Streszczenie

Białka Rho to monomeryczne GTP-azy z nadrodziny Ras, których zasadniczą funkcją jest udział w regulacji struktury cytoszkieletu. W licznych badaniach wykazano, że zachowanie prawidło­wej organizacji cytoszkieletu wymagane jest do realizacji postępu fazy G1 cyklu komórkowe­go, a także mitozy i cytokinezy. Białka Rho odgrywają również istotną rolę w sygnalizacji mito­gennej, m.in. z wykorzystaniem szlaku MAPKs. Dlatego też GTP-azy Rho, a wśród nich RhoA, Rac1 i Cdc42, będące najlepiej poznanymi przedstawicielami opisywanej rodziny, uważane są za istotne modulatory progresji cyklu komórkowego. W pracy omówiono aktualny stan wiedzy na temat molekularnej natury szlaków sygnałowych GTP-az Rho, które są podstawowe dla wzrostu komórek, wpływając na ekspresję białkowych regulatorów fazy G1 oraz przejścia G1/S.

Słowa kluczowe:białka Rho • cykl komórkowy • faza G1 • cyklina D • cyklina E • p21Waf^{1/cip1 •} p27Kip¹

Summary

Rho proteins, including RhoA, Rac1 and Cdc42, are members of the Ras superfamily of mono­meric GTP-binding proteins, which are well-known regulators of the cytoskeleton. Numerous studies have shown that an intact cytoskeleton is required for cell cycle progression through G1 phase as well as mitosis and cytokinesis. Because of their role in both cytoskeletal rearrangement and mitogenic signaling, Rho family proteins are key mediators of cell cycle progression. In this paper, we review the current state of knowledge concerning the Rho-dependent signaling path­ways that regulate the expression of cell cycle regulatory proteins required for G1 phase progres­sion and S phase entry.

Key words: Rho proteins • cell cycle • G1 phase • cyclin D • cyclin E • p21Waf^{1/cip1 • p}27Kip¹

Wykaz skrótów:

ATF-2 – czynnik transkrypcyjny ATF2 (activating transcription factor 2); Cdks – kinazy cyklinozależne (cyclin-dependent kinases); CDKIs – inhibitory kinaz cyklinozależnych (cyclin-dependent kinase inhibitors); DP – białka wiążące czynniki transkrypcyjne z rodziny E2F (dimerization partner); DPI – inhibitor enzymów flawoproteinowych (diphenylene iodonium); E2F – czynnik transkrypcyjny E2F; ECM – macierz zewnątrzkomórkowa (extracellular matrix); ERK – kinaza regulowana czynnikami zewnętrznymi (extracellular signal regulated kinase); FAK – kinaza płytek przylegania (focal adhesion kinase); GAP – białko stymulujące aktywność GTP-azową małych białek G (GTPase-activating protein); GDI – białko hamujące aktywność małych białek G (guanine nucleotide dissociation inhibitor); GDP – guanozyno-5’difosforan (guanosine-5’diphosphate); GEF – białko zaangażowane w wymianę GDP na GTP, aktywujące małe białka G (guanine nucleotide exchange factor); GTP – guanozyno-5’trifosforan (guanosine-5’triphosphate); GTP-aza – guanozyno-5’trifosfataza (guanosine-5′ triphosphatase); HMG-CoA – 3-hydroksy-3-metylo-glutarylo-CoA; IκB – inhibitor czynnika transkrypcyjnego NF-κB (inhibitor of NFκB); Lbc – czynnik wymiany nukleotydów guaninowych dla RhoA (lymphoid blast crisis); LIMK – kinaza LIM (LIM kinase); mDia – białko efektorowe białek z rodziny Rho (mammalian homologue of Drosophila diaphanous); MAPKs – kinazy białkowe aktywowane przez mitogeny (mitogen-activated protein kinases); MBS – wiążąca miozynę podjednostka fosfatazy lekkich łańcuchów miozyny (myosin-binding subunit); MEK – aktywator kinazy ERK; MLC – lekki łańcuch miozyny (myosin light chain); MLCP – fosfataza lekkich łańcuchów miozyny (myosin light chain phosphatase); NAC – N-acetylocysteina; NADPH – zredukowany fosforan dinukleotydu nikotynoamidoadeninowego; NF-κB – czynnik transkrypcyjny kappa B (nuclear factor kappa B); NLS – sygnał lokalizacji jądrowej (nuclear localization signal); PAK – kinaza serynowo-treoninowa (p21-activated kinase); PDGF – płytkopochodny czynnik wzrostu; PDTC – ditiokarbaminian pirolidyny; pRb – produkt białkowy genu supresorowego retinoblastoma; Ras – małe białko G kodowane przez protoonkogen ras będący homologiem wirusowego onkogenu zidentyfikowanego w wirusie mięsaka myszy (rat sarcoma); RFT – reaktywne formy tlenu; ROCK – Rho-zależna kinaza (Rho kinase); TGF-β – transformujący czynnik wzrostu β (tumor transforming factor β); wt – typ dziki (wild type).

Wprowadzenie

Białka Rho (Ras homologous) to monomeryczne poli­peptydy o masach cząsteczkowych 20-30 kDa, szeroko rozpowszechnione w komórkach eukariota, od drożdży aż po człowieka [48,69]. Członkami rodziny Rho są biał­ka: Rho (RhoA, RhoB, RhoC, RhoD, RhoT), Rac (Rac1, Rac2, Rac3), Cdc42, TC10, TCL, Wrch1, Chp/Wrch2, RhoG, RhoH/TTF oraz Rnd (Rnd1, Rnd2, Rnd3/RhoE) [23,106]. Najlepiej dotąd poznanymi są polipeptydy RhoA, Rac1 i Cdc42. Białka Rho należą do nadrodziny białek Ras (małych białek G). Ich wspólną cechą strukturalną jest po­siadanie domeny GTP-azowej, przy czym występowanie w jej obrębie 13-aminokwasowego insertu (Rho insert do­main) pomiędzy piątym łańcuchem β a czwartą helisą α, wyróżnia białka Rho spośród pozostałych małych białek G [69,75,114]. Rho funkcjonują jako molekularne prze­łączniki, oscylując między postacią aktywną (po związa­niu GTP) a nieaktywną (gdy GTP ulegnie hydrolizie do GDP) [106]. Aktywność tych polipeptydów kontrolowana jest przez trzy grupy białek regulatorowych: GEF (guanine nucleotide exchange factor), GAP (GTPase-activating pro­teins) oraz GDI (guanine nucleotide dissociation inhibitor). Nieaktywne Rho utrzymywane są w cytoplazmie komórki w postaci związanej z białkami GDI, które hamują wymia­nę GDP na GTP. Funkcja GEF związana jest z aktywacją białek Rho, gdyż czynniki te ułatwiają zarówno dysocja­cję GDI, jak również wymianę GDP na GTP. Białka Rho mają niewielką wewnętrzną aktywność GTP-azową, dla­tego też ich przejście ze stanu aktywnego w nieaktywny wymaga białek regulatorowych GAP, które promują hy­drolizę GTP do GDP [31,106].

Najwcześniej i najlepiej poznaną funkcją białek Rho jest udział w regulacji struktury cytoszkieletu aktynowego [19,69]. GTP-azy Rho są ogniwami szlaków sygnalizacyj­nych, które kontrolują stopień polimeryzacji i depolime­ryzacji aktyny oraz poziom fosforylacji miozyny [30,31]. Aktywne RhoA stymuluje powstawanie włókien naprężenio­wych (stress fibers) i ognisk kontaktowych (focal adhesions) [5], podczas gdy polipeptydy Cdc42 i Rac indukują formo­wanie, odpowiednio filopodiów i lamelipodiów [35,68,82].

Istotnymi efektorami białka RhoA są serynowo-treoninowe Rho-zależne kinazy ROCK1 (ROKβ) oraz ROCK2 (ROKα), a także białka z rodziny formin mDia1 i mDia2. Po zwią­zaniu Rho-GTP, ROCK fosforyluje liczne substraty, takie jak kinazy LIM1 i LIM2, lekki łańcuch miozyny (MLC – myosin light chain) czy też podjednostkę wiążącą miozynę (MBS – myosin-binding subunit) fosfatazy lekkich łańcu­chów miozyny (MLCP – myosin light chain phosphatase), co prowadzi do polimeryzacji aktyny, zwiększenia kurczli­wości struktur aktomiozynowych, formowania włókien na­prężeniowych oraz ich stabilizacji. Najważniejszym efek­torem dla polipeptydów Rac i Cdc42 jest natomiast kinaza PAK (p21-activated kinase), której jednym z substratów jest wspomniana już kinaza LIM. Aktywna LIMK fosforyluje i inaktywuje kofilinę (białko odpowiedzialne m.in. za de­polimeryzację F-aktyny), przez co zapobiega depolimery­zacji filamentów aktynowych [17,31,69]. Reorganizacja cy­toszkieletu aktynowego warunkuje m.in. zmianę kształtu komórek, ich adhezję i rozpłaszczenie się na podłożu [28]. Białka Rho wpływając na organizację cytoszkieletu aktyno­wego oraz ekspresję wielu genów, regulują liczne procesy m.in. proliferację czy apoptozę komórek [10,30].

Adhezja komórek do podłoża – macierzy zewnątrzkomór­kowej (ECM – extracellular matrix) odgrywa główną rolę w proliferacji nietransformowanych komórek [85]. Kontrola wzrostu komórek przez ich adhezję do podłoża odbywa się w fazie G1 cyklu komórkowego [8]. Przyczepienie się ko­mórek do ECM za pośrednictwem receptorów typu inte­gryn, a następnie ich rozpłaszczenie, warunkowane przez rearanżację cytoszkieletu aktynowego, umożliwia postęp fazy G1 i podjęcie syntezy DNA w fazie S cyklu [18,28]. Postęp fazy G1 cyklu komórkowego kontrolowany jest przez trzy główne grupy białek: kinazy cyklinozależne (Cdks – cyclin-dependent kinases), endogenne inhibitory Cdks (CDKIs – cyclin-dependent kinase inhibitors) oraz podjednostki regulatorowe Cdks – cykliny. We wczesnej fazie G1 działają cykliny D oraz kinazy Cdk4/6, a w późnej fazie G1 cyklina E, która jest podjednostką regulatorową dla Cdk2. Inhibitory kinaz cyklinozaleznych zalicza się do jednej z dwóch rodzin, INK4 (p16^INK4A, p15^INK4B, p18^INK4C, p19^INK4D) lub CIP/KIP (p21^Waf1/cip1, p27^Kip1, p57^Kip2) [96,107]. Ważnym substratem kompleksów cyklina D/Cdk4/6 oraz cyklina E/Cdk2 jest białko Rb (pRb – retinoblastoma pro­tein), które w postaci nieufosforylowanej wiąże się z róż­nymi czynnikami transkrypcyjnymi, m.in. z rodziny E2F. Czynniki te mają krytyczne znaczenie dla przejścia ko­mórki przez punkt restrykcyjny na granicy faz G1/S oraz wpływają na aktywację genów fazy S. Na początku i w trak­cie trwania fazy G1 za fosforylację pRb odpowiada kom­pleks cyklina D/Cdk4/6, natomiast w późnej fazie G1 proces ten przejmuje kompleks cyklina E/Cdk2 [95,99]. Hiperfosforylacja pRb prowadzi do uwolnienia E2F, które po przyłączeniu białek DP (dimerization partner) wiążą się z regionami promotorowymi genów docelowych, stymu­lując ich transkrypcję i przejście komórki w następną fazę cyklu [37]. Zatem, relatywne poziomy cyklin, kinaz Cdk oraz białek CDKI są czynnikami decydującymi o przejściu komórki przez punkt krytyczny na granicy faz G1/S [27].

Istotna rola białek z rodziny Rho zarówno w rearanżacji cytoszkieletu aktynowego, a także sygnalizacji mitogennej sprawia, że GTP-azy te postrzegane są jako ważne modu­latory postępu fazy G1 cyklu komórkowego [58]. Wyniki licznych badań wskazują, że udział polipeptydów Rho, w zależnej od integryn organizacji cytoszkieletu, wyma­gany jest do wystąpienia wszystkich wyżej wymienionych zdarzeń koniecznych do przejścia komórki przez fazę G1 i wejścia w fazę S [18,41]. Ponadto Rho, Rac i Cdc42 kon­trolują szlaki przekazywania sygnałów, które są podstawo­we dla wzrostu komórek, wpływając na ekspresję regula­torów fazy G1 cyklu komórkowego [9,26,27,112]. Jednak rola białek z rodziny Rho nie ogranicza się do regulacji fazy G1 cyklu komórkowego. Będąc ogniwem szlaków sy­gnałowych prowadzących do reorganizacji filamentów ak­tynowych oraz mikrotubul, GTP-azy Rho regulują rów­nież progresję mitozy i cytokinezy [47]. Zaangażowane są w formowanie i usztywnienie korteksu komórki pod­czas jej mitotycznego zaokrąglenia [57], tworzenie wrze­ciona kariokinetycznego [11], a także wiązanie mikrotubul wrzeciona do kinetochorów [66,70]. Co więcej, podczas cytokinezy biorą udział w wyznaczaniu płaszczyzny po­działu komórki [67], formowaniu pierścienia kurczliwego i bruzdy podziałowej [49,103] oraz ostatecznym rozdziale komórek siostrzanych [65,90].

Wpływ GTP-az Rho na białkowe regulatory fazy G1 cyklu komórkowego

Białka z rodziny Rho stanowią istotne modulatory postępu fazy G1 cyklu komórkowego, co związane jest z ich wpły­wem na główne zarówno pozytywne, jak i negatywne re­gulatory progresji tej fazy [112]. Olson i wsp. wykazali, że mikroiniekcja białek Rho, Rac i Cdc42 do spoczynko­wych fibroblastów Swiss 3T3 promuje postęp fazy G1 cy­klu komórkowego oraz proces syntezy DNA. Jednocześnie wykazano, że wprowadzenie do komórek mRNA kodują­cych dominującą negatywną postać białek Rac i Cdc42 lub inhibitora Rho, transferazę C3 z Clostridium botili­num, blokuje syntezę DNA stymulowaną przez surowicę [71]. Co więcej, naukowcy zasugerowali, że aktywny mu­tant RhoA zdolny jest do indukcji przejścia G1/S w fibro­blastach pozbawionych surowicy [71,116]. Z kolei Zhang i wsp. zaobserwowali, że selektywna supresja RhoA lub jego efektorów, mDia1 i ROCK skutecznie hamuje proli­ferację oraz przejście przez punkt restrykcyjny G1/S ko­mórek raka żołądka [117].

Cyklina D1

Cyklina typu D1 stanowi główną cyklinę z grupy D (D1, D2, D3) i zazwyczaj pierwszą, której indukcja następuje po przejściu komórki z fazy spoczynkowej G0 w fazę G1 [34]. Synteza cykliny D1, w odpowiedzi na stymulację mi­togenną, jest etapem ograniczającym szybkość tworzenia aktywnych kompleksów cyklina D/Cdk4/6 i tym samym, jednym z głównych zdarzeń wymaganych do fosforylacji białka Rb i w konsekwencji postępu fazy G1 cyklu ko­mórkowego [95,96].

W wielu typach komórek indukcja ekspresji cykliny D1 jest ściśle związana z aktywacją kinazy ERK (extracellular signal regulated kinase) [4,54]. ERK jest serynowo-treoni­nową kinazą należącą do nadrodziny kinaz aktywowanych przez mitogeny (MAP – mitogen activated protein kina­ses). Enzym ten występuje w dwóch postaciach homolo­gicznych: ERK1 (p44) i ERK2 (p42), a podstawową kaska­dę sygnałową tworzy zespół Ras/Raf/MEK/ERK [51,77].

W licznych badaniach wykazano, że inhibicja szlaku sy­gnałowego Ras/ERK blokuje, aktywowaną przez mitogeny, ekspresję cykliny D1 [54,110,111]. Należy podkreślić, że proces syntezy cykliny D1 wymaga długotrwałej aktywa­cji kinazy ERK, utrzymującej się przez 5-6 h po stymula­cji spoczynkowych fibroblastów mitogenami, podczas gdy krótki czas aktywacji tego enzymu (1-3 h w przypadku fi­broblastów) jest niewystarczający do rozpoczęcia opisywa­nego procesu [13,84,113]. Czas trwania aktywacji kinazy ERK determinowany jest przez współdziałanie receptorów czynników wzrostu, receptorów adhezyjnych oraz cytosz­kieletu aktynowego [113]. Głównymi receptorami adhe­zyjnymi są kompleksy glikoprotein, zwane integrynami [104]. Oddziaływanie składników macierzy zewnątrzko­mórkowej, takich jak fibronektyna, z receptorem integry­nowym leży u podstaw mechanizmów kontrolujących m.in. organizację cytoszkieletu aktynowego [50]. O istotnej roli cytoszkieletu aktynowego w kontroli ekspresji cykliny D1 świadczą m.in. wyniki badań Böhmera i wsp., którzy zaob­serwowali, że zablokowanie polimeryzacji filamentów ak­tynowych przez cytochalazynę D, hamuje syntezę mRNA cykliny D1 [18]. Welsh i wsp. wykazali, że skoordynowa­ne współdziałanie receptorów czynników wzrostu oraz in­tegryn, przy zachowaniu prawidłowej organizacji cytosz­kieletu aktynowego, pozwala na długotrwałą aktywację kinazy ERK w fibroblastach NIH 3T3, mających aktywne Rho. Zaktywowana kinaza ERK ulega translokacji do ją­dra, gdzie stymuluje transkrypcję genu kodującego cykli­nę D1, w środkowej fazie G1 cyklu komórkowego (~9 h po stymulacji mitogennej) [113]. Powstała cyklina D1 tworzy aktywny kompleks z Cdk4 lub Cdk6, zdolny do fosforyla­cji, a tym samym inaktywacji białka Rb. Kompleks cyklina D1/Cdk4/6 może również promować postęp cyklu komór­kowego, poprzez sekwestrację inhibitora kinaz cyklinoza­leżnych – białka p27^Kip1 [107].

Udział ECM oraz cytoszkieletu aktynowego w kontroli czasu trwania aktywacji kinazy ERK wskazuje na istot­ną rolę białek z rodziny Rho w regulacji ekspresji cykli­ny D1 [46]. Jak wynika z danych piśmiennictwa, udział szlaku sygnałowego Rho w kontroli syntezy cykliny D1 związany jest z regulacją czasu trwania aktywacji kinazy ERK, a także z koordynacją ekspresji cykliny D1 w cza­sie (timing of cyclin D1 expression) [113]. Regulacja syn­tezy cykliny D1 może się odbywać również w sposób nie­zależny od kinazy ERK, w czym uczestniczą białka Rac i Cdc42 [73,113,115].

Renshaw i wsp. wykazali, że szlak sygnałowy Rho po­średniczy w zależnej od integryn aktywacji kinazy ERK. W cytowanych badaniach inaktywacja białka RhoA przez transferazę C3 z Clostridium botilinum lub dominujący negatywny mutant RhoA (RhoN19) hamowała aktywa­cję kinaz ERK/MAPK w fibroblastach NIH 3T3. Z ko­lei aktywacja GTP-azy RhoA, na skutek wprowadzenia do komórek konstytutywnie aktywnej, zmutowanej po­staci RhoA (RhoQ63L) lub swoistego dla RhoA czynni­ka wymiany nukleotydów guaninowych (Lbc – lympho­id blast crisis) wzmacniała aktywację ERK [80]. Kolejne, przeprowadzone na fibroblastach NIH 3T3 doświadcze­nia wykazały, że zablokowanie Rho-zależnej kinazy lub jej efektora LIMK, blokuje formowanie włókien naprę­żeniowych oraz ognisk kontaktowych, a w konsekwencji zależną od integryn aktywację kinazy ERK. Wyniki te, uzyskane przez Rooversa i wsp. wskazują, że indukowa­ne przez szlak sygnałowy RhoA-ROCK formowanie włó­kien stresowych i ognisk kontaktowych wymagane jest do długotrwałej aktywacji kinazy ERK oraz ekspresji cykli­ny D1 w komórkach NIH 3T3 traktowanych czynnikami wzrostu [83]. Wniosek ten wysunięto także na podstawie doświadczeń, przeprowadzonych na stymulowanych suro­wicą komórkach w zawiesinie. W warunkach tych aktyw­ność Rho jest duża [79], jednak ze względu na brak możli­wości wytworzenia włókien stresowych, nie obserwowano długotrwałej aktywacji kinazy ERK [113]. Burridge i wsp. zasugerowali, że białko RhoA promuje formowanie włó­kien stresowych i związanych z nimi miejsc adhezji przez stymulację aktywności kurczliwej systemu aktomiozyno­wego, co generuje izometryczne naprężenia w komórce, które wzmacniają grupowanie integryn i przez to integry­nowy szlak sygnałowy [22]. Jak już wspomniano, aktywa­cja integryn wyzwala liczne wewnątrzkomórkowe ścieżki sygnałowe, w tym kaskadę kinazy ERK [91].

Co ciekawe, Welsh i wsp. zaobserwowali, że w warunkach, w których długotrwała aktywacja kinazy ERK jest zablo­kowana (selektywna inaktywacja RhoA), mimo to docho­dzi do gwałtownego wytwarzania cykliny D1, w odpo­wiedzi na stymulację mitogenną mysich fibroblastów NIH 3T3. Dalsza analiza tego zjawiska wykazała, że wspomnia­na synteza cykliny D1 zależna jest od szlaku sygnałowe­go Rac/Cdc42 i odbywa się we wczesnej fazie G1 cyklu komórkowego, około 3 h po stymulacji mitogennej spo­czynkowych fibroblastów. Jak wiadomo, w prawidłowych fibroblastach (w których adherentne komórki stymulowa­ne są przez czynniki wzrostu) synteza cykliny D1 ograni­czona jest zwykle do środkowej fazy G1 cyklu komórko­wego. Uzyskane wyniki pozwoliły stwierdzić, że białko RhoA pełni istotną rolę w koordynacji ekspresji cykliny D1 w odpowiedniej sekwencji czasowej. W fibroblastach NIH 3T3, RhoA blokuje alternatywny szlak Rac/Cdc42 i tym samym zapobiega przedwczesnej indukcji cykliny D1. Jednocześnie promuje, zależną od kinazy ERK, syn­tezę cykliny D1 w środkowej fazie G1 cyklu komórkowe­go. Zatem indukcja ekspresji cykliny D1 przez Rac/Cdc42 w fibroblastach NIH 3T3, obserwowana jest tylko w przy­padku zablokowania RhoA (lub jego efektorów) i jest nie­zależna od kinazy ERK [113]. Inaczej dzieje się w przy­padku komórek epitelialnych. Badania wykazały bowiem, że komórki mezenchymalne (np. fibroblasty) i epitelialne różnią się kinetyką ekspresji cykliny D1 – w tych pierw­szych, jak już wspomniano, proces ten zachodzi w środko­wej fazie G1 cyklu, natomiast w drugich ograniczony jest raczej do wczesnej fazy G1 [34,45,113]. Fournier i wsp. wykazali, że endogenne białko Rac odgrywa główną rolę w regulacji syntezy cykliny D1 w komórkach epitelialnych raka gruczolu piersiowego linii MCF10A [34].

Należy podkreślić, że większość badań nad zależnymi od ERK lub Rac szlakami sygnałowymi stymulującymi eks­presję cykliny D1, prowadzonych było w różnych typach komórek (epitelialne vs. mezenchymalne) lub w warun­kach nadekspresji Rac [34,43,46,113]. Klein i wsp., jako pierwsi ocenili udział ścieżek sygnalizacyjnych ERK oraz Rac w kontroli syntezy cykliny D1, nie tylko w komórkach o różnym, ale również o tym samym pochodzeniu. W cy­towanych badaniach materiał doświadczalny stanowiły komórki linii MCF10A, a także komórki linii MCF10A, w których indukowano fenotyp mezenchymalny, na sku­tek 3-dniowej inkubacji komórek z TGF-β. Uzyskane wy­niki wykazały, że w komórkach MCF10A, Rac indukuje ekspresję cykliny D1 we wczesnej fazie G1, w sposób nie­zależny od kinazy ERK i integralności cytoszkieletu ak­tynowego oraz że jest ona niewystarczająca do przejścia ko­mórek z fazy G1 do fazy S cyklu komórkowego. Wczesna indukcja cykliny D1 ulega zablokowaniu w komórkach mezenchymalnych, takich jak fibroblasty, komórki mię­śni gładkich czy też komórki MCF10A po 3-dniowej in­kubacji z TGF-β. Z kolei synteza cykliny D1 w środkowej fazie G1 regulowana jest. zarówno przez ERK, jak i Rac oraz wymaga prawidłowej organizacji cytoszkieletu akty­nowego. Co więcej, współdziałanie między tymi białka­mi istotne jest do indukcji mRNA cykliny D1 oraz przej­ścia G1/S zarówno w komórkach mezenchymalnych, jak i epitelialnych [45]. W swoich badaniach Welsh i wsp. nie obserwowali koregulacji ekspresji cykliny D1 przez białka Rac i ERK w komórkach NIH 3T3, prawdopodobnie dla­tego, że wykorzystali komórki z nadekspresją a5b1 inte­gryny [113]. Konieczne są dalsze badania, które umożliwią sprawdzenie, czy zależna od Rac synteza mRNA cykliny D1 we wczesnej i środkowej fazie G1 cyklu komórkowe­go indukowana jest za pośrednictwem tego samego, czy też odmiennych szlaków sygnalizacyjnych [45]. Dowodem, że są to różne ścieżki sygnalizacyjne jest to, że synteza mRNA cykliny D1 we wczesnej fazie G1 cyklu komór­kowego wymaga aktywności czynnika transkrypcyjnego NF-κB, natomiast, w środkowej fazie G1, opisywany pro­ces jest niezależny od NF-κB [46].

Mechanizm, poprzez który białko Rac indukuje biosyn­tezę cykliny D1, różni się w zależności od typu komórek [112]. W fibroblastach NIH 3T3 głównym efektorem biał­ka Rac, aktywowanym w drodze sygnałowej prowadzącej do syntezy cykliny D1, jest serynowo-treoninowa kinaza PAK [113]. Balasenthil i wsp. wykazali, że PAK reguluje ekspresję cykliny D1 angażując szlak czynnika jądrowego κB (NF-κB) [12]. NF-κB obejmuje homo- i heterodimery tworzone przez dwie spośród pięciu podjednostek należą­cych do rodziny białek NF-κB/Rel: RelA/p65, RelB, cRel, p105/p50 (NF-B1), p100/p52 (NF-B2). Zasadniczą formą NF-κB w komórce jest heterodimer RelA/p50. W posta­ci nieaktywnej NF-κB występuje w cytoplazmie komór­ki w kompleksie z inhibitorem IkB, którego zadaniem jest maskowanie sekwencji NLS (nuclear localization signal), decydującej o translokacji dimerów NF-κB do jądra ko­mórkowego. Pula genów aktywowanych przez czynnik transkrypcyjny NF-κB obejmuje geny istotne w procesach odpowiedzi immunologicznej, apoptozy, proliferacji i pro­cesów zapalnych [55,89].

Udział NF-κB w aktywacji transkrypcji genu cykliny D1 przez białko Rac, został opisany przez Joyce’a i wsp. Zdaniem tych naukowców, GTP-aza Rac promuje aktywa­cję czynnika NF-κB oraz wzmacnia jego przyłączanie do promotora genu kodującego cyklinę D1. Analiza mutan­tów N-końcowej domeny efektorowej białka Rac wykaza­ła, że domena ta wymagana jest do aktywacji NF-κB oraz indukcji transkrypcji genu cykliny D1. Ponadto, w pro­motorze genu cykliny D1, cytowani badacze zidentyfi­kowali sekwencje istotne do jego aktywacji przez białka Rac/NF-κB. Mutacja w obrębie miejsca wiązania czynni­ka ATF-2 (ATF-binding site), obniża aktywność promotora genu cykliny D1 o 75%, natomiast mutacja w sekwen­cji wiążącej NF-κB (NF-κB-binding site) znosi jego in­dukcję przez podjednostkę p50 NF-κB [43]. Warto przy­toczyć również wcześniejsze badania, przeprowadzone przez Sulcinera i wsp., którzy zaobserwowali, że krótko­trwała ekspresja konstytutywnie aktywnego mutanta Rac1 (V12rac1) znacząco zwiększa aktywność transkrypcyjną NF-κB, podczas gdy zastosowanie dominująco negatyw­nej postaci (N17rac1) blokuje zarówno podstawową, jak i stymulowaną przez interleukinę 1β aktywność tego białka w komórkach HeLa. Ponadto wykazano, że indukcja NF-κB przez Rac1 jest niezależna od zdolności tego białka do aktywacji kinazy N-końcowej domeny białka c-Jun (JNK – c-Jun N-terminal kinase) [100]. Z kolei Klein i wsp. za­sugerowali, że NF-κB nie jest elementem szlaku sygnało­wego zależnego od Rac (nie jest aktywowany przez Rac), lecz funkcjonuje równoległe do niego i to współdziałanie istotne jest dla aktywacji transkrypcji cykliny D1 w my­sich embrionalnych fibroblastach [46]. Ciekawych infor­macji, odnośnie wpływu Rac1 i Rac1b na szlak czynnika jądrowego kB dostarczyli Matos i Jordan [61]. Rac1b po­wstaje jako produkt alternatywnego splicingu genu Rac1 i charakteryzuje się obecnością dodatkowych 19 reszt ami­nokwasowych na C-końcu białka, tuż obok tzw. regionu przełącznikowego II (switch II region). Ponadto, postać ta cechuje się konstytutywną aktywnością, która wynika z dużej wewnętrznej aktywności GEF, obniżonej (w sto­sunku do wt (wild type) Rac1) wewnętrznej aktywności GTP-azowej, braku zdolności do oddziaływania z GDI oraz zwiększonej tendencji do wiązania się z błoną komórkową. Wysoka ekspresja Rac1b obserwowana jest m.in. w ludz­kich komórkach raka gruczołu piersiowego, czy okrężni­cy (32,97). Matos i Jordan wykazali, że aktywność białka Rac1b, w przeciwieństwie do GTP-azy Rac1, jest wystar­czająca do indukcji syntezy cykliny D1 i przejścia komó­rek NIH 3T3 z fazy G1 do fazy S cyklu komórkowego. Co więcej ekspresja wt Rac1b, lecz znowu nie wt Rac1, rady­kalnie zwiększała przeżycie minimalnie stymulowanych komórek. Zaobserwowano ponadto, że zastosowanie zmu­towanej, niepoddającej się fizjologicznej regulacji postaci IκBα (super-represor IkBa) hamuje odpowiedź komórko­wą związaną z aktywacją Rac1b czy Rac1. Przedstawione wyniki sugerują, że Rac1b jest wysoce aktywnym warian­tem białka Rac1, który stymuluje postęp fazy G1 cyklu komórkowego i przeżycie komórek, w sposób zależny od czynnika jądrowego κB. Rac1b indukuje fosforylację in­hibitora IkBa, która wymagana jest do aktywacji NF-κB [61]. Jednak dokładny mechanizm odpowiedzialny za re­gulację czynnika jądrowego κB przez białko Rac, nie zo­stał jak dotąd w pełni poznany.

Wyniki licznych badań sugerują, że aktywacja czynnika transkrypcyjnego NF-κB może być zależna od stanu redoks komórki [42,62,88,92,98]. GTP-aza Rac stanowi składnik kompleksu enzymatycznego oksydazy NADPH fagocytów, który jest ważnym komórkowym źródłem RFT (reaktyw­ne formy tlenu) [1,2]. Ludzka oksydaza NADPH składa się z siedmiu podjednostek – związanych z błoną komór­kową p22^phox i gp91^phox (tworzących flawocytochrom b₅₅₈), trzech cytoplazmatycznyh polipeptydów (p47^phox, p67^phox i p40^phox) oraz białek G, tj. Rap1A i Rac, z których ostatnie niezbędne jest do aktywacji enzymu. GTP-aza Rac łączy się z N-końcową domeną p67^phox i w ten sposób kontroluje aktywność kompleksu. System oksydazy NADPH został zidentyfikowany także w innych niż fagocyty komórkach, m.in. w fibroblastach, komórkach śródbłonka czy komór­kach mięśni gładkich naczyń [20,33]. Ponadto sugeruje się, że GTP-aza Rac może się przyczyniać do powstawa­nia RFT także w inny sposób. Białko to wydaje się peł­nić istotną rolę w metabolizmie kwasu arachidonowego – procesie prowadzącym do wytwarzania RFT [76]. Sulciner i wsp., chcąc wyjaśnić mechanizm prowadzący do aktywacji czynnika NF-κB przez białko Rac, zaobserwowali, że eks­presja konstytutywnie aktywnego mutanta Rac1 (V12rac1) lub stymulacja komórek HeLa przez cytokinę 1β, prowadzi do znaczącego wzrostu poziomu RFT. Inkubacja komórek z antyoksydantami, takimi jak N-acetylocysteina (NAC) czy ditiokarbaminian pirolidyny (PDTC) blokowała, indu­kowany przez V12rac1, wzrost stężenia RFT oraz zdolność do aktywacji czynnika jądrowego κB. Wyniki te wskazują, że Rac1 reguluje wewnątrzkomórkowe wytwarzanie reak­tywnych form tlenu w komórkach HeLa. Ponadto sugeru­ją, że białko to jest ogniwem szlaku przekaźnictwa sygna­łu zależnego od RFT (redox signalling) prowadzącego do aktywacji czynnika NF-κB [100].

Naukowcy zaobserwowali, że aktywacja białka Rac powo­duje wzrost poziomu reaktywnych form tlenu, także w in­nych niż HeLa komórkach [87,101]. Ponadto wykazano, że kluczowa dla aktywacji oksydazy NADPH, domena efek­torowa Rac wymagana jest również do oddziaływania mi­togennego wywieranego przez to białko w mysich embrio­nalnych fibroblastach. Dane te skłoniły Page’a i wsp. do podjęcia badań, mających na celu sprawdzenie czy induko­wana przez Rac ekspresja cykliny D1 mediowana jest przez reaktywne formy tlenu. W przeprowadzonych doświadcze­niach wykazano, że nadekspresja aktywnego mutanta Rac1 (V12rac1) indukowała transkrypcję z promotora cykliny D1, w komórkach mięśni gładkich dróg oddechowych, podczas gdy dominująco negatywny mutant Rac1 (N17rac1) hamo­wał, stymulowaną przez płytkopochodny czynnik wzrostu (PDGF), transkrypcję cykliny D1. Co istotne, preinkubacja komórek z antyoksydantami (ebselen, katalaza) lub inhi­bitorem enzymów flawoproteinowych (DPI – diphenylene iodonium) osłabiała, mediowaną przez PDGF i Rac1, akty­wację transkrypcji genu cykliny D1, ale nie miała wpływu na indukcję cykliny D1 przez kinazę MEK1 (mitogen-ac­tivated protein kinases/extracellular signal regulated kina­ses) – aktywatora kinazy ERK. Podsumowując, Page i wsp. zasugerowali, że promowana przez Rac1 ekspresja cykli­ny D1 mediowana jest przez reaktywne formy tlenu oraz wskazali na istnienie dwóch odmiennych szlaków sygna­lizacyjnych (zależnego od Rac1 oraz zależnego od ERK) pozytywnie regulujących wzrost komórek mięśni gładkich [73]. Kolejne, przeprowadzone przez ten sam zespół bada­nia wykazały, że białka Rac1 i Cdc42 dzielą wspólny szlak sygnalizacyjny prowadzący do indukcji promotora cykliny D1, w komórkach mięśni gładkich dróg oddechowych [15].

Cyklina E

Cyklina E jest białkowym regulatorem cyklu komórkowe­go, którego szczyt ekspresji przypada na późną fazę G1 i w niektórych typach komórek podlega kontroli przez biał­ka z rodziny Rho [27,95]. Jak już wcześniej wspomniano, cyklina E jest funkcjonalnie związana z kinazą cyklinoza­leżną 2 (Cdk2), a powstały kompleks (cyklina E/Cdk2) od­powiada za wprowadzenie komórki do fazy S [95].

Tanaka i wsp. wykazali, że w stymulowanych surowicą szczurzych astrocytach, aktywność białek Rho wymaga­na jest do indukcji ekspresji cykliny E, aktywacji kinazy Cdk2 oraz przejścia komórek z fazy G1 w fazę S cyklu. Jak wiadomo, potranslacyjna modyfikacja białek Rho (tzw. prenylacja) jest procesem niezbędnym do aktywacji tych GTP-az, ponieważ wykazano, że aby pełnić swoje funkcje białka te muszą zostać dostarczone do błony komórkowej. Związkiem uczestniczącym w prenylacji polipeptydów Rho jest metabolit mewalonianu – pirofosforan geranylogerany­lu (GGPP). Dzięki geranylogeranylacji, białka Rho mogą się zaczepić w błonie komórkowej, aby w dalszej kolejno­ści uczestniczyć w regulacji wewnątrzkomórkowych szla­ków sygnalizacyjnych [63]. Jak wynika z piśmiennictwa, spośród lipidów izoprenowych, to właśnie GGPP odgry­wa istotną rolę w przejściu proliferujących komórek z fazy G1 w fazę S cyklu komórkowego [38,109]. Tanaka i wsp. wykazali, że małe GTP-azy z rodziny Rho ulegają gerany­logeranylacji i translokacji do błony komórkowej w czasie przejścia szczurzych astrocytów przez punkt kontrolny na granicy faz G1/S. Przejście G1/S, opisywane komórki re­alizują, przez zależną od Rho, ekspresję cykliny E oraz ak­tywację kinazy Cdk2. Zastosowanie prawastatyny (inhibitor reduktazy HMG-CoA) hamowało ekspresję cykliny E, ak­tywację Cdk2 oraz promowało zatrzymanie cyklu w fazie G1 na skutek inaktywacji GTP-az Rho, które w obecności tego związku nie ulegają translokacji do błony komórko­wej. Inhibicja ta uległa całkowitemu odwróceniu przez do­danie mewalonianu lub GGPP. Z kolei egzotoksyna C3 zno­siła zdolność GGPP do przywracania ekspresji cykliny E w szczurzych astrocytach traktowanych prawastatyną [102].

W kolejnych badaniach, Hu i wsp. zaobserwowali, że konstytutywnie aktywna postać białka RhoA (RhoA(63)) w sposób znaczący stymuluje aktywność kompleksu cy­klina E/Cdk2 w embrionalnych fibroblastach chomika chińskiego linii IIC9, hodowanych bez dodatku surowicy. Ponadto dominujący negatywny mutant RhoA (dnRhoA) blokował, indukowaną przez surowicę, aktywację komplek­su opisywanej cykliny [40]. Odmienne wyniki uzyskali Croft i Olson, badając rolę szlaku RhoA/ROCK w kontro­li syntezy cykliny E w fibroblastach NIH 3T3. W komór­kach tych aktywność szlaku sygnałowego RhoA/ROCK nie jest ani konieczna, ani też wystarczająca do indukcji ekspresji cykliny E [27].

Udział następnego przedstawiciela rodziny Rho – białka Cdc42, w regulacji ekspresji cykliny E w fibroblastach NIH 3T3 opisali Chou i wsp. Analiza z wykorzystaniem kon­stytutywnie aktywnego mutanta Ccd42V12 wykazała, że GTP-aza Cdc42 oraz jej efektor kinaza p70 S6 (p70S6k), uczestniczą w indukcji ekspresji cykliny E i promują po­stęp fazy G1 cyklu w komórkach NIH 3T3 [25].

Białko p21^Waf1/cip1

Regulacja poziomu białka p21^Waf1/cip1 jest kolejnym ze spo­sobów kontroli wzrostu komórek przez GTP-azy Rho [3]. Badania z zastosowaniem dominujących aktywnych mutan­tów wykazały, że RhoA zmniejsza poziom białka p21^Waf1/cip1 w wielu prawidłowych i transformowanych liniach komór­kowych [112]. Zdolność tę ujawniono w trakcie badań nad wpływem zmutowanych onkogenów Ras na postęp fazy G1/S cyklu komórkowego, mysich fibroblastów Swiss 3T3.

W przeprowadzonych eksperymentach, Olson i wsp. wy­kazali, że indukcja syntezy DNA wywoływana przez kon­stytutywnie aktywne Ras, wymaga zależnej od Rho supre­sji inhibitora kinaz cyklinozależnych p21^Waf1/cip1. Autorzy zaobserwowali bowiem, że w komórkach Swiss 3T3 z na­dekspresją Ras, inhibicja Rho prowadziła do wzrostu po­ziomu p21^Waf1/cip1, a w konsekwencji do blokady cyklu na granicy faz G1/S. Natomiast aktywne Rho hamowało, wy­woływaną przez Ras, indukcję p21^Waf1/cip1, co umożliwiało podjęcie syntezy DNA przez fibroblasty Swiss 3T3 [72]. Przedstawione wyniki stanowią potwierdzenie wcześniej­szych obserwacji, z których wynika, że białka Ras mogą aktywować szlak sygnałowy Rho [78] oraz że polipepty­dy z rodziny Rho pełnią istotną rolę w transformacji on­kogennej zależnej od Ras [44,78].

Jeden z mechanizmów regulowanej przez RhoA supresji p21^Waf1/cip1 związany jest z wpływem wspomnianej GTP-azy na kinazę ERK. Badania wykazały, że szlak sygnałowy ERK zaangażowany jest w transkrypcyjną aktywację genu p21^Waf1/cip1 w komórkach wielu linii stymulowanych różnymi czynnikami wzrostu [16,21,39,56]. Jednak, jak już wcze­śniej opisano, szlak ten może brać również udział w pozy­tywnej regulacji wzrostu komórek [72,74,113]. W determi­nowaniu pro- lub antyproliferacyjnych właściwości szlaku MEK/ERK istotne znaczenie wydaje się mieć: ilość aktyw­nej (ufosforylowanej) kinazy ERK w jądrze oraz jej czas przebywania w obrębie tej struktury [60,64,93]. W spoczyn­kowych komórkach kinaza ERK utrzymywana jest w cyto­plazmie komórki w postaci związanej z kinazą MEK [36] czy z mikrotubulami [81]. W wyniku stymulacji mitogen­nej, aktywna ERK, przemieszcza się do jądra komórkowe­go, gdzie fosforyluje czynniki transkrypcyjne z rodziny TCF (ternary complex factor), Sap-1a i Elk-1, stymulując eks­presję genów związanych ze wzrostem komórek, tj. np. c­-Fos [59]. Lai i wsp. oraz Zuckerbraun i jego zespół wyka­zali, że szlak sygnałowy RhoA/ROCK zaangażowany jest w regulację wewnątrzkomórkowej lokalizacji kinazy ERK [52,118]. Wykorzystując do badań komórki mięśni gład­kich naczyń, Zuckerbraun i wsp. zaobserwowali, że inak­tywacja białka RhoA lub jego swoistego efektora – kinazy ROCK, prowadzi do zahamowania proliferacji tych komó­rek na skutek, zależnego od szlaku ERK, wzrostu transkryp­cji i translacji genu p21^Waf1/cip1. Co więcej, inhibicja białka RhoA nie wpływała na stopień ufosforylowania/aktywności kinazy ERK, lecz prowadziła do wzrostu ilości ufosforylo­wanej ERK w jądrze komórkowym [118]. Podobne wyniki otrzymali Lai i wsp., którzy wykazali, że aktywacja kinazy ROCK przyczynia się do zatrzymania ufosforylowanej ki­nazy ERK w cytoplazmie, a tym samym do zahamowania ekspresji genu p21^Waf1/cip1 w komórkach ludzkiej białacz­ki mieloblastycznej [52]. Kontrola wewnątrzkomórkowej lokalizacji kinazy ERK przez białko RhoA, związana jest prawdopodobnie z wpływem tej GTP-azy na cytoszkielet aktynowy [118]. Wykazano bowiem, że ufosforylowana ERK asocjuje z cytoszkieletem aktynowym, który jak się wydaje, jest bezpośrednio zaangażowany w jądrowo-cyto­plazmatyczny transport kinazy ERK [6,7,118].

Poprzez regulację poziomu p21^Waf1/cip1, białka Rho mogą być zaangażowane nie tylko w proliferację komórek transfor­mowanych przez onkogenne Ras, ale także w zależny od adhezji do podłoża wzrost prawidłowych komórek [21,86]. Bottazzi i wsp. wykazali, że w nietransformowanych fibroblastach MEFs oraz NIH 3T3, receptory czynników wzrostu oraz integryny wspólnie regulują poziom p21^Waf1/cip1. Stymulacja komórek przez czynniki wzrostu prowadzi do indukcji białka p21^Waf1/cip1 we wczesnej fazie G1, które na tym etapie pełni prawdopodobnie funkcję czynnika pro­mującego formowanie i stabilizację kompleksu cykliny D z Cdk4 oraz cykliny D z Cdk6. W środkowej i późnej (mid-late G1 phase) fazie G1 następuje spadek poziomu p21^Waf1/cip1, który koreluje z aktywacją kompleksu cykli­ny E z Cdk2. Wzrost ekspresji p21^Waf1/cip1 we wczesnej fa­zie G1, zależy od stymulacji mitogennej oraz aktywno­ści kinazy ERK, podczas gdy spadek ekspresji p21^Waf1/cip1 obserwowany w środkowej i późnej fazie G1 wzmacnia­ny jest przez adhezję komórek do podłoża i jest niezależ­ny od kinazy ERK [21]. Opublikowane rok później ba­dania, przeprowadzone przez Danen i wsp., wskazały na istotną rolę białek z rodziny Rho w mediowanej przez ad­hezję supresji p21^Waf1/cip1. Wykazano, że adhezja komórek do fibronektyny (niekolagenowa glikoproteina ECM) ak­tywuje zwłaszcza GTP-azę RhoA, która następnie wpły­wa na obniżenie poziomu mRNA p21^Waf1/cip1 [29]. Kolejne doświadczenia dowiodły, że indukowany przez integryny szlak sygnałowy Cdc42/Rac1 promuje niezależną od ubi­kwityny degradację p21^Waf1/cip1 w proteosomie [14]. Brak konieczności ubikwitynacji białka p21^Waf1/cip1 wynika praw­dopodobnie z możliwości bezpośredniego oddziaływania podjednostki C8-α proteosomu 20S z C-końcem polipep­tydu p21^Waf1/cip1 [105].

Białko p27^Kip1

Ważnym aspektem regulacyjnego działania białek z rodzi­ny Rho jest również ich wpływ na białko p27^Kip1 [26,112]. Główną rolę w determinowaniu poziomu p27^Kip1 przypisuje się GTP-azie RhoA oraz jej dwóm efektorom: Rho-zależnej kinazie (ROCK) oraz białku z rodziny formin (mDia1) [26]. W licznych badaniach wykazano, że w następstwie zahamowania funkcji RhoA obserwuje się wzrost pozio­mu białka p27^Kip1, podczas gdy aktywna GTP-aza induku­je spadek jego stężenia [38,53]. W doświadczeniach prze­prowadzonych przez Laufsa i wsp. aktywacja białka RhoA przez CNF-1 (cytotoxic necrotizing factor-1), skutkowa­ła zmniejszeniem poziomu p27^Kip1 oraz wzrostem syntezy DNA w komórkach mięśni gładkich naczyń. Z kolei inhi­bicja kinazy ROCK w hepatocytach, prowadziła do wzro­stu stężenia inhibitora p27^Kip1 i blokady przejścia komórek z fazy G1 w fazę S cyklu [53]. Croft i wsp. wykazali, że se­lektywna aktywacja ROCK jest wystarczająca do zmniej­szenia poziomu p27^Kip1, niezależnie od aktywacji MAPK, czy też indukcji cykliny A lub D1 [27].

Mimo że mechanizm regulacji poziomu białka p27^Kip1 przez RhoA, nie został jeszcze w pełni poznany, to wyniki badań sugerują, że ta GTP-za może nie tylko promować degra­dację inhibitora p27^Kip1, ale również hamować translację mRNA kodującego go genu [38,108]. Vidal i wsp. wykazali bowiem, że zablokowanie białka RhoA przez egzotoksynę C3 lub lowastatynę może zwiększać wydajność translacji mRNA genu p27^Kip1 w komórkach raka piersi. Dalsza ana­liza tego zjawiska ujawniła, że białko Rho reguluje proces translacji p27^Kip1 poprzez wiązanie się ze swoistym elemen­tem odpowiadającym na Rho (Rho-responsive element) po­łożonym wewnątrz 300-nukleotydowego regionu na koń­cu 3′ transkryptu genu p27^Kip1 [108].

Wyniki badań wskazują, że aktywność białka RhoA jest niezbędna i wystarczająca do indukowanej mitogenem degradacji p27^Kip1 w wielu liniach komórkowych [112]. W ludzkich komórkach endotelialnych aktywacja szla­ku RhoA/mDia1/Skp2, prowadzi do ubikwitynozależnej proteolizy p27^Kip1 [58]. Sygnałem do degradacji inhibito­ra p27^Kip1 jest przyłączenie reszty fosforanowej do treoni­ny w pozycji 187 tego białka, którą przeprowadza kinaza Cdk2, z cykliną E jako podjednostką regulatorową [94]. Ufosforylowane p27^Kip1 rozpoznawane jest przez polipep­tyd Skp2 (S-phase kinase-associated protein 2), należący do rodziny białek z motywem F-box i stanowiący podjed­nostkę kompleksu ligazy ubikwitynowej [24]. Aktywne RhoA, przyczynia się do degradacji p27^Kip1, nie tylko pro­mując wzrost ekspresji białka Skp2, ale również poprzez pozytywną regulację kompleksu cyklina E/Cdk2 [40].

Podsumowanie

GTP-azy z rodziny Rho pełnią istotną rolę zarówno w re­aranżacji cytoszkieletu aktynowego, a także sygnalizacji mitogennej, dlatego też postrzegane są jako ważne modu­latory postępu fazy G1 cyklu komórkowego. Poprzez kon­trolę transkrypcji, translacji i degradacji kluczowych bia­łek regulatorowych fazy G1, promują proliferację komórek. Liczne badania wykazały, że udział szlaku sygnałowego RhoA w pozytywnej regulacji syntezy cykliny D1 zwią­zany jest z kontrolą czasu trwania aktywacji kinazy ERK. Ponadto szlak ten bierze udział w koordynacji ekspresji cykliny D1 w czasie oraz indukcji ekspresji cykliny E, jak również zahamowaniu syntezy białek p21^Waf1/cip1 i p27^Kip1. Aktywacja RhoA/ROCK przyczynia się do zatrzymania ufosforylowanej kinazy ERK w cytoplazmie, a tym samym do zablokowania, zależnego od ERK wzrostu transkryp­cji i translacji genu p21^Waf1/cip1. Białko RhoA promuje rów­nież ubikwitynozależną degradację inhibitora p27^Kip1 oraz hamuje translację mRNA kodującego go genu. Regulacja syntezy cykliny D1 może się odbywać także w sposób nie­zależny od kinazy ERK, w czym uczestniczą białka Rac i Cdc42. Jednak niektórzy naukowcy sugerują, że induk­cja ekspresji cykliny D1 w środkowej fazie G1 wymaga współdziałania białek Rac i ERK. Jeden z mechanizmów indukowanej przez Rac syntezy cykliny D1 zakłada, że GTP-aza ta stanowi nie tylko ogniwo szlaku sygnałowego zależnego od RFT, prowadzącego do aktywacji czynnika NF-κB, a także wzmacnia jego przyłączanie do promoto­ra genu kodującego cyklinę D1. Liczne badania wskazują również na udział polipeptydów Rac i Cdc42 w indukcji ekspresji cykliny E oraz degradacji inhibitora kinaz cykli­nozależnych p21^Waf1/cip1.

Istotna rola białek z rodziny Rho w kontroli syntezy głów­nych, zarówno pozytywnych, jak i negatywnych regula­torów fazy G1 cyklu komórkowego sprawia, że białka te stanowią potencjalny molekularny cel w terapii przeciw­nowotworowej. Należałoby oczekiwać, że związki blo­kujące aktywność Rho będą również hamować ekspresję cykliny D1 oraz nasilać zależną od Ras syntezę p21^Waf1/cip1 i przez to promować prawidłowy przebieg replikacji DNA w komórkach wykazujących ekspresję onkogennych Ras.

PIŚMIENNICTWO

[1] Abo A., Boyhan A., West I., Trasher A.J., Segal A.W.: Reconstitution of neutrophil NADPH oxidase activity in the cell-free system by four components: p67-phox, p47-phox, p21rac1, and cytochrome b_-245. J. Biol. Chem., 1992; 267: 16767-16770
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[2] Abo A., Pick E., Hall A., Totty N., Teahan C.G., Segal A.W.: Activation of the NADPH oxidase involves the small GTP-binding protein p21^rac1. Nature, 1991; 353: 668-670
[PubMed]  

[3] Adnane J., Bizouarn F.A., Qian Y., Hamilton A.D., Sebti S.M.: p21^WAF1/CIP1 is upregulated by the geranylgeranyltransferase I inhibitor GGTI-298 trough a transforming growth factor β- and Sp1-responsive element: involvement of the small GTPase rhoA. Mol. Cell. Biol., 1998; 18: 6962-6970
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Albanese C., Johnson J., Watanabe G., Eklund N., Vu D., Arnold A., Pestell R.G.: Transforming p21^ras mutants and c-Ets-2 activate the cyclin D1 promoter through distinguishable regions. J. Biol. Chem., 1995; 270: 23589-23597
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Amano M., Chihara K., Kimura K., Fukata Y., Nakamura N., Matsuura Y., Kaibuchi K.: Formation of actin stress fibers and focal adhesions enhanced by Rho-kinase. Science, 1997; 275: 1308-1311
[PubMed]  

[6] Aplin A.E., Juliano R.L.: Regulation of nucleocytoplasmic trafficking by cell adhesion receptors and the cytoskleleton. J. Cell Biol., 2001; 155: 187-191
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Aplin A.E., Stewart S.A., Assoian R.K., Juliano R.L.: Integrin-mediated adhesion regulates ERK nuclear translocation and phosphorylation of Elk-1. J. Cell Biol., 2001; 153: 273-282
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Assoian R.K.: Anchorage-dependent cell cycle progression. J. Cell Biol., 1997; 136: 1-4
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Assoian R.K., Schwartz M.A.: Coordinate signaling by integrins and receptor tyrosine kinases in the regulation of G1 phase cell-cycle progression. Curr. Opin. Genet. Dev., 2001; 11: 48-53
[PubMed]  

[10] Aznar S., Lacal J.C.: Rho signals to cell growth and apoptosis. Cancer Lett., 2001; 165: 1-10
[PubMed]  

[11] Bakal C.J., Finan D., LaRose J., Wells C.D., Gish G., Kulkarni S., DeSepulveda P., Wilde A., Rottapel R.: The Rho GTP exchange factor Lfc promotes spindle assembly in early mitosis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 9529-9534
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Balasenthil S., Sahin A.A., Barnes C.J., Wang R.A., Pestell R.G., Vadlamudi R.K., Kumar R.: p21-activated kinase-1 signaling mediates cyclin D1 expression in mammary epithelial and cancer cells. J. Biol. Chem., 2004; 279: 1422-1428
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Balmanno K., Cook S.J.: Sustained MAP kinase activation is required for the expression of cyclin D1, p21^Cip1 and a subset of AP-1 proteins in CCL39 cells. Oncogene, 1999; 18: 3085-3097
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[14] Bao W., Thullberg M., Zhang H., Onischenko A., Strömblad S.: Cell attachment to the extracellular matrix induces proteasomal degradation of p21^CIP1 via Cdc42/Rac1 signaling. Mol. Cell. Biol., 2002; 22: 4587-4597
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Bauerfeld C.P., Hershenson M.B., Page K.: Cdc42, but not RhoA, regulates cyclin D1 expression in bovine tracheal myocytes. Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol., 2001; 280: L974-L982
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Beier F., Taylor A.C., LuValle P.: The Raf-1/MEK/ERK pathway regulates the expression of the p21^Cip1/Waf1 gene in chondrocytes. J. Biol. Chem., 1999; 274: 30273-30279
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Bishop A.L., Hall A.: Rho GTPases and their effector proteins. Biochem. J., 2000; 348: 241-255
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Böhmer R.M., Scharf E., Assoian R.K.: Cytoskeletal integrity is required throughout the mitogen stimulation phase of the cell cycle and mediates the anchorage-dependent expression of cyclin D1. Mol. Biol. Cell, 1996; 7: 101-111
[PubMed]  

[19] Boivin D., Bilodeau D., Béliveau R.: Regulation of cytoskeletal functions by Rho small GTP-binding proteins in normal and cancer cells. Can. J. Physiol. Pharmacol., 1996; 74: 801-10
[PubMed]  

[20] Bokoch G.M.: Regulation of the human neutrophil NADPH oxidase by the Rac GTP-binding proteins. Curr. Opin. Cell Biol., 1994; 6: 212-218
[PubMed]  

[21] Bottazzi M.E., Zhu X., Böhmer R.M., Assoian R.K.: Regulation of p21^Cip1 expression by growth factors and the extracellular matrix reveals a role for transient ERK activity in G1 phase. J. Cell Biol., 1999; 146: 1255-1264
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Burridge K., Chrzanowska-Wodnicka M.: Focal adhesions, contractility, and signaling. Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 1996; 12: 463-518
[PubMed]  

[23] Burridge K., Wennerberg K.: Rho and Rac take center stage. Cell, 2004; 116: 167-179
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Carrano A.C., Eytan E., Hershko A., Pagano M.: SKP2 is required for ubiquitin-mediated degradation of the CDK-inhibitor p27. Nat. Cell Biol., 1999; 1: 193-199
[PubMed]  

[25] Chou M.M., Masuda-Robens J.M., Gupta M.L.: Cdc42 promotes G1 progression through p70 S6 kinase-mediated induction of cyclin E expression. J. Biol. Chem., 2003; 278: 35241-35247
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Coleman M.L., Marshall C.J., Olson M.F.: RAS and RHO GTPases in G1-phase cell-cycle regulation. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2004; 5: 355-366
[PubMed]  

[27] Croft D.R., Olson M.F.: The Rho GTPase effector ROCK regulates cyclin A, cyclin D1, and p27^Kip1 levels by distinct mechanisms. Mol. Cell. Biol., 2006; 26: 4612-4627
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Czyż J.: Wpływ kształtu komórek na wzrost, różnicowanie i przeżywalność komórek. Post. Biol. Kom., 1995; 22: 41-58

[29] Danen E.H., Sonneveld P., Sonnenberg A., Yamada K.M.: Dual stimulation of Ras/mitogen-activated protein kinase and RhoA by cell adhesion to fibronectin supports growth factor-stimulated cell cycle progression. J. Cell Biol., 2000; 151: 1413-1422
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Etienne-Manneville S., Hall A.: Rho GTPases in cell biology. Nature, 2002; 420: 629-635
[PubMed]  

[31] Fabczak A.: Rodzina białek Rho a cytoszkielet. Kosmos, 2001; 50: 283-293

[32] Fiegen D., Haeusler L.C., Blumenstein L., Herbrand U., Dvorsky R., Vetter I.R., Ahmadian M.R.: Alternative splicing of Rac1 generates Rac1b, a self-activating GTPase. J. Biol. Chem., 2004; 279: 4743-4749
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Finkel T.: Signal transduction by reactive oxygen species in non-phagocytic cells. J. Leukoc. Biol., 1999; 65: 337-340
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[34] Fournier A.K., Campbell L.E., Castagnino P., Liu W.F., Chung B.M., Weaver V.M., Chen C.S., Assoian R.K.: Rac-dependent cyclin D1 gene expression regulated by cadherin- and integrin-mediated adhesion. J. Cell Sci., 2008; 121: 226-233
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Fukata M., Nakagawa M., Kaibuchi K.: Roles of Rho-family GTPases in cell polarization and directional migration. Curr. Opin. Cell Biol., 2003; 15: 590-597
[PubMed]  

[36] Fukuda M., Gotoh Y., Nishida E.: Interaction of MAP kinase with MAP kinase kinase: its possible role in the control of nucleocytoplasmic transport of MAP kinase. EMBO J., 1997; 16: 1901-1908
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Giacinti C., Giordano A.: RB and cell cycle progression. Oncogene, 2006; 25: 5220-5227
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Hirai A., Nakamura S., Noguchi Y., Yasuda T., Kitagawa M., Tatsuno I., Oeda T., Tahara K., Terano T., Narumiya S., Kohn L.D., Saito Y.: Geranylgeranylated rho small GTPase(s) are essential for the degradation of p27^Kip1 and facilitate the progression from G1 to S phase in growth-stimulated rat FRTL-5 cells. J. Biol. Chem., 1997; 272: 13-16
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Hu P.P., Shen X., Huang D., Liu Y., Counter C., Wang X.F.: The MEK pathway is required for stimulation of p21^WAF1/CIP1 by transforming growth factor-β. J. Biol. Chem., 1999; 274: 35381-35387
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] Hu W., Bellone C.J., Baldassare J.J.: RhoA stimulates p27^Kip degradation through its regulation of cyclin E/CDK2 activity. J. Biol. Chem., 1999; 274: 3396-3401
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[41] Huang S., Chen C.S., Ingber D.E.: Control of cyclin D1, p27^Kip1, and cell cycle progression in human capillary endothelial cells by cell shape and cytoskeletal tension. Mol. Biol. Cell, 1998; 9: 3179-3193
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Israël N., Gougerot-Pocidalo M.A., Aillet F., Virelizier J.L.: Redox status of cells influences constitutive or induced NF-κB translocation and HIV long terminal repeat activity in human T and monocytic cell lines. J. Immunol., 1992; 149: 3386-3393
[PubMed]  

[43] Joyce D., Bouzahzah B., Fu M., Albanese C., D’Amico M., Steer J., Klein J.U., Lee R.J., Segall J.E., Westwick J.K., Der C.J., Pestell R.G.: Integration of Rac-dependent regulation of cyclin D1 transcription through a nuclear factor-κB-dependent pathway. J. Biol. Chem., 1999; 274: 25245-25249
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] Khosravi-Far R., Solski P.A., Clark G.J., Kinch M.S., Der C.J.: Activation of Rac1, RhoA, and mitogen-activated protein kinases is required for Ras transformation. Mol. Cell. Biol., 1995; 15: 6443-6453
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[45] Klein E.A., Campbell L.E., Kothapalli D., Fournier A.K., Assoian R.K.: Joint requirement for Rac and ERK activities underlies the mid-G1 phase induction of cyclin D1 and S phase entry in both epithelial and mesenchymal cells. J. Biol. Chem., 2008; 283: 30911-30918
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Klein E.A., Yang C., Kazanietz M.G., Assoian R.K.: NFκB-independent signaling to the cyclin D1 gene by Rac. Cell Cycle, 2007; 6: 1115-1121
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[47] Klimaszewska A., Stenzel A., Nowak J.M., Grzanka A.: Białka Rho – kluczowe regulatory cytoszkieletu w przebiegu mitozy i cytokinezy. Postępy Hig. Med. Dośw., 2011; 65: 704-713
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Kłopocka W., Barańska J.: Rola białek z rodziny Rho w kontroli migracji komórek pełzających. Postępy Biochem., 2005; 51: 36-43
[Full Text PDF]  

[49] Kosako H., Yoshida T., Matsumura F., Ishizaki T., Narumiya S., Inagaki M.: Rho-kinase/ROCK is involved in cytokinesis through the phosphorylation of myosin light chain and not ezrin/radixin/moesin proteins at the cleavage furrow. Oncogene, 2000; 19: 6059-6064
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Krzyżanowska-Gołąb D., Lemańska-Perek A., Kątnik-Prastowska I.: Fibronektyna jako aktywny składnik macierzy pozakomórkowej. Postępy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 655-663
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Krzyżowska M., Świątek W., Fijałkowska B., Niemiałtowski M., Schollenberger A.: Rola kinaz MAP w odpowiedzi immunologicznej. Post. Biol. Kom., 2009; 36: 295-308
[Full Text PDF]  

[52] Lai J.M., Wu S., Huang D.Y., Chang Z.F.: Cytosolic retention of phosphorylated extracellular signal-regulated kinase and a Rho-associated kinase-mediated signal impair expression of p21^Cip1/Waf1 in phorbol 12-myristate-13- acetate-induced apoptotic cells. Mol. Cell. Biol., 2002; 22: 7581-7592
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Laufs U., Marra D., Node K., Liao J.K.: 3-Hydroxy-3-methylglutaryl-CoA reductase inhibitors attenuate vascular smooth muscle proliferation by preventing rho GTPase-induced down-regulation of p27^Kip1. J. Biol. Chem., 1999; 274: 21926-21931
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Lavoie J.N., L’Allemain G., Brunet A., Müller R., Pouysségur J.: Cyclin D1 expression is regulated positively by the p42/p44MAPK and negatively by the p38/HOGMAPK pathway. J. Biol. Chem., 1996; 271: 20608-20616
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Lesiak K., Sztiller-Sikorska M., Czyż M.: Czynniki transkrypcyjne w powstawaniu i progresji czerniaka. Postępy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 576-595
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Liu Y., Martindale J.L., Gorospe M., Holbrook N.J.: Regulation of p21^WAF1/CIP1 expression through mitogen-activated protein kinase signaling pathway. Cancer Res., 1996; 56: 31-35
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[57] Maddox A.S., Burridge K.: RhoA is required for cortical retraction and rigidity during mitotic cell rounding. J. Cell. Biol., 2003; 160: 255-265
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[58] Mammoto A., Huang S., Moore K., Oh P., Ingber D.E.: Role of RhoA, mDia, and ROCK in cell shape-dependent control of the Skp2-p27^kip1 pathway and the G1/S transition. J. Biol. Chem., 2004; 279: 26323-26330
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Marais R., Wynne J., Treisman R.: The SRF accessory protein Elk-1 contains a growth factor-regulated transcriptional activation domain. Cell, 1993; 73: 381-393
[PubMed]  

[60] Marshall C.J.: Specificity of receptor tyrosine kinase signaling: transient versus sustained extracellular signal-regulated kinase activation. Cell, 1995; 80: 179-185
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[61] Matos P., Jordan P.: Expression of Rac1b stimulates NF-κB-mediated cell survival and G1/S progression. Exp. Cell Res., 2005; 305: 292-299
[PubMed]  

[62] Meyer M., Schreck R., Baeuerle P.A.: H₂O₂ and antioxidants have opposite effects on activation of NF-κB and AP-1 in intact cells: AP-1 as secondary antioxidant-responsive factor. EMBO J., 1993; 12: 2005-2015
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[63] Molnár G., Dagher M.C., Geiszt M., Settleman J., Ligeti E.: Role of prenylation in the interaction of Rho-family small GTPases with GTPase activating proteins. Biochemistry, 2001; 40: 10542-10549
[PubMed]  

[64] Murphy L.O., Smith S., Chen R.H., Fingar D.C., Blenis J.: Molecular interpretation of ERK signal duration by immediate early gene products. Nat. Cell Biol., 2002; 4: 556-564
[PubMed]  

[65] Naim V., Imarisio S., Di Cunto F., Gatti M., Bonaccorsi S.: Drosophila citron kinase is required for the final steps of cytokinesis. Mol. Biol. Cell, 2004; 15: 5053-5063
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] Narumiya S., Oceguera-Yanez F., Yasuda S.: A new look at Rho GTPases in cell cycle: role in kinetochore-microtubule attachment. Cell Cycle, 2004; 3: 855-857
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[67] Nishimura Y., Yonemura S.: Centralspindlin regulates ECT2 and RhoA accumulation at the equatorial cortex during cytokinesis. J. Cell Sci., 2006; 119: 104-114
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[68] Nobes C.D., Hall A.: Rho, rac, and cdc42 GTPases regulate the assembly of multimolecular focal complexes associated with actin stress fibers, lamellipodia, and filopodia. Cell, 1995; 81: 53-62
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[69] Nowak J.M., Grzanka A., Żuryń A., Stępień A.: Rodzina białek Rho i ich rola w cytoszkielecie komórki. Postępy Hig. Med. Dośw., 2008; 62: 110-117
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[70] Oceguera-Yanez F., Kimura K., Yasuda S., Higashida C., Kitamura T., Hiraoka Y., Haraguchi T., Narumiya S.: Ect2 and MgcRacGAP regulate the activation and function of Cdc42 in mitosis. J. Cell Biol., 2005; 168: 221-232
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[71] Olson M.F., Ashworth A., Hall A.: An essential role for Rho, Rac, and Cdc42 GTPases in cell cycle progression through G1. Science, 1995; 269: 1270-1272
[PubMed]  

[72] Olson M.F., Paterson H.F., Marshall C.J.: Signals from Ras and Rho GTPases interact to regulate expression of p21^Waf1/Cip1. Nature, 1998; 394: 295-299
[PubMed]  

[73] Page K., Li J., Hodge J.A., Liu P.T., Vanden Hoek T.L., Becker L.B., Pestell R.G., Rosner M.R., Hershenson M.B.: Characterization of a Rac1 signaling pathway to cyclin D₁ expression in airway smooth muscle cells. J. Biol. Chem., 1999; 274: 22065-22071
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[74] Park K.S., Lee N.G., Lee K.H., Seo J.T., Choi K.Y.: The ERK pathway involves positive and negative regulations of HT-29 colorectal cancer cell growth by extracellular zinc. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol., 2003; 285: 1181-1188
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[75] Parri M., Chiarugi P.: Rac and Rho GTPases in cancer cell motility control. Cell Commun. Signal., 2010; 8: 23
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Peppelenbosch M.P., Qiu R.G., de Vries-Smits A.M., Tertoolen L.G., de Laat S.W., McCormick F., Hall A., Symons M.H., Bos J.L.: Rac mediates growth factor-induced arachidonic acid release. Cell, 1995; 81: 849-856
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[77] Pumiglia K.M., Decker S.J.: Cell cycle arrest mediated by the MEK/mitogen-activated protein kinase pathway. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997; 94: 448-452
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Qiu R.G., Chen J., McCormick F., Symons M.: A role for Rho in Ras transformation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995; 92: 11781-11785
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[79] Ren X.D., Kiosses W.B., Schwartz M.A.: Regulation of the small GTP-binding protein Rho by cell adhesion and the cytoskeleton. EMBO J., 1999; 18: 578-585
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Renshaw M.W., Toksoz D., Schwartz M.A.: Involvement of the small GTPase rho in integrin-mediated activation of mitogen-activated protein kinase. J. Biol. Chem., 1996; 271: 21691-21694
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[81] Reszka A.A., Seger R., Diltz C.D., Krebs E.G., Fischer E.H.: Association of mitogen-activated protein kinase with the microtubule cytoskeleton. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995; 92: 8881-8885
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[82] Ridley A.J., Paterson H.F., Johnston C.L., Diekmann D., Hall A.: The small GTP-binding protein rac regulates growth factor-induced membrane ruffling. Cell, 1992; 70: 401-410
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[83] Roovers K., Assoian R.K.: Effects of rho kinase and actin stress fibers on sustained extracellular signal-regulated kinase activity and activation of G₁ phase cyclin-dependent kinases. Mol. Cell. Biol., 2003; 23: 4283-4294
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[84] Roovers K., Davey G., Zhu X., Bottazzi M.E., Assoian R.K: α5β1 integrin controls cyclin D1 expression by sustaining mitogen-activated protein kinase activity in growth factor-treated cells. Mol. Biol. Cell, 1999; 10: 3197-3204
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[85] Ruoslahti E., Reed J.C.: Anchorage dependence, integrins, and apoptosis. Cell, 1994; 77: 477-478
[PubMed]  

[86] Sahai E., Olson M.F., Marshall C.J.: Cross-talk between Ras and Rho signalling pathways in transformation favours proliferation and increased motility. EMBO J., 2001; 20: 755-766
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[87] Sanlioglu S., Williams C.M., Samavati L., Butler N.S., Wang G., McCray P.B. Jr., Ritchie T.C., Hunninghake G.W., Zandi E., Engelhardt J.F.: Lipopolysaccharide induces Rac1-dependent reactive oxygen species formation and coordinates tumor necrosis factor-α secretion through IKK regulation of NFκB. J. Biol. Chem., 2001; 276: 30188-30198
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[88] Schenk H., Klein M., Erdbrügger W., Dröge W., Schulze-Osthoff K.: Distinct effects of thioredoxin and antioxidants on the activation of transcription factors NF-κB and AP-1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994; 91: 1672-1676
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[89] Schmid R.M., Liptay S., Betts J.C., Nabel G.J.: Structural and functional analysis of NF-κB. Determinants of DNA binding specificity and protein interaction. J. Biol. Chem., 1994; 269: 32162-32167
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[90] Schmidt A., Durgan J., Magalhaes A., Hall A.: Rho GTPases regulate PRK2/PKN2 to control entry into mitosis and exit from cytokinesis. EMBO J., 2007; 26: 1624-1636
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[91] Schoenwaelder S.M., Burridge K.: Bidirectional signaling between the cytoskeleton and integrins. Curr. Opin. Cell Biol., 1999; 11: 274-286
[PubMed]  

[92] Schreck R., Rieber P., Baeuerle P.A.: Reactive oxygen intermediates as apparently widely used messengers in the activation of the NF-κB transcription factor and HIV-1. EMBO J., 1991; 10: 2247-2258
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[93] Sewing A., Wiseman B., Lloyd A.C., Land H.: High-intensity Raf signal causes cell cycle arrest mediated by p21^Cip1. Mol. Cell. Biol., 1997; 17: 5588-5597
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[94] Sheaff R.J., Groudine M., Gordon M., Roberts J.M., Clurman B.E.: Cyclin E-CDK2 is a regulator of p27^Kip1. Genes Dev., 1997; 11: 1464-1478
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[95] Sherr C.J.: G1 phase progression: cycling on cue. Cell, 1994; 79: 551-555
[PubMed]  

[96] Sherr C.J., Roberts J.M.: CDK inhibitors: positive and negative regulators of G1-phase progression. Genes Dev., 1999; 13: 1501-1512
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[97] Singh A., Karnoub A.E, Palmby T.R., Lengyel E., Sondek J., Der C.J.: Rac1b, a tumor associated, constitutively active Rac1 splice variant, promotes cellular transformation. Oncogene, 2004; 23, 9369-9380
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[98] Staal F.J., Roederer M., Herzenberg L.A., Herzenberg L.A.: Intracellular thiols regulate activation of nuclear factor κB and transcription of human immunodeficiency virus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990; 87: 9943-9947
[PubMed]  

[99] Stalińska L., Ferenc T.: Rola TGF-β w regulacji cyklu komórkowego. Postępy Hig. Med. Dośw., 2005; 59: 441-449
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[100] Sulciner D.J., Irani K., Yu Z.X., Ferrans V.J., Goldschmidt-Clermont P., Finkel T.: rac1 regulates a cytokine-stimulated, redox-dependent pathway necessary for NF-κB activation. Mol. Cell. Biol., 1996; 16: 7115-7121
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[101] Sundaresan M., Yu Z.X., Ferrans V.J., Sulciner D.J., Gutkind J.S., Irani K., Goldschmidt-Clermont P.J., Finkel T.: Regulation of reactive-oxygen-species generation in fibroblasts by Rac1. Biochem. J., 1996; 318: 379-382
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[102] Tanaka T., Tatsuno I., Noguchi Y., Uchida D., Oeda T., Narumiya S., Yasuda T., Higashi H., Kitagawa M., Nakayama K., Saito Y., Hirai A.: Activation of cyclin-dependent kinase 2 (Cdk2) in growth-stimulated rat astrocytes. Geranylgeranylated Rho small GTPase(s) are essential for the induction of cyclin E gene expression. J. Biol. Chem., 1998; 273: 26772-26778
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[103] Tolliday N., VerPlank L., Li R.: Rho1 directs formin-mediated actin ring assembly during budding yeast cytokinesis. Curr. Biol., 2002; 12: 1864-1870
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[104] Totoń E., Rybczyńska M.: Charakterystyka białka FAK i jego rola w procesie nowotworzenia. Postępy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 303-309
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[105] Touitou R., Richardson J., Bose S., Nakanishi M., Rivett J., Allday M.J.: A degradation signal located in the C-terminus of p21^WAF1/CIP1 is a binding site for the C8 α-subunit of the 20S proteasome. EMBO J., 2001; 20: 2367-2375
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[106] Van Aelst L., D’Souza-Schorey C.: Rho GTPases and signaling networks. Genes Dev., 1997; 11: 2295-2322
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[107] Vermeulen K., Van Bockstaele D.R., Berneman Z.N.: The cell cycle: a review of regulation, deregulation and therapeutic targets in cancer. Cell Prolif., 2003; 36: 131-149
[PubMed]  

[108] Vidal A., Millard S.S., Miller J.P., Koff A.: Rho activity can alter the translation of p27 mRNA and is important for RasV12-induced transformation in a manner dependent on p27 status. J. Biol. Chem., 2002; 277: 16433-16440
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[109] Vogt A., Qian Y., Mcguire T.F., Hamilton A.D., Sebti S.M.: Protein geranylgeranylation, not farnesylation, is required for the G1 to S phase transition in mouse fibroblasts. Oncogene, 1996; 13: 1991-1999
[PubMed]  

[110] Weber J.D., Hu W., Jefcoat S.C. Jr., Raben D.M., Baldassare J.J.: Ras-stimulated extracellular signal-related kinase 1 and RhoA activities coordinate platelet-derived growth factor-induced G1 progression through the independent regulation of cyclin D1 and p27. J. Biol. Chem., 1997; 272: 32966-32971
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[111] Weber J.D., Raben D.M., Phillips P.J., Baldassare J.J.: Sustained activation of extracellular-signal-regulated kinase 1 (ERK1) is required for the continued expression of cyclin D1 in G1 phase. Biochem. J., 1997; 326: 61-68
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[112] Welsh C.F.: Rho GTPases as key transducers of proliferative signals in G1 cell cycle regulation. Breast Cancer Res. Treat., 2004; 84: 33-42
[PubMed]  

[113] Welsh C.F., Roovers K., Villanueva J., Liu Y., Schwartz M.A., Assoian R.K.: Timing of cyclin D1 expression within G1 phase is controlled by Rho. Nat. Cell Biol., 2001; 3: 950-957
[PubMed]  

[114] Wennerberg K., Der C.J.: Rho-family GTPases: it’s not only Rac and Rho (and I like it). J. Cell Sci. 2004; 117: 1301-1312
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[115] Westwick J.K., Lambert Q.T., Clark G.J., Symons M., Van Aelst L., Pestell R.G., Der C.J.: Rac regulation of transformation, gene expression, and actin organization by multiple, PAK-independent pathways. Mol. Cell. Biol., 1997; 17: 1324-1335
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[116] Yamamoto M., Marui N., Sakai T., Morii N., Kozaki S., Ikai K., Imamura S., Narumiya S.: ADP-ribosylation of the rhoA gene product by botulinum C3 exoenzyme causes Swiss 3T3 cells to accumulate in the G1 phase of the cell cycle. Oncogene, 1993; 8: 1449-1455
[PubMed]  

[117] Zhang S., Tang Q., Xu F., Xue Y., Zhen Z., Deng Y., Liu M., Chen J., Liu S., Qiu M., Liao Z., Li Z., Luo D., Shi F., Zheng Y., Bi F.: RhoA regulates G1-S progression of gastric cancer cells by modulation of multiple INK4 family tumor suppressors. Mol. Cancer Res., 2009; 7: 570-580
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[118] Zuckerbraun B.S., Shapiro R.A., Billiar T.R., Tzeng E.: RhoA influences the nuclear localization of extracellular signal-regulated kinases to modulate p21^Waf/Cip1 expression. Circulation, 2003; 108: 876-881
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu