Streszczenie

Proinsulinowy peptyd C, wydzielany w równomolowych ilościach z insuliną przez komórki β trzustki, od chwili odkrycia w 1967 r. był uważany za cząsteczkę pozbawioną funkcji biologicz­nych z wyjątkiem umożliwienia tworzenia wiązań disiarczkowych pomiędzy łańcuchami A i B w procesie syntezy aktywnej cząsteczki insuliny. Jednak badania ostatnich dwóch dekad wyka­zały istotną rolę peptydu C w regulacji wielu procesów w różnych typach komórek i organów. Jak dotąd nie wiadomo, czy peptyd C działa za pośrednictwem receptora sprzężonego z białkiem G, czy bezpośrednio – po wniknięciu do komórek. Dotychczas nie udało się zidentyfikować recep­tora wiążącego ten peptyd. Peptyd C zmniejsza zmiany patologiczne wywołane przez cukrzycę typu 1, takie jak hiperfiltracja kłębuszkowa, stan zapalny śródbłonka naczyń czy demielinizacja neuronów. U chorych na cukrzycę oraz modelowych zwierząt cukrzycowych, podawanie pepty­du C w fizjologicznych stężeniach wpływa na poprawę funkcjonalnych i strukturalnych właści­wości nerwów obwodowych, a także ochrania przed indukowaną przez hiperglikemię apoptozą i stymuluje proliferację komórek nerwowych. Ponadto peptyd C wpływa na syntezę glikogenu w mięśniach, a w doświadczeniach in vitro powoduje dezagregację oligomerów insuliny, zwięk­szając w ten sposób potencjalnie jej biodostępność w organizmie i potęgując efekty działania in­suliny na metabolizm. W ostatnich latach pojawiło się wiele kontrowersyjnych doniesień doty­czących biologicznej roli peptydu C, a zwłaszcza jego działania na aktywność ATP-azy zależnej od jonów sodu i potasu. Podwyższone stężenie peptydu C u pacjentów z cukrzycą typu 2 przy­czynia się jednak do rozwoju miażdżycy naczyń krwionośnych. Dlatego potrzebne są długotrwa­łe badania kliniczne dotyczące działania peptydu C w dawkach fizjologicznych, by jego stosowa­nie w terapii było bezpieczne.

Słowa kluczowe:peptyd C • insulina • cukrzyca • metabolizm • białko G • internalizacja

Summary

Proinsulin C-peptide, released in equimolar amounts with insulin by pancreatic β cells, since its discovery in 1967 has been thought to be devoid of biological functions apart from correct insu­lin processing and formation of disulfide bonds between A and B chains. However, in the last two decades research has brought a substantial amount of data indicating a crucial role of C-peptide in regulating various processes in different types of cells and organs. C-peptide acts presumably via either G-protein-coupled receptor or directly inside the cell, after being internalized. However, a receptor binding this peptide has not been identified yet. This peptide ameliorates pathological changes induced by type 1 diabetes mellitus, including glomerular hyperfiltration, vessel endothe­lium inflammation and neuron demyelinization. In diabetic patients and diabetic animal models, C-peptide substitution in physiological doses improves the functional and structural properties of peripheral neurons and protects against hyperglycemia-induced apoptosis, promoting neuro­nal development, regeneration and cell survival. Moreover, it affects glycogen synthesis in ske­letal muscles. In vitro C-peptide promotes disaggregation of insulin oligomers, thus enhancing its bioavailability and effects on metabolism. There are controversies concerning the biological action of C-peptide, particularly with respect to its effect on Na⁺/K⁺-ATPase activity. Surprisingly, the excess of circulating peptide associated with diabetes type 2 contributes to atherosclerosis development. In view of these observations, long-term, large-scale clinical investigations using C-peptide physiological doses need to be conducted in order to determine safety and health out­comes of long-term administration of C-peptide to diabetic patients.

Key words:C-peptide • insulin • diabetes • metabolism • G protein • internalization

Wykaz skrótów:

CDK – kinaza zależna od cyklin; COX – cyklooksygenaza; CPR – immunoreaktywny peptyd C; eNOS – śródbłonkowa syntaza tlenku azotu; ERK 1/2 – kinaza kinazy MAP regulowana przez sygnały zewnątrzkomórkowe 1/2; FCS – spektroskopia korelacji fluorescencji; GS – syntaza glikogenowa; GSK3 – kinaza syntazy glikogenowej; IGF – insulinopodobny czynnik wzrostu; IL-8 – interleukina 8; IR – receptor insulinowy; IRS-1 – substrat receptora insulinowego 1; JNK – kinaza N-końca białka c-jun; MALDI – desorpcja laserowa z udziałem matrycy; MAPK – kinaza białkowa aktywowana mitogenami; MCP-1 – białko będące chemoatraktantem monocytów; MLC – łańcuch lekki miozyny; Na⁺K⁺-ATP-aza – ATP-aza zależna od jonów sodu i potasu; NF-κB – czynnik jądrowy κB; PAK – kinaza aktywowana przez białko p21; PI3K – 3-kinaza fosfatydyloinozytolowa; PKC – kinaza białkowa C; PP1 – fosfataza białkowa 1; PPAR – receptor aktywowany przez proliferatory peroksysomów; RAGE – receptor wiążący końcowe produkty glikacji białek; ROCK – kinaza białkowa związana z białkami Rho; Rsk – rybosomalna kinaza S6; SPR – powierzchniowy rezonans plazmonowy; Src-PTK – białkowa kinaza tyrozynowa Src; TGF-β1 – transformujący czynnik wzrostu β1; TNF-α – czynnik martwicy nowotworów α; TOF – analizator czasu przelotu; VCAM-1 – czynnik adhezyjny komórek śródbłonka 1; VSMC – komórki mięśni gładkich naczyń.

Wprowadzenie

Proinsulinowy peptyd C, zawierający w zależności od gatunku 26-31 aminokwasów [57,70,76,77] (tab. 1), jest uwalniany w trakcie proteolitycznej obróbki proinsuli­ny, zachodzącej z udziałem prokonwertaz 1 i 2 oraz kar­boksypeptydazy E w pęcherzykach sekrecyjnych aparatu Golgiego komórek b trzustki [10]. Jest to peptyd o cha­rakterze kwasowym, zawierający w zależności od gatun­ku 5-7 kwaśnych aminokwasów. Najsilniej konserwowa­ny ewolucyjnie jest C-końcowy pentapeptyd, w obrębie którego aminokwasy w pozycji C-1 (E) oraz C-5 (Q) są identyczne u większości ssaków [77] (tab. 1). Peptyd C stabilizuje łańcuchy A i B w cząsteczce proinsuliny, dzię­ki czemu możliwe jest tworzenie między nimi wiązań di­siarczkowych [9]. Peptyd C tworzy struktury drugorzędo­we w postaci zwrotów w części środkowej oraz na C-końcu cząsteczki [45]. Od chwili odkrycia peptydu C w 1967 r., przez długi czas uważano, że nie odgrywa znaczącej roli fizjologicznej w organizmie człowieka. W ostatnich la­tach pojawiły się prace wskazujące na istotną rolę pepty­du C w funkcjonowaniu organizmu [24,29,44,59,81,84]. Jednak mechanizm działania proinsulinowego peptydu C pozostaje nadal do końca niewyjaśniony.

Tabela 1. Sekwencja aminokwasowa proinsulinowego peptydu C u różnych gatunków

Na podstawie [70,76], zmodyfikowano.

W pracy omówiono badania dotyczące działania peptydu C na procesy zachodzące w różnych komórkach organizmu oraz zwrócono uwagę zarówno na korzystne jak i szkodli­we efekty działania peptydu C do rozważenia w przypad­ku jego potencjalnego zastosowania w terapii cukrzycy.

Potencjalne drogi działania peptydu C

Wiadomo, że peptyd C wiąże się z błonami komórek β wysp Langerhansa trzustki szczura [15], a także komórek kanali­ków kory nerki, fibroblastów skóry oraz komórek śródbłon­ka naczyń krwionośnych [60]. Badania z zastosowaniem spektroskopii korelacji fluorescencji (FCS – fluorescence correlation spectroscopy) wykazały, że wysycenie w 50% miejsc wiązania peptydu C na powierzchni komórek kanali­ków kory nerki występuje w obecności 0,3 nM stężenia tego peptydu, natomiast pełne wysycenie – w stężeniu 0,9 nM (tj. odpowiadającemu w przybliżeniu jego fizjologicznemu stężeniu we krwi). Do jednej komórki może się związać maksymalnie 1000-1500 cząsteczek peptydu. Jest interesu­jące, że 5-aminokwasowy C-końcowy fragment peptydu C (EGSLQ) może wypierać związany z błonami znakowany rodaminą peptyd w takim samym stopniu, jak peptyd o na­turalnej długości, co dowodzi, że C-końcowy pentapeptyd jest istotny w oddziaływaniach peptydu z miejscami jego wiązania w błonie. Właściwości takich nie wykazuje pep­tyd o tej samej sekwencji, ale złożony z D-aminokwasów oraz peptyd składający się z L-aminokwasów wchodzą­cych w skład peptydu C, ale ułożonych w przypadkowej kolejności. Insulina oraz insulinopodobny czynnik wzro­stu (IGF) I lub II również nie wpływają na wiązanie pep­tydu C do błon komórkowych [60]. Badania z użyciem po­wierzchniowego rezonansu plazmonowego (SPR – surface plasmon resonance) wykazały, że peptyd C nie wiąże się ani z receptorem insulinowym (IR), ani z receptorem wią­żącym IGF-I [22]. Wiadomo jednak, że w wiązaniu pep­tydu C z błoną komórkową najważniejszy jest kwas glu­taminowy w pozycji 27 [57].

Toksyna krztuścowa, powodująca ADP-rybozylację pod­jednostki α białek G, hamuje wiązanie peptydu C z błoną komórkową [60]. Nasuwa się więc przypuszczenie, że pep­tyd C wiąże się z receptorem sprzężonym z białkami G i za jego pośrednictwem oddziałuje na procesy wewnątrzko­mórkowe. Jednak dotąd nie udało się zidentyfikować tego receptora. Próby z zastosowaniem biblioteki ekspresyjnej fibroblastów płuc, jak i koimmunoprecypitacji połączo­nej ze spektrometrią mas MALDI-TOF dały również wy­niki negatywne [43]. Natomiast badania z zastosowaniem SPR wykazały, że peptyd C wiąże się z czterema białkami wewnątrzkomórkowymi występującymi w lizacie komó­rek linii HEK-293: łańcuchem a-spektryny, kinazą łańcu­cha lekkiego miozyny, kinazą serynową zależną od jonów wapnia i kalmoduliny oraz keratyną typu II [39].

Peptyd C może wnikać do wnętrza komórek. Po kilku­dziesięciu minutach od podania zlokalizowano go za­równo w cytoplazmie, jak i jądrze komórkowym komó­rek HEK-293 i 3T3. Transport peptydu C do komórek jest w znacznym stopniu hamowany przez wcześniejsze po­danie toksyny krztuścowej. Także obniżenie temperatu­ry do 4°C powoduje znaczny spadek wewnątrzkomórko­wego stężenia peptydu. To pozwoliło wysnuć hipotezę, że peptyd C nie przenika bezpośrednio przez błonę, ale jest pobierany przez komórki w zależnym od energii procesie endocytozy [39]. Co więcej, internalizacja peptydu C do komórek śródbłonka oraz mięśni gładkich naczyń krwio­nośnych wydaje się odbywać za pośrednictwem endocyto­zy zależnej od receptora, a jego lokalizacja w komórce po­krywa się początkowo z występowaniem białka RAB5A, charakterystycznego dla wczesnych endosomów, a później także z umiejscowieniem białka Lamp1 w lizosomach, w których peptyd C ulega degradacji [42]. Na potwierdze­nie tej hipotezy przemawia zmniejszone wnikanie pepty­du C do komórek śródbłonka oraz mięśni gładkich naczyń w obecności związków chemicznych zaburzających endo­cytozę: monodansylokadaweryny (blokującej endocytozę) oraz nokodazolu (powodującego depolimeryzację mikrotu­bul). Ze względu na to, że endosomy oddziałują w komór­ce z określonymi strukturami, endocytoza włącza peptyd C w sieć wewnątrzkomórkowej komunikacji, tym samym umożliwiając pełnienie przez niego funkcji efektorowych bezpośrednio wewnątrz komórki [42]. Po wniknięciu do jądra peptyd C umiejscawia się w jąderkach, gdzie wiąże się z histonem H4 i przyspiesza acetylację lizyny w pozy­cji 16 łańcucha polipeptydowego, zmniejszając tym samym siłę jego oddziaływania z resztami fosforanowymi w czą­steczce DNA. Prowadzi to do rozluźnienia struktury chro­matyny w pobliżu rejonu promotorowego genów kodują­cych rybosomalny RNA, zwiększając jego dostępność dla czynników transkrypcyjnych i prowadząc do zwiększenia ekspresji genów [40].

W warunkach in vitro insulina występuje w formie mono­merów oraz oligomerów [30]. Badania z zastosowaniem tzw. pętli insulinowej wykazały, że peptyd C podawa­ny pacjentom z cukrzycą typu 1 wraz z insuliną zwięk­sza o 66% ilość glukozy wykorzystywanej przez orga­nizm. Jest to prawdopodobnie spowodowane zwiększoną biodostępnością insuliny, ponieważ in vitro peptyd C po­woduje dezagregację oligomerów tworzonych przez czą­steczki insuliny [63]. Za wiązanie do insuliny odpowiada N-końcowy fragment peptydu C, a zwłaszcza glutaminian w pozycji 11 [50].

Znaczenie peptydu C w regulacji aktywności Na⁺K⁺-ATP-azy w różnych komórkach i tkankach

ATP-aza zależna od jonów sodu i potasu (Na⁺K⁺-ATP-aza) jest enzymem powszechnie występującym w błonach ko­mórkowych. Jej zadaniem jest transport aktywny jonów sodu i potasu w przeciwnych kierunkach przez błonę ko­mórkową z wykorzystaniem energii pochodzącej z hydrolizy ATP [23]. Indukowane rozwojem cukrzycy zmiany aktyw­ności Na⁺K⁺-ATP-azy, prowadzą do nefropatii, neuropatii oraz zaburzeń w funkcjonowaniu erytrocytów. Po 6 tygo­dniach od wywołania cukrzycy typu 1, u szczurów rośnie aktywność Na⁺K⁺-ATP-azy w pętli Henlego nerek, nato­miast wraz z postępem choroby, po kolejnych 6 tygodniach, jej aktywność spada poniżej wartości kontrolnych [74]. Zanotowano także spadek aktywności Na⁺K⁺-ATP-azy w nerkach, erytrocytach oraz nerwach obwodowych szczu­ra po 8 tygodniach od wywołania tej choroby [58].

W przeciwieństwie do peptydu o przypadkowej sekwencji aminokwasów, fizjologiczne stężenia peptydu C w posta­ci natywnej stymulują zarówno aktywność [86] jak i eks­presję Na⁺K⁺-ATP-azy [18]. Infuzja szczurom proinsuli­nowego peptydu C przez 7 dni zapobiega indukowanemu przez cukrzycę typu 1 zmniejszeniu ilości podjednost­ki a1 pompy sodowo-potasowej [53]. Wykazano, że pep­tyd C stymuluje aktywność Na⁺K⁺-ATP-azy w komórkach kanalików kory nerki szczura za pośrednictwem recepto­ra sprzężonego z białkami G, ponieważ toksyna krztuś­cowa znosi jego wpływ na aktywność tego enzymu [54]. W ramieniu wstępującym pętli Henlego szczura peptyd C stymuluje kinazę białkową Cα (PKCα), która zwiększa aktywność Na⁺K⁺-ATP-azy poprzez fosforylację jej pod­jednostki α [75]. Peptyd ten stymuluje także PKCa w ka­nalikach kory nerki oposa [2]. Jednak w nerkowej linii komórkowej OK oposa aktywacja PKC przez estry forbo­lu prowadzi do hamowania aktywności Na⁺K⁺-ATP-azy, podczas gdy w linii nerkowej LLC-PK1 świni hamowa­nie nie jest widoczne [48]. U modelowych zwierząt cu­krzycowych zwiększeniu aktywności PKCβ w siatkówce, kłębuszkach nerkowych, komórkach śródbłonka i mięśni szkieletowych towarzyszy obniżenie aktywności Na⁺K⁺-ATP-azy [18], podczas gdy inhibicja PKC zapobiega in­dukowanemu przez hiperglikemię obniżeniu aktywności w siatkówce [34]. W ludzkich kanalikach nerkowych pep­tyd C prowadzi do aktywacji PKC δ i ε, które fosforylują i aktywują kinazę kinazy MAP regulowaną przez sygna­ły zewnątrzkomórkowe (ERK 1/2), która z kolei aktywu­je Na⁺K⁺-ATP-azę (ryc. 1) [85,86]. Tak więc wydaje się, że w ludzkich komórkach kory nerki istnieją odrębne izo­enzymy PKC, biorące udział w procesie transdukcji sy­gnału indukowanego przez hiperglikemię i peptyd C [18]. Jednakże tylko fizjologiczne stężenia peptydu C powo­dują gromadzenie ERK w jądrach i fosforylację czynni­ków transkrypcyjnych niezależnie od stanu glikemiczne­go komórek. Długotrwałe działanie peptydu C obejmuje więc prawdopodobnie aktywację PKCe, gromadzenie się ERK1/2 w jądrach i aktywację jądrowych czynników trans­krypcyjnych [18].

Ryc. 1. Wpływ proinsulinowego peptydu C na aktywność ATP-azy zależnej od jonów sodu i potasu. Peptyd C prawdopodobnie za pośrednictwem receptora sprzężonego z białkiem G aktywuje fosfolipazę C (PLC), co prowadzi do uwolnienia diacyloglicerolu (DAG) i w efekcie aktywacji PKC, która bezpośrednio oraz za pośrednictwem kinazy ERK 1/2 oraz GTPaz z rodziny Rho aktywuje enzym (na podstawie [2,75,85], zmodyfikowano)

Co więcej, peptyd C hamuje reabsorpcję sodu w nerkach szczurów już po 2 tygodniach od stwierdzenia cukrzycy. Ponieważ w wyniku aktywacji Na⁺K⁺-ATP-azy w nerkach obserwuje się zwiększone zużycie tlenu, zahamowanie jej aktywności poprawia zaopatrzenie nerek w tlen, przeciw­działając hipoksji towarzyszącej cukrzycy [51]. Jednak w świetle wyników badań in vitro z zastosowaniem kana­lików nerkowych zdrowych szczurów peptyd C powodu­je wzrost aktywności Na⁺K⁺-ATP-azy prawie o 50% [55]. W warunkach cukrzycy doświadczalnej w nerkach spada szybkość ekspresji podjednostki α1 tego enzymu, powo­dując obniżenie ilości zarówno transkryptu, jak i białko­wego produktu. Natomiast podawanie zwierzętom peptydu C od pierwszych dni po pojawieniu się cukrzycy wpły­wa na zachowanie ekspresji Na⁺K⁺-ATP-azy na poziomie kontrolnym [53].

Za regulację transkrypcji genu kodującego podjednostkę α1 Na⁺K⁺-ATP-azy u człowieka i szczura jest odpowiedzialny ZEB (AREB6) [83,27]. W ludzkich komórkach kory ner­ki fizjologiczne stężenia peptydu C powodują zwiększe­nie wiązania ZEB do DNA niezależnie od zawartości glu­kozy w pożywce. Natomiast inhibitory kinaz MAP i PKC uniemożliwiają indukowanie przez peptyd C wzrostu za­równo wiązania ZEB do DNA jak i ekspresję podjednost­ki α1 pompy sodowo-potasowej [18]. Co więcej, peptyd C stymuluje również aktywność Na⁺K⁺-ATP-azy w wyni­ku translokacji podjednostek α1 i β1 enzymu z endoso­mów do błon boczno-podstawnych z udziałem mechani­zmu obejmującego udział PKC i ERK 1/2 [86].

W erytrocytach osób cierpiących na cukrzycę typu 1 ak­tywność Na⁺K⁺-ATP-azy jest o prawie 30% niższa w po­równaniu z osobami zdrowymi [11]. Spadek aktywności Na⁺K⁺-ATP-azy towarzyszący cukrzycy powoduje praw­dopodobnie zakłócenie równowagi sodowo-potasowej w erytrocytach, co prowadzi do ich deformacji i w związ­ku z tym zwiększenia lepkości krwi, które jest przyczyną zaburzeń w przepływie krwi w małych naczyniach krwio­nośnych [17]. Podawanie peptydu C pacjentom z cukrzy­cą typu 1 powoduje wzrost aktywności Na⁺K⁺-ATP-azy o 100% [16]. W obecności strofantyny, inhibitora tego enzymu, nie obserwuje się wpływu peptydu C na cofa­nie zmian deformacyjnych erytrocytów [17]. W przeci­wieństwie do 9-aminokwasowego środkowego fragmentu cząsteczki, C-końcowe fragmenty peptydu C o długości 5 lub 6 aminokwasów działają w taki sam sposób na kształt erytrocytów jak pełnej długości peptyd C [20]. U pacjen­tów z cukrzycą typu 2 aktywność tego enzymu zależy od stopnia zaawansowania choroby i sposobu leczenia. We wczesnych stadiach cukrzycy typu 2, gdy stężenie insuliny i peptydu C we krwi jest wysokie i podawane są doustnie biguanidy i/lub pochodne sulfonylomocznika, aktywność Na⁺K⁺-ATP-azy jest zdecydowanie większa (zbliżona do osób zdrowych) od oznaczanej w bardziej zaawansowa­nych stadiach choroby, gdy wskutek wyczerpania wyse­pek Langerhansa w trzustce stężenia insuliny i peptydu C spadają poniżej stężenia fizjologicznego występujące­go u osób zdrowych. W różnych stadiach cukrzycy typu 2 zmianom stężenia peptydu C we krwi towarzyszą więc zmiany aktywności Na⁺K⁺-ATP-azy [11].

Rozwojowi cukrzycy typu 1 towarzyszy także obniżenie aktywności Na⁺K⁺-ATP-azy w komórkach nerwowych oraz spadek szybkości przewodzenia impulsów nerwowych w obwodowym układzie nerwowym. Podawanie chorym peptydu C przywraca tym procesom szybkość do warto­ści występujących u osób zdrowych [26].

Zróżnicowane działanie peptydu C na funkcjonowanie śródbłonka naczyń

Rozwój cukrzycy prowadzi do poważnych zaburzeń w funk­cjonowaniu naczyń krwionośnych (angiopatie), powstają­cych zarówno w małych (mikroangiopatie), jak i dużych naczyniach (makroangiopatie). W komórkach śródbłon­ka naczyń krwionośnych podwyższone stężenie glukozy oraz towarzysząca cukrzycy zwiększona zawartość czyn­nika martwicy nowotworów α (TNF-α) indukują ekspre­sję wielu czynników charakterystycznych dla stanu zapal­nego, takich jak:
• czynnik adhezyjny komórek śródbłonka (VCAM-1), który jest obecny na powierzchni komórek śródbłonka i powoduje rekrutację monocytów we wczesnych eta­pach rozwoju stanu zapalnego,
• interleukina 8 (IL-8) oraz
• białko będące chemoatraktantem monocytów (MCP-1).

Peptyd C przeciwdziała rozwojowi stanu zapalnego, hamu­jąc translokację do jądra czynnika jądrowego κB (NF-κB), odpowiedzialnego za indukcję ekspresji białek VCAM-1, IL-8 oraz MCP-1, uczestniczących w inicjowaniu proce­sów zapalnych [41]. Wiadomo także, że peptyd C prze­ciwdziała stresowi oksydacyjnemu w komórkach śród­błonka naczyń poprzez hamowanie aktywności oksydazy NADPH [8]. Wyniki badań z zastosowaniem komórek linii 3T3 wskazują jednak, że peptyd C, w sposób zależny od PKC oraz NF-κB, indukuje ekspresję cyklooksygenazy 2 (COX-2), enzymu katalizującego początkowy etap synte­zy prostaglandyn, przyczyniając się w ten sposób do roz­woju stanu zapalnego [33].

W warunkach podwyższonego stężenia peptydu C we krwi, towarzyszącego wczesnym stadiom cukrzycy typu 2, nastę­puje jego gromadzenie w błonie wewnętrznej naczyń krwio­nośnych. Ponieważ peptyd C jest silnym chemoatraktantem monocytów (na poziomie zbliżonym do MCP-1), powodu­je ich gromadzenie w ścianie naczyń krwionośnych, przy­czyniając się w ten sposób do rozwoju stanu zapalnego, będącego pierwszym etapem rozwoju miażdżycy. Peptyd C oddziałuje na monocyty prawdopodobnie za pośrednic­twem receptora sprzężonego z białkami G, a w przekazy­waniu sygnału uczestniczy 3-kinaza fosfatydyloinozytolowa (PI3K), bo zarówno toksyna krztuścowa, jak i wortmani­na (inhibitor PI3K) znosi skutki działania peptydu [46]. Ponadto peptyd C indukuje migrację limfocytów CD4⁺ in vitro z efektem zbliżonym do obserwowanego w obecności cytokin, które są chemoatraktantami limfocytów. Podobnie jak w przypadku monocytów, efekt ten jest znoszony przez toksynę krztuścową oraz inhibitory PI3K. Działanie pep­tydu C jest hamowane przez tiazolidynediony, aktywato­ry receptorów aktywowanych przez proliferatory peroksy­somów γ (PPARγ) [79]. Wiadomo, że za pośrednictwem PI3K peptyd C aktywuje kaskadę sygnalizacyjną, powo­dując fosforylację i skracanie łańcuchów lekkich miozyny, a także inaktywację kofiliny. Ponieważ kofilina powodu­je depolimeryzację filamentów aktynowych, w obecności peptydu C są one stabilizowane [1]. We wczesnych sta­diach cukrzycy typu 2 peptyd C indukuje także prolifera­cję komórek mięśni gładkich naczyń, która towarzyszy roz­wojowi płytki miażdżycowej. Działanie to odbywa się za pośrednictwem PI3K oraz ERK1/2 i prowadzi do wzrostu ekspresji cykliny D1 oraz fosforylacji białka Rb, induku­jąc tym samym podziały komórkowe (ryc. 2) [80].

Ryc. 2. Ścieżki przekazywania sygnału od peptydu C w limfocytach T oraz mięśniach gładkich naczyń krwionośnych. Prawdopodobnie za pośrednictwem receptora sprzężonego z białkiem G peptyd C stymuluje kinazę Src, która aktywuje PI3K. W limfocytach T prowadzi to do aktywacji GTPaz z rodziny Rho: 1) RAC1 oraz cdc42, które za pośrednictwem kinazy PAK stymulują kinazę LIM (LIMK), a ta fosforyluje i tym samym hamuje aktywność kofiliny, stabilizując filamenty aktynowe oraz 2) RhoA aktywuje kinazę ROCK, która fosforyluje łańcuchy lekkie miozyny (MLC). Efektem jest rearanżacja cytoszkieletu, konieczna podczas migracji komórek. W komórkach mięsni gładkich naczyń aktywacja kinazy ERK 1/2 za pośrednictwem PI3K prowadzi do wzrostu ekspresji cykliny D1 i fosforylacji białka Rb przez kinazę zależną od cyklin (CDK), tym samym znosząc jego hamujące działanie i wprowadzając komórki w fazę S cyklu komórkowego (na podstawie [1,80], zmodyfikowano)

W bydlęcych komórkach śródbłonka aorty hodowanych w kulturach pierwotnych peptyd C dwukrotnie zwiększa syntezę tlenku azotu wyłącznie w obecności kationów wap­nia. Dlatego wnioskowano, że stymulacja syntezy tlenku azotu jest wyraźnie zwiększona przez stymulację transpor­tu wapnia do wnętrza komórek. Jednak peptyd C nie wpły­wa na zawartość mRNA kodującego syntazę. Natomiast w szczurzych komórkach śródbłonka aorty peptyd C po­woduje wzrost zawartości transkryptu oraz białka synta­zy i w konsekwencji dwukrotny wzrost szybkości syntezy tlenku azotu. Działanie to odbywa się za pośrednictwem kinazy ERK, ponieważ dodanie inhibitora tej kinazy zno­si stymulujące działanie peptydu [32]. Aktywacja syntazy tlenku azotu przez peptyd C nie zachodzi poprzez fosfory­lację za pośrednictwem kinazy Akt, zarówno w bydlęcych [82], jak i szczurzych [32] komórkach śródbłonka aorty. Skutków działania peptydu nie zaobserwowano w ludzkich komórkach śródbłonka żyły pępowinowej hodowanych w kulturach pierwotnych, prawdopodobnie z powodu utra­ty receptorów w trakcie prowadzenia hodowli [82].

Peptyd C hamuje towarzyszący cukrzycy typu 1 wzrost za­wartości syntazy tlenku azotu w śródbłonku naczyń krwio­nośnych kłębuszków nerkowych [31]. W warunkach in vitro powoduje zmniejszenie o 27% średnicy naczynia aferent­nego (doprowadzającego krew do kłębuszka), pobranego z myszy z cukrzycą typu 1, w porównaniu ze zmniejszo­ną średnicą o 4% u osobnika zdrowego. Działanie takie jest znoszone przez dodanie swoistego inhibitora kinazy Rho, wskazując na jej udział w działaniu peptydu C [52]. Jednak u szczurów z cukrzycą typu 1 peptyd C powodu­je rozszerzanie naczynia eferentnego (odprowadzającego krew z kłębuszka), czego następstwem jest obniżenie ci­śnienia krwi oraz ograniczenie hiperfiltracji kłębuszkowej. Mechanizm działania peptydu na funkcjonowanie naczyń krwionośnych w nerkach nie został dotąd wyjaśniony [51].

Wpływ peptydu C na pobieranie glukozy i syntezę glikogenu w mięśniach

Peptyd C i insulina, podawane zarówno oddzielnie jak i ra­zem, stymulują transport glukozy do ludzkich mięśni szkie­letowych in vitro w podobnym stopniu, co mogłoby wska­zywać, że ścieżki przekazywania sygnału indukowane przez peptyd C pokrywają się z aktywowanymi przez insulinę. Jednak peptyd C nie wiąże się z receptorem insulinowym ani nie wpływa na aktywność kinazy tyrozynowej tego re­ceptora [88]. Działanie peptydu C było obserwowane za­równo w mięśniach pozyskanych od osób zdrowych, jak i chorych na cukrzycę typu 1 [88]. Co więcej, C-końcowy tetra- oraz pentapeptyd stymulują wykorzystanie gluko­zy przez szczury z cukrzycą typu 1 podobnie do peptydu C naturalnej długości, podczas gdy fragmenty zawierają­ce N-końcowe lub środkowe fragmenty sekwencji amino­kwasowej nie wywołują tego efektu [62].

Podanie szczurom z cukrzycą streptozotocynową N-monometylo-L-argininy, inhibitora syntazy tlenku azo­tu, powoduje ograniczenie stymulującego działania pep­tydu na wykorzystanie glukozy przez organizm aż o 85% [35], ze względu na zmniejszenie o 50% pobierania glu­kozy przez mięśnie szkieletowe w czasie skurczu [47].

Peptyd C w stężeniu 3 nM, podobnie jak 10 nM insulina, prawie dwukrotnie stymuluje syntezę glikogenu w izolowa­nych mioblastach L6 szczura. Jest interesujące, że zarów­no stężenia niższe, jak i wyższe od 3 nM miały mniejsze działanie. Mechanizm stymulacji jest tylko częściowo po­dobny do ścieżki sygnałowej indukowanej przez insulinę (ryc. 3). Peptyd C wpływa na autofosforylację podjedno­stek β receptora insulinowego, co prowadzi do fosforylacji substratu receptora insulinowego (IRS) 1, a następnie ak­tywacji PI3K, a następnie kinazy p90Rsk. Enzym ten fos­foryluje podstawowe dla syntezy glikogenu enzymy regu­latorowe: kinazę syntazy glikogenowej (GSK) (powodując jej dezaktywację) oraz fosfatazę białkową 1 (PP1) (powo­dując jej aktywację). Prowadzi to do defosforylacji i akty­wacji syntazy glikogenowej (GS) (ryc. 3) [19]. Wykazano jednak, że w izolowanym mięśniu łydki (soleus) myszy peptyd C nie wpływa na pobieranie glukozy, syntezę gli­kogenu ani aktywność GS [64].

Ryc. 3. Mechanizm działania peptydu C na syntezę glikogenu w mioblastach L6 szczura. Peptyd C wpływa na autofosforylację podjednostek ß receptora insulinowego, co prowadzi do fosforylacji IRS-1, a następnie aktywacji PI3K oraz kinazy p90Rsk. Enzym ten fosforyluje podstawowe dla syntezy glikogenu enzymy regulatorowe: GSK (powodując jej dezaktywację) oraz PP1 (powodując jej aktywację). Prowadzi to do defosforylacji i aktywacji GS (na podstawie [19], zmodyfikowano)

Rola peptydu C w przeciwdziałaniu neuropatii towarzyszącej cukrzycy

Cukrzycowa neuropatia rożni się w typie 1 i 2 cukrzycy. Typ 1 cukrzycy charakteryzuje się nieprawidłowościami strukturalnymi nerwów, które nie występują zazwyczaj w cukrzycy typu 2. Są to: atrofia aksonów oraz pewne charakterystyczne zmiany prowadzące do postępujące­go pogarszania się szybkości przewodnictwa nerwowego [72]. U pacjentów z cukrzycą typu 2 degeneracja aksonów postępuje powoli i towarzyszy jej brak lub tylko minimal­ne nieprawidłowości w strukturze nerwów [72]. Natomiast u chorych z wieloletnią cukrzycą typu 2, którzy charakte­ryzują się brakiem wydzielania insuliny i peptydu C, neu­ropatia będzie najprawdopodobniej charakteryzowała się cechami podobnymi do występujących w warunkach cu­krzycy typu 1.

Badania neurologiczne kończyn dolnych u pacjentów z cukrzycą ujawniają zwykle brak odczuwania wibracji, dotyku, bólu i temperatury oraz odruchu skokowego, a czasami rozszerzone żyły na grzbietowej powierzchni stopy, suchą skórę i modzele na spodniej stronie stopy. Stwierdzono, że najbardziej wyraźnym defektem czuciowym w warunkach cukrzycy typu 1 jest znaczne podniesiony próg odczuwania zimna górnej powierzchni stopy [25] oraz dystalna symetryczna polineuropatia (DSPN) [87]. Charakteryzuje się ona stopniowym postępem zmian strukturalnych aksonów, powodując ich degenerację [73]. Zmiany te zaznaczają się najbardziej w kończynach dolnych. W dodatku do objawów neuropatii układu autonomicznego, można również zauważyć defekty układu sercowo-naczyniowego i pokarmowego, sugerujące zaburzenia funkcji peryferycznego układu współczulnego. Liczba przypadków DSPN wśród chorych na cukrzycę wynosi około 30% [65]. Neuropatii cukrzycowej towarzyszy zawsze obniżona aktywność Na⁺K⁺-ATP-azy i anomalie mikronaczyniowe [6].

U pacjentów cierpiących z powodu cukrzycy oraz modelo­wych zwierząt cukrzycowych, podawanie peptydu C w fi­zjologicznych stężeniach wpływa na poprawę funkcjonal­nych i strukturalnych właściwości nerwów obwodowych [13,28,69], jak również ochrania przed indukowaną przez hiperglikemię apoptozą i stymuluje proliferację komórek nerwowych [37].

U pacjentów z cukrzycą typu 1 podawanie peptydu C powoduje poprawę funkcji nerwów obwodowych, oce­nianą na podstawie przewodnictwa nerwów czuciowych we wczesnych stadiach neuropatii. Dysfunkcja nerwów autonomicznych jest zmniejszona po podawaniu peptydu C przez 3 miesiące. Poprawie funkcjonowania nerwów to­warzyszy przywracanie lub powstrzymanie zmian struk­turalnych nerwów oraz polepszenie śródnerwowego prze­pływu krwi i wzrost aktywności Na⁺K⁺-ATP-azy [14]. Podobnie w badaniach in vivo prowadzonych na szczurach BB/W fizjologiczne stężenia peptydu C zwiększają aktyw­ność Na⁺K⁺-ATP-azy nerwu kulszowego [69].

U szczurów z cukrzycą typu 1 peptyd C hamuje apopto­zę w neuronach hipokampa na skutek obniżenia ekspre­sji białka Bax oraz kaspazy 3. Przeciwdziała także uszko­dzeniom DNA wywołanym przez stres oksydacyjny [66]. W linii komórkowej SH-SY5Y (neuroblastoma), peptyd C wzmaga antyapoptotyczne działanie insuliny poprzez wzrost ekspresji białka Bcl-2 oraz hamowanie fosforyla­cji i aktywacji kinazy JNK [37]. Działa również korzystnie w warunkach cukrzycowej neuropatii, pobudzając rozwój neuronów, ich regenerację i w konsekwencji ich przeżycie [67], a także zapobiega apoptozie neuronów [36]. W astro­cytach hipokampa szczura peptyd C hamuje indukowaną przez cukrzycę ekspresję wielu czynników prozapalnych: receptora wiążącego końcowe produkty glikacji białek (RAGE), TNF-α oraz interleukiny 1, 2 i 6. TNF-α hamu­je fosforylację kinazy białkowej Akt w szlaku przekazy­wania sygnału indukowanego insuliną, zmniejszając tym samym antyapoptotyczne działanie tego hormonu [68].

Peptyd C nie wpływa na towarzyszący cukrzycy stres oksy­dacyjny w nerwach obwodowych. U szczurów z cukrzycą typu 1 występuje podwyższona peroksydacja lipidów oraz spadek aktywności dysmutazy ponadtlenkowej i peroksy­dazy w porównaniu ze zwierzętami zdrowymi. Podawanie zwierzętom peptydu C nie wpływa na te procesy [71].

Badania kliniczne i możliwości zastosowania peptydu C w terapii

Badania kliniczne dotyczące wpływu peptydu C prowadzo­no na pacjentach z cukrzycą typu 1, ponieważ w warun­kach całkowitego deficytu tego peptydu łatwo jest ocenić jego działanie biologiczne. Typ 2 cukrzycy jest związany z insulinoopornością i podwyższonym stężeniem insuli­ny i peptydu C we krwi. Nie ulega wątpliwości, że u wie­lu pacjentów rozwija się nefropatia i neuropatia w obec­ności podwyższonego stężenia peptydu C.

Istotne różnice występują również w przypadku różnych komplikacji towarzyszących cukrzycy typu 1 i 2. U pa­cjentów z cukrzycą typu 1 neuropatia postępuje szybko i jest związana z występowaniem typowych osłonek mie­linowych i aksonalnych zaburzeń nieobecnych w cukrzy­cy typu 2 [78]. Rozwój nefropatii w cukrzycy typu 1 jest znacznie lepiej udokumentowany niż u pacjentów z cu­krzycą typu 2. Podobne zmiany morfologii nerek są ob­serwowane w cukrzycy typu 1, podczas gdy w cukrzycy typu 2 zmiany są bardziej heterogenne w miarę postępu­jącego twardnienia tętnic i niedokrwiennej nefropatii [61]. Wydaje się jednak prawdopodobne, że zalecanie właści­wym pacjentom przyjmowania proinsulinowego peptydu C może zmniejszyć rozwój komplikacji cukrzycowych. Egzogenny peptyd C wykazuje bowiem korzystne efekty chroniące przed rozwojem zaburzeń towarzyszących cukrzy­cy u pacjentów z typem 1 tej choroby, a prawdopodobnie również u pacjentów z typem 2 cukrzycy, charakteryzują­cych się brakiem peptydu C. Jednakże peptyd C, wydzie­lany w nadmiernych ilościach może również nie zapobie­gać, lecz pobudzać rozwój miażdżycy.

Preparaty rekombinowanej insuliny, stosowane w leczeniu cukrzycy, nie zawierają peptydu C. Badania przedkliniczne i kliniczne wskazują, że brak tego peptydu może przyspie­szać rozwój komplikacji towarzyszących cukrzycy, podczas gdy peptyd C może wywierać korzystne działanie w zapo­bieganiu ich generowania. U pacjentów z cukrzycą typu 1 leczonych przez około 10 lat insuliną, wykazujących zmniej­szoną szybkość przewodnictwa nerwów czuciowych i mo­torycznych, podawanie peptydu C (1,8 mg dziennie) przez 3 miesiące powodowało stopniowe zwiększenie szybkości przewodzenia nerwu łydki do 2,7 m/s, co odpowiadało po­prawie o 80% w porównaniu z wartością początkową, tj. w warunkach deficytu peptydu C. Zmianie tej towarzyszy­ła również poprawa odczuwania wibracji przez grzbietową stronę stóp, chociaż ci pacjenci zachowali prawidłowy próg jej odczuwania. Jest to również zgodne z poprawą funkcji nerwu łydki, ponieważ w odczuwaniu wibracji w tym re­jonie pośredniczą włókna nerwu łydki [14].

Wykazano, że peptyd C powstrzymuje rozwój cukrzyco­wych neuropatii na skutek poprawy śródnerwowego prze­pływu krwi, zapobiegania apoptozie komórek nerwowych i obrzmieniu aksonów. Jednakże stwierdzono odkładanie się peptydu C w płytkach miażdżycowych u cierpiących z powodu cukrzycy pacjentów, charakteryzujących się hi­perinsulinemią, a wiadomo, że peptyd C indukuje wytwa­rzanie czynników prozapalnych, takich jak np. NF-κB, a także syntazy tlenku azotu i cyklooksygenazy 2. Dane te wskazują, że stosowanie w terapii cukrzycy peptydu C może wywołać działania niepożądane, które mogą przy­spieszać rozwój komplikacji towarzyszących cukrzycy. Czynnik NF-κB jest również istotny w procesie rozwoju i różnicowania komórek nerwowych. W neuronach może pełnić funkcję zarówno pro- jak i antyapoptotyczną w za­leżności od rodzaju komórek i ich stanu fizjologicznego [4,12,56]. Zdolność peptydu C do poprawy śródnerwo­wego przepływu krwi, aktywności Na⁺K⁺-ATP-azy oraz stymulacji czynników neurotroficznych świadczy o pozy­tywnym działaniu tego peptydu. Jednakże postuluje się, że podawanie peptydu C powinno być rozpoczęte zanim na­stąpi poważne pogorszenie funkcjonowania nerwów, ob­jawiające się pojawieniem się ran.

Badania dotyczące roli peptydu C w regulacji metaboli­zmu dostarczyły danych do wytypowania miejsc działa­nia potencjalnych nowych leków przeciwcukrzycowych oraz wytyczyły kierunki kolejnych badań np. efekty wy­woływane przez peptyd C na wytwarzanie tlenku azotu nie są wyłączne w odniesieniu do cukrzycy, lecz również w stosunku do rozwoju stanu zapalnego. Co więcej, sku­teczność peptydu C w zapobieganiu i odwracaniu kom­plikacji cukrzycowych wymaga dalszych badań, zwłasz­cza na ludziach. Ochrona bowiem przez peptyd C przed dysfunkcją naczyń krwionośnych, indukowaną przez cu­krzycę była badana na małej liczbie przypadków [21,28]. Zatem muszą być przeprowadzone badania na dużą ska­lę w celu określenia bezpieczeństwa pacjentów poddawa­nych długoterminowemu traktowaniu z zastosowaniem pep­tydu C. Jest bardzo prawdopodobne, że podawanie tego peptydu w dawkach fizjologicznych zniweluje jego nieko­rzystne działanie na funkcjonowanie komórek śródbłonka i w konsekwencji zmniejszy ryzyko rozwoju komplikacji cukrzycowych. Na poparcie tej hipotezy przemawiają ko­rzystne efekty wyłącznie fizjologicznych stężeń peptydu C na stymulację ekspresji Na⁺K⁺-ATP-azy, wywoływane przez aktywację czynnika transkrypcyjnego ZEB w ko­mórkach ludzkich kanalików nerkowych [18].

Uwagi końcowe

Podsumowując, na podstawie dotychczasowych wyni­ków badań można sugerować, że peptyd C ma istotne znaczenie fizjologiczne. Wiążąc się swoiście do różnych błon komórkowych, a zwłaszcza do błony komórek śród­błonka, nerek i neuronów, powoduje aktywację transduk­cji sygnałów i wywołuje stymulację syntazy tlenku azotu i Na⁺K⁺-ATP-azy w komórkach śródbłonka. Wpływa na aktywację wielu czynników transkrypcyjnych oraz neu­rotroficznych. Podawanie peptydu C pacjentom z cukrzy­cą typu 1, którzy charakteryzują się brakiem sekrecji za­równo insuliny jak i peptydu C, powoduje zwiększanie przepływu krwi w różnych tkankach oraz poprawę funk­cjonowania nerek i komórek nerwowych. Pacjenci, u któ­rych w niewielkim stopniu jest utrzymana sekrecja insuli­ny i peptydu C w komórkach β wysp Langerhansa trzustki, są znacznie mniej podatni na rozwój komplikacji mikro­naczyniowych w nerkach, oczach i układzie nerwowym.

Peptyd C ma również istotne znaczenie w regulacji prolife­racji komórek i apoptozy, głównie w wyniku jego działania na czynniki związanie z powstawaniem stanu zapalnego, takie jak NF-κB i TNF-α. Wykazuje efekty antyprolifera­cyjne w komórkach mięśni gładkich oraz korzystne dzia­łanie w warunkach cukrzycowej neuropatii, podczas gdy jego działanie na komórki nerek pozostaje nadal kontro­wersyjne. Co więcej, działa niekorzystnie na funkcjonowa­nie komórek śródbłonka na skutek aktywacji szlaku trans­dukcji sygnału obejmującego PI3K.

C-peptyd hamuje także stymulowaną przez transformujący czynnik wzrostu β1 (TGF-β1) ekspresję receptorów wiążą­cych ten czynnik [24] oraz stymuluje ekspresję receptora TNF-α2 i czynnika NF-κB, indukując procesy antyapop­totyczne [3]. Co więcej, podawanie peptydu C zwierzętom w stanie wstrząsu krwotocznego zmniejsza stopień wzrostu stężenia kreatyniny w osoczu i aktywności mieloperoksy­dazy, czemu towarzyszy obniżona ekspresja podjednostki c-Fos oraz zmniejszona aktywacja nerkowych kinaz pro­zapalnych (ERK 1/2 oraz kinazy c-Jun) [7]. Analiza zmian ekspresji genów w świeżo izolowanych komórkach kana­lików nerkowych szczurów z cukrzycą streptozotocynową wykazała, że po dwóch godzinach inkubacji w obecności peptydu C następuje obniżenie transkrypcji genów, które są odpowiedzialne za rozwój chorób naczyniowych i sta­nów zapalnych [38]. Badania te potwierdzają działanie ne­froprotekcyjne peptydu C w warunkach cukrzycy typu 1 i dostarczają dowodów na jego aktywność transkrypcyj­ną w komórkach proksymalnych kanalików nerkowych. Dlatego jest rozważane stosowanie peptydu C w terapii, mającej na celu utrzymanie prawidłowego funkcjonowa­nia nerek w warunkach cukrzycy.

Ze względu na normalizowanie przez peptyd C pobiera­nia i zużywania tlenu przez komórki nerkowych kanalików proksymalnych, usprawnianie przepływu krwi w naczyniach oraz działanie na angiogenezę [51], sugeruje się także jego wykorzystanie w terapii cukrzycowych neuropatii i retino­patii. Co więcej, w warunkach zwiększonego stężenia glu­kozy peptyd C zmniejsza wytwarzanie wolnych rodników tlenowych w komórkach śródbłonka na skutek obniżenia aktywności oksydazy NADPH, GTP-azy i w konsekwencji błonowego białka RAC-1 wiążącego GTP [8]. Można więc przypuszczać, że peptyd C działa jak cząsteczka przeciw­utleniacza, uniemożliwiająca translokację białka RAC-1 do błony i w konsekwencji aktywację oksydazy NADPH, zapewniając jednocześnie ochronę komórek śródbłonka przed indukowaną przez glukozę apoptozą. Peptyd C ha­muje także apoptozę w izolowanych ludzkich wysepkach Langerhansa poprzez stymulację ekspresji białka anty­apoptotycznego Bcl-2 [5]. Co więcej, w komórkach kanali­ków nerkowych oposa TNF-α stymuluje szybkość apop­tozy o 50%, a podawanie peptydu C znosi ten efekt [3].

Na podstawie dotychczas uzyskanych wyników badań wy­daje się, że cukrzycę typu 1 można traktować jako chorobę wynikającą z niedoboru dwóch hormonów i proponować stosowanie w jej leczeniu zarówno insuliny jak i peptydu C. Bardziej skomplikowane wydaje się stosowanie peptydu C u pacjentów z cukrzycą typu 2, ze względu na przedłużo­ne występowanie jego podniesionego stężenia u pacjentów wykazujących insulinooporność i w związku z tym możli­wość pojawienia się efektów miażdżycowych. Należy więc w tym przypadku zachować daleko posuniętą ostrożność i stosować peptyd C w leczeniu wyłącznie osób z jego nie­doborem. Jego działanie jest bez wątpienia mniej znaczą­ce niż insuliny i wymaga kontroli funkcji komórek śród­błonka [49,78]. Jest prawdopodobne, ze podawanie tego peptydu w dawkach fizjologicznych zniweluje jego nieko­rzystne działanie na funkcjonowanie komórek śródbłonka i w konsekwencji zmniejszy ryzyko rozwoju komplikacji cukrzycowych. Brak peptydu C ma bowiem z pewnością istotne znaczenie w patogenezie cukrzycowej retinopatii, nefropatii i neuropatii. A zatem, potrzebne są jeszcze dłu­gotrwałe badania kliniczne, by użycie peptydu C w lecze­niu było bezpieczne.

PIŚMIENNICTWO

[1] Aleksic M., Walcher D., Giehl K., Bach H., Grüb M., Durst R., Hombach V., Marx N.: Signalling processes involved in C-peptide-induced chemotaxis of CD4-positive lymphocytes. Cell. Mol. Life Sci., 2009; 66: 1974-1984
[PubMed]  

[2] Al-Rasheed N.M., Meakin F., Royal E.L., Lewington A.J., Brown J., Willars G.B., Brunskill N.J.: Potent activation of multiple signalling pathways by C-peptide in opossum kidney proximal tubular cells. Diabetologia, 2004; 47: 987-997
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Al-Rasheed N.M., Willars G.B., Brunskill N.J.: C-peptide signals via Gα_i to protect against TNF-α-mediated apoptosis of opossum kidney proximal tubular cells. J. Am. Soc. Nephrol., 2006; 17: 986-995
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Brand K., Page S., Rogler G., Bartsch A., Brandl R., Knuechel R., Page M., Kaltschmidt C., Baeuerle P.A., Neumeier D.: Activated transcription factor nuclear factor-kappa B is present in the atherosclerotic lesion. J. Clin. Invest., 1996; 97: 1715-1722
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Bugliani M., Torri S., Lupi R., Del Guerra S., Grupillo M., Del Chiaro M., Mosca F., Boggi U., Del Prato S., Marchetti P.: Effects of C-peptide on isolated human pancreatic islet cells. Diabetes Metab. Res. Rev., 2007; 23: 215-219
[PubMed]  

[6] Cameron N.E., Eaton S.E., Cotter M.A., Tesfaye S.: Vascular factors and metabolic interactions in the pathogenesis of diabetic neuropathy. Diabetologia, 2001; 44: 1973-1988
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[7] Chima R.S., Maltese G., Lamontagne T., Piraino G., Denenberg A., O’Connor M., Zingarelli B.: C-peptide ameliorates kidney injury following hemorrhagic shock. Shock, 2011; 35: 524-529
[PubMed]  

[8] Cifarelli V., Geng X., Styche A., Lakomy R., Trucco M., Luppi P.: C-peptide reduces high-glucose-induced apoptosis of endothelial cells and decreases NAD(P)H-oxidase reactive oxygen species generation in human aortic endothelial cells. Diabetologia, 2011; 54: 2702-2712
[PubMed]  

[9] Clark J.L., Cho S., Rubenstein A.H., Steiner D.F.: Isolation of a proinsulin connecting peptide fragment (C-peptide) from bovine and human pancreas. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1969; 35: 456-461
[PubMed]  

[10] Davidson H.W.: (Pro)insulin processing: a historical perspective. Cell Biochem. Biophys., 2004; 40 (Suppl. 3): 143-157
[PubMed]  

[11] De La Tour D.D., Raccah D., Jannot M.F., Coste T., Rougerie C., Vague P.: Erythrocyte Na/K ATPase activity and diabetes: relationship with C-peptide level. Diabetologia, 1998; 41: 1080-1084
[PubMed]  

[12] Denk A., Wirth T., Baumann B.: NF-κB transcription factors: critical regulators of hematopoiesis and neuronal survival. Cytokine Growth Factor Rev., 2000; 11: 303-320
[PubMed]  

[13] Ekberg K., Brismar T., Johansson B.L., Jonsson B., Lindström P., Wahren J.: Amelioration of sensory nerve dysfunction by C-peptide in patients with type 1 diabetes. Diabetes, 2003; 52: 536-541
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[14] Ekberg K., Johansson B.L.: Effect of C-peptide on diabetic neuropathy in patients with type 1 diabetes. Exp. Diabetes Res., 2008; 2008: 457912
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Flatt P.R., Swanston-Flatt S.K., Hampton S.M., Bailey C.J., Marks V.: Specific binding of the C-peptide of proinsulin to cultured B-cells from a transplantable rat islet cell tumor. Biosci. Rep., 1986; 6: 193-199
[PubMed]  

[16] Forst T., De La Tour D.D., Kunt T., Pfützner A., Goitom K., Pohlmann T., Schneider S., Johansson B.L., Wahren J., Löbig M., Engelbach M., Beyer J., Vague P.: Effects of proinsulin C-peptide on nitric oxide, microvascular blood flow and erythrocyte Na⁺,K⁺-ATPase activity in diabetes mellitus type I. Clin. Sci., 2000; 98: 283-290
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Forst T., Kunt T.: Effects of C-peptide on microvascular blood flow and blood hemorheology. Exp. Diabesity Res., 2004; 5: 51-64
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[18] Galuska D., Pirkmajer S., Barres R., Ekberg K., Wahren J., Chibalin A.V.: C-peptide increases Na,K-ATPase expression via PKC- and MAP kinase-dependent activation of transcription factor ZEB in human renal tubular cells. Plos One, 2011; 6: e28294
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Grunberger G., Qiang X., Li Z., Mathews S.T., Sbrissa D., Shisheva A., Sima A.A.: Molecular basis for the insulinomimetic effects of C-peptide. Diabetologia, 2001; 44: 1247-1257
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[20] Hach T., Forst T., Kunt T., Ekberg K., Pfützner A., Wahren J.: C-peptide and its C-terminal fragments improve erythrocyte deformability in type 1 diabetes patients. Exp. Diabetes Res., 2008; 2008: 730594
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Hansen A., Johansson B.L., Wahren J., von Bibra H.: C-peptide exerts beneficial effects on myocardial blood flow and function in patients with type 1 diabetes. Diabetes, 2002; 51: 3077-3082
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Henriksson M., Johansson J., Moede T., Leibiger I., Shafqat J., Berggren P.O., Jörnvall H.: Proinsulin C-peptide and insulin: limited pattern similarities of interest in inter-peptide interactions but no C-peptide effect on insulin and IGF-1 receptor signaling. Cell. Mol. Life Sci., 2006; 63: 3055-3060
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[23] Hills C.E., Brunskill N.J.: Intracellular signalling by C-peptide. Exp. Diabetes Res., 2008; 2008: 635158
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Hills C.E., Brunskill N.J.: C-Peptide and its intracellular signaling. Rev. Diabet. Stud., 2009; 6: 138-147
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[25] Hyllienmark L., Jonsson B., Ekberg K., Lindström P.: Abnormal cold perception in the lower limbs: a sensitive indicator for detection of polyneuropathy in patients with type 1 diabetes mellitus. Diabetes Res. Clin. Pract., 2009; 85: 298-303
[PubMed]  

[26] Ido Y., Vindigni A., Chang K., Stramm L., Chance R., Heath W.F., DiMarchi R.D., Di Cera E., Williamson J.R.: Prevention of vascular and neural dysfunction in diabetic rats by C-peptide. Science, 1997; 277: 563-566
[PubMed]  

[27] Ikeda K., Kawakami K.: DNA binding through distinct domains of zinc-finger-homeodomain protein AREB6 has different effects on gene transcription. Eur. J. Biochem., 1995; 233: 73-82
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Johansson B.L., Borg K., Fernqvist-Forbes E., Kernell A., Odergren T., Wahren J.: Beneficial effects of C-peptide on incipient nephropathy and neuropathy in patients with type I diabetes mellitus. Diabet. Med., 2000; 17: 181-189
[PubMed]  

[29] Johansson J., Ekberg K., Shafqat J., Henriksson M., Chibalin A., Wahren J., Jörnvall H.: Molecular effects of proinsulin C-peptide. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2002; 295: 1035-1040
[PubMed]  

[30] Jörnvall H., Lindahl E., Astorga-Wells J., Lind J., Holmlund A., Melles E., Alvelius G., Nerelius C., Mäler L., Johansson J.: Oligomerization and insulin interactions of proinsulin C-peptide: threefold relationships to properties of insulin. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2010; 391: 1561-1566
[PubMed]  

[31] Kamikawa A., Ishii T., Shimada K., Makondo K., Inanami O., Sakane N., Yoshida T., Saito M., Kimura K.: Proinsulin C-peptide abrogates type-1 diabetes-induced increase of renal endothelial nitric oxide synthase in rats. Diabetes Metab. Res. Rev., 2008; 24: 331-338
[PubMed]  

[32] Kitamura T., Kimura K., Makondo K., Furuya D.T., Suzuki M., Yoshida T., Saito M.: Proinsulin C-peptide increases nitric oxide production by enhancing mitogen-activated protein-kinase-dependent transcription of endothelial nitric oxide synthase in aortic endothelial cells of Wistar rats. Diabetologia, 2003; 46: 1698-1705
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Kitazawa M., Shibata Y., Hashimoto S., Ohizumi Y., Yamakuni T.: Proinsulin C-peptide stimulates a PKC/IκB/NF-κB signaling pathway to activate COX-2 gene transcription in Swiss 3T3 fibroblasts. J. Biochem., 2006; 139: 1083-1088
[PubMed]  

[34] Kowluru R.A., Jirousek M.R., Stramm L., Farid N., Engerman R.L., Kern T.S.: Abnormalities of retinal metabolism in diabetes or experimental galactosemia: V. Relationship between protein kinase C and ATPases. Diabetes, 1998; 47: 464-469
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[35] Li L., Oshida Y., Kusunoki M., Yamanouchi K., Johansson B.L., Wahren J., Sato Y.: Rat C peptide I and II stimulate glucose utilization in STZ-induced diabetic rats. Diabetologia, 1999; 42: 958-964
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[36] Li Z.G., Sima A.A.: C-peptide and central nervous system complications in diabetes. Exp. Diabesity Res., 2004; 5: 79-90
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[37] Li Z.G., Zhang W., Sima A.A.: C-peptide enhances insulin-mediated cell growth and protection against high glucose-induced apoptosis in SH-SY5Y cells. Diabetes Metab. Res. Rev., 2003; 19: 375-385
[PubMed]  

[38] Lindahl E., Nordquist L., Müller P., El Agha E., Friederich M., Dahlman-Wright K., Palm F., Jörnvall H.: Early transcriptional regulation by C-peptide in freshly isolated rat proximal tubular cells. Diabetes Metab. Res. Rev., 2011 (w druku)
[PubMed]  

[39] Lindahl E., Nyman U., Melles E., Sigmundsson K., Stahlberg M., Wahren J., Obrink B., Shafqat J., Joseph B., Jörnvall H.: Cellular internalization of proinsulin C-peptide. Cell. Mol. Life Sci., 2007; 64: 479-486
[PubMed]  

[40] Lindahl E., Nyman U., Zaman F., Palmberg C., Cascante A., Shafqat J., Takigawa M., Sävendahl L., Jörnvall H., Joseph B.: Proinsulin C-peptide regulates ribosomal RNA expression. J. Biol. Chem., 2010; 285: 3462-3469
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[41] Luppi P., Cifarelli V., Tse H., Piganelli J., Trucco M.: Human C-peptide antagonizes high glucose-induced endothelial dysfunction through the nuclear factor-κB pathway. Diabetologia, 2008; 51: 1534-1543
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Luppi P., Geng X., Cifarelli V., Drain P., Trucco M.: C-peptide is internalized in human endothelial and vascular smooth muscle cells via early endosomes. Diabetologia, 2009; 52: 2218-2228
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Luzi L., Zerbini G., Caumo A.: C-peptide: a redundant relative of insulin? Diabetologia, 2007; 50: 500-502
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] Maciejewska-Jeske M., Szczęsna A., Męczekalski B.: C-peptyd i jego znaczenie w fizjologii oraz wybranych endokrynopatiach. Pol. Merkur. Lekarski, 2011; 31: 75-79
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[45] Mares-Guia T.R., Maigret B., Martins N.F., Maia A.L., Vilela L., Ramos C.H., Neto L.J., Juliano M.A., dos Mares-Guia M.L., Santoro M.M.: Molecular dynamics and circular dichroism studies of human and rat C-peptides. J. Mol. Graph. Model., 2006; 25: 532-542
[PubMed]  

[46] Marx N., Walcher D., Raichle C., Aleksic M., Bach H., Grüb M., Hombach V., Libby P., Zieske A., Homma S., Strong J.: C-peptide colocalizes with macrophages in early arteriosclerotic lesions of diabetic subjects and induces monocyte chemotaxis in vitro. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol., 2004; 24: 540-545
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Merry T.L., Lynch G.S., McConell G.K.: Downstream mechanisms of nitric oxide-mediated skeletal muscle glucose uptake during contraction. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol., 2010; 299: R1656-R1665
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Middleton J.P., Khan W.A., Collinsworth G., Hannun Y.A., Medford R.M.: Heterogeneity of protein kinase C-mediated rapid regulation of Na/K-ATPase in kidney epithelial cells. J. Biol. Chem., 1993; 268: 15958-15964
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[49] Mughal R.S., Scragg J.L., Lister P., Warburton P., Riches K., O’Regan D.J., Ball S.G., Turner N.A., Porter K.E.: Cellular mechanisms by which proinsulin C-peptide prevents insulin-induced neointima formation in human saphenous vein. Diabetologia, 2010; 53: 1761-1771
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Nerelius C., Alvelius G., Jörnvall H.: N-terminal segment of proinsulin C-peptide active in insulin interaction/desaggregation. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2010; 403: 462-467
[PubMed]  

[51] Nordquist L., Brown R., Fasching A., Persson P., Palm F.: Proinsulin C-peptide reduces diabetes-induced glomerular hyperfiltration via efferent arteriole dilation and inhibition of tubular sodium reabsorption. Am. J. Physiol. Renal Physiol., 2009; 297: F1265-F1272
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] Nordquist L., Lai E.Y., Sjöquist M., Patzak A., Persson A.E.: Proinsulin C-peptide constricts glomerular afferent arterioles in diabetic mice. A potential renoprotective mechanism. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol., 2008; 294: R836-R841
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Nordquist L., Shimada K., Ishii T., Furuya D.T., Kamikawa A., Kimura K.: Proinsulin C-peptide prevents type-1 diabetes-induced decrease of renal Na+-K+-ATPase alpha1-subunit in rats. Diabetes Metab. Res. Rev., 2010; 26: 193-199
[PubMed]  

[54] Ohtomo Y., Aperia A., Sahlgren B., Johansson B.L., Wahren J.: C-peptide stimulates rat renal tubular Na+, K(+)-ATPase activity in synergism with neuropeptide Y. Diabetologia, 1996; 39: 199-205
[PubMed]  

[55] Ohtomo Y., Bergman T., Johansson B.L., Jörnvall H., Wahren J.: Differential effects of proinsulin C-peptide fragments on Na⁺,K⁺-ATPase activity of renal tubule segments. Diabetologia, 1998; 41: 287-291
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[56] O’Neill L.A., Kaltschmidt C.: NF-κB: a crucial transcription factor for glial and neuronal cell function. Trends Neurosci., 1997; 20: 252-258
[PubMed]  

[57] Pramanik A., Ekberg K., Zhong Z., Shafqat J., Henriksson M., Jansson O., Tibell A., Tally M., Wahren J., Jörnvall H., Rigler R., Johansson J.: C-peptide binding to human cell membranes: importance of Glu27. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2001; 284: 94-98
[PubMed]  

[58] Raccah D., Lamotte-Jannot M.F., Issautier T., Vague P.: Effect of experimental diabetes on Na/K-ATPase activity in red blood cells, peripheral nerve and kidney. Diabete Metab., 1994; 20: 271-274
[PubMed]  

[59] Rebsomen L., Khammar A., Raccah D., Tsimaratos M.: C-peptide effects on renal physiology and diabetes. Exp. Diabetes Res., 2008; 2008: 281536
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[60] Rigler R., Pramanik A., Jonasson P., Kratz G., Jansson O.T., Nygren P., Stahl S., Ekberg K., Johansson B., Uhlén S., Uhlén M., Jörnvall H., Wahren J.: Specific binding of proinsulin C-peptide to human cell membranes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1999; 96: 13318-13323
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] Ritz E., Tarng D.C.: Renal disease in type 2 diabetes. Nephrol. Dial. Transplant., 2001; 16 (Suppl. 5): 11-18
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[62] Sato Y., Oshida Y., Han Y.Q., Morishita Y., Li L., Ekberg K., Jörnvall H., Wahren J.: C-peptide fragments stimulate glucose utilization in diabetic rats. Cell. Mol. Life Sci., 2004; 61: 727-732
[PubMed]  

[63] Shafqat J., Melles E., Sigmundsson K., Johansson B.L., Ekberg K., Alvelius G., Henriksson M., Johansson J., Wahren J., Jörnvall H.: Proinsulin C-peptide elicits disaggregation of insulin resulting in enhanced physiological insulin effects. Cell. Mol. Life Sci., 2006; 63: 1805-1811
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[64] Shashkin P.N., Jiao Y., Westerblad H., Katz A.: C-peptide does not alter carbohydrate metabolism in isolated mouse muscle. Am. J. Physiol., 1997; 272: E245-E247
[PubMed]  

[65] Shaw J.E., Zimmet P.Z,, Gries F.A., Ziegler D.: Epidemiology of diabetic neuropathy. W: Text book of Diabetic Neuropathy, red.: F.A. Gries, N.E. Cameron, P. Low, D. Ziegler. Thieme, Stuttgart, NY, USA 2003, 64-82
http://books.google.pl/books?id=5HNVsc6SnWUC&printsec=frontcover&hl=pl#v=onepage&q&f=false

[66] Sima A.A., Li Z.G.: The effect of C-peptide on cognitive dysfunction and hippocampal apoptosis in type 1 diabetic rats. Diabetes, 2005; 54: 1497-1505
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[67] Sima A.A., Zhang W., Grunberger G.: Type 1 diabetic neuropathy and C-peptide. Exp. Diabesity Res., 2004; 5: 65-77
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[68] Sima A.A., Zhang W., Kreipke C.W., Rafols J.A., Hoffman W.H.: Inflammation in diabetic encephalopathy is prevented by C-peptide. Rev. Diabet. Stud., 2009; 6: 37-42
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Sima A.A., Zhang W., Sugimoto K., Henry D., Li Z., Wahren J., Grunberger G.: C-peptide prevents and improves chronic type I diabetic polyneuropathy in the BB/Wor rat. Diabetologia, 2001; 44: 889-897
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[70] Steiner D.F.: The proinsulin C-peptide – a multirole model. Exp. Diabesity Res., 2004; 5: 7-14
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[71] Stevens M.J., Zhang W., Li F., Sima A.A.: C-peptide corrects endoneurial blood flow but not oxidative stress in type 1 BB/Wor rats. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2004; 287: E497-E505
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[72] Sugimoto K., Murakawa Y., Sima A.A.: Diabetic neuropathy – a continuing enigma. Diabetes Metab. Res. Rev., 2000; 16: 408-433
[PubMed]  

[73] Thomas P.K.: Diabetic neuropathy: mechanisms and future treatment options. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry, 1999; 67: 277-279
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[74] Tsimaratos M., Coste T.C., Djemli-Shipkolye A., Daniel L., Shipkolye F., Vague P., Raccah D.: Evidence of time-dependent changes in renal medullary Na,K-ATPase activity and expression in diabetic rats. Cell. Mol. Biol., 2001; 47: 239-245
[PubMed]  

[75] Tsimaratos M., Roger F., Chabardes D., Mordasini D., Hasler U., Doucet A., Martin P.Y., Féraille E.: C-peptide stimulates Na⁺,K⁺-ATPase activity via PKC alpha in rat medullary thick ascending limb. Diabetologia, 2003; 46: 124-131
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] UniProtKB, Protein Knowledgebase (20.10.2011)
http://www.uniprot.org/uniprot/?query=insulin&sort=score

[77] Wahren J., Ekberg K., Johansson J., Henriksson M., Pramanik A., Johansson B.L., Rigler R., Jörnvall H.: Role of C-peptide in human physiology. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2000; 278: E759-E768
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Wahren J., Ekberg K., Jörnvall H.: C-peptide is a bioactive peptide. Diabetologia, 2007; 50: 503-509
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[79] Walcher D., Aleksic M., Jerg V., Hombach V., Zieske A., Homma S., Strong J., Marx N.: C-peptide induces chemotaxis of human CD4-positive cells: involvement of pertussis toxin-sensitive G-proteins and phosphoinositide 3-kinase. Diabetes, 2004; 53: 1664-1670
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Walcher D., Babiak C., Poletek P., Rosenkranz S., Bach H., Betz S., Durst R., Grüb M., Hombach V., Strong J., Marx N.: C-Peptide induces vascular smooth muscle cell proliferation: involvement of SRC-kinase, phosphatidylinositol 3-kinase, and extracellular signal-regulated kinase 1/2. Circ. Res., 2006; 99: 1181-1187
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[81] Walenciak Ł., Fendler W., Młynarski W.: Proinsulinowy peptyd C – bioaktywny peptyd z wielkim potencjałem. Endokrynol. Diabetol. Chor. Przemiany Materii Wieku Rozw., 2007; 13: 95-98
[PubMed]  [Abstract]  [Full Text PDF]  

[82] Wallerath T., Kunt T., Forst T., Closs E.I., Lehmann R., Flohr T., Gabriel M., Schäfer D., Göpfert A., Pfützner A., Beyer J., Förstermann U.: Stimulation of endothelial nitric oxide synthase by proinsulin C-peptide. Nitric Oxide, 2003; 9: 95-102
[PubMed]  

[83] Watanabe Y., Kawakami K., Hirayama Y., Nagano K.: Transcription factors positively and negatively regulating the Na,K-ATPase α1 subunit gene. J. Biochem., 1993; 114: 849-855
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[84] Wilhelm B., Kann P., Pfützner A.: Influence of C-peptide on glucose utilisation. Exp. Diabetes Res., 2008; 2008: 769483
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[85] Zhong Z., Davidescu A., Ehrén I., Ekberg K., Jörnvall H., Wahren J., Chibalin A.V.: C-peptide stimulates ERK1/2 and JNK MAP kinases via activation of protein kinase C in human renal tubular cells. Diabetologia, 2005; 48: 187-197
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[86] Zhong Z., Kotova O., Davidescu A., Ehrén I., Ekberg K., Jörnvall H., Wahren J., Chibalin A.V.: C-peptide stimulates Na⁺,K⁺-ATPase via activation of ERK1/2 MAP kinases in human renal tubular cells. Cell. Mol. Life Sci., 2004; 61: 2782-2790
[PubMed]  

[87] Ziegler D.: Treatment of diabetic polyneuropathy: Update 2006. Ann. NY Acad. Sci., 2006; 1084: 250-266
[PubMed]  

[88] Zierath J.R., Handberg A., Tally M., Wallberg-Henriksson H.: C-peptide stimulates glucose transport in isolated human skeletal muscle independent of insulin receptor and tyrosine kinase activation. Diabetologia, 1996; 39: 306-313
[PubMed]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu