Streszczenie

Rodzaj Physalis L. – miechunka (Solanaceae) obejmuje rośliny, które naturalnie występują głów­nie w krajach Ameryki Południowej i Środkowej. Są one bogatym źródłem metabolitów wtór­nych, takich jak witanolidy, fyzaliny, alkaloidy tropanowe i nortropanowe. Dzięki ich obecności rośliny z rodzaju Physalis L. od wieków były stosowane w krajach tropikalnych jako naturalne leki na choroby układu moczowego i skóry, rzeżączkę, malarię, reumatoidalne zapalenia stawów, a nawet choroby nowotworowe. W pracy scharakteryzowano najważniejsze klasy metabolitów wtórnych rodzaju Physalis L., ich budowę chemiczną, występowanie, szlaki biosyntezy, a także aktywność biologiczną, ze szczególnym uwzględnieniem aktywności przeciwnowotworowej.

Słowa kluczowe:Physalis • witasteroidy • fyzaliny • witanolidy • kalisteginy • alkaloidy tropanowe i nortropanowe • działanie przeciwnowotworowe

Summary

Plants from the genus Physalis L. (family Solanaceae), native to warm and subtropical regions of Central and South America, are particularly rich in secondary metabolites, e.g.: withanolides, physalins, calystegines, tropane and nortropane alkaloids. Due to the high biological activities of these compounds, in the tropics Physalis plants have been used for centuries as medicinal herbs in the treatment of urinary and skin diseases, gonorrhea, ulcers, sores and as a vermicidal drug. This review describes the main categories of secondary metabolites, their distribution, chemi­stry, biosynthesis as well as biological activities. Particular attention is given to their potent an­ticancer activities.

Key words:Physalis • withasteroids • physalins • withanolides • calystegines • tropane and nortropane alkaloids • antitumor activity

Wprowadzenie

Rodzaj Physalis (L.) należący do rodziny Solanaceae (psiankowate) obejmuje prawie 120 gatunków naturalnie występujących w Ameryce Środkowej i Południowej, z cze­go 70 to gatunki endemiczne występujące w Meksyku [31]. Z regionów obu Ameryk rośliny te rozprzestrzeniły się pra­wie na cały świat, także do Polski. Większość roślin repre­zentujących ten rodzaj osiąga wysokość 40-100 cm, ma grubą łodygę, liście trójkątnie jajowate, a ich owocami są jagody [14]. Nazwa Physalis wywodzi się z greki i oznacza miech, pęcherz lub bańkę. Najpowszechniej występującą rośliną w Polsce, należącą do rodzaju Physalis, jest mie­chunka rozdęta, inaczej miechunka czereśniowa (Physalis alkekengi L. = Physalis hyemalis Salisb.). Podczas kwit­nienia ma mało wyraziste, białe kwiaty, a po ich przekwit­nięciu dno kwiatowe silnie się rozrasta tworząc pomarań­czowoczerwony, pięcioząbkowy kielich otaczający kulistą jagodę. Owoce innych gatunków: miechunki pomidorowej, zwanej też miechunką lepką (P. philadelphica Lam. = P. ixocarpa Brot. Ex Hornem) i miechunki jadalnej, inaczej peruwiańskiej (Physalis peruviana L. = Physalis esculenta Salisb. = Physalis edulis (Sims) Bodwich), o słodko-gorz­kim smaku, tradycyjnie wykorzystywane są do produkcji sosu salsa i dżemów [15]. Roślinom zaliczanym do rodzaju Physalis od wieków przypisuje się właściwości lecznicze i prozdrowotne. Przykładem mogą być ekstrakty z łodyg P. angulata (L.), które są powszechnie stosowane w wielu krajach tropikalnych jako tradycyjne leki na takie choroby jak: rzeżączka, malaria, zaburzenia snu, infekcje grzybi­cze, hiperglikemia, zapalenie wątroby, reumatoidalne za­palenie stawów, a nawet choroby nowotworowe [30,47]. Ponadto ekstrakty z korzeni P. minima mogą działać prze­ciwgorączkowo, a także mogą być wykorzystywane jako środek czerwiopędny [19]. Liście P. minima są także bo­gatym źródłem acetylocholinoesterazy, enzymu rozkłada­jącego neuroprzekaźnik – acetylocholinę [26]. Dziś, po wielu latach badań wiadomo, że te wszystkie właściwo­ści są dzięki metabolitom wtórnym, w które obfitują ro­śliny z rodzaju Physalis. W warunkach naturalnych w du­żych ilościach syntetyzują one witasteroidy, do których zalicza się m.in. fyzaliny, witanolidy i iksokarpalaktony oraz alkaloidy tropanowe i nortropanowe (kalisteginy). Metabolity zaliczane do steroli i flawonoidów są wytwa­rzane w mniejszych ilościach [38]. Zainteresowanie prze­mysłu farmaceutycznego wykorzystaniem gatunków z ro­dzaju Physalis do produkcji substancji bioaktywnych jest związane przede wszystkim z różnorodnością wytwarza­nych metabolitów wtórnych, których aktywność biologicz­na odnotowana jest w wielu rejestrach etnobotanicznych i potwierdzona w biotestach. Duże znaczenie ma również możliwość uprawy tych roślin w wielu strefach klimatycz­nych oraz łatwość prowadzenia kultur in vitro, które mogą być stosowane jako uzupełniający lub alternatywny system do wysoko wydajnej produkcji metabolitów wtórnych [8].

Witasteroidy

Witasteroidy to główna grupa metabolitów wtórnych syn­tetyzowanych przez rośliny należące do rodzaju Physalis. Ich wspólną cechą jest charakterystyczny tetracykliczny układ steroidowy ergostanu składający się z trzech pier­ścieni sześciowęglowych i jednego pięciowęglowego, oznaczanych A-D. W zależności od zróżnicowania struk­turalnego wyodrębniono 6 klas witasteroidów: witanoli­dy, witafyzaliny, aknistyny, iksokarpalaktony, perulakto­ny i fyzaliny (ryc. 1) [51].

Ryc. 1. Struktura chemiczna witasteroidów

Ze względu na właściwości biologiczne na szczególną uwagę zasługują witanolidy i fyzaliny.

Witanolidy po raz pierwszy wyodrębnione z witanii ospa­łej, inaczej indyjskiego żeń-szenia (Withania somnifera L. = Physalis somnifera L.), występują w 15 rodzajach roślin z rodziny Solanaceae. Ich obecność stwierdzono także u krąpielowatych (Taccaceae), bobowatych (Fabaceae) i ja­snotowatych (Lamiaceae). Witanolidy występują w nad­ziemnych częściach roślin, a szczególnie obficie w liściach [36]. Schemat budowy witanolidów oparty jest na planie 28-węglowego laktonu steroidowego (ryc. 2), którego struk­tura jest zmodyfikowana przez obecność grupy hydroksy­lowej lub ketonowej.

Ryc. 2. Ogólny plan budowy witanolidów

Szlak biosyntezy witanolidów nie jest dobrze poznany. Początkowe etapy są wspólne dla syntezy witanolidów i fyzalin. Dotychczasowe badania pozwoliły stwierdzić, że prekursorem jest kwas mewalonowy. Wiele reakcji che­micznych prowadzi do powstania lanosterolu przekształca­nego do metylenocholesterolu, który może być prekursorem biosyntezy wielu laktonów steroidowych. Przypuszcza się, że kolejność reakcji oraz ich produkty pośrednie mogą się nieznacznie różnić w zależności od gatunku. Witanolidy powstają najprawdopodobniej przez hydroksylację węgla C-22 oraz d-laktonizację między 22 a 26 atomem węgla 24-metylenocholesterolu [36].

Laktony steroidowe, zwłaszcza z fragmentem laktonowym w pierścieniu D, charakteryzują się znaczną aktywnością biologiczną. Lan i wsp. [30] wyizolowali 7 witanolidów z miechunki jadalnej, które wykazywały aktywność cyto­toksyczną przeciwko nowotworom płuc, sutka oraz wą­troby. Poza działaniem cytotoksycznym, witanolidy wpły­wają ochronnie na tkanki neuronalne przez stymulację aktywności enzymów antyoksydacyjnych: dysmutazy po­nadtlenkowej, katalazy i peroksydazy glutationowej [11]. Dodatkowo u szczurów wykazano działanie przeciwlęko­we i antydepresyjne witanolidów, podobne do tego wywo­ływanego przez imipraminę (lek stosowany w leczeniu de­presji). Witanolidy znosiły immunosupresję oraz wywołane chronicznym stresem zaburzenia seksualne występujące u samców. Miały także wpływ na podniesienie aktywno­ści makrofagów otrzewnowych [10]. W badaniach pro­wadzonych na liniach komórkowych SH-SY5Y ludzkich neuronów korowych wykazano, że w przypadku uszko­dzeń tych komórek, witanolid A oraz glikozydy witanoli­dów (witanozydy IV i VI) wykazywały zdolność ich rege­neracji oraz naprawy połączeń synaptycznych. Zanikowi komórek dendrytycznych zapobiegało zwłaszcza podawa­nie witanozydów IV i VI [50].

W badaniach in vitro witanolidy wykazywały rów­nież aktywność przeciwpierwotniakową w stosunku do Trypanosoma cruzi, Plasmodium falciparum, P. berghei i Leishmania mexicana wywołujących chorobę Chagasa w Afryce Południowej i Ameryce Środkowej, malarię i le­iszmaniozę [17,33].

Fyzaliny, wyizolowane po raz pierwszy w 1852 r., to stero­idowe metabolity wtórne powszechnie występujące w rośli­nach należących do rodzaju Physalis, które charakteryzują się obecnością szkieletu 16,24-cyklo-13,14-seco-ergostanu [34]. Dotąd zidentyfikowano około 20 fyzalin, które oznacza się literami A-Z. Związki te różnią się rozmieszczeniem, licz­bą i rodzajem tlenowych grup funkcyjnych. Do najważniej­szych należy zaliczyć fyzaliny B, D, E, F, G i H (ryc. 3) [51].

Ryc. 3. Struktura chemiczna wybranych fyzalin

Fyzaliny wykazują podobieństwo strukturalne i biogene­tyczne do witanolidów, od których się wywodzą. Mają wła­ściwości przeciwzapalne, immunomodulacyjne, przeciw­bakteryjne, a także indukują aktywność reduktazy chinonu [19]. Stwierdzono, że fyzaliny B i F hamowały w warun­kach in vitro wzrost komórek białaczkowych [18], a eks­trakty zawierające mieszaninę fyzalin A, B, D i F wraz z glikozydami, takimi jak 3-O-neohesperozyd mirecyty­ny, wykazywały działanie antynowotworowe na linie ko­mórkowe HA 22T wątrobiaka, HeLa raka szyjki macicy i KB-16 komórek jamy nosowo-gardłowej [19]. Istotne znaczenie w terapii nowotworowej może mieć fyzalina B, która jest inhibitorem proteasomu zaangażowanego w se­lektywną degradację białek ważną w proliferacji komórek nowotworowych. Wstępne dane wskazują, że mechanizm działania fyzaliny B może być odmienny od opisanego dla cytostatyków, np. bortezomibu. Dodatkowo fyzalina B ma właściwości proapoptotyczne oraz cytotoksyczne w stosun­ku do komórek nowotworowych [53].

W innych badaniach testowano aktywność fyzalin B, F i G, które w kulturach makrofagów powodowały zmniejszenie wytwarzania tlenku azotu (NO), będącego oprócz inter­leukiny 6, 12 i czynnika martwicy nowotworów (TNF-α) mediatorem reakcji zapalnych. Natomiast traktowanie fy­zaliną D nie dawało takiego efektu [47]. Późniejsze bada­nia wykazały, że fyzalina E zmniejszała stężenie proza­palnych cytokin oraz obrzęku w ostrym zapaleniu skóry [40]. W innych testach badano immunosupresyjny wpływ fyzaliny H na limfocyty T w warunkach in vitro i in vivo. Wykazano, że fyzalina H ograniczała proliferację komórek T, a jednocześnie wykazywała przy tym stosunkowo małą cytotoksyczność. W warunkach in vivo, u myszy traktowa­nych fyzaliną H w różnych stężeniach, zaobserwowano za­leżne od dawki zahamowanie wzrostu komórek pośredni­czących w reakcji nadwrażliwości typu późnego (delayed type hypersensitivity – DTH). Fyzalina H wpływała tak­że na stężenie cytokin, takich jak interleukiny 2, 10, 4, in­terferon-γ oraz TNF-α. Te właściwości fyzaliny H powo­dują, że może być wykorzystana podczas przeprowadzania transplantacji organów, a także do osłabiania odporności w chorobach autoimmunizacyjnych [56]. W badaniach in vivo wykazano, że w przeszczepach alogenicznych fyza­liny wpływały na zmniejszenie stężenia prozapalnych cy­tokin oraz hamowały proliferację makrofagów. U myszy, którym przeszczepiano serca zaobserwowano znacznie rzadsze odrzucanie przeszczepów (po 15 dniach od prze­szczepu – 100% przyjętych przeszczepów, po 30 dniach – 50-66%) [47]. Ponadto badania Soaresa i wsp. [47] wyka­zały, że fyzaliny B, F i G miały silne działanie hamujące na splenocyty śledziony w warunkach in vitro.

Ekstrakt z P. angulata zawierający mieszaninę fyzalin wyka­zywał antybakteryjne działanie przeciwko Mycobacterium tuberculosis, M. avium, M. kansasii, M. malmoense i M. intracellulare [39]. Wzrost bakterii Bacillus subtilis, Escherichia coli, Pseudomonas solanacearum, Xanthomonas axonopodis pv. malvacearum, X. vesicatoria był hamowa­ny przez ekstrakt z liści P. minima [44]. Natomiast ekstrakt z działek kielicha P. angulata zawierający fyzaliny B, D, F i G hamował wzrost różnych szczepów Staphylococcus aureus oraz Neisseria gonorrhoeae. Ten sam ekstrakt nie wykazywał jednak aktywności w stosunku do wybranych szczepów bak­terii P. aeruginosa, E. coli, a także grzyba Candida albicans [45]. Fungistatyczne działanie w stosunku do Aspergillus ochreaceous, A. flavipes, Fusarium verticilloides i Penicillium sp. wykazywał natomiast ekstrakt z liści P. minima [44].

Fyzaliny, podobnie jak aknistyny, mogą być wykorzysty­wane w leczeniu choroby Chagasa, powodującej śmierć około 18 tysięcy ludzi rocznie, wywoływanej przez T. cruzi, a przenoszonej przez larwy krwiopijnego pluskwia­ka Rhodnius prolixus. Wykazano, że fyzaliny B, D, F i G zmniejszają odporność R. prolixus, gdy ulega on zakaże­niu mikroorganizmami, np. Enterobacter cloaceae [16]. Może to być wykorzystane do eliminowania R. prolixus jako wektora przenoszenia chorób. Fyzaliny są także sto­sowane w leczeniu leiszmaniozy skórnej wywoływanej przez liczne pierwotniaki z rodzaju Leishmania. Aktywność fyzalin B, D i F badano na dwóch modelach. W warun­kach in vitro kultury makrofagów zakażone pierwotnia­kami Leishmania traktowano fyzalinami w stężeniu, które nie było toksyczne dla komórek. W rezultacie zaobserwo­wano znacznie mniejszą liczbę makrofagów zakażonych pierwotniakami. W warunkach iv vivo myszy BALB/c za­każono Leishmania amazonensis, a następnie leczono po­dając miejscowo fyzalinę F. Spowodowało to zmniejsze­nie powierzchni zmian skórnych oraz histopatologicznych. Badania zależności struktury chemicznej od aktywności fyzalin wykazały, że największą skutecznością w stosun­ku do pierwotniaków Leishmania charakteryzowały się fy­zaliny z grupą -OH przy węglach C-5, C-6 i C-11 [24,6].

Alkaloidy tropanowe

Alkaloidy tropanowe są pochodnymi tropanu i można je podzielić na dwie grupy. Pierwsza to grupa tropiny, czyli 3-hydroksypochodnej tropanu (tropan-3-ol). Tropina sta­nowi szkielet struktury chemicznej alkaloidów należą­cych do tej kategorii i może występować w dwóch posta­ciach izomerycznych: tropan-3α-ol i tropan-3β-ol. Wśród najważniejszych alkaloidów tropanowych tej grupy nale­ży wymienić hioscyjaminę, skopolaminę i atropinę, które powszechnie występują u wielu gatunków zaliczanych do Solanaceae, np. miechunki rozdętej, pokrzyku wilczej ja­gody (synonimy: wilcza wiśnia, wilcza jagoda, belladonna; Atropa belladonna L.), lulka czarnego (Hyoscyamus niger L.), bielunia dziędzierzawy (Datura stramonium L.), lulecz­nicy (Scopolia), Duboisia oraz witanii ospałej. Ich obec­ność została potwierdzona także w rodzinie Convolvuaceae (powojowate). Druga grupa – ekgoniny charakteryzuje się obecnością układu tropan-3β-olu i grupy karboksylowej przy węglu C-2. Najważniejsze alkaloidy tropanowe zali­czane do tej grupy to ekgonina i kokaina [21,29].

Biosynteza alkaloidów tropanowych odbywa się w korze­niach. Jest to proces wieloetapowy i po powstaniu tropinonu szlak biosyntezy ulega rozgałęzieniu, prowadząc do powsta­nia alkaloidów tropanowych oraz kalistegin. Pierwszym etapem biosyntezy alkaloidów tropanowych i kalistegin (ryc. 4) jest powstanie N-metyloputrescyny z udziałem N-metylotransferazy putrescynowej (PMT), która dalej przekształcana jest do N-metylo-Δ’-piroliny. W kolejnym etapie N-metylo-Δ’-pirolina kondensuje z dwoma cząstecz­kami acetylo-S-CoA, co prowadzi do powstania tropinonu. Następnie w wyniku działania reduktazy tropinonu I (TRI) i z udziałem NADPH syntetyzowana jest tropina, której re­akcja z kwasem tropowym prowadzi do powstania hioscy­jaminy. Skopolamina jest pochodną hioscyjaminy, a po­wstaje dzięki aktywności hioscyjamino-6β-hydroksylazy (H6H), która hydroksyluje hioscyjaminę i powoduje po­wstanie mostka epoksydowego [28].

Ryc. 4. Schemat syntezy alkaloidów tropanowych i kalistegin; TR I – reduktaza tropinonu I; TR II – reduktaza tropinonu II; H6H – hydroksylaza hioscyjaminowa

Prawie 180 lat temu znany chemik F.F. Runge wykazał wpływ atropiny wyizolowanej z pokrzyku wilczej jagody na rozszerzenie źrenicy oka kota. Jego eksperyment za­początkował badania farmakologiczne nad pochodnymitropanów. Badania nad hioscyjaminą, atropiną i skopolami­ną prowadzone były przez prawie dwa wieki. Przypadkowy kontakt z pokrzykiem wilczą jagodą może powodować roz­szerzenie źrenicy oka człowieka i wywoływać zaburzenia neurooftalmologiczne [54]. Naturalnymi związkami tropa­nowymi, które powodują te zmiany są: hioscyjamina, atro­pina, anizodamina (6β-hydroksyhioscyjamina), anizodyna, skopolamina i są stosowane do dziś [32]. Jednak najważ­niejsze medyczne zastosowanie alkaloidów tropanowych związane jest z tym, że działają one na układ nerwowy. Atropina, czyli racemiczna, optycznie nieczynna postać hioscyjaminy, wpływa hamująco na układ przywspółczul­ny przez blokowanie receptorów muskarynowych, co po­woduje m.in. rozkurcz mięśni gładkich przewodu pokar­mowego, dróg żółciowych, moczowych i oskrzeli, a także hamowanie odruchu wymiotnego, zmniejszenie wydzie­lania śluzu w oskrzelach oraz rozszerzenie źrenicy oka [28,35]. Atropina stosowana jest również w leczeniu za­palenia błony śluzowej żołądka poprzez hamowanie wy­dzielania kwasów i pepsyny oraz osłabienie napięcia mię­śni gładkich żołądka i jelit [27]. W przypadku pacjentów z ostrym zawałem mięśnia sercowego oraz bradykardią za­tokową zastosowanie atropiny dożylnie powodowało obni­żenie lub całkowite zniesienie przedwczesnych skurczów komorowych (87% chorych), a także polepszenie prze­wodzenia przedsionkowo-komorowego (85% chorych), a u 88% pacjentów z hipotensją następował wzrost ciśnie­nia tętniczego krwi do wartości prawidłowych. Atropina może być także stosowana jako antidotum w zatruciach inhibitorami cholinoesterazy, takimi jak fizostygmina, jej syntetyczne pochodne, a także alkilowe fosforany mające zastosowanie jako insektycydy [22,28]. Skopolamina ma podobne działanie do atropiny, jednak wykazuje także dzia­łanie depresyjne na czynności mózgu [29]. Hioscyjamina powoduje hamowanie przekazywania sygnałów przez neu­rony. Dzieje się tak, ponieważ alkaloid ten blokuje recep­tory cholinergiczne konkurując z acetylocholiną o miej­sce wiązania [35]. Wymienione właściwości sprawiają, że hioscyjamina i skopolamina są stosowane w leczeniu: astmy, choroby Parkinsona, choroby lokomocyjnej, a tak­że przedoperacyjnie. Znajdują również zastosowanie jako środki przeciwbólowe, przeciwskurczowe, uspokajające [41]. Ponadto alkaloidy tropanowe łączą się z receptorami nikotynowymi. Właściwość taką mają atropina i skopola­mina [22]. W przeciwieństwie do hioscyjaminy i atropiny, które w zależności od dawki mogą działać zarówno hamu­jąco jak i pobudzająco na ośrodkowy układ nerwowy, sko­polamina ma tylko tę pierwszą właściwość. Dlatego jest często stosowana jako lek przeciwwymiotny w niektórych zabiegach operacyjnych, a także w chorobie lokomocyjnej. Zatrucia hioscyjaminą, atropiną, skopolaminą spowodowa­ne są blokowaniem układu parasympatycznego, co obja­wia się np. rozszerzeniem źrenic, niepokojem ruchowym, omamami, a nawet śpiączką i porażeniem układu odde­chowego. Przedawkowanie alkaloidów tropanowych typu hioscyjaminy może wywoływać halucynacje. Alkaloidy tropanowe roślin z rodzaju Physalis były wykorzystywa­ne także jako tzw. „leki prawdy”. Ludzie, którym podano duże dawki tych związków tracili zdolność samokontroli. W ten sposób zmuszano ich do wyjawiania prawdy [22].

Odkąd odkryto, że receptory muskarynowe acetylocholi­ny są obecne również u owadów, stwierdzono, że hioscy­jamina, atropina i skopolamina są neurotoksynami także dla nich. Ekologiczne znaczenie alkaloidów tropanowych nie zostało jeszcze szczegółowo opisane, jednak wiado­mo, iż rośliny syntetyzujące te związki mają zdolność do obrony przed owadami roślinożernymi [52]. W badaniach dotyczących żerowania larw zwójki tytoniu (Heliothis virescens) na liściach A. belladonna stwierdzono znacz­ny wzrost stężenia alkaloidów w porównaniu z kontrolą. Efekt ten był widoczny, gdy larwy uszkodziły 9% tkanek liścia, a te same wyniki otrzymano podczas mechaniczne­go niszczenia tkanek [22]. Przykładem wykorzystania sko­polaminy i hioscyjaminy w uprawach ekologicznych może być ich zastosowanie w zwalczaniu patogenów ryżu, takich jak Magnaporthe oryzae i Rhizoctonia solani wywołują­cych odpowiednio rdzę i zarazę zbożową. Zarówno hio­scyjamina, jak i skopolamina wpływają na zahamowanie kiełkowania zarodników obydwu grzybów [1].

Obecnie surowiec roślinny przeznaczony do izolacji al­kaloidów tropanowych jest głównie pochodzenia hodow­lanego. Wykorzystuje się hybrydowe klony Duboisia z plantacji w Queensland w Australii, które nie zawiera­ją pochodnych nikotyny obniżających wydajność izolacji skopolaminy [23]. Jak się wydaje, obiecującą alternaty­wą pozyskiwania bioaktywnych alkaloidów tropanowych i fyzalin może być wytwarzanie tych związków w kultu­rach komórkowych [8], a zwłaszcza korzeniach włośniko­watych [8,12]. Selekcja bardzo wydajnych klonów oraz do­bór odpowiednich warunków hodowli mogą doprowadzić do uzyskania istotnie wyższej i stabilnej produkcji pożą­danych związków. Ponadto mogą one być wydzielane bez­pośrednio do podłoża, co znacznie ułatwia ich odzyskiwa­nie z materiału roślinnego.

Kalisteginy

Kalisteginy po raz pierwszy wyizolowano z korzeni wło­śnikowatych kielisznika zaroślowego (Calystegia sepium (L.) R. Br) należącego do powojowatych (Convolvulaceae) i temu zawdzięczają swoją nazwę. Występują również w innych roślinach z rodziny Convolvulaceae, a także u Solanaceae, Moraceae (morwowate) i Brassicaceae (ka­pustowate) [13,20,25]. Wszystkie kalisteginy mają szkie­let nortropanowy oraz kilka grup hydroksylowych. Dzięki ich obecności kalisteginy są związkami o charakterze hy­drofilowym. Liczba grup -OH jest jednym z kryteriów po­działu tych związków. Kalisteginy zawierające trzy grupy hydroksylowe zostały zaliczone do kalistegin A, zawiera­jące cztery grupy hydroksylowe to kalisteginy B, oraz pięć grup hydroksylowych – kalisteginy C (ryc. 5).

Ryc. 5. Struktura chemiczna kalistegin

W obrębie każdej grupy można wyróżnić kilka związ­ków, które różnią się położeniem grup hydroksylowych. Do kalistegin zaliczane są także alkaloidy tropanowe, któ­re mają grupę metylową przyłączoną do atomu azotu, ale tylko wtedy, gdy nie są zestryfikowane. Te kalisteginy na­zwano N-metylokalisteginami. U roślin z rodzaju Physalis zidentyfikowano kalisteginy A3, A5, B1, B2 i B3. Jednak pod względem zawartości tych związków poszczególne gatunki mogą się różnić zarówno jakościowo, jak i ilo­ściowo (tab. 1).

Tabela 1. Zawartość kalistegin w korzeniach różnych gatunków roślin z rodzaju Physalis

(według [47], zmodyfikowano).

Kalisteginy są syntetyzowane w korzeniach, a stamtąd mogą być transportowane do nadziemnych części ro­ślin [7]. Ich obecność stwierdzono w liściach i owocach. Największe stężenie tych związków zaobserwowano jed­nak w korzeniach.

Szlak biosyntezy kalistegin jest zbieżny ze szlakiem, na którym powstają alkaloidy tropanowe i ulega rozgałęzie­niu po powstaniu tropinonu, który może być kierowany na szlak prowadzący do powstania alkaloidów tropanowych lub kalistegin z udziałem reduktazy tropinionu II (TRII) przekształcającej tropinę w pseudotropinę (ryc. 4). Dalsze etapy syntezy jak dotąd nie zostały wyjaśnione. Wiadomo natomiast, że w tym cyklu powstaje kalistegina A3, któ­ra następnie może ulegać hydroksylacji do kalisteginy B1 i kalisteginy B2 [43].

Kalisteginy wykazują potencjał allelopatyczny i mogą być aktywnymi składnikami oddziaływań roślin z mikroflorą glebową w obrębie ryzosfery. Eksudaty korzeni zawierają­ce kalisteginy powodowały gromadzenie w ryzosferze bak­terii stymulujących wzrost roślin (plant growth promoting rhizobacteria – PGPR) i stanowiły źródło węgla i azotu dla bakterii glebowych, np. Rhizobium meliloti. Wykazano, że bakterie te miały zdolność wzrostu na podłożu z kaliste­ginami, które nie zawierało żadnych innych źródeł węgla i azotu, co wskazywało na ich zdolność do degradacji ka­listegin. Podobne właściwości miały bakterie należące do rodzaju Pseudomonas [25,49]. Poza tym kalisteginy wy­kazywały negatywne działanie allelopatyczne w stosunku do mikroorganizmów, które nie miały zdolności ich meta­bolizowana, uniemożliwiając im wzrost [49]. Kalisteginy mogą być także wykorzystane w ekologicznych uprawach, bo są deterentami pokarmowymi dla niektórych szkodni­ków owadzich z rzędu Lepidoptera [46].

Aktywność biologiczna kalistegin jest związana również z działaniem hamującym na niektóre hydrolazy glikozydo­we i wynika ze strukturalnego podobieństwa kalistegin do monosacharydów. Kalisteginy A2 i B3 selektywnie hamu­ją działanie β-glukozydazy wątroby szczura [2]. Natomiast kalisteginy B1, B2 i C1 są silnymi inhibitorami kompety­cyjnymi b-glukozydazy, ale nie hamują a-galaktozydazy [5,37]. Kalisteginy A3, B2, B3 i B4 są inhibitorami trehalaz [37]. Ze względu na te właściwości kalisteginy są poten­cjalnie toksycznymi składnikami pasz i żywności. U czło­wieka kalisteginy dostarczane do organizmu wraz z owo­cami i warzywami mogą wywoływać choroby Gauchera i Fabryego zaliczane do lizosomalnych chorób spichrze­niowych. W badaniach prowadzonych na ludzkich fibro­blastach nie wykazano jednak spichrzania węglowodanów w lizosomach, mimo silnego hamowania aktywności ludz­kiej lizosomalnej β-glukozydazy wątroby przez kalistegi­ny B1 i C1 [4]. Modyfikacje węglowodanów roślinnych, ze względu na ich rolę w żywieniu człowieka i zwierząt oraz zastosowanie przemysłowe, stanowią jeden z ważniejszych kierunków badań biotechnologii. W tym kontekście zwraca uwagę to, że zmianom w składzie węglowodanów w bul­wach transgenicznych ziemniaków z nadekspresją inwer­tazy z drożdży lub supresją syntazy skrobiowej towarzy­szył znaczny wzrost zawartości kalistegin [42], co może zwiększyć niekorzystny wpływ tych metabolitów na or­ganizm człowieka.

Podsumowanie

Metabolity wtórne roślin są substancjami o niezwykle sze­rokim zakresie działania wynikającym z ich zróżnicowa­nej budowy chemicznej. Rodzaj Physalis jest bardzo bo­gatym źródłem metabolitów wtórnych o właściwościach leczniczych. Świadczy o tym to, że rośliny te wykorzysty­wano przez wieki jako antidotum na wiele chorób w kra­jach Ameryki Środkowej i Południowej, skąd pochodzą. Badania współczesne nad gatunkami z rodzaju Physalis potwierdziły, że ze względu na bogaty i różnorodny skład metabolitów wtórnych mają one duży potencjał leczniczy. Dotychczas poznano właściwości wielu ekstraktów roślin z rodzaju Physalis, ale głównym zadaniem badaczy jest wy­izolowanie i identyfikacja substancji odpowiedzialnych za określony efekt biologiczny. Mimo wielu związków pozna­nych, istnieje zapewne jeszcze wiele niezidentyfikowanych. Te, które częściowo zostały przebadane wymagają kolejnych analiz w celu potwierdzenia ich interesujących właściwości w warunkach in vivo i w badaniach klinicznych. Szczególne nadzieje związane są z właściwościami przeciwnowotworo­wymi fyzalin. Istotne jest także poznanie szlaków biosyntezy oraz ich modyfikacja w celu jeszcze wydajniejszej produk­cji substancji biologicznie aktywnych w różnych systemach, np. roślinnych kulturach bioreaktorowych.

PIŚMIENNICTWO

[1] Abdel-Motaal F. F., El-zayat S.A., Kosaka Y., El-Sayed M. A., Kashima R., Maeda Y., Nassar M. S. M., Ito S.: Antifungal activities of hyoscyamine and scopolamine against two major rice pathogens: Magnaporthe oryzae and Rhizoctonia solani. J. Gen. Plant Pathol., 2010; 76: 102-111
[Abstract]  

[2] Asano N., Kato A., Kizu H., Matsui K., Griffiths R.C., Jones M.G., Watson A.A., Nash R.J.: Enzymatic synthesis of the glycosides of calystegines B1 and B2 and their glycosidase inhibitory activities. Carbohydr. Res., 1997; 304: 173-178
[PubMed]  

[3] Asano N., Kato A., Kizu H., Matsui K., Watson A.A., Hash R.J.: Calystegine B4, a novel trehalase inhibitor from Scopolia japonica. Carbohydr. Res., 1996; 293: 195-204
[PubMed]  

[4] Asano N., Nash R.J., Molyneux R.J., Fleet G.W.J.: Sugar mimic glycosidase inhibitors: natural occurrence, biological activity and prospects for therapeutic application. Tetrahedron Asymmetry, 2000; 11: 1645-1680

[5] Asano N., Oseki K., Tomioka E., Kizu H., Matsui K.: N-Containing sugars from Moms alba and their glycosidase inhibitory activities. Carbohydr. Res., 1994; 259: 243-255
[PubMed]  

[6] Atta-ur-Rahman, Samreen, Atia-tul-Wahab, Choudhary M.I.: Discovery of leishmanicidal agents from medicinal plants. Pure Appl. Chem., 2008; 80: 1783-1790

[7] Azemi M.E., Mosaddegh M., Cheraghali A.M., Namjooyan F., Dräger B.: Isolation and identification of calystegines in root cultures of four Physalis species. Iranian J. Pharm. Res., 2006; 5: 69-72

[8] Azlan G.J., Marziah M., Radzali M., Johari R.: Establishment of Physalis minima hairy roots culture for the production of physalins. Plant Cell Tissue Organ. Cult., 2002; 69: 271-278

[9] Azlan G.J., Marziah, M., Radzali M., Johari R.: Accumulation of physalin in cells and tissues of Physalis minima L. Acta Hort., 2005; 676: 53-59

[10] Bhattacharya S.K., Muruganandam A.V.: Adaptogenic activity of Withania somnifera: an experimental study using a rat model of chronic stress. Pharmacol. Biochem. Behav., 2003; 75, 547-555
[PubMed]  

[11] Bhattacharya S.K., Satyan K.S., Chakrabarti A.: Effect of Trasina, an Ayurvedic herbal formulation, on pancreatic islet superoxide dismutase activity in hyperglycaemic rats. Indian J. Exp. Biol., 1997; 35: 297-299
[PubMed]  

[12] Bonhomme V., Laurain-Mattar D., Lacoux J., Fliniaux M-A, Jacquin-Dubreuil A.: Tropane alkaloid production by hairy roots of Atropa belladonna obtained after transformation with Agrobacterium rhizogenes 15834 and Agrobacterium tumefaciens containing rol A, B, C genes only. J. Biotechnol., 2000; 81: 151-158
[PubMed]  

[13] Brock A., Herzfeld T., Paschke R., Kocha M., Dräger B.: Brassicaceae contain nortropane alkaloids. Phytochemistry, 2006; 67: 2050-2057
[PubMed]  

[14] Broda B., Mowszowicz J.: Przewodnik do oznaczania roślin leczniczych, trujących i użytkowych. Wyd. VI. Warszawa. PZWL, 2001: 601

[15] Cantwell M., Flores-Minutti J., Trejo-Gonzále A.: Developmental changes and postharvest physiology of tomatillo fruits (Physalis ixocarpa Brot.). Sci. Hort., 1992; 50: 59-70

[16] Castro D.P., Figueiredoa M.B., Ribeirob I.M., Tomassinib T.C.B., Azambujaa P., Garciaa S.: Immune depression in Rhodnius prolixus by seco-steroids, physalins. J. Insect Physiol., 2008; 54: 555-562
[PubMed]  

[17] Chataing B., Hocquette A., Diaz S., Valentin A., Usubillaga A.: Activity of acnistins against Leishmania mexicana,Trypanosoma cruzi and Plasmodium falciparum. Ciencia, 2009; 17: 25-32

[18] Chiang H.C., Jaw S.M., Chen P.M.: Inhibitory effects of physalin B and physalin F on various human lekuemia cells in vitro. Anticancer Res., 1992; 12: 1155-1162
[PubMed]  

[19] Choundhary M.I., Yousaf S., Ahmed S., Samreen K., Yasmeen, Atta-ur-Rahman.: Antileishmanial physalins from Physalis minima. Chem. Biodivers., 2005; 2: 1164-1173
[PubMed]  

[20] Dräger B.: Chemistry and biology of calystegines. Nat. Prod. Rep., 2004; 21: 211-223
[PubMed]  

[21] Dräger B.: Tropinone reductases, enzymes at the branch point of tropane alkaloid metabolism. Phytochemistry, 2006; 67: 327-337
[PubMed]  

[22] Eich E.: Solanaceae and Convolvulaceae: Secondary Metabolites. Wyd XIV Berlin. Springer, 2008: 153-160

[23] Griffin W.J., Lin G.D.: Chemotaxonomy and geographical distribution of tropane alkaloids. Phytochemistry, 2000; 53: 623-637
[PubMed]  

[24] Guimaraes E.T., Lima M.S., Santos L.A., Ribeiro I.M., Tomassini T.B., Ribeiro dos Santos R., dos Santos W.L., Soares M.B.: Activity of physalins purified from Physalis angulata in in vitro and in vivo models of cutaneous leishmaniasis. J. Antimicrob. Chemother., 2009; 64: 84-87
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Guntli D., Burgos S., Moënne-Loccoz Y., Défago G.: Calystegine degradation capacities of microbial rhizosphere communities of Zea mays (calystegine negative) and Calystegia sepium (calystegine-positive). FEMS Microbiol. Ecol., 1999; 28: 75-84

[26] Gupta A., Gupta R.: A survey of plants for presence of cholinesterase activity Phytochemistry, 1997; 46: 827-831

[27] Hasik J.: Postępowanie fitoterapeutyczne w gastroenterologii. Post. Fitoter., 2000; 2: 2-9

[28] Jerzykiewicz J.: Alkaloidy roślin z rodziny psiankowatych (Solanaceae). Post. Bioch., 2007; 53: 280-286
[PubMed]  

[29] Kohlmünzer S. Farmakognozja. Wyd. V. Warszawa. PZWL, 1998: 429-432

[30] Lan Y.H., Chang F.R., Pan M.J., Wu C.C., Wu S.J., Chen S.L., Wang S.S., Wu M.J., Wu Y.C.: New cytotoxic withanolides from Physalis peruviana. Food Chem., 2009; 116: 462-469

[31] Li Y.Z., Pan Y.M., Huang X.Y., Wang H.S.: Withanolides from Physalis alkekengi var. francheti. Helv. Chim. Acta, 2008; 91: 2284-2291

[32] Liu T., Zhu P., Cheng K.D., Meng C., He H.X.: Molecular cloning, expression and characterization of hyoscyamine 6β-hydroxylase from hairy roots of Anisodus tanguticus. Planta Med., 2005; 71: 249-253
[PubMed]  

[33] Lusakibanzaa M., Mesiaa G., Tonaa G., Karemereb S., Lukukab A., Tits M., Angenot L., Frédérich M.: In vitro and in vivo antimalarial and cytotoxic activity of five plants used in congolese traditional medicine. J. Ethnopharmacol., 2010; 129: 398-402
[PubMed]  

[34] Makino B., Kawai T., Ogura T., Nakanishi M., Yamamura H., Butsugan Y.: Structural revision of physalin isolated from Physalis angulata. J. Nat. Prod., 1995; 58: 1668-1674

[35] Matławska I.: Farmakognozja. Wyd II. Poznań. Wyd. Akad. Med. 2006: 253

[36] Mirjalili M.H., Moyano E., Bonfill M., Cusido R.M., Palazón J.: Steroidal lactones from Withania somnifera, an ancient plant for novel medicine. Molecules, 2009; 14: 2373-2393
[PubMed]  

[37] Molyneux R.J., Pan Y.T., Goldmann A., Tepfer D.A., Elbeirv A.D.: Calystegins, a novel class of alkaloid glycosidase inhibitors. Arch. Biochem. Biophys., 1993; 304: 81-88
[PubMed]  

[38] Pérez-Castorena A.L., García M., Martínez M., Maldonado E.: Physalins from Physalis solanaceus. Biochem Syst. Ecol., 2004; 32: 1231-1234

[39] Pietro R.C., Kashima S., Sato D.N., Januário A.H., Franca S.C.: In vitro antimycobacterial activities of Physalis angulata L. Phytomedicine, 2000; 7: 335-338
[PubMed]  

[40] Pinto N.B., Morais T.C., Carvalho K.M., Silva C.R., Andrade G.M., Brito G.A., Veras M.L., Pessoa O.D., Rao V.S., Santos F.A.: Topical anti-inflammatory potential of physalin E from Physalis angulata on experimental dermatitis in mice. Phytomedicine, 2010; 17: 707-834
[PubMed]  

[41] Pitta-Alvarez S.I., Spollansky T.C., Giulietti A.M.: The influence of different biotic and abiotic elicitors on the production and profile of tropane alkaloids in hairy root cultures of Brugmansia candida. Enzyme Microb. Technol., 2000; 26:252-258
[PubMed]  

[42] Richter U., Sonnewald U., Dräger B.: Calystegines in potatoes with genetically engineered carbohydrate metabolism. J. Exp. Bot., 2007; 58: 1603-1615
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Scholl Y., Höke D., Dräger B.: Calystegines in Calystegia sepium derive from the tropane alkaloid pathway. Phytochemistry, 2001; 58: 883-889
[PubMed]  

[44] Shariff N.,Sudarshana M.S., Umesha S., Hariprasad P.: Antimicrobial activity of Rauvolfia tetraphylla and Physalis minima leaf and callus extracts. Afr. J. Biotechnol., 2006; 10: 946-950

[45] Silva M.T., Simas S.M., Batista T.G., Cardarelli P., Tomassini T.C.: Studies on antimicrobial activity, in vitro, of Physalis angulata L. (Solanaceae) fraction and physalin B bringing out the importance of assay determination. Mem. Inst. Oswaldo Cruz., 2005; 100: 779-782
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Simmonds M.S., Blaney W.M., Fellows L.E.: Behavioral and electrophysiological study of antifeedant mechanisms associated with polyhydroxy alkaloids. J. Chem. Ecol., 1990; 16: 3167-3196

[47] Soares M.B., Bellintani M.C., Ribeiro I.M., Tomassini T.C., Ribeiro dos Santos R.: Inhibition of macrophage activation and lipopolysaccaride-induced death by seco-steroids purified from Physalis angulata L. Eur. J. Pharmacol., 2003; 459:107-112
[PubMed]  

[48] Soares M.B., Brustolima D., Santos L.A., Bellintani M.C., Paiva F.P.: Physalins B, F and G, seco-steroids purified from Physalis angulata L., inhibit lymphocyte function and allogeneic transplant rejection. Int. Immunopharmacol., 2006; 6: 408-414
[PubMed]  

[49] Tepfer D., Goldmann A., Pamboukdjian N., Maille M., Lepingle A., Chevalier D., Dénarié J., Rosenherg C.: A plasmid of Rhizobium meliloti 41 encodes catabolism of two compounds from root exudate of Calystegia sepium. J. Bacteriol., 1988; 170:1153-1161
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[50] Tohda C., Kuboyama T., Komatsu K.: Search for natural products related to regeneration of the neuronal network. Neurosignals, 2005; 14: 34-45
[PubMed]  

[51] Tomassini T.C., Barbi N.S., Ribeiro I.M., Xavier D.C.: Genero Physalis – Uma revisao sobre vitaesteróides. Quím. Nova, 2000; 23: 47-57

[52] Trigo J.R., Brown K.S.Jr, Henriques S.A., Barata L.E.: Qualitative patterns of pyrrolizidine alkaloids in Ithomiinae butterflies. Biochem Syst. Ecol., 1996; 24: 181-188

[53] Vandenberghe I., Créancier L., Vispéa S., Annereau J.P., Barret J.M., Pouny I., Samson A, Aussagues Y, Massiot G, Ausseil F, Bailly C, Kruczynski A.: Physalin B, a novel inhibitor of the ubiquitin-proteasome pathway, triggers NOXA-associated apoptosis. Biochem. Pharmacol., 2008; 76: 453-462
[PubMed]  

[54] Wilhelm H., Wilhelm B., Schiefer U.: Mydriasis caused by plant contact. Fortschr. Opthalm., 1991; 88: 588-591
[PubMed]  

[55] Wu S.J., Ng L.T., Lin D.L., Huang S.N., Wang S.S., Lin C.C.: Physalis peruviana extract induces apoptosis in human Hep G2 cells through CD95/CD95L system and the mitochondrial signaling transduction pathway. Cancer Lett., 2004; 215: 199-208
[PubMed]  

[56] Yu Y., Sun L., Ma L., Li J., Hu L., Liu J.: Investigation of the immunosuppressive activity of Physalin H on T lymphocytes. Int. Immunopharmacol., 2010; 10: 290-297
[PubMed]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu