt często występujące w DNA dla ludzkiego CTH, by można było mówić o pojawieniu się przypadkowej mutacji (różnice w populacji z częstotliwością zmiany większą niż 1%). W tym celu przeprowadzono analizę zmienności genetycznych CTH (single nucleotide polimorphism) i stwierdzono dla genu Homo sapiens obecność 517 polimorfizmów w całym genie CTH, z czego 30 polimorfizmów występuje w regionach kodujących (izoforma 1 zawiera 30 polimorfizmów, izoforma 2 – 26, a izoforma 3 – 28), co może być przyczyną różnorodnych odmian tego genu prowadzących do różnic w budowie i działaniu białka kodowanego przez ten gen. Doliczono się 30 mutacji genowych, z czego jedna powoduje przesunięcie ramki odczytu, a 29 do zamiany jednej zasady azotowej na inną zasadę, co w konsekwencji zmienia sens informacji genetycznej. Trzy z mutacji substytucji występują już w linii zarodkowej i powodują wystąpienie choroby (zamiana aminokwasu w pozycji 67, 240 i 403). Pozostałe 487 zmiany obecne w sekwencjach niekodujących mogą zmienić ekspresję powstającego białka. Ponadto, wykorzystując bazę danych HapMap wytypowano polimorfizmy referencyjne, dziedziczone wraz z innymi polimorfizmami (#tag SNPs): rs515064 (lokalizacja: intron, zamiana A/G) [6], rs551939 (lokalizacja: intron, zamiana C/T), rs487773 (lokalizacja: intron, zamiana A/G), rs681475 (lokalizacja: intron, zamiana A/G) [6], rs1021737 (lokalizacja: ekson, zamiana T/G; mutacja chorobotwórcza) [33]. Polimorfizmy dziedziczone wspólnie to: rs515064 – dziedziczy się wraz z rs535112, rs663649, rs672203, rs577476, rs4650049, rs473334 oraz rs559062 – dziedziczy się z rs525276, rs559062, rs1145920. Wszelkie mutacje w genie kodującym CTH zaburzają prawidłowe działanie tego enzymu. Obniżenie ekspresji CTH pociąga za sobą spadek stężenia cysteiny, GSH, tauryny i H2S w komórkach [54,84], a co więcej prowadzi do wystąpienia cystationinurii [69].

Cystationinuria

Cystationinuria dziedziczona jest w sposób autosomalny recesywny, bez charakterystycznych cech patologicznych. Choroba charakteryzuje się nieprawidłowym gromadzeniem cystationiny osoczowej, co prowadzi do zwiększonego jej wydalania z moczem. Ze względu na jej niejednolitość i szeroki zakres powiązanych chorób, cystationuria uważana jest za łagodną nieprawidłowość biochemiczną [44]. Badania przesiewowe próbek moczu noworodków wykazały występowanie cystationurii z częstością 1 na 14 000 żywych urodzeń [74], z nieco mniejszą częstością udokumentowane zostało to również przez Wilckena i wsp. [72] oraz Lemieux i wsp. [33].

Wang i Hegele [69] określili 4 warianty choroby, przeprowadzili sekwencję genu CTH u 4 niespokrewnionych pacjentów z cystationinurią i zidentyfikowali dwie mutacje nonsensowne (ekson 8: c.940-941delCT; ekosn 11: c.1220delC) i dwie mutacje zmiany sensu (ekson 2: c.356C>T (T67I); ekson 7: c.874C>G (Q240E)). Wśród pacjentów dotkniętych tym schorzeniem znajdowały się zarówno osoby będące homozygotami, jak również heterozygotami. Wang i Hegele zidentyfikowali również niesynonimiczny polimorfizm w eksonie 12 – tranzycja w sekwencji cDNA c.1364G>T prowadząca do zamiany seryny w pozycji 403 na izoleucynę (S403I), mutacja obecna w 4 grupach etnicznych [69]. Następnie u 496 osób rasy kaukaskiej zbadano powiązanie genotypu S403I genu CTH z całkowitym stężeniem homocysteiny w osoczu (tHcy) [70]. Zaobserwowano związek między homozygotycznością genu CTH (1364T/T), a podwyższonym stężeniem tHcy.

Właściwości katalitycznei rola biologiczna cth – metabolity szlaku transsulfuracji: cystationina, cysteina, h2s

Ssaki nie potrafią syntetyzować L-metioniny, więc musi być ona dostarczana z pożywieniem. W organizmie metionina ulega demetylacji i powstaje L-homocysteina, która jest ważnym ogniwem cyklu aktywnego metylu, ponieważ może ulegać ponownej remetylacji do metioniny pod wpływem zależnej od witaminy B12 syntazy metioniny i donora metylu N5-metylotetrahydrofolianu. Może też ulegać kondensacji z L-seryną tworząc L-cystationinę (ryc. 4) [66]. Przemiana L-homocysteiny w L-cysteinę, z powstaniem L-cystationiny – metabolitu przejściowego, katalizowana jest przez β-syntazę cystationinową (CBS) oraz CTH. L-cysteina jest endogennym aminokwasem siarkowym wytwarzanym z metioniny z udziałem ATP w procesie transsulfurylacji atomu siarki z homocysteiny na serynę [18] (ryc. 1).

