Streszczenie

Fosfolipidy neuronów, zwłaszcza kory mózgu, zawierają dużą ilość wielonienasyconego kwasu dokozaheksaenowego (DHA, C22: 6n-3). Podstawowym źródłem tego kwasu dla komórek ner­wowych jest pokarm oraz synteza DHA w wątrobie i astrocytach z niezbędnego kwasu a-linolo­wego (C18: 3n-3). Największy przyrost DHA w mózgu obserwuje się w okresie życia płodowego i przez pierwsze dwa lata życia dziecka. Odpowiednia ilość DHA w fosfolipidach błonowych de­terminuje wiele czynności komórek nerwowych i tym można tłumaczyć wyraźną ochronę DHA w mózgu podczas deficytu kwasu α-linolowego w pożywieniu. Fosfolipidy z acylem DHA są w błonach mobilne, a błony plazmatyczne zbudowane z takich fosfolipidów są cieńsze, bardziej przepuszczalne dla jonów i małych cząsteczek oraz mają luźniejszą strukturę. Te wszystkie cechy błon zwiększają ich „dynamikę” w porównaniu z błonami zbudowanymi z innych fosfolipidów. Ponadto tworzą środowisko dla skondensowanych w błonach neuronalnych białek receptorowych, kanałowych i peryferyjnych. Od dostępności DHA dla neuronów zależy ilość fosfatydyloseryny w wewnętrznej warstwie lipidów błonowych, dzięki której zwiększa się przeżywalność neuro­nów w wyniku translokacji/aktywacji kinaz Akt i Raf-1/MEK. Obecność DHA w fosfolipidach błonowych ułatwia tworzenie się kompleksu białek v-SNARE/t-SNARE niezbędnego w procesie egzocytozy pęcherzyków synaptycznych i rozrastania się błon wypustek neuronalnych, co deter­minuje ich plastyczność. DHA odgrywa istotną rolę neuroprotekcyjną. Stwierdzono hamowanie syntezy PGE₂ oraz ekspresji COX-1 w astrocytach hodowanych w obecności DHA, a oksygena­zowe metabolity DHA, szczególnie neuroprotektyny D, mogą tłumić reakcje zapalne i zapobie­gać uszkodzeniom lub apoptozie neuronów. Skutki obecności DHA w błonach komórek nerwo­wych i powstających z niego metabolitów, a także funkcje zależnej od DHA fosfatydyloseryny mogą wyjaśniać korzystne działanie suplementacji DHA w poprawie czynności mózgu i w cho­robach neurodegeneracyjnych.

Słowa kluczowe:kwas dokozaheksaenowy • biosynteza LCPUFA • fosfatydyloseryna • neuroprotekcja • przeżywalność neuronów • rozrost neurytów • płynność błon

Summary

Docosahexaenoic acid (DHA, C22: 6n-3) is the most abundant polyunsaturated fatty acid in neu­ronal phospholipids, particularly in the cortex. The main source of DHA for neural cells is food, and hepatic and astroglia DHA synthesis from essential α-linolenic acid (C18: 3n-3). Accretion of DHA in the brain is most intensive during fetal life and the first two years of life. An adequ­ate level of DHA in cell membranes is important for many functions of neural cells and this is presumably the reason for DHA saving in the adult mammalian brain during dietary a-linole­nic acid deficiency. DHA-containing phospholipids in membranes are flexible and membranes possessing a high content of them are quite thin, more permeable to ions and small molecules, have looser lipid packing, and finally are more „dynamic” than membranes composed of other fatty acid containing phospholipids. Furthermore, these membranes create an appropriate envi­ronment for integral proteins highly condensed in neurons, such as receptors, ion channels, en­zymes, and peripheral proteins. The quantity of phosphatidylserine in the inner membrane lipid layer depends on the availability of DHA to neurons. Phosphatidylserine promotes neuronal su­rvival by translocation/activation of kinase Akt and Raf-1/MEK. DHA present in membrane pho­spholipids facilitates v-SNARE/t-SNARE complex formation, which is necessary for fusion of synaptic vesicles and plasma membranes necessary for transmitter exocytosis, and neurite out­growth-dependent plasticity. DHA plays an important neuroprotective role. DHA has been shown to inhibit PGE₂ synthesis and COX-1 expression in astrocytes, and DHA derivatives, especially neuroprotectins D, can suppress inflammatory responses, preventing neuronal damage or apop­tosis. The results of high DHA content in neuronal membranes and formation of DHA derivates, as well as the function of DHA-dependent phosphatidylserine, may explain the promising results supporting beneficial DHA supplementation in neurodegenerative diseases and improvement of brain function.

Key words:docosahexaenoic acid • LCPUFA biosynthesis • phosphatidylserine • neuroprotection • neuronal survival • neurite outgrowth • membrane fluidity

Wykaz skrótów:

AA – kwas arachidonowy; ACBP – białko wiążące acylo-CoA (acyl-CoA binding proteins); acylo-CoA – acylokoenzym A; Akt/PKB – białkowa kinaza B (protein kinase B); ALA – kwas β-linolenowy; Ask-1 – kinaza 1 indukowana sygnałami apoptotycznymi (apoptosis signal regulating kinase 1); AT-COX2 – acetylowany kwasem acetylosalicylowym COX-2 (aspirin-triggered COX-2); Bcl-2 -nadrodzina białek z domeną homologii BH o działaniu proapoptotycznym i antyapoptotycznym (B-cell leukemia/lymphoma protein 2); CHO-K1 – komórki jajnikowe chomika chińskiego (chinese hamster ovary); COX – cyklooksygenaza; DAG – diacyloglicerol; DHA – kwas dokozaheksaenowy; DPA – kwas dokozapentaenowy; EGF – czynnik wzrostu naskórka (epidermal growth factor); EPA – kwas eikozapentaenowy; ER – siateczka śródplazmatyczna (endoplasmic reticulum); FABP – białko wiążące kwasy tłuszczowe (fatty acid binding protein); FABPpm – białko wiążące kwasy tłuszczowe zasocjowane z błoną plazmatyczną (plasma membrane-associated fatty acid binding protein); FasL – ligand receptora FAS (Fas-ligand); FAT/CD36 – translokaza kwasów tłuszczowych homologiczna z ludzkim CD36 (fatty acids translocase); FATP – białko transportujące kwasy tłuszczowe (fatty acid transport protein); HEK 293 – komórki nerki zarodka ludzkiego (human embryonic kidney); IP3 – trifosfoinozytol; iPLA₂ – niezależna od wapnia fosfolipazaA₂; LA – kwas linolowy; LACS – białko błonowe o aktywności syntetazy acylo-CoA (long chain fatty acyl-Co synthetase); LCPUFA – długołańcuchowe wielonienasycone kwasy tłuszczowe (long chain polyunsaturated fatty acids); LOX – lipooksygneaza; MAPK – kinaza aktywowana mitogenami (mitogen-activated protein kinase); NFκB – jądrowy czynnik transkrypcyjny κB; NIH-3T3 – mysie fibroblasty embrionalne; NMR – magnetyczny rezonans jądrowy; NPD1 – neuroprotektynapowstająca z DHA w układzie nerwowym; PC – fosfatydylocholina; PDGF – czynnik wzrostu pochodzenia płytkowego (platelet derived growth factor); PGE₂ – prostaglandyna E₂; PI – fosfatydyloinozytol; PI3K – kinaza 3 fosfoinozytolu (phosphatidylinositol 3-kinase); PKC – białkowa kinaza C; PLA₂ – fosfolipaza A₂; PS – fosfatydyloseryna; Raf-1 – serynowo-treoninowa kinaza białek szlaku MAPK (RAF protooncogene serine/threonine-protein kinase); RvD – rezolwiny serii D; SNAP – rodzina małych białek synaptosomów (synaptosomal N-ethylmaleimide-associate proteins); SNARE – receptory białek SNAP (soluble N-ethylmaleimide sensitive-factor attachment protein receptor); sPLA₂ – wydzielnicza fosfolipaza A₂; TNF – czynnik martwicy nowotworu (tumor necrosis factor); VAMP – białko peryferyjne pęcherzyków synaptycznych (vessicle-associated membrane protein).

Komórki nerwowe obfitują w długołańcuchowe wielonie­nasycone kwasy tłuszczowe (LCPUFA). W mózgu, a tak­że w fotoreceptorach siatkówki występuje najwięcej kwasu dokozaheksaenowego (DHA; C22: 6) [132]. Lata 60 ub.w. przyniosły pierwsze doniesienia o dużej zawartości DHA w istocie szarej mózgu człowieka [118] oraz w pęcherzy­kach i błonach synaptycznych u szczura [20,21]. Drugim co do ilości LCPUFA w mózgu jest kwas arachidonowy (AA; C20: 4) [132]. Oba kwasy tłuszczowe DHA i AA od­grywają odmienne role w czynności komórek. Wyniki ba­dań ostatnich dekad wyraźnie wskazują, iż unikalny skład fosfolipidów błon komórek nerwowych ma istotne znacze­nie dla ich czynności, a co za tym idzie do prawidłowego funkcjonowania ośrodkowego układu nerwowego.

Biosynteza długołańcuchowych PUFA

Kwasy tłuszczowe to podstawowe jednostki, z których w procesie estryfikacji powstają triacyloglicerole będące magazynem energii dla komórek oraz fosfolipidy i glikoli­pidy – główne składniki błon komórkowych. Kwasy tłusz­czowe są alifatycznymi kwasami monokarboksylowymi. Jesli w łańcuchu wodorowęglowym kwasu wszystkie wią­zania między atomami węgla są pojedyncze, kwas tłusz­czowy jest nasycony. Mogą także zawierać od jednego do sześciu wiązań podwójnych w konfiguracji cis, wtedy są to kwasy nienasycone. Rycina 1 przedstawia strukturę 18-wę­glowego nasyconego kwasu stearynowego wraz z nume­racją węgli w łańcuchu oraz jednonienasyconego kwasu oleinowego. Numeracja węgli jest potrzebna do podania miejsca występowania podwójnego wiązania. Są dwa spo­soby nazewnictwa PUFA. W jednym, oprócz liczby wę­gli w łańcuchu i liczby podwójnych wiązań wymienia się położenie każdego podwójnego wiązania licząc od węgla numer jeden z grupą karboksylową i oznacza się je sym­bolem Δ. Zatem systematyczna nazwa DHA brzmi kwas cis-Δ 4,7,10,13,16,19-dokozaheksaenowy, a AA – kwas cis-Δ5,8,11,14-eikozatetraenowy (ryc. 1). Pełne nazwy kwa­sów tłuszczowych pozwalają prześledzić zmiany pozycji podwójnych wiązań podczas enzymatycznych reakcji bio­syntezy kwasów tłuszczowych. Istnieje też sposób zapi­su nazwy kwasu tłuszczowego, który podaje liczbę węgli w łańcuchu, liczbę podwójnych wiązań oraz położenie tyl­ko ostatniego podwójnego wiązania od końca z grupą me­tylową łańcucha wodorowęglowego, który oznaczany jest symbolem n lub ω. W tym sposobie zapisu DHA to C22: 6 n-3 (lub ω-3), bo podwójne wiązanie znajduje się przy trzecim węglu od końca, a AA to C20: 4 n-6 (lub ω-6), jako że ostatnie podwójne znajduje się przy węglu szóstym od końca łańcucha z grupą metylową (ryc. 1). Na potrze­by pracy wybraliśmy drugi sposób zapisu kwasów tłusz­czowych, dla uproszczenia schematu biosyntezy LCPUFA i łatwiejszego śledzenia kolejnych etapów ich powstawania.

Ryc. 1. Schemat budowy przykładowych kwasów tłuszczowych z numeracją węgli i położeniem podwójnych wiązań w łańcuchu: nasycony kwas stearynowy (C18: 0); jednonienasycony kwas oleinowy (C18: 1n-9); kwas linolowy (LA; C18: 2n-6); kwas α-linolenowy (ALA; C18: 3n-3); kwas arachidonowy (AA; C20: 4n-6); kwas dokozaheksaenowy (DHA; C22: 6n-3). Wprowadzanie podwójnego wiązania przy C9, C12, C15 katalizują odpowiednio Δ9-, Δ12- i Δ15-desaturazy. Lokalizacja podwójnych wiązań w kwasach AA i DHA wynika z kilku procesów: wydłużania 18-węglowych łańcuchów, wprowadzania podwójnego wiązania przez Δ5- i Δ6-desaturazy, a następnie skrócenia 24-węglowych łańcuchów o dwa węgle

Począwszy od organizmów jednokomórkowych do wielu tkanek u człowieka, kwasy tłuszczowe nasycone i niena­sycone są syntetyzowane w cytosolu komórek, zawsze po wcześniejszej ich aktywacji w mitochondriach do acylo­-CoA z udziałem syntetazy acylo-CoA. Natomiast lipoge­neza kwasów tłuszczowych powyżej 18 węgli w łańcuchu odbywa się w siateczce śródplazmatycznej (ER) komórek. U zwierząt i ludzi w wątrobie oraz innych tkankach po­wszechnie występuje Δ9-desaturaza [153], która wprowa­dza podwójne wiązanie między 9 a 10 węglem od końca łańcucha z grupą karboksylową. Natomiast u kręgowców nie występuje Δ12-desaturaza, która przekształca jednonie­nasycony kwas oleinowy w dienowy kwas linolowy (C18: 2n-6), ani Δ15-desaturaza (n-3 desaturaza), która wprowadza podwójne wiązanie przy trzecim węglu od końca z gru­pą metylową tworząc trienowy kwas α-linolenowy (C18: 3n-3), ryc. 2. Dlatego kwasy linolowy (LA) i α-linoleno­wy (ALA) są dla ssaków niezbędnymi kwasami tłuszczo­wymi i muszą być dostarczane w diecie. Miejsca podwój­nych wiązań w łańcuchu tych kwasów przedstawia ryc. 1. Synteza 20- i 22-węglowych PUFA z 18-węglowych nie­zbędnych kwasów tłuszczowych polega na wydłużaniu ak­tywowanych łańcuchów C18: 2-CoA i C18: 3-CoA o dwu­węglowe jednostki przez mikrosomalny układ elongacyjny z udziałem malonylo-CoA i NADPH oraz na wprowadza­niu kolejnych podwójnych wiązań w łańcuchu węglowo­dorowym katalizowanych przez mikrosomalne Δ6- i Δ5-desaturazy [39,145]. W ten sposób z ALA powstaje kwas cis-Δ6,9,12,15,18,21-tetrakozaheksaenowy (C24: 6n-3), a z LA – kwas cis-Δ 6,9,12,15,18-tetrakozapentaenowy (C24: 5n-6). Ostatnim etapem w szlaku biosyntezy LCPUFA jest zmodyfikowana β-oksydacja 24-węglowych PUFA w perok­sysomach, dzięki czemu powstaje DHAn-3 oraz kwas cis-Δ4,7,10,13,16-dokozapentaenowy (DPA; C22: 5n-6) [36]. Komórki ssaków pozbawione są również Δ4-desaturazy, która u pierwotniaków i alg morskich katalizuje wprowa­dzanie podwójnego wiązania przy C4 [164]. Przez to nie istnieje alternatywna wymiana pośrednich produktów szla­ku biosyntezy LCPUFA szeregu n-6 i LCPUFA szeregu n-3, mimo że uczestniczą w nich te same układy enzyma­tyczne. Schematyczny przebieg syntezy DHA z trienowego kwasu α-linolenowego oraz AA i DPA z dienowego kwasu linolowego z uwzględnieniem zwyczajowych nazw kwa­sów tłuszczowych przedstawia ryc. 2.

Ryc. 2. Szlak biosyntezy długołańcuchowych wielonienasyconych kwasów tłuszczowych (LCPUFA) począwszy od 18-węglowego nasyconego kwasu stearynowego. W komórkach roślin i zwierząt zachodzi powszechnie synteza nasyconych kwasów tłuszczowych do 24-węgli w łańcuchu i jednonienasyconych kwasów z udziałem Δ9-desaturazy. Kwasy linolowy (LA) i α-linolenowy (ALA) są syntetyzowane tylko w plastydach roślin wyższych i samożywnych cyjanobakteriach dzięki obecności Δ12-desaturazy (Δ12D) i Δ15-desaturazy (Δ15D). Po dostarczeniu tych kwasów z pożywieniem, stanowią one substraty do syntezy LCPUFA w wątrobie i innych tkankach zwierząt i ludzi. W siateczce śródplazmatycznej (ER) 18-węglowe LA i ALA są wydłużane o dwuwęglowe jednostki z udziałem układu elongacyjnego kwasów tłuszczowych, a Δ5-desaturaza (Δ5D) i Δ6-desaturaza (Δ6D) wprowadzają kolejne podwójne wiązania. W cyklu takich reakcji powstaje kwas tetrakozaheksaenowy (C24: 6n-3) oraz kwas tetrakozapentaenowy (C24: 5n-6), które następnie w peroksysomach ulegają zmodyfikowanej β-oksydacji i powstają ostateczne produkty: kwas dokozaheksaenowy (DHA; C22: 6n-3) i kwas dokozapentaenowy (DPA; C22: 5n-6)

Niezbędne kwasy linolowy i α-linolenowy są syntetyzo­wane przez Cyjanobacteriae, niektóre bezkręgowce np. wolno żyjące nicienie Caenorhabditis elegant [113], ale przede wszystkim w chloroplastach i innych plastydach ro­ślin wyższych [69,96,154]. Sinice i rośliny będąc pokarmem ryb i zwierząt lądowych dostarczają substratów do synte­zy LCPUFA, które są następnie kumulowane w tkankach i dostarczane w diecie do organizmu człowieka. Wzajemne proporcje kwasów tłuszczowych nasyconych do PUFA oraz ilość poszczególnych LCPUFA syntetyzowanych w rośli­nach są przede wszystkim cechą gatunkową, ale zależą tak­że od warunków glebowych i klimatycznych, w jakich te rośliny rosną. Kwas linolowy stanowi 55-75% wszystkich kwasów tłuszczowych w nasionach słonecznika, soi, ku­kurydzy, wiesiołka dwuletniego i krokosza barwierskiego. Kwas a-linolenowy w ilości powyżej 50% występuje w na­sionach lnu i pachnotki (rodzina Perilla). Dużą zawarto­ścią LCPUFAn-3 charakteryzują się jedynie ryby zimnych mórz, m.in. łosoś, tuńczyk, śledź i makrela oraz niektó­re skorupiaki morskie. Natomiast kwas arachidonowy jest znacznie bardziej dostępny w żywności spożywanej przez człowieka. Poza olejami roślinnymi, orzechami i rybami, jego źródłem w diecie są mięso, słonina i żółtka jaj [97].

W biosyntezie LCPUFA istotną rolę odgrywają desaturazy. Katalizują one wprowadzanie podwójnego wiązania w konfi­guracji cis między atomami węgla aktywnych kwasów tłusz­czowych. Reakcja ta wymaga obecności tlenu jako donora elektronu i polega na przeniesieniu elektronu przez reduk­tazę NADH na cytochrom b5, którego centrum aktywne za­wiera dwa atomy niehemowego żelaza [52,140]. Desaturazy to nadrodzina enzymów o wysoce konserwatywnej budowie występująca począwszy od mikroorganizmów po człowieka.

Desaturazy zawierają zawsze 3 sekwencje aminokwasów bo­gatych w histydynę: jeden motyw (box) HXXHH oraz dwa – HXXXH. Histydyny stałych fragmentów łańcucha polipep­tydowego stabilizują dwa jony żelaza w centrum aktywnym enzymu. Często też histydyna w jednym ze stałych moty­wów jest zastąpiona przez glutaminę [154,164]. Desaturazy Δ5 i Δ6 biorące udział w syntezie LCPUFA u zwierząt, to integralne białka błon mikrosomalnych mające własną do­menę o aktywności cytochromu b5 (ryc. 3). Enzymem li­mitującym powstawanie DHA jest Δ6-desaturaza [110]. Aktywność Δ6-desaturazy w mózgu i wątrobie zmniejsza się gwałtownie w pierwszych tygodniach postnatalnego życia u myszy [18]. U dorosłych zwierząt największą ak­tywność tego enzymu stwierdzono w wątrobie i w mózgu [153]. Cho i wsp. [32] badając ekspresję mRNA desaturaz u ludzi najwięcej mRNA Δ5-desaturazy stwierdzili w wątro­bie, mniejszą w sercu, mózgu i płucach. Natomiast mRNA Δ6-desaturazy znaleziono wielokrotnie więcej w mózgu, niż w innych organach, choć te badania zostały przeprowa­dzone na myszach [33]. Ekspresja mRNA Δ5 i Δ6 desaturaz oraz ich aktywność jest regulowana przez wiele czynników, m.in. insulinę [111], hormon wzrostu [130] czy proliferato­ry peroksysomów [89]. Intensywność syntezy DHA zależy w znacznym stopniu od ilości dostarczanych w diecie nie­zbędnych kwasów LA i ALA [31,76,127], od ilości w niej nasyconych kwasów tłuszczowych [165] oraz obecności wielu bioaktywnych związków chemicznych, np. ligna­nów [142] czy kurkumy [88], które modyfikują wchłania­nie lipidów, a także od aktywności enzymów lipogennych. Długotrwałe działanie etanolu znacznie hamuje aktywność Δ5- i Δ6-desaturazy [112].

Ryc. 3. Schemat budowy zintegrowanych z błonami siateczki śródplazmatycznej desaturaz. Desaturazy potrzebne do syntezy długołańcuchowych wielonienasyconych kwasów tłuszczowych (LCPUFA) zbudowane są z czterech podjednostek transbłonowych i domeny o budowie analogicznej do cytochromu b5 (Cyt b5) na N-końcu polipeptydu. Pierwszorzędowa struktura tych enzymów, począwszy od roślin do ludzi, ma trzy konserwatywne sekwencje aminokwasów bogatych w histydynę. Są to dwie sekwencje HXXHH oraz jedna sekwencja HXXHH, które stabilizują dwa atomy żelaza w centrum aktywnym enzymu. Na podstawie [154,164] zmodyfikowano

Źródła DHA dla neuronów

Kwas dokozaheksaenowy jest transportowany w krwi przez albuminy w postaci wolnej i zestryfikowanej w lizofosfaty­dylocholinie lub jest wbudowywany do triglicerydów [16]. Aby dotrzeć do komórek nerwowych DHA musi pokonać barierę krew-mózg [28,127]. Choć intensywne badania kilku ostatnich dekad znacznie poszerzyły wiedzę o obro­cie DHA, to nadal trwają ustalenia:
• która frakcja wolnych czy zestryfikowanych kwasów tłuszczowych w osoczu jest głównym źródłem DHA dla mózgu,
• jakie są mechanizmy i właściwości transportu różnych PUFA przez barierę krew-mózg,
• jaki jest udział DHA syntetyzowanego w wątrobie z ALA, a jaki DHA dostarczanego w diecie w zapew­nieniu odpowiedniej ilości tego kwasu komórkom ośrod­kowego układu nerwowego oraz
• jaki jest udział lokalnej syntezy DHA w mózgu w całko­witej puli tego kwasu w fosfolipidach błon neuronalnych?

Uzyskanie odpowiedzi na te pytania jest szczególnie ważne w kontekście szerokiego stosowania nutraceutyków zawie­rających LCPUFAn-3 i wyników korzystnego ich wpływu w niektórych chorobach neurodegeneracyjnych [19,26], za­burzeniach psychicznych [53,147], podczas odbudowy ukła­du nerwowego po jego uszkodzeniu oraz w celu zachowa­nia zdolności poznawczych w procesie starzenia [105,168].

Naukowcy z Narodowego Instytutu Zdrowia USA pod kie­runkiem S. J. Rapoporta stosując metodę dożylnej infuzji znakowanych PUFA związanych z albuminą u czuwających szczurów, zmierzyli ilość kwasów tłuszczowych w postaci zestryfikowanej i niezestryfikowanej w osoczu, a następnie obliczyli ich inkorporację do fosfolipidów w mózgu według własnego modelu matematycznego. Z ich danych ekspery­mentalno-matematycznych wynika, że w fosfolipidach mó­zgu przynajmniej 2-8% zestryfikowanego DHA oraz 3-5% zestryfikowanego AA jest wymieniane na niezestryfikowane kwasy tłuszczowe pochodzące z osocza [127]. Wyznaczone tempo inkorporacji niezestryfikowanych kwasów tłuszczo­wych do fosfolipidów w mózgu szczura w różnych modelach doświadczalnych wykazało preferencyjną estryfikację kwa­sów DHA i AA na poziomie 6-7 pmol/g mózgu/s, niewie­le mniejszą kwasu palmitynowego (C16: 0) i LA, natomiast znacznie wolniejszą około 1,5 pmol/g mózgu/s kwasów eru­kowego (C22: 1n-9) i ALA [28]. Przy takim tempie wymia­ny około połowa AA i DHA w fosfolipidach mózgu szczura może zostać wymieniona w ciągu 1-2 tygodni. Za pomocą pozytronowej tomografii emisyjnej zmierzono także wymia­nę LCPUFA w mózgu ludzkim i okazało się, że wymiana AA jest bardziej intensywna niż DHA. Dobową inkorpora­cję znakowanego ¹¹C-kwasu arachidonowego z krwi do mó­zgu oszacowano na 17,8 mg, a znakowanego DHA na 4,6 mg [129,167]. Na niezestryfikowane kwasy tłuszczowe w osoczu jako źródło LCPUFA dla mózgu wskazują także badania my­szy z genetycznym brakiem receptora LDL. Nie stwierdzo­no u tych zwierząt różnic w ilości zestryfikowanych PUFA w poszczególnych frakcjach fosfolipidów w mózgu [29].

Nie jest rozstrzygnięta do końca kwestia, czy niezestryfiko­wane PUFA przechodzą z osocza przez barierę krew-mózg na zasadzie prostej dyfuzji, czy z udziałem białek nośni­kowych. Unikalny skład fosfolipidów w mózgu i uprzywi­lejowane wbudowywanie DHA i AA [28] wskazują raczej na ich selektywny transport przez barierę krew-mózg, cho­ciaż nie znaleziono do tej pory wyspecjalizowanych białek do transportu LCPUFA z krwi do mózgu [45]. Używając modelu perfuzji mózgu myszy in situ wyznakowanymi kwasami tłuszczowymi wykazano, że DHA oraz kwas eikozapentaenowy (EPA; C22: 5n-3) przechodzą przez barierę krew-mózg bardzo szybko. Tempo przechodzenia tych kwasów nie zmniejszyło się nawet przy bardzo du­żych jego stężeniach w osoczu, natomiast znacząco obni­żyło się przy dużym stężeniu albuminy w osoczu. Udział śródbłonka naczyniowego w wychwycie DHA określono na mniej niż 10% [119]. Wyniki te mogą wskazywać bar­dziej na mechanizm dyfuzji DHA przez barierę krew-mózg, niż na jego selektywny transport przez białka nośnikowe.

Kontrowersyjne pozostaje zagadnienie, czy przy wystarcza­jącej ilości ALA w diecie, DHA syntetyzowany w wątro­bie w pełni pokrywa zapotrzebowanie mózgu na ten kwas. Z doświadczeń na zwierzętach wynika, że tak. Kiedy szczu­ry po zakończeniu karmienia ich przez matkę utrzymy­wano na diecie pozbawionej DHA i ALA stwierdzono, że przy deficycie obu kwasów ilość DHA w mózgu szczurów była 2,5 razy mniejsza w porównaniu ze zwierzętami, które otrzymywały prawidłową dietę. Kiedy w diecie dostarcza­no odpowiednią ilość ALA, ale bez DHA, to synteza i wy­dzielanie DHA z wątroby do krwi wzrosło u tych zwierząt prawie 10-krotnie, a ilość DHA w mózgu była tylko o 5% mniejsza. Zwiększyła się również transkrypcja mRNA de­saturaz i ich aktywność w wątrobie, a nie stwierdzono ta­kiego wpływu na desaturazy w mózgu [75,128]. Wyniki te wskazują, że przy prawidłowej czynności enzymów synte­tyzujących LCPUFA w wątrobie i prawidłowej ilości ALA w diecie, u gryzoni synteza wątrobowa zapewnia wystar­czającą ilość DHA na potrzeby mózgu. Jednak w oparciu o badanie przekształcania znakowanego ALA do DHA u lu­dzi oraz tempa β-oksydacji wynika, że wątrobowa synte­za DHA nie wystarcza do utrzymania prawidłowej ilości DHA w mózgu dorosłego człowieka [22,74]. Oczywiście wykryte różnice metabolizmu DHA mogą wynikać z róż­nic gatunkowych tempa syntezy i transportu DHA, a także z różnic proporcji oraz ilości LCPUFA w diecie.

Biosynteza DHA odbywa się także w mózgu [53]. Śródbłonek naczyń włosowatych w mózgu ma zdol­ność do elongacji i desaturacji w 18-węglowych kwasach tłuszczowych, jednak nie ma możliwości wprowadzania ostatniego podwójnego wiązania do 24-węglowych PUFA [109]. Spośród komórek znajdujących się w mózgu tylko astrocyty mają zdolność do syntezy i uwalniania DHA do przestrzeni zewnątrzkomórkowej [55,94,108,107]. Tempo syntezy DHA w astrocytach jest odwrotnie proporcjonal­ne do ilości DHA dostępnego dla tych komórek [167].

Mechanizm wychwytu DHA przez neurony z płynu tkan­kowego w mózgu nie jest do końca wyjaśniony. Używając do doświadczeń modelu błon plazmatycznych wykazano szybką bierną dyfuzję wolnych PUFA typu flip-flop [86]. Proponowany jest też udział białek transportujących dłu­gołańcuchowe PUFA przez błony plazmatyczne takie, jakie zidentyfikowano w komórkach mięśni, serca, wątroby, je­lit, a nawet płuc [2,146]. Są to białka transportujące kwasy tłuszczowe (fatty acid transport protein – FATP 1-6) o m.cz. 63-70 kDa mające aktywność syntetazy acylo-CoA, któ­rych geny są dobrze scharakteryzowane [60,64,71]. Dwa z tych białek FATP-1 i FATP-4 występują w mózgu [51]. W transporcie kwasów tłuszczowych przez błony biolo­giczne uczestniczy także translokaza kwasów tłuszczowych homologiczna z ludzkim CD36 (fatty acids translocase – FAT/CD36) o m.cz. 88 kDa [1] oraz białko wiążące kwasy tłuszczowe zasocjowane z błoną plazmatyczną – FABPpm (plasma membrane-associated fatty acid binding protein) o m.cz. 43 kDa [67,82,151]. Molekularny mechanizm uła­twiający przechodzenie kwasów tłuszczowych przez bło­ny plazmatyczne z udziałem białek nośnikowych jest nadal dyskutowany [14,63,66,147]. W miocytach utrzymywane jest małe stężenie wolnych kwasów tłuszczowych w celu za­chowania dokomórkowego gradientu ich stężenia. Gradient ten zapewnia szybkie wiązanie wolnych kwasów tłuszczo­wych znajdujących się w cytoplazmie przez białka wiążą­ce kwasy tłuszczowe (FABP) lub łączenie ich z koenzy­mem A katalizowane przez białko błonowe o aktywności syntetazy acylo-CoA (long chain fatty acyl-Co syntheta­se – LACS). Powstały kompleks acylo-CoA jest wiązany w cytoplazmie przez białko wiążące acylo-CoA (acyl-CoA binding protein – ACBP). Być może podobny mechanizm istnieje w neuronach, aby zachować gradient stężenia DHA i ułatwić jego dokomórkową dyfuzję (ryc. 4).

Ryc. 4. Model transportu długołańcuchowych wielonienasyconych kwasów tłuszczowych (LCPUFA) do komórek przez białka błonowe transportujące kwasy tłuszczowe (FATP) i translokazę FAT/CD36 homologiczną z ludzką cząsteczką różnicującą CD36. LCPUFA są bezpośrednio wiązane i transportowane do wnętrza komórek przez białka FATP o aktywności syntetazy acylo-CoA. Alternatywnie LCPUFA mogą być najpierw wiązane przez translokazę kwasów tłuszczowych FAT/CD36, która wychwytuje i ułatwia dostarczanie LCPUFA do FATP. W cytoplazmie LCPUFA są wiązane i przenoszone do struktur wewnątrzkomórkowych przez białka wiążące kwasy tłuszczowe (FABP) lub przez białko wiążące acylo-CoA (ACBP) po uprzedniej ich aktywacji przez białko błonowe o aktywności syntetazy acylo-CoA (LACS). Na podstawie [146] zmodyfikowano

DHA w neuroplastyczności

Największy przyrost DHA w mózgu obserwuje się w okre­sie jego rozwoju w życiu płodowym i trwa u ludzi prawie do 2 roku życia [103]. Podczas ciąży DHA niezbędny dla pło­du do syntezy fosfolipidów przechodzi z krwi matki przez łożysko do krążenia płodowego, po porodzie jest dostar­czany niemowlętom z mlekiem matki [79,80]. Głównym procesem podczas rozwoju mózgu jest utworzenie odpo­wiedniej liczby połączeń międzyneuronalnych dzięki zwięk­szeniu długości i liczby rozgałęzień wypustek neuronów [54]. Błony neuronów mogą rozbudowywać się dzięki fu­zji prekursorowych pęcherzyków plazmatycznych z bło­ną cytoplazmatyczną, w której uczestniczą białka SNARE (receptory SNAP; soluble N-ethylmaleimide sensitive-fac­tor attachment protein receptor). Są to małe białka, o róż­nej wielkości i strukturze, w większości zakotwiczone do­meną transmembranową, które mają wspólną sekwencję 60-70 aminokwasów w domenie cytosolowej (SNF mo­tif). Motyw ten wrażliwy na N-etylomaleimid pozwala na tworzenie odwracalnych kompleksów trans-SNARE w po­staci czterech helis białkowych utworzonych z trzech bia­łek: synaptobrewiny (v-SNARE) zakotwiczonej w błonie pęcherzyka, znanej także jako VAMP (vessicle-associa­ted membrane protein) oraz białek znajdujących się w do­celowej błonie plazmatycznej (t-SNARE), transbłonowej syntaksyny i peryferyjnego białka SNAP (synaptosome­-associate protein) [15]. Proces rozbudowy błony komór­kowej wymaga najpierw utworzenia stabilnego kompleksu trans-SNARE, który zapewnia ścisłe przyleganie pęche­rzyka do błony plazmatycznej, a następnie w wyniku zmia­ny konformacji tego kompleksu w cis-SNARE, następuje fuzja pęcherzyka z błoną docelową [15,43]. Z poznanych dotąd syntaksyn uważa się, że syntaksyna 3 bierze udział we wzroście wypustek neuronalnych [9,133].

Znaleziono wiele białek cytoplazmatycznych, które wiążą się z białkami SNARE i w ten sposób blokują lub mody­fikują powstawanie kompleksu trans-SNARE, który „do­kuje” pęcherzyk do błony docelowej. Jedno z takich białek błon synaptycznych Sec1, oznaczane też Munc18, tworzy kompleks z syntaksyną 1 i uniemożliwia tworzenie kom­pleksu trans-SNARE [166]. Ostatnie badania wskazują, że kwasy tłuszczowe występujące w największej ilości w mó­zgu, czyli AA i DHA, zmieniają konformację komplek­su Munc18/syntaksyna/SNAP-25 ułatwiając tworzenie się trans-SNARE [34]. Ponadto wykazano, że tylko AA i DHA mają zdolność zwiększania wzrostu wypustek i kolców den­drytycznych komórek chromochłonnych guza nadnerczy P12, dzięki aktywacji syntaksyny 3 [37]. Również neurony hipokampa hodowane w obecności DHA mają dłuższe i bar­dziej rozgałęzione wypustki, a DPAn-6 zastępujący DHA w trakcie jego niedoboru, takich właściwości nie wykazu­je [25]. Rolę DHA w rozwoju neuronalnym potwierdzają badania kliniczne [81]. Czy ułatwianie tworzenia się kom­pleksu białek SNARE przez DHA zestryfikowany w fos­folipidach błonowych jest jedynym mechanizmem udziału DHA we wzroście i tworzeniu nowych połączeń neuronal­nych jest przedmiotem intensywnych badań.

Wyniki badań ostatniej dekady udowodniły, że neuropla­styczność niezbędna do zachowania prawidłowej czynno­ści mózgu w każdym wieku, zależy nie tylko od obecności hormonów, troficznego działania astrocytów i stymulacji czynnościowej neuroprzekaźników. Zależy także od za­chowania prawidłowej ilości DHA w fosfolipidach błon cytoplazmatycznych, który uczestniczy w rozrastaniu wy­pustek neuronalnych i tworzeniu kolców dendrycznych. Dlatego szczególnie ważne dla prawidłowego rozwoju mózgu jest dostarczanie odpowiedniej ilości PUFAn-3 kobietom w ciąży i podczas laktacji, aby zapewnić wła­ściwą podaż DHA rozwijającemu się układowi nerwowe­mu dziecka. Rekomendacje w zakresie wzbogacania DHA diety kobiet w ciąży i w okresie karmienia piersią wy­dał w 2010 r. Zespół Ekspertów Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego [12].

DHA w fosfolipidach błonowych

Wśród glicerolofosfolipidów błon plazmatycznych ilościo­wo przeważa fosfatydylocholina (PC), w której glicerol w pozycji sn-1 zawiera najczęściej acyl kwasu nasycone­go, a w pozycji sn-2 acyl kwasu oleinowego lub linolowe­go. Fosfatydylocholina razem ze sfingomieliną i glikozo­fosfolipidami, znajdują się głównie w zewnętrznej warstwie błon lipidowych. Fosfatydyloetanoloamina (PE) i fosfatydy­loseryna (PS) stanowią dużo mniejszy procent wszystkich glicerolofosfolipidów błonowych, ale razem z fosfatydylo­inozytolem (PI) oraz kwasem fosfatydowym przeważają w wewnętrznej warstwie lipidowej błon komórkowych [10]. Fosfolipidy oprócz asymetrycznego występowania w bło­nach plazmatycznych, charakteryzują się różnym składem acyli kwasów tłuszczowych w cząsteczce. Najwięcej DHA znajduje się w PE oraz PS, w małych ilościach w PC oraz PI. Badania na zwierzętach z zastosowaniem różnej ilości i proporcji kwasów tłuszczowych w diecie wykazały, że istnieją tkankowe różnice estryfikacji DHA w glicerolofos­folipidach. W fosfolipidach serca i mózgu szczurów kar­mionych dietą zawierającą PUFAn-3, najwięcej zestryfi­kowanego DHA zawierała w obu narządach PE. Drugim, co do zawartości DHA fosfolipidem w sercu była fosfaty­dylocholina, a w mózgu fosfatydyloseryna [149].

W komórkach zwierzęcych PS nie jest syntetyzowana de novo, ale powstaje w reakcji zasadowej wymiany ami­nokwasu w już istniejących aminofosfolipidach. Cholina w PC jest wymieniana na serynę przez syntazę PS-1, a etanoloamina w PE na serynę przez syntazę PS-2 [160]. Reakcja zasadowej wymiany aminokwasów w fosfolipi­dach nie jest zależna od ATP, ale zależy od Ca²⁺ i odby­wa się w mikrosomach oraz w błonach ER połączonych z zewnętrznymi błonami mitochondriów (MAM) [158]. W mózgu reakcja zasadowej wymiany seryny w fosfolipi­dach odbywa się najintensywniej w mikrosomach, synap­tosomach i błonach plazmatycznych ciał komórek nerwo­wych, z mniejszą intensywnością w komórkach glejowych [61,72]. Fosfatydyloseryna po przeniesieniu do mitochon­driów jest metabolizowana do PE przez dekarboksylazę PS i stanowi główne źródło PE w komórkach ssaków [141,161]. Doświadczalnie stwierdzono, że zarówno mikrosomalna syntaza PS, jak i mitochondrialna dekarboksylaza PS naj­większą aktywność wykazują w stosunku do fosfolipidów zestryfikowanych DHA [90]. Gdy PC i PE zamiast DHA zawierały acyl DPAn-6, ich konwersja do PS była mniej efektywna i zawartość PS w błonach mniejsza [93].

Biosynteza i degradacja fosfolipidów w komórkach ssaków jest ściśle regulowana aktywnością enzymów, ale w tkance nerwowej ilość PS jest dodatkowo limitowana dostępno­ścią DHA [4]. W mikrosomach mózgu drugiego pokole­nia szczurów wyhodowanych na diecie bez PUFAn-3, ilość DHA znacznie się zmniejszyła, a DHA w fosfatydylose­rynie został zastąpiony przez DPAn-6. Mimo że całkowita ilość fosfolipidów zestryfikowanych LCPUFA nie zmieniła się, to wybiórczo zmniejszyła się ilość PS w mózgu zwie­rząt karmionych dietą pozbawioną PUFAn-3, w porówna­niu do karmionych dietą prawidłową [56]. Zależność ilo­ści PS od dostępności DHA potwierdzono także in vitro w komórkach gliomy i Neuro 2A [4,56]. Nie stwierdzo­no akumulacji PS w innych rodzajach komórek, takich jak CHO-K1, NIH-3T3, HEK-293 po wzbogaceniu po­żywki hodowlanej w DHA lub DPA [62]. Również mani­pulacje genetyczne nie modyfikują zawartości PS w neu­ronach zależnej od dostępności DHA. Wyciszenie genów pss-1 lub pss-2, kodujących odpowiednio enzymy synta­zę PS1 oraz syntazę PS2, znacząco zmniejszyło konwersję PC->PS oraz PE->PS, ale nie obniżyło istotnie zawartości PS w mózgu [5]. Te badania wskazują, że modulowanie pulą PS w błonach neuronalnych zgodnie z dostępnością DHA może być unikatowym mechanizmem w tkance ner­wowej. Innym czynnikiem, oprócz deficytu PUFAn-3, któ­ry zmniejsza ilość PS w tkance nerwowej jest długi okres ekspozycji na etanol [3,68]. W tym przypadku zmniejsze­nie ilości DHA, które pociąga za sobą obniżenie zawar­tości PS w mózgu, może być wynikiem nie tylko braku preferowanego substratu do syntezy PS, ale również osła­bieniem aktywności enzymów potrzebnych do konwersji fosfolipidów w komórkach.

Fosfatydyloseryna i DHA w przeżywalności neuronów

Przy prawidłowej diecie, fosfatydyloseryna stanowi tylko do 10% całkowitej ilości fosfolipidów w komórkach ssa­ków [149,159]. Największą zawartością PS w mózgu zna­leziono w korze mózgu, hipokampie i opuszce węchowej [65,91,123]. Ujemnie naładowane cząsteczki PS znajdujące się głównie w wewnętrznej warstwie fosfolipidów błono­wych, zmieniają aktywność związanych z błonami białek enzymatycznych, które uruchamiają wewnątrzkomórkowe szlaki sygnalizacji. Jednym z tych białek jest serynowo­-treoninowa kinaza Akt/PKB w szlaku kinaz zależnych od fosfatydyloinozytoli, która pośredniczy w przekazywaniu do jądra sygnałów czynników wzrostu [42] oraz hamuje proces apoptozy, m.in uniemożliwiając działanie proapop­totycznych białek z rodziny Bcl-2 [38] i kaspazy 9 [27]. Fosfatydyloseryna zwiększa zasięg interakcji błony z kinazą Akt, a translokacja/aktywacja Akt może mieć decydujące znaczenie dla przeżycia komórek w warunkach niedoboru czynników troficznych, kiedy zmniejsza się generowanie trifosfoinozytolu (IP3). W takich warunkach śmierć komór­ki może zostać zatrzymana dzięki odpowiedniej zawartości PS w błonach komórkowych. Akbar i wsp. [4] udowodni­li w warunkach in vitro i in vivo, że zahamowanie apopto­zy dzięki zwiększeniu ilości DHA w neuronach zależy od akumulacji PS w błonach i od aktywności antyapoptotycz­nej szlaku kinaz PI3K/Akt. Zastąpienie w błonach neuro­nalnych DHA przez DPAn-6 było mniej skuteczne w aku­mulacji PS i translokacji Akt, a także w utrzymaniu przy życiu neuronów w sytuacji niedoboru czynników wzrostu. Dlatego redukcja PS w błonach neuronalnych np. po długiej ekspozycji na etanol promuje apoptozę [3]. W doświadcze­niach z użyciem neuronalnych komórek prekursorowych, Kawakita i wsp. [87] wykazali także przyspieszenie róż­nicowania komórek progenitorowych w neurony w obec­ności DHA oraz zwiększenie przeżywalności neuronów zakrętu zębatego hipokampa dorosłych szczurów, kiedy otrzymywały w diecie DHA.

Większa przeżywalność neuronów dzięki akumulacji PS w wewnętrznej warstwie błony fosfolipidowej może być także skutkiem aktywacji kinazy Raf-1, która bierze udział w transdukcji sygnałów wielu czynników wzrostu [7]. Białko Raf-1 będące częścią szlaku aktywacji kinaz aktywowanych mitogenem (Raf-1/MEK) promuje różni­cowanie się komórek i wykazuje działanie antyapopto­tyczne [30,162]. Dzięki obecności w cząsteczce Raf-1 re­gionów wiążących kwaśne fosfolipidy, kinaza ta może też być aktywowana przez PS [78]. Rzeczywiście potwierdzo­no zmniejszenie aktywności kaspazy 3 oraz zahamowanie apoptozy w komórkach Neuro 2A na skutek zwiększenia ilości PS i związania się Raf-1 z błoną komórkową [92]. Proponowane są co najmniej dwa sposoby działania Raf-1 w tym mechanizmie. Pierwszy za pośrednictwem kinazy MEK z rodziny kinaz aktywowanych mitogenem (MAPK), zaangażowanych w przekazywanie sygnałów różnicowa­nia i proliferacji komórek [41]. Drugi poprzez inaktywację proapoptotycznej kinazy Ask-1 (apoptosis signal-regula­ting kinase-1) aktywowanej przez czynniki stresowe [30].

Fosfatydyloseryna może wpływać na żywotność komó­rek nerwowych również dzięki jej zdolności do aktywacji wielofunkcyjnej kinazy białek C (PKC). Oprócz diacylo­glicerolu (DAG) i niezestryfikowanch LCPUFA, stwier­dzono aktywację zależnej od jonów wapnia izoformy α PKC oraz niezależnych od wapnia izoform PKC δ, ε, η i ξ przez fosfatydyloserynę [117]. Długotrwała stymulacja PKC prowadzi do fosforylacji białek w szlaku kinaz z ro­dziny MAPK oraz czynników transkrypcyjnych z rodziny NF-κB [8,58]. Kim i wsp. [95] wykazali, że DHA w stę­żeniu od 10 µmol/L hamuje czynność domeny katalitycz­nej PKC i sugerują, że może to być mechanizm korzyst­nego wpływu działania PUFAn-3 na stabilizację nastroju w chorobie afektywnej dwubiegunowej. Hamujące działanie DHA na aktywację NF-κB za pośrednictwem PKCε i oksy­dazy NADPH udowodnili także Massaro i wsp. [104], choć te badania zostały przeprowadzone w komórkach ludzkie­go śródbłonka. Inna grupa badaczy opublikowała wyniki dwukrotnego zwiększenia aktywności kinazy DAG w mó­zgu szczura pod wpływem DHA [157], którego skutkiem może być m.in. aktywacja fosfolipazy C [84,124]. Jednak wielojednostkowa budowa PKC, możliwość aktywowania podjednostek przez różnorodne czynniki oraz jej występo­wanie w różnych kompartmentach wewnątrzkomórkowych powoduje, że skutki aktywacji PKC mogą uruchamiać wie­le szlaków sygnalizacyjnych i przynosić zróżnicowane sy­gnały ważne dla przeżycia komórek nerwowych.

Doświadczenia z użyciem genetycznie zmodyfikowa­nych komórek potwierdziły korzystne działanie zwięk­szenia ilości LCPUFAn-3 na przeżywalność neuronów. Wprowadzenie do neuronów korowych genu Δ4-desaturazy, która pozwala na konwersję PUFAn-6 w PUFAn-3, zwięk­szyło zawartość PUFAn-3 i obniżyło 4-krotnie stosunek PUFAn-6/PUFAn-3 w błonach komórkowych. Taka zmiana profilu lipidowego w błonach spowodowała większą prze­żywalność neuronów po usunięciu z pożywki czynników wzrostu i zmniejszyła syntezę prozapalnej i proapopto­tycznej prostaglandyny E₂ [57].

Neuroprotekcja DHAi jego metabolitów

Wpływ DHA przez utrzymywanie dużego stężenia PS nie jest jedynym mechanizmem, który wpływa na czynność neuronów. Fosfolipazy A (PLA) obecne w komórkach ka­talizują hydrolizę wiązań estrowych i uwalniają z fosfolipi­dów kwasy tłuszczowe do cytosolu [50]. Hydrolizę DHA w pozycji sn-2 katalizują niezależna od wapnia iPLA₂ o sil­nym powinowactwie do plazmalogenu, który aż do 70% może być zestryfikowany DHA [49] oraz zależna od Ca²⁺ wydzielnicza sPLA₂ [126]. W cytosolu DHA jest wiązany z białkami i w większości jest transportowany do siateczki śródplazmatycznej, gdzie zostaje ponownie wbudowywa­ny do fosfolipidów. Może też zostać utleniony w procesie β-oksydacji w macierzy mitochondrialnej czy w peroksy­somach [28]. Istnieje jeszcze inna ścieżka metaboliczna DHA polegająca na przekształceniu DHA z udziałem li­pooksygenaz (LOX) w rezolwiny serii D (RvD), dokoza­trieny, znane jako protektyny D (PD) i marezyny (7S,14S-(OH)2-pochodne DHA), a z udziałem acylowanego przez aspirynę epimeru COX-2 (AT-COX-2) w 17R-rezolwiny se­rii D (17R-AT-RvD 1-4) i 17R-AT-protektyny D (17R-AT-PD) [136]. Ekspresję mRNA izoformy 12-LOX potwierdzo­no w komórkach glejowych [13], a jej aktywność wykryto w warunkach fizjologicznych w wielu strukturach mózgu [116]. Jednak ilość produktów oksygenacji LCPUFA wie­lokrotnie wzrasta w trakcie uszkodzenia mózgu na skutek udaru niedokrwiennego, urazu czy infekcji [102]. Zwiększa się wtedy aktywność PLA₂, z fosfolipidów błonowych uwal­niane jest więcej DHA i AA, a uaktywniony mikroglej wzmaga syntezę neurotoksyn (FasL, TNFα) i prozapalnych cytokin (IL-1, IL-6, INF-γ, chemokiny) [77]. Wzrasta prze­puszczalność ścian naczyń krwionośnych, fagocyty z krwi napływają do uszkodzonego obszaru mózgu pod wpływem czynników chemotaktycznych [137] i uaktywnione enzymy COX-2 i LOX masowo wytwarzają prozapalne eikozano­idy, które rozwijają ostrą fazę zapalenia. Jak we wszystkich kaskadowych procesach ratunkowych w organizmie, tak i w kaskadzie syntezy czynników prozapalnych powstają równolegle związki prowadzące do wygaszenia (rezolucji) tego procesu. Izomery LOX i/lub epimer AT-COX-2 kata­lizują powstawanie wygaszających zapalenie metabolitów LCPUFA: z kwasu arachidonowego – lipoksyn, a z DHA – rezolwin D 1-4, protektyn D i marezyn [138]. Te oksy­genazowe pochodne LCPUFA aktywnie uczestniczą w za­hamowaniu infiltracji neutrofilów, usunięciu ich z tkanki nerwowej, wchłonięciu nacieku zapalnego i powrotu ho­meostazy tkankowej [137]. Szczególną uwagę zwraca się na neuroprotektynę D1 (NPD1). Wykazano zwiększenie syntezy NPD1 podczas reperfuzji mózgu po eksperymen­talnym niedokrwieniu, hamowanie przez NPD1 migracji leukocytów do uszkodzonego miejsca, hamowanie NF-κB indukowanego interleukiną 1β oraz zmniejszenie ekspresji mRNA COX-2 [102]. Dlatego przypisuje się jej ważną rolę w hamowaniu procesu zapalnego i wewnątrzneuronalnych szlaków sygnalizacji uruchamianych pod wpływem czyn­ników prozapalnych, które mogą trwale uszkadzać neuro­ny lub prowadzić do ich śmierci. Inna grupa badaczy pod kierunkiem N. G. Bazana wykazała neuroprotekcyjne dzia­łanie NPD1 na poziomie zmian ekspresji wielu genów. Stwierdzili oni hamowanie aktywności genów kodujących mediatory prozapalne, a zwiększenie ekspresji genów bia­łek antyapoptotycznych z rodziny Bcl-2 po aktywacji ko­mórek neurotoksycznym amyloidem β-42 [101]. Stąd coraz częściej formułowany jest pogląd, że korzystne działanie suplementacji diety DHA u osób cierpiących na zaburze­nia afektywne, depresję, otępienie związane z wiekiem czy patologicznym tworzeniem złogów b-amyloidu w choro­bie Alzheimera [99,100] jest związane właśnie z powsta­waniem oksygenazowych pochodnych DHA, które niwe­lują szkodliwe skutki działania stresu oksydacyjnego lub wzrostu liczby prozapalnych cytokin i eikozanaidów [11].

Udział DHA w redukowaniu stanu zapalnego w mózgu nie ogranicza się tylko do powstawania jego oksygenazowych produktów, ale również do bezpośredniego hamowania ak­tywności COX. Corey i wsp. [35] wykazali, że DHA jest silnym inhibitorem kompetencyjnym na szlaku przekształ­cania arachidonianów do prostaglandyn, choć nie hamuje biosyntezy leukotrienów. Zmniejszenie syntezy PGE2 za­obserwowano również w przypadku stosowania diety wzbo­gaconej w DHA [125], a później udowodniono hamowa­nie ekspresji COX-1 przez DHA w astrocytach [152]. Rolę DHA w ograniczaniu procesu zapalnego potwierdzają ba­dania na zwierzętach transgenicznych, którym wprowadzo­no gen fat-1 kodujący Δ4-desaturazę. Dzięki znacznemu przesunięciu proporcji DHA do AA w fosfolipidach kory mózgu na korzyść DHA, istotne zmniejszyła się ilość in­dukowalnej COX-2 w korze mózgu [17].

DHA a właściwości błon plazmatycznych

Rygorystycznie przestrzegany profil kwasów tłuszczowych w fosfolipidach błon komórek nerwowych podczas deficy­tu LCPUFA nasuwa przypuszczenie, że właśnie taki ich skład zapewnia właściwości fizyko-chemiczne błon od­powiednie dla działania białek błonowych, zatem jest nie­zbędny do prawidłowej czynności neuronów. Rzeczywiście w latach 90 ub.w. wykazano udział DHA w modulowaniu napięciozależnych kanałów potasowych [121], sodowych i wapniowych [163], transmisji synaptycznej i modyfiko­waniu długotrwałego wzmocnienia synaptycznego w neu­ronach hipokampa [83], a także udział w glutaminergicznej transmisji w neuronach piramidowych kory mózgu [115]. Badania właściwości fizycznych błon zbudowanych z róż­nych fosfolipidów za pomocą spektroskopii magnetyczne­go rezonansu jądrowego (NMR) oraz zmodyfikowanego NMR o pomiar magnetycznego kąta spinu jądrowego (ma­gic angle spinning), wykazały swoisty kształt fosfolipidów z acylem DHA, który umożliwia ich wyjątkową giętkość, aż do wygięcia końca metylowego w kierunku powierzch­ni błony. Dzięki temu błony o dużej zawartości DHA cha­rakteryzuje większy przekrój poprzeczny i mniejsza gru­bość [47,149]. W zależności od rodzaju użytych znaczników fluorescencyjnych oraz materiału biologicznego, pomiary stopnia molekularnej organizacji błon mających DHA, tzw. płynności błon, przynoszą rozbieżne wyniki. W erytrocy­tach zwierząt karmionych dużą zawartością oleju rybiego [85], w fibroblastach, leukocytach i komórkach nowotwo­rowych hodowanych in vitro w środowisku wzbogaconym w DHA stwierdzono zwiększoną płynność błon plazma­tycznych [23,24,144]. Inne pomiary płynności błon erytro­cytów, płytek krwi i komórek retinoblastomy zmian płyn­ności błon nie wykazały [59,122]. Autorzy badań za to zgodnie wskazują na zwiększenie mobilności fosfolipidów błonowych zestryfikowanych DHA [114,155]. W pracach przeglądowych Stillwell i wsp. [149,150] przedstawia­jąc szczegółowo wyniki badań fizycznych właściwości błon wyrażają pogląd, że zmiany fizyczne błon biologicz­nych o dużej zawartości przestrzennych i mobilnych acy­li DHA są na tyle subtelne, że trudno mierzalne za pomo­cą zewnętrznych wskaźników fluorescencyjnych. Do tego trzeba uwzględnić wysoką dynamikę obrotu fosfolipidów w błonach komórkowych, którą zapewnia aktywność wie­lu enzymów odpowiedzialnych za syntezę fosfolipidów de novo, ich resyntezę przez reacylację i katabolizm. Skład kwasów tłuszczowych w fosfolipidach jest także zależny od ilości białek transportujących kwasy tłuszczowe w ko­mórkach [6,131].

Biorąc pod uwagę przestrzenną strukturę DHA jest bar­dzo prawdopodobne, że błony o dużej zawartości acyli DHA są mniej upakowane, niż te zawierające fosfolipidy z acylami kwasów nasyconych lub jednonienasyconych. To może pociągać za sobą wiele zmian właściwości błon. Badania eksperymentalne oraz symulacja dynamiki mo­lekularnej wykazały, że dwuwarstwa lipidowa zbudowana z 1-stearylo-2-dokosaheksaenylo-glicerolofosfocholiny jest bardziej przepuszczalna dla wody [135], dla jonów sodu [70] oraz dla małych niepolarnych cząsteczek, takich jak glukoza czy glicerol [148]. Większa zawartość w błonach DHA zwiększa również fuzję pęcherzyków synaptycz­nych z błonami i ich egzocytozę [48,106]. Ostatnie bada­nia wskazują, że zestryfikowany DHA modyfikuje organi­zację tratw lipidowych w błonach plazmatycznych. Tratwy lipidowe to mikrodomeny oporne na niejonowe detergen­ty typu Triton X-100, różniące się budową od pozostałej części błony. Charakteryzuje je duża zawartość glikosfin­golipidów, sfingomielin i cholesterolu, obecność określo­nych białek integralnych, białka na kotwicy glikozylofos­fatydyloinozytolowej w zewnętrznej warstwie lipidowej oraz kinazy z rodziny Src i białka Ras zasocjowane z we­wnętrzną warstwą błony komórkowej [143]. Przypuszcza się, że te mikrodomeny błonowe biorą udział w „segrega­cji” sygnałów pomiędzy komórkami i mogą stanowić fi­zyczną i/lub czynnościową platformę transdukcji sygnałów [120,143]. Badania biofizycznych właściwości modeli lipo­somów zbudowanych z fosfolipidów zawierających acyle DHA wykazały przestrzenne niedopasowanie cząsteczek DHA i cholesterolu, co teoretycznie powinno wykluczać współwystępowanie DHA w fosfolipidach w obrębie bo­gato cholesterolowych tratw. Jednak badania mikrosko­powe z użyciem znaczników fluorescencyjnych w komór­kach EL4 inkubowanych z różnymi PUFAn-3 wykazały, że w błonach komórek hodowanych z DHA, zawartość DHA w fosfolipidach zwiększyła się o 30% zarówno w obszarze tratw jak i poza nimi, a także zwiększył się rozmiar i umiej­scowienie tratw lipidowych w błonach [139]. Znaczenie zmian organizacji błony z fosfolipidami zestryfikowany­mi DHA oraz szczegółowa rola mikrodomen sfingolipido­wo-cholesterolowych dla czynności neuronów pozostaje na razie w sferze spekulacji. Jedna z hipotez mówi, że dzię­ki nieprzystawaniu do siebie cząsteczek DHA i choleste­rolu, ich 'awersja’ może umożliwiać rozdzielenie obsza­rów o dużej i małej zawartości cholesterolu, co pozwala na ograniczenie obszaru tratw lipidowych. Ponadto może uła­twiać przechodzenie cholesterolu do zewnętrznej warstwy błonowych lipidów w mechanizmie typu flip-flop, gdyż w wewnętrznej warstwie fosfolipidów jest zestryfikowane najwięcej DHA [44]. Są też doniesienia o negatywnej roli tratw lipidowych w agregacji β-amyloidu, przyczyny neu­rodegeneracji w chorobie Alzheimera [46].

Podsumowanie

Fosfolipidy błon synaptosomów i pęcherzyków synaptycz­nych istoty szarej mózgu zawierają do 40% DHA [73]. W trakcie niedoborów DHA jego ilość w mózgu jest wy­raźnie chroniona [40] i wydaje się, że komórki nerwowe mają unikalny mechanizm zabezpieczający ich przeżycie przez utrzymanie w błonach komórkowych dużego stężenia fosfatydyloseryny zawierającej DHA. W rezultacie wyka­zują większą niż inne komórki przeżywalność i oporność na apoptozę w sytuacji pojawienia się czynników szkodli­wych. Jest duże prawdopodobieństwo, że nieracjonalne od­żywianie i/lub zmniejszanie się z wiekiem zawartości DHA w mózgu są przyczyną skrócenia czasu przeżycia neuro­nów, gdyż DHA bierze udział w hamowaniu wewnątrz­komórkowych sygnałów śmierci i aktywności enzymów odpowiedzialnych za syntezę mediatorów prozapalnych. Ponadto powstające w oksydatywnym metabolizmie po­chodne DHA działają neuroprotekcyjnie i chronią neuro­ny przed uszkodzeniem na skutek procesu zapalnego lub stresu oksydacyjnego.

Duża zawartość DHA w błonach komórek nerwowych jest niezbędna w tworzeniu odpowiedniej liczby połą­czeń synaptycznych i zachowaniu plastyczności neuro­nalnej w ciągu całego życia. Z kolei kwas arachidonowy w błonach służy jako prekursor do syntezy ważnych prze­kaźników międzykomórkowych i wewnątrzneuronalnych szlaków sygnalizacyjnych. Jednak podczas zwiększenia aktywności cyklooksygenaz i lipooksygenaz kwas arachi­donowy jest źródłem wielu mediatorów zapalenia. W sytu­acji zaburzenia proporcji DHA do kwasu arachidonowego w błonach komórkowych na rzecz kwasu arachidonowego, przeważa tworzenie neurotoksycznych i prozapalnych me­tabolitów, co może prowadzić do zmian czynnościowych i neurodegeneracyjnych.

Wyniki przedstawionych badań wskazują, że duża zawar­tość DHA w fosfolipidach błonowych wpływa na czyn­ność, przeżywalność i plastyczność neuronów, a jego nie­dobór lub upośledzony metabolizm jest na pewno jednym z czynników sprawczych obniżenia zdolności poznaw­czych, powstawania chorób psychicznych lub neurodege­neracyjnych. Wpływ DHA na czynność mózgu jest wie­loczynnikowy, wymaga dalszych badań i doskonalszych technik pomiarowych, żeby poznać fizyczne właściwości błon neuronalnych z udziałem DHA oraz biochemiczne konsekwencje zmian w przekazywaniu sygnałów między komórkami tkanki nerwowej i transdukcji tych sygnałów w komórkach spowodowane niedoborem DHA w fosfoli­pidach błonowych.

Podziękowania

Autorzy dziękują Panu Lesławowi Miśkiewiczowi za wy­konanie rysunków.

PIŚMIENNICTWO

[1] Abumrad N.A., El-Maghrabi M.R., Amri E.Z., Lopez E., Grimaldi P.A.: Cloning of a rat adipocyte membrane protein implicated in binding or transport of long chain-fatty acids that is induced during pre-adipocyte differentiation. Homology with human CD36. J. Biol. Chem., 1993; 268: 17665-17668
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[2] Abumrad N., Harmon C., Ibrahimi A.: Membrane transport of long-chain fatty acids: evidence for a facilitated process. J. Lipid Res., 1998; 39: 2309-2318
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Akbar M., Baick J., Calderon F., Wen Z., Kim H.Y.: Ethanol promotes neuronal apoptosis by inhibiting phosphatidylserine accumulation. J. Neurosci. Res., 2006; 83: 432-440
[PubMed]  

[4] Akbar M., Calderon F., Wen Z., Kim H.Y.: Docosahexaenoic acid: a positive modulator of Akt signaling in neuron survival. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 10858-10863
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Arikketh D., Nelson R., Vance J.E.: Defining the importance of phosphatidylserine synthase-1 (PSS1): unexpected viability of PSS1-deficient mice. J. Biol. Chem., 2008; 283: 12888-12897
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Armstrong V.T., Brzustowicz M.R., Wassall S.R., Jenski L.J., Stillwell W.: Rapid flip-flop in polyunsaturated (docosahexaenoate) phospholipid membranes. Arch. Biochem. Biophys., 2003; 414: 74-82
[PubMed]  

[7] Avruch J., Zhang X., Kyriakis J.M.: Raf meets Ras: completing the framework of a signal transduction pathway. Trends Biochem. Sci., 1994; 19: 279-283
[PubMed]  

[8] Aziz M.H., Hafeez B.B., Sand J.M., Pierce D.B., Aziz S.W., Dreckschmidt N.E., Verma A.K.: Protein kinase Cε mediates Stat3Ser727 phosphorylation, Stat3-regulated gene expression, and cell invasion in various human cancer cell lines through integration with MAPK cascade (RAF-1, MEK1/2, and ERK1/2). Oncogene, 2010; 29: 3100-3109
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Bajohrs M., Darios F., Peak-Chew S.Y., Davletov B.: Promiscuous interaction of SNAP-25 with all plasma membrane syntaxins in a neuroendocrine cell. Biochem. J., 2005; 392: 283-289
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Balasubramanian K., Schroit A.J.: Aminoposhospholipid asymmetry: a matter of life and death. Annu. Rev. Physiol., 2003; 65: 701-734
[PubMed]  

[11] Bazan N.G.: Neuroprotectin D1-mediated anti-inflammatory and survival signaling in stroke, retinal degenerations, and Alzheimer’s disease. J. Lipid Res., 2009: 50 (Suppl): S400-S405
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[12] Bednarek W., Karowicz-Bilińska A., Kotarski J., Nowak-Markwitz E., Poręba R., Spaczyński M.: Rekomendacje Zespołu Ekspertów Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego w zakresie stosowania kwasów omega-3 w położnictwie. Ginekol. Pol., 2010; 81: 467-469

[13] Bendani M.K., Palluy O., Cook-Moreau J., Beneytout J.L., Rigaud M., Vallat J.M.: Localization of 12-lipoxygenase mRNA in cultured oligodendrocytes and astrocytes by in situ reverse transcriptase and polymerase chain reaction. Neurosci. Lett., 1995; 189: 159-162
[PubMed]  

[14] Bonen A., Luiken J.J., Glatz J.F.: Regulation of fatty acid transport and membrane transports in health and disease.: Mol, Cell. Biochem., 2002; 239: 181-192
[PubMed]  

[15] Bonifacino J.S., Glick B.S.: The mechanisms of vesicle budding and fusion. Cell, 2004; 116: 153-166
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Bosaard N., Croset M., Normand S., Pousin J., Lecerf J., Laville M., Tayot J. L., Lagarde M.: Human plasma albumin transports [¹³C]docosahexaenoic acid in two lipid forms to blood cells. J. Lipid. Res., 1997; 38: 1571-1582
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[17] Boudrault C., Bazinet R.P., Kang J.X., Ma D.W.: Cyclooxygenase-2 and n-6 PUFA are lower and DHA is higher in the cortex of fat-1 mice. Neurochem. Int., 2010; 56: 585-589
[PubMed]  

[18] Bourre J.M., Piciotti M., Dumont O.: Delta 6-desaturase in brain and liver during development and aging. Lipids, 1990; 25: 354-356
[PubMed]  

[19] Bousquet M., Saint-Pierre M., Julien C., Salem J., Cicchetti F., Calon F.: Beneficial effects of dietary omega-3 polyunsaturated fatty acids on toxin-induced neuronal degeneration in an animal model of Parkinson’s disease. FASEB J., 2008; 22: 1213-1225
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Breckenridge W.C., Gombos G., Morgan I.G.: The lipid composition of adult rat brain synaptosomal membranes. Biochem. Biophys. Acta, 1972; 266: 695-707
[PubMed]  

[21] Breckenridge W.C., Morgan I.G., Zanetta J.P., Vincendon G.: Adult rat brain synaptic vesicles II. Biochim. Biophys. Acta, 1973; 211: 681-686
[PubMed]  

[22] Brenna J.T.: Efficiency of conversion of alpha-linolenic acid to long chain n-3 fatty acids in man. Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care, 2002; 5: 127-132
[PubMed]  

[23] Brown E.R., Subbaiah P.V.: Differential effects of eicosapentaenoic acid and docosahexaenoic acid on human skin fibroblasts. Lipids, 1994; 29: 825-829
[PubMed]  

[24] Calder P.C., Yaqoob P., Harvey D.J., Watts A., Newsholme E.A.: Incorporation of fatty acids by concanavalin A-stimulated lymphocytes and the effect on fatty acid composition and membrane fluidity. Biochem. J., 1994; 300: 509-518
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Calderon F., Kim H.Y.: Docosahexaenoic acid promotes neurite growth in hippocampal neurons. J. Neurochem., 2004; 90: 979-988
[PubMed]  

[26] Calon F., Cole G.: Neuroprotective action of omega-3 polyunsaturated fatty acids against neurodegenerative diseases: evidence from animal studies. Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids, 2007; 77: 287-293
[PubMed]  

[27] Cardone M.H., Roy N., Stennicke H.R., Salvesen G.S., Franke T.F., Stanbridge E., Frisch S., Reed J.C.: Regulation of cell death protease caspase-9 by phosphorylation. Science, 1998; 282: 1318-1321
[PubMed]  

[28] Chen C.T., Green J.T., Orr S.K., Bazinet R.P.: Regulation of brain polyunsaturated fatty acid uptake and turnover. Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids, 2008; 79: 85-91
[PubMed]  

[29] Chen C.T., Ma D.W., Kim J.H., Mount H.T., Bazinet R.P.: The low density lipoprotein receptor is not necessary for maintaining brain polyunsaturated fatty acid concentrations. J. Lipid Res., 2008; 49: 147-152
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Chen J., Fujii K., Zhang L., Roberts T., Fu H.: Raf-1 promotes cell survival by antagonizing apoptosis signal-regulating kinase 1 through a MEK-ERK independent mechanism. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98: 7783-7788
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Cheon S.H., Huh M.H., Lee Y.B., Park J.S., Sohn H.S., Chung C.W.: Effect of dietary linoleate/alpha-linolenic balance on the brain lipid composition, reproductive outcome and behavior of rats during their prenatal and postnatal development. Biosci. Biotechnol. Biochem., 2000; 64: 2290-2297
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[32] Cho H.P., Nakamura M., Clarke S.D.: Cloning, expression and fatty acid regulation of the human Δ5-desaturase. J. Biol. Chem., 1999; 274: 37335-37339
[PubMed]  

[33] Cho H.P., Nakamura M.T., Clarke S.D.: Cloning, expression and nutritional regulation of mammalian Δ6-desaturase. J. Biol. Chem., 1999; 274: 471-477
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Connell E., Darios F., Broersen K., Gatsby N., Peak-Chew S.Y., Rickman C., Davletov B.: Mechanism of arachidonic acid action on syntaxin-Munc18.: EMBO Reports, 2007; 8: 414-419
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Corey E.J., Shih C., Cashman J.R.: Docosahexaenoic acid is a strong inhibitor of prostaglandin but not leukotriene biosynthesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1983; 80: 3581-3584
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] D’Andrea S., Guillou H., Jan S., Catheline D., Thibault J.N., Bouriel M., Rioux V., Legrand P.: The same rat Δ6-desaturase not only acts on 18- but also on 24-carbon fatty acids in very-long-chain polyunsaturated fatty acid biosynthesis. Biochem. J., 2002; 364: 49-55
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Darios F., Davletov B.: Omega-3 and omega-6 fatty acids stimulate cell membrane expansion by acting on syntaxin 3. Nature, 2006; 440: 813-817
[PubMed]  

[38] Datta S.R., Dudek H., Tao X., Masters S., Fu H., Gotoh Y., Greenberg M.E.: Akt phosphorylation of BAD couples survival signals to the cell-intrinsic death machinery. Cell, 1997; 91: 231-241
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] de Antueno R.J., Knickle L.C., Smith H., Elliot M.L., Allen S.J., Nwaka S., Winther M.D.: Activity of human Δ5 and Δ6 desaturases on multiple n-3 and n-6 polyunsaturated fatty acids. FEBS Lett., 2001; 509: 77-80
[PubMed]  

[40] DeMar J.C. Jr., Ma K., Bell J.M., Rapoport S.I.: Half-lives of docosahexaenoic acid in rat brain phospholipids are prolonged by 15 weeks of nutritional deprivation of n-3 polyunsaturated fatty acids. J. Neurochem., 2004; 91: 1125-1137
[PubMed]  

[41] Dhillon A.S., Meikle S., Yazici Z., Eulitz M., Kolch W.: Regulation of Raf-1 activation and signaling by dephosphorylation. EMBO J., 2002; 21: 64-71
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Dudek H., Datta S.R., Franke T., Birnbaum M.J., Yao R., Cooper G.M., Segal R.A., Kaplan D., Greenberg M.E.: Regulation of neuronal survival by the serine-threonine protein kinase Akt. Science, 1997; 275: 661-665
[PubMed]  

[43] Duman J.G., Forte J.G.: What is the role of SNARE proteins in membrane fusion. Am. J. Physiol. Cell Physiol., 2003; 285: C237-C249
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] Dusserre E., Pulcini T., Bourdillon M.C., Ciavatti M., Berthezene F.: Omega-3 fatty acids in smooth muscle cell phospholipids increase membrane cholesterol efflux. Lipids, 1995; 30: 35-41
[PubMed]  

[45] Edmond J.: Essential polyunsaturated fatty acids and the barrier to the brain. J. Mol. Neuroscience, 2001; 16: 181-193
[PubMed]  

[46] Ehehalt R., Keller P., Haass C., Thiele C., Simons K.: Amyloidogenic processing of the Alzheimer β-amyloid precursor protein depends on lipid rafts. J. Cell Biol., 2003; 160: 113-123
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Eldho N.V., Feller S.E., Tristram-Nagle S., Polozov I.V., Gawrisch K.: Polyunsaturated docosahexaenoic vs. docosapentaenoic acid – differences in lipid matrix properties from the loss of one double bond. J. Am. Chem. Soc., 2003; 125: 6409-6421
[PubMed]  

[48] Ellens H., Siegel D.P., Alford D., Yeagle P.L., Boni L., Lis L.J., Quinn P.J., Bentz J.: Membrane fusion and inverted phase. Biochemistry, 1989; 28: 3692-3703
[PubMed]  

[49] Farooqu A.A., Horrocks L.A.: Plasmalogens, phospholipase A2 and docosahexaenoic acid turnover in brain tissue. J. Mol. Neurosci., 2001; 16: 263-272
[PubMed]  

[50] Farooqui A.A., Yang H.C., Rosenberger T.A., Horrocks L.A.: Phospholipase A2 and its role in brain tissue. J. Neurochem., 1997; 69: 889-901
[PubMed]  

[51] Fitscher B.A., Riedel H.D., Young K.C., Stremmel W.: Tissue distribution and cDNA cloning of a human fatty acid transport protein (hsFATP4). Biochim. Biophys. Acta, 1998; 1443: 381-385
[PubMed]  

[52] Fox B.G., Lyle K.S., Rogge C.E.: Reactions of the diiron enzyme stearoyl-acyl carrier protein desaturase. Acc. Chem. Res., 2004; 37: 421-429
[PubMed]  

[53] Freeman M.P., Hibbeln J.R., Wisner K.L., Davis J.M., Mischoulon D., Peet M., Keck P.E., Marangell L.B., Richardson A.J., Lake J., Stoll A.L: Omega-3 fatty acids: evidence basis for treatment and future research in psychiatry. J. Clin. Psychiatry, 2006; 67: 1954-1967
[PubMed]  

[54] Futerman A.H., Banker G.A.: The economics of neurite outgrowth: the addition of new membrane to growing axons. Trends Neurosci., 1996; 19: 144-149
[PubMed]  

[55] Garcia M., Kim H.Y.: Mobilization of arachidonate and docosahexaenoate by stimulation of the 5-HT2A receptor in rat C6 glioma cells. Brain. Res., 1997; 768: 43-48
[PubMed]  

[56] Garcia M.C., Ward G., Ma Y.C., Salem N. Jr, Kim H.Y.: Effect of docosahexaenoic acid on the synthesis of phosphatidylserine in rat brain in microsomes and C6 glioma cells. J. Neurochem., 1998; 70: 24-30
[PubMed]  

[57] Ge Y., Wang X., Chen Z., Landman N., Lo E.H., Kang J.X.: Gene transfer of the Caenorhabditis elegans n-3 fatty acid desaturase inhibits neuronal apoptosis. J. Neurochem., 2002; 82: 1360-1366
[PubMed]  

[58] Ghosh S., Karin M.: Missing pieces in the NF-κB puzzle. Cell, 2002; 109: S81-S96
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Gibney M.J., Bolton-Smith C.: The effect of a dietary supplement of n-3 polyunsaturated fat on platelet lipid composition, platelet function and platelet plasma membrane fluidity in healthy volunteers. Br. J. Nutr., 1988; 60: 5-12
[PubMed]  

[60] Gimeno R.E., Ortegon A.M., Patel S., Punreddy S., Ge P., Sun Y., Lodish H.F., Stahl A.: Characterization of a heart-specific fatty acid transport protein. J. Biol. Chem., 2003; 278: 16039-16044
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] Goracci G., Blomstrand C., Arienti G., Hamberger A., Porcellati G.: Base-exchange enzymic system for the synthesis of phospholipids in neuronal and glial cells and their subfractions: a possible marker for neuronal membranes. J. Neurochem., 1973; 20: 1167-1180
[PubMed]  

[62] Guo M., Stockert L., Akbar M., Kim H.Y.: Neuronal specific increase of phosphatidylserine by docosahexaenoic acid. J. Mol. Neurosci., 2007; 33: 67-73
[PubMed]  

[63] Hajri T., Abumrad N.A.: Fatty acid transport across membranes: relevance to nutrition and metabolic pathology. Annu. Rev. Nutr., 2002; 22: 383-415
[PubMed]  

[64] Hall A.M., Wiczer B.M., Herrmann T., Stremmel W., Bernlohr D.A.: Ezymatic properities of purified murine fatty acid transport protein 4 and analysis of acyl CoA synthetase activities in tissues from FATP4 null mice. J. Biol. Chem., 2005; 280: 11948-11954
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Hamilton L., Greiner R., Salem N. Jr, Kim H.Y.: n-3 fatty acid deficiency decreases phosphatidylserine accumulation selectively in neuronal tissues. Lipids, 2000; 35: 863-869
[PubMed]  

[66] Hamilton J., Kamp F.: How are fatty acids transported in membranes? Is it proteins or by free diffusion through the lipids? Diabetes, 1999; 48: 2255-2269
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[67] Harasim E., Kalinowska A., Stępek T., Chabowski A.: Udział białek transportujących (FAT/CD36, FABPpm, FATP) w metabolizmie lipidów w mięśniach szkieletowych. Postępy Hig. Med. Dośw., 2008; 62: 433-441
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[68] Harris R.A., Baxter D.M., Mitchell M.A., Hitzemann R.J.: Physical properties and lipid composition of brain membranes from ethanol tolerant-dependent mice. Mol. Pharmacol., 1984; 25: 401-409
[PubMed]  

[69] Harwood J.L., Guschina I.A.: The versatility of algae and their lipid metabolism. Biochimie, 2009; 91: 679-684
[PubMed]  

[70] Hendriks T., Klompmakers A.A., Daemen F.J., Bonting S.L.: Biochemical aspects of the visual process. XXXII. Movement of sodium ions through bilayers composed of retinal and rod outer segment lipids. Biochim. Biophys. Acta, 1976; 433: 271-281

[71] Hirsch D., Stahl A., Lodish H.F.: A family of fatty acid transporters conserved from mycobacterium to man. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998; 95: 8625-8629
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[72] Holbrook P.G., Wurtman R.J.: Presence of base-exchange activity in rat brain nerve endings: dependence on soluble substrate concentrations and effect of cations. J. Neurochem. 1988; 50: 156-162
[PubMed]  

[73] Horrocks L.A., Farooqui A.A.: Docosahexaenoic acid in the diet: its importance in maintenance and restoration of neural membrane function. Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids, 2004; 70: 361-372
[PubMed]  

[74] Hussein N., Ah-Sing E., Wilkinson P., Leach C., Griffin B.A., Milward D.J.: Long-chain conversion of [¹³C]linoleic acid and α-linolenic acid in response to marked changes in their dietary intake in men. J. Lipid Res., 2005; 46: 269-280
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[75] Igarashi M., DeMar J.C.Jr, Ma K., Chang L., Bell J.M., Rapoport S.I.: Docosahexaenoic acid synthesis from α-linolenic acid by rat barin is unaffected by dietary n-3 PUFA deprivation. J. Lipid Res., 2007; 48: 1150-1158
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Igarashi M., Gao F., Kim H.W., Ma K., Bell J.M., Rapoport S.I.: Dietary n-6 PUFA deprivation for 15 weeks reduces arachidonic acid concentrations while increasing n-3 PUFA concentrations in organs of post-weaning male rats. Biochim. Biophys. Acta, 2009; 1791: 132-139
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[77] Imamura K., Hishikawa N., Ono K., Suzuki H., Sawada M., Nagatsu T., Yoshida M., Hashizume Y.: Cytokine production of activated microglia and decrease in neurotrophic factors of neurons in the hippocampus of Lewy body disease brains. Acta Neuropathol., 2005; 109: 141-150
[PubMed]  

[78] Improta-Brears T., Ghosh S., Bell R.M.: Mutational analysis of Raf-1 cysteine rich domain. Requirement for a cluster of basic aminoacids for interaction with phosphatidylserine. Mol. Cell. Biochem., 1999; 198: 171-178
[PubMed]  

[79] Innis S.M.: Essential fatty acid transfer and fetal development. Placenta, 2005; 26: S70-S75
[PubMed]  

[80] Innis S.M.: Polyunsaturated fatty acids in human milk: an essential role in infant development. Adv. Exp. Med. Biol., 2004; 554: 27-43
[PubMed]  

[81] Innis S.M., Friesen R.W.: Essential n-3 fatty acids among pregnant women and early visual acuity maturation in term infants. Am. J. Clin. Nutr., 2008; 87: 548-557
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[82] Isola L.M., Zhou S.L., Kiang C.L., Stump D.D., Bradbury M.W., Berk P.D.: 3T3 fibroblasts transfected with a cDNA for mitochondrial aspartate aminotransferase express plasma membrane fatty acid binding protein and saturable fatty acid uptake. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995; 92: 9866-9870
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[83] Itokazu N., Ikegaya Y., Nishikawa M., Matsuki N.: Bidirectional actions of docosahexaenoic acid on hippocampal neurotransmissions in vivo. Brain Res., 2000; 862: 211-216
[PubMed]  

[84] Jackowski S., Rock C.O.: Stimulation of phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate phospholipase C activity by phosphatidic acid. Arch. Biochem. Biophys., 1989; 268: 516-524
[PubMed]  

[85] Kamada T., Yamashita T., Baba Y., Kai M., Setoyama S., Chuman Y., Otsuji S.: Dietary sardine oil increases erythrocyte membrane fluidity in diabetic patients. Diabetes, 1986; 35: 604-611
[PubMed]  

[86] Kamp F., Hamilton J.A.: How fatty acids of different chain length enter and leave cells by free diffusion. Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids, 2006; 75: 149-159
[PubMed]  

[87] Kawakita E., Hashimoto M., Shido O.: Docosahexaenoic acid promotes neurogenesis ion vitro and in vivo. Neuroscience, 2006; 139: 991-997
[PubMed]  

[88] Kawashima H., Akimoto K., Jareonkitmongkol S., Shirasaka N., Shimizu S.: Inhibition of rat liver microsomal desaturases by curcumin and related compounds. Biosci. Biotechnol. Biochem., 1996; 60: 108-110
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[89] Kawashima K., Musoh H., Kozuka H.: Peroxisome proliferators enhance linoleic acid metabolism in rat liver: increased biosynthesis of ω6 polyunsaturated fatty acids. J. Biol. Chem., 1990; 265: 9170-9175
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[90] Kevala J.H., Kim H.Y.: Determination of substrate preference in phosphatidylserine decarboxylation by liquid chromatography-electrospray ionization mass spectrometry. Anal. Biochem., 2001; 292: 130-138
[PubMed]  

[91] Kim H.Y., Akbar M., Lau A.: Effects of docosapentaenoic acid on neuronal apoptosis. Lipids, 2003; 38: 453-457
[PubMed]  

[92] Kim H.Y., Akbar M., Lau A., Edsall L.: Inhibition of neuronal apoptosis by docosahexaenoic acid (22:6n-3). Role of phosphatidylserine in antiapoptotic effect. J. Biol. Chem., 2000; 275: 35215-35223
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[93] Kim H.Y., Bigelow J., Kevala J.H.: Substrate preference in phosphatidylserine biosynthesis for docosahexaenoic acid containing species. Biochemistry, 2004; 43: 1030-1036
[PubMed]  

[94] Kim H.Y., Edsall L., Garcia M., Zhang H.: The release of polyunsaturated fatty acids and their lipoxygenation in the brain. Adv. Exp. Med. Biol., 1999; 447: 75-85
[PubMed]  

[95] Kim H.F., Weeber E.J., Sweatt J.D., Stoll A.L., Marangell L.B.: Inhibitory effects of omega-3 fatty acids on protein kinase C activity in vitro. Mol. Psychiatry, 2001; 6: 246-248
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[96] Kumari P., Kumar M., Gupta V., Reddy C.R., Jha B.: Tropical marine macroalgae as potential sources of nutritionally important PUFAs. Food Chemistry, 2010; 120: 749-757

[97] Kunachowicz H, Nadolna I., Przygoda B., Iwanow K.: Tabele wartości odżywczej produktów spożywczych. Inst. Żywności i Żywienia, Warszawa 1998

[98] Lauritzen L., Hansen H.S., Jorgensen M.H., Michaelsen K.F.: The essentiality of long chain n-3 fatty acids in relation to development and function of the brain and retina. Prog. Lipid Res., 2001; 40: 1-94
[PubMed]  

[99] Lin P.Y., Su K.P.: A meta-analytic review of double-blind, placebo-controlled trials of antidepressant efficacy of omega-3 fatty acids. J. Clin. Psychiatry, 2007; 68: 1056-1061
[PubMed]  

[100] Lukiw W.J., Bazan N.G.: Survival signalling in Alzheimer’s disease. Biochem. Soc. Trans., 2006; 34: 1277-1282
[PubMed]  

[101] Lukiw W.J., Cui J.G., Marcheselli V.L., Bodker M., Botkjaer A., Gotlinger K., Serhan C.N., Bazan N.G.: A role for docosahexaenoic acid-derived neuroprotectin D1 in neural cell survival and Alzheimer disease. J. Clin. Invest., 2005; 115: 2774-2783
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[102] Marcheselli V.L., Hong S., Lukiw W.J., Tian X.H., Gronert K., Musto A., Hardy M., Gimenez J.M., Chiang N., Serhan C.N., Bazan N.G.: Novel docosanoids inhibit brain ischemia-reperfusion-mediated leukocyte infiltration and pro-inflammatory gene expression. J. Biol. Chem., 2003; 278: 43807-43817
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[103] Martinez M.: Tissue levels of polyunsaturated fatty acids during early human development. J. Pediatr., 1992; 120: 129-138

[104] Massaro M., Habib A., Lubrano L., Del Turco S., Lazzerini G., Bourcier T., Weksler B.B., De Caterina R.: The omega-3 fatty acid docosahexaenoate attenuates endothelial cyclooxygenase-2 induction through both NADP(H) oxidase and PKCε inhibition. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 15184-15189
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[105] Mattson M.P., Chan S.I., Duan W.: Modification of brain aging and neurodegenerative disorders by genes, diet, and behavior. Physiol. Rev., 2002; 82: 637-672
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[106] Meers P., Hong K., Papahadjopoulos D.: Free fatty acid enhancement of cation-induced fusion of liposomes: synergism with synexin and other promoters of vesicle aggregation. Biochemistry, 1988; 27: 6784-6794
[PubMed]  

[107] Moore S.A.: Polyunsaturated fatty acid synthesis and release by brain-derived cells in vitro. J. Mol. Neurosci., 2001; 16: 195-200
[PubMed]  

[108] Moore S.A., Yoder E., Murphy S., Dutton G., Spector A.: Astrocytes not neurons, produce docosahexaenoic acid (22:6ω-3) and arachidonic acid (20:4ω-6). J. Neurochem., 1991; 56: 518-524
[PubMed]  

[109] Moore S.A., Yoder E., Spector A.A.: Role of the blood-brain barrier in the formation of long-chain omega-3 and omega-6 fatty acids from essential fatty acid precursors. J. Neurochem., 1990; 55: 391-402
[PubMed]  

[110] Nakamura M.T., Nara T.Y.: Essential fatty acid synthesis and its regulation in mammals. Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids, 2003; 68: 145-150
[PubMed]  

[111] Nakamura M.T., Phinney S.D., Tang A.B., Oberbauer A.M., Germna J.B., Murray J.D.: Increased hepatic delta 6-desaturase activity with growth hormone expression in the MG101 transgenic mouse. Lipids, 1996; 31: 139-143
[PubMed]  

[112] Nakamura M.T., Tang A.B., Villanueva J., Halsted C., Phinney S.: Selective reduction of Δ6 and Δ5 desaturase activities but not Δ9 desaturase in micropigs chronically fed ethanol. J. Clin. Invest., 1994; 93: 450-454
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[113] Napier J.A., Michaelson L.V.: Genomic and functional characterization of polyunsaturated fatty acid biosynthesis in Caenorhabditis elegans. Lipids, 2001; 36: 761-766
[PubMed]  

[114] Niebylski C.D., Salem N. Jr: A calorimetric investigation of a series of mixed-chain polyunsaturated phopsphatidylcholines: effects of sn-2 chain length and degree of unsaturation. Biophys. J., 1994; 67: 2387-2393
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[115] Nishikawa M., Kimura S., Akaike N.: Facilitatory effect of docosahexaenoic acid on N-methyl-D-aspartate responses in pyramidal neurons of rat cerebral cortex. J. Physiol., 1994; 475: 83-93
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[116] Nishiyama, M., Okamoto H., Watanabe T., Hori T., Hada T., Ueda N., Yamamoto S., Tsukamoto H., Watanabe K., Kirino T.: Localization of arachidonate 12-lipoxygenase in canine brain tissues. J. Neurochem., 1992; 58: 1395-1400
[PubMed]  

[117] Nishizuka Y.: Protein kinase C and lipid signaling for sustained cellular responses. FASEB J., 1995; 9: 484-496
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[118] O`Brien J.S., Sampson E.L.: Fatty acid and aldehyde composition of the major brain lipids in normal human brain. J. Lipid Res., 1965; 4: 545-551
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[119] Ouellet M., Emond V., Chen C.T., Julien C., Bourasset F., Oddo S., LaFerla F., Bazinet R.P., Calon F.: Diffusion of docosahexaenoic and eicosapentaenoic acids through the blood-brain barrier: an in situ cerebral perfusion study. Neurochem. Int., 2009; 55: 476-482
[PubMed]  

[120] Pike L.J.: Rafts defined: a report on the keystone symposium on lipid rafts and cell function. J. Lipid Res., 2006; 47: 1597-1598
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[121] Poling J.S., Vicini S., Rogawski M.A., Salem N. Jr: Docosahexaenoic acid block of neuronal voltage-gated K+ channels: subunit selective antagonism by zinc. Neuropharmacology, 1996; 35: 969-982
[PubMed]  

[122] Popp-Snijders C., Schouten J.A., Van Blitterswijk W.J., Van Der Veen E.A.: Changes in membrane lipid composition of human erythrocytes after dietary supplementation of (n-3) polyunsaturated aftty acids. Maintenance of membrane fluidity. Biochim. Biophys. Acta, 1986; 854: 31-37
[PubMed]  

[123] Prasad M.R., Lovell M.A., Yatin M., Dhillon H., Markesbery W.R.: Regional membrane phospholipid alterations in Alzheimer’s disease. Neurochem. Res., 1998; 23: 81-88
[PubMed]  

[124] Qian Z., Drewes L.R.: Cross-talk between receptor-regulated phospholipase D and phospholipase C in brain. FASEB J., 1991; 5: 315-319
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[125] Raederstorff D., Moser U.: Influence of an increased intake of linoleic acid on the incorporation of dietary (n-3) fatty acids in phospholipids and on prostanoid synthesis in rat tissues. Biochim. Biophys. Acta, 1992; 1165: 194-200
[PubMed]  

[126] Ramadan E., Rosa A.O., Chang L., Chen M., Rapoport S.I., Basselin M.: Extracellular-derived calcium does not initiate in vivo neurotransmission involving docosahexaenoic acid. J. Lipid Res., 2010; 51: 2334-2340
[PubMed]  

[127] Rapoport S.I., Chang M.C., Spector A.: Delivery and turnover of plasma-derived essential PUFAs in mammalian brain. J. Lipid Res., 2001; 42: 678-685
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[128] Rapoport S.I., Igarashi M.: Can the rat liver maintain normal brain DHA metabolism in the absence of dietary DHA? Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids, 2009; 81: 119-123
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[129] Rapoport S.I., Rao J.S., Igarashi M.: Brain metabolism of nutritionally essential polyunsaturated fatty acids depends on both the diet and the liver. Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids, 2007; 77: 251-261
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[130] Rimoldi O.J., Finarelli G.S., Brenner R.R.: Effects of diabetes and insulin on hepatic Δ6-desaturase gene expression. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2001; 283: 323-326
[PubMed]  

[131] Sadurska B., Szumiło M.: Fosfolipazy A w komórkach ssaków – budowa, właściwości, rola fizjologiczna i patologiczna. Postępy Hig. Med. Dośw., 2005; 59: 116-123
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[132] Salem N.Jr, Litman B., Kim H.Y., Gawrisch K.: Mechanism of action of docosahexaenoic acid in the nervous system. Lipids, 2001; 36: 945-959
[PubMed]  

[133] Schiavo G., Shone C.C., Bennett M.K., Scheller R.H., Montecucco C.: Botulinum neurotoxin type C cleaves a single Lys-Ala bond within the carboxyl-terminal region of syntaxins. J. Biol. Chem., 1995; 270: 10566-10570
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[134] Scott B.L, Bazan N.G.: Membrane docosahexaenoate is supplied to the developing brain and retina by the liver. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1989; 86: 2903-2907
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[135] Seiz L., Klein M.L.: Structural properties of a highly polyunsaturated lipid bilayer from molecular dynamics simulations. Biophys. J., 2001; 81: 204-216
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[136] Serhan C.N., Arita M., Hong S., Gotlinger K.: Resolvins, docosatrienes, and neuroprotectins, novel omega-3-derived mediators, and their endogenous aspirin-triggered epimers. Lipids, 2004; 39: 1125-1132
[PubMed]  

[137] Serhan C.N., Brain S.D., Buckley C.D., Gilroy D.W., Haslett C., O’Neill L.A., Perretti M., Rossi A.G., Wallace J.L.: Resolution of inflammation: state of the art, definitions and terms. FASEB J., 2007; 21: 325-332
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[138] Serhan C.N., Yang R., Martinod K., Kasuga K., Pillai P.S., Porter T.F., Oh S.F., Spite M.: Maresins: novel macrophage mediators with potent anti-inflammatory and proresolving actions. J. Exp. Med., 2009; 206: 15-23
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[139] Shaikh S.R., Rockett B.D., Salameh M., Carraway K.: Docosahexaenoic acid modifies the clustering and size of lipid rafts and the lateral organization and surface expression of MHC class I of EL4 cells. J. Nutr., 2009; 139: 1632-1639
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[140] Shanlkin J., Guy J.E., Mishra G., Lindqvist Y.: Desaturases: emerging models for understanding functional diversification of diiron-containing enzymes. J. Biol. Chem., 2009; 284: 18559-18563
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[141] Shiao Y.J., Lupo G., Vance J.E.: Evidence that phosphatidylserine is imported into mitochondria via a mitochondria-associated membrane and that the majority of mitochondrial phosphatidylethanolamine is derived from decarboxylation of phosphatidylserine. J. Biol. Chem., 1995; 270: 11190-11198
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[142] Shimizu S., Akimoto K., Shinmen Y., Kawashima H., Sugano M., Yamada H.: Sesamin is a potent and specific inhibitor of Δ5 desaturase in polyunsaturated fatty acid biosynthesis. Lipids, 1991; 26: 512-516
[PubMed]  

[143] Simons K., Ikonen E.: Functional rafts in cell membranes. Nature, 1997; 387: 569-572
[PubMed]  

[144] Sobajima T., Tamiya-Koizumi K., Ishihara H., Kojima K.: Effects of fatty acid modification of ascites tumor cells on pulmonary metastasis in rat. Jpn. J. Cancer Res., 1986; 77: 657-663
[PubMed]  

[145] Sprecher H.: Metabolism of highly unsaturated n-3 and n-6 fatty acids. Biochim. Biophys. Acta, 2000; 1486: 219-231
[PubMed]  

[146] Stahl A.: A current review of fatty acid transport proteins. Eur. J. Physiol., 2004; 447: 722-727
[PubMed]  

[147] Stahl L.A., Begg D.P., Weisinger R.S., Sinclair A.J.: The role of omega-3 fatty acids in mood disorders. Curr. Opin. Investig. Drugs, 2008; 9: 57-64
[PubMed]  

[148] Stillwell W., Ehringer W.D., Jenski L.J.: Docosahexaenoic acid increases permeability of lipid vesicles and tumor cells. Lipids, 1993; 28: 103-108
[PubMed]  

[149] Stillwell W., Shaikh S.R., Zerouga M., Siddiqui R., Wassall S.R.: Docosahexaenoic acid affects cell signalling by altering lipid rafts. Reprod. Nutr. Dev., 2005; 45: 559-579
[PubMed]  

[150] Stillwell W., Wassall S.R.: Docosahexaenoic acid: membrane properties of a unique fatty acid. Chem. Phys. Lipids, 2003; 126: 1-27
[PubMed]  

[151] Stremmel W., Strohmeyer G., Berk P.D.: Hepatocellular uptake of oleate is energy dependent, sodium linked, and inhibited by an antibody to a hepatocyte plasma membrane fatty acid binding protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1986; 83: 3584-3588
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[152] Strokin M., Sergeeva M., Reiser G.: Prostaglandin synthesis in rat brain astrocytes is under the control of the n-3 docosahexaenoic acid, released by group VIB calcium-independent phospholipase A2. J. Neurochem., 2007; 102: 1771-1782
[PubMed]  

[153] Su H.M., Brenna J.T.: Simultaneous measurement of desaturase activities using stable isotope tracers or a non tracer method. Anal. Biochem., 1998; 261: 43-50
[PubMed]  

[154] Tocher D.R., Leaver M.J., Hodgson P.A.: Recent advances in the biochemistry and molecular biology of fatty acyl desaturases. Prog. Lipid Res., 1998; 37: 73-117
[PubMed]  

[155] Treen M., Uauy R.D., Jameson D.M., Thomas V.L., Hoffman D.R.: Effect of docosahexaenoic acid on membrane fluidity and function in intact cultured Y-79 retinoblastoma cells. Arch. Biochem. Biophys., 1992; 294: 564-570
[PubMed]  

[156] Umhau J.C., Zhou W., Carson R.E., Rapoport S.I., Polozova A., Demar J., Hussein N., Bhattacharjee A.K., Ma K., Esposito G., Majchrzak S., Herscovitch P., Eckelman W.C., Kurdziel K.A., Salem N. Jr: Imaging incorporation of circulating docosahexaenoic acid into the human brain using positron emission tomography. J. Lipid Res., 2009; 50: 1259-1268
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[157] Vaidyanathan V.V., Rao K.V., Sastry P.S.: Regulation of diacylglycerol kinase in rat brain membranes by docosahexaenoic acid. Neurosci. Lett., 1994; 179: 171-174
[PubMed]  

[158] Vance J.E.: Phospholipid synthesis in a membrane fraction associated with mitochondria. J. Biol. Chem., 1990; 265: 7248-7256
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[159] Vance J.E.: Phosphatidylserine and phosphatidylethanolamine in mammalian cells: two metabolically related aminophospholipids. J. Lipid Res., 2008; 49: 1377-1387
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[160] Vance J.E., Vance D.E.: Phospholipid biosynthesis in mammalian cells. Biochem. Cell Biol., 2004; 82: 113-128
[PubMed]  

[161] Voelker D.R.: Phosphatidylserine functions as the major precursor of phosphatidylethanolamine in cultured BHK-21 cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 1984; 8: 2669-2673
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[162] von Gise A., Lorenz P., Wellbrock C., Hemmings B., Berberich-Siebelt F., Rapp U.R., Troppmair J.: Apoptosis suppression by Raf-1 and MEK1 requires MEK- and phosphatidylinositol 3-kinase-dependent signals. Mol. Cell. Biol., 2001; 21: 2324-2336
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[163] Vreugdenhil M., Bruehl C., Voskuyl R.A., Kang J.X., Leaf A., Wadman, W.J.: Polyunsaturated fatty acids modulate sodium and calcium currents in CA1 neurons. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996; 93: 12559-12563
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[164] Wallis J.G., Watts J.L., Browse J.: Polyunsaturated fatty acid synthesis: what will they think of next? Trends Biochem. Sci., 2002; 27: 467-473
[PubMed]  

[165] Warensjö E., Risérus U., Gustaffson I.B., Mohsen R., Cederholm T., Vessby B.: Effects of saturated and unsaturated fatty acids on estimated desaturase activities during a controlled dietary intervention. Nutr. Metab. Cardiovasc. Dis., 2008; 18: 683-690
[PubMed]  

[166] Weir M.L., Klip A., Trimble W.S.: Identification of a human homologue of the vesicle-associated membrane protein (VAMP)-associated protein of 33 kDa (VAP-33): a broadly expressed protein that binds to VAMP. Biochem J., 1998; 333: 247-251
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[167] Willard D.E., Harmon S.D., Kaduce T.L., Preuss M., Moore S.A., Robbins M.E., Spector A.A.: Docosahexaenoic acid synthesis from n-3 polyunsaturated fatty acids in differentiated rat brain astrocytes. J. Lipid Res., 2001; 42: 1368-1376
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[168] Yehuda S., Rabinovitz S., Carasso R.L., Mostofsky D.I.: The role of polyunsaturated fatty acids in restoring the aging neuronal membrane. Neurobiol. Aging, 2002; 23: 843-853
[PubMed]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu