Abstrakt

Choroba Alzheimera (AD – Alzheimer Disease), jest najczęstszą chorobą neurodegeneracyjną u ludzi powyżej 65 roku życia. Szacunkowe dane podają, że na AD w Polsce choruje prawie 200 tys. osób, natomiast na świecie na ten typ schorzenia cierpi około 30 mln ludzi. Prognozy wskazują, że w krajach rozwiniętych liczba osób dotkniętych chorobami otępiennymi, w tym AD do 2025 r. wzrośnie od kilkudziesięciu do kilkuset procent w porównaniu do 1980 r. Patogeneza AD nadal nie została do końca wyjaśniona, a wyniki badań przeprowadzonych do tej pory sugerują jej wieloczynnikowość, w której istotną rolę odgrywają wiek oraz czynniki genetyczne i środowiskowe. Istnieją przesłanki wskazujące związek między oksydantami wprowadzającymi uszkodzenia do materiału genetycznego oraz zmniejszeniem aktywności enzymów odpowiedzialnych za ich naprawę, a zmianami neurodegeneracyjnymi. W pracy omówiono doniesienia literaturowe obejmujące związek między poziomem aktywności głównego systemu usuwającego uszkodzenia oksydacyjne DNA, czyli systemu naprawy DNA przez wycinanie zasad azotowych (BER – Base Excision Repair) a występowaniem AD. Podkreśla się także istotną rolę zmienności w genach kodujących białka BER, w modulowaniu aktywności tego systemu naprawy DNA. Wskazuje to na możliwość poznania mechanizmu powstawania AD opartego o system BER, co w przyszłości może się przyczynić do określenia molekularnych markerów tego schorzenia.

Wstęp

Rola oksydacyjnych uszkodzeń DNA w chorobach neurodegeneracyjnych jest intensywnie badana od wielu lat [13,69,70,92]. Jednak szczegółowe dane dotyczące molekularnego mechanizmu występowania, rozwoju i progresji tych chorób nie są dostępne [105]. Nie ma również wystarczających informacji na temat molekularnych markerów niezbędnych do wczesnej identyfikacji i diagnozy schorzeń neurodegeneracyjnych, w tym również choroby Alzheimera, a także innych chorób otępiennych [24]. Głównym szlakiem biochemicznym usuwającym uszkodzenia oksydacyjne DNA jest system naprawy DNA przez wycinanie zasad azotowych (BER). Przeprowadzone dotąd badania nie dowodzą jednoznacznie, czy w AD dochodzi do jednoczesnego wzrostu uszkodzeń DNA, czy raczej do zmniejszenia wydajności naprawy tych uszkodzeń przez system BER [36]. Dlatego jest istotne dokładne wyjaśnienie, na poziomie molekularnym, zaburzeń systemu BER, które mogą być bezpośrednią przyczyną powstawania i rozwoju wielu chorób neurodegeneracyjnych, w tym AD.

Uszkodzenia oksydacyjne genomu i ich napraw przez system BE

Nieodłącznym elementem życia organizmów tlenowych w środowisku utleniającym jest narażenie ich materiału genetycznego na nieustanne uszkodzenia powodowane przez tzw. reaktywne formy tlenu (RFT) [20]. Są to po- średnie produkty podstawowego procesu generowania energii chemicznej przez komórkę, czyli fosforylacji oksydacyjnej [96]. Powyższy tzw. wyciek tlenowy jest jednak zjawiskiem naturalnym i czysto fizjologicznym, dopiero ponadnormatywne wytwarzanie wolnych rodników przyczynia się do powstania zjawiska stresu oksydacyjnego, czyli zaburzenia delikatnej równowagi między powstawaniem wolnych rodników i zdolnością organizmu do ich usuwania. Za nadprodukcją RFT odpowiadają takie czynniki jak: leki [22], toksyny [56] promieniowanie UV [78] oraz proces starzenia [8,85]. Reaktywne formy tlenu, takie jak O2 ●- (anionorodnik ponadtlenkowy), OH● (rodnik hydroksylowy), H2 O2 (nadtlenek wodoru) indukują w genomie uszkodzenia oksydacyjne oraz pojedyncze pęknięcia łańcucha DNA (SSBs – Single Strand Breaks). Z licznych przykładów powstałych uszkodzeń wymienić można: glikol tyminy [26], 5-hydroksymetylouracyl [43], 5-formylouracyl [54], oksazolon [95] i obecnie najszerzej badana 7,8-dihydro-8-okso-deoksyguanina (8-okso-dG) [16,40,73]. Skutkiem działania czynników utleniających na DNA są uszkodzenia sięgające dziesiątek tysięcy uszkodzonych zasad w komórce w przeciągu jednej doby. Dane te są zaniżone, gdyż nie uwzględniają zasad naprawianych na bieżąco przez systemy naprawy DNA [97]. Stąd głównym zagadnieniem z punktu widzenia integralności genomu komórki jest wydajny system naprawy uszkodzeń DNA. Zwłaszcza, że proces syntezy mimo uszkodzenia (TLS – Translesion Synthesis) może zupełnie zignorować zaistniałe błędy i miejsca ich wystąpienia poddać transkrypcji. Proces ten przyczynia się więc bezpośrednio do utrwalenia błędów w genomie [55,58]. Przykład taki doskonale ilustruje obecność 8-okso-dG w łańcuchu DNA, gdzie pojawienie się utlenionej pochodnej guaniny, w obrębie sekwencji DNA, prowadzi do bardzo niebezpiecznej mutacji typu transwersji G-C do T-A  [30]. Dodatkowo bezpośrednią konsekwencją reakcji szkieletu cukrowego z wolnymi rodnikami jest powstanie pęknięć mających niewiążące końce blokowane przez grupy chemiczne 3’-fosfoglicerynian (3’PGA) (3’PGA) na końcu 3’[10] i pochodną 5′ fosfodeoksyrybozy, czyli lakton 2-deoksyrybozy na końcu 5’[23].

Niezwykle konserwatywny ewolucyjnie system BER jest odpowiedzialny za naprawę alkilowanych [86] i utlenionych zasad DNA, a także powstałych miejsc AP [93]. System naprawy DNA przez wycinanie zasad został odkryty u Escherichia coli przez Thomasa Lindahla i wydawał się prostym systemem naprawczym DNA [63]. Dalsze badania dowiodły, że u organizmów wyższych jest on dalece bardziej złożony i wyszukany, niż sądzono na początku.

System BER jest zapoczątkowany przez glikozylazy DNA (DG –DNA glycosylase), które rozpoznają uszkodzone zasady i wycinają je z DNA, pozostawiając miejsce apurynowe/apirymidynowe (AP). Niektóre glikozylazy wykazują również aktywność AP liazy i katalizują reakcję β-eliminacji wiązania 3’fosfodiestrowego bądź wiązań 3’, 5’ fosfodiestrowych [52,83]. Powstałe w wyniku β,δ- eliminacji reszty fosforanowe na końcu 3’ usuwa endonukleaza AP (APE1 – AP endonuclease 1). Powstałą lukę w DNA, z wolnym końcem 3’ OH wypełnia polimeraza β (Pol β), którą następnie wypełnia ligaza III DNA, współ- działającą z polimerazą za pomocą białka XRCC1 [19,77]. W przypadku glikozylaz niemających aktywności liazy AP, biorą one udział głównie w naprawie zasad ulegają- cych deaminacji, alkilacji, czy też uszkodzonych przez RFT [52,83].

Następnie liaza AP wywołuje hydrolizę wiązania 5’-fosfodiestrowego po stronie 5’ uszkodzenia, które powstaje po działaniu glikozylaz bez aktywności liazy AP [9,32,84]. Powstały koniec 3’ OH jest substratem dla Pol β, gdzie równocześnie przez ten sam enzym jest usuwany 5’ końcowy fosforan deoksyrybozy (5’-dRP) [53,72]. Za syntezę nowych nukleotydów w przypadku DNA mitochondrialnego odpowiada polimeraza γ (Pol γ) [2]. Powstałe w ten sposób nacięcie jest łączone przez ligazę DNA III przy współudziale białka XRCC1 [37,57]. Mechanizm usuwania uszkodzonej zasady w DNA jest nazywany szlakiem podstawowym BER [80]. Rozróżnia się również alternatywny szlak BER, gdzie polimerazy δ bądź ε (Pol δ, Pol ε) syntetyzują kilka nukleotydów przez przemieszczenie nici DNA zawierającej 5’- dRP w kierunku 5’→3’ zaczynając od miejsca AP [5,35,80]. Powstała w następstwie tej reakcji struktura tzw. odsłoniętej nici (flap) jest usuwana przez endonukleazy FEN1 i FEN2 [29]. W szlaku tym wymagana jest obecność jądrowego antygeny komórek proliferujących (PCNA – proliferating cell nuclear antigen), który oddziałuje z Pol δ/Pol ε, FEN1/FEN2 oraz ligazą I DNA. Ten ostatni enzym łączy powstałe pęknięcia.

Nie jest jednoznacznie określone, które czynniki decydują za pomocą jakiego szlaku przebiegnie naprawa w komórce. Obserwowano, że przy dużych stężeniach ATP w pobliżu miejsca AP naprawa najczęściej przebiegała szlakiem podstawowym [79]. Jeszcze jedną determinantą wyboru szlaku naprawy może być efektywność usuwania dRP przez Pol β, w przebiegu naprawy. Okazało się bowiem, że w przypadku skuteczniejszego jego usuwania komórka częściej „decydowała się” na przeprowadzenie naprawy szlakiem podstawowym [53]. Również obecność białek, takich jak: PCNA i czynnik replikacyjny C (RF-C – replication, factor-C), które stanowią element maszynerii replikacyjnej, w czasie procesu naprawy może świadczyć o tym, iż etap cyklu komórkowego może być czynnikiem, który decyduje o wyborze alternatywnego szlaku naprawy [80].

Dotąd u człowieka zidentyfikowano jedenaście glikozylaz zaangażowanych w rozpoznawanie i usuwanie uszkodzonych zasad. Ze względu na swoistość rozpoznawanych uszkodzeń można je podzielić na pięć nadrodzin: 1) glikozylazy rozpoznające uszkodzenia uracylowe pojedynczej i podwójnej nici DNA, 2) niedopasowane pochodne pirymidyn, 3) uszkodzenia oksydacyjne, 4) alkilowane puryny, 5) utlenione lub nasycone pirymidyny [49,87]. Pierwsza grupa obejmuje dwa enzymy UNG i SMUG1 . Do drugiej zaliczamy: MBD4 i TDG. Przedstawiciele trzeciej nadrodziny to: OGG1 i MYH. W grupie czwartej występuje jeden enzym – MPG. Ostatnia, piąta grupa jest najliczniejsza, w jej skład wchodzą cztery enzymy: NTH i NEIL1-3 [14]. MYH, czyli homolog bakteryjnej glikozylazy MutY jest enzymem klasy glikozylaz odpowiedzialnym za usuwanie błędnie podstawionej adeniny i 2-hydroksyadeniny sparowanej z guaniną lub 8-okso-dG [45]. UNG, czyli glikozylaza N-uracylowa (UNG – uracil N-glycosylase) i monofunkcjonalna glikozylaza uracylowa DNA (SMUG – single-strand- -selective monofunctional uracil-DNA glycosylase 1) to enzymy odpowiedzialne za usuwanie powstałego przez deaminację cytozyny uracylu w DNA [28]. MBD4 i TDG to enzymy, których zadaniem jest usuwanie tyminy powstałej w wyniku deaminację 5-metylocytozyny. Ponadto biorą one udział w procesie apoptozy i regulacji transkrypcji [91]. Hipoksantyna – produkt oksydacyjnej deaminacji adeniny, 1,N6-etenoadeniny i alkilowane zasady, takie jak 3-metyloadenina, czy 7-metyloguanina to substraty dla glikozylazy MPG (MPG – N-methylpurine DNA glycosylase) [60]. Enzym NEIL1 działa jako „strażnik” replikacji. Prawdopodobnie usuwa uszkodzenia oksydacyjne w obrębie widełek replikacyjnych. W przypadku białka NEIL2 dotychczas zebrane dane wskazują, iż usuwa on uszkodzenia DNA w czasie procesu transkrypcji. Odnosząc się do trzeciego i ostatniego członka rodziny NEIL, czyli NEIL3, nie określono dotąd jego funkcji. Przypuszczalnie enzym ten jest zaangażowany w naprawę uszkodzeń oksydacyjnych w pojedynczej nici DNA w telomerach (zespoły G-kwadrupleksowe) [64,98]. Ostatnim członkiem tej rodziny jest enzym Nth odpowiadający głównie za usuwanie uszkodzeń oksydacyjnych pirymidyn [51]. Szczególnie wiele uwagi poświęca się enzymom OGG1 i MYH, w związku z występowaniem chorób neurodegeneracyjnych, gdzie zmianom patologicznym w schorzeniach tego typu towarzyszą uszkodzenia oksydacyjne, które są substratem dla tych białek naprawczych [88].

Trwałe uszkodzenia oksydacyjne genomu oraz ich wadliwa lub niezbyt efektywna naprawa mogą być przyczyną powstawania wielu ludzkich schorzeń, takich jak: nowotwory, dziedziczne lub nabyte zaburzenia neurologiczne, włączając w to chorobę Alzheimera, chorobę Huntingtona, parkinsonizm, czy stwardnienie zanikowe boczne (ALS – amyotrophic lateral sclerosis) [11].

Zaburzenia funkcjonowania BER w chorobie Alzheimera

Choroba Alzheimera jest jednym z najczęściej diagnozowanych schorzeń neurodegeneracyjnych. Charakteryzuje się postępującym zmniejszeniem funkcji poznawczych (głównie pamięci) oraz zaburzeniami zachowania, takimi jak: apatia, pobudzenie oraz objawy psychotyczne. Pod względem neuropatologicznym AD charakteryzuje się występowaniem zwyrodnień neurofibrylarnych oraz zewnątrzkomórkowych złogów amyloidu w postaci blaszek amyloidowych. Chociaż są one konglomeratem różnych białek, to ich rdzenie są zbudowane z jednego peptydu nazywanego β-amyloidem (Aβ) będącym produktem proteolizy białka prekursorowego βAPP (β-amyloid precursor protein) [81]. Z białka prekursorowego, poddanego działaniu sekretazy-α, która przecina białko prekursorowe w miejscu Lys-16 sekwencji Aβ (687/688 βAPP) oraz γ powstają nieamyloidowe produkty oddziałujące z receptorami szlaku Notch [39]. Produktem cięcia przez α-sekretazę APP jest białko p3 oraz dłuższy fragment sβAPP (83 aa). Natomiast amylogenne procesowanie białka APP opiera się na enzymatycznej aktywności β- zamiast α-sekretazy. W wyniku jej działania powstaje peptyd składający się z 99 reszt aminokwasów, który poddany proteolizie przez γ-sekretazę generuje odcinki peptydu o długości 40 lub 42 aa stanowiące β-amyloid [6,76].

Podeszły wiek jest czynnikiem sprzyjającym zwiększonej zapadalności na chorobę Alzheimera i inne choroby neurodegeneracyjne. Pomimo zaznaczanej w wielu publikacjach heterogenności i złożonej natury zjawisk związanych z wystąpieniem choroby Alzheimera istnieje wiele doniesień, iż skorelowany z wiekiem wzrost poziomu RFT może być jedną z przyczyn wystąpienia tej oraz innych chorób otępiennych [50]. Ze względu na duże zapotrzebowanie neuronów w tlen oraz względnie niewielkie stężenie endogennych przeciwutleniaczy, tkanka mózgowa jest miejscem szczególnie narażonym na uszkodzenia oksydacyjne [75]. Powodem tak silnego oddziaływania RFT z materiałem genetycznym jest niezwykła reaktywność tych związków. Niektóre z nich, np. rodnik hydroksylowy wchodzą w reakcję już w miejscu jego wytworzenia [41].

Spośród ponad dwudziestu zidentyfikowanych i opisanych oksydacyjnych modyfikacji DNA, te związane z powstaniem niezwykle mutagennej 8-okso-dG są obecnie intensywnie badane. Ocena poziomu 8-okso-dG jest markerem oksydacyjnych uszkodzeń DNA w wielu schorzeniach, w tym w chorobach neurodegeneracyjnych. Żeby przeciwdziałać mutacjom powodowanym obecnością 8-okso-dG (nazywanym też uszkodzeniem GO) w łańcuchu DNA komórki wypracowały tzw. system GO, składający się z genów kodujących białka BER:

• MUTYH – kodujący glikozylazę DNA,

• OGG1, OGG2, NEIL1 – kodujące glikozylazy 8-oksoguaniny,

• MutT – gen mutatorowy, kodujący GTP-azę hydrolizującą 8-okso-GTP do monofosforanu. Zapobiega to włączaniu niewłaściwej zasady w łańcuchu DNA [34,68]. Schemat systemu GO przedstawia rycina 1.

OGG1 jest odpowiedzialny za właściwe usuniecie 8-okso-dG z uszkodzonego DNA, natomiast MUTYH wycina adeninę, włączoną przez polimerazę DNA, która jest położona naprzeciwko 8-okso-dG [90]. Białka OGG1, OGG2 oraz NEIL1 są odpowiedzialne za usunięcie 8-okso-dG z helisy tworząc miejsce AP, do którego przyłączają się następne enzymy systemu BER. Jeśli łańcuch DNA z włączonym 8-okso-dG ulegnie replikacji, naprzeciw niej komplementarnie wbudowana zostanie adenina zamiast guaniny [38]. MUTYH z podwójnej nici DNA usuwa błędnie wstawioną adeninę, tworząc miejsce AP. Mutacje w genach MUTYH i OGG1 są bezpośrednią przyczyną niektórych schorzeń, w tym nowotworów oraz rodzinnej gruczolakowatości polipowatej [3,82]. W badaniach in vitro wykazano, że katalityczna wydajność OGG1, głównego białka katalizującego usuwanie 8-okso-dG, jest zależna od dwóch komponentów systemu BER, endonukleazy AP, która tnie łańcuch DNA w miejscu apurynowo/apirymidowym w kierunku 5’ pozostawiając wolny koniec 3’-OH oraz białka XRCC1, uczestniczącego w naprawie pojedynczych pęknięć DNA [44]. XRCC1 oddziałuje fizycznie i funkcjonalnie z OGG1 powodując dwu- lub trzykrotny wzrost jej aktywności glikozylacyjnej [71]. Sugeruje to złożoną sieć połączeń funkcjonalnych w obrębie głównych elementów tego systemu. Wykazano również, że inne białka sytemu BER, takie jak PARP1, MUTYH, NEIL1 lub NEIL3 są zaangażowane w rozwój procesów neurodegeneracyjnych u szczurów [102]. Zmniejszona aktywność BER może być czynnikiem związanym z rozwojem schorzeń neurodegeneracyjnych, w tym AD [103]. Badania post mortem wykazały spadek aktywności glikozylaz DNA: UDG, OGG1 oraz polimerazy DNA, a także całego systemu BER, w chorobowo zmienionych komórkach mózgowych pacjentów z AD w porównaniu z komórkami pobranymi od pacjentów z łagodnym zaburzeniem poznawczym (MCI – mild cognitive impairment). Do wyciągnięcia podobnych wniosków skłaniają wyniki badań autoradiograficznych z wykorzystaniem radioizotopu fosforu 32 [101]. Wskazuje to na związek między wydajnością BER, a stopniem zmian neurodegeneracyjnych zaobserwowanych w tych komórkach. Chociaż nadal prowadzi się eksperymenty zarówno na komórkach ludzkich, jak i innych organizmów, nie ma wystarczających informacji na temat mechanizmu AD opartego na akumulacji oksydacyjnych uszkodzeń DNA oraz nie są również znane markery molekularne niezbędne do wczesnego wykrywania, czy monitorowania stopnia rozwoju tego schorzenia.

W 1998 r. zespół badaczy pod kierownictwem Tana, dzięki immunobarwieniu, zaobserwował, iż aktywność endonukleazy APE1 w próbie kontrolnej jest na niskim poziomie w przeciwieństwie do płytek amyloidowych w hipokampie i innych regionach mózgu pacjentów cierpiących na AD [94]. Jednocześnie dowiedziono, że w homogenacie kory mózgowej u osób z AD dochodzi do zwiększonej ekspresji genu APE1 w porównaniu do kontroli, pobranej od pacjentów w podobnym wieku [21]. Zaobserwowany w płynie mózgowo-rdzeniowym, wzrost uszkodzeń oksydacyjnych oraz spadek wydajności systemów naprawczych w mózgach zmienionych chorobowo, jak sugeruje Lovell i wsp., jest związany z podwójnym narażaniem na czynniki stresowe. Analizowali oni mózgi pacjentów w zaawansowanej postaci AD pod kątem aktywności OGG1 i odkryli istotny jej spadek w próbkach z AD w zakręcie przyhipokampowym i płacie ciemieniowym. Nie wykryto natomiast żadnych różnic w móżdżku w próbkach badanych i kontrolnych [65]. W komórkach ludzkiego ciała wyróżnić można dwie izoformy białka OGG1 – jądrową (α-OGG1) oraz mitochondrialną (β-OGG1), które powstają w wyniku alternatywnego składania [42]. U chorych ze zdiagnozowaną AD obserwowano spadek poziomu mitochondrialnej β-OGG1, w porównaniu do kontroli. Dodatkowo, dzięki immunobarwieniu, dowiedziono, iż w splotach fibrylnych oraz neuronach dystroficznych poziom OGG1 ulega obniżeniu [46]. Nowsze eksperymenty prowadzone na 10 próbkach pobranych z mózgów pacjentów ze sporadyczną odmianą choroby Alzheimera oraz na próbkach kontrolnych pobranych od pacjentów w podobnym wieku, wykazały zmniejszoną aktywność BER, związaną z ograniczeniem naprawy uszkodzonych zasad w łańcuchu DNA przez glikozylazę i polimerazę DNA β. Autorzy zwracają szczególną uwagę na obniżoną aktywność enzymu uracylowej glikozylazy DNA (UDG), OGG1 i Pol-β w zarówno zdrowych, jak i patologicznie zmienionych rejonach mózgu. Poziom APE1 oraz jej endonukleolityczna aktywność w próbach badanych i kontrolnych były na podobnym poziomie. Ponadto zaobserwowano również upośledzenie działania BER u chorych cierpiących na łagodne zaburzenie poznawcze z epizodyczną amnezją. Sugeruje to korelację poziomu aktywności BER ze stopniem zaawansowania schorzenia [34]. Analiza aktywności systemu BER w modelach zwierzęcych, z symptomatyczną i presymptomatyczną AD wykazała, w przeciwieństwie do próbek pobieranych od ludzi, brak zależności między spadkiem wydajności BER a wystąpieniem patologii, jakie towarzyszą schorzeniom podobnym do AD [100]. Badania wykorzystujące mysie komórki nerwowe wykazały, że brak mysiego enzymu OGG1 uwrażliwia neurony dopaminowe na toksyczne działanie manganu w czasie ich rozwoju [12]. Inne doniesienia głoszą, że w mózgach myszy w okresie prenatalnym potencjał naprawczy uszkodzeń spowodowanych 8-okso-dG jest 5-, 10-krotnie większy niż u osobników dorosłych. Analiza aktywności naprawczej i test Western blot wykonane z ekstraktu białkowego pozyskanego z mózgów zwierząt z inaktywowanym genem OGG1 wykazały, że mysie białko OGG1 jest odpowiedzialne za wydajne usuwanie 8-okso-dG u osobników w stadium prenatalnym. By dowiedzieć się, jak mysie białko OGG1 chroni przed indukowaną stresem oksydacyjnym mutagenezą ciężarne gryzonie rasy Big Blue w wariancie dzikim i w wariancie OGG1-/- poddano działaniu nietoksycznej dawki promieniowania gamma. Odnotowano 2,5-krotny wzrost częstości mutacji u zwierząt z wyłączonym genem OGG1 poddanych działaniu dawki promieniowania o wartości 3,5 Gy 19 dni po zapłodnieniu. Najczęstszymi mutacjami były transwersje GC na TA, co tłumaczy się działaniem 8-okso-dG powodującym niewłaściwe parowanie nukleotydów podczas replikacji, co potwierdza inny niezależny zespół badawczy [4]. Najprawdopodobniej szybki podział komórek jest wymagany do utrwalenia mutacji, ponieważ podobna dawka promieniowania u dorosłych myszy nie spowodowała większej liczby transwersji GC na TA [59]. Oceniano też aktywność tnącą OGG1, UDG i homologa endonukleazy III (NTH1) w jądrze ogoniastym, płacie czołowym, hipokampie, móżdżku i pniu mózgu u 6- i 8-miesiecznych gryzoni C57BI/6. Obserwowano znaczący i zależny od wieku spadek aktywności enzymatycznej wszystkich badanych glikozylaz w mitochondriach we wszystkich regionach mózgu, podczas gdy w jądrach komórkowych pojawi- ły się zróżnicowane wzory zmian molekularnych. Autorzy zasugerowali, że manipulacja mechanizmami naprawczymi DNA może być istotnym elementem strategii zmierzającej do zapobiegania niszczeniu i utraty neuronów w przebiegu zależnych od wieku schorzeń neurodegeneracyjnych [47]. Niezwykle interesujące są również wyniki najnowszych badań przeprowadzonych na innej bardzo ciekawej odmianie myszy. Transgeniczne mutanty Tg-ArcSwe mają specyficzną właściwość polegającą na tym, że złogi β-amyloidu odkładają się już w mózgach osobników 4-miesięcznych, a objawy podobne do tych towarzyszących chorobie Alzheimera pojawiają się u nich w wieku dorosłym. Autorzy badań wykazali, iż obecności złogów amyloidowych towarzyszy zmiana wzorca ekspresji genów podstawowych enzymów BER, takich jak OGG1, APE1, POLB i polimerazy ADP-rybozy (PARP1 – poly-ADP-ribose polymerase). Zaobserwowali też podwyższoną ekspresję wszystkich czterech genów u najmłodszych myszy Tg-ArcSwe w porównaniu do kontroli. U osobników czteromiesięcznych poziom OGG1 był wyższy w porównaniu do kontroli, autorzy tłumaczą to odpowiedzią ustroju na stres oksydacyjny. Wyniki wskazują, iż między zwiększoną depozycją β-amyloidu, a zmianami funkcjonalnymi w systemie BER istnieje inna zależność, aniżeli ta wywodząca się z prostej reakcji ustroju na zjawisko stresu oksydacyjnego [62].

Różnorodność wariantów genów kodujących białka BER a choroba Alzheimera

Opierając się na wynikach badań sugeruje się, iż polimorfizmy genów związanych z systemem naprawy przez wycinanie zasad wpływają na obniżenie jego aktywności, co może zwiększać ryzyko wystąpienia AD [48]. Z tego powodu, odkąd wykazano znaczący spadek aktywności OGG1 w tkankach zmienionych chorobowo w przebiegu AD, bada się, czy istnieje korelacja między częstym polimorfizmem Ser- 326Cys genu OGG1, a AD [18,27,66]. Uważa się, że powyższy polimorfizm znacząco wpływa na rozwój pewnych odmian nowotworów oraz jest związany z etiopatogenezą neurodegeneracyjnego schorzenia – ALS [17,99]. Dzięki zastosowaniu pomiaru stężenia 8-okso-2’-deoksyguanozyny, zaobserwowano redukcję aktywności systemów naprawczych DNA u osób z polimorfizmem Ser326Cys [74]. Dalsze analizy nie wykazały różnic w rozkładzie polimorfizmu Ser326Cys w genie OGG1 między 178 pacjentami ze sporadyczną AD, a 146 osobami z grupy kontrolnej. Mao i wsp. zidentyfikowali i scharakteryzowali delecję pojedynczej zasady C796 oraz dwa podstawienia zasad prowadzące do substytucji Ala53Thr lub Ala288Val w genie OGG1 [68]. Autorzy testowali skutki obserwowanych mutacji i stwierdzili, że typ dziki genu OGG1 koduje 345 reszt aminokwasów, a pojedyncze usunięcie zasady (C796del) modyfikuje kodowanie ramki OGG1 w miejscu mutacji. W rezultacie translacja nie kończy się na kodonie 346, lecz zamiast tego powstaje produkt dłuższy o 59 aminokwasów, dołączonych za miejscem, w którym w dzikim wariancie OGG1 dochodziło do terminacji translacji. Badacze dzięki ukierunkowanej mutagenezie stworzyli mutanta z delecją C796 białka OGG1 i dowiedli, że tak zmienione białko nie usuwa nieprawidłowego 8-okso-dG z łańcucha DNA. Aby określić wpływ substytucji Ala53Thr lub Ala288Val na aktywność białka OGG1 autorzy ponownie, dzięki metodzie ukierunkowanej mutagenezy, stworzyli produkt z danymi substytucjami i wykazali, że tak zmutowana glikozylaza 8-okso-dG zachowuje jedynie 50-60% aktywności jej dzikiej postaci. Nie wykryto żadnej mutacji u wszystkich 10 badanych osób, którzy stanowili reprezentacyjną pod względem wieku kontrolę. Dlatego pozostałe aberracje niezwiązane z substytucją Ser326Cys mogą się okazać głównym czynnikiem patogenezy AD. Jednak dane te zostały zgromadzone ze stosunkowo niewielkiej grupy 14 pacjentów ze zdiagnozowanym AD oraz 10 osób stanowiących kontrolę. Należy do tych wyników podchodzić ostrożnie, a w celu wyciągnięcia ostatecznych wniosków, konieczne są dalsze badania zakrojone na szerszą skalę. Co więcej, ta sama grupa badaczy zaobserwowała, że w niektórych regionach mózgu dochodzi do spadku poziomu jądrowego i mitochondrialnego białka OGG1 u pacjentów z łagodnym zaburzeniem poznawczym oraz z AD o późnym początku (LOAD – late onset Alzheimer disease). Autorzy sugerują, że spadek aktywności OGG1 pojawia się wcześnie w rozwoju AD i prawdopodobnie odbywa się to za pośrednictwem HNE, czyli 4-hydroksy-2-nonenalu [89].

Białko XRCC1 stanowiące rusztowanie dla dwóch enzymów – ligazy DNA III oraz polimerazy β, służy też razem z białkiem PARP1, jako bardzo czuły wskaźnik pęknięć pojedynczej nici DNA [1]. W obszarze kodującym produkt XRCC1 zidentyfikowano kilka polimorfizmów, które mogą odgrywać istotną rolę w powstawaniu niektórych schorzeń nowotworowych [104]. Znaczenie funkcjonalne tych polimorfizmów jak na razie w większości nie jest znane. Jednak 194 polimorfizm występujący w genie (Arg194Trp) występuje w rejonie niezwykle konserwatywnym pod względem ewolucyjnym, co sugeruje jego funkcjonalne znaczenie. Udział polimorfizmu Arg194Trp genu XRCC1 w rozwoju AD w ostatnich latach stanowi przedmiot wielu eksperymentów. Badania prowadzone były wśród 98 pacjentów ze zdiagnozowanym AD. Wynikało z nich, że istnieje statystyczna zależność między polimorfizmem Arg194Trp, a występowaniem AD. Jednak ze względu na zbyt mały odsetek osób z badanym polimorfizmem w obrębie badanej grupy moc statystyczna eksperymentu jest ograniczona [25,31]. Z tego względu niezbędne są dalsze badania wpływu wariantu Arg194Trp genu XRCC1 oraz innych wariantów polimorficznych genów kodujących podstawowe białka BER na patogenezę AD. Zbiór najbardziej istotnych wariantów polimorficznych genów kodujących białka BER, mogących mieć związek z AD przedstawiono w tabeli 1.

Podsumowanie

Naprawa uszkodzeń genomowych, które obejmują degradację zasad, powstawanie miejsc AP i produktów ich utleniania w jądrze oraz w mitochondriach, jest niezbędna do zachowania stabilności genomu i przeżycia komórki, głównie u organizmów tlenowych, jako szczególnie narażonych na wewnętrzne czynniki oksydacyjne. Początkowo udział BER w prewencji chorób neurodegeneracyjnych, w tym również choroby Alzheimera, był kwestionowany ze względu na brak powiazań między tymi schorzeniami, a akumulacją utlenionych zasad, miejsc AP, czy SSB w genomie. Obecnie to się zmienia i obniżenie wydajności systemu BER zaczyna być łączone z tymi przypadłościami. Dodatkowo redukcja aktywności systemów naprawczych DNA uważana jest za jedną z głównych przyczyn starzenia i zmian otępiennych wieku podeszłego. Choroba Alzheimera, jako schorzenie mające zróżnicowaną etiologię, wymaga dokładnej analizy na poziomie molekularnym, i to zarówno na poziomie genetycznym, epigenetycznym, jak i funkcjonalnym. Obecnie nie ulega wątpliwości, że jedną z głównych przyczyn AD jest spadek aktywności systemów naprawczych DNA, w tym głównie BER, jednak jest potrzebna szczegółowa analiza udziału poszczególnych elementów tego systemu w patogenezie tej choroby. Dokładne poznanie tych czynników może się bowiem przyczynić do opracowania czułych testów, niezbędnych do skutecznej diagnostyki oraz prewencji AD, czy też innych chorób neurodegeneracyjnych. Możliwość ustalenia dokładnego profilu genetycznego pacjenta z AD, nakierowanego na geny kodujące białka BER, może pozwolić na zastosowanie celowanej, spersonalizowanej terapii pacjentów z tą ciężką chorobą.

Przypisy

• 1. Ahmed E.A., de Boer P., Philippens M.E., Kal H.B., de Rooij D.G.:Parp1-XRCC1 and the repair of DNA double strand breaks in mouseround spermatids. Mutat. Res., 2010; 683: 84-90
  Google Scholar
• 2. Alexeyev M., Shokolenko I., Wilson G., LeDoux S.: The maintenanceof mitochondrial DNA integrity – critical analysis and update.Cold Spring Harb. Perspect. Biol., 2013; 5: a012641
  Google Scholar
• 3. Al-Tassan N., Chmiel N.H., Maynard J., Fleming N., LivingstonA. L., Williams G. T., Hodges A. K., Davies D. R., David S. S., SampsonJ. R., Cheadle J.P.: Inherited variants of MYH associated withsomatic G:CàT:A mutations in colorectal tumors. Nat. Genet., 2002;30: 227-232
  Google Scholar
• 4. Arai T., Kelly V.P., Minowa O., Noda T., Nishimura S.: High accumulationof oxidative DNA damage, 8-hydroxyguanine, in Mmh/Ogg1deficient mice by chronic oxidative stress. Carcinogenesis, 2002;23: 2005-2010
  Google Scholar
• 5. Asagoshi K., Liu Y., Masaoka A., Lan L., Prasad R., Horton J.K.,Brown A.R., Wang X.H., Bdour H.M., Sobol R.W., Taylor J.S., Yasui A.,Wilson S.H.: DNA polymerase β-dependent long patch base excisionrepair in living cells. DNA Repair, 2010; 9: 109-119
  Google Scholar
• 6. Asai M., Yagishita S., Iwata N., Saido T.C., Ishiura S., MaruyamaK.: An alternative metabolic pathway of amyloid precursor proteinC-terminal fragments via cathepsin B in a human neuroglioma model.FASEB J., 2011; 25: 3720-3730
  Google Scholar
• 7. Baldwin M.R., O’Brien P.J.: Nonspecific DNA binding and coordinationof the first two steps of base excision repair. Biochemistry,2010; 49: 7879-7891
  Google Scholar
• 8. Boesten D.M., de Vos-Houben J.M., Timmermans L., den HartogG.J., Bast A., Hageman G.J.: Accelerated aging during chronicoxidative stress: a role for PARP-1. Oxid. Med. Cell. Longev., 2013;2013: 680414
  Google Scholar
• 9. Boiteux S., O’Connor T.R., Laval J.: Formamidopyrimidine-DNAglycosylase of Escherichia coli: cloning and sequencing of the fpgstructural gene and overproduction of the protein. EMBO J., 1987;6: 3177-3183
  Google Scholar
• 10. Breen A.P., Murphy J.A.: Reactions of oxyl radicals with DNA.Free Rad. Biol. Med., 1995; 18: 1033-1077
  Google Scholar
• 11. Bucholtz N., Demuth I.: DNA-repair in mild cognitive impairmentand Alzheimer’s disease. DNA Repair, 2013; 12: 811-816
  Google Scholar
• 12. Cardozo-Pelaez F., Cox D. P., Bolin C.: Lack of the DNA repairenzyme OGG1 sensitizes dopamine neurons to manganese toxicityduring development. Gene Expr., 2005; 12: 315-323
  Google Scholar
• 13. Christen Y.: Oxidative stress and Alzheimer disease. Am. J. Clin.Nutr., 2000; 71: 621-629
  Google Scholar
• 14. Christmann M., Kaina B.: Transcriptional regulation of humanDNA repair genes following genotoxic stress: trigger mechanisms, inducible responses and genotoxic adaptation. Nucleic Acids Res.,2013; 41:8403-8420
  Google Scholar
• 15. Christmann M., Tomicic M.T., Roos W.P., Kaina B.: Mechanismsof human DNA repair: an update. Toxicology, 2003; 193: 3-34
  Google Scholar
• 16. Cooke M.S., Evans M.D., Dizdaroglu M., Lunec J.: Oxidative DNAdamage: mechanisms, mutation, and disease. FASEB J., 2003; 17:1195-1214
  Google Scholar
• 17. Coppedè F., Mancuso M., Lo Gerfo A., Carlesi C., Piazza S., RocchiA.: Association of the hOGG1 Ser326Cys polymorphism with sporadicamyotrophic lateral sclerosis. Neurosci. Lett., 2007; 420: 163-168
  Google Scholar
• 18. Coppedè F., Mancuso M., Lo Gerfo A., Manca M. L., Petrozzi L.,Migliore L., Siciliano G., Murri L.: A Ser326Cys polymorphism in theDNA repair gene hOGG1 is not associated with sporadic Alzheimer’sdisease. Neurosci. Lett., 2007; 414: 282-285
  Google Scholar
• 19. David S.S., O’Shea V.L., Kundu S.: Base-excision repair of oxidativeDNA damage. Nature, 2007; 447: 941-950
  Google Scholar
• 20. Davies K.: Oxidative stress: the paradox of aerobic life. Biochem.Soc. Symp., 1995; 61: 1-31
  Google Scholar
• 21. Davydov V., Hansen L.A., Shackelford D. A.: Is DNA repair compromisedin Alzheimer’s disease? Neurobiol. Aging, 2003; 24: 953-968
  Google Scholar
• 22. Deavall D.G., Martin E.A., Horner J.M., Roberts R.: Drug-inducedoxidative stress and toxicity. J. Toxicol., 2012; 2012: 645460
  Google Scholar
• 23. Demple B., DeMott M.S.: Dynamics and diversions in base excisionDNA repair of oxidized abasic lesions. Oncogene, 2002; 21: 8926-8934
  Google Scholar
• 24. Dickson D.W.: Required techniques and useful molecular markersin the neuropathologic diagnosis of neurodegenerative diseases.Acta Neuropathol., 2005; 109: 14-24
  Google Scholar
• 25. Doğru-Abbasoğlu S., Aykaç-Toker G., Hanagasi H.A., Gürvit H.,Emre M., Uysal M.: The Arg194Trp polymorphism in DNA repair geneXRCC1 and the risk for sporadic late-onset Alzheimer’s disease. Neurol.Sci., 2007; 28: 31-34
  Google Scholar
• 26. Dolinnaya N.G., Kubareva E.A., Romanova E.A., Trikin R.M., OretskayaT.S.: Thymidine glycol: the effect on DNA molecular structureand enzymatic processing. Biochimie, 2013; 95: 134-147
  Google Scholar
• 27. Dorszewska J., Kempisty B., Jaroszewska-Kolecka J., Rózycka A.,Florczak J., Lianeri M., Jagodziński P.P., Kozubski W.: Expression andpolymorphisms of gene 8-oxoguanine glycosylase 1 and the level ofoxidative DNA damage in peripheral blood lymphocytes of patientswith Alzheimer’s disease. DNA Cell Biol., 2009; 28: 579-588
  Google Scholar
• 28. Doseth B., Visnes T., Wallenius A., Ericsson I., Sarno A., PettersenH.S., Flatberg A., Catterall T., Slupphaug G., Krokan H.E., KavliB.: Uracil-DNA glycosylase in base excision repair and adaptive immunity:species differences between man and mouse. J. Biol. Chem.,2011; 286: 16669-16680
  Google Scholar
• 29. Duxin J.P., Dao B., Martinsson P., Rajala N., Guittat L., CampbellJ.L., Spelbrink J.N., Stewart S.A.: Human Dna2 is a nuclear andmitochondrial DNA maintenance protein. Mol. Cell. Biol., 2009; 29:4274-4282
  Google Scholar
• 30. Efrati E., Tocco G., Eritja R., Wilson S.H., Goodman M.F.: “Action–at-a-distance” mutagenesis. 8-oxo-7, 8-dihydro-2’-deoxyguanosinecauses base substitution errors at neighboring template sites whencopied by DNA polymerase β. J. Biol. Chem., 1999; 274: 15920-15926
  Google Scholar
• 31. El-Khamisy S. F., Masutani M., Suzuki H., Caldecott K.W.: A requirementfor PARP-1 for the assembly or stability of XRCC1 nuclearfoci at sites of oxidative DNA damage. Nucleic Acids Res., 2003;31: 5526-5533
  Google Scholar
• 32. Fitzgerald M.E., Drohat A.C.: Coordinating the initial steps ofbase excision repair. Apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 activelystimulates thymine DNA glycosylase by disrupting the productcomplex. J. Biol. Chem., 2008; 283: 32680-32690
  Google Scholar
• 33. Fortini P., Dogliotti E.: Base damage and single-strand breakrepair: mechanisms and functional significance of short- and long–patch repair subpathways. DNA Repair, 2007; 6: 398-409
  Google Scholar
• 34. Fortini P., Parlanti E., Sidorkina O.M., Laval J., Dogliotti E.: Thetype of DNA glycosylase determines the base excision repair pathwayin mammalian cells. J. Biol. Chem., 1999; 274: 15230-15236
  Google Scholar
• 35. Frosina G., Fortini P., Rossi O., Carrozzino F., Raspaglio G., Cox L.S.,Lane D.P., Abbondandolo A., Dogliotti E.: Two pathways for base excisionrepair in mammalian cells. J. Biol. Chem., 1996; 271: 9573-9578
  Google Scholar
• 36. Fu D., Calvo J.A., Samson L.D.: Balancing repair and toleranceof DNA damage caused by alkylating agents. Nat. Rev. Cancer, 2012;12: 104-120
  Google Scholar
• 37. Gao Y., Katyal S., Lee Y., Zhao J., Rehg J.E., Russell H.R., McKinnonP.J.: DNA ligase III is critical for mtDNA integrity but not Xrcc1-mediatednuclear DNA repair. Nature, 2011; 471: 240-244
  Google Scholar
• 38. Ghosh R., Mitchell D.L.: Effect of oxidative DNA damage in promoterelements on transcription factor binding. Nucleic Acids Res.,1999; 27: 3213-3218
  Google Scholar
• 39. Hadland B.K., Manley N.R., Su D., Longmore G.D., Moore C.L.,Wolfe M.S., Schroeter E.H., Kopan R.: γ-Secretase inhibitors repressthymocyte development. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98: 7487-7491
  Google Scholar
• 40. Haghdoost S., Czene S., Näslund I., Skog S., Harms-Ringdahl M.:Extracellular 8-oxo-dG as a sensitive parameter for oxidative stressin vivo and in vitro. Free Radic. Res., 2005; 39: 153-162
  Google Scholar
• 41. Halliwell B., Gutteridge J.: Free Radicals in Biology and Medicine.Oxford University Press, Oxford, New Jork 1999
  Google Scholar
• 42. Hashiguchi K., Stuart J.A., de Souza-Pinto N.C., Bohr V.A.: TheC-terminal alpha O helix of human Ogg1 is essential for 8-oxoguanineDNA glycosylase activity: the mitochondrial beta-Ogg1 lacksthis domain and does not have glycosylase activity. Nucleic AcidsRes., 2004; 32: 5596-5608
  Google Scholar
• 43. Hashimoto H., Hong S., Bhagwat A.S., Zhang X., Cheng X.: Excisionof 5-hydroxymethyluracil and 5-carboxylcytosine by the thymineDNA glycosylase domain: its structural basis and implications foractive DNA demethylation. Nucleic Acids Res., 2012; 40: 10203-10214
  Google Scholar
• 44. Hill J.W., Hazra T. K., Izumi T., Mitra S.: Stimulation of human8-oxoguanine-DNA glycosylase by AP endonuclease: potential coordinationof the initial steps in base excision repair. Nucleic AcidsRes., 2001; 29: 430-438
  Google Scholar
• 45. Hwang B.J., Shi G., Lu A.L.: Mammalian MutY homolog (MYHor MUTYH) protects cells from oxidative DNA damage. DNA Repair,2014; 13: 10-21
  Google Scholar
• 46. Iida T., Furuta A., Nishioka K., Nakabeppu Y., Iwaki T.: Expressionof 8-oxoguanine DNA glycosylase is reduced and associated withneurofibrillary tangles in Alzheimer’s disease brain. Acta Neuropathol.,2002; 103: 20-25
  Google Scholar
• 47. Imam S.Z., Karahalil B., Hogue B.A., Souza-Pinto N.C., Bohr V.A.:Mitochondrial and nuclear DNA-repair capacity of various brain regionsin mouse is altered in an age-dependent manner. Neurobiol.Aging, 2006; 27: 1129-1136
  Google Scholar
• 48. Jacob K.D., Noren Hooten N., Tadokoro T., Lohani A., Barnes J.,Evans M.K.: Alzheimer’s disease-associated polymorphisms in humanOGG1 alter catalytic activity and sensitize cells to DNA damage.Free Radic. Biol. Med., 2013; 63: 115-125
  Google Scholar
• 49. Jacobs A.L., Schär P.: DNA glycosylases: in DNA repair and beyond.Chromosoma, 2012; 121: 1-20
  Google Scholar
• 50. Kadioglu E., Sardas S., Aslan S., Isik E., Esat Karakaya A.: Detectionof oxidative DNA damage in lymphocytes of patients with Alzheimer’sdisease. Biomarkers, 2004; 9: 203-209
  Google Scholar
• 51. Kato S., Hashiguchi K., Igarashi K., Moriwaki T., Yonekura S.,Zhang-Akiyama Q.M.: Structural and functional properties of CiNTH,an endonuclease III homologue of the ascidian Ciona intestinalis: criticalrole of N-terminal region. Genes Genet. Syst., 2012; 87: 115-124
  Google Scholar
• 52. Kim Y.J., Wilson D.M. 3rd: Overview of base excision repair biochemistry.Curr. Mol. Pharmacol., 2012; 5: 3-13
  Google Scholar
• 53. Klungland A., Lindahl T.: Second pathway for completion of humanDNA base excision-repair: reconstitution with purified proteinsand requirement for DNase IV (FEN1). EMBO J., 1997; 16: 3341-3348
  Google Scholar
• 54. Klungland A., Paulsen R., Rolseth V., Yamada Y., Ueno Y., WiikP., Matsuda A., Seeberg E., Bjelland S.: 5-Formyluracil and its nucleosidederivatives confer toxicity and mutagenicity to mammaliancells by interfering with normal RNA and DNA metabolism. Toxicol.Lett., 2001; 119: 71-78
  Google Scholar
• 55. Knobel P.A., Marti T.M.: Translesion DNA synthesis in the contextof cancer research. Cancer Cell Int., 2011; 11: 39
  Google Scholar
• 56. Kovacic P., Somanathan R.: Novel, unifying mechanism for aromaticprimary-amines (therapeutics, carcinogens and toxins): electrontransfer, reactive oxygen species, oxidative stress and metabolites.Med. Chem. Commun., 2011; 2: 106-112
  Google Scholar
• 57. Kubota Y., Nash R.A., Klungland A., Schär P., Barnes D.E., LindahlT.: Reconstitution of DNA base excision-repair with purified humanproteins: interaction between DNA polymerase beta and the XRCC1protein. EMBO J., 1996; 15: 6662-6670
  Google Scholar
• 58. Kunz B.A., Straffon A.F., Vonarx E.J.: DNA damage-induced mutation:tolerance via translesion synthesis. Mutat. Res., 2000; 451: 169-185
  Google Scholar
• 59. Larsen E., Reite K., Nesse G., Gran C., Seeberg E., Klungland A.:Repair and mutagenesis at oxidized DNA lesions in the developingbrain of wild-type and Ogg1-/- mice. Oncogene, 2006; 25: 2425-2432
  Google Scholar
• 60. Leitner-Dagan Y., Sevilya Z., Pinchev M., Kramer R., Elinger D.,Roisman L.C., Rennert H.S., Schechtman E., Freedman L., Rennert G.,Livneh Z., Paz-Elizur T.: N-methylpurine DNA glycosylase and OGG1DNA repair activities: opposite associations with lung cancer risk. J.Natl. Cancer Inst., 2012; 104: 1765-1769
  Google Scholar
• 61. Lillenes M.S., Espeseth T., Støen M., Lundervold A.J., Frye S.A.,Rootwelt H., Reinvang I., Tønjum T.: DNA base excision repair genepolymorphisms modulate human cognitive performance and declineduring normal life span. Mech. Ageing Dev., 2011; 132: 449-458
  Google Scholar
• 62. Lillenes M.S., Støen M., Gómez-Muñoz M., Torp R., GüntherC.C., Nilsson L.N., Tønjum T.: Transient OGG1, APE1, PARP1 and Polβexpression in an Alzheimer’s disease mouse model. Mech. AgeingDev., 2013; 134: 467-477
  Google Scholar
• 63. Lindahl T.: An N-glycosidase from Escherichia coli that releasesfree uracil from DNA containing deaminated cytosine residues. Proc.Natl. Acad. Sci. USA, 1974; 71: 3649-3653
  Google Scholar
• 64. Liu M., Imamura K., Averill A.M., Wallace S.S., Doublie S.: Structuralcharacterization of a mouse ortholog of human NEIL3 with a markedpreference for single-stranded DNA. Structure, 2013; 21: 1-14
  Google Scholar
• 65. Lovell M.A., Soman S., Bradley M.A.: Oxidatively modified nucleicacids in preclinical Alzheimer’s disease (PCAD) brain. Mech. AgeingDev., 2011; 132: 443-448
  Google Scholar
• 66. Lovell M.A., Xie C., Markesbery W.R.: Decreased base excisionrepair and increased helicase activity in Alzheimer’s disease brain.Brain Res., 2000; 855: 116-123
  Google Scholar
• 67. Mao G., Pan X., Gu L.: Evidence that a mutation in the MLH13’-untranslated region confers a mutator phenotype and mismatchrepair deficiency in patients with relapsed leukemia. J. Biol. Chem.2008; 283: 3211-3216
  Google Scholar
• 68. Mao G., Pan X., Zhu B.B., Zhang Y., Yuan F., Huang J., Lovell M.A.,Lee M.P., Markesbery W.R., Li G.M., Gu L.: Identification and characterizationof OGG1 mutations in patients with Alzheimer’s disease.Nucleic Acids Res., 2007; 35: 2759-2766
  Google Scholar
• 69. Markesbery W.R.: Oxidative stress hypothesis in Alzheimer’sdisease. Free Radic. Biol. Med., 1997; 23: 134-147
  Google Scholar
• 70. Markesbery W.R.: The role of oxidative stress in Alzheimer disease.Arch. Neurol., 1999; 56: 1449-1452
  Google Scholar
• 71. Marsin S., Vidal A.E., Sossou M., Menissier-de Murcia J., LePage F., Boiteux S., de Murcia G., Radicella J.P.: Role of XRCC1 inthe coordination and stimulation of oxidative DNA damage repairinitiated by the DNA glycosylase hOGG1. J. Biol. Chem., 2003;278: 44068-44074
  Google Scholar
• 72. Matsumoto Y., Kim K.: Excision of deoxyribose phosphate residuesby DNA polymerase β during DNA repair. Science, 1995; 269:699-702
  Google Scholar
• 73. Matter B., Malejka-Giganti D., Csallany A.S., Tretyakova N.: Quantitativeanalysis of the oxidative DNA lesion, 2,2-diamino-4-(2-deoxy-β-D-erythro-pentofuranosyl)amino]-5(2H)-oxazolone (oxazolone),in vitro and in vivo by isotope dilution-capillary HPLC-ESI-MS/MS.Nucleic Acids Res., 2006; 34: 5449-5460
  Google Scholar
• 74. Migliore L., Fontana I., Trippi F., Colognato R., Coppede F., TognoniG., Nucciarone B., Siciliano G.: Oxidative DNA damage in peripheralleukocytes of mild cognitive impairment and AD patients.Neurobiol. Aging, 2005; 26: 567-573
  Google Scholar
• 75. Miller E., Mrowicka M., Żołyński K., Kędziora A.J.: Stres oksydacyjnyw stwardnieniu rozsianym. Pol. Merk. Lek., 2009; 162: 499-502
  Google Scholar
• 76. Murphy M.P., Hickman L.J., Eckman C.B., Uljon S.N., Wang R.,Golde T.E.: g-secretase, evidence for multiple proteolytic activitiesand influence of membrane positioning of substrate on generationof amyloid β peptides of varying length. J. Biol. Chem., 1999; 274:11914-11923
  Google Scholar
• 77. Odell I.D., Barbour J.E., Murphy D.L., Della-Maria J.A., Sweasy J.B.,Tomkinson A.E., Wallace S.S., Pederson D.S.: Nucleosome disruptionby DNA ligase III-XRCC1 promotes efficient base excision repair. Mol.Cell. Biol., 2011; 31: 4623-4632
  Google Scholar
• 78. Perluigi M., Di Domenico F., Blarzino C., Foppoli C., Cini C., GiorgiA., Grillo C., De Marco F., Butterfield D.A., Schininà M.E., Coccia R.:Effects of UVB-induced oxidative stress on protein expression andspecific protein oxidation in normal human epithelial keratinocytes:a proteomic approach. Proteome Sci., 2010; 18: 13
  Google Scholar
• 79. Petermann E., Ziegler M., Oei S.L.: ATP-dependent selection betweensingle nucleotide and long patch base excision repair. DNARepair, 2003; 2: 1101-1114
  Google Scholar
• 80. Prasad R., Dianov G.L., Bohr V.A., Wilson S.H.: FEN1 stimulationof DNA polymerase β mediates an excision step in mammalianlong patch base excision repair. J. Biol. Chem., 2000; 275: 4460-4466
  Google Scholar
• 81. Reitz C., Mayeux R.: Alzheimer disease: epidemiology, diagnosticcriteria, risk factors and biomarkers. Biochem. Pharmacol.,2014; 88: 640-651
  Google Scholar
• 82. Risom L., Dybdahl M., Møller P., Wallin H., Haug T., Vogel U.: Repeatedinhalations of diesel exhaust particles and oxidatively damagedDNA in young oxoguanine DNA glycosylase (OGG1) deficientmice. Free Radic. Res., 2007; 41: 172-181
  Google Scholar
• 83. Robertson A.B., Klungland A., Rognes T., Leiros I.: DNA repair inmammalian cells: Base excision repair: the long and short of it. Cell.Mol. Life Sci., 2009; 66: 981-993
  Google Scholar
• 84. Robson C.N., Hickson I.D.: Isolation of cDNA clones encodinga human apurinic/apyrimidinic endonuclease that corrects DNArepair and mutagenesis defects in E. coli xth (exonuclease III) mutants.Nucleic Acids Res., 1991; 19: 5519-5523
  Google Scholar
• 85. Romano A.D., Serviddio G., de Matthaeis A., Bellanti F., VendemialeG.: Oxidative stress and aging. J. Nephrol., 2010; 15: S29-S36
  Google Scholar
• 86. Sarkaria J.N., Kitange G.J., James C.D., Plummer R., Calvert H.,Weller M., Wick W.: Mechanisms of chemoresistance to alkylatingagents in malignant glioma. Clin. Cancer Res., 2008; 14: 2900-2908
  Google Scholar
• 87. Scharer O.D.: Chemistry and biology of DNA repair. Angew.Chem. Int. Ed. Engl., 2003; 42: 2946-2974
  Google Scholar
• 88. Shao C., Roberts K.N., Markesbery W.R., Scheff S.W., Lovell M.A.:Oxidative stress in head trauma in aging. Free Radic. Biol. Med.,2006; 41: 77-85
  Google Scholar
• 89. Shao C., Xiong S., Li G.M., Gu L., Mao G., Markesbery W.R., LovellM.A.: Altered 8-oxoguanine glycosylase in mild cognitive impairmentand late-stage Alzheimer’s disease brain. Free Radic. Biol.Med., 2008; 45: 813-819
  Google Scholar
• 90. Sheng Z., Oka S., Tsuchimoto D., Abolhassani N., Nomaru H,Sakumi K., Yamada H., Nakabeppu Y.: 8-Oxoguanine causes neurodegenerationduring MUTYH-mediated DNA base excision repair. J.Clin. Invest., 2012; 122: 4344-4361
  Google Scholar
• 91. Sjolund A.B., Senejani A.G., Sweasy J.B.: MBD4 and TDG: multifacetedDNA glycosylases with ever expanding biological roles. Mutat.Res., 2013; 743-744: 12-25
  Google Scholar
• 92. Smith M.A., Perry G., Richey P.L., Sayre L.M., Andreson V.E., Beal M.F.,Kowall N:. Oxidative damage in Alzheimer’s. Nature, 1996; 382: 120-121
  Google Scholar
• 93. Srivastava D.K., Berg B.J., Prasad R., Molina J.T., Beard W.A.,Tomkinson A.E., Wilson S.H.: Mammalian abasic site base excisionrepair. Identification of the reaction sequence and rate-determiningsteps. J. Biol. Chem., 1998; 273: 21203-21209
  Google Scholar
• 94. Tan Z., Sun. N, Schreiber S. S.: Immunohistochemical localizationof redox factor-1 (Ref-1) in Alzheimer’s hippocampus. Neuroreport,1998; 9: 2749-2752
  Google Scholar
• 95. Valavanidis A., Vlachogianni T., Fiotakis C.: 8-hydroxy-2’ -deoxyguanosine(8-OHdG): A critical biomarker of oxidative stress andcarcinogenesis. J. Environ. Sci. Health C. Environ. Carcinog. Ecotoxicol.Rev. 2009; 27: 120-139
  Google Scholar
• 96. Valko M., Leibfritz D., Moncol J., Cronin M.T., Mazur M., TelserJ.: Free radicals and antioxidants in normal physiological functionsand human disease. Int. J. Biochem. Cell Biol., 2007; 39: 44-84
  Google Scholar
• 97. Vilenchik M.M., Knudson A.G.Jr.: Inverse radiation dose-rateeffects on somatic and germ-line mutations and DNA damage rates.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000; 97: 5381-5386
  Google Scholar
• 98. Wallace S.S.: DNA glycosylases search for and remove oxidizedDNA bases. Environ. Mol. Mutagen., 2013; 54: 691-704
  Google Scholar
• 99. Weiss J. M., Goode E.L., Ladiges W.C., Ulrich C.M.: Polymorphicvariation in hOGG1 and risk of cancer: a review of the functional andepidemiologic literature. Mol. Carcinog., 2005; 42: 127-141
  Google Scholar
• 100. Weissman L., de Souza-Pinto N.C., Mattson M.P., Bohr V.A.:DNA base excision repair activities in mouse models of Alzheimer’sdisease. Neurobiol. Aging, 2009; 30: 2080-2081
  Google Scholar
• 101. Weissman L., Jo D.G., Sørensen M. M., de Souza-Pinto N.C.,Markesbery W.R., Mattson M.P.: Defective DNA base excision repairin brain from individuals with Alzheimer’s disease and amnesticmild cognitive impairment. Nucleic Acids Res., 2007; 35: 5545-5555
  Google Scholar
• 102. Wilson D.M.3rd., Bohr V.A.: The mechanics of base excisionrepair, and its relationship to aging and disease. DNA Repair, 2007;6: 544-559
  Google Scholar
• 103. Yang J.L., Weissman L., Bohr V.A., Mattson, M.P.: MitochondrialDNA damage and repair in neurodegenerative disorders. DNARepair, 2008; 7: 1110-1120
  Google Scholar
• 104. Zhang Y., Wang Y., Wu J., Li L.J.: XRCC1 Arg194Trp polymorphismis associated with oral cancer risk: evidence from a meta–analysis. Tumour Biol., 2013; 34: 2321-2327
  Google Scholar
• 105. Zhao Y., Zhao B.: Oxidative stress and the pathogenesis of Alzheimer’sdisease. Oxid. Med. Cell. Longev., 2013; 2013: 316523
  Google Scholar

Pełna treść artykułu