Streszczenie

Docetaksel (Taxotere) jest nowym, półsyntetycznym taksoidem, otrzymywanym z 10-deacetylo­bakatyny, naturalnej substancji, uzyskiwanej z igieł cisu pospolitego (Taxus baccata). Lek należy do grupy związków będących inhibitorami mitozy i jest szeroko stosowany zarówno w monote­rapii, jak i w połączeniu z innymi lekami przeciwnowotworowymi, w różnych typach nowotwo­rów. W artykule przedstawiono istniejące schematy chemioterapii z zastosowaniem docetakselu, jego farmakokinetykę i metabolizm. Omówiono budowę, dynamikę i funkcję mikrotubul, które są głównym celem działania docetakselu w komórce. Mikrotubule są dynamicznymi struktura­mi, zbudowanymi z heterodimerów a- i b-tubuliny. Ich zachowanie się w komórce nosi nazwę dynamicznej niestabilności. Proces ten związany jest ze zdolnością tubuliny do hydrolizowania GTP. Hydroliza GTP do GDP powoduje odłączenie się heterodimerów α- i β-tubuliny (depoli­meryzację) i skrócenie mikrotubuli. Przyłączenie do mikrotubul heterodimerów α- i β-tubuliny ze związanym GTP prowadzi natomiast do ich polimeryzacji i wydłużenia. Procesy polimeryza­cji i depolimeryzacji mikrotubul mają podstawowe znaczenie dla podziału mitotycznego komór­ki. Docetaksel łączy się z β-tubuliną, przez co hamuje depolimeryzację mikrotubul i stabilizuje je. Naruszenie dynamicznej niestabilności mikrotubul powoduje zatrzymanie komórek w mito­zie, na granicy metafazy i anafazy, co prowadzi do apoptozy lub innego typu śmierci komórko­wej. Działanie docetakselu jest fazowo specyficzne. Lek oddziałuje na fazy S, M oraz dodatkowo na fazę G2 cyklu komórkowego. W artykule przedstawiono obecny stan wiedzy na temat mole­kularnych mechanizmów oddziaływania docetakselu na cykl komórkowy i dynamikę mikrotu­bul. Omówiono krótko także najnowsze dane dotyczące taksanów II i III generacji.

Słowa kluczowe:docetaksel • mikrotubule • tubulina • taksany II i III generacji

Summary

Docetaxel (Taxotere), a new semisynthetic taxoid, is a mitotic inhibitor, widely used in monothe­rapy or in combination with other anticancer drugs against many types of cancer. The structu­re and dynamics of microtubules as the main target for docetaxel activity inside the cell and thetaxane-binding site on β-tubulin are discussed. Microtubules are highly dynamic assemblies of α- and β-tubulin. They readily polymerize and depolymerize in cells and these dynamic behavio­urs are crucial to cell mitosis. Microtubule instability is attributed to their capability to hydroly­ze GTP to GDP, which causes their depolymerization. Addition of new a-,b-tubulin heterodimer bound to GTP leads to tubulin polymerization, which increases the length of the microtubule. Docetaxel alters the polymerization dynamics of microtubules, which causes blockage of cell mitosis, and consequently induces apoptotic and non-apoptotic cell death. Docetaxel specifical­ly acts on the S, M and G2 phases of the cell cycle. This paper reviews the current state of know­ledge related to the molecular mechanisms of docetaxel action on the cell cycle and microtubule dynamics. In addition, a brief survey of the present state of research on the new generation (2^nd and 3^rd) of taxanes is presented.

Key words:docetaxel • microtubules • tubulin • 2^nd and 3^rd generation of taxanes

Wykaz skrótów:

AUC – pole pod krzywą stężenia leku (miara ilości leku jaka dociera do krążenia ogólnego w postaci niezmienionej) (area under the curve); CYP3A – izoenzym cytochromu P-450, rodzina 3, podrodzina A (cytochrome P450, family 3, subfamily A); CYP3A4 – izoenzym cytochromu P-450, rodzina 3, podrodzina A, izoforma 4 (cytochrome P450, family 3, subfamily A, isoform 4); DTX – docetaksel (docetaxel); MAPs – białka towarzyszące mikrotubulom (microtubule-associated proteins); MDR – oporność wielolekowa (multidrug resistance); MPF – czynnik promujący mitozę (maturation/mitosis promoting factor); MSAs – związki stabilizujące mikrotubule (microtubule-stabilizing agents); MTD – maksymalna tolerowana dawka (maximum tolerated dose); MTOC – centrum organizacji mikrotubul (microtubule – organizing centre); PTX – paklitaksel (paclitaxel); SAC – punkt kontrolny formowania wrzeciona kariokinetycznego (spindle assembly checkpoint); γ-TuRC – kompleks pierścieniowy gamma tubuliny (gamma-tubuline ring complex).

Wprowadzenie

Taksany (inaczej taksoidy) to jedne z najbardziej skutecz­nych leków przeciwnowotworowych nowej generacji. Należą do inhibitorów mitozy i stosowane są zarówno w monote­rapii, jak i w skojarzeniu z innymi lekami przeciwnowo­tworowymi [1,41]. Głównym miejscem ataku taksanów są mikrotubule cytoszkieletu komórkowego. Interakcje pomię­dzy taksanami i mikrotubulami zaburzają funkcje wrzecio­na podziałowego, uniemożliwiają prawidłowe rozdzielenie chromatyd siostrzanych i chromosomów homologicznych podczas podziału komórki, co prowadzi do zahamowania mitozy. Działanie taksanów, tak jak innych inhibitorów mi­tozy, jest fazowo specyficzne i dotyczy faz S, G2 i M cy­klu. Zatrzymanie cyklu komórkowego w G2/M uruchamia wiele mechanizmów, kierujących komórkę na drogę apop­tozy [96]. Taksany mogą także wywoływać katastrofę mi­totyczną komórek nowotworowych [52].

Taksany używane są w terapii neoadiuwantowej, mającej na celu remisję zmian pierwotnie nieoperacyjnych, oraz w te­rapii adiuwantowej, stosowanej po leczeniu chirurgicznym w celu wydłużenia czasu przeżycia. Obecnie chemioterapia przedoperacyjna jest postępowaniem standardowym w le­czeniu miejscowo zaawansowanego raka piersi oraz raka zapalnego. Dotychczasowe badania eksperymentalne i ko­hortowe wskazują na wyraźne korzyści wynikające ze sto­sowania tego typu terapii m.in. ze względu na ogranicze­nie szybkości wzrostu guza pierwotnego po operacji oraz spadek ryzyka rozwoju oporności wielolekowej (multi­drug resistance – MDR) w guzie pierwotnym [7,22,33]. Syntetyzowane są także liczne nowe pochodne taksanów, definiowane jako taksany II i III generacji. Znajdują się one jednak wciąż w fazie badań [56,84].

Stosowane klinicznie taksoidy paklitaksel (Taxol) i doce­taksel (Taxotere) należą do taksanów I generacji. Mimo podobnej budowy oba leki znacznie różnią się aktywno­ścią przeciwnowotworową i toksycznością. Dotychczasowe badania wykazały, że docetaksel (DTX), dzięki swoim unikalnym właściwościom i szerokim zakresie działania, przewyższa skutecznością paklitaksel (PTX). Większa aktywność przeciwnowotworowa docetakselu może wy­nikać z jego liniowej farmakokinetyki i dłuższej retencji w komórce [67]. W porównaniu z paklitakselem, docetak­sel charakteryzuje się także większym powinowactwem do miejsc wiązania się z tubuliną, przez co jest bardziej cytotoksyczny. W warunkach in vitro również wykazano 1,3-12 razy większą cytotoksyczność DTX w różnych li­niach komórek człowieka i myszy [66].

Budowa chemiczna taksanów

Różnice w budowie chemicznej docetakselu i paklitakse­lu wpływają w sposób istotny na ich właściwości przeciw­nowotworowe (ryc. 1). Obecnie stosowane leki są półsyn­tetycznymi pochodnymi 10-deacetylobakatyny, związku uzyskiwanego z igieł cisu pospolitego (Taxus baccata) (pierwotnie paklitaksel otrzymywano z kory cisu krótko­listnego (Taxus brevifolia), co ze względu na rzadkie wy­stępowanie tego gatunku i jego wyjątkowo powolny wzrost było wysoce nieopłacalne) [10].

Ryc. 1. Struktura chemiczna taksanów

W cząsteczce docetakselu i paklitakselu można wyróżnić część rdzeniową, składającą się z 14-członowego pierście­nia taksanowego oraz przyłączonego do niego w pozycji 4 i 5 pierścienia oksetanowego. Do części rdzeniowej w po­zycji 13 pierścienia taksanowego przyłączony jest estro­wo rozbudowany łańcuch boczny. Odgrywa on decydu­jącą rolę w aktywności przeciwnowotworowej taksanów [69]. Pierścień taksanowy zawiera ponadto 2 podstawni­ki boczne: acetylowy w pozycji 4 i benzoilowy w pozycji 2. Odmienna budowa docetakselu i paklitakselu wynika z obecności różnych podstawników w pozycji 10 pierście­nia taksanowego oraz w pozycji 5′ bocznego łańcucha. Charakterystyczne dla paklitakselu grupa acetylowa przy węglu 10 i podstawnik fenylowy przy węglu 5′ zostały w cząsteczce docetakselu zastąpione odpowiednio grupą hydroksylową i grupą alkoksylową (tabela 1). Docetaksel (N-benzoilo-N-tert-butoksykarbonylo-10-deacetylo-taksol) ma masę cząsteczkową 807,9, jest lipofilny i nierozpusz­czalny w wodzie [13].

Tabela 1. Podstawowe różnice w budowie chemicznej docetakselu i paklitakselu

Schematy podawania, farmakokinetyka i metabolizm docetakselu

Stosowane w monoterapii dawki docetakselu zawarte są w przedziale 35 mg/m²-100 mg/m², w zależności od sposo­bu podawania. Lek najczęściej aplikowany jest w jednogo­dzinnym wlewie dożylnym, co 21 dni. Liczba cykli zależy od stanu pacjenta i stopnia zaawansowania choroby [35,72]. Istnieją również tygodniowe schematy podawania, wtedy dawka DTX zredukowana jest do 35-40 mg/m². DTX sto­sowany jest co tydzień przez 6 kolejnych tygodni, po czym następuje 2-tygodniowa przerwa lub lek podawany jest co tydzień przez kolejne 3 tygodnie, po czym następuje ty­godniowa przerwa [18,26,82]. Przy dawce zredukowanej czas infuzji może wynosić 30 min lub 1 h [2,45]. W prak­tyce szuka się takiego schematu podawania leku, który ce­chuje się dużą skutecznością oraz najmniejszym ryzykiem pojawienia się działań niepożądanych [38].

Maksymalna tolerowana dawka (MTD) docetakselu wy­nosi 100 mg/m². Po krótkim dożylnym podaniu dawki MTD stwierdza się liniową farmakokinetykę leku, we­dług modelu trójkompartmentowego, o następujących okresach połowicznego półtrwania: t1/2α 4-5 min, t1/2β 36-60 min oraz t 11,1 godz. Docetaksel charakteryzuje się dość dużą objętością dystrybucji, wynoszącą 113 L. Pole pod krzywą stężenia leku (area under the curve – AUC) jest wprost proporcjonalne do podanej dawki i nie zależy od klirensu docetakselu [8]. Stwierdzono, że przy podaniu DTX w schemacie tygodniowym (po jednym cy­klu chemioterapii) w dawce 35 mg/m², stężenie leku w su­rowicy krwi, bezpośrednio po podaniu, wynosiło 1 nM i utrzymywało się przez 7 dni. Po podaniu DTX w daw­ce 75 mg/m² według schematu trzytygodniowego, stęże­nie leku w surowicy utrzymywało się na poziomie 0,5 nM przez 21 dni [6].

Przeprowadzone dotychczas badania wykazują, iż zarów­no u ludzi, jak i u szczurów powstają takie same meta­bolity docetakselu, co może sugerować, że metabolizm leku przebiega w taki sam, albo bardzo podobny spo­sób [59,78]. Metabolizm docetakselu zachodzi głównie w wątrobie z udziałem monooksygenaz z rodziny cyto­chromu P-450. Największą rolę w tym procesie odgry­wa podrodzina CYP3A cytochromu P-450 i należące do niej izoformy CYP3A4 oraz CYP3A5 [83]. W wyniku działania tego enzymu powstają 4 metabolity o znacz­nie mniejszej cytotoksyczności niż cząsteczka macierzy­sta [50]. W pierwszym etapie metabolizmu jedna z grup metylowych reszty tert-butylowej łańcucha bocznego w pozycji 13 ulega hydroksylacji do reszty alkoholowej. Hydroksypochodna ulega cyklizacji poprzez niestabilny aldehyd do dwóch diastereoizomerów hydroksyoksazoli­dynonowych lub może też ulec utlenieniu i cyklizacji do oksazolidynodionu (ryc. 2). Nie zidentyfikowano natomiast metabolitów związanych z hydroksylacją 14-członowego pierścienia rdzenia cząsteczki. Powstałe metabolity wy­dalane są z organizmu, głównie z żółcią, i w znikomym stopniu z moczem. Dotychczas nie udowodniono ekspe­rymentalnie możliwości sprzęgania metabolitów doce­takselu z kwasem glukuronowym ani z jakąkolwiek inną cząsteczką [14,70].

Ryc. 2. Metabolizm docetakselu (wg [78] -zmienione)

Działanie docetakselu na mikrotubule

Budowa mikrotubul

Docetaksel w komórce działa głównie na mikrotubule, dy­namiczne rurkowate struktury zbudowane przeważnie z 13 równoległych protofilamentów. Liczba protofilamentów może się wahać od 9 do 16 [12]. Mają one kształt cylindra o średnicy około 25 nm i osiągają długość do kilkunastu mikrometrów. Protofilamenty powstają w wyniku polimery­zacji globularnych białek α-tubuliny (m.cz. 55 000-57 000 Da) i β-tubuliny (m.cz. 53 000 Da). Białka te łączą się ze sobą wiązaniem niekowalencyjnym tworząc heterodimer wielkości 3,5×4 nm. Jest on podstawową jednostką struk­turalną protofilamentu. Heterodimery w protofilamencie układają się liniowo i naprzemiennie w ten sposób, że na jednym z jego końców znajduje się α-tubulina, a na dru­gim β-tubulina [4,53]. Zróżnicowana struktura chemicz­na końców protofilamentów nadaje mikrotubulom struk­turalną biegunowość, która jest niezwykle istotna zarówno dla montażu i demontażu mikrotubul, jak i dla pełnionych przez nie funkcji, zwłaszcza w określaniu kierunku trans­portu wewnątrzkomórkowego, związanego ze strukturami błonowymi komórki.

W komórkach zwierzęcych mikrotubule formowane są w centrosomach, które pełnią rolę centrum organizacji mi­krotubul (microtubule-organizing centre – MTOC) i re­gulatora progresji cyklu komórkowego. Za zakotwiczenie mikrotubul i inicjację nukleacji (polimeryzację heterodi­meru α-, β-tubuliny) odpowiedzialnych jest kilka białek (γ-tubuliny, pericentryna i nineina), umiejscowionych w pe­ricentriolarnym materiale centrosomu, w pobliżu centriol. Tworzą one strukturę pierścieniową, tzw. pierścień nukle­acyjny zbudowany γ-tubuliny (kompleks γ-TuRC) (gam­ma-tubuline ring complex), z którego „wyrastają” nowo powstające mikrotubule [20,89]. Kompleks γ-TuRC swoją strukturą chemiczną naśladuje budowę końca (+) mikrotu­bul, umożliwiając tym samym przyłączenie się końca (-) heterodimeru α-, β-tubuliny do pierścienia nukleacyjnego i dalszą polimeryzację przez dodawanie kolejnych hetero­dimerów [25,51]. Rosnąca mikrotubula przyłączona jest do pierścienia nukleacyjnego końcem (-), a koniec (+), znaj­dujący się w cytoplazmie, skierowany jest w stronę błony komórkowej (ryc. 3). Zakotwiczenie mikrotubuli w MTOC działa stabilizująco, gdyż umożliwia jej szybkie przyrasta­nie od strony końca (+) [61]. Mikrotubule nie zawsze są tworzone w połączeniu z kompleksem γ-TuRC centroso­mu (np. aksony, dendryty). W pewnych warunkach centra nukleacji mogą powstawać spontanicznie w różnych re­gionach komórki [94].

Ryc. 3. Budowa i umiejscowienie mikrotubul w komórce (schemat)

W komórce mikrotubule tworzą cztery rodzaje struktur: sieć interfazową, wrzeciono podziałowe, aksony rzęsek i wici oraz centriole. W cytoplazmie komórki interfa­zowej mikrotubule występują w postaci pojedynczych lub rozproszonych wiązek, ułożonych wzdłuż długiej osi komórki.

Oprócz α, β i γ-tubuliny zidentyfikowano jeszcze inne rodzaje tubuliny, są to: δ-, ε-, ζ- i η-tubulina, które bio­rą udział w tworzeniu wrzeciona podziałowego. Nie wy­stępują one jednak we wszystkich organizmach eukario­tycznych, np. u człowieka nie znaleziono ζ- i η-tubuliny. Znane są różne izoformy wymienionych rodzajów tubu­liny. W komórkach człowieka są to: TUBA1A, TBA1B, TUBA1C, TUBA3C, TUBA3D, TUBA3E, TUBA4A i TUBA8 a-tubuliny; TUBB, TUBB1, TUBB2A, TUBB2B, TUBB2C, TUBB3, TUBB4, TUBB4Q i TUBB6 β-tubuliny; TUBG1, TUBG2, TUBGCP2, TUBGCP3, TUBGCP4, TUBGCP5, TUBGCP6 γ-tubuliny oraz TUBD1 δ-tubuliny i TUBE1 ε-tubuliny [16]. Wyróżnia się ponadto 7 izotypów β-tubuliny, które wykazują różną ekspresję, funkcję i struk­turę (głównie C-końcowej sekwencji aminokwasów) [44].

Homologiem tubuliny (10-18% homologiczność na pozio­mie aminokwasów) w komórkach prokariotycznych jest białko FtsZ. Występuje ono również w plastydach i mito­chondriach niektórych organizmów eukariotycznych. Pod względem struktury trzeciorzędowej FtsZ wykazuje duże podobieństwo do tubuliny, a jego polimeryzacja, podob­nie jak polimeryzacja tubuliny, jest zależna od GTP [42].

Funkcje mikrotubul w komórce

Mikrotubule wraz z mikrofilamentami i filamentami pośred­nimi tworzą cytoszkielet komórki eukariotycznej. Pełnią w niej m.in. rolę masztów rozporowych, gdyż są jedynym elementem cytoszkieletu zdolnym do przenoszenia naprę­żeń ściskających. Stanowią także szlaki, wzdłuż których odbywa się transport wewnątrzkomórkowy i przemieszcza­ją się dyneiny, kinezyny i miozyny – enzymatyczne białka motoryczne (białka kroczące, transportujące, motory mo­lekularne), wykazujące zdolność do generowania ruchu za pomocą wykorzystania energii chemicznej pochodzą­cej z hydrolizy ATP [91]. Mikrotubule, wraz z towarzyszą­cymi im białkami motorycznymi, odgrywają istotną rolę w rozmieszczeniu i utrzymywaniu stałego położenia nie­których organelli komórkowych, np. mitochondriów, pla­stydów, cystern w diktiosomie itp., a także w procesach związanych ze zmianą kształtu komórki, takich jak ruch, podział, różnicowanie, transformacja nowotworowa czy apoptoza [36]. Mikrotubule biorą także udział w kaska­dzie reakcji sygnalizacyjnych w komórce. Stwierdzono, że odpowiedź komórki na sygnały zewnątrzkomórkowe, przekazywane za pośrednictwem receptorów znajdujących się na powierzchni komórki, odbywa się m.in. z udziałem cząsteczek zaliczanych do rodziny białek Rho, przejawia­jących aktywność GTP-azową. Szlak sygnałowy z wyko­rzystaniem tych białek wpływa na dynamikę mikrotubul, która z kolei jest ważnym sygnałem w procesach podzia­łu komórki, jej polaryzacji czy ruchu [30].

Budowa heterodimeru α-, β-tubuliny oraz miejsca przyłączania się docetakselu

Każdy z monomerów heterodimeru α-, β-tubuliny ma trzy główne domeny funkcjonalne: N-końcową, która uczest­niczy w procesie łączenia się mikrotubul z nukleotydami (GTP lub GDP), centralną, zaangażowaną w naprzemienne ułożenie heterodimerów α-, β-tubuliny, tworzących łańcuch zwany protofilamentem oraz C-końcową, niezbędną w pro­cesie przyłączania się związanych z mikrotubulami białek MAPs (microtubule-associated proteins) (ryc. 4). Białka MAPs występują na powierzchni mikrotubul i uczestniczą w procesie ich łączenia się między sobą [58].

Ryc. 4. Struktura krystalograficzna dimeru tubuliny z zaznaczeniem miejsc wiązania się z nukleotydami (miejsce E oraz N) i z taksanami – opis w tekście (wg [15] – zmieniono)

Domena N-końcowa zawiera reszty 1-205 i tworzy struk­turę zwaną motywem Rossmanna (Rossman fold). Wraz z sześcioma równoległymi harmonijkami β (B1-B6) oraz helisami α (H1-H6) bierze ona udział w procesie łącze­nia się mikrotubuli z GTP lub GDP. Domenę centralną bu­dują reszty 206-381, tworzące cztery różne harmonijki β (B7-B10) oraz cztery helisy α (H7-H10). Istotnym elemen­tem domeny centralnej jest pętla, zawierająca aminokwasy 272-288, zwana pętlą M, łącząca harmonijkę B7 z helisą H9. Pętla M odrywa ważną rolę w stabilizacji heterodime­ru oraz całego protofilamentu. Domena C-końcowa rozpo­czyna się od reszty 382, kończy aminokwasem 440 i skła­da się z dwóch przeciwrównoległych helis (H11 i H12) [15,37,58]. Reszta 385 odgrywa ważną funkcję w procesie przyłączania się białek MAPs, takich jak tau, Map2, stat­mina, CENP-E (kinezyna 7) i kinezyna EgP [48] (ryc. 4).

W strukturze heterodimeru α-, β-tubuliny występują po­nadto dodatkowe, niewielkich rozmiarów α helisy. W tu­bulinie-α są to helisy H3′, H11′, natomiast w tubulinie-β H1′, H2′, H2”, H3′, H9′ i H11′ [43].

Docetaksel wiąże się z domeną centralną tubuliny-β, w ob­szarze obejmującym hydrofobową szczelinę umiejscowio­ną blisko powierzchni białka [15,63,77]. Między tubuliną a taksanem występuje wiele oddziaływań niekowalencyj­nych, do których zaliczyć można oddziaływania hydrofobo­we, siły Van der Waalsa oraz wiązania wodorowe (ryc. 5).

Ryc. 5. Szczegółowa budowa miejsca wiązania taksanów z β-tubuliną – opis w tekście (wg [77] za zgodą autorów)

Model przestrzennego dopasowania taksanów do tubuli­ny-b, zaproponowany przez Rao i wsp. [63], zakłada, że podstawnik w pozycji 3′ taksanów po przyłączeniu taksanu do tubuliny-β znajduje się w bliskim kontakcie z aminokwasami 1-31, natomiast ugrupowanie benzoilowe, występujące w pozycji 2, umiejscowione jest w pobliżu aminokwasów 217-233. Dodatkowo grupa hydroksylowa w pozycji 7 pier­ścienia taksanowego tworzy wiązanie z 282 argininą [63].

W 2001 r. opisano miejsce „dokowania się” paklitakselu do hydrofobowej szczeliny występującej w tubulinie-β. W procesie tym zaangażowane są: helisa H1, pętla łącząca helisy H6 i H7, helisa H7, pętla M oraz pętla łącząca struk­tury β: B9 i B10. Walina 23 oraz asparagina 26, wchodzą­ce w skład aminokwasów budujących helisę H1, tworzą hydrofobowe oddziaływanie z podstawnikiem w pozycji 3′ łańcucha bocznego cząsteczki leku. Podobnie alanina 233 oraz seryna 236, występujące w helisie H7 znajdu­ją się w bliskim kontakcie z tym podstawnikiem. Grupa benzoilowa w pozycji 2 pierścienia taksanowego znajdu­je się w hydrofobowym środowisku utworzonym przez na­stępujące aminokwasy: leucynę 217 i 219, w pętli łączącej helisę H6 z H7 oraz histydynę 229 i leucynę 230, znaj­dujące się w helisie H7. Dodatkowe oddziaływanie utwo­rzone jest przez fenyloalaninę 272 harmonijki β: B7 [77].

Stwierdzono, że mutacja powodująca zamianę tego ami­nokwasu w walinę skutkuje pojawieniem się częściowej oporności na paklitaksel in vitro [21]. Pierścień oksetano­wy taksanu wpływa na aminokwasy: prolinę 274, leucy­nę 275, treoninę 373, serynę 277 i argininę 278 pętli M. Szczelina, w której umiejscawia się taksan ograniczona jest przez następujące aminokwasy pętli łączącej harmo­nijki b: B9 z B10: prolina 360, arginina 369, glicyna 370 i leucyna 371 (ryc. 5) [43,77].

Przedstawiony w 2006 r. model przestrzennego ułożenia taksanów w hydrofobowej kieszonce zakłada, że leki z tej grupy po przyłączeniu się do β-tubuliny przyjmują formę litery T zwaną również „formą motyla” (butterfly model) [3]. Model ten tłumaczy oddziaływania występujące mię­dzy taksanami a tubuliną, zakładając, że biorą w nich udział zarówno pierścień taksanowy, jak i łańcuch boczny leku. Stwierdzono, że ugrupowania znajdujące się w pozycji 3′ i w pozycji 2 cząsteczki taksanu oddziałują hydrofobowo z fragmentami helis H1, H6 i H7 oraz z pętlą występują­cą między helisami H6 i H7. Dodatkowe oddziaływanie pojawia się między podstawnikiem w pozycji 3′ a struk­turami B8 i B10. Istotna dla aktywności taksanów grupa hydroksylowa, znajdująca się w pozycji 2′ łańcucha bocz­nego tworzy wiązanie wodorowe z grupą NH pętli łączącej struktury B9 i B10. Dodatkowo grupa metylowa w pozycji 12 głównego pierścienia taksanów lokuje się blisko leucy­ny 371 umiejscowionej w tej pętli. Grupa metylowa w po­zycji 8 pierścienia taksanowego skierowana jest w stronę pętli M i oddziałuje siłami Van der Waalsa z dwoma ami­nokwasami, tj. treoniną 276 i glicyną 281, które znajdują się blisko końca C β-tubuliny. Grupa acetylowa w pozycji 4 pierścienia taksanowego znajduje się bezpośrednio nad szczeliną utworzoną przez 10 aminokwasów, z których część występuje w pętli M [3,53,77]. Ostatnie badania potwierdzają, że taksan, po przyłączeniu się do tubuliny, przyjmuje kształt litery T [93].

Dynamiczna niestabilność mikrotubul a mechanizm działania docetakselu

Mikrotubule w komórce znajdują się w stanie dynamicznej niestabilności. Ulegają ciągłemu wydłużeniu (polimeryza­cji) lub skracaniu (depolimeryzacji), mogą też całkowicie się rozpaść lub zacząć formować od nowa (ryc. 6). Dynamiczna niestabilność mikrotubul wynika ze zdolności tubuliny do przyłączania i hydrolizowania guanozynotrifosforanu (GTP) i ma istotne znaczenie dla prawidłowego funkcjonowania komórki. Stwierdzono, że przyłączenie się docetakselu do mikrotubul zaburza ich organizację i powoduje zachwianie równowagi dynamicznej niestabilności na skutek przewagi procesów polimeryzacji nad depolimeryzacją. Dochodzi do zaburzenia wielu procesów, w których mikrotubule odgry­wają główną rolę, takich jak podział komórki czy transport substancji [40]. Ze względu na sposób działania docetaksel zaliczany jest zatem do związków stabilizujących mikrotu­bule MSAs (microtubule-stabilizing agents) [96].

Ryc. 6. Procesy polimeryzacji i depolimeryzacji mikrotubul; A – w miejscu E β-tubuliny przyłącza się GTP, B – hydroliza GTP następuje powoli, nowe heterodimery ze związanym GTP mogą się przyłączyć do końca (+), powstaje ochronna „czapeczka”, C – hydroliza GTP zachodzi bardzo szybko, następuje utrata „czapeczki”, a dimery z przyłączonym GDP „odrywają się” od mikrotubuli (wg [33] – zmienione)

W heterodimerze istnieją dwa miejsca wiążące GTP: miej­sce zdolne do hydrolizy GTP, tzw. miejsce E (exchangeable site) w β-tubulinie i niemające takiej zdolności miejsce N (non-exchangeable site) w α-tubulinie [47]. Główne źródło energii w procesie polimeryzacji mikrotubul stanowi hy­droliza GTP. Wolne heterodimery α-, β-tubuliny łączą się z cząsteczką GTP i w tej postaci dołączane są do rosnącej (polimeryzowanej) mikrotubuli. Procesy zachodzące w ob­rębie miejsca E mogą mieć dwojaki charakter. W zależno­ści od warunków (np. dostępność GTP i wolnej tubuliny) hydroliza GTP może zachodzić przed lub po dołączeniu następnego heterodimeru do rosnącej mikrotubuli. Proces hydrolizy przebiega wolno, gdy nukleotyd połączony jest z niezwiązanym z mikrotubulą (wolnym) heterodimerem α-, β-tubuliny lub gdy mikrotubula rośnie powoli. Wtedy związana z heterodimerem α-, β-tubuliny cząsteczka GTP może ulec hydrolizie do GDP zanim przyłączy się kolej­ny heterodimer. Odłączenie się od protofilamentów koń­cowych podjednostek, związanych z GDP, może spowodo­wać depolimeryzację i skrócenie mikrotubuli.

W warunkach nadmiaru wolnego GTP i wolnej tubuliny proces dołączania kolejnych podjednostek α-, β-tubuliny-GTP do końca (+) protofilamentów zachodzi szybko i zwią­zane GTP nie zdąży ulec hydrolizie. Przyłączone pod­jednostki zakrywane są więc sukcesywnie przez kolejne GTP-heterodimery. W wyniku tego powstaje fragment pro­tofilamentu zawierający przyłączony GTP. Fragment ten pełni rolę ochronnej „czapeczki” (GTP-cap), która blokuje odłączania się wewnętrznych heterodimerów związanych z GDP i tym samym promuje polimeryzację i wydłużanie się mikrotubul. Reszta protofilamentów, od strony końca minus, zawiera heterodimery połączone z GDP [34,87].

Konformacja heterodimeru α-, β-tubuliny zależy od tego czy β-tubulina połączona jest z dinukleotydem czy z tri­nukleotydem. Po związaniu się z GTP przybiera konfor­mację prostą (niezakrzywioną). Gdy ulegnie hydrolizie do GDP przyjmuje konformację zakrzywioną, tzw. formę D. Heterodimery ze związanym GDP są bardzo niestabil­ne i odłączają się od mikrotubuli. W wyniku tego ulega ona depolimeryzacji i skróceniu. Utrata kolejnych hete­rodimerów może przebiegać do całkowitego zaniku fila­mentu. Mikrotubula może też ulec tylko częściowej depo­limeryzacji i ponownie zacząć się wydłużać [49]. Procesy polimeryzacji i depolimeryzacji mikrotubul i ich pozorne nieuporządkowanie znajdują się pod stałą kontrolą wielu białek. Grupa białek towarzyszących mikrotubulom – MAPs bierze udział w stabilizacji struktury mikrotubul poprzez łączenie polimerów i ułatwianie oddziaływań z innymi składnikami komórki. Białko Map-4 przyłączając się do mikrotubul inicjuje proces ich polimeryzacji i przyspiesza proces nukleacji, czyli formowania się nowych komplek­sów w miejscu MTOC, a jednocześnie hamuje odłącza­nie się tubuliny z końców miktotubul. Fosforylacja białek MAPs w wyniku obróbki potranslacyjnej prowadzi do ich odłączania się od miktotubul, co wywołuje niestabilność tych struktur [31]. Do MAPs należą też niskocząsteczko­we białka tau, które pośredniczą zarówno w wiązaniu się mikrotubul między sobą, jak i z innymi elementami cy­toszkieletu [86]. Ważną rolę w utrzymaniu funkcji mikto­tubul w komórce odgrywają dwie grupy białek, dyneiny i kinezyny, wykazujące aktywność ATP-az. Dzięki ener­gii uzyskanej z hydrolizy ATP białka te zmieniają swo­ją konformację i mogą się przesuwać wzdłuż mikrotubul. Zmiana umiejscowienia dyneiny na mikrotubuli ma zna­czenie w procesach ruchu migawek i rzęsek oraz w proce­sach transportu związków chemicznych w komórce [80].

Protofilamenty formujące mikrotubule są proste i układa­ją się równolegle. Połączone z GDP heterodimery α-, β-tubuliny, które przybierają konformację zakrzywioną (po­stać D) utrzymywane są w konformacji wyprostowanej w protofilamentach na skutek oddziaływań z heterodime­rami sąsiednich protofilamentów.

Wyróżnia się dwa rodzaje oddziaływań: poprzeczne i po­dłużne. Stwierdzono, że mechanizm działania taksanów na mikrotubule polega m.in. na wzmocnieniu istniejących od­działywań, zarówno poprzecznych jak i podłużnych mię­dzy heterodimerami α-, β-tubuliny [5,17].

Poprzeczne oddziaływania pomiędzy heterodimerami od­bywają się z udziałem pętli M jednego heterodimeru i pę­tli łączącej helisę H1 z harmonijką B2 (H1-B2). Ważne dla utrzymania oddziaływań poprzecznych są również he­lisy H3 i H10 oraz pętla łącząca struktury: H2-B2 (ryc. 7). Połączenia podłużne między heterodimerami budującymi protofilament utrzymywane są za pomocą oddziaływań między helisą H10 i helisą H3 [32,39].

Ryc. 7. Miejsce połączenia między sąsiadującymi heterodimerami – opis w tekście (wg [15] – zmienione)

Stwierdzono, że DTX wpływa stabilizująco na mikrotu­bule przez oddziaływanie na pętlę M tubuliny-β. Pętla ta może ulegać różnym zmianom konformacyjnym, w zależ­ności od stanu uporządkowania mikrotubul. Części górna i dolna pętli M działają jak zawiasy, umożliwiające zmia­nę kąta połączenia sąsiadujących heterodimerów. Zmiana struktury przestrzennej pętli M pociąga za sobą zmianę tego kąta. Stwierdzono, że pętla M w α-tubulinie stabilizowana jest przez długą pętlę aminokwasową, łączącą strukturę B9 z B10. Pętla M w β-tubulinie nie jest stabilizowana, a jej ruchomość ma istotny wpływ na utrzymanie stanu dyna­micznej niestabilności mikrotubul. Zmniejszenie ruchomo­ści skutkuje zahamowaniem depolimeryzacji mikrotubul [43]. Docetaksel stabilizuje konformację pętli M, odgrywa więc w β-tubulinie rolę pętli łączącej strukturę B9 z B10 [77]. Badania z wykorzystaniem komputerowego modelo­wania ruchomości poszczególnych składowych heterodime­ru ujawniły, że po przyłączeniu taksanu do β-tubuliny na­stąpił drastyczny spadek sprężystości struktur znajdujących się w otoczeniu leku. Zaobserwowano głównie usztywnie­nie w okolicy aminokwasów 214-224 oraz 272-285 (pętla M). Zauważono również ograniczenie możliwości zmian konformacyjnych m.in. w rejonie zawierającym amino­kwasy 35-44, wchodzące w skład pętli łączącej helisę H1 ze strukturą B2 [37].

Zaburzenie procesów polimeryzacji i depolimeryzacji, spo­wodowane przez docetaksel, wynikać może również z za­hamowania zmian strukturalnych helisy H3. Konformacja helisy H3 jest wrażliwa na hydrolizę GTP. Gdy w miej­scu E występuje GTP połączenie z sąsiadującym hetero­dimerem – zachodzące z udziałem helisy H3 – jest mocne, a wraz z hydrolizą GTP następuje osłabienie oddziaływań i może dojść do odrywania się heterodimeru od mikrotu­buli. Docetaksel stabilizując konformację helisy H3 spra­wia, że staje się ona niepodatna na zmiany spowodowa­ne hydrolizą GTP. Jednak działanie taksanu stabilizujące mikrotubule może wynikać z usztywnienia określonej konformacji pętli H1-S2 promującej połączenia poprzecz­ne między heterodimerami [37,92].

Znaczenie mikrotubul w cyklu komórkowym i jego zaburzenia pod wpływem docetakselu

Mikrotubule odgrywają szczególną rolę w procesie po­działu komórki i segregacji chromosomów do komórek po­tomnych [49]. Wyróżnia się trzy typy mikrotubul: kineto­chorowe, których funkcja polega na łączeniu się końcem (+) z kinetochorami chromatyd siostrzanych, międzybie­gunowe, których końce wystają z przeciwnych biegunów komórki oraz gwiaździste (astralne), biorące udział w za­kotwiczeniu wrzeciona podziałowego we właściwym miej­scu w komórce. Łączą one centrosomy z częścią podbło­nową, tym samym biorą udział w ich stabilizacji. W chwili wejścia komórki w fazę podziału interfazowe mikrotubu­le, które stanowiły stabilny element cytoszkieletu, biorący udział w transporcie związków w komórce, ulegają depo­limeryzacji. W ich miejsce pojawiają się nowe mikrotubu­le, znacznie bardziej dynamiczne, tworzące włókna wrze­ciona podziałowego [24].

W komórkach eukariotycznych proces mitozy rozpoczyna się wraz z pojawieniem się czynnika promującego fazę mi­tozy – MPF (maturation/mitosis promoting factor) utwo­rzonego z kompleksów między podjednostką regulatorową cykliny B1 i zależną do cyklin kinazą (cdk1) p34_cdc2 [54]. We wczesnej profazie chromosomy ulegają kondensacji i wyodrębniają się chromatydy siostrzane. Białka aparatu podziałowego np. kinezyna Eg5 (KSP) uczestniczą w pro­cesie rozdzielania się chromosomów i formowania dwu­biegunowych włókien podziałowych [74].

U większości komórek zwierzęcych każde włókno podzia­łowe jest tworzone w obrębie centrosomu, który ułatwia właściwą organizację przestrzenną mikrotubul. Docetaksel powoduje zaburzenia organizacji centrosomu. Stwierdzono, że lek ten był najbardziej cytotoksyczny dla nowotworo­wych komórek linii HeLa w fazie S cyklu komórkowego. W komórkach tych docetaksel spowodował odłączenie się od centrioli otaczającej je macierzy, co skutkowało pojawie­niem się w fazie G2 wrzeciona o zaburzonej strukturze [60].

Klasyczna hipoteza tłumacząca tworzenie wrzecion po­działowych (tzw. koncepcja search-and-capture) zakłada, że mikrotubule wyrastające promieniście z centrosomów, nieustannie eksplorują przestrzeń komórki w trakcie kolej­nych cykli polimeryzacji i depolimeryzacji. W przypadku kontaktu końca (+) mikrotubuli z kinetochorem dochodzi do stabilizacji mikrotubuli na skutek zahamowania jej de­polimeryzacji, co powoduje powstanie stosunkowo trwałe­go połączenia chromosomu z biegunem komórki. Z cza­sem coraz więcej mikrotubul tworzy podobne połączenie wykorzystując pulę wolnej tubuliny w komórce, jednocze­śnie maleje liczba mikrotubul astralnych. W efekcie for­muje się typowe wrzeciono: chromosomy połączone są wiązkami mikrotubul (chromosomalnych i kinetochoro­wych) z oboma biegunami komórki [64].

Wykazano, że w komórkach traktowanych docetakselem powstaje wrzeciono kariokinetyczne o zmienionej struk­turze, co wpływa na funkcjonowanie aparatu mitotyczne­go. Nieprawidłowe tworzenie się wrzeciona kariokinetycz­nego może wynikać z zaburzeń w organizacji centrosomu wywołanych przez docetaksel. Na jednym biegunie komór­ki tworzą się dwa centrosomy, podczas gdy drugi biegun pozostaje bez centrosomu. W wyniku tego następuje nie­prawidłowy rozdział chromosomów do komórek potom­nych. Efektem końcowym jest utworzenie aneuploidalnych komórek potomnych [71]. Docetaksel może również wpły­wać na białka, których funkcją jest stabilizacja oddziały­wań między centrosomami a mikrotubulami. Wykazano, że istotnym białkiem, biorącym udział w tej stabilizacji jest białko NuMa (nuclear mitotic apparatus). Paoletti i wsp. [60] wykazali, że w komórkach linii HeLa, traktowanych DTX, białko to preferencyjnie umiejscawia się na biegu­nie pozbawionym centrosomów. Nierównomierny rozkład NuMa z przewagą cząsteczek na biegunie pozbawionym centrosomów w wyniku działaniu DTX wykazały również badania Sakaushi i wsp. [71]. Usytuowanie białka NuMa na jednym z biegunów komórki ma znaczenie w jej asy­metrycznym podziale [62].

Poprawność połączeń między kinetochorami i mikrotubu­lami tworzącymi wrzeciono jest nadzorowana przez kom­pleks białek kontrolujących powstawanie wrzeciona kario­kinetycznego SAC (spindle assembly checkpoint). W chwili pojawienia się stabilnego połączenia, komórka wkracza w anafazę, w której następuje podział chromosomów [65]. Funkcja punktu kontrolnego SAC jest upośledzona w ko­mórkach nowotworowych, dlatego też mogą przezwycię­żyć zatrzymanie cyklu na tym etapie [52,90]. W rezulta­cie komórka opuszcza fazę mitozy z opóźnieniem w tzw. poślizgu mitotycznym (mitotic slippage), wkracza w fazę pseudo-G1 bez cytokinezy i zostaje zatrzymana w punk­cie kontrolnym (restrykcyjnym) G1/S. Tym samym nie może wejść w fazę S, co zapobiega procesowi poliploidy­zacji. Poślizg mitotyczny indukuje proces apoptozy [79].

Docetaksel aktywuje punkt kontrolny SAC. Jest to spowo­dowane nieprawidłową strukturą i dynamiką mikrotubul, wywołaną przyłączeniem się leku do β-tubuliny. W zależ­ności od stężenia leku w komórce obserwuje się dwa me­chanizmy działania, wynikające z aktywacji punktu SAC (ryc. 8). Małe stężenia leku (2-4 nM) powodują krótko­trwale zatrzymanie komórki w punkcie SAC i anomalie w podziale mitotycznym, prowadzące do aneuploidalno­ści komórki. Przy większych stężeniach leku (100 nM) na­stępuje natomiast dłuższe zatrzymanie komórki w punk­cie kontrolnym SAC, skutkujące poślizgiem mitotycznym i opóźnionym wyjściem z mitozy. Powoduje to przejście komórek tetraploidalnych w fazę pseudo-G1 i uruchomie­nie szlaku apoptozy [29].

Ryc. 8. Schemat działania docetakselu na komórki, w zależności od stężenia – opis w tekście

Badania z zastosowaniem 100 nM stężenia DTX w komór­kach linii MCF-7 wykazały, że w pierwszych godzinach hodowli następował wzrost ekspresji genów kodujących białka uczestniczące w regulacji funkcji punktu kontrol­nego SAC. Do białek tych należą m.in. BUB1 i MAD2L1. Hamują one aktywność kompleksu promującego anafazę do czasu uzyskania prawidłowego połączenia chromoso­mów z wrzecionem mitotycznym. Po 48 godz. hodowli za­obserwowano spadek ekspresji tych genów, co sugeruje, że nastąpił poślizg mitotyczny. Uważa się również, że jest on wynikiem zmienionej transkrypcyjnej regulacji genów, ko­dujących białka punktu kontrolnego G2/M oraz SAC [11].

Stwierdzono, że komórki pozbawione białek p53, p21 albo pRb i przejściowo zatrzymane w fazie M cyklu komórkowe­go na skutek uszkodzeń wrzeciona kariokinetycznego, po poślizgu mitotycznym wkraczają w fazę S, mimo że punkt kontrolny SAC działa poprawnie. Prowadzi to do poliplo­idyzacji materiału genetycznego. Zależny od białek p53 i pRb punkt kontrolny G1 jest zatem niezbędny w ochro­nie komórek przed poliploidalnością [85].

Inne mechanizmy działania docetakselu

Docetaksel oddziałuje na wiele struktur komórkowych i aktywuje szlaki przekaźnictwa sygnałów prowadzących do apoptozy. Działanie docetakselu na komórki wywołu­je ich śmierć głównie poprzez szlak apoptotyczny, który może być niezależny od zatrzymania komórki w punktach kontrolnych cyklu, a związany z rozregulowaniem funkcji białek związanych z cyklem komórkowym, w tym szcze­gólnie białka p34_cdc-2, aktywacją szlaków kinazy fosforylu­jącej N-terminalną część białka Jun-JNK (jun N-terminal kinase) i kinazy Raf-1 oraz indukcją białek rodziny Bcl-2 [46]. W wyniku aktywacji tego szlaku następuje proces fosforylacji białka Bcl-2, którego funkcją jest hamowa­nie apoptozy. Po przyłączeniu reszty fosforanowej białko ulega inaktywacji i komórka zostaje skierowana na szlak apoptozy. Stwierdzono, że docetaksel indukuje fosforyla­cję białka Bcl-2 w większym stopniu niż paklitaksel, stąd obserwowane jest nasilenie procesu apoptozy w komór­kach traktowanych docetakselem [27].

Oprócz działania cytotoksycznego taksany wykazują wła­ściwości antyangiogenne [81]. Neowaskularyzacja tkanki nowotworowej, czyli powstawanie nowych naczyń włoso­watych na bazie istniejących, jest niezbędnym etapem roz­woju nowotworu. Badania in vitro i in vivo z zastosowaniem docetakselu wykazały, że lek ten może blokować angio­genezę i tym samym prowadzić do zahamowania wzrostu guza oraz tworzenia przerzutów [32].

Podsumowanie

Istniejące obecnie schematy chemioterapii z zastosowaniem taksanów charakteryzują się wysokim ryzykiem wystąpie­nia działań niepożądanych. Ponadto pojawiająca się opor­ność komórek nowotworowych na stosowane leki powoduje, że chemioterapia jest często nieskuteczna [28,68]. Jednym z czynników powodujących oporność na taksany jest nade­kspresja białek z rodziny ABC, związanych z ATP-zależną pompą usuwającą leki poza komórkę. Do białek tych za­licza się produkt genu MDR1 – glikoproteinę P (P-gp), białko MRP1 (multidrug resistance-associated protein 1) oraz białko BCRP (breast cancer resistance protein) zna­ne również jako ABCG2 [9]. Oporność komórki na tak­sany może także wynikać ze zmian w strukturze tubuliny i mikrotubul, spowodowanych przez mutacje [88], zmie­nionej dynamiki mikrotubul [23] i różnic w ekspresji izo­typów tubuliny [76]. U ludzi istnieje 7 izotypów β-tubuliny: I, II, III, IVA, IVB, V oraz VI, wykazujące różną ekspresję w zależności od tkanki. Stwierdzono, że izotypy I i IVB wykazują ekspresję konstytutywną, podczas gdy pozosta­łe izotypy są swoiste tkankowo [44]. Badania podstawowe i kliniczne sugerują, że ekspresja określonych izotypów tubulin jest związana z opornością komórek rakowych na taksany, a ekspresja izotypu III β-tubuliny może być pro­gnostycznym czynnikiem w chemoterapii niektórych no­wotworów np. niedrobnokomórkowego raka płuc (NSCLC – non-small cell lung carcinoma). Dlatego też stosowanie taksanów u pacjentów chorych na NSCLC z ekspresją III β-tubuliny jest nieskuteczne [75]. Wykazano ponadto, że izotypy I oraz IVA mogą się także przyczyniać do wystę­powania oporności na taksany [58].

Proces nabywania przez komórki nowotworowe oporności na taksany I generacji spowodował rozwój badań związa­nych z nowymi pochodnymi. W zaawansowanej fazie ba­dań klinicznych znajdują się dwie pochodne taksanów: laro­taksel (XRP9881, RPR109881) i ortataksel (BAY59-8862, IDN5109, SB-T-101131), charakteryzujące się dużą cyto­toksycznością wobec komórek opornych na działanie tak­sanów I generacji [73,95]. Prowadzone są również badania nad innymi taksanami II i III generacji, które charaktery­zują się zwiększoną cytotoksycznością in vitro, wynikają­cą ze zmian w budowie cząsteczki [57]. Jedną z istnieją­cych modyfikacji cząsteczki paklitakselu jest przyłączenie w pozycji 10 różnych grup funkcyjnych. Wśród wielu po­chodnych, te z grupą benzoilową lub 4-metoksybenzoilo­wą w pozycji 10 charakteryzują się najwyższą cytotoksycz­nością w linii komórkowej ludzkiego nowotworu piersi LCC6-MDR, wykazującej zwiększoną ekspresję białka P-gp. Pochodna z grupą 4-metoksyfenyloacetoksylową ce­chuje się natomiast największą spośród badanych związ­ków cytotoksycznością w linii LCC6-WT (Pgp -) [55,56].

Inna modyfikacja polega na zmianie podstawników w po­zycjach C-3′ i N-3′. Większość uzyskanych w ten sposób związków wykazuje wzmożoną cytotoksyczność zarów­no w linii P-gp-, jak i w linii opornej o zwiększonej eks­presji P-gp. Na przykład najmniejszą wartość IC50 w linii LCC6-WT uzyskano dla pochodnej mającej podstawnik 2 metylopropenylowy 1 w pozycji C-3′ i resztę cyklopen­tyloksylową w pozycji N-3′. Dla linii LCC6-MDR był to związek z taką samą grupą funkcyjną w pozycji C-3′, z tym że w miejscu N-3′ podstawiony był cykloheksenyl 1. Do taksanów II generacji należą również fluorotakso­idy: C-3′-CF2 oraz C-3′ CF3. Cząsteczki te w większości charakteryzują się wzmożoną, w porównaniu z paklitak­selem i docetakselem, cytotoksycznością zarówno wobec wrażliwych, jak i opornych nowotworowych linii komór­kowych [55,56].

Zmienione właściwości taksanów nowej generacji wynikać mogą również z wprowadzenia grup funkcyjnych w pozycji meta podstawnika benzoilowego, znajdującego się w pozy­cji 2 pierścienia taksanowego. Stwierdzono m.in., że czą­steczka z podstawnikiem m-metoksylowym w tym miej­scu oraz mająca grupę 4-metoksyfenyloacetoksylową przy węglu 10, ugrupowanie 1,1 dimetyloetenowe przy węglu 3′ oraz ugrupowanie t-butoksylowe w pozycji N-3′ wykazu­je dużą cytotoksyczność zarówno wobec wrażliwych, jak i opornych linii komórkowych LCC6. Dodatkowo w obrę­bie tej grupy cząsteczek wyróżniono takie, które mogły po­konać barierę pompy związanej z białkiem Pgp. Związki te zaliczono do taksanów III generacji [56].

Inna grupa taksanów nowej generacji to C-sekotaksoidy, do których zaliczamy IDN 5390. Stwierdzono, że zwią­zek ten ze względu na swoją budowę charakteryzuje się 8-krotnie większą cytotoksycznością niż paklitaksel wo­bec nowotworowych linii komórkowych. Zwiększona cy­totoksyczność wynika z odmiennego sposobu oddziały­wania z izotypem III β-tubuliny [19].

Synteza wielu pochodnych taksoidów II i III generacji, ak­tywnych w komórkach rakowych, które wykazują oporność wielolekową (MDR) (w tym także i na taksany I generacji) budzi nadzieję na bardziej efektywne zastosowanie nowych inhibitorów mitozy w onkologii klinicznej.

Podziękowania

Autorzy składają serdeczne podziękowania Panu Profesorowi Jamesowi P. Snyderowi za dostarczenie ryciny przedstawia­jącej miejsce łączenia się taksanu z podjednostką b-tubuliny oraz Panu Profesorowi Kennethowi H. Downingowi za wy­konanie i dostarczenie ryciny pokazującej strukturę tubuliny

Acknowledgements

The authors would like to thank professor James P. Snyder for providing the figure, which depicts connection of ta­xanes with b-tubulin and professor Kenneth H. Downing for making and providing the figure of new, refined tubu­lin structure.

PIŚMIENNICTWO

[1] Abbrederis K., Lorenzen S., von Weikersthal L.F., Vehling-Kaiser U., Schuster T., Rothling N., Peschel C., Lordick F.: Weekly docetaxel monotherapy for advanced gastric or esophagogastric junction cancer. Results of a phase II study in elderly patients or patients with impaired performance status. Crit. Rev. Oncol. Hematol., 2008; 66: 84-90
[PubMed]  

[2] Aihara T., Kim Y., Takatsuka Y.: Phase II study of weekly docetaxel in patients with metastatic breast cancer. Ann. Oncol., 2002; 13: 286-292
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Alcaraz A.A., Mehta A.K., Johnson S.A., Snyder J.P.: The T-taxol conformation. J. Med. Chem., 2006; 49: 2478-2488
[PubMed]  

[4] Amos L.A.: Focusing-in on microtubules. Curr. Opin. Struct. Biol., 2000; 10: 236-241
[PubMed]  

[5] Andreu J.M., Bordas J., Diaz J.F., Garcia de Ancos J., Gil R., Medrano F.J., Nogales E., Pantos E., Towns-Andrews E.: Low resolution structure of microtubules in solution. Synchrotron X-ray scattering and electron microscopy of taxol-induced microtubules assembled from purified tubulin in comparison with glycerol and MAP-induced microtubules. J. Mol. Biol., 1992; 226: 169-184
[PubMed]  

[6] Baker S.D., Zhao M., Lee C.K., Verweij J., Zabelina Y., Brahmer J.R., Wolff A.C., Sparreboom A., Carducci M.A.: Comparative pharmacokinetics of weekly and every-three-weeks docetaxel. Clin. Cancer Res., 2004; 10: 1976-1983
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Biffi R., Fazio N., Luca F., Chiappa A., Andreoni B., Zampino M.G., Roth A., Schuller J.C., Fiori G., Orsi F., Bonomo G., Crosta C., Huber O.: Surgical outcome after docetaxel-based neoadjuvant chemotherapy in locally-advanced gastric cancer. World J. Gastroenterol., 2010; 16: 868-874
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Bodnar L., Wcisło G., Miedzińska-Maciejewska M., Szczylik C.: Docetaksel i paklitaksel: porównanie ich budowy, farmakologii oraz mechanizmów oporności. Współczesna Onkologia, 2004; 8: 435-446

[9] Brooks T.A., Minderman H., O’Loughlin K.L., Pera P., Ojima I., Baer M.R., Bernacki R.J.: Taxane-based reversal agents modulate drug resistance mediated by P-glycoprotein, multidrug resistance protein, and breast cancer resistance protein. Mol. Cancer Ther., 2003; 2: 1195-1205
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Chau M., Jennewein S., Walker K., Croteau R.: Taxol biosynthesis: molecular cloning and characterization of a cytochrome P450 taxoid 7β-hydroxylase. Chem. Biol., 2004; 11: 663-672
[PubMed]  

[11] Chen J.G., Yang C.P., Cammer M., Horwitz S.B.: Gene expression and mitotic exit induced by microtubule-stabilizing drugs. Cancer Res., 2003; 63: 7891-7899
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Chrétien D., Wade R.H.: New data on the microtubule surface lattice. Biol. Cell, 1991; 71: 161-74
[PubMed]  

[13] Cortes J.E., Pazdur R.: Docetaxel. J. Clin. Oncol., 1995; 13: 2643-2655
[PubMed]  

[14] Cresteil T., Monsarrat B., Dubois J., Sonnier M., Alvinerie P., Gueritte F.: Regioselective metabolism of taxoids by human CYP3A4 and 2C8: structure-activity relationship. Drug Metab. Dispos., 2002; 30: 438-445
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Downing K.H., Nogales E.: Crystallographic structure of tubulin: implications for dynamics and drug binding. Cell Struct. Funct., 1999; 24: 269-275
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[16] Dutcher S.K.: The tubulin fraternity: α to ε. Curr. Opin. Cell Biol., 2001; 13: 49-54
[PubMed]  

[17] Dye R.B., Flicker P.F., Lien D.Y., Williams R.C. Jr.: End-stabilized microtubules observed in vitro: stability, subunit, interchange, and breakage. Cell Motil. Cytoskeleton, 1992; 21: 171-186
[PubMed]  

[18] Estévez L.G., Cuevas J.M., Antón A., Florián J., López-Vega J.M., Velasco A., Lobo F., Herrero A., Fortes J.: Weekly docetaxel as neoadjuvant chemotherapy for stage II and III breast cancer: efficacy and correlation with biological markers in a phase II, multicenter study. Clin. Cancer Res., 2003; 9: 686-692
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Ferlini C., Raspaglio G., Mozzetti S., Cicchillitti L., Filippetti F., Gallo D., Fattorusso C., Campiani G., Scambia G.: The seco-taxane IDN5390 is able to target class III β-tubulin and to overcome paclitaxel resistance. Cancer Res., 2005; 65: 2397-2405
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Fuller S.D., Gowen B.E., Reinsch S., Sawyer A., Buendia B., Wepf R., Karsenti E.: The core of the mammalian centriole contains γ-tubulin. Curr. Biol., 1995; 5: 1384-1393
[PubMed]  

[21] Giannakakou P., Sackett D.L., Kang Y.K., Zhan Z., Buters J.T., Fojo T., Poruchynsky M.S.: Paclitaxel-resistant human ovarian cancer cells have mutant β-tubulins that exhibit impaired paclitaxel-driven polymerization. J. Biol. Chem., 1997; 272: 17118-17125
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Goble S., Bear H.D.: Emerging role of taxanes in adjuvant and neoadjuvant therapy for breast cancer: the potential and the questions. Surg. Clin. North Am., 2003; 83: 943-971
[PubMed]  

[23] Gonçalves A., Braguer D., Kamath K., Martello L., Briand C., Horwitz S., Wilson L., Jordan M.A.: Resistance to taxol in lung cancer cells associated with increased microtubule dynamics. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98: 11737-11742
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Goodman B., Zheng Y.: Mitotic spindle morphogenesis: Ran on the microtubule cytoskeleton and beyond. Biochem. Soc. Trans., 2006; 34: 716-721
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Gunawardane R.N., Lizarraga S.B., Wiese C., Wilde A., Zheng Y.: γ-Tubulin complexes and their role in microtubule nucleation. Curr. Top. Dev. Biol., 2000; 49: 55-73
[PubMed]  

[26] Hainsworth J.D., Burris H.A.3^rd, Yardley D.A., Bradof J.E., Grimaldi M., Kalman L.A., Sullivan T., Baker M., Erland J.B., Greco F.A.: Weekly docetaxel in the treatment of elderly patients with advanced breast cancer: a Minnie Pearl Cancer Research Network phase II trial. J. Clin. Oncol., 2001; 19: 3500-3505
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[27] Haldar S., Basu A., Croce C.M.: Bc12 is the guardian of microtubule integrity. Cancer Res., 1997; 57: 229-233
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[28] Hayashi Y., Kuriyama H., Umezu H., Tanaka J., Yoshimasu T., Furukawa T., Tanaka H., Kagamu H., Gejyo F., Yoshizawa H.: Class III β-tubulin expression in tumor cells is correlated with resistance to docetaxel in patients with completely resected non-small-cell lung cancer. Intern. Med., 2009; 48: 203-208
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[29] Hernández-Vargas H., Palacios J., Moreno-Bueno G.: Telling cells how to die: docetaxel therapy in cancer cell lines. Cell Cycle, 2007; 6: 780-783
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[30] Hollenbeck P.: Cytoskeleton: microtubules get the signal. Curr. Biol., 2001; 11: R820-R823
[PubMed]  

[31] Honore S., Pasquier E., Braguer D.: Understanding microtubule dynamics for improved cancer therapy. Cell. Mol. Life Sci., 2005; 62: 3039-3056
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[32] Hotchkiss K.A., Ashton A.W., Mahmood R., Russell R.G., Sparano J.A., Schwartz E.L.: Inhibition of endothelial cell function in vitro and angiogenesis in vivo by docetaxel (Taxotere): association with impaired repositioning of the microtubule organizing center. Mol. Cancer Ther., 2002; 1: 1191-1200
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Hudis C., McArthur H., Dang C.: Current status of the taxanes as adjuvant therapy for breast cancer. Breast, 2007; 16 (suppl. 2): S132-S135
[PubMed]  

[34] Jánosi I.M., Chrétien D., Flyvbjerg H.: Structural microtubule cap: stability, catastrophe, rescue, and third state. Biophys. J., 2002; 83: 1317-1330
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[35] Jones S.E., Erban J., Overmoyer B., Budd G.T., Hutchins L., Lower E., Laufman L., Sundaram S., Urba W.J., Pritchard K.I., Mennel R., Richards D., Olsen S., Meyers M.L., Ravdin P.M.: Randomized phase III study of docetaxel compared with paclitaxel in metastatic breast cancer. J. Clin. Oncol., 2005; 23: 5542-5551
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Jordan M.A., Wilson L.: Microtubules as a target for anticancer drugs. Nat. Rev. Cancer, 2004; 4: 253-265
[PubMed]  

[37] Keskin O., Durell S.R., Bahar I., Jernigan R.L., Covell D.G.: Relating molecular flexibility to function: a case study of tubulin. Biophys. J., 2002; 83: 663-680
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[38] King K.M., Lupichuk S., Baig L., Webster M., Basi S., Whyte D., Rix S.: Optimal use of taxanes in metastatic breast cancer. Curr. Oncol., 2009; 16: 8-20
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[39] Li H., DeRosier D.J., Nicholson W.V., Nogales E., Downing K.H.: Microtubule structure at 8A resolution. Structure, 2002; 10: 1317-1328
[PubMed]  

[40] Liu S.M., Magnusson K.E., Sundqvist T.: Microtubules are involved in transport of macromolecules by vesicles in cultured bovine aortic endothelial cells. J. Cell. Physiol., 1993; 156: 311-316
[PubMed]  

[41] Lo S.S, Khorana A.A., Javle M., Simon S., Kiefer G., Rajasenan K., Wang H., Hantel A., Shayne M., Hwang J., Schmotzer A., Ramanathan R.K.: A phase II study of weekly docetaxel in combination with capecitabine in advanced gastric and gastroesophageal adenocarcinomas. Oncology, 2010; 78: 125-129
[PubMed]  

[42] Löwe J., Amos L.A.: Crystal structure of the bacterial cell-division protein FtsZ. Nature, 1998; 391: 203-206
[PubMed]  

[43] Löwe J., Li H., Downing K.H., Nogales E.: Refined structure of α β-tubulin at 3.5 A resolution. J. Mol. Biol., 2001; 313: 1045-1057
[PubMed]  

[44] McGrogan B.T., Gilmartin B., Carney D.N., McCann A.: Taxanes, microtubules and chemoresistant breast cancer. Biochim. Biophys. Acta, 2008; 1785: 96-132
[PubMed]  

[45] Mey U., Gorschlüter M., Ziske C., Kleinschmidt R., Glasmacher A., Schmidt-Wolf I.G.: Weekly docetaxel in patients with pretreated metastatic breast cancer: a phase II trial. Anticancer Drugs, 2003; 14: 233-238
[PubMed]  

[46] Mhaidat N.M., Zhang X.D., Jiang C.C., Hersey P.: Docetaxel-induced apoptosis of human melanoma is mediated by activation of c-Jun NH2-terminal kinase and inhibited by the mitogen-activated protein kinase extracellular signal-regulated kinase 1/2 pathway. Clin. Cancer Res., 2007; 13: 1308-1314
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Mitchison T.J.: Localization of an exchangeable GTP binding site at the plus end of microtubules. Science, 1993; 261: 1044-1047
[PubMed]  

[48] Miyamoto D.T., Perlman Z.E., Mitchison T.J., Shirasu-Hiza M.: Dynamics of the mitotic spindle – potential therapeutic targets. Prog. Cell Cycle Res., 2003; 5: 349-360
[PubMed]  

[49] Mollinedo F., Gajate C.: Microtubules, microtubule-interfering agents and apoptosis. Apoptosis, 2003; 8: 413-450
[PubMed]  

[50] Monsarrat B., Thoison O., Dubois J., Cresteil T.: Molecular determinant of regioselective hydroxylation of docetaxel by CYP3A4. Mol. Cell. Pharmacol., 2009; 1: 76-84
[Abstract]  [Full Text PDF]  

[51] Moritz M., Braunfeld M.B., Guénebaut V., Heuser J., Agard D.A.: Structure of the γ-tubulin ring complex: a template for microtubule nucleation. Nat. Cell Biol., 2000; 2: 365-370
[PubMed]  

[52] Morse D.L., Gray H., Payne C.M., Gillies R.J.: Docetaxel induces cell death through mitotic catastrophe in human breast cancer cells. Mol. Cancer Ther., 2005; 4: 1495-1504
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Nogales E., Whittaker M., Milligan R.A., Downing K.H.: High-resolution model of the microtubule. Cell, 1999; 96: 79-88
[PubMed]  

[54] Ohi R., Gould K.L.: Regulating the onset of mitosis. Curr. Opin. Cell Biol., 1999; 11: 267-273
[PubMed]  

[55] Ojima I., Chen J., Sun L., Borella C.P., Wang T., Miller M.L., Lin S., Geng X., Kuznetsova L., Qu C., Gallager D., Zhao X., Zanardi I., Xia S., Horwitz S.B., Mallen-St. Clair J., Guerriero J.L., Bar-Sagi D., Veith J.M., Pera P., Bernacki R.J.: Design, synthesis, and biological evaluation of new-generation taxoids. J. Med. Chem., 2008; 51: 3203-3221
[PubMed]  

[56] Ojima I., Das M.: Recent advances in the chemistry and biology of new generation taxoids. J. Nat. Prod., 2009; 72: 554-565
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[57] Ojima I., Slater J.C., Michaud E., Kuduk S.D., Bounaud P.Y., Vrignaud P., Bissery M.C., Veith J.M., Pera P., Bernacki R.J.: Syntheses and structure-activity relationships of the second-generation antitumor taxoids: exceptional activity against drug-resistant cancer cells. J. Med. Chem., 1996; 39: 3889-3896
[PubMed]  

[58] Orr G.A., Verdier-Pinard P., McDaid H., Horwitz S.B.: Mechanisms of taxol resistance related to microtubules. Oncogene, 2003; 22: 7280-7295
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Otová B., Václaviková R., Danielová V., Holubová J., Ehrlichová M., Horský S., Soucek P., Simek P., Gut I.: Effects of paclitaxel, docetaxel and their combinations on subcutaneous lymphomas in inbred Sprague-Dawley/Cub rats. Eur. J. Pharm. Sci., 2006; 29: 442-450
[PubMed]  

[60] Paoletti A., Giocanti N., Favaudon V., Bornens M.: Pulse treatment of interphasic HeLa cells with nanomolar doses of docetaxel affects centrosome organization and leads to catastrophic exit of mitosis. J. Cell Sci., 1997; 110: 2403-2415
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[61] Pasquier E., Kavallaris M.: Microtubules: a dynamic target in cancer therapy. IUBMB Life, 2008; 60: 165-170
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[62] Radulescu A.E., Cleveland D.W.: NuMA after 30 years: the matrix revisited. Trends Cell Biol., 2010; 20: 214-222
[PubMed]  

[63] Rao S., He L., Chakravarty S., Ojima I., Orr G.A., Horwitz S.B.: Characterization of the Taxol binding site on the microtubule. Identification of Arg²⁸² in β-tubulin as the site of photoincorporation of a 7-benzophenone analogue of Taxol. J. Biol. Chem., 1999; 274: 37990-37994
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[64] Rieder C.L., Alexander S.P.: Kinetochores are transported poleward along a single astral microtubule during chromosome attachment to the spindle in newt lung cells. J. Cell Biol., 1990; 110: 81-95
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[65] Rieder C.L., Maiato H.: Stuck in division or passing through: what happens when cells cannot satisfy the spindle assembly checkpoint. Dev. Cell, 2004; 7: 637-651
[PubMed]  

[66] Riou J.F., Naudin A., Lavelle F.: Effects of Taxotere on murine and human tumor cell lines. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1992; 187: 164-170
[PubMed]  

[67] Riou J.F., Petitgenet O., Combeau C., Lavelle F.: Cellular uptake and efflux of docetaxel (Taxotere) and paclitaxel (Taxol) in P388 cell line. Proc. Am. Assoc. Cancer Res., 1994; 35: 385, Abstr. 2292

[68] Roglio I., Bianchi R., Camozzi F., Carozzi V., Cervellini I., Crippa D., Lauria G., Cavaletti G., Melcangi R.C.: Docetaxel-induced peripheral neuropathy: protective effects of dihydroprogesterone and progesterone in an experimental model. J. Peripher. Nerv. Syst., 2009; 14: 36-44
[PubMed]  

[69] Rowinsky E.K.: The development and clinical utility of the taxane class of antimicrotubule chemotherapy agents. Annu. Rev. Med., 1997; 48: 353-374
[PubMed]  

[70] Royer I., Monsarrat B., Sonnier M., Wright M., Cresteil T.: Metabolism of docetaxel by human cytochromes P450: interactions with paclitaxel and other antineoplastic drugs. Cancer Res., 1996; 56: 58-65
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[71] Sakaushi S., Nishida K., Minamikawa H., Fukada T., Oka S., Sugimoto K.: Live imaging of spindle pole disorganization in docetaxel-treated multicolor cells. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2007; 357: 655-660
[PubMed]  

[72] Salminen E., Bergman M., Huhtala S., Ekholm E.: Docetaxel: standard recommended dose of 100 mg/m² is effective but not feasible for some metastatic breast cancer patients heavily pretreated with chemotherapy – A phase II single-center study. J. Clin. Oncol., 1999; 17: 1127
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[73] Sano D., Matsuda H., Ishiguro Y., Nishimura G., Kawakami M., Tsukuda M.: Antitumor effects of IDN5109 on head and neck squamous cell carcinoma. Oncol. Rep., 2006; 15: 329-334
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[74] Schmidt M., Bastians H.: Mitotic drug targets and the development of novel anti-mitotic anticancer drugs. Drug Resist. Updat., 2007; 10: 162-181
[PubMed]  

[75] Seve P., Mackey J., Isaac S., Trédan O., Souquet P.J., Pérol M., Lai R., Voloch A., Dumontet C.: Class III β-tubulin expression in tumor cells predicts response and outcome in patients with non-small cell lung cancer receiving paclitaxel. Mol. Cancer Ther., 2005; 4: 2001-2007
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Shalli K., Brown I., Heys S.D., Schofield A.C.: Alterations of β-tubulin isotypes in breast cancer cells resistant to docetaxel. FASEB J., 2005; 19: 1299-1301
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[77] Snyder J.P., Nettles J.H., Cornett B., Downing K.H., Nogales E.: The binding conformation of Taxol in β-tubulin: a model based on electron crystallographic density. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98: 5312-5316
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Vaclavikova R., Soucek P., Svobodova L., Anzenbacher P., Simek P., Guengerich F.P., Gut I.: Different in vitro metabolism of paclitaxel and docetaxel in humans, rats, pigs, and minipigs. Drug Metab. Dispos., 2004; 32: 666-674
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[79] Tao W.: The mitotic checkpoint in cancer therapy. Cell Cycle, 2005; 4: 1495-1499
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[80] Ueno H., Yasunaga T., Shingyoji C., Hirose K.: Dynein pulls microtubules without rotating its stalk. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 19702-19707
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[81] Vacca A., Ribatti D., Iurlaro M., Merchionne F., Nico B., Ria R., Dammacco F.: Docetaxel versus paclitaxel for antiangiogenesis. J. Hematother. Stem Cell Res., 2002; 11: 103-118
[PubMed]  

[82] Valerio M.R., Russo A., Latteri M.A., Modica G., Gulotta G., Armata M.G., Bajardi E., Cicero G., Pantuso G., Grassi N., Agosta G., Gebbia N.: Weekly docetaxel as II line therapy in non-small cell lung cancer: an interim analysis of a phase II study. Lung Cancer, 2001; 34 (Suppl. 4): S31-S35
[PubMed]  

[83] van Herwaarden A.E., van Waterschoot R.A., Schinkel A.H.: How important is intestinal cytochrome P-450 3A metabolism? Trends Pharmacol. Sci., 2009; 30: 223-227
[PubMed]  

[84] Vobořilová J., Němcová-Fürstová V., Neubauerová J., Ojima I., Zanardi I., Gut I., Kovář J.: Cell death induced by novel fluorinated taxanes in drug-sensitive and drug-resistant cancer cells. Invest. New Drugs, 2011 (w druku)
[PubMed]  

[85] Vogel C., Kienitz A., Hofmann I., Müller R., Bastians H.: Crosstalk of the mitotic spindle assembly checkpoint with p53 to prevent polyploidy. Oncogene, 2004; 23: 6845-6853
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[86] Wagner P., Wang B., Clark E., Lee H., Rouzier R., Pusztai L.: Microtubule associated protein (MAP)-τ: a novel mediator of paclitaxel sensitivity in vitro and in vivo. Cell Cycle, 2005; 4: 1149-1152
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[87] Wang H.W., Nogales E.: Nucleotide-dependent bending flexibility of tubulin regulates microtubule assembly. Nature, 2005; 435: 911-915
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[88] Wang Y., O’Brate A., Zhou W., Giannakakou P.: Resistance to microtubule-stabilizing drugs involves two events: β-tubulin mutation in one allele followed by loss of the second allele. Cell Cycle, 2005; 4: 1847-1853
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[89] Warner S.L, Gray P.J., Von Hoff D.D.: Tubulin-associated drug targets: Aurora kinases, Polo-like kinases, and others. Semin. Oncol., 2006; 33: 436-448
[PubMed]  

[90] Weaver B.A., Cleveland D.W.: Decoding the links between mitosis, cancer, and chemotherapy: The mitotic checkpoint, adaptation, and cell death. Cancer Cell, 2005; 8: 7-12
[PubMed]  

[91] Welte M.A.: Bidirectional transport along microtubules. Curr. Biol., 2004; 14; R525-R537
[PubMed]  

[92] Xiao H., Verdier-Pinard P., Fernandez-Fuentes N., Burd B., Angeletti R., Fiser A., Horwitz S.B., Orr G.A.: Insights into the mechanism of microtubule stabilization by Taxol. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 10166-10173
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[93] Yang Y., Alcaraz A.A., Snyder J.P.: The tubulin-bound conformation of paclitaxel: T-Taxol vs „PTX-NY”. J. Nat. Prod., 2009; 72: 422-429
[PubMed]  

[94] Yvon A.M., Wadsworth P.: Non-centrosomal microtubule formation and measurement of minus end microtubule dynamics in A498 cells. J. Cell Sci., 1997; 110: 2391-2401
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[95] Zatloukal P., Gervais R., Vansteenkiste J., Bosquee L., Sessa C., Brain E., Dansin E., Urban T., Dohollou N., Besenval M., Quoix E.: Randomized multicenter phase II study of larotaxel (XRP9881) in combination with cisplatin or gemcitabine as first-line chemotherapy in nonirradiable stage IIIB or stage IV non-small cell lung cancer. J. Thorac. Oncol., 2008; 3: 894-901
[PubMed]  

[96] Zhou J., Giannakakou P.: Targeting microtubules for cancer chemotherapy. Curr. Med. Chem. Anticancer Agents, 2005; 5: 65-71
[PubMed]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu