Streszczenie

Metotreksat (MTX) jest nadal złotym standardem w leczeniu RZS i jest stosowany na świecie u ponad 0,5 mln chorych na RZS. Obecnie dużą nadzieję wiąże się z indywidualizacją leczenia chorych na RZS. Oprócz czynników klinicznych pomocna w jej ustaleniu może być predyspozy­cja genetyczna. Polimorfizm genów biorących udział w metabolizmie MTX może wpływać na jego skuteczność i częstość występowania działań niepożądanych. Badania farmakogenetyczne mogą się przyczynić do skuteczniejszej indywidualizacji leczenia chorych na RZS. Istnieje wiele potencjalnych enzymów i białek transportujących występujących w postaciach polimorficznych, które biorą udział w transporcie MTX do komórki, jego metabolizmie i wydalaniu z komórki. Obecnie próbuje się określić przydatność badań polimorfizmów genów do oceny skuteczności leczenia i występowania potencjalnych działań niepożądanych biorąc pod uwagę analizę farma­koekonomiczną. Istnieje szansa, że w przyszłości dzięki indywidualizacji terapii będziemy mo­gli dostosowywać leczenie (rodzaj leku, dawka leku, droga podania) do danego molekularnego podtypu choroby oraz genotypu chorego. Chorzy, u których występują niekorzystne polimorfi­zmy mogliby być leczeni innymi LMPCH lub już od początku wdrożono by terapię kombino­waną, a w razie niepowodzenia leczenie biologiczne. Chorzy z określonym typem polimorfizmu wymagaliby częstszej kontroli reumatologicznej oceniającej skuteczność i bezpieczeństwo lecze­nia. Należy jednak pamiętać, że predyspozycje genetyczne są tylko jednymi z czynników wpły­wających na różnice podczas farmakoterapii u poszczególnych chorych.

Słowa kluczowe:metotreksat • farmakogenetyka • reumatoidalne zapalenie stawów

Summary

Methotrexate (MTX) is still the gold standard in the treatment of rheumatoid arthritis and is used worldwide in more than 0.5 million patients with RA. Much hope is currently associated with the individualization of therapy provided to RA patients. The search is underway for bio­chemical and clinical markers that would be useful in predicting good response to MTX therapy. Along with clinical factors, genetic predisposition may also be helpful. Polymorphism of genes participating in MTX metabolism may affect the drug’s efficacy and the rate of adverse effects. Pharmacogenetic studies may contribute to more effective individualization of therapy for RA patients. There are many potential enzymes and transport proteins present in polymorphic forms, which are involved in transport of MTX into the cell, its metabolism and elimination from the cell. There is a chance that in the future through individualized therapy we will be able to custo­mize therapy (type of drug, dose, route of administration) to the molecular subtype of the dise­ase and the genotype of the patient. Patients with a specific type of polymorphism would requ­ire more frequent monitoring of the efficacy and safety of treatment. Note, however, that genetic predisposition is only one of the factors contributing to differences in pharmacotherapy in indi­vidual patients.

Key words:methotrexate • polymorphism • rheumatoid arthritis

Wykaz skrótów:

ABC – kaseta białek związanych z ATP; ADA – deaminaza adenozynowa; ADP – adenozynodifosforan; AICAR – rybonukleotyd-5-aminoimidazolo-4-korboksyamidu; AMP – adenozynomonofosforan; AMPD – deaminaza adenozynomonofosforanu; ATIC – transformylaza rybonukleotydowa 5-amino-4-karboksyamidu; ATP – adenozynotrifosforan; 5,10-CH2-THF – 5,10-metylenotetrahydrofolian; 5-CH3-THF – 5-metyltetrahydrofolian;CRP – białko C-reaktywne; DAS – indeks aktywności choroby; DHF – dihydrofolian;DHFR – reduktaza dihydrofolianowa; DNA – kwas dezoksyrybonukleinowy; DTP – monofosforan deoksytymidyny; dUMP – monofosforan deoksyurydyny; FAICAR – rybonukleotyd N-formyloaminoimidazolo-4-karboksamidowy; FDA – Ministerstwo do Spraw Leków i Żywności w USA (Food and Drug Administration); FPGS – syntetaza foliowielogammaglutaminianowa; GGH – hydrolaza foliowielogammaglutaminianowa; I H – inozynomonofosforan; ITPA – pirofosfataza trifosforanu inozyny; LMPCH – leki modyfikujące przebieg choroby; MRP – białko związane z opornością wielolekową; MS – syntaza metioninowa; MTHFD – dehydregonaza 5,10-metylenotetrahydrofolianowa; MTHFR – reduktaza metylenotetrahydrofolianowa; MTR – metylotransferaza homocysteinowa; MTX – metotreksat; MTXPG – postać poliglutamylowa MTX; OR – iloraz szans (odds ratio); PBMC – komórki jednojądrzaste krwi obwodowej; P-gp – glikoproteina P; pz – pary zasad; RFC-1 – przenośnik zredukowanych folianów; RZS – reumatoidalne zapalenie stawów; SAH – S-adenozylo-L-homocysteina; SAM – S-adenozylo-L-metionina; SHMT – hydroksymetylotransferaza serynowa; SNP – polimorfizm pojedynczych nukleotydów; TPMT – metylotransferaza tiopuryny; TYMS – syntaza tymidylanowa; VAS – wizualna skala analogowa (visual analogue scale).

Według obowiązujących współcześnie schematów lecze­nia reumatoidalnego zapalenia stawów (RZS) niezwłocznie po postawieniu rozpoznania należy wprowadzić do leczenia leki modyfikujące przebieg choroby (LMPCH). Metotreksat (MTX) pozostaje nadal „złotym standardem” w leczeniu RZS i jest uważany za podstawowy LMPCH, od którego powinno się u większości chorych rozpoczynać terapię [51,62]. Niestety wciąż dość liczną grupę stanowią chorzy, u których występują działania niepożądane lub u których nie uzyskuje się w pełni zadowalającego działania MTX. Na razie nie znaleziono pro­stych parametrów klinicznych i laboratoryjnych, które pomo­głyby przewidzieć odpowiedź na terapię MTX i występowanie działań niepożądanych. Jedną z przyczyn różnej efektywno­ści leku mogą być różnice w aktywności enzymów uczestni­czących w jego metabolizmie oraz różnice w budowie recep­torów błonowych i cząsteczek transportowych.

Polimorfizmy genów wpływające na terapię MTX

Istnieje wiele potencjalnych wariantów budowy enzymów i białek transportujących, które biorą udział w transporcie MTX do komórki, jego metabolizmie i wydalaniu z komór­ki (tab.1, 2). Główne enzymy i szlak metaboliczny MTX przedstawiono na ryc. 1. MTX jest aktywnie transportowa­ny do komórki z udziałem białka zwanego przenośnikiem zredukowanych folianów (RFC1 – reduced folate carrier). Wewnątrz komórki MTX ulega poliglutaminacji poprzez syntetazę foliowielogammaglutaminianową (FPGS).

Tabela 1. Wpływ wybranych polimorfizmów RFC1, TYMS, GGH na skuteczność terapii i wystąpienie niepożądanych działań w trakcie leczenia MTX chorych na RZS

Tabela 2. Wpływ pozostałych polimorfizmów na skuteczność terapii i wystąpienie niepożądanych działań w trakcie leczenia MTX chorych na RZS

Postacie poliglutamylowe MTX (MTXPG) nie są tak szybko transportowane na zewnątrz komórki i dlatego zwiększa się czas półtrwania MTX wewnątrz komórki. Poliglutaminacja może być odwrócona za pomocą enzymu hydrolazy foliowielogammaglutaminianowej (GGH), co ułatwia usuwanie MTX z komórki. Postacie poliglutamy­lowe MTX spełniają wiele istotnych funkcji:
• zatrzymują MTX wewnątrz komórki,
• hamują aktywność reduktazy dihydrofolianowej (DHFR), powodując akumulację homocysteiny i zmniejszenie stę­żenia metioniny [61],
• hamują syntazę tymidylową (TYMS),
• hamują transformylazę rybonukleotydową 5-amino-4-karboksyamidu ATIC [43].

Z tego względu mówi się często o MTX jako o „prole­ku”, podczas gdy funkcję właściwego leku pełni MTXPG. Zaburzenia w poliglutaminacji mogą prowadzić do opor­ności na leczenie MTX. MTX jest usuwany z komórki za pomocą transporterów ABC (kaseta białek związanych z ATP), takich jak glikoproteina P (P-gp) i białka związa­ne z opornością wielolekową (MRP). Rodzina ABC skła­da się z 48 białek, które zaliczamy do siedmiu podrodzin ABC A-G. Najistotniejszą rolę w wypływie MTX z ko­mórki odgrywają ABCC 1-4 i ABCG2 [9,63].

Transport do komórki

Polimorfizm genu RFC-1

Przezbłonowy aktywny transport MTX i folianów do we­wnątrz komórki odbywa się przede wszystkim dzięki biał­ku RFC-1 [44] (ryc. 1). MTX, jeżeli jest stosowany w wysokich dawkach i osiąga stężenie zewnątrzkomórkowe powyżej 20 µmol/l, może wnikać przez błonę komórkową za pośred­nictwem prostej dyfuzji, jednak takich stężeń nie uzyskuje się w trakcie terapii dawkami MTX stosowanymi w leczeniu RZS [6]. Gen białka RFC jest umiejscowiony w chromo­somie 21. Polimorfizmy, które powodują zmiany aktywno­ści enzymu lub zmieniają funkcję czynników transkryp­cyjnych prowadząc do utraty ekspresji genu RFC-1 mogą być jedną z przyczyn zaburzeń w transporcie MTX do komórki i mogą być odpowiedzialne za oporność komó­rek na działanie MTX [49]. Zidentyfikowano polimorfizm genu RFC-1 G80A prowadzący do zastąpienia histydyną argininy w kodonie 27 w pierwszej domenie przezbłonowej białka RFC-1 [6]. W dotychczasowych pracach uzyskano kontrowersyjne wyniki oceniające rolę polimorfizmu RFC na stężenia wewnątrzkomórkowego MTX i efektywność te­rapii [36,68]. Dane uzyskiwane z różnych prac obejmują­cych chorych na RZS także nie są jednoznaczne (tab. 1). Dervieux i wsp. wykazali, że chorzy na RZS z genotypem RFC-1 80AA mieli wyższe stężenia MTXPG, mniejszą liczbę obrzękniętych stawów i niższe wartości na wizualnej skali oceniającej aktywność choroby niż chorzy z RFC-1 80G/G i G/A [15,18]. Nie udało się im jednak potwierdzić roli polimorfizmu RFC-1 G80A w kolejnej pracy prowadzo­nej już prospektywnie u 48 chorych [17]. Polscy naukow­cy badali wpływ polimorfizmu RFC-1 G80A na skutecz­ność terapii MTX u 174 chorych na RZS leczonych MTX. Dawki MTX wahały się 7,5-15 mg/tydzień. Szansa na uzy­skanie remisji była 3,3 razy większa wśród chorych z geno­typem 80AA niż 80GG (p=0,021), a dobra odpowiedź na leczenie 1,78 razy większa. Także zwiększenie aktywności aminotransferaz było częstsze wśród chorych z genotypem 80AA (OR=5,09), ale ze względu na małą grupę chorych (10), różnice te nie były istotne statystycznie. Należy jednak zwrócić uwagę na relatywnie mały odsetek działań niepożą­danych i jednocześnie mały odsetek chorych dobrze odpo­wiadających na leczenie (33%) [19]. Korzystny wpływ po­limorfizmu RFC-1 80AA na skuteczność terapii, ocenianą zmianami indeksu aktywności choroby (DAS28), zwłasz­cza gdy występował w kombinacji z polimorfizmem MTR 2756A, wykazali także James i wsp. [31]. Obecność allelu RFC-1 80A była jednak także związana z częstszym wy­stępowaniem działań niepożądanych (p=0,025), zwłaszcza gdy występował jednocześnie z allelem TYMS 3-UTR6bp del (OR=2,86; p=0,013) [4]. Odmienne wyniki dotyczące polimorfizmu RFC-1 i działań niepożądanych uzyskali sło­weńscy naukowcy. Genotyp RFC-1 80GG zwiększał istotnie statystycznie ryzyko wystąpienia wszystkich działań niepo­żądanych (odpowiednio p=0,039; OR = 3,574) i był zwią­zany z 15-krotnie większym ryzykiem zakażeń niż RFC-1 AA/AG (p=0,006) [2]. Natomiast japońscy naukowcy nie wykazali wpływu polimorfizmu genu RFC-1 na stężenia MTX w surowicy u 100 chorych na RZS. Także w kilku kolejnych pracach nie potwierdzono wpływu tego polimor­fizmu na skuteczność terapii [2,26,53] i działania niepożą­dane w trakcie terapii MTX [26,53,57]. Może to wynikać z obecności innych mechanizmów, umożliwiających trans­port folianów do wnętrza komórki [3].

Ryc. 1. Metabolizm komórkowy MTX oraz potencjalne enzymy, których różnice aktywności spowodowane m.in. polimorfizmami mogą wpływać na skuteczność terapii. Kaseta białek związanych z ATP (ABCB1,ABCC1-4), adenozynomonofosforan (AMP), deaminaza adenozynowa (ADA), adenozynodifosforan (ADP), rybonukleotyd 5-aminoimidazolo-4-korboksyamidu (AICAR), transformylaza rybonukleotydowa 5-amino-4-karboksyamidu (ATIC), monofosforan deoksytymidyny (dTMP), monofosforan deoksyurydyny (dUMP), syntetaza foliowielogammaglutaminianowa (FPGS), hydrolaza foliowielogammaglutaminianowa (GGH), inozynomonofosforan (IMP), S-adenozylo-L-homocysteina (SAH), S-adenozylo-L-metionina (SAM), hydroksymetylotransferaza serynowa (SHMT), syntaza tymidylanowa (TYMS), reduktaza metylenotetrahydrofolianowa (MTHFR), reduktaza dihydrofolianowa (DHFR), przenośnik zredukowanych folianów (RFC1), dihydrofolian (DHF), postać poliglutamylowa MTX (MTXPG), syntaza metioninowa (MS)

Nie ustalono dotychczas znaczenia polimorfizmów w re­gionie promotorowym genu RFC-1 na skuteczność terapii MTX [68]. Polimorfizmy te prawdopodobnie mogą wpły­wać na transkrypcyjną aktywność produktu genu RFC-1 i transport MTX do komórki. Nie ustalono także roli in­nych opisanych polimorfizmów typu SNP w rejonie kodu­jącym, takich jak 246 (C/G) i 696 (C/T).

Metabolizm wewnątrzkomórkowy

Syntetaza foliowielogammaglutaminianowa (FPGS)/
hydrolaza foliowielogammaglutaminianowa (GGH)

Akumulacja MTXPG w komórce jest zależna od dwóch enzymów: FPGS, który przyłącza reszty glutamylowe (najczęściej 4-8) i GGH, który usuwa je z MTX. Postacie poliglutamylowe wolniej są usuwane z komórki, skuteczniej hamują TYMS i dysocjują wolniej po związaniu z DHFR. Po przetransportowaniu MTXPG do lizosomów reszty glu­tamylowe są kolejno odłączane przez enzym lizosomalny jakim jest GGH. Dochodzi do przekształcenia długołańcu­chowych MTXPG w krótkołańcuchowe MTXPG, a następ­nie w MTX, który może dyfundować z komórki. Wysokie stężenia GGH były związane z opornością na działanie MTX [45,52]. U chorych na RZS stwierdzono, że stężenia MTXPG lepiej korelują ze skutecznością leczenia MTX niż stężenia samego MTX [54]. Z tego mogłoby wynikać, że polimorfizmy genów FPGS i GGH mogą odgrywać waż­ną rolę w terapii MTX. Obecnie nie ustalono jednak jedno­znacznie znaczenia klinicznego tych polimorfizmów u cho­rych na RZS leczonych MTX (tab. 1). Wykazano, że zmiany aktywności FPGS wiązały się ze zmianami stężeń MTXPG w komórce i zmianą odpowiedzi na leczenie MTX w ko­mórkach białaczkowych. Zmniejszenie aktywności FPGS wiązało się ze zwiększoną opornością na MTX [20]. Inne wyniki uzyskali Stranzl i wsp. Chorzy, u których nie wy­kazano ekspresji białka FPGS mieli istotnie statystycznie lepszą skuteczność leczenia MTX niż pozostali (57/33%; p=0,005) [55]. Natomiast zwiększenie ekspresji GGH może się wiązać ze zmniejszeniem stężenia MTXPG w komórce, zwiększeniem wypływu MTX z komórki i zmniejszeniem toksyczności [37,48]. W latach 1999-2003 zidentyfikowano kilka polimorfizmów typu SNP w obrębie genu GGH, któ­re mogą mieć wpływ na aktywność GGH, m.in. -401C>T, -354G>T, -124T>G, +16T>C, +452C>T, i +1102A>G [7,24]. Ich znaczenie kliniczne na razie nie zostało jedno­znacznie ustalone. Polimorfizm typu SNP -401C>T w re­gionie promotora GGH, zwiększa ekspresję GGH i może wpływać na stężenie wewnątrzkomórkowego MTXPG [11,16]. W kilku pracach oceniano wpływ polimorfizmów GGH/FPGS na terapię MTX chorych na RZS. Wśród 226 chorych na RZS leczonych MTX w dawkach 5-25 mg/ty­dzień u chorych z genotypem GGH 401TT stwierdzono niż­sze stężenia MTXPG (p=0,002; OR=4,8) i mogło to mieć związek z opornością na MTX. Allel C wiązał się natomiast z mniejszą aktywnością GGH, a przez to wyższymi stęże­niami MTXPG [16,18]. Tym samym autorom nie udało się jednak potwierdzić tych wyników w kolejnym prospektyw­nym badaniu obejmującym jedynie 48 chorych na RZS [15].

Innym polimorfizmem zlokalizowanym w eksonie 5 genu GGH jest C452T, który zmniejsza aktywność katalityczną GGH i zwiększa akumulację długołańcuchowych MTXPG, co może mieć wpływ na skuteczność leczenia MTX [10]. Jednak van der Straaten i wsp. nie stwierdzili wpływu tego polimorfizmu na skuteczność i częstość występowa­nia działań niepożądanych w trakcie terapii MTX [60]. Polimorfizmy 16T>C i 91G>A były znajdowane u osób ze zwiększoną i zmniejszoną aktywnością enzymu [11].

Wydaje się, że bardziej istotny dla stężenia MTXPG jest stosunek aktywności GGH: FPGS niż aktywność poszcze­gólnych enzymów z osobna [50]. Wykazano, że akumula­cję MTXPG w komórkach białaczkowych można przewi­dzieć na podstawie stosunku aktywności FPGS:GGH [38]. Być może zwiększona ekspresja GGH powoduje kompen­sacyjne zmiany w biochemii komórki. Do zwiększenia od­powiedzi na MTX może się przyczyniać zwiększenie ak­tywności FPGS i RFC u osób ze zwiększoną aktywnością GGH. Innym wyjaśnieniem może być to, że zwiększona aktywność GGH nie powoduje oporności na MTX ponie­waż większość antyfolianów znajduje się w cytosolu i nie jest w stanie natknąć się na GGH będący w lizosomach. Jeżeli hydroliza MTXPG jest uwarunkowana wniknięciem do lizosomu, to wpływ GGH na stężenia MTX w cytoso­lu może być znikomy [13]. Van der Straaten i wsp. badali wpływ polimorfizmów genów FPGS (1994A>G, 114G>A, rs10106, rs10760502) i GGH (452C>T, 16T>C, rs11545078 i rs1800909) na skuteczność terapii i działania niepożądane u 352 chorych na RZS leczonych MTX. Wykazali jedynie, że osoby z allelem GGH 16C mają 2,9 razy większą szan­sę na redukcję DAS o ponad 1,2 w porównaniu z chorymi z genotypem TT [60]. Brak znaczenia polimorfizmów GGH 16T>C, GGH 452 C>T na efektywność terapii stwierdzo­no w kilku kolejnych pracach dotyczących chorych na RZS, zapalne choroby jelit i łuszczycę [26,53,64,66]. W prowa­dzonych przez nas badaniach ocenialiśmy jedynie polimor­fizm GGH C401T i także nie potwierdziliśmy wpływu tego polimorfizmu na skuteczność terapii. Natomiast wykazali­śmy częstsze występowanie działań niepożądanych w grupie chorych z genotypem GGH 401CC w porównaniu do GGH 401CT i 401TT, co mogło być związane z wyższymi stęże­niami MTXPG w komórkach [56].

DHFR – reduktaza dihydrofolianowa

DHFR bierze udział w początkowej redukcji folianów, a tak­że w przemianie dihydrofolianu (DHF) do tetrahydrofolianu (THF). MTX bezpośrednio hamuje działanie DHFR, co ma istotny wpływ na syntezę DNA. Polimorfizm 3′-UTR T721A może zwiększyć ekspresję DHFR i wpłynąć na skuteczność MTX. Badania populacji japońskiej wykazały, że inny po­limorfizm, jakim jest 3′-UTR C829T zwiększa aktywność enzymu i u osób z genotypem 829TT stwierdza się większą aktywność DHFR [22]. Wpływ na terapię MTX innych opi­sanych dotychczas polimorfizmów genu DHFR, takich jak 473G>A i 35289G>A, nie został jednoznacznie ustalony.

Syntaza tymidylanowa (TYMS)

Syntaza tymidylanowa (TYMS) jest jednym z podstawowych enzymów niezbędnych do syntezy DNA. Katalizuje ona mety­lację monofosforanu deoksyurydyny (dUMP) do monofosfo­ranu deoksytymidyny (dTMP), niezbędnego składnika kwasu dezoksyrybonukleinowego. MTX hamując aktywność syn­tazy tymidylanowej, przyczynia się do zmniejszenia puli fo­lianów i zahamowania proliferacji komórek. Nadmierna ak­tywność TYMS jest związana z opornością na różne leki np. 5FU, MTX oraz może się wiązać z gorszą prognozą m.in. w raku żołądka, jelita i sutka [40]. Dotychczas badane były trzy polimorfizmy w genie TYMS: zmienność liczby powtó­rzeń dwudziestoośmionukleotydowego obszaru w regionie promotorowym 5’UTR (najczęściej dwa lub trzy powtórze­nia – TYMS 2R/3R inaczej określany jako TSER *2/*3); za­miana G>C w dwunastym nukleotydzie w drugim powtó­rzeniu allelu 3R i delecja 6 par zasad w 3’UTR (3’UTR 6bp ins/del). W badaniach in vitro każdy z tych polimorfizmów wykazywał wpływ na aktywność TYMS. Obecność różnej liczby powtórzeń fragmentu 28-bp w regionie promotoro­wym (TSER) warunkuje różną aktywność TYMS. Opisano nawet do 9 powtórzeń tego fragmentu, ale najczęściej spoty­ka się dwa lub trzy powtórzenia. Ekspresja genu TYMS i ak­tywność enzymatyczna TYMS wzrasta wraz ze zwiększe­niem liczby powtórzonych sekwencji 28-bp. Częstość tych alleli w poszczególnych rasach jest różna, np. w rasie kau­kaskiej allel 2R występuje u 40%, a u Chińczyków u 18%. Natomiast jeszcze większą liczbę powtórzeń, która występuje jednak zdecydowanie rzadziej niż dwa i trzy powtórzenia spo­tyka się głównie w Afryce i Azji [39]. W badaniach in vitro wykazano, że z genów z dwoma powtórzeniami powstaje 3,6 razy mniej mRNA i białek niż z trzema powtórzeniami 28-bp. Może to wpływać na skuteczność i częstość działań nie­pożądanych w trakcie terapii MTX. Wcześniejsze badania wykazały gorszą odpowiedź na leczenie MTX i 5FU u cho­rych z trzema kopiami fragmentu 28bp [40,69]. Teoretycznie więc chorych z polimorfizmem TYMS3R powinna cecho­wać mniejsza skuteczność i powinni mieć mniej działań nie­pożądanych w trakcie terapii MTX. W odróżnieniu od ba­dań in vitro w badaniach klinicznych wyniki nie były już tak jednoznaczne. Ocena roli polimorfizmów TYMS na sku­teczność terapii i występowanie działań niepożądanych była różna w poszczególnych pracach (tab. 1). Trinh i wsp. wy­kazali w populacji chińskiej, że u homozygot 3R/3R obser­wowano wyższe stężenia homocysteiny i niższe stężenia fo­lianów w surowicy, zwłaszcza gdy dodatkowo stwierdzano niedobory folianów w diecie [58]. Teoretycznie chorzy z al­lelem 3R (głównie homozygoty) oraz z allelem 6-bp ins po­winni mieć mniej działań niepożądanych, głównie dotyczą­cych tkanek zbudowanych z szybko dzielących się komórek. Nie zostało to jednak potwierdzone we wszystkich pracach, co wskazuje na wpływ wielu innych czynników na wystąpie­nie działań niepożądanych. Dervieux i wsp. w pierwszym ba­daniu stwierdzili, że chorzy będący homozygotami z dwoma powtórzonymi sekwencjami lepiej odpowiadali na leczenie MTX, biorąc pod uwagę ocenę aktywności choroby określa­ną na VAS. Nie potwierdzili jednak tego w kolejnym prospek­tywnym badaniu [16,17]. Także reumatolodzy indyjscy bada­li wpływ polimorfizmów TYMS (2R/3R, 3′ UTR 6bp ins/del) i MTHFR (C677T i A1298C) u 34 chorych na RZS i 139 zdro­wych w populacji azjatyckiej. Nie wykazali wpływu tych po­limorfizmów na skuteczność leczenia i działania niepożąda­ne. Należy jednak zwrócić uwagę na małą grupę badanych chorych [21]. O ważnej roli tego polimorfizmu może jednak świadczyć konieczność stosowania większych dawek MTX u chorych homozygotycznych 3R/3R do osiągnięcia podob­nych efektów terapeutycznych [35]. Trudno jednak porów­nywać wyniki uzyskane w tej pracy z pracami europejskich autorów, gdyż w przypadku obu polimorfizmów genu TYMS częstość alleli jest inna w populacji japońskiej i kaukaskiej (P<0,0001). Ponadto, jako skuteczność terapii określano jedy­nie zmniejszenie stężeń CRP oraz dawkę MTX, która pozwa­lała na uzyskanie poprawy: powyżej lub poniżej 6 mg/tydzień.