L-cysteina ze względu na obecność grupy tiolowej (-SH) ma, w wyniku utleniania, zdolność tworzenia mostków disiarczkowych wpływając na strukturę trzeciorzędową białek, w skład których wchodzi. L-cysteina jest ponadto składnikiem wielu innych biologicznie ważnych związków, w tym: koenzymu A, GSH, metalotioneiny (ryc. 1), stanowiąc donor aktywnej grupy tiolowej w reakcjach redox [38]. Wewnątrzkomórkowe zahamowanie aktywności CTH może się stać przyczyną zablokowania szlaku metabolicznego prowadzącego do powstania L-cysteiny (ryc. 1). Steegborn i wsp. wykazali, że aktywność CTH w ludzkich hepatocytach jest znacznie mniejsza w porównaniu z aktywnością tego enzymu w hepatocytach szczurzych [61]. Przypuszcza się więc, że CTH jest czynnikiem ograniczającym syntezę GSH w wątrobie człowieka przez limitowanie dostępności L-cysteiny [12], co ostatecznie może być przyczyną uszkodzeń wątroby pod wpływem alkoholu [61]. U pacjentów dotkniętych marskością wątroby obserwuje się spadek stężenia GSH, czemu towarzyszy hipermetioninemia [23], a u chorych na AIDS obniżeniu stężenia GSH towarzyszy również mała aktywność CTH [39].

CTH, jak wykazali Chiku i wsp., katalizuje reakcje; α-, γ-eliminacji lub α-, β-eliminacji oraz β-podstawienia, γ-podstawienia lub β – i  γ-podstawienia (ryc. 4) [10]. CTH jest głównym enzymem w procesach katabolizmu L-cystationiny [34,61], katalizuje również asymetryczne rozszczepienie cystyny do tiocysteiny, przekształcanej następnie w bardziej stabilną tiocystynę – trisiarczkowy analog oraz pirogronian i amoniak [7,62].

CTH może również uczestniczyć w powstawaniu (równanie 1) i przenoszeniu (równanie 2) siarki sulfanowej (S – atomy siarki sulfanowej) na różne akceptory, np. CN – uczestnicząc tym samym w endogennej detoksykacji cyjanku [53,77]. Atomy siarki przenoszone są przez tworzenie trisiarczku w centrum aktywnym enzymu [82]. Co więcej, CTH w obecności L-cysteiny dostarcza in vitro siarki do tworzenia klasterów żelazowo-siarkowych (FeS) u Escherichia coli [57].

CTH katalizuje reakcje, których produktami są związki zawierające siarkę sulfanową i H2S (ryc. 4) [68]. Występujące w układach biologicznych związki zawierające atom siarki sulfanowej to siarka elementarna (S0), np.: związana z białkami, tiosiarczan (SS03 2-), tiosulfoniany (RS(0)2S- ), politioniany (- 03S-SX-S03 – ), nadsiarczki (R-S-S- ), np.: tiocysteina, białkowe nadsiarczki, polisiarczki (R-S-SX-S-R), np.: tiocystyna, białkowe polisiarczki. Transferazy siarkowe, ze względu na obecność grup-SH w centrach aktywnych, mogą lokalnie przeciwdziałać stresowi oksydacyjnemu [50,76]. W obecności zwiększonego poziomu reaktywnych form tlenu grupy -SH mogą ulegać odwracalnemu utlenieniu do -SOH, natomiast w obecności GSH i/lub zredukowanej tioredoksyny mogą być odtwarzane [45].

Siarkowodór

H2S, jest syntetyzowany endogennie z L-cysteiny, w reakcjach katalizowanych przez dwa enzymy, których kofaktorem jest PLP: β-syntazę cystationinową (CBS, EC 4.2.1.22) i CTH (EC 4.4.1.1) (ryc. 1). W tworzeniu H2S ma również udział transferaza siarkowa 3-merkaptopirogronianu (MST, EC 2.8.1.2) [27,42,58,80]. Przy dostatecznym stężeniu cysteiny, każdy z wymienionych enzymów może syntetyzować H2S, natomiast przy braku cysteiny konieczny jest udział obydwu enzymów, CBS i CTH, a substratem do wytwarzania H2S staje się homocysteina, która powstaje z przekształcania metioniny (ryc. 1). MST syntetyzuje H2S z L-cysteiny, poprzez reakcję katalizowaną przez transaminazę cysteinową (CTA) prowadzącą do powstania 3-merkaptopirogronianu (ryc. 1).

Kamoun i Kimura wykazali tworzenie H2S w wątrobie, enterocytach, nerkach i mięśniach gładkich – głównie dzięki aktywności CTH oraz jego rolę, wraz z tlenkiem azotu, w regulacji napięcia mięśni gładkich [25,26]. H2S jest wytwarzany w mięśniach gładkich przewodu pokarmowego przez CTH i CBS [18]. W tkance nerwowej głównym enzymem odpowiedzialnym za syntezę H2S jest CBS, podczas gdy CTH odgrywa większą rolę w układzie krążenia [4,14,63,64]. Efektem działania H2S in vitro jest rozszerzenie naczyń krwionośnych przez aktywację ATP-zależnych kanałów potasowych w komórkach mięśniówki naczyń [63]. Patel i wsp. wykazali, że H2S może być również syntetyzowany endogennie w reakcjach katalizowanych przez CTH i CBS w macicy, łożysku, błonach płodowych szczura oraz w łożyskach ludzkich [51]. Endogenny H2S, aktywując kanały potasowe zależne od ATP, reguluje miejscowo kurczliwość błony mięśniowej macicy u kobiet w ciąży. Obniżenie ekspresji genu CBS po rozpoczęciu akcji porodowej sprzyja wydajniejszej/lepszej kurczliwości macicy [85]. Fu i wsp. w badaniach przeprowadzonych na mysich i szczurzych sercach wykazali, że głównym enzymem odpowiedzialnym za wytwarzanie H2S jest CTH, natomiast nie udało się zidentyfikować białka dla CTH z wykorzystaniem techniki Western–blot [21].

Istnieją doniesienia wskazujące, że zwiększony poziom H2S towarzyszy chorobom związanym ze stanem zapalnym, szokiem septycznym, udarem mózgu, a także jest zwiększony u pacjentów z zespołem Downa [37]. Tworzenie H2S w komórkach może być hamowane przez niesteroidowe leki przeciwzapalne (NSAIDs) i aspirynę [18], inhibitory syntazy NO [86] oraz inhibitory CTH [43]. Przewlekłe podawanie inhibitorów CTH, takich jak β-cyjanoalanina [61,64] powoduje hamowanie syntezy H2S i wzrost ciśnienia tętniczego krwi [4,25]. Badania przeprowadzone przez Flannigan i wsp. wykazały, że w obszarach uszkodzenia błony śluzowej w wyniku wrzodziejącego zapalenia jelita zaobserwowano wyraźny wzrost syntezy H2S przez CTH, CBS oraz MST [20]. Zwiększenie stężenie H2S znacznie przyspieszało regenerację tkanki objętej procesem zapalnym. Wyniki tych badań dają podstawę do szukania nowych rozwiązań w terapii przewlekłego wrzodziejącego zapalenia jelita grubego oraz choroby Crohna. W zwierzęcym modelu uszkodzeń alkoholowych błony śluzowej żołądka stwierdzono wyższą ekspresję CTH w błonie śluzowej żołądka w porównaniu do grupy kontrolnej, która otrzymywała jako placebo sól fizjologiczną [41]. Badania Yanga i wsp. dostarczyły bezpośrednich dowodów, że H2S jest endogennie tworzonym związkiem mającym wpływ na rozszerzanie naczyń i regulację ciśnienia krwi [84]. Wykazali, że H2S wytwarzany jest przez CTH, a myszy pozbawione genu CTH wykazywały znacznie obniżony poziom H2S, nadciśnienie tętnicze i obniżenie, zależnej od H2S, zdolności do relaksacji śródbłonka naczyń. Nadekspresja genu kodującego CTH w komórkach HEK-293 prowadziła do zwiększonego wytwarzania H2S, skorelowanego z zahamowaniem proliferacji, aktywacją zewnątrzkomórkowej regulatorowej kinazy ERK (extracellular regulatory kinase) i białka p21WAF1/CIP1 (inhibitor kinaz zależnych od cyklin) [83]. Zmiatacz H2S – methemoglobina – częściowo, ale znacząco znosiła antyproliferacyjny efekt CTH. Zdolność układu CTH/H2S do hamowania wzrostu komórkowego podsuwa możliwość wpływania na ekspresję CTH, jako nowe terapeutyczne podejście w leczeniu niektórych chorób [83]. H2S może również odgrywać rolę w ochronie antyoksydacyjnej neuronów w stresie oksydacyjnym, ponieważ ma wpływ na wzrost aktywności syntetazy γ-glutamylocysteinowej (γ-GCS), a przez to na wzrost stężenia GSH [28].

Podsumowanie

CTH jest enzymem bardzo rozpowszechnionym w świecie organizmów żywych. Jest enzymem o dużym znaczeniu biologicznym, pomagającym utrzymać homeostazę L-cysteiny i GSH w komórkach, stabilizuje homeostazę wapnia utrzymując odpowiedni status redox w komórce [3,9]. Oprócz ważnej roli w katabolizmie cystationiny, CTH katalizuje reakcje α – i ß-eliminacji, reakcje α – i γ-eliminacji, reakcje ß – i γ-podstawienia oraz reakcje, w których powstają związki zawierające siarkę sulfanową i H2S. CTH jest transferazą siarkową, która w miejscu aktywnym ma reszty cysteinowe odpowiedzialne za stabilizację struktury enzymu i jego funkcję. H2S, powstający z jej udziałem, pełni ważną rolę w regulacji procesów fizjologicznych, stanu zapalnego czy proliferacji komórek. Mutacje genu CTH prowadzą do znacznej kumulacji cystationiny w wątrobie, nerkach, mózgu i płynie mózgowo-rdzeniowym, co w konsekwencji prowadzi do cystationinurii, zwiększonego wydalania cystationiny z moczem i wzrostu stężenia L-cysteiny w osoczu.

Przypisy

• 1. Adams H., Teertstra W., Koster M., Tommassen J.: PspE (phage–shock protein E) of Escherichia coli is a rhodanese. FEBS Lett., 2002;518: 173-176
  Google Scholar
• 2. Agboola F.K., Fagbohunka B.S., Adenuga G.A.: Activities of thiosulphateand 3-mercaptopyruvate-cyanide-sulphurtransferases inpolutry birds and fruit bat. J. Biol. Sci., 2006; 6: 833-839
  Google Scholar
• 3. Bellomo G., Orrenius S.: Altered thiol and calcium homeostasis inoxidative hepatocellular injury. Hepatology, 1985; 5: 876-882
  Google Scholar
• 4. Bełtowski J.: Siarkowodór jako biologicznie aktywny mediatorw układzie krążenia. Postępy Hig. Med. Dośw., 2004; 58: 285-291
  Google Scholar
• 5. Binkley F.: Enzymatic cleavage of thioethers. J. Biol. Chem., 1950;186: 287-296
  Google Scholar
• 6. Boyles A.L., Wilcox A.J., Taylor J.A., Shi M., Weinberg C.R., MeyerK., Fredriksen A., Ueland P.M., Johansen A.M., Drevon C.A., JugessurA., Trung T.N., Gjessing H.K., Vollset S.E., Murray J.C., Christensen K.,Lie R.T.: Oral facial clefts and gene polymorphisms in metabolism of folate/one-carbon and vitamin A: a pathway-wide association study.Genet. Epidemiol., 2009; 33: 347-255
  Google Scholar
• 7. Cavallini D., Mondovi B., De Marco C., Scioscia-Santoro A.: Themechanism of desulphydration of cysteine. Enzymologia, 1962; 24,253-260
  Google Scholar
• 8. Chatagner F., Jolles-Bergeret B., Trautmann O.: Tyroid hormonesand desulfuration enzymes of L-cysteine in the rat liver. Biochim.Biophys. Acta, 1962; 59: 744-746
  Google Scholar
• 9. Chawla R.K., Lewis F.W., Kutner M.H., Bate D.M., Roy R.G., RudmanD.: Plasma cysteine, cystine, and glutathione in cirrhosis. Gastroenterology,1984; 87: 770-776
  Google Scholar
• 10. Chiku T., Padovani D., Zhu W., Singh S., Vitvitsky V., BanerjeeR.: H2S biogenesis by human cystathionine γ-lyase leads to thenovel sulfur metabolites lanthionine and homolanthionine and isresponsive to the grade of hyperhomocysteinemia. J. Biol. Chem.,2009; 284: 11601-11612
  Google Scholar
• 11. Cooper A.J.: Biochemistry of sulfur-containing amino acids.Annu. Rev. Biochem., 1983; 52: 187-222
  Google Scholar
• 12. Czubak J., Wróbel M., Jurkowska H.: Cystathionine γ-lyase (EC4.4.1.1): an enzymatic assay of α-ketobutyrate using lactate dehydrogenase.Acta Biol. Cracov., 2002; 44: 113-117
  Google Scholar
• 13. Dobric N., Limsowtin G.K., Hillier A.J., Dudman N.P., DavidsonB.E.: Identification and characterization of a cystathionine β/γ-lyasefrom Lactococcuc lactis ssp. cremoris MG 1363. FEMS Microbiol. Lett.,2000; 182: 249-254
  Google Scholar
• 14. Dominy J.E., Stipanuk M.H.: New roles for cysteine and transsulfurationenzymes: production of H2S, a neuromodulator and smoothmuscle relaxant. Nutr. Rev., 2004; 62: 348-353
  Google Scholar
• 15. Donald L.J., Wang H.S., Hamerton J.L.: Assignment of the genefor cystathionase (CYS) to human chromosome 16. (Abstract) Cytogenet.Cell Genet., 1982; 32: 268
  Google Scholar
• 16. Erickson P.F., Maxwell I.H., Su L.J., Baumann M., Glode L.M.: Sequenceof cDNA for rat cystathionine gamma-lyase and comparison ofdeduced amino acid sequence with related Escherichia coli enzymes.Biochem. J., 1990; 269: 335-340
  Google Scholar
• 17. Fernandez J., Horvath A.: The role of tyroid hormones in transsulphuration.I. Inhibition of cystathionase by thyroxine. Enzymologia,1963; 26: 113-124
  Google Scholar
• 18. Fiorucci S., Antonelli E., Distrutti E., Rizzo G., Mencarelli A.,Orlandi S., Zanardo R., Renga B., Di Sante M., Morelli A., Cirino G.,Wallace J.L.: Inhibition of hydrogen sulfide generation contributesto gastric injury cause by anti-inflammatory non-steroidal drugs.Gastroenterology, 2005; 129: 1210-1224
  Google Scholar
• 19. Fiorucci S., Distrutti E., Cirino G., Wallace J.L.: The emergingroles of hydrogen sulfide in the gastrointestinal tract and liver. Gastroenterology,2006; 131: 259-271
  Google Scholar
• 20. Flannigan K.L., Ferraz J.G., Wang R., Wallace J.L.: Enhanced synthesisand diminished degradation of hydrogen sulfide in experimentalcolitis: a site-specific, pro-resolution mechanism. PLOS One,2013; 8: e71962
  Google Scholar
• 21. Fu M., Zhang W., Yang G., Wang R.: Is cystathionine gamma-lyaseprotein expressed in the heart? Biochem. Biophys. Res. Commun.,2012; 428: 469-474
  Google Scholar
• 22. Gaull G., Sturman J.A., Räihä N.C.: Development of mammaliansulfur metabolism: absence of cystathionase in human fetal tissues.Pediatr. Res., 1972; 6: 538-547
  Google Scholar
• 23. Hortowitz J.H., Rypins E.B., Henderson J.M., Heymsfield S.B.,Moffit S.D., Bain R.P., Chawla R.K., Bleier J.C., Rudman D.: Evidencefor impairment of transsulfuration pathway in cirrhosis. Gastroenterology,1981; 81: 668-675
  Google Scholar
• 24. Ischii I., Akahoshi N., Yu X-N., Kobayashi Y., Namekata K., KomakiG.: Murine cystathionine γ-lyase: complete cDNA and genomicsequences, promoter activity, tissue distribution and developmentalexpression. Biochem. J., 2004; 381: 113-123
  Google Scholar
• 25. Kamoun P.: H2S, a new neuromodulator. Med. Sci., 2004; 20:697-700
  Google Scholar
• 26. Kimura H.: Hydrogen sulfide as a biological mediator. Antioxid.Redox Signal., 2005; 7: 778-780
  Google Scholar
• 27. Kimura H., Shibuya N., Kimura Y.: Hydrogen sulfide is a signalingmolecule and a cytoprotectant. Antioxid. Redox Signal., 2012;17: 45-57
  Google Scholar
• 28. Kimura Y., Kimura H.: Hydrogen sulfide protects neurons fromoxidative stress. FASEB J., 2004; 18: 1165-1168
  Google Scholar
• 29. Koj A.: Mechanism of thiosulfate oxidation in animal tissues.Postępy Biochem., 1969; 15: 357-369
  Google Scholar
• 30. Koj A., Frendo J.: The activity of cysteine desulphhydrase andrhodanase in animal tissues. Acta Biochim. Pol., 1962; 9: 373-379
  Google Scholar
• 31. Kraus J.P., Hašek J., Kožich V., Collard R., Venezia S., Janošíková B.,Wang J., Stabler S.P., Allen R.H., Jakobs C., Finn C.T., Chien Y.H., HwuW.L., Hegele R., Mudd S.H.: Cystationine γ-lyase: clinical, metabolic,genetic, and structural studies. Mol. Genet. Metab., 2010; 97: 250-259
  Google Scholar
• 32. Kreuger K., Koch K., Jűhling A., Tepel M., Scholze A.: Low expressionof thiosulfurtransferase (rhodanese) predicts mortality in hemodialysispatients. Clin. Biochem., 2010; 43: 95-101
  Google Scholar
• 33. Lemieux B., Auray-Blais C., Giguere R., Shapcott D., Scriver C.R.:Newborn urine screening experience with over one million infantsin the Quebec network of genetic medicine. J. Inherit. Metab. Dis.,1988; 11: 45-55
  Google Scholar
• 34. Levonen A.L., Lapatto R., Saksela M., Raivio K.O.: Human cystathionineγ-lyase: developmental and in vitro expression of twoisoforms. Biochem. J., 2000; 347: 291-295
  Google Scholar
• 35. Li Y., Zhao Q., Liu X.L., Wang L.Y., Lu X.F., Li H.F., Chen S.F., HuangJ.F., Gu D.F.: Relationship between cystathionine gamma-lyase genepolymorphism and essential hypertension in Northern Chinese Hanpopulation. Chin. Med. J., 2008; 121: 716-720
  Google Scholar
• 36. Lu Y., O’Dowd B.F., Orrego H., Israel Y.: Cloning and nucleotidesequence of human liver cDNA encoding for cystathionine γ-lyase.Biochem. Biophys. Res. Commun., 1992; 189: 749-758
  Google Scholar
• 37. Łowicka E., Bełtowski J.: Hydrogen sulfide (H2S) – the thirdgas of interest for pharmacologist. Pharmacol. Rep., 2007; 59: 4-24
  Google Scholar
• 38. Mani S., Yang G., Wang R.: A critical life-supporting role for cystathionineγ-lyase in the absence of dietary cysteine supply. FreeRadic. Biol. Med., 2011; 50: 1280-1287
  Google Scholar
• 39. Martin J.A., Sastre J., De la Asuncion J.G., Pallardó F.V., Viña J.:Hepatic γ-cystathionase deficiency in patients with AIDS. JAMA,2001; 285: 1444-1445
  Google Scholar
• 40. Matsuo Y., Greenberg D.M.: A crystalline enzyme that cleaveshomoserine and cystathionine. J. Biol. Chem., 1958; 230: 545-560
  Google Scholar
• 41. Medeiros J.V., Soares P.M., de Castro Brito G.A., de Souza M.H.: Immunohistochemicalapproach reveals localization of cystathionine-γ-lyase and cystathionine-β-synthetase in ethanol-induced gastricmucosa damage in mice. Arq. Gastroenterol., 2013; 50: 157-160
  Google Scholar
• 42. Mikami Y., Shibuya N., Kimura Y., Nagahara N., Ogasawara Y.,Kimura, H.: Thioredoxin and dihydrolipoic acid are required for3-mercaptopyruvate sulfurtransferase to produce hydrogen sulfide.Biochem. J., 2011; 439, 479-485
  Google Scholar
• 43. Mok Y.Y., Atan M.S., Yoke Ping C., Zhong Jing W., Bhatia M., MoochhalaS.M., Moore P.K.: Role of hydrogen sulfide in haemorrhagicshock in the rat: protective effect of inhibitors of hydrogen sulphidebiosynthesis. Br. J. Pharmacol., 2004: 143: 881-889
  Google Scholar
• 44. Mudd S.H., Levy H.L., Kraus J.P.: Disorders of Transsulfuration.W: The Metabolic and Molecular Bases of Inherited Disease, wyd. 8, tom 2, red.: C.R. Scriver, A.L. Beaudet, W.S. Sly, D. Valle, McGraw-Hill,New York, 2001: 2040-2043
  Google Scholar
• 45. Nagahara N., Katayama A.: Post-translational regulation of mercaptopyruvatesulfurtransferase via a low redox potential cysteine–sulfenate in the maintenance of redox homeostasis. J. Biol. Chem.,2005; 280, 34569-34576
  Google Scholar
• 46. Nagahara N., Nishino T.: Role of amino acid residues in the activesite of rat liver mercaptopyruvate sulfurtransferase. CDNA cloning,overexpression, and site-directed mutagenesis. J. Biol. Chem., 1996;271: 27395-27401
  Google Scholar
• 47. Nagahara N., Okazaki T., Nishino T.: Cytosolic metcaptopyruvatesulfurtransferase is evolutionary related to mitochondrial rhodanese.Striking similarity in active site amino acid sequence andthe increase in the mercaptopyruvate sulfurtransferase activity ofrhodanese by site-directed mutagenesis. J. Biol. Chem., 1995; 270:16230-16235
  Google Scholar
• 48. Ogasawara Y., Ishii K., Tanabe S.: Enzymatic assay ofγ-cystathionase activity using pyruvate oxidase-peroxidase sequentialreaction. J. Biochem. Biophys. Methods, 2002; 51: 139-150
  Google Scholar
• 49. Ogasawara Y., Isoda S., Tanabe S.: Tissue and subcellular distributionof bound and acid – labile sulfur, and the enzymic capacityfor sulfide production in the rat. Biol. Pharm. Bull., 1994;17: 1535-1542
  Google Scholar
• 50. Ogasawara Y., Lacourciere G.M., Ishii K., Stadtman T.C.: Characterizationof potential selenium-binding proteins in the selenophosphatesynthetase system. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005;102: 1012-1016
  Google Scholar
• 51. Patel P., Vatish M., Heptinstall J., Wang R., Carson R.J.: The endogenousproduction of hydrogen sulphide in intrauterine tissues.Reprod. Biol. Endocrinol., 2009; 7: 10
  Google Scholar
• 52. Pinto J.T., Krasnikov B.F., Cooper A.J.: Redox-sensitive proteinsare potential targets of garlic-derived mercaptocysteine derivatives.J. Nutr., 2006; 136, 835S-841S
  Google Scholar
• 53. Porter D.W., Nealley E.W., Baskin S.I.: In vivo detoxication ofcyanide by cystathionine γ-lyase. J. Biochem. Pharmacol., 1996; 52:941-944
  Google Scholar
• 54. Rao A.M., Drake M.R., Stipanuk M.H.: Role of transsulfurationpathway and of γ-cystathionase activity in the formation of cysteineand sulfate from methionine in rat hepatocytes. J. Nutr., 1990;120: 837-845
  Google Scholar
• 55. Sabelli R., Iorio E., De Martino A., Podo F., Ricci A., Viticchie G.,Rotilio G., Paci M., Melino S.: Rhodanese-thioredoxin system andallyl sulfur compounds. J., 2008; 275, 3884-3899
  Google Scholar
• 56. Sastre J., Martin J.A., Gómez-Cabrera M.C., Pereda J., Borrás C.,Pallardó F.V., Viña J.: Age-associated oxidative damage leads to absenceof γ-cystathionase in over 50% of rat lenses: relevance in cataractogenesis.Free Radic Biol. Med., 2005; 38: 575-582
  Google Scholar
• 57. Schwartz D.J., Djama O., Imlay J.A., Kiley P.: The cysteine desulfurase,IscS, has a major role in in vivo Fe-S cluster formation inEscherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000; 97: 9009-9014
  Google Scholar
• 58. Shibuya N., Tanaka M., Yoshida M., Ogasawara Y., Tęgawa T.,Ishii K., Kimura H.: 3-Mercaptopyruvate sulfurtransferase produceshydrogen sulfide and bound sulfane sulfur in the brain. Antioxid.Redox Signal., 2009; 11: 703-714
  Google Scholar
• 59. Skarżyński B., Szczepkowski T.W., Weber M.: Thiosulphate metabolismin the animal organism. Nature, 1959; 184: 994-995
  Google Scholar
• 60. Skarżyński B., Szczepkowski T.W., Weber M.: The metabolic stateof thiosulfate. Nature, 1960; 189: 1007-1008
  Google Scholar
• 61. Steegborn C., Clausen T., Sandermann P., Jacob U., Worbs M.,Marnikovic S., Huber R., Wahl M.C.: Kinetics and inhibition of recombinanthuman cystathionine γ-lyase. J. Biol. Chem., 1999; 274:12675-12684
  Google Scholar
• 62. Stipanuk M.H.: Sulfur amino acid metabolism: Pathways forproduction and removal of homocysteine and cysteine. Ann. Rev.Nutr., 2004; 24: 539-577
  Google Scholar
• 63. Stipanuk M.H., Dominy J.E.Jr., Lee J.I., Coloso R.M.: Mammaliancysteine metabolism: new insights into regulation of cysteine metabolism.J. Nutr., 2006; 136: 1652S-1659S
  Google Scholar
• 64. Sun Q., Collins R., Huang S., Holmberg-Schiavone L., Anand G.S.,Tan C.H., van-den-Berg S., Deng L.W., Moore P.K., Karlberg T., SivaramanJ.: Structural basis for the inhibition mechanism of humancystathionine gamma-lyase, an enzyme responsible for the productionof H2S. J. Biol. Chem., 2008; 284: 3076-3085
  Google Scholar
• 65. Szczepkowski T.W., Wood J.L.: The cystathionase-rhodanesesystem. Biochim. Biophys. Acta., 1967; 139: 469-478
  Google Scholar
• 66. Viña J.R., Giménez A., Corbacho A., Puertes I.R., Borrás E.,García C., Barber T.: Blood sulfur-amino acid concentration reflectsan impairment of liver transsulfuration pathway in patientswith acute abdominal inflammatory processes. Br. J. Nutr.,2001; 85: 173-178
  Google Scholar
• 67. Vina J., Sastre J., Anton V., Bruseghini L., Esteras A., Asensi M.:Effect of aging on glutathione metabolism. Protection by antioxidants.W: Free Radical and Aging, red.: I. Emerit, B. Chance, BirkhauserVerlag, Basel, 1992
  Google Scholar
• 68. Walker J., Barrett J.: Cystathionine beta-synthase and gamma–cystathionase in helminthes. Parasitol. Res., 1991; 77: 709-713
  Google Scholar
• 69. Wang J., Hegele R.A.: Genomic basis of cystathioninuria (MIM219500) revealed by multiple mutations in cystathionine gamma–lyase (CSE). Hum. Genet., 2003; 112: 404-408
  Google Scholar
• 70. Wang J., Huff A., Spence J.D., Hegele R.A.: Single nucleotide polymorphismin CSE associated with variation in plasma homocysteineconcentration. Clin. Genet., 2004; 65: 483-486
  Google Scholar
• 71. Westley J.: Rhodanese and the sulfane pool. W: Enzymatic basisof detoxification, tom 2, red.: W.B. Jacoby, Academic Press, NewYork, 1980, 246-262
  Google Scholar
• 72. Wilcken B., Smith A., Brown D.A.: Urine screening for aminoacidopathies:is it beneficial? Results of a long-term follow-up ofcases detected by screening one million babies. J. Pediat., 1980;97: 492-497
  Google Scholar
• 73. Williams R.A., Kelly S., Mottram J.C., Coombs G.H.: 3-mercaptopyruvatesulfurtransferase of Leishmania contains an unusual C–terminal extension and is involved in thioredoxin and antioxidantmetabolism. J. Biol. Chem., 2003; 278: 1480-1486
  Google Scholar
• 74. Wong L.T., Hardwick D.F., Applegarth D.A., Davidson A.G.: Reviewof metabolic screening program of Children’s Hospital, Vancouver,British Columbia. Clin. Biochem., 1979, 12: 167-172
  Google Scholar
• 75. Wróbel M., Czubak J., Jurkowska H.: L-cysteine desulfuration invarious human and mouse brain regions. Amino Acids, 2003; 25: 161
  Google Scholar
• 76. Wróbel M., Jurkowska H.: Menadione effect on L-cysteine desulfurationin U373 cells. Acta Biochim. Pol., 2007; 54, 407-411
  Google Scholar
• 77. Wróbel M., Jurkowska H., Śliwa L., Srebro Z.: Sulfurtransferasesand cyanide detoxification in mouse liver, kidney and brain. Toxicol.Mech. Method, 2004; 14: 331-337
  Google Scholar
• 78. Wróbel M., Ubuka T., Yao W.B., Abe T.: Effect of glucose-cysteineadduct on cysteine desulfuration in guinea pig tissues. Physiol.Chem. Phys. Med., 1997; 29: 11-14
  Google Scholar
• 79. Wróbel M., Włodek L., Srebro Z.: Sulfurtransferases activity andthe level of low-molecular-weight thiols and sulfane sulfur compoundsin cortex and brain stem of mouse. Neurobiology, 1996; 4:217-222
  Google Scholar
• 80. Yadav P.K., Yamada K., Chiku T., Koutmos M., Banerjee R.: Structureand kinetic analysis of H2S production by human mercaptopyruvatesulfurtransferase. J. Biol. Chem., 2013; 288: 20002-20013
  Google Scholar
• 81. Yamagata S., D’Andrea R.J., Fujisaki S., Isaji M., Nakamura K.:Cloning and bacterial expression of the CYS3 gene encoding cystathioninegamma-lyase of Saccharomyces cerevisiae and the physicochemicaland enzymatic properties if the protein. J. Bacteriol.,1993; 175: 4800-4808
  Google Scholar
• 82. Yamanishi T., Tuboi S.: The mechanism of the L-cystine cleavagereaction catalyzed by rat liver gamma-cystathionase. J. Biochem.,1981; 89: 1913-1921
  Google Scholar
• 83. Yang G., Cao K., Wu L., Wang R.: Cystathionine γ-lyase overexpressioninhibits cell proliferation via a H2S-dependent modulationof ERK1/2 phosphorylation and p21Cip/WAK-1. J. Biol. Chem., 2004;279: 49199-49205
  Google Scholar
• 84. Yang G., Wu L., Jiang B., Yang W., Qi J., Cao K., Meng Q., MustafaA.K., Mu W., Zhang S., Snyder S.H., Wang R.: H2S as a physiologicvasorelaxant hypertension in mice with deletion of cystathionineγ-lyase. Science, 2008; 322: 587-590
  Google Scholar
• 85. You X.J., Xu C., Lu J.Q., Zhu X.Y., Gao L., Cui X.R., Li Y., Gu H., NiX.: Expression of cystathionine β-syntase i cystathionine γ-lyase inhuman pregnant myometrium and their role in the control of uterinecontractility. PLoS One, 2011; 6: e23788
  Google Scholar
• 86. Zhong G., Chen F., Cheng Y., Tang C., Du J.: The role of hydrogensulfide generation in the pathogenesis of hypertension in ratsinduced by inhibition of nitric oxide synthase. J. Hypertens., 2003;21: 1879-1885
  Google Scholar

Pełna treść artykułu