Abstrakt

Hepcydyna to 25-aminokwasowy peptyd syntetyzowany głównie w hepatocytach, który odgrywa zasadniczą rolę w regulacji ogólnoustrojowej gospodarki żelazem. W odpowiedzi na stan zapalny, hepcydyna działa przez degradację ferroportyny na enterocytach i makrofagach, zatrzymując żelazo w komórkach układu siateczkowo-śródbłonkowego i nabłonku jelitowym, co prowadzi do niedoboru żelaza funkcjonalnego. W stanach niedoboru żelaza lub nasilenia erytropoezy, ekspresja hepcydyny jest zmniejszona. Nasila się wchłanianie żelaza z przewodu pokarmowego i uwalnianie go z makrofagów. Odkrycie właściwości biologicznych hepcydyny przyczyniło się do wyjaśnienia zależności między gospodarką żelazem ustroju, odpowiedzią immunologiczną a niedokrwistością chorób przewlekłych Niedokrwistość jest najczęstszym pozajelitowym objawem nieswoistych zapaleń jelit. Anemia znacznie obniża jakość życia pacjentów i może doprowadzać do wielu powikłań, a nawet zagrożenia życia. Najczęstszą przyczyną niedokrwistości w przebiegu nieswoistych zapaleń jelit jest niedobór żelaza oraz niedokrwistość chorób przewlekłych, które nierzadko współistnieją ze sobą. Głównym zagadnieniem klinicznym jest określenie podłoża niedokrwistości i podjęcie odpowiednich działań terapeutycznych. Powszechnie stosowane wskaźniki, takie jak stężenie żelaza, ferrytyny lub transferryny, nie określają jednoznacznie przyczyny anemii. Podkreśla się potencjał diagnostyczny hepcydyny w różnicowaniu niedokrwistości z niedoboru żelaza i niedokrwistości chorób przewlekłych. Trwają ponadto prace nad zastosowaniem terapii zmniejszającej ekspresję hepcydyny w leczeniu niedokrwistości chorób przewlekłych w przebiegu nieswoistych zapaleń jelit. W pracy przedstawiono w usystematyzowany sposób budowę, mechanizmy działania i regulacji hepcydyny oraz jej znaczenie w patofizjologii niedokrwistości w nieswoistych zapaleniach jelit.

Wprowadzenie

W 2000 r. z ultrafiltratu krwi ludzkiej wyizolowano nieznany dotąd peptyd o właściwościach bakteriobójczych i przeciwgrzybiczych, którego nazwa (liver-expressed antimicrobial peptide, LEAP-1) miała odzwierciedlać główne miejsce jego syntezy i właściwości bakteriobójcze [25]. Niecały rok po tym odkryciu Park i wsp. donieśli o izolacji z ludzkiego moczu peptydu wątrobowego o równie szerokich właściwościach bakteriobójczych i przeciwgrzybiczych. Peptyd ze względu na główne miejsce syntezy w hepatocytach i charakterystyczne właściwości w warunkach in vitro nazwano hepcydyną [43]. Wkrótce okazało się, że oba odkrycia dotyczą tego samego peptydu, ale to krótsza nazwa upowszechniła się w nomenklaturze naukowej, a hepcydyna pełni główną rolę w regulacji metabolizmu żelaza.

Synteza i struktura hepcydyny

U ludzi hepcydyna jest kodowana przez gen HAMP o długości 2,5 kb, który leży na ramieniu długim chromosomu 19 [17,43]. Ekspresja mRNA hepcydyny odbywa się przede wszystkim w hepatocytach. W mniejszym stopniu można ją wyizolować z makrofagów, adipocytów, komórek nerki lub śledziony oraz wielu innych tkanek i komórek [25,43,46].

Gen HAMP koduje 84-aminokwasowy prepropeptyd, z którego po odłączeniu sekwencji sygnałowej powstaje 60-aminokwasowa prohepcydyna. W wyniku kolejnych przemian powstaje biologicznie czynna hepcydyna zło- żona z 25 reszt aminokwasowych, która jest dominującą postacią w ustroju [34]. Z moczu ludzkiego wyizolowano również krótsze peptydy złożone z 20 i 22 reszt aminokwasowych, które są prawdopodobnie produktami degradacji prohepcydyny lub 25-hepcydyny i nie pełnią fizjologicznej funkcji [24,33,43].

Bioaktywna cząsteczka hepcydyny ma strukturę szpilki do włosów, w której wyróżnia się zagiętą pętlę peptydu połączoną mostkami disiarczkowymi i dwuramienną podstawę [5,34]. Ważne znaczenie dla aktywności hepcydyny ma koniec aminowy łańcucha polipeptydowego. Badanie Nemeth i wsp. wykazało, że usunięcie pięciu reszt aminokwasowych od końca aminowego (hepcydyna-20), powoduje całkowitą utratę aktywności biologicznej [35]. Dotychczas podkreślano także wpływ wiązań disiarczkowych na aktywność hepcydyny [53]. Jednak we wspomnianym badaniu wykazano, że dopiero usunięcie aż trzech mostków disiarczkowych wiązało się z istotnym obniżeniem jej aktywności [35].

Hepcydyna krąży w osoczu krwi w postaci niezmienionej lub w połączeniu z α-2-makroglobuliną [44]. Peptyd ten ulega prawie całkowitej filtracji w nerkach [34]. Jednak stężenie hepcydyny w moczu nie odzwierciedla w jednoznaczny sposób jej stężenia w surowicy. Prawie 95% hepcydyny z osocza jest filtrowane przez kłębuszki nerkowe, a następnie ulega wchłanianiu zwrotnemu i rozpadowi w kanalikach bliższych nerek. Jedynie 5% z osoczowej puli zostaje wydalona przez nerki w postaci niezmienionej. Hepcydyna może być również usuwana za pośrednictwem endocytozy receptorowej w tkankach docelowych, które wykazują ekspresję ferroportyny − receptora hepcydyny [34].

Rola hepcydyny w regulacji gospodarki żelazem

Liczne badania doświadczalne podkreślają rolę hepcydyny jako regulatora metabolizmu żelaza. Nicolas i wsp. u myszy pozbawionych genu Usf2-/- (upstream stimulatory factor-2) nieoczekiwanie zaobserwowali znaczny wzrost stężenia żelaza i wysycenia transferyny w osoczu oraz przeładowanie żelazem różnych tkanek, co przypominało fenotyp pacjentów z zaawansowaną hemochromatozą lub myszy z nieczynnym genem hefastyny (HFE) [38]. Poszukując przyczyn tego zjawiska, naukowcy wykazali, że u myszy Usf2-/- doszło do niezamierzonejinaktywacji genu hepcydyny, leżącego w pobliżu genu USF2 [38]. Natomiast myszy Usf2-/- z prawidłową ekspresją genu hepcydyny nie wykazywały zaburzeń gospodarki żelazem. Stwierdzono zatem, że za przeładowanie żelazem odpowiadało zahamowanie ekspresji hepcydyny, a nie knockout genu USF2 [39]. U transgenicznych myszy z nadekspresją genu hepcydyny ponadto wykazano cechy charakterystyczne dla ciężkiej niedokrwistości sideropenicznej, co jednoznacznie potwierdziło zasadnicze znaczenie hepcydyny w regulacji gospodarki ustrojowej żelazem [39].

Hepcydynę uznano za główną cząsteczkę sygnałową regulującą metabolizm żelaza. Zaproponowany dwukierunkowy model regulacji obrotu żelaza w ustroju zakładał, że hepcydyna ogranicza wchłanianie żelaza w dwunastnicy i hamuje jego wypływ z makrofagów. Wskutek tego defekt ekspresji hepcydyny u myszy Usf2-/- był odpowiedzialny za zwiększoną jelitową absorpcję żelaza i jego zwiększone uwalnianie z makrofagów, dając obraz znacznego przeładowanie ustroju żelazem [30,38].

W innym badaniu na modelu mysim wykazano, że pojedyncza dootrzewnowa iniekcja syntetycznej hepcydyny wywoływała bardzo duży, zależny od dawki, spadek stężenia żelaza we krwi w ciągu zaledwie jednej godziny od jej podaży. Skutek pojedynczej dawki utrzymywał się nawet do 72 godzin, co odpowiada okresowi odtworzenia ferroportyny − błonowego receptora dla hepcydyny [50].

Mechanizm działania hepcydyny

Hepcydyna oddziałuje na komórki przez wiązanie z ferroportyną (FPN1) znaną także pod nazwą IREG1 (iron regulated-transporter-1) lub MTP1 (metal transporter protein-1) [36,60]. Ferroportyna jest jedynym białkiem kręgowców, które odpowiada za eksport żelaza z komórek. Jest obecna przede wszystkim w komórkach ściśle związanych z metabolizmem żelaza. Występuje na absorpcyjnej powierzchni enterocytów, w makrofagach, hepatocytach, komórkach łożyska i komórkach prekursorowych erytropoezy [14,60].

Hepcydyna łącząc się na powierzchni komórek z ferroportyną, wyzwala jej fosforylację i internalizację (usunięcie z błony komórkowej). Po usunięciu ferroportyny z błony komórkowej do pęcherzyków endosomalnych, dochodzi do jej degradacji [13,36]. Inaktywacja ferroportyny na boczno-podstawnej powierzchni enterocytów doprowadza do zatrzymywania żelaza w komórkach nabłonka i jego usunięcia wraz ze złuszczającym się nabłonkiem jelitowym. Inaktywacja ferroportyny ponadto hamuje recyrkulację żelaza z komórek układu siateczkowo-śródbłonkowego [2,19]. Zmniejsza się podaż żelaza do krążenia, dochodzi do niedoboru żelaza i niedokrwistości. Odwrotna sytuacja występuje w przypadku niedoboru hepcydyny. Wówczas synteza ferroportyny przeważa nad jej degradacją. Błony komórkowe obfitują w ferroportynę, a zatem zwiększa się transport żelaza przez powierzchnię boczno-podstawną enterocytów do krążenia oraz wypływ żelaza z komórek żernych do płynu zewnątrzkomórkowego [18].

Należy jednak pamiętać, że aktywność ferroportyny nie zależy jedynie od aktywności hepcydyny, ale również od zapotrzebowania na żelazo komórek, które wykazują jej ekspresję. Udowodniono, że mRNA ferroportyny w obszarze nieulegającym translacji na końcu 5’ RNA (5’UTR) zawiera sekwencję odpowiadającą na żelazo − IRE (iron responsive element), która jest zależna od białek regulujących metabolizm żelaza − IRP1 i IRP2 (iron regulatory protein) [1,31]. Przyłączanie białek IRP do sekwencji IRE jest możliwe przy niskim stężeniu żelaza wewnątrzkomórkowego i doprowadza do zahamowania translacji ferroportyny, a tym samym ogranicza wypływ żelaza z komórek [18,60].

Również mRNA przezbłonowego transportera metali dwuwartościowych − DMT1 (divalent metal transporter 1) odpowiedzialnego za jelitowy wychwyt żelaza pokarmowego, zawiera sekwencję IRE położoną w obszarze 3’UTR. Jednak w tym przypadku przyłączenie białek IRP w sytuacji niedoboru wewnątrzkomórkowego żelaza stabilizuje mRNA i nasila transport żelaza do komórek za pośrednictwem DMT1 [16,18].

Na podkreślenie zasługuje również to, że oprócz oddziaływania z ferroportyną prawdopodobnie istnieje dodatkowy mechanizm działania hepcydyny, w wyniku którego dochodzi do bezpośredniego zahamowania proliferacji i przeżycia erytroidalnych komórek progenitorowych [12].

Mechanizmy regulacji hepcydyny

Na ekspresję hepcydyny wpływają przede wszystkim wątrobowe zapasy żelaza, aktywność erytropoetyczna szpiku kostnego, stan zapalny i hipoksja oraz stężenie holotransferryny [18].

Głównym dodatnim czynnikiem regulacji ekspresji hepcydyny są białka morfogenetyczne kości BMPs (bone morphogenetic proteins), a zwłaszcza białko BMP6 [3,7]. BMP6 inicjuje wewnątrzkomórkową transdukcję sygnału, łącząc się z receptorowymi kinazami serynowo-treoninowymi i  doprowadza do fosforylacji wewnątrzkomórkowych białek SMAD. Białka SMAD po przemieszczeniu do jądra komórkowego są czynnikiem stymulującym transkrypcję genu hepcydyny [3]. Na modelu mysim wykazano, że knockout genu wątrobowo-specyficznego białka SMAD4 zmniejsza ekspresję hepcydyny i powoduje nadmierne gromadzenia żelaza w wielu tkankach i narządach [58].

W hepatocytach szlak białek morfogenetycznych kości zależy od metabolizmu żelaza przez interakcje z hemojuveliną (HJV) [7]. HJV może występować w dwóch postaciach, jako białko błonowe (m-HJV) i w surowicy w postaci rozpuszczalnej (s-HJV). Największą ekspresję HJV wykazuje wątroba, mięśnie szkieletowe i serce [52]. Błonowa hemojuvelina wzmacnia przekazywanie sygnału na szlaku BMPs, w wyniku czego wzrasta stężenie hepcydyny [6]. Rozpuszczalna postać HJV jest ujemnym czynnikiem regulującym szlak białek morfogenetycznych kości. Wykazuje konkurencyjne powinowactwo do receptorów błonowych BMPs, a blokując je hamuje wytwarzanie hepcydyny.

Do uwolnienia z błon komórkowych sHJV jest niezbędna proteolityczna reakcja katalizowana przez furynę [52]. W warunkach standardowych hemojuvelina jest heterodimerem, który w odpowiedzi na wzrost wysycenia transferryny łączy się z błoną komórkową i wzmacnia przekazywanie sygnału przez BMPs. Niedotlenienie i niedobór żelaza aktywują furynę, uwalniającą sHJV. Dochodzi do zakłócenia szlaku BMPs i zahamowania aktywacji hepcydyny [52]. Najnowsze badania wciąż ujawniają wpływ innych cząsteczek, takich jak neogenina lub matriptaza (proteaza serynowa znana także pod nazwą TMPRSS6) na ekspresję HJV [27,28]. Jednak poznanie dokładnych mechanizmów regulatorowych HJV wymaga dalszych badań.

Regulacja syntezy hepcydyny zachodzi również za po- średnictwem hefastyny (HFE) i receptorów transferryny (TfR). Receptor TfR1 jest obecny na większości komórek i odpowiada za transport żelaza do komórek. Receptor TfR2 wykazuje ekspresję głównie w hepatocytach i jest określany jako wskaźnik zasobów żelaza w ustroju [34]. Białko HFE konkuruje kompetycyjnie z transferryną wysyconą żelazem o miejsce wiązania na receptorze TfR1. W sytuacji gdy zwiększa się stężenie żelaza, wysycona transferryna łączy się z receptorem TfR1, doprowadzając do dysocjacji kompleksu HFE-TfR1. Odłączone białko HFE przyłącza się do receptora TfR2 i oddziałując na szlak sygnalizacyjny białek morfogenetycznych kości, stymuluje syntezę hepcydyny [40,54].

Synteza hepcydyny jest hamowana przez wzmożoną aktywność erytropoetyczną szpiku [18]. Zjawisko to zaobserwowano zarówno u pacjentów z beta-talasemią, jak i na modelu mysim choroby. Negatywna regulacja biosyntezy hepcydyny odbywa się za pośrednictwem białek TWSG1 (twisted gastrulation protein) i GDF15 (growth differentiation factor 15) wytwarzanych przez prekursorowe komórki szeregu czerwonokrwinkowego. TWSG1 jest wydzielany przez erytroblasty na wczesnych etapach erytropoezy, a GDF15 jest uwalniany z bardziej dojrzałych, syntetyzujących hemoglobinę erytroblastów. Białka ingerując w szlak BMPs, wykazują działanie supresyjne na syntezę hepcydyny [54,55].

Peyssonnaux i wsp. zaproponowali model regulacji metabolizmu żelaza za pośrednictwem czynnika zależnego od hipoksji HIF1. Niedobór żelaza i niedokrwistość z niedoboru żelaza doprowadzają do słabego utlenowania tkanek. W stanie hipoksji dochodzi do zahamowania, zależnej od czynnika von Hippla-Lindaua (VHL), degradacji czynnika indukowanego hipoksją (HIF1). HIF1 przemieszcza się do jądra komórkowego, gdzie odgrywa rolę negatywnego regulatora transkrypcji hepcydyny. Jak najbardziej zasadne wydaje się wykorzystanie inhibitorów czynnika VHL w terapii niedokrwistości. Chociaż okazuje się, że eliminacja białka HIF1 jest niewystarczająca, aby w pełni skompensować niedobór hepcydyny indukowany niedoborem żelaza [45]. Zatem model zaproponowany przez Peyssonnaux i wsp. wymaga dalszych badań.

Rola hepcydyny w niedokrwistości w nieswoistych zapaleniach jelit

Niedokrwistość nie jest odosobnioną nieprawidłowością w wynikach badań laboratoryjnych. Jest to złożone zaburzenie, które znacząco obniża jakość życia pacjentów i może doprowadzać do wielu powikłań, a nawet może być zagrożeniem życia [56].

Niedokrwistość jest najczęstszym pozajelitowym objawem nieswoistych zapaleń jelit. W zależności od metody badań dotyczy 6–74% (średnio 30%) pacjentów z nieswoistymi zapaleniami jelit [22,48]. Wśród dzieci z nowo rozpoznanym wrzodziejącym zapaleniem jelita grubego niedokrwistość stwierdzono u zdecydowanej większości pacjentów (72,2%). Interesujące jest to, że w grupie dzieci z niedokrwistością czas od wystąpienia pierwszych objawów do postawienia rozpoznania NZJ był dwukrotnie dłuższy, niż w przypadku dzieci bez niedokrwistości [26]. U dzieci z nowo rozpoznaną chorobą Crohna niedokrwistość występowała u 63,9% pacjentów, a deficyt żelaza u 83,3% [47].

Niedokrwistość w przebiegu nieswoistych zapaleń jelit ma wieloczynnikowe podłoże. Najczęstszą przyczyną jest niedobór żelaza wynikający z przewlekłego, jawnego bądź utajonego krwawienia z przewodu pokarmowego oraz z zaburzeń wchłaniania lub stosowania diety niedoborowej. Niedobór żelaza hamuje ekspresję hepcydyny w wyniku kilku mechanizmów. W odpowiedzi na niewielkie wysycenie transferryny żelazem, białko HFE przyłącza się do receptora TfR1 i osłabiając sygnalizację przez szlak SMAD, zmniejsza ekspresję hepcydyny. W niedoborach żelaza zwiększoną aktywność wykazuje proteaza TMPRSS6, która również hamuje szlak białek SMAD. W stanach sideropenii ponadto obserwuje się obniżone stężenie białek BMPs – głównego promotora ekspresji hepcydyny [15]. Zahamowanie ekspresji hepcydyny umożliwia nasilenie wchłaniania żelaza z przewodu pokarmowego i uwalniania go z komórek układu siateczkowo-śródbłonkowego.

Poważnym problemem w przebiegu nieswoistych zapaleń jelit jest również niedokrwistość chorób przewlekłych stymulowana długotrwałym procesem zapalnym [56]. Należy podkreślić, że w przebiegu nieswoistych zapaleń jelit niedobór żelaza często współistnieje z niedokrwistością chorób przewlekłych.

Na rycinie 1 przedstawiono schemat patomechanizmu niedokrwistości chorób przewlekłych. Mediatory reakcji zapalnej, a przede wszystkim IL-6, stymulują syntezę hepcydyny w wątrobie przez aktywację czynnika transkrypcyjnego STAT-3 [16,23,29,37]. Hepcydyna przyłącza się do ferroportyny – odpowiedzialnej za eksport żelaza z komórek – i powoduje jej internalizację oraz degradację. Degradacja ferroportyny na komórkach nabłonka jelitowego prowadzi do zatrzymania żelaza w enterocytach i usunięcia go wraz ze złuszczającym się nabłonkiem. Inaktywacja ferroportyny na makrofagach hamuje natomiast uwalnianie z nich żelaza odzyskanego ze sfagocytowanych erytrocytów. Dochodzi do niedoboru funkcjonalnej puli żelaza [16,59]. Hepcydyna może również w bezpośredni sposób hamować proliferację komórek szeregu erytroidalnego i skracać ich przeżycie [12]. Zahamowanie erytropoezy w przewlekłych stanach zapalnych jest wywołane także przez zmniejszenie wytwarzania erytropoetyny w wyniku oddziaływania IL-1β oraz TNF-α. Za bezpośrednie zahamowanie erytropoezy w szpiku kostnym odpowiadają przede wszystkim IFN-γ, IL-1β oraz TNF-α. Nadmiernie pobudzona fagocytoza skraca czas przeżycia erytrocytów [49,59].

W diagnostyce różnicowej niedokrwistości w przebiegu nieswoistych zapaleń jelit, a zwłaszcza w chorobie Crohna, należy również uwzględnić niedobór kwasu foliowego i witaminy B12. Do rzadszych przyczyn anemii zalicza się hemoglobinopatie, hemolizę, zespół mielodysplastyczny. W niektórych przypadkach anemia może być spowodowana działaniem niepożądanym leków stosowanych w terapii nieswoistych zapaleń jelit, w tym sulfasalazyny, metotreksatu lub tiopuryn [21,22,48,59]. Ze względu na zróżnicowaną etiologię niedokrwistości w przebiegu nieswoistych zapaleń jelit, najważniejszym zagadnieniem klinicznym jest określenie jej pod- łoża i podjęcie odpowiednich działań terapeutycznych. W niedokrwistości z niedoboru żelaza właściwym postępowaniem jest suplementacja tego pierwiastka, a w anemii chorób przewlekłych intensyfikacja leczenia choroby podstawowej [59]. Jeśli zastosowanie optymalnej terapii nie powiodło się, wówczas u pacjentów z niskim stężeniem endogennej erytropoetyny, zaleca się włączenie do leczenia rekombinowanej erytropoetyny [48].

Typowe dla niedokrwistości sideropenicznej są hipochromiczne, mikrocytarne erytrocyty przy obniżonym stężeniu hemoglobiny i hematokrytu. Stwierdza się również obniżone stężenia żelaza, ferrytyny i wysycenia transferryny oraz zwiększone stężenie transferryny [41,48]. Trudności diagnostyczne pojawiają się jednak w przebiegu przewlekłego procesu zapalnego. Ferrytyna jako białko ostrej fazy w stanach przewlekłego procesu zapalnego jest na ogół podwyższona i nie odzwierciedla ustrojowych zasobów żelaza. W stanach nakładania niedoboru żelaza i stanu zapalnego wartości ferrytyny mogą również oscylować w granicach normy. Transferryna również nie jest wiarygodnym wskaźnikiem gospodarki żelaza w przebiegu nieswoistych zapaleń jelit. Zaburzenia metabolizmu żelaza nie są jedynym czynnikiem wpływającym na stężenie transferryny. W stanach zapalnych, podczas infekcji, u osób niedożywionych, z chorobami wątroby lub nowotworami obserwuje się zmniejszone osoczowe stężenie transferryny. Wartość ta zwiększa się podczas ciąży i w czasie stosowania doustnych środków antykoncepcyjnych [41]. Ostatnio wiele uwagi poświęca się receptorom transferryny (sTfR), których ekspresja zwiększa się przy wzroście zapotrzebowania komórek na żelazo i nasileniu erytropoezy, niezależnie od współistniejącego procesu zapalnego. Jednak niewielka dostępność komercyjnego testu, brak wystandaryzowanej metody diagnostycznej i opracowanych norm, utrudnia wykorzystanie sTfR w codziennej praktyce klinicznej [41,56].

Prowadzone są liczne badania nad praktycznym zastosowaniem hepcydyny w diagnostyce i leczeniu niedokrwistości. Dane o wykorzystaniu hepcydyny do oceny gospodarki żelazem i różnicowania głównych typów niedokrwistości u pacjentów z nieswoistymi zapaleniami jelit nie są jednak jednoznaczne. Basseri i wsp. wykazali że niedokrwistość chorób przewlekłych w grupie pacjentów z chorobą Crohna charakteryzuje duże stężenie hepcydyny. Wykazano dodatnią zależność między stężeniem hepcydyny i IL-6 oraz ferrytyną a ujemną między hepcydyną a hemoglobiną [9]. Wyniki są zgodne z wynikami badań przedstawionymi w pracy Oustamanolakis i wsp. Autorzy ci stwierdzili istotnie wyższe osoczowe stężenia hepcydyny (metoda immunoenzymatyczna ELISA) u pacjentów z nieswoistymi zapaleniami jelit w porównaniu ze zdrowymi ochotnikami. Wykazano dodatnią zależność między stężeniem hepcydyny a stężeniem ferrytyny, CRP oraz aktywnością choroby a ujemną między stężeniem hepcydyny i hemoglobiną [42]. Udowodniono ponadto, że stężenie hepcydyny jest istotnie wyższe u  pacjentów z  nieswoistymi zapaleniami jelit i niedokrwistością chorób przewlekłych w porównaniu z pacjentami z niedokrwistością z niedoboru żelaza [10].

Arnold i wsp. przedstawili zaskakująco odmienne wyniki, wykazali istotnie niższe osoczowe stężenie hepcydyny u pacjentów z nieswoistymi zapaleniami jelit w porównaniu z grupą kontrolną. Hepcydynę mierzono z zastosowaniem kompetycyjnej metody radioimmunologicznej (RIA). Stężenie hepcydyny pozytywnie korelowało ze stężeniem ferrytyny i IL-6 [4]. Prawdopodobnie odmienność wyników jest związana z wykorzystaniem różnych technik oznaczania [20,32]. Różnorodność metod pomiaru stężenia hepcydyny i brak referencyjnych norm laboratoryjnych nie sprzyja wykorzystaniu oznaczenia tego wskaźnika w warunkach klinicznych. Ponadto określenie przydatności oznaczania hepcydyny w celach diagnostycznych i różnicujących niedokrwistość z niedoboru żelaza i anemię chorób przewlekłych w przebiegu nieswoistych zapaleń jelit wymaga dalszych, szczegółowych badań w populacji pacjentów dorosłych i dzieci.

Podkreśla się także znaczenie hepcydyny jako wskaźnika odpowiedzi na doustną suplementację żelazem. W badaniu Bregmana i wsp. doustna podaż żelaza była nieskuteczna u pacjentów z niedokrwistością sideropeniczną z wysokimi wartościami hepcydyny. Jednocześnie aż 2/3 pacjentów z dużym stężeniem hepcydyny zareagowała na dożylną suplementację żelaza [11].

Ze względu na ważny udział hepcydyny zarówno w regulacji metabolizmu żelaza, jak i procesu zapalnego zahamowanie jej ekspresji może być pomocne w leczeniu niedokrwistości w przebiegu nieswoistych zapaleń jelit, a także w redukcji procesu zapalnego. Obiecujące są wyniki stosowania przeciwciał przeciw hepcydynie oraz białku BMP-6 w leczeniu anemii chorób przewlekłych na modelach mysich nieswoistych zapaleń jelit [51,57]. Wang i wsp. oceniali wpływ rekombinowanej hemojuveliny, białka LDN-193189, hamującego łączenia BMP z receptorem i przeciwciała anty-BMP, na metabolizm żelaza na mysim modelu wrzodziejącego zapalenia jelita grubego. Wykazano, że inhibicja szlaku regulatorowego zależnego od białek BMP na różnych poziomach doprowadziła do zahamowania ekspresji hepcydyny i zwiększenia stężenia żelaza w surowicy myszy, a także do zmniejszenia ekspresji cytokin prozapalnych [57]. Wyniki badań in vitro oraz in vivo wskazują na supresyjne działanie witaminy D na ekspresję hepcydyny i jej potencjał terapeutyczny u pacjentów z niedokrwistością chorób przewlekłych [8].

Podsumowanie

Hepcydyna odgrywa główną rolę w metabolizmie żelaza. Jest określana mianem „ferrostatu”, który precyzyjnie reguluje dostępność żelaza w zależności od potrzeb organizmu [41]. Dane na temat wykorzystania oznaczenia hepcydyny w diagnostyce różnicowej niedokrwistości w przebiegu nieswoistego zapalenia jelit są optymistyczne. Konieczne są jednak dalsze badania w celu ujednolicenia metody pomiaru hepcydyny oraz określenia zakresu wartości referencyjnych u pacjentów z chorobą Crohna i wrzodziejącym zapaleniem jelita grubego w zależności od aktywności i zaawansowania choroby. Zastosowanie terapii hamującej ekspresję hepcydyny jest interesującą perspektywą w leczeniu niedokrwistości chorób przewlekłych w przebiegu nieswoistych zapaleń jelit.

Przypisy

• 1. Abboud S., Haile D.J.: A novel mammalian iron-regulated proteininvolved in intracellular iron metabolism. J. Biol. Chem., 2000;275: 19906-19912
  Google Scholar
• 2. Andrews N.C.: Forging a field: the golden age of iron biology.Blood, 2008; 112: 219-230
  Google Scholar
• 3. Andriopoulous B.Jr., Corradini E., Xia Y., Faasse S.A., Chen S., GrgurevicL., Knutson M.D., Pietrangelo A., Vukicevic S., Lin H.Y., BabittJ.L.: BMP6 is a key endogenous regulator of hepcidin expression andiron metabolism. Nat. Genet., 2009; 41: 482-487
  Google Scholar
• 4. Arnold J., Sangwaiya A., Bhatkal B., Geoghegan F., Busbridge M.:Hepcidin and inflammatory bowel disease: dual role in host defenceand iron homeostasis. Eur. J. Gastroenterol. Hepatol., 2009;21: 425-429
  Google Scholar
• 5. Atanasiu V., Manolescu B., Stoian I.: Hepcidin – central regulatorof iron metabolism. Eur. J. Haematol., 2007; 78: 1-10
  Google Scholar
• 6. Babitt J.L., Huang F.W., Wrighting D.M., Xia Y., Sidis Y., SamadT.A., Campagna J.A., Chung R.T., Schneyer A.L., Woolf C.J., AndrewsN.C., Lin H.Y.: Bone morphogenetic protein signaling by hemojuvelinregulates hepcidin expression. Nat. Genet., 2006; 38: 531-539
  Google Scholar
• 7. Babitt J.L., Huang F.W., Xia Y., Sidis Y., Andrews N.C., Lin H.Y.: Modulationof bone morphogenetic protein signaling in vivo regulatessystemic iron balance. J. Clin. Invest., 2007; 117: 1933-1939
  Google Scholar
• 8. Bacchetta J., Zaritsky J.J., Sea J.L., Chun R.F., Lisse T.S., Zavala K.,Nayak A., Wesseling-Perry K., Westerman M., Hollis B.W., Salusky I.B.,Hewison M.: Suppression of iron-regulatory hepcidin by vitamin D.J. Am. Soc. Nephrol., 2014; 25: 564-572
  Google Scholar
• 9. Basseri R.J., Nemeth E., Vassilaki M.E., Basseri B., Enayati P., ShayeO., Bourikas L.A., Ganz T., Papadakis K.A.: Hepcidin is a key mediatorof anemia of inflammation in Crohn’s disease. J. Crohns Colitis,2013; 7: e286-e291
  Google Scholar
• 10. Bergamaschi G., Di Sabatino A., Albertini R., Costanzo F., GuerciM., Masotti M., Pasini A., Massari A., Campostrini N., CorbellaM.,Girelli D., Corazza G.R.: Serum hepcidin in inflammatory boweldiseases: biological and clinical significance. Inflamm. Bowel Dis.,2013; 19: 2166-2172
  Google Scholar
• 11. Bregman D.B., Morris D., Koch T.A., He A.,Goodnough L.T.: Hepcidinlevels predict nonresponsiveness to oral iron therapy in patientswith iron deficiency. Am. J. Hematol., 2013; 88: 97-101
  Google Scholar
• 12. Dallalio G., Law E., Means R.T. Jr.: Hepcidin inhibits in vitro erythroidcolony formation at reduced erytropoietin concentration.Blood, 2006; 107: 2702-2704
  Google Scholar
• 13. De Domenico I., Ward D.M., Langelier C., Vaughn M.B., NemethE., Sundquist W.I., Ganz T., Musci G., Kaplan J.: The molecular mechanismof hepcidin-mediated ferroportin down-regulation. Mol.Biol. Cell, 2007; 18: 2569-2578
  Google Scholar
• 14. Donovan A., Brownlie A., Zhou Y., Shepard J., Pratt S.J., MoynihanJ., Paw B.H., Drejer A., Barut B., Zapata A., Law T.C., BrugnaraC., Lux S.E., Pinkus G.S., Pinkus J.L. i wsp.: Positional cloning of zebrafishferroportin1 identifies a conserved vertebrate iron exporter.Nature, 2000; 403: 776-781
  Google Scholar
• 15. Evstatiev R., Gasche C.: Iron sensing and signaling. Gut, 2012;61: 933-952
  Google Scholar
• 16. Galy B., Ferring-Appel D., Kaden S., Gröne H.J., Hentze M.W.:Iron regulatory proteins are essential for intestinal function andcontrol key iron absorption molecules in the duodenum. Cell Metab.,2008; 7: 79-85
  Google Scholar
• 17. Ganz T.: Hepcidin, a key regulator of iron metabolism and mediatorof anemia of inflammation. Blood, 2003; 102: 783-788
  Google Scholar
• 18. Ganz T.: Iron homeostasis: fitting the puzzle pieces together.Cell Metab., 2008; 7: 288-290
  Google Scholar
• 19. Ganz T., Nemeth E.: Iron imports. IV. Hepcidin and regulation ofbody iron metabolism. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol.,2006; 290: G199-G203
  Google Scholar
• 20. Ganz T., Olbina G., Girelli D., Nemeth E., Westerman M.: Immunoassayfor human serum hepcidin. Blood, 2008; 112: 4292-4297
  Google Scholar
• 21. Gasche C., Lomer M.C., Cavill I., Weiss G.: Iron, anaemia, and inflammatorybowel diseases. Gut, 2004; 53: 1190-1197
  Google Scholar
• 22. Gomollón F., Gisbert J.P.: Anemia and inflammatory bowel diseases.World J. Gastroenterol., 2009; 15: 4659-4665
  Google Scholar
• 23. Huang H., Constante M., Layoun A., Santos M.M.: Contributionof STAT3 and STAT4 pathways to the regulation of hepcidin by opposingstimuli. Blood, 2009; 113: 3593-3599
  Google Scholar
• 24. Kemna E., Tjalsma H., Laarakkers C., Nemeth E., Willems H.,Swinkels D.: Novel urine hepcidin assay by mass spectrometry. Blood,2005; 106: 3268-3270
  Google Scholar
• 25. Krause A., Neitz S., Mägert H.J., Schulz A., Forssmann W.G.,Schulz-Knappe P., Adermann K.: LEAP-1, a novel highly disulfide–bonded human peptide, exhibits antimicrobial activity. FEBS Lett.,2000; 480: 147-150
  Google Scholar
• 26. Krzesiek E., Flis A., Iwańczak B.: Ocena występowania niedokrwistościwe wrzodziejącym zapaleniu jelita grubego u dzieci. Pol. Merkur.Lekarski, 2012; 33: 138-142
  Google Scholar
• 27. Lee D.H., Zhou L.J., Zhou Z., Xie J.X., Jung J.U., Liu Y., Xi C.X., Mei L.,Xiong W.C.: Neogenin inhibits HJV secretion and regulates BMP-inducedhepcidin expression and iron homeostasis. Blood, 2010; 115: 3136-3145
  Google Scholar
• 28. Lee P.: Role of matriptase-2 (TMPRSS6) in iron metabolism. ActaHaematol., 2009; 122: 87-96
  Google Scholar
• 29. Lee P., Peng H., Gelbart T., Wang L., Beutler E.: Regulation of hepcidintranscription by interleukin-1 and interleukin-6. Proc. Natl. Acad.Sci. USA, 2005; 102: 1906-1910
  Google Scholar
• 30. Lipiński P., Starzyński R.R.: Regulacja ogólnoustrojowej homeostazyżelaza przez hepcydynę. Postępy Hig. Med. Dośw., 2004; 58: 65-73
  Google Scholar
• 31. Lymboussaki A., Pignatti E., Montosi G., Garuti C., Haile D.J., PietrangeloA.: The role of the iron responsive element in the control offerroportin1/IREG1/MTP1 gene expression. J. Hepatol., 2003; 39: 710-715
  Google Scholar
• 32. Macdougall I.C., Malyszko J., Hider R.C., Bansal S.S.: Current statusof the measurement of blood hepcidin levels in chronic kidney disease.Clin. J. Am. Soc. Nephrol., 2010; 5: 1681-1689
  Google Scholar
• 33. Malyszko J.: Hepcidin assays: ironing out some details. Clin. J. Am.Soc. Nephrol., 2009; 4: 1015-1016
  Google Scholar
• 34. Nemeth E., Ganz T.: The role of hepcidin in iron metabolism. ActaHaematol., 2009; 122: 78-86
  Google Scholar
• 35. Nemeth E., Preza G.C., Jung C.L., Kaplan J., Waring A.J., Ganz T.: TheN-terminus of hepcidin is essential for its interaction with ferroportin:structure-function study. Blood, 2006; 107: 328-333
  Google Scholar
• 36. Nemeth E., Tuttle M.S., Powelson J., Vaughn M.B., Donovan A., WardD.M., Ganz T., Kaplan J.: Hepcidin regulates cellular iron efflux by bindingto ferroportin and inducing its internalization. Science, 2004; 306:2090-2093
  Google Scholar
• 37. Nemeth E., Valore E.V., Territo M., Schiller G., Lichtenstein A., GanzT.: Hepcidin, a putative mediator of anemia of inflammation, is a typeII acute-phase protein. Blood, 2003; 101: 2461-2463
  Google Scholar
• 38. Nicolas G., Bennoun M., Devaux I., Beaumont C., Grandchamp B.,Kahn A., Vaulont S.: Lack of hepcidin gene expression and severe tissueiron overload in upstream stimulatory factor 2 (USF2) knockout mice.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98: 8780-8785
  Google Scholar
• 39. Nicolas G., Bennoun M., Porteu A., Mativet S., Beaumont C., GrandchampB., Sirito M., Sawadogo M., Kahn A., Vaulont S.: Severe iron deficiencyanemia in transgenic mice expressing liver hepcidin. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 2002; 99: 4596-4601
  Google Scholar
• 40. Niederkofler V., Salie R., Arber S.: Hemojuvelin is essential for dietaryiron sensing, and its mutation leads to severe iron overload. J. Clin.Invest., 2005; 115: 2180-2186
  Google Scholar
• 41. Oustamanolakis P., Koutroubakis I.E., Kouroumalis E.A.: Diagnosinganemia in inflammatory bowel disease: beyond the established markers.J. Crohns Colitis, 2011; 5: 381-391
  Google Scholar
• 42. Oustamanolakis P., Koutroubakis I.E., Messaritakis I., MalliarakiN., Sfiridaki A., Kouroumalis E.A.: Serum hepcidin and prohepcidinconcentrations in inflammatory bowel disease. Eur. J. Gastroenterol.Hepatol., 2011; 23: 262-268
  Google Scholar
• 43. Park C.H., Valore E.V., Waring A.J., Ganz T.: Hepcidin, a urinary antimicrobialpeptide synthesized in the liver. J. Biol. Chem., 2001; 276:7806-7810
  Google Scholar
• 44. Peslova G., Petrak J., Kuzelova K., Hrdy I., Halada P., Kuchel P.W.,Soe-Lin S., Ponka P., Sutak R., Becker E., Huang M.L., Rahmanto Y.S.,Richardson D.R., Vyoral D.: Hepcidin, the hormone of iron metabolism,is bound specifically to α-2-macroglobulin in blood. Blood,2009; 113: 6225-6236
  Google Scholar
• 45. Peyssonnaux C., Zinkernagel A.S., Schuepbach R.A., Rankin E., VaulontS., Haase V.H., Nizet V., Johnson R.S.: Regulation of iron homeostasisby the hypoxia-inducible transcription factors (HIFs). J. Clin. Invest.,2007; 117: 1926-1932
  Google Scholar
• 46. Pigeon C., Ilyin G., Courselaud B., Leroyer P., Turlin B., Brissot P.,Loréal O.: A new mouse liver-specific gene, encoding a protein homologousto human antimicrobial peptide hepcidin, is overexpressed duringiron overload. J. Biol. Chem., 2001; 276: 7811-7819
  Google Scholar
• 47. Pytrus T., Flis A., Iwańczak F., Iwańczak B.: Częstość występowanianiedokrwistości u dzieci z nowo rozpoznaną chorobą Leśniowskiego–Crohna. Pol. Merkur. Lekarski, 2013; 34: 263-268
  Google Scholar
• 48. Radwan P., Radwan-Kwiatek K., Skrzydło-Radomańska B., RydzewskaG.: Niedokrwistość w nieswoistych zapaleniach jelit – etiopatogeneza,rozpoznawanie i leczenie. Przegl. Gastroenterol., 2010; 5: 315-320
  Google Scholar
• 49. Reinisch W., Staun M., Bhandari S., Munoz M.: State of the iron: howto diagnose and efficiently treat iron deficiency anemia in inflammatorybowel disease. J. Crohns Colitis, 2013; 7: 429-440
  Google Scholar
• 50. Rivera S., Nemeth E., Gabayan V., Lopez M.A., Farshidi D., Ganz T.:Synthetic hepcidin causes rapid dose-dependent hypoferremia andis concentrated in ferroportin-containing organs. Blood, 2005; 106:2196-2199
  Google Scholar
• 51. Sasu B.J., Cooke K.S., Arvedson T.L., Plewa C., Ellison A.R., Sheng J.,Winters A., Juan T., Li H., Begley C.G., Molineux G.: Antihepcidin antibodytreatment modulates iron metabolism and its effective in a mousemodel of inflammation-induced anemia. Blood, 2010; 115: 3616-3624
  Google Scholar
• 52. Silvestri L., Pagani A., Camaschella C.: Furin-mediated release ofsoluble hemojuvelin: a new link between hypoxia and iron homeostasis.Blood, 2008; 111: 924-931
  Google Scholar
• 53. Sokołowska E., Klimek J.: Hepcydyna – hormon uczestniczący w regulacjimetabolizmu żelaza w organizmie. Postępy Biol. Kom., 2007;34: 15-30
  Google Scholar
• 54. Tanno T., Bhanu N.V., Oneal P.A., Goh S.H., Staker P., Lee Y.T., MoroneyJ.W., Reed C.H., Luban N.L., Wang R.H., Eling T.E., Childs R., GanzT., Leitman S.F., Fucharoen S., Miller J.L.: High levels of GDF15 in thalassemiasuppress expression of the iron regulatory protein hepcidin.Nat. Med., 2007; 13: 1096-1101
  Google Scholar
• 55. Tanno T., Porayette P., Sripichai O., Noh S.J., Byrnes C., BhupatirajuA., Lee Y.T., Goodnough J.B., Harandi O., Ganz T., Paulson R.F., Miller J.L.:Identification of TWSG1 as a second novel erythroid regulator of hepcidinexpression in murine and human cells. Blood, 2009; 114: 181-186
  Google Scholar
• 56. Van Assche G., Dignass A., Bokemeyer B., Danese S., Gionchetti P.,Moser G., Beaugerie L., Gomollón F., Häuser W., Herrlinger K., OldenburgB., Panes J., Portela F., Rogler G., Stein J. i wsp.: Second Europeanevidence-based consensus on the diagnosis and management of ulcerativecolitis Part 3: Special situations. J. Crohns Colitis, 2013; 7: 1-33
  Google Scholar
• 57. Wang L., Trebicka E., Fu Y., Ellenbogen S., Hong C.C., Babitt J.L., LinH.Y., Cherayil B.J.: The bone morphogenetic protein-hepcidin axis asa therapeutic target in inflammatory bowel disease. Inflamm. BowelDis., 2012; 18: 112-119
  Google Scholar
• 58. Wang R.H., Li C., Xu X., Zheng Y., Xiao C., Zerfas P., Cooperman S.,Eckhaus M., Rouault T., Mishra L., Deng C.X.: A role of SMAD4 in ironmetabolism through the positive regulation of hepcidin expression.Cell Metab., 2005; 2: 399-409
  Google Scholar
• 59. Zarychanski R., Houston D.S.: Anemia of chronic disease: a harmfuldisorder or an adaptive, beneficial response? CMAJ, 2008; 179: 333-337
  Google Scholar
• 60. Zhang D.L., Hughes R.M., Ollivierre-Wilson H., Ghosh M.C., RouaultT.A.: A ferroportin transcript that lacks an iron-responsive elementenables duodenal and erythroid precursor cells to evade translationalrepression. Cell Metab., 2009; 9: 461-473
  Google Scholar

Pełna treść artykułu