Niedawno opisano kolejny polimorfizm typu SNP w ob­rębie TSER – TSER *3 G>C. Jest on umiejscowiony w 12 nukleotydzie drugiego powtórzenia allelu TSER*3. Allel cytozyny wiąże się 3-4 razy zmniejszoną ekspresją TYMS. U chorych z polimorfizmem TSER*3 i TSER*3G>C wy­kazano największe ryzyko działań niepożądanych i mniej­szą skuteczność leczenia 5FU [32]. Nie potwierdzono tego jednak w kolejnych pracach. Te różnice można wytłuma­czyć tym, że w badaniach była zastosowana różna meto­dologia, różne dawki leków, a chorzy byli na różnym eta­pie zaawansowania choroby [23,41].

Innym opisanym polimorfizmem dotyczącym TYMS jest delecja sześciu nukleotydów(6 bp) TTAAAG począwszy od nukleotydu 1494 w 3′-UTR (3′-UTR 6-bp delecja) [59].

Rola 3-UTR 6-bp delecji nie jest jeszcze ostatecznie zna­na, ale przypuszcza się, że może zmniejszać stabilność i ekspresję mRNA [42,59]. Japońscy badacze stwierdzi­li, że chorzy homozygotyczni pod względem delecji mają większą redukcję stężeń CRP w trakcie leczenia MTX [35].

W kilku pracach badano rolę polimorfizmów TYMS jedno­cześnie z wieloma innymi polimorfizmami mogącymi mieć wpływ na terapię MTX. Polimorfizmy TYMS nie miały istot­nego znaczenia w ocenie wystąpienia działań niepożądanych u chorych na RZS i spondyloartropatie. Autorzy tłumaczą to małą liczbą homozygot 2R, małymi dawkami MTX i wpły­wem innych polimorfizmów [47,57,70]. Weisman i wsp. wy­kazali jednak w badaniu grupy 214 chorych na RZS częst­sze występowanie łysienia u chorych z genotypem TYMS 2R/2R (p<0,01; OR=5,4) [65]. Odmienne wyniki ukazały się w niedawno opublikowanej pracy słoweńskich naukow­ców. Polimorfizm TYMS 3R/3R był związany z częstszym występowaniem hematologicznych działań niepożądanych (p=0,028, OR=2,95), ale nie wpływał na skuteczność terapii [2]. Ciekawe wyniki uzyskali także Campalani i wsp. w re­trospektywnej analizie 203 chorych na ŁZS leczonych MTX przez minimum 3 miesiące. Obecność allelu 3R w TYMS wiązała się z gorszą odpowiedzią na leczenie (OR=2,96; p=0,048). Natomiast obecność allelu RFC1 80A i TYMS 6bp del były związane z częstszym występowaniem działań nie­pożądanych (p=0,025), a jeżeli występowały oba allele jed­nocześnie RFC1 80A i TYMS 3-UTR6bp del, to ryzyko było jeszcze większe (OR=2,86; p=0,013) [4]. Przeciwne wyniki dotyczące skuteczności MTX uzyskano natomiast w pracy oceniającej wpływ polimorfizmów TYMS u 98 chorych na RZS rasy kaukaskiej. Badano wpływ 9 polimorfizmów w 7 genach. Dwie kombinacje alleli okazały się najlepsze jeże­li chodzi o skuteczność terapii – MTR2756A z RFC1 80A i MTR2756A z TYMS 3R i TYMS 6bp del. 70 na 72 chorych z tymi allelami dobrze odpowiedziało na leczenie w porów­naniu z 12 na 24 bez tych alleli (OR=35,0, p<0,0001). Także istotne statystycznie różnice wystąpiły w liczbie chorych, którzy uzyskali remisje (OR=3,4; p=0,04) [31].

Szlak adenozyny AICAR

MTX-PG hamuje enzym transformylazę ATIC, co prowa­dzi do wewnątrzkomórkowej akumulacji rybonukleotydu 5-aminoimidazolo-4-korboksyamidu (AICAR). AICAR i jego metabolity hamują dwa enzymy ważne w metaboli­zmie adenozyny: deaminazę adenozyny i deaminazę adeno­zynomonofosforanu (AMPD) powodując wewnątrzkomór­kową akumulację adenozyny i nukleotydów adeniny [14,67]. Innym enzymem, na który może mieć wpływ MTX i który wpływa na stężenia adenozyny jest pirofosfataza trifosforanu inozyny (ITPA). Polimorfizm AMPD1 34C>T powoduje po­wstanie enzymu AMPD o mniejszej aktywności. AMPD1 ka­talizuje konwersję adenozynomonofosforanu (AMP) do ino­zynomonofosforanu (IMP). Alternatywną przemianą AMP jest jego konwersja do adenozyny. W związku z tym niedo­bór AMPD1 może wzmagać uwalnianie adenozyny. ITPA katalizuje konwersję ITP do IMP, a jego niedobór może za­burzać równowagę między AMP i adenozyną [5]. Wessels i wsp. oceniali wpływ polimorfizmów enzymów biorących udział w szlaku przemiany adenozyny; AMPD1 34C>T, ATIC 347 C>G, ITPA 94C>A, MTR 2756A>G i MTRR 66A>G. Badanie obejmowało 205 chorych biorących udział w bada­niu BeSt. Występowanie alleli AMPD1 34T, ATIC 347 CC lub ITPA 94CC wiązało się z większą skutecznością leczenia MTX (odpowiednio OR=2,1; OR=2,5; OR=2,7) ocenianą za pomocą DAS28. Gdy występowały jednocześnie dwa lub trzy allele to szansa na dobrą odpowiedź leczenia MTX zwielo­krotniała się i przy trzech allelach OR wynosił 27,8. Wynik ten należy traktować z dużą ostrożnością, gdyż taka konste­lacja genów występowała tylko u 16 chorych (8%). Jedynie obecność allelu ATIC 347G była związana z dwukrotnie więk­szą częstością wystąpienia działań niepożądanych (OR=2,0) [67]. Weisman i wsp. wykazali częstsze występowanie dzia­łań niepożądanych głównie ze strony przewodu pokarmowe­go u osób z genotypem ATIC 347 GG [65]. Natomiast od­mienne wyniki dotyczące wpływu na skuteczność terapii uzyskali Dervieux i wsp., którzy stwierdzili, że obecność genotypu ATIC 347GG wiązała się z lepszą skutecznością terapii [15,18]. Hider i wsp. wykazali natomiast zwiększo­ną częstość działań niepożądanych głównie ze strony prze­wodu pokarmowego u chorych z polimorfizmami w zakre­sie receptora 2A dla adenozyny (ADORA2A) (p<0,03) [27].

Eliminacja z komórki

Gen ATP-binding cassette subfamily B member 1(ABCB1) dawniej zwany genem oporności wielolekowej (MDR1)

Produktem genu ABCB1 jest białko P-glikoproteina (P-gp) związane z błoną komórkową, które bierze udział w trans­porcie różnych leków, m.in. MTX, cyklosporyny A, takroli­musu, glikokortykosteroidów, beta-adrenolityków i opioidów z komórki. Odmienna ekspresja P-gp w błonach enterocy­tów, hepatocytów i nefrocytów poszczególnych chorych może wpływać na osobnicze różnice we wchłanianiu, dys­trybucji i eliminacji wielu substancji. Wykazano, że poli­morfizm genu ABCB1 wiąże się z aktywnością P-gp, co wpływa na transport przezbłonowy MTX [28]. Ilość P-gp w błonie komórkowej może się różnić u poszczególnych chorych nawet 2-8 razy. Zidentyfikowano co najmniej 15 SNP w obrębie genu ABCB1 i jednym z nich jest polimor­fizm 3435C>T. Polimorfizm C3435T nie zmienia sekwen­cji syntetyzowanego mRNA, ale zakłócając jego drugorzę­dową strukturę wpływa na zmniejszenie stabilności mRNA i przez to na aktywność P-gp. Częstość genotypu „typu dzi­kiego” CC w rasie kaukaskiej wynosi 26% i jest związana z większą ekspresją P-gp na powierzchni komórki w porów­naniu z osobami z genotypem CT i TT [12]. Zwiększona ekspresja P-gp może być przyczyną zmniejszenia skutecz­ności stosowanego leczenia. Na razie wyniki prac ocenia­jących czy polimorfizm w ABCB1 i/lub ekspresja P-gp mają wpływ na usuwanie MTX z komórki są kontrower­syjne [8,42]. W jednej z prac wykazano, że polimorfizmy 3435C >T i 2677G>T w ABCB1 mają wpływ na uwalnia­nie niektórych cytokin z komórek np. interferonu gamma, TNF-α, IL-2, IL-4 z komórek jednojądrowych pod wpły­wem MTX, co może wpłynąć na jego skuteczność [46].

Polimorfizmy genowe innych enzymów mogące wpływać na skuteczność i działania niepożądane w trakcie terapii MTX

Dehydrogenaza 5,10-metylenotetrahydrofolianowa (MTHFD1)

MTHFD1 bierze udział w oksydacji 5,10-metyleno for­mylotetrahydrofobianu do 10 formylotetrahydrofolianu, a jego polimorfizm może wpływać na aktywność enzymu [33]. 5,10-metylenoformylotetrahydrofolian i 10-formylo­tetrahydrofolian są istotnymi kofaktorami syntazy tymi­dylanowej i syntezy de novo puryn. Opisano zmianę G na A w pozycji 1958 genu MTHFD1, powodującą zastąpienie alaniny na glicynę w kodonie 653 [29]. Podejrzewa się, że ten polimorfizm może być odpowiedzialny za uszkodzenie cewy nerwowej, zwiększone ryzyko wystąpienia nowotwo­rów płuc i żołądka, zwiększenie częstości nawrotów bia­łaczki u dzieci, utratę ciąży, schizofrenię i migreny [34].

Hydroksymetylotransferaza serynowa (SHMT1)

Hydroksymetylotransferaza serynowa (SHMT1) katalizuje przemianę THF do 5,10-metylenoTHF. Polimorfizm C1420T może wpływać na aktywność enzymu i w ten sposób może oddziaływać na syntezę 5,10-metylenoTHF. Stwierdzono, że posiadacze genotypu 1420CC mają niższe stężenia fo­lianów w krwinkach czerwonych i w surowicy w porów­naniu z posiadaczami genotypu 1420 CT i TT [12,25].

Wpływ wielu polimorfizmów na efektywność terapii MTX

W najnowszych pracach dotyczących polimorfizmów ge­nów biorących udział w metabolizmie MTX coraz czę­ściej bierze się pod uwagę ocenę nie jednego polimorfi­zmu, ale jednoczesną ocenę wielu polimorfizmów. Autorzy tych prac próbują znaleźć profil genetyczny chorych, u któ­rych stwierdza się największą skuteczność leczenia i naj­mniejszą częstość występowania działań niepożądanych. W związku ze sprzecznymi wynikami prac dotyczących pojedynczych polimorfizmów oraz dużą liczbą enzymów zaangażowanych w metabolizm MTX, takie postępowanie wydaje się jak najbardziej uzasadnione.

Takatori i wsp. badali wpływ polimorfizmów RFC1 80G>A, ABCB1 3435C>T, ATIC 347 C>G i TYMS 6bp ins/del na skuteczność leczenia i działania niepożądane u 124 cho­rych na RZS. Jako kryterium oceny poprawy przyjęto daw­kę MTX. Gdy chorzy przyjmowali 6 mg lub mniej jeden raz w tygodniu, byli oni zaliczani do dobrze odpowiada­jących na leczenie, gdy więcej niż 6 mg do źle odpowia­dających. Autorzy pracy stwierdzili, że badane przez nich polimorfizmy nie mają wpływu na działania niepożądane. Natomiast chorzy z genotypem ABCB1 3435TT częściej źle odpowiadali na leczenie MTX w porównaniu do cho­rych z genotypem CC (OR=8,91, p=0,001) [57].

Ranganathan i wsp. w badaniu retrospektywnym ocenia­li 25 polimorfizmów typu SNP w sześciu genach ABCB1, ABCC1, ABCC2, FPGS, MRHFR i TYMS wśród chorych na RZS osób rasy kaukaskiej i Afroamerykanów. Wykazali oni, że cztery z badanych polimorfizmów były związane z działaniami niepożądanymi. ABCB1 1236C>T był zwią­zany z ogólnie większą toksycznością leku (p=0,013), ABCC2 1058 G>A z hepatotoksycznością (p=0,04) u Afroamerykanów, ABCC2 1249 G>A z działaniami nie­pożądanymi ze strony przewodu pokarmowego (p=0,009), a MTHFR 677C>T z łysieniem u Afroamerykanów [47].

Ciekawe wyniki uzyskali autorzy pracy, w której oceniali wpływ czterech polimorfizmów (MTHFR 677C>T, TYMS 2R/3R, ATIC 347C>G, SHMT 1420C>T) na występowa­nie działań niepożądanych u 214 chorych na RZS. Brali oni pod uwagę rodzaj, a także nasilenie działań niepożądanych. Konkretne polimorfizmy wiązały się z określonymi działania­mi niepożądanymi: ból głowy i senność częściej występowa­ły u chorych z genotypem MTHFR 677TT (p<0,01; OR=3,3) i SHMT 1420CC (OR=2,4; p<0,05), działania niepożądane ze strony przewodu pokarmowego u chorych z ATIC 347 GG (p<0,01; OR=3,0) natomiast łysienie, gdy obecne były genotypy TYMS 2R/2R i SHMT 1420CC (p<0,01; OR=5,6 i p<0,01; OR=3,2). Autorzy wprowadzili tzw. indeks toksyko­genetyczny, który wahał się od 0 do 3 w zależności od obec­ności polimorfizmów związanych z częstszymi działaniami niepożądanymi. Gdy łącznie występowały genotypy MTHFR 677TT, TYMS 2R/2R, ATIC 347GG i SHMT1 1420CC, to ryzyko działań niepożądanych wzrastało kilkakrotnie [65].

Dervieux i wsp. oceniali wpływ polimorfizmów w trzech genach (ATIC C347G, TYMS 2R/3R, RFC1 G80A) na skuteczność terapii MTX próbując określić „indeks far­makogenetyczny”. Analizując skuteczność terapii oce­nianą na wizualnej skali analogowej (VAS) wykazali, że osoby z układem homozygotycznym w co najmniej jed­nym z badanych genów miały 3,7 razy większą szansę na dobrą odpowiedź na leczenie [16,18]. Praca ta miała jed­nak pewne słabe punkty metodologiczne – odbyła się tyl­ko jedna wizyta, nie wiadomo jaka była aktywność choro­by na początku leczenia oraz oceniano jedynie 22 stawy. W kolejnej pracy oceniano ryzyko działań niepożądanych w małej grupie 48 chorych na RZS i analizowano u nich 9 polimorfizmów: RFC1 80G>A, GGH 401C>T, ATIC 347C>G, MTHFR 1298A>C, MTHFR 677C>T, MTRR 66A>G, MS 2756A>G, TYMS 2R/3R, i SHMT 1420C>T. Obecność pięciu genotypów: GGH 401CC, ATIC 347GG, MTHFR 1298AC/CC, MTRR 66GG, MS 2756AA wiązała się z częstszymi działaniami niepożądanymi, głównie neu­rologicznymi i ze strony przewodu pokarmowego. Autorzy opracowali indeks toksykogenetyczny w zależności od obecności tych pięciu genotypów. Za obecność każdego z nich przyznawany był 1 punkt. Im wyższa wartość in­deksu tym większe było ryzyko wystąpienia działań niepo­żądanych (p<0,001). Natomiast występowanie genotypów MTHFR 677TT (OR=22,2) i SHMT1 1420CT/TT (OR=7,4) wiązało się z gorszą odpowiedzią na leczenie. Inne poli­morfizmy nie miały wpływu na skuteczność leczenia [17].

Bohanec i wsp. oceniali wpływ 8 polimorfizmów (RFC1 A80G, ABCB1 G2677T>A/C i C3435T, MTHFR C677T i A1298C, TYMS 2R/3R, MS A2756G i MTRR A66G) na skuteczność terapii i działania niepożądane w trakcie lecze­nia MTX w grupie 213 chorych na RZS – 150 przyjmowało lek w monoterapii, a pozostali w terapiach kombinowanych. Chorzy z genotypami 677CT/TT mieli wyższe stężenia homocysteiny niż chorzy z genotypem 677CC (p=0,001). Obecność genotypów RFC1 80GG i ABCB1 3435TT zwięk­szała istotnie statystycznie ryzyko wszystkich działań nie­pożądanych (odpowiednio p=0,039, OR=3,574 i p=0,032, OR=7,801). Natomiast wśród chorych z genotypem MTHFR 1298CC wystąpiło istotnie mniej działań niepożądanych (p=0,027; OR=0,17). Genotyp RFC1 80GG był związa­ny z 15-krotnie większym ryzykiem zakażeń niż genoty­py RFC1 AA/AG (p=0,006). Posiadanie allelu MTRR 66 G wiązało się z mniejszą liczbą zaburzeń dermatologicznych (p=0,007; OR=0,191), a TYMS 3R/3R z częstszymi powikła­niami hematologicznymi (p=0,028; OR=2,95). Polimorfizmy RFC1 A80G, ABCB1 C3435T, MTHFR C677T i A1298C, TYMS 2R/3R, MS A2756G i MTRR A66G nie wpływały na skuteczność leczenia MTX. Autorzy nie stwierdzili także korelacji polimorfizmów z aktywnością choroby, wiekiem, płcią, czasem trwania choroby, czasem leczenia RZS oraz występowaniem czynnika reumatoidalnego [2].

Na podstawie dotychczas opublikowanych wyników prac trudno jednoznacznie stwierdzić, który z polimorfizmów odgrywa największą rolę i byłby dobrym czynnikiem pre­dykcyjnym do oceny skuteczności i ryzyka wystąpienia działań niepożądanych w trakcie terapii MTX. Brane pod uwagę są zarówno polimorfizmy genów białek enzymatycz­nych biorących udział w transporcie do i z komórki, w po­liglutaminacji MTX, w metabolizmie folianów oraz geny, których produkty mają wpływ na działanie MTX poprzez adenozynę. Porównywanie wyników prac jest bardzo trudne ze względu na to, że były przeprowadzane w różnych po­pulacjach, w ocenie skuteczności leku były brane pod uwa­gę różne kryteria, a chorzy byli leczeni różnymi dawkami MTX. Część badaczy oceniała łączną liczbę działań nie­pożądanych, natomiast inni analizowali poszczególne dzia­łania niepożądane oddzielnie. W opisywanych badaniach różna była także suplementacja kwasu foliowego, a w nie­których nie był on w ogóle stosowany. Różny był ponadto czas trwania choroby przed rozpoczęciem leczenia MTX.

W poszczególnych grupach etnicznych istnieje różna czę­stość występowania poszczególnych polimorfizmów (tab. 3). Jest to jedna z przyczyn, która utrudnia porównywanie wy­ników uzyskanych przez różnych autorów, zwłaszcza jeże­li nie określają oni precyzyjnie jakiej populacji dotyczy­ła praca. Różną częstością występowania poszczególnych polimorfizmów próbuje się między innymi tłumaczyć inne dawki stosowanego MTX w leczeniu RZS. W Europie i Ameryce stosowane dawki wahają się zazwyczaj od 15 do 25 mg/tydzień, a w Japonii 4-9 mg/tydzień.

Na podstawie metaanalizy 43 prac (14763 chorych) okre­ślono częstości polimorfizmów w zakresie MTHFR, TYMS w populacji Japończyków, Afroamerykanów, u osób rasy kaukaskiej, Chińczyków i Koreańczyków. Stwierdzono rzad­sze występowanie allelu MTHFR 677T u Afroamerykanów w stosunku do pozostałych, rzadsze występowanie TYMS 6bp del w rasie kaukaskiej i rzadszą obecność TYMS 3R u Afroamerykanów i u osób rasy kaukaskiej. Według tych autorów polimorfizm TYMS 3’UTR 6bp ins/del mógłby być głównym czynnikiem odpowiedzialnym za różnice w sku­teczności leczenia MTX w poszczególnych rasach i płciach [30]. Także Kumagai i wsp. wykazali różnice w częstości występowania polimorfizmów genów TYMS i MTHFR mię­dzy Japończykami i rasą kaukaską (tab. 3) [35].

Tabela 3. Częstość występowania genotypów RFC-1 G80A, TYMS2*/3*, TYMS 6 bp ins/del w różnych populacjach

Podsumowanie

Istnieje szansa, że w przyszłości dzięki indywidualizacji terapii będziemy mogli dostosowywać leczenie (rodzaj leku, dawka leku, droga podania) do danego molekularne­go podtypu choroby oraz genotypu chorego. Dalszy rozwój farmakogenetyki przyczyni się do poprawy skuteczności leczenia, minimalizacji działań niepożądanych i umożli­wi indywidualizację leczenia. Chorzy, u których wystę­pują niekorzystne haplotypy mogliby być leczeni innymi LMPCH lub mogłaby być stosowana u nich już od począt­ku terapia kombinowana, a w razie niepowodzenia lecze­nie biologiczne. Chorzy z określonym typem polimorfizmu wymagaliby częstszej kontroli reumatologicznej oceniają­cej skuteczność i bezpieczeństwo leczenia. Należy jednak pamiętać, że predyspozycje genetyczne są tylko jednym z czynników wpływających na różnice podczas farmako­terapii u poszczególnych chorych.

PIŚMIENNICTWO

[1] Berkun Y., Levartovsky D., Rubinow A., Orbach H., Aamar S., Grenader T., Abou Atta I., Mevorach D., Friedman G., Ben-Yehuda A.: Methotrexate related adverse effects in patients with rheumatoid arthritis are associated with the A1298C polymorphism of the MTHFR gene. Ann. Rheum. Dis., 2004; 63: 1227-1231
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Bohanec Grabar P., Logar D., Lestan B., Dolzan V.: Genetic determinants of methotrexate toxicity in rheumatoid arthritis patients: a study of polymorphisms affecting methotrexate transport and folate metabolism. Eur. J. Clin. Pharmacol., 2008; 64: 1057-1068
[PubMed]  

[3] Brzezińska A., Wińska P., Balińska M.: Cellular aspects of folate and antifolate membrane transport. Acta Biochim. Pol., 2000; 47: 735-749
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[4] Campalani E., Arenas M., Marinaki A.M., Lewis C.M., Barker J.N., Smith C.H.: Polymorphisms in folate, pyrimidine, and purine metabolism are associated with efficacy and toxicity of methotrexate in psoriasis. Polymorphisms in folate, pyrimidine, and purine metabolism are associated with efficacy and toxicity of methotrexate in psoriasis. J. Invest. Dermatol., 2007; 127: 1860-1867
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Cao H., Hegele R.A.: DNA polymorphisms in ITPA including basis of inosine triphosphatase deficiency. J. Hum. Genet., 2002; 47: 620-622
[PubMed]  

[6] Chango A., Emery-Fillon N., de Courcy G.P., Lambert D., Pfister M., Rosenblatt D.S., Nicolas J.P.: A polymorphism (80G->A) in the reduced folate carrier gene and its associations with folate status and homocysteinemia. Mol. Genet. Metab., 2000; 70: 310-315
[PubMed]  

[7] Chave K.J., Ryan T.J., Chmura S.E., Galivan J.: Identification of single nucleotide polymorphisms in the human gamma-glutamyl hydrolase gene and characterization of promoter polymorphisms. Gene, 2003; 13: 167-175
[PubMed]  

[8] Chen Z., Karaplis A.C., Ackerman S.L., Pogribny I.P., Melnyk S., Lussier-Cacan S., Chen M.F., Pai A., John S.W., Smith R.S., Bottiglieri T., Bagley P., Selhub J., Rudnicki M.A., James S.J., Rozen R.: Mice deficient in methylenetetrahydrofolate reductase exhibit hyperhomocysteinemia and decreased methylation capacity, with neuropathology and aortic lipid deposition. Hum. Mol. Genet., 2001; 10: 433-443
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Chen Z.S., Lee K., Walther S.: Analysis of methotrexate and folate transport by multidrug resistance protein 4 (ABCC4): MRP4 is a component of the methotrexate efflux system. Cancer Res., 2002; 62: 3144-3150
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Cheng Q., Cheng C., Crews K.R., Ribeiro R.C., Pui C.H., Relling M.V., Evans W.E.: Epigenetic regulation of human gamma-glutamyl hydrolase activity in acute lymphoblastic leukemia. Am. J. Hum. Genet., 2006; 79: 264-274
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[11] Cheng Q., Wu B., Kager L., Panetta J.C., Zheng J., Pui C.H., Relling M.V., Evans W.E.: A substrate specific functional polymorphism of human gamma-glutamyl hydrolase alters catalytic activity and methotrexate polyglutamate accumulation in acute lymphoblastic leukaemia cells. Pharmacogenetics, 2004; 14: 557-567
[PubMed]  

[12] Ciechanowicz A., Kokot F.: Genetyka molekularna w chorobach wewnętrznych. Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa 2008

[13] Cole P.D., Kamen B.A., Gorlick R., Banerjee D., Smith A.K., Magill E., Bertino J.R.: Effects of overexpression of gamma-glutamyl hydrolase on methotrexate metabolism and resistance. Cancer Res., 2001; 61: 4599-4604
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[14] Cronstein B.N.: Low-dose methotrexate: a mainstay in the treatment of rheumatoid arthritis. Pharmacol. Rev., 2005; 57: 163-172
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Dervieux T., Furst D., Lein D.O.: Pharmacogenetic and metabolite measurements are associated with clinical status in patients with rheumatoid arthritis treated with methotrexate: results of a multicentred cross sectional observational study. Ann. Rheum. Dis., 2005; 64: 1180-1185
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Dervieux T., Furst D., Lein D.O., Capps R., Smith K., Walsh M., Kremer J.: Polyglutamation of methotrexate with common polymorphisms in reduced folate carrier, aminoimidazole carboxamide ribonucleotide transformylase, and thymidylate synthase are associated with methotrexate effects in rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum., 2004; 50: 2766-2774
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Dervieux T., Greenstein N., Kremer J.: Pharmacogenomic and metabolic biomarkers in the folate pathway and their association with methotrexate effects during dosage escalation in rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum., 2006; 54: 3095-3103
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Dervieux T., Kremer J., Lein D.O., Capps R., Barham R., Meyer G., Smith K., Caldwell J., Furst D.E.: Contribution of common polymorphisms in reduced folate carrier and gamma-glutamylhydrolase to methotrexate polyglutamate levels in patients with rheumatoid arthritis. Pharmacogenetics, 2004; 14: 733-739
[PubMed]  

[19] Drozdzik M., Rudas T., Pawlik A., Gornik W., Kurzawski M., Herczynska M.: Reduced folate carrier-1 80G>A polymorphism affects methotrexate treatment outcome in rheumatoid arthritis. Pharmacogenomics J., 2007; 7: 404-407
[PubMed]  

[20] Galpin A.J., Schuetz J.D., Masson E., Yanishevski Y., Synold T.W., Barredo J.C., Pui C.H., Relling M.V., Evans W.E.: Differences in folylpolyglutamate synthetase and dihydrofolate reductase expression in human B-lineage versus T-lineage leukemic lymphoblasts: mechanisms for lineage differences in methotrexate polyglutamylation and cytotoxicity. Mol. Pharmacol., 1997; 52: 155-163
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Ghodke Y., Chopra A., Joshi K., Patwardhan B.: Are thymidylate synthase and methylene tetrahydrofolate reductase genes linked with methotrexate response (efficacy, toxicity) in Indian (Asian) rheumatoid arthritis patients? Clin. Rheumatol., 2008; 27: 787-789
[PubMed]  

[22] Goto Y., Yue L., Yokoi A., Uehara T., Koizumi S., Saikawa Y.: A novel single-nucleotide polymorphism in the 3′-untranslated region of the human dihydrofolate reductase gene with enhanced expression. Clin. Cancer Res., 2001; 7: 1952-1956
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[23] Gusella M., Padrini R.: G>C SNP of thymidylate synthase with respect to colorectal cancer. Pharmacogenomics, 2007; 8: 985-996
[PubMed]  

[24] Hayashi H., Fujimaki C., Inoue K., Suzuki T., Itoh K.: Genetic polymorphism of C452T (T127I) in human gamma-glutamyl hydrolase in a Japanese population. Biol. Pharm. Bull., 2007; 30: 839-841
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[25] Heil S.G., Van der Put N.M., Waas E.T., den Heijer M., Trijbels F.J., Blom H.J.: Is mutated serine hydroxymethyltransferase (SHMT) involved in the etiology of neural tube defects? Mol. Genet. Metab., 2001; 73: 164-172
[PubMed]  

[26] Herrlinger K.R., Cummings J.R., Barnardo M.C., Schwab M., Ahmad T., Jewell D.P.: The pharmacogenetics of methotrexate in inflammatory bowel disease. Pharmacogenet. Genomics, 2005; 15: 705-711
[PubMed]  

[27] Hider S.L., Mack L.F., Armstrong D.J., Shadforth M.F., Bruce I.N., Thomson W.: Single nucleotide polymorphisms within adenosine receptor A2a are associated with gastrointestinal (GI) adverse events on MTX therapy. Rheumatology, 2006, 45: i104

[28] Hoffmeyer S., Burk O., von Richter O., Arnold H.P., Brockmöller J., Johne A., Cascorbi I., Gerloff T., Roots I., Eichelbaum M., Brinkmann U.: Functional polymorphisms of the human multidrug-resistance gene: multiple sequence variations and correlation of one allele with P-glycoprotein expression and activity in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000; 97: 3473-3478
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Hol F.A., van der Put N.M., Geurds M.P., Heil S.G., Trijbels F.J., Harnel B.C., Mariman E.C., Blom H.J.: Molecular genetic analysis of the gene encoding the trifunctional enzyme MTHFD (methylenetetrahydrofolate-dehydrogenase, methenyltetrahydrofolate-cyclohydrolase, formyltetrahydrofolate synthetase) in patients with neural tube defects. Clin. Genet., 1998; 53: 119-125
[PubMed]  

[30] Inoue S., Hashiguchi M., Chiyoda T., Sunami Y., Tanaka T., Mochizuki M.: Pharmacogenetic study of methylenetetrahydrofolate reductase and thymidylate synthase in Japanese and assessment of ethnic and gender differences. Pharmacogenomics, 2007; 8: 41-47
[PubMed]  

[31] James H.M., Gillis D., Hissaria P., Lester S., Somogyi A.A., Cleland L.G., Proudman S.M.: Common polymorphisms in the folate pathway predict efficacy of combination regimens containing methotrexate and sulfasalazine in early rheumatoid arthritis. J. Rheumatol., 2008; 35: 562-571
[PubMed]  

[32] Kawakami K., Watanabe G.: Identification and functional analysis of single nucleotide polymorphism in the tandem repeat sequence of thymidylate synthase gene. Cancer Res., 2003; 15: 6004-6007
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Krajinovic M.: MTHFD1 gene: role in disease susceptibility and pharmacogenetics. Pharmacogenomics, 2008; 9: 829-832
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Krajinovic M., Lemieux-Blanchard E., Chiasson S., Primeau M., Costea I., Moghrabi A.: Role of polymorphisms in MTHFR and MTHFD1 genes in the outcome of childhood acute lymphoblastic leukemia. Pharmacogenomics J., 2004; 4: 66-72
[PubMed]  

[35] Kumagai K., Hiyama K., Oyama T., Maeda H., Kohno N.: Polymorphisms in the thymidylate synthase and methylenetetrahydrofolate reductase genes and sensitivity to the low-dose methotrexate therapy in patients with rheumatoid arthritis. Int. J. Mol. Med., 2003; 11: 593-600
[PubMed]  

[36] Laverdiere C., Chiasson S., Costea I., Moghrabi A., Krajinovic M.: Polymorphism G80A in the reduced folate carrier gene and its relationship to methotrexate plasma levels and outcome of childhood acute lymphoblastic leukemia. Blood, 2002; 100: 3832-3834
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Li W.W., Waltham M., Tong W., Schweitzer B.I., Bertino J.R.: Increased activity of gamma-glutamyl hydrolase in human sarcoma cell lines: a novel mechanism of intrinsic resistance to methotrexate (MTX). Adv. Exp. Med. Biol., 1993; 338: 635-638
[PubMed]  

[38] Longo G.S., Gorlick R., Tong W.P., Ercikan E., Bertino J.R.: Disparate affinities of antifolates for folylpolyglutamate synthetase from human leukemia cells. Blood, 1997; 90: 1241-1245
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Luo H.R., Lü X.M., Yao Y.G., Horie N., Takeishi K., Jorde L.B., Zhang Y.P.: Length polymorphism of thymidylate synthase regulatory region in Chinese populations and evolution of the novel alleles. Biochem. Genet., 2002; 40: 41-51
[PubMed]  

[40] Marsh S.: Thymidylate synthase pharmacogenetics. Invest. New Drugs, 2005; 23: 533-537
[PubMed]  

[41] Marsh S., McKay J.A., Cassidy J., McLeod H.L.: Polymorphism in the thymidylate synthase promoter enhancer region in colorectal cancer. Int. J. Oncol., 2001; 19: 383-386
[PubMed]  

[42] Merkelbach-Bruse S., Hans V., Mathiak M., Sanguedolce R., Alessandro R., Rüschoff J., Büttner R., Houshdaran F., Gullotti L.: Associations between polymorphisms in the thymidylate synthase gene, the expression of thymidylate synthase mRNA and the microsatellite instability phenotype of colorectal cancer. Oncol. Rep., 2004; 11: 839-843
[PubMed]  

[43] Montesinos M.C., Takedachi M., Thompson L.F., Wilder T.F., Fernández P., Cronstein B.N.: The antiinflammatory mechanism of methotrexate depends on extracellular conversion of adenine nucleotides to adenosine by ecto-5′-nucleotidase: findings in a study of ecto-5′-nucleotidase gene-deficient mice. Arthritis Rheum., 2007; 56: 1440-1445
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] Nakashima-Matsushita N., Homma T., Yu S., Matsuda T., Sunahara N., Nakamura T., Tsukano M., Ratnam M., Matsuyama T.: Selective expression of folate receptor beta and its possible role in methotrexate transport in synovial macrophages from patients with rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum., 1999; 42: 1609-1616
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[45] Panetta J.C., Wall A., Pui C.H., Relling M.V., Evans W.E.: Methotrexate intracellular disposition in acute lymphoblastic leukemia: a mathematical model of gamma-glutamyl hydrolase activity. Clin. Cancer Res., 2002; 8: 2423-2429
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Pawlik A., Baskiewicz-Masiuk M., Machalinski B., Kurzawski M., Gawronska-Szklarz B.: Involvement of C3435T and G2677T multidrug resistance gene polymorphisms in release of cytokines from peripheral blood mononuclear cells treated with methotrexate and dexamethasone. Eur. J. Pharmacol., 2005, 28: 27-36
[PubMed]  

[47] Ranganathan P., Culverhouse R., Marsh S., Mody A., Scott-Horton T.J., Brasington R., Joseph A., Reddy V., Eisen S., McLeod H.L.: Methotrexate (MTX) pathway gene polymorphisms and their effects on MTX toxicity in Caucasian and African American patients with rheumatoid arthritis. J. Rheumatol., 2008; 35: 572-579
[PubMed]  

[48] Rhee M.S., Wang Y., Nair M.G., Galivan J.: Acquisition of resistance to antifolates caused by enhanced gamma-glutamyl hydrolase activity. Cancer Res., 1993; 15: 2227-2230
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[49] Rothem L., Ifergan I., Kaufman Y., Priest D.G., Jansen G., Assaraf Y.G.: Resistance to multiple novel antifolates is mediated via defective drug transport resulting from clustered mutations in the reduced folate carrier gene in human leukaemia cell lines. Biochem. J., 2002; 367: 741-750
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Rots M.G., Pieters R., Peters G.J., Noordhuis P., van Zantwijk C.H., Kaspers G.J., Hählen K., Creutzig U., Veerman A.J., Jansen G.: Role of folylpolyglutamate synthetase and folylpolyglutamate hydrolase in methotrexate accumulation and polyglutamylation in childhood leukemia. Blood, 1999; 93: 1677-1683
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Saag K.G., Teng G.G., Patkar N.M., Anuntiyo J., Finney C., Curtis J.R., Paulus H.E., Mudano A., Pisu M., Elkins-Melton M., Outman R., Allison J.J., Suarez Almazor M., Bridges S.L. Jr, Chatham W.W., Hochberg M., MacLean C., Mikuls T., Moreland L.W., O’Dell J., Turkiewicz A.M., Furst D.E., American College of Rheumatology: American College of Rheumatology 2008 recommendations for the use of nonbiologic and biologic disease-modifying antirheumatic drugs in rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum., 2008; 59: 762-784
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[52] Schneider E., Ryan T.J.: Gamma-glutamyl hydrolase and drug resistance. Clin. Chim. Acta, 2006; 374: 25-32
[PubMed]  

[53] Sharma S., Das M., Kumar A., Marwaha V., Shankar S., Aneja R., Grover R., Arya V., Dhir V., Gupta R., Kumar U., Juyal R.C.: Interaction of genes from influx-metabolism-efflux pathway and their influence on methotrexate efficacy in rheumatoid arthritis patients among Indians. Pharmacogenet. Genomics., 2008; 18: 1041-1049
[PubMed]  

[54] Stamp L., Roberts R., Kennedy M., Barclay M., O’Donnell J., Chapman P.: The use of low dose methotrexate in rheumatoid arthritis – are we entering a new era of therapeutic drug monitoring and pharmacogenomics? Biomed. Pharmacother., 2006; 60: 678-687
[PubMed]  

[55] Stranzl T., Wolf J., Leeb B.F., Smolen J.S., Pirker R., Filipits M.: Expression of folylpolyglutamyl synthetase predicts poor response to methotrexate therapy in patients with rheumatoid arthritis. Clin. Exp. Rheumatol., 2003; 2: 27-32
[PubMed]  

[56] Świerkot J., Ślezak R., Karpinski P., Pawlowska J., Noga L.: Is toxicity of methotrexate in rheumatoid arthritis associated with single-nucleotide polymorphisms in genes coding for folate pathway enzymes? Ann. Rheum. Dis., 2009; 68 (suppl.3): 588

[57] Takatori R., Takahashi K.A., Tokunaga D., Hojo T., Fujioka M., Asano T., Hirata T., Kawahito Y., Satomi Y., Nishino H., Tanaka T., Hirota Y., Kubo T.: ABCB1 C3435T polymorphism influences methotrexate sensitivity in rheumatoid arthritis patients. Clin. Exp. Rheumatol., 2006; 24: 546-554
[PubMed]  

[58] Trinh B.N., Ong C.N., Coetzee G.A., Yu M.C., Laird P.W.: Thymidylate synthase: a novel genetic determinant of plasma homocysteine and folate levels. Hum. Genet., 2002; 111: 299-302
[PubMed]  

[59] Ulrich C.M., Bigler J., Velicer C.M., Greene E.A., Farin F.M., Potter J.D.: Searching expressed sequence tag databases: discovery and confirmation of a common polymorphism in the thymidylate synthase gene. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev., 2000; 9: 1381-1385
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[60] van der Straaten R., Wessels J.A., de Vries-Bouwstra J.K.: Exploratory analysis of four polymorphisms in human GGH and FPGS genes and their effect in methotrexate-treated rheumatoid arthritis patients. Pharmacogenomics, 2007; 8: 141-150
[PubMed]  

[61] van Ede A.E., Laan R.F., Blom H.J., De Abreu R.A., van de Putte L.B.: Methotrexate in rheumatoid arthritis: an update with focus on mechanisms involved in toxicity. Semin. Arthritis Rheum., 1998; 27: 277-292
[PubMed]  

[62] Visser K., Katchamart W., Loza E., Martinez-Lopez J.A., Salliot C., Trudeau J., Bombardier C., Carmona L., van der Heijde D., Bijlsma J.W., Boumpas D.T., Canhao H., Edwards C.J., Hamuryudan V., Kvien T.K., Leeb B.F., Martín-Mola E.M., Mielants H., Müller-Ladner U., Murphy G., Ostergaard M., Pereira I.A., Ramos-Remus C., Valentini G., Zochling J., Dougados M.: Multinational evidence-based recommendations for the use of methotrexate in rheumatic disorders with a focus on rheumatoid arthritis: integrating systematic literature research and expert opinion of a broad international panel of rheumatologists in the 3E Initiative. Ann. Rheum. Dis., 2009; 68: 1086-1093
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[63] Volk E.L., Farley K.M., Wu Y., Li F., Robey R.W., Schneider E.: Overexpression of wild-type breast cancer resistance protein mediates methotrexate resistance. Cancer Res., 2002; 62: 5035-5040
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[64] Warren R.B., Smith R.L., Campalani E., Eyre S., Smith C.H., Barker J.N., Worthington J., Griffiths C.E.: Outcomes of methotrexate therapy for psoriasis and relationship to genetic polymorphisms. Br. J. Dermatol., 2009; 160: 438-441
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Weisman M.H., Furst D.E., Park G.S., Kremer J.M., Smith K.M., Wallace D.J., Caldwell J.R., Dervieux T.: Risk genotypes in folate-dependent enzymes and their association with methotrexate-related side effects in rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum., 2006; 54: 607-612
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[66] Wessels J.A., de Vries-Bouwstra J.K., Heijmans B.T., Slagboom P.E., Goekoop-Ruiterman Y.P., Allaart C.F., Kerstens P.J., van Zeben D., Breedveld F.C., Dijkmans B.A., Huizinga T.W., Guchelaar H.J.: Efficacy and toxicity of methotrexate in early rheumatoid arthritis are associated with single-nucleotide polymorphisms in genes coding for folate pathway enzymes. Arthritis Rheum., 2006; 54: 1087-1095
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[67] Wessels J.A., Kooloos W.M., De Jonge R., De Vries-Bouwstra J.K., Allaart C.F., Linssen A., Collee G., De Sonnaville P., Lindemans J., Huizinga T.W., Guchelaar H.J.: Relationship between genetic variants in the adenosine pathway and outcome of methotrexate treatment in patients with recent-onset rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum. 2006; 54: 2830-2839
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[68] Whetstine J.R., Witt T.L., Matherly L.H.: The human reduced folate carrier gene is regulated by the AP2 and sp1 transcription factor families and a functional 61-base pair polymorphism. J. Biol. Chem., 2002; 277: 43873-43880
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Yawata A., Kim S.R., Miyajima A., Kubo T., Ishida S., Saito Y., Nakajima Y., Katori N., Matsumoto Y., Fukuoka M., Ohno Y., Ozawa S., Sawada J.: Polymorphic tandem repeat sequences of the thymidylate synthase gene correlates with cellular-based sensitivity to fluoropyrimidine antitumor agents. Cancer Chemother. Pharmacol., 2005; 56: 465-472
[PubMed]  

[70] Zeng Q.Y., Wang Y.K., Xiao Z.Y., Chen S.B.: Pharmacogenetic study of 5,10-methylenetetrahydrofolate reductase C677T and thymidylate synthase 3R/2R gene polymorphisms and methotrexate-related toxicity in Chinese Han patients with inflammatory arthritis. Ann. Rheum. Dis., 2008; 67: 1193-1194
[PubMed]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu