Abstrakt

Wielolekooporność definiowana jest jako brak wrażliwości na podawane leki, które nie wykazują strukturalnego podobieństwa, a ponadto mają zróżnicowane molekularne punkty uchwytu. Nowotwory dysponują licznymi mechanizmami oporności na leki, które obejmują różnorodne aspekty biologii komórki. Jednak niezmiennie główną rolę w rozwoju zjawiska odgrywają białka, pełniące w komórkach funkcje enzymatyczne lub strukturalne.Transportery błonowe, omówione na przykładzie głównych przedstawicieli rodziny ABC – P-gp, MRP1 oraz BCRP, a także budujące strukturę krypt komórkowych LRP, warunkują wielolekooporny fenotyp przez obniżanie wewnątrzkomórkowego stężenia cząsteczek terapeutyków lub też zmianę ich rozmieszczenia między poszczególnymi przedziałami wewnątrzkomórkowymi. Za nadmierną intensywność procesów detoksykacji podawanych cytostatyków odpowiedzialna jest izoforma π białkowego enzymu S-transferazy glutationu (GSTP1). Najpowszechniejszym przykładem zmodyfikowanego punktu uchwytu cytostatyków, który nie odpowiada na prowadzoną chemioterapię, jest topoizomeraza II α (TopoIIa). Z zaburzeniami apoptozy jest związana natomiast ekspresja białek, takich jak hamująca proces metalotioneina (MT), a także cytokeratyna 18 (CK18), której nadmierne stężenie uniemożliwia ukierunkowanie komórki na proces apoptozy.Opracowano różnorodne metody obniżania aktywności wspomnianych białek, mające na celu zniesienie zjawiska MDR w komórkach nowotworowych. Jednak z wielu powodów ich przydatność kliniczna jest wciąż zbyt mała, co wiąże się ze stale rosnącą śmiertelnością wśród chorych zmagających się z chorobami nowotworowymi.W pracy przedstawiono najistotniejsze białka odpowiedzialne za występowanie zjawiska MDR w komórkach nowotworowych oraz molekularnych mechanizmów ich działania.

Wstęp

Zjawisko wielolekooporności (MDR – multidrug resistance), stanowi jedną z przyczyn nieskutecznej farmakoterapii. Polega ono na jednoczesnym występowaniu braku wrażliwości na wiele terapeutyków o odrębnej strukturze chemicznej oraz mechanizmie działania [86]. Przez lata MDR była cechą właściwą patogennych bakterii oraz grzybów. Jednak, w związku z wydłużeniem średniej długości życia oraz obecnością licznych czynników kancerogennych w środowisku, od drugiej połowy XX w. obserwuje się znaczący przyrost liczby zachorowań na nowotwory. U ich podstaw leżą mutacje genów odpowiedzialnych za regulację cyklu komórkowego, powodujące nadmierną oraz niekontrolowaną proliferację komórek. Intensywny postęp w dziedzinie onkologii, stanowiący odpowiedź na wzrost zachorowalności na choroby nowotworowe, przyczynia się do rozwoju i ewolucyjnego utrwalania zjawiska MDR w komórkach poddawanych różnym rodzajom systemowej terapii przeciwnowotworowej. W wyniku tego procesu dochodzi do znacznego obniżenia skuteczności chemioterapii i zwiększenia liczebności zgonów wśród osób dotkniętych chorobą nowotworową [8].

Wielolekooporne komórki wykorzystują różnorodne mechanizmy obronne [56]. W większość prezentowanych przez nowotwory strategii MDR są zaangażowane cząsteczki białek, występujące w  komórce zarówno w postaci elementów strukturalnych, jak i enzymów.

Oporność wielolekowa i jej mechanizmy

Wielolekooporność komórek nowotworowych może być zarówno cechą pierwotną, wynikającą z uwarunkowań genetycznych, jak i  nabytą – bezpośrednio związaną z  prowadzonym leczeniem. Początkowo wrażliwy na podawany terapeutyk nowotwór może nabrać lekoopornego fenotypu pod wpływem nieprawidłowego dawkowania, a także zmian biodostępności lub metabolizmu leku [45]. Jednak nie u wszystkich nowotworów przejawia się takie samo prawdopodobieństwo wykształcenia MDR. Jej wtórna postać szczególnie często rozwija się w nowotworach nerek, jajnika, pęcherza moczowego, a także w białaczce limfoblastycznej czy drobnokomórkowym raku płuc [48,99]. Pierwotna MDR jest charakterystyczna dla nowotworów narządów wydzielniczych – wątroby, jelita grubego czy nadnerczy [29].

Mechanizmy MDR podzielić można na pozakomórkowe (zewnętrzne) oraz komórkowe (wewnętrzne). Zewnętrzne wynikają ze szczególnych uwarunkowań na poziomie strukturalnym, takich jak obniżona przepuszczalność naczyń krwionośnych czy występowanie barier tkankowych, które uniemożliwiają wniknięcie cząsteczek leku do wnętrza komórek docelowych. Mechanizmy wewnętrzne wynikają natomiast bezpośrednio z właściwości komórek – zmian wartości pH ich środowiska wewnętrznego, nasilonej aktywności „zmiataczy wolnych rodników”, zaburzeń procesu aktywacji leku lub jego nadmiernej inaktywacji [2].

Wewnętrzne strategie MDR wykorzystują liczne aspekty funkcjonowania komórki. W  chorobach nowotworowych najczęściej jest spotykana MDR zależna od mechanizmów transportu, w przypadku której cytostatyki nie osiągają stężenia terapeutycznego w komórkach. Postać ta obejmuje zmniejszony wychwyt leków ze środowiska zewnętrznego, który wynika ze zmian struktury błony cytoplazmatycznej, a co za tym idzie jej przepuszczalności dla ksenobiotyków. Zalicza się do niej także zjawisko tzw. efluksu komórkowego, polegające na aktywnym usuwaniu cząsteczek terapeutyków z wnętrza komórek za pośrednictwem białkowych transporterów błonowych. Utrudnienia mogą również występować podczas wewnątrzkomórkowego transportu cytostatyków, między jądrem komórkowym a cytoplazmą

Ponadto MDR może być związana z nadmierną aktywnością systemu detoksykacji ksenobiotyków w komórkach nowotworowych, która prowadzi do całkowitej inaktywacji podawanej dawki leku. Zjawisko to może wynikać z modyfikacji powstałych w obrębie punktu uchwytu podawanego terapeutyku – zmiany aktywności enzymów docelowych i ich powinowactwa do cząsteczek leku [8,56].

Terapia antynowotworowa ma na celu zahamowanie podziałów komórek guza oraz skierowanie ich na szlak programowanej śmierci, m.in. na skutek uszkodzeń powstałych w materiale genetycznym. W odpowiedzi na zastosowaną chemioterapię, w  komórkach nowotworowych wykazujących MDR dochodzi do aktywacji mechanizmów naprawy DNA. Zaburzeniom ulega również aktywność białek uczestniczących w  apoptozie, związane z mutacjami w obrębie genów supresorowych, takich jak TP53 i PTEN, co powoduje zachwiania równowagi białek pro – i antyapoptotycznych [8,56,73,74]

Zewnętrzne mechanizmy MDR nowotworów są wynikiem występujących w  ustroju naturalnych barier, ograniczających przepływ krwi do tkanek docelowych, a także jej niedostatecznego przepływu przez struktury niektórych guzów, który wynika z ich słabego unaczynienia. To ostatnie zjawisko występuje w nowotworach litych o niskim stopniu waskularyzacji, gdzie dostępność leków ograniczona jest z  powodu zahamowania transportu cząsteczek do wnętrza komórek na skutek obniżenia pH, które wynika ze stanu niedotlenienia oraz akumulacji kwasu mlekowego [20].

Białka wielolekooporności w komórkach nowotworowych

Rodzina białek ABC

Większość z poznanych dotychczas białek odpowiedzialnych za występowanie zjawiska MDR należy do rodziny ABC (ATP-binding cassette family). Zaliczane do niej cząsteczki mają charakter transporterów przezbłonowych, zawierają ponadto swoistą domenę wiążącą ATP, która umożliwia przeprowadzanie ich hydrolizy [25]. Energia uwalniana w procesie rozkładu ATP wykorzystywana jest następnie do transportu substratów przez zewnątrz-, jak i wewnątrzkomórkowe błony lipidowe [86].

Obecnie w proteomie człowieka znajduje się 49 zidentyfikowanych transporterów z rodziny ABC. Ich cząsteczki zawierają dwa podstawowe elementy strukturalne: region przezbłonowy MSD (membrane spanning domain) oraz domenę NBD (nucleotide binding domain) wiążącą ATP [38,90]. MSD tworzy łańcuch polipeptydowy przechodzący przez błonę komórki, z wykształceniem przeważnie sześciu helikalnych fragmentów przezbłonowych – TMs (transmembrane domains), dzięki czemu odgrywa rolę w przenikaniu substratu przez błonę komórkową. Hydrofilowy region NBD jest odpowiedzialny natomiast za wiązanie i hydrolizę ATP [38]. W obrębie tej domeny wyróżnić można: motyw Walkera A i B, pętle H i Q oraz motyw C, zwany regionem podpisu. Sekwencja tego ostatniego jest podstawą klasyfikacji białek ABC do siedmiu podrodzin, oznaczonych literami od A do G (tabela 1) [98].

Ze względu na liczbę kompleksów domen MSD-NBD w obrębie rodziny ABC wyróżnia się transportery pełne (ryc. 1), półtransportery (ryc. 2) oraz transportery rozbudowane. Fizjologiczną funkcją białek rodziny ABC jest obrona komórki przed toksycznym działaniem substancji środowiskowych [50]. Wyróżnia się trzy kategorie funkcyjne transporterów. Pierwszą z nich tworzą białka mające zdolność transportu do wnętrza komórki, tzw. importery, które występują wyłącznie w organizmach prokariotycznych [55]. Odpowiedzialne są za pobieranie z otoczenia niezbędnych składników odżywczych (peptydów, witamin czy cukrów), a także jonów i innych związków, które nie mogą zostać pozyskane w procesie dyfuzji [98].

Tymczasem u  organizmów pro – i  eukariotycznych, występują białkowe pompy o charakterze eksporterów. Odpowiadają one za usuwanie substancji szkodliwych – ksenobiotyków i toksyn naturalnych z cytoplazmy poza komórkę lub do określonych przedziałów wewnątrzkomórkowych [24,34]. To właśnie ich zwiększona ekspresja jest odpowiedzialna za występowanie zjawiska niewrażliwości na farmakoterapię u patogennych bakterii i w komórkach nowotworowych. Białka te znaleźć można w komórkach narządów mających bezpośrednią styczność z cząsteczkami ksenobiotyku: w odpowiedzialnym za wchłanianie jelicie cienkim, w wątrobie i nerkach – przeprowadzających procesy eliminacji oraz w warunkujących dystrybucję komórkach śródbłonka, które tworzą barierę krew-mózg oraz barierę łożyskową [87].

Ponadto u  człowieka transportery ABC warunkują obecność licznych barier tkankowych, m.in. w obrębie mózgu, nerek, wątroby czy narządów przewodu pokarmowego, które zabezpieczają te ograny przed działaniem czynników szkodliwych [24]. Dysfunkcje białek rodziny ABC spotyka się w  licznych dziedzicznych schorzeniach, takich jak zaburzenia transportu cholesterolu – choroba tangierska oraz żółci – rodzinna cholestaza, a także mukowiscydoza, anemia czy zespół Grönblada-Strandberga – choroba tkanki sprężystej [90,91]. Do ostatniej grupy funkcjonalnej transporterów zalicza się białka zaangażowane w procesy translacji i naprawy DNA [55].

W obrębie rodziny białek ABC najistotniejszą rolę w rozwoju zjawiska MDR w  komórkach nowotworowych odgrywają glikoproteina P, MRP1 oraz BCRP [76].

Glikoproteina P

Glikoproteina P (P-gp) była pierwszym zidentyfikowanym w proteomie człowieka transporterem należącym do rodziny ABC, opisanym w 1976 r. na podstawie badań nad nowotworem jajnika u chomików chińskich [39]. P-gp należy do podrodziny B białkowych transporterów błonowych wiążących ATP. Kodowana jest przez gen MDR1, umiejscowiony na ramieniu długim chromosomu 7 (7q21), jej cząsteczka ma masę 170 kDa i złożona jest z 1280 aminokwasów [49].

W strukturze P-gp wyróżnić można elementy swoiste dla wszystkich transporterów rodziny ABC. Cząsteczka składa się z  dwóch podjednostek, z  których każda zawiera hydrofobową domenę MSD złożoną z sześciu fragmentów przezbłonowych oraz region NBD – ulokowany w pętlach po cytoplazmatycznej stronie błony. Tak zbudowane homologiczne kompleksy są połączone ze sobą pojedynczym łańcuchem polipeptydowym [8]. Regiony transmembranowe MSD, zawierające co najmniej dwa miejsca wiążące cząsteczki substratu – DBS (drug binding sites), są rozdzielane przez pierwszą z domen NBD, podczas gdy druga jest umiejscowiona na cytoplazmatycznym C – końcu cząsteczki.

Mechanizm działania P-gp jako białka odpowiedzialnego za wyrzut substancji z komórki nie został wyjaśniony. Obecnie obowiązuje tzw. model „odkurzacza molekularnego” czy też „zmiatacza hydrofobowego (ryc. 3) [45].

Spektrum substratowe P-gp obejmuje głównie substancje hydrofobowe, zdolne do napływu do wnętrza komórki w wyniku dyfuzji biernej – elektrycznie obojętne lub kationowe formy cząsteczek związków organicznych o charakterze amfifilnym [1,8,85]. Pierwszymi lekami, których obniżoną skuteczność powiązano z aktywnością tej glikoproteiny, były alkaloidy Vinca oraz antracykliny. Oprócz leków przeciwnowotworowych substraty P-gp są m.in. lekami immunosupresyjnymi, przeciwhistaminowymi, nasercowymi oraz stosowanymi w chorobach inwazyjnych i zakażeniach (tabela 2) [53].

Fizjologiczną funkcją P-gp jest ochrona komórek przed działaniem szkodliwych substancji – metabolitów czy toksyn, zarówno egzogennego jak i endogennego pochodzenia [85], co jest związane z umiejscowieniem cząsteczek tego transportera w błonach plazmatycznych, rzadziej w  błonach organelli wewnątrzkomórkowych [53,90]. Obecność błonowej glikoproteiny przyczynia się do powstania barier przepuszczalności dla określonych substratów, przez co warunkuje poprawne funkcjonowanie m.in. bariery jelitowej, nerkowej, wątrobowej czy bariery krew-mózg [8].

Duże stężenie P-gp stwierdzono też na powierzchni komórek wydzielniczych, odpowiedzialnych za sekrecję i transport czynników endogennych w narządach wydzielania wewnętrznego – kory nadnerczy czy też wątroby [51]. P-gp jest zaangażowane także w regulację odpowiedzi immunologicznej – bierze udział w transporcie cytokin w limfocytach T, warunkuje aktywność cytotoksyczną limfocytów CD8+ i komórek NK [80]. Ponadto, obecna na powierzchni macierzystych komórek krwiotwórczych, glikoproteina wpływa na ich proliferację i różnicowanie za pomocą swoistych czynników regulatorowych [77].

Dokładnie poznano mechanizm wytwarzania wtórnej MDR z udziałem kinazy białkowej PKC, a także białka c-Fos, którego podwyższone stężenie w komórce koreluje dodatnio z nasiloną ekspresją genu kodującego P-gp [100] (ryc. 4).

MDR wynikającą z wysokiej ekspresji P-gp w komórkach nowotworowych dodatkowo nasila antyapoptotyczne działanie tego białka, związane z  obniżonym wytwarzaniem ceramidów na skutek zmniejszenia ilości sfingomieliny w  komórce. Przy niedoborze tych lipidów nie dochodzi do aktywacji procesu apoptozy pod wpływem chemioterapeutyków będących ligandami jednego z receptorów śmierci – receptora Fas, które jednak nie należą do substratów P-gp [107].

Wysoka ekspresja P-gp, warunkująca występowanie MDR, jest obserwowana w komórkach nowotworowych, które wywodzą się z narządów o fizjologicznie wysokiej ekspresji tego transportera białkowego, np. z trzustki, nerki, wątroby. Nowotwory tych narządów wykazują uwarunkowaną genetycznie oporność pierwotną, która przejawia się już przy pierwszej ekspozycji na dany lek. Pod wpływem prowadzonej chemioterapii wtórną postać MDR z udziałem P-gp rozwijają białaczki i chłoniaki, a także nowotwory jajników, piersi czy pęcherzyka żółciowego [48,99].

MRP1

W 1992 r., w linii komórkowej ludzkiego drobnokomórkowego raka płuc H69/AR, w obecności doksorubicyny wyizolowano i zidentyfikowano białkowy transporter wielolekowy, wykazujący duże podobieństwo funkcji do P-gp i w związku z tym nazwano białkiem oporności wielolekowej 1 –MRP1 (multidrug resistance protein 1) [9,15].

MRP1 jest przedstawicielem podrodziny ABCC, drugiej co do wielkości w rodzinie transporterów ABC. Obejmuje 13 białek, z czego 10 to białka MRP, opatrzone numerami zgodnie z kolejnością ich odkrywania. MRP1 kodowane jest przez gen MRP1, położony na ramieniu krótkim chromosomu 16 (16p13.1) [13]. Cząsteczka tej fosfoglikoproteiny ma masę 190 kDa i jest zbudowana z 1531 aminokwasów [15].

Transportery podrodziny ABCC składają się z  dwóch homologicznych podjednostek białkowych – MSD-NBD, spełniających takie same funkcje, jak wszystkie inne białka rodziny ABC. MRP1 należy do tzw. „długich” białek ABCC, których symetrię zaburza dodatkowy region NTE (N-terminal extension) (ryc. 5) [9,70]. MRP1 zaklasyfikowano do grupy tzw. pomp GS-X, odpowiedzialnych za transport koniugatów powstałych w czasie II fazy detoksykacji [9,21,24]. Miejsce wiązania reszt glutationu (GSH – glutathione), znajduje się w rdzeniu cząsteczki MRP1, zbudowanej z dwóch podjednostek MSD-NBS [70]. Jednak działanie tego białka na poziomie molekularnym jeszcze nie zostało opisane.

Do leków, których stężenie w komórce ulega obniżeniu na skutek aktywności tego transportera, należą m.in. cytostatyki pochodzenia naturalnego – antracykliny, alkaloidy Vinca, taksoidy, a także irynotekan, metotreksat oraz związki metali ciężkich – arsenu i antymonu [9,76]. Białko MRP1 bierze udział w tworzeniu bariery krew- -mózg, jego obecność w  błonach komórek narządów, takich jak syncytiotrofoblast, łożysko, pneumocyty typu II czy jądra, warunkuje także prawidłowy rozwój i funkcjonowanie organizmu człowieka. Białko to jest zaangażowane także w  transport toksycznych produktów procesów utleniania lipidów, powstałych w warunkach stresu oksydacyjnego [92].

Najważniejszym naturalnym substratem białka MRP1 jest leukotrien C4 (LTC4). Pozostałe endogenne substancje, usuwane z komórek organizmu w wyniku efluksu, to bilirubina, koniugaty glukuronidowe oraz siarczanowe sole żółci [70]. MDR, związaną z nadmierną ekspresją MRP1 w komórkach, zaobserwowano w znacznej grupie chorób nowotworowych. Istnieje przypuszczenie, iż transporter ten może brać udział w rozwoju hormonoopornej postaci raka stercza. Duże stężenie MRP1 jest natomiast charakterystyczne dla pewnych grup nowotworów, takich jak niedrobnokomórkowy rak płuca [15], ostra białaczka szpikowa, rak pęcherza, nerwiak płodowy (neuroblastoma) [71], rak okrężnicy, czy też mastocytoma [37].

BCRP

W 1998 r., w linii komórkowej raka piersi MCF-7, wykazującej MDR, zidentyfikowano nowy transporter z rodziny ABC – białko BCRP (breast cancer resistant protein) [63]. BCRP jest drugim spośród białek należących do podrodziny G transporterów zawierających kasetę wiążącą ATP [87]. Kodowane jest przez gen ABCG2, znajdujący się na ramieniu długim chromosomu 4 (4q22). Cząsteczka tego transportera ma masę około 75 kDa i składa się z 655 aminokwasów [63]. Białko BCRP to klasyczny półtransporter z rodziny ABC [90], ponieważ jest zbudowane z  pojedynczego kompleksu domen MSD-NBD (ryc.  2) [63]. Dotychczas nie udało się poznać molekularnego mechanizmu działania tego transportera. Przypuszcza się, iż pełną aktywność osiąga dopiero po homodimeryzacji w obrębie błony komórkowej. W takiej postaci wykazuje nieco niższą od P-gp, ale znacznie wyższą od MRP1 aktywność ATP-azy [63].

Białko to ma zdolność transportu zarówno cząsteczek o charakterze hydrofobowym, jak i hydrofilowych koniugatów nieorganicznych, zawierających reszty siarczanowe. Przez tą zdolność jest podobne funkcyjnie do białka MRP1 [58]. Pierwszym zidentyfikowanym substratem tego transportera był mitoksantron, przez co BCRP oznaczane bywa również skrótem MXR (mitoxantrone resistance protein) [63]. Transporter ten jest zdolny jednak do wyrzutu poza komórkę cząsteczek wielu innych chemioterapeutyków, takich jak doksorubicyna, daunorubicyna [87], metotreksat, topotekan, irynotekan, inhibitory kinazy tyrozynowej – imatynib i gefitynib [63]. Ponadto odpowiada za obniżenie stężenia cząsteczek leków innych niż antynowotworowe, np. prazosyny, glibenklamidu, dipirydamolu, a także statyn i syntetycznych bakteriostatyków, takich jak nitrofurantoina [63].

W organizmie człowieka BCRP funkcjonuje jako pompa ochronna, usuwająca z komórek toksyczne substancje pochodzenia egzo – i endogennego [87], dlatego też jego duże stężenie obserwuje się w tkankach narządów odpowiedzialnych za procesy detoksykacji [63]. Wysoka ekspresja w komórkach śródbłonka mózgu, nabłonka jelit oraz jąder warunkuje natomiast istnienie tkankowych barier tych narządów [76], jak również chroniącej płód bariery łożyska [58] Ponadto cząsteczki tego transportera odpowiadają za utrzymanie komórkowej homeostazy substancji endogennych, takich jak hem, porfiryny, ryboflawiny czy estrogeny [63].

BCRP charakteryzuje samodzielne występowanie w komórkach danego nowotworu – brak w nich obecności innych podstawowych białek MDR, takich jak P-gp czy MRP1 [63]. Nadekspresję BCRP zanotowano w komórkach ostrych białaczek limfo – i mielobastycznych, szpiczaka mnogiego [95], raka stercza oraz piersi, płuc, nerek i endometrium [63,87].

LRP

Ze zjawiskiem MDR są również związane białka zaangażowane w transport cząsteczek leków, jednak nienależące do rodziny transporterów ABC. W 1993 r., w komórkach niedrobnokomórkowego raka płuc, odkryto jedno z nich – LRP (lung resistance-related protein) [10,18,75], zwane białkiem krypt – MVP (major vault protein) [75].

LRP jest kodowane przez gen MVP, umiejscowione proksymalnie do genu MRP1 – na ramieniu krótkim chromosomu 16 (16p11.2) [10]. Jego cząsteczka ma masę 110 kDa [18,43] i stanowi 70% całościowej masy krypt [10] – największych z dotychczas poznanych komórkowych rybonukleoprotein, które odkryto w komórkach pęcherzyków wydzielniczych wątroby szczura [75]. Są to beczkowate, puste w środku struktury cytoplazmatyczne złożone z 8 podjednostek, w których skład wchodzi po sześć cząsteczek LRP oraz jedna cząsteczka małego, nieulegającego translacji RNA – vRNA. Każda krypta zawiera dwie cząsteczki białek – TEP1 (telomerase-associated protein 1) oraz VPARP (vault poly (ADP-ribose) polymerase), o masach odpowiednio 240 i 193 kDa [10,43,75].

Mechanizm działania LRP nie został jak dotąd jednoznacznie określony (ryc. 6). W odróżnieniu od omówionych uprzednio transporterów błonowych, białko to jest umiejscowione głównie w cytoplazmie, choć niewielka liczba krypt znajduje się również w błonach jądra komórkowego oraz porach jądrowych [10,18]. Dzięki temu mogą one uczestniczyć w wewnątrzkomórkowym transporcie cząsteczek [45,75]. Ponadto mogą przekazywać transportowane cząsteczki do struktur komórkowych zaangażowanych w  szlak egzocytozy, takich jak pęcherzyki wydzielnicze czy lizosomy [82] bądź też dostarczać je do pomp błonowych odpowiedzialnych za wyrzut substancji do przestrzeni zewnątrzkomórkowej [62]. Jednak przyjmuje się, że aktywność LRP jest zaangażowana głównie w proces rozmieszczania cząsteczek leku w strukturach komórki [18].

Zakres przyłączanych substratów do LRP wykazuje znaczne podobieństwo do P-gp. W komórkach nowotworowych jest odpowiedzialna za występowanie oporności na chemioterapeutyki zawierające platynę – cisplatynę i karboplatynę [75], a także pozostałe cytostatyki, takie jak melfalan, winkrystyna, doksorubicyna oraz daunorubicyna [26,104]. Podobnie jak w omówionych uprzednio transporterów rodziny ABC, LRP ulega fizjologicznej ekspresji w komórkach zdrowych narządów, które są narażone na ekspozycję na toksyczne metabolity i ksenobiotyki [10]. Obecność tego białka odnotowano m.in. w hepatocytach [75], keranocytach i komórkach nabłonka oskrzeli [49].

Badania nad zjawiskiem MDR wykazały zwiększone stężenie cząsteczek LRP w komórkach glejaka, a także raka oskrzeli [75], jelita grubego, jajnika oraz nerki [49]. Szczególnie niekorzystnie obecność tego białka wpływa na skuteczność terapii nowotworów układu hematopoetycznego – szpiczaka mnogiego czy też ostrej białaczki szpikowej [43,82].

S-transferaza glutationu π

MDR komórek nowotworowych może być związana również z  nasileniem metabolizmu oraz  procesów detoksykacji cytostatyków podawanych w ramach chemioterapii. Przykładem cząsteczki odpowiedzialnej za rozwój takiego mechanizmu jest izoforma π białkowego enzymu S-transferazy glutationu, w skrócie GSTP1 (glutathione S-transferase P1) [21,69].

GST w organizmie człowieka występuje w postaci licznych izoenzymów, które podzielono na klasy z uwzględnieniem umiejscowienia w obrębie komórki, a następnie różnic w sekwencji aminokwasów, położeniu genów oraz swoistości substratowej. Wyróżniono sześć polimorficznych klas S-transferaz cytoplazmatycznych – α (GSTA), μ (GSTM), ω (GSTO), π (GSTP), θ (GSTT) i ζ (GSTZ) oraz jedną mikrosomalną klasę S-transferaz błonowych [22]. W klasie π, wykazującej najwyższą ekspresję w komórkach lekoopornych nowotworów, jak dotąd zidentyfikowano jeden gen – GSTP1. Znajduje się on na ramieniu długim chromosomu 11 (11q13) [79]. GSTP1 ma masę cząsteczkową 25 kDa i zbudowana jest z 208 aminokwasów [7].

W strukturze GST można wyróżnić dwie domeny białkowe, które pełnią odmienne funkcje katalityczne. Na N-końcu cząsteczki znajduje się mała domena I, która składa się z 74 aminokwasów (1-74) i zaangażowana jest w interakcję między GST a cząsteczką GSH. Na C-końcu cząsteczki jest umiejscowiona domena II, złożona z reszt aminokwasowych (82-208) odpowiedzialnych za wiązanie substratu [7]. Aktywność enzymatyczną cytoplazmatyczne białka GST, w tym GSTP1, wykazują w postaci homodimeru [7]. Funkcją białka GSTP1 jest zobojętnianie cząsteczek reaktywnych związków elektrofilowych, przez przyłączanie ich do wolnej grupy tiolowej cząsteczki GSH [22].

Cechą charakterystyczną GST jest bardzo niewielka swoistość substratowa tego enzymu oraz jego izoform. Katalizują one reakcję sprzęgania substancji o hydrofobowej strukturze i dużej reaktywności, wynikającej z obecności w ich cząsteczkach atomu elektrofilowego [32]. Należą do nich przede wszystkim związki alkilujące – iperyt, chlorambucyl, melfalan, cyklofosfamid czy karmustyna [61,89], jak i pozostałe cytostatyki, takie jak cisplatyna, etopozyd [4] i doksorubicyna [21].

Rola GST nie ogranicza się jednak wyłącznie do detoksykacji elektrofilowych leków i  innych substancji toksycznych pochodzenia egzogennego. Dodatkowo enzym ten chroni organizm przed szkodliwymi produktami stresu oksydacyjnego, zapobiegając uszkodzeniom kwasów nukleinowych oraz lipidów [36]. Ponadto bierze udział w metabolizmie hormonów steroidowych, biosyntezie leukotrienu C4 (LTC4) i prostaglandyny E2 (PGE2) [32], a  także w  utrzymaniu homeostazy GSH [36]. Mechanizm rozwoju wtórnej postaci MDR, uwarunkowanej nadmierną ekspresją GSTP1 w komórkach nowotworowych, zachodzi z udziałem PKC oraz c-Fos. Takie samo podłoże ma MDR wynikającą z podwyższonej aktywności P-gp (ryc. 4).

Zwiększoną ekspresję GST obserwowuje się zwykle w nowotworach, które wykazują jednocześnie duże stężenie P-gp i MRP1 [93]. Izoformę GSTP1 zidentyfikowano m.in. w nowotworach, takich jak rak krtani [78], piersi [79], stercza, jąder, glejaku czy kostniakomięsaku [69], a także w erytrocytach i limfocytach [23].

Topoizomeraza II α

Enzym topoizomeraza II α-TopoIIa (topoisomerase II α), jest przykładem białka docelowego dla wielu terapeutyków, którego modyfikacje wykształcają MDR komórek [56]. Topoizomerazy (Topos) to enzymy zaangażowane w wielu procesach związanych z metabolizmem DNA, a także utrzymaniem prawidłowej struktury macierzy i  cytoszkieletu w  obrębie jądra komórkowego [3]. Ze względu na zróżnicowanie struktury i funkcji, enzymy te zostały przyporządkowane do dwóch klas – TopoI i TopoII [84]. Białka zaliczane do pierwszej z nich uczestniczą w regulacji przestrzennej struktury DNA, usuwając z niej superskręty. Enzymy należące do drugiej klasy są istotne dla procesu replikacji – wprowadzają superskręty w strukturę cząsteczki DNA [57].

W  organizmie człowieka występują dwie izoformy TopoII – α (TopoIIa) i β (TopoIIb) [33]. TopoIIa, w odróżnieniu od TopoIIb, wykazuje zmienny poziom ekspresji w zależności od fazy cyklu komórkowego. Enzym ten kodowany jest przez gen TOP2A, umiejscowiony na ramieniu długim chromosomu 17 (17q21). Jego cząsteczka ma masę 170 kDa i składa się z 1530 reszt aminokwasowych [28].

Topos eukariotyczne przyjmują postać homodimerów, w których N-końce podjednostek są złożone z funkcyjnego segmentu GHKL (gyrase, Hsp90, histidine kinase, MutL) oraz segmentu głowicy. Mają one wspólną aktywność ATP-az – wiążą cząsteczki ATP i przeprowadzają ich hydrolizę, z uwolnieniem energii umożliwiającej przebieg całego procesu. Rdzeń podjednostki, zaangażowany bezpośrednio w  wiązanie i  przecinanie substratowej cząsteczki DNA, składa się z  dwóch domen – 5Y-CAP oraz toprim (topoisomerase-primase). Na C-końcu jest umiejscowiona tzw. „brama”, przez którą po zakończeniu replikacji przechodzi wydostająca się z kompleksu cząsteczka DNA [16,84].

W komórce TopoIIa jest zaangażowana w procesy związane z replikacją DNA [39] – kondensację i formowanie szkieletu nowo zreplikowanych chromosomów oraz segregację ich par po zakończeniu mitozy [33]. Enzym ten wytwarza krótkotrwałe, podwójne pęknięcia nici, które uzupełnia zaraz po zakończeniu procesu [64]. W związku z tym właśnie elementem swojej enzymatycznej aktywności, TopoIIa stała się molekularnym celem wielu cytostatyków o charakterze inhibitorów [84]. Ze względu na mechanizm działania tych leków, podzielono je na inhibitory typu „poison” oraz inhibitory katalityczne [64].

Do pierwszej grupy zalicza się większość inhibitorów TopoIIa – antracykliny m.in. doksorubicyna [85], mitoksantron, aktynomycyna D, etopozyd czy amsakryna [28], które stabilizują rozszczepialny kompleks TopoIIa/DNA (tzw. „cleveable complex”) (ryc. 7) [105]. Cytostatyki tej grupy dodatkowo hamują zachodzące w komórce procesy replikacji i transkrypcji [64]. Działanie drugiej grupy leków – katalitycznych inhibitorów TopoIIa, np. merbaronu czy bisdioksopiperazyny, opiera się na blokowaniu enzymatycznej aktywności TopoIIa, jednak nie powoduje zwiększenia liczby powstających rozszczepialnych kompleksów tego enzymu z DNA [6,64].

Wielolekooporny fenotyp komórek nowotworowych jest uwarunkowany zaburzeniami zarówno aktywności, jak i ekspresji TopoIIa [83,105]. Mutacje w obrębie genu TOP2A mogą obniżyć wrażliwość zmodyfikowanej postaci enzymu na jego inhibitory, a przez to spadku skuteczności prowadzonej chemioterapii [64,83]. Również modyfikacje potranslacyjnej fosforylacji cząsteczek TopoIIa, wywołujące zaburzenia ich funkcji, mogą się przyczyniać do rozwoju MDR [83]. Wykazano również, że obniżone stężenie TopoIIa w komórkach nowotworowych warunkuje występowania niewrażliwości na inne cytostatyki, takie jak cisplatyna, gemcitabina czy też chemioterapeutyki oddziałujące z mikrotubulami wrzeciona podziałowego [105].

Rozwój wtórnej postaci MDR, związany ze spadkiem ekspresji genu TOP2A, wykazano w  wielu chorobach nowotworowych, które poddawane były terapii z wykorzystaniem terapeutyków należących do  grupy inhibitorów katalitycznych [28]. Przypadki oporności uwarunkowanej zaburzeniami aktywności TopoIIa zanotowano w raku pęcherza [31], piersi oraz płuc [64].

Metalotioneina

Powszechnie obserwowany w  chorobach nowotworowych typ MDR opiera się na zaburzeniach regulacji apoptotycznej śmierci komórek [56]. Białkiem, które najprawdopodobniej wykazuje takie działanie, jest metalotioneina – w  skrócie MT (metallothionein), odkryta w 1957 r. [59,94]. W organizmie człowieka występują cztery izoformy MT – MT-1, MT-2, MT-3 i MT-4 [78], które różnią się między sobą rodzajem wiązanego substratu – kationu metalu, strukturą miejsca wiążącego oraz masą cząsteczkową [94]. Izoformy MT przyporządkowano do dwóch grup – tzw. grupy „głównej”, zawierającej MT-1 i MT-2 oraz grupy „mniejszej”, do której należą MT-3 i MT-4.

Kodująca MTs grupa genów jest położona na ramieniu długim chromosomu 16 (16q13) [19,94]. Dotychczas wykryto czternaście genów MT, z czego jedenaście koduje MT-1, a  trzy pozostałe to geny MT-2A, MT-3 i MT-4. W organizmie człowieka najpowszechniej występującą jest izoforma MT-2A, która stanowi 80% wszystkich cząsteczek tego białka [19]. MTs to białka zbudowane z  jednego łańcucha polipeptydowego, którego masa cząsteczkowa zawiera się w zakresie 6-7 kDa [88,94]. Składa się z 60-68 aminokwasów, z czego 30% stanowią konserwatywne reszty cytozyny [59,101]. Charakterystyczne dla danej rodziny MTs są fragmenty kilkuaminokwasowe, w  których reszty cysteiny są oddzielone od siebie jednym lub dwoma innymi aminokwasami. W strukturze drugorzędowej MTs wyróżnia się dwie domeny – α (11 reszt Cys) i β (9 reszt Cys), stanowiące odseparowane od siebie gniazda molekularne. Wiążą one odpowiednio cztery i trzy kationy dwuwartościowe. Co więcej, możliwe jest wiązanie jonów różnych metali przez jedną cząsteczkę MT [97].

MT jest odpowiedzialna za utrzymanie w ustroju homeostazy pierwiastków śladowych – cynku i miedzi. Spełnia też funkcję ochronną przez udział w detoksykacji metali ciężkich, takich jak rtęć i kadm [101], stąd duże stężenie tego białka w nerkach oraz wątrobie [94]. MT-1 i MT-2 są zaangażowane w funkcję układu immunologicznego oraz przewodu pokarmowego [59,81], odpowiadają również za nasilenie procesu angiogenezy [101]. Dodatkowo, jako tzw. „zmiatacz wolnych rodników”, MT uczestniczy w wielu komórkowych mechanizmach obronnych. Wykorzystując wolne grupy tiolowe reszt cysteiny, białko to wchodzi w reakcję z reaktywnymi formami tlenu – ROS (reactive oxigen species), przez co zapobiega uszkodzeniom DNA [59,81]. W procesie tym uczestniczy niezwiązana z jonami metalu postać białka – apotioneina (T – thionein) [97].

Do indukcji ekspresji genów kodujących MTs są zdolne różnorodne czynniki chemiczne [14] oraz warunki stresowe – zimno, gorąco czy głód [88]. Do substancji zwiększających stężenie tych białek w komórkach organizmu należą zawarte w pożywieniu witamina D [101] i cynk [19], a  także czynniki wzrostu oraz hormony kokortykosteroidowe [88,101]. Podobne działanie wykazują cytokiny – IFN-γ, TNF-α, IL-1 i IL-6 oraz wiele innych bodźców zapalnych, takich jak ROS, białka szoku cieplnego (HSP – heat-shock protein) czy endotoksyny [101]. Dokładny mechanizm MDR związanej z aktywnością MT jak dotąd nie został poznany. Dowiedziono jednak antyapoptycznego działania tego białka w odpowiedzi na stosowaną chemioterapię (ryc. 8). Zwiększone stężenie komórkowej MT [59,88] powoduje rozwój oporności na czynniki alkilujące – cyklofosfamid i melfalan i inne chemioterapeutyki, np. cisplatynę, bleomycynę, [81], doksorubicynę [88] czy irynotekan [14].

Występowanie wielolekoopornego fenotypu, związanego z nasiloną ekspresją MT, wykazano w licznych chorobach nowotworowych, takich jak: rak żołądka [14], odbytnicy [88], piersi, nerki, płuca, jajnika, jądra, pęcherza moczowego, szyjki macicy, endometrium, trzustki, pęcherzyka żółciowego, a także czerniak i pozostałe raki skóry [94]

Cytokeratyna 18

Właściwości antyapoptotyczne, warunkujące występowanie zjawiska MDR, ma również jedno z białek cytoszkieletu komórek nabłonka – cytokeratyna 18 (CK18) [2,12]. Cytokeratyny (CKs) są największą i najbardziej zróżnicowaną grupą filamentów pośrednich (w skrócie IF – intermediate filaments). Obejmuje ona 20 białek o wysokim stopniu homologii [47], które podzielono ze względu na wartość punktu izoelektrycznego. Do cytokeratyn typu I zalicza się CK9-23 – białka kwasowe o masie cząsteczkowej 40-56,5 kDa. Typ II tych białek (CK1-8) charakteryzuje się większą masą cząsteczkową (53-76 kDa) oraz odczynem zasadowym lub obojętnym [12,68]. Wyróżnia się ponadto typ III CKs, do którego zaklasyfikowano wimentynę, desminę, GFAP i peryferynę, typ IV – neurofilamenty, nestynę oraz interneksynę, a także typ V – laminy [12].

W  komórce cytokeratyny występują w  postaci heterodimerów o  średnicy 10  nm, stabilizowanych przez wzajemne, hydrofobowe oddziaływania dwóch cząsteczek białka, z których każda przynależy do odrębnego z przedstawionych uprzednio typów [12,68]. Występowanie odpowiedniego dimeru wykazuje dużą swoistość tkankową, uwarunkowaną fazą cyklu komórkowego [60]. CK18, należąca do typu I, ma masę cząsteczkową 48 kDa i  zawiera w  swym łańcuchu 430 aminokwasów [12] (ryc. 9). Kodowana jest przez gen KRT18, zlokalizowany na ramieniu długim chromosomu 12 (12q13) [102] w sąsiedztwie genu CK8 [66].

W prawidłowym nabłonku ludzkim najczęściej spotykane dimery to CK8/CK18 oraz CK19/CK18 [47]. Heterodimer CK8/CK18 jest głównym komponentem IF [60] swoistym dla komórek nabłonka jednowarstwowego skóry oraz warstwy epitelialnej w obrębie jelit i wątroby [12]. Cytokeratyny wraz z mikrofilamentami i mikrotubulami tworzą cytoszkielet komórek nabłonkowych [40], który zapewnia ich prawidłowy kształt i  morfologię [102]. Ponadto wytwarzają sieć łączącą błonę cytoplazmatyczną, jądro oraz pozostałe organella [47], są zaangażowane także w regulację transportu komórkowego [68].

W  początkowym etapie procesu apoptozy elementy cytoszkieletu ulegają procesom reorganizacji do samodzielnie występujących struktur ziarnistych. W heterodimerze CK8/CK18 trawieniu przez kaspazy podlega cząsteczka CK18 (ryc. 10). Nieznane są natomiast dalsze losy wykazującej oporność proteolityczną CK8 [12,60]. W nowotworach przejawiających MDR wykazano podwyższony poziom ekspresji zarówno CK18, jak i CK8. Przypuszcza się jednak, że wielolekooporny fenotyp komórek nowotworowych jest związany z  proteolityczną wrażliwością CK18 [2,5]. Wykazują one pierwotną postać MDR, wynikającą z nasilonej ekspresji CK18, która zmniejsza ogólny skutek działania kaspaz na IF [16].

Typ MDR uwarunkowany aktywnością CK18 cechuje się brakiem wrażliwości na cytostatyki oddziałujące z mikrotubulami wrzeciona kariokinetycznego, takimi jak taksol [68] czy kolcemid, ale też na  terapeutyki o odmiennym działaniu – acetaminofen [12], mitoksantron [2] bądź antracykliny [68]. Nadmierną ekspresję CK18 stwierdza się w raku piersi [54], płuc [2], nerki oraz przewodu pokarmowego [102].

Próby zniesienia oporności wielolekowej w nowotworach

W odpowiedzi na coraz powszechniejsze występowania zjawiska MDR w chorobach nowotworowych trwają intensywne prace nad metodami, które umożliwiłyby zwiększenie wrażliwości komórek nowotworowych na chemioterapię. W  związku z  tym, że MDR jest zjawiskiem uzależnionym od licznej grupy czynników, badania nad możliwymi sposobami jej zniesienia dotyczą wielu aspektów biologii komórki nowotworowej jak i jej odpowiedzi na wprowadzane do ustroju leki.

MDR może wynikać m.in. z obniżenia stężenia podawanego terapeutyku w komórce nowotworowej. Zjawisku temu można zapobiec przez nasilenie dokomórkowego transportu cząsteczek leku, modyfikując struktury i właściwości błony komórkowej, które przyczyniają się do wzrostu jej przepuszczalności i łatwiejszego wejścia cząsteczek do komórki za pośrednictwem biernego przepływu przez jej błonę.

Hydrofobowe substancje napływają do wnętrza komórki przez dyfuzję prostą – szybki proces, umożliwiający przemieszczenie wielu cząsteczek w  krótkim czasie. Dzięki temu, taki dokomórkowy transport przeważa ilościowo nad aktywnym wyrzutem terapeutyku przez transportery błonowe, dlatego też cząsteczkom nowo projektowanych leków przeważnie nadaje się hydrofobowy charakter. Alternatywą jest obniżenie wyrzutu cząsteczek leku poza komórkę nowotworową przez nadanie im struktury, która nie jest rozpoznawana przez transporter. Proces ten jest oparty na znajomości budowy cząsteczek antymetabolitów danego białka [8].

Wykazano również, że cząsteczki niektórych cytostatyków są zdolne do wywołania działania terapeutycznego w  wykazujących oporność komórkach, jeśli zostaną wprowadzone do ustroju w postaci koniugatów z białkami, takimi jak albuminy osocza bydlęcego. Zwiększenie wewnątrzkomórkowego stężenia leku jest możliwe również dzięki zastosowaniu specjalnego systemu transportu jego cząsteczek do  wnętrza komórki. Jest on oparty na nanocząsteczkach, takich jak liposomy czy polimeryczne micele, które wykazują zwiększoną stabilność we krwi oraz możliwość wprowadzenia licznych modyfikacji, dzięki którym transportowany terapeutyk może być dostarczony bezpośrednio do określonej grupy komórek.

Aktywność transporterów białkowych, odpowiedzialnych za wyrzut cząsteczek cytostatyku z  wnętrza komórki, może ulec zatrzymaniu na kilku płaszczyznach jej funkcjonowania. Na poziomie transkrypcji ekspresja może być zahamowana w wyniku modyfikacji promotora genu czy też blokowania czynników uczestniczących w jego transkrypcji. Translacji białek MDR można zapobiec przez zastosowanie oligodeoksyrybonukleotydów – ODNs (oligodeoxyribonucleotides), które tworzą z mRNA nieulegające translacji hybrydy, rybozymów – przeprowadzających proces rozpadu transkryptów genu danego transportera, czy wyciszanie genów przez degradację mRNA za pomocą siRNA [8]. Cząsteczki, które są zdolne do modulowania czy też hamowania aktywności białkowych transporterów, a przez to znoszenia MDR komórek, nazywa się chemouczulaczami (chemosensitizers), inhibitorami lub modulatorami MDR [8,41]. Należą do wielu grup związków chemicznych [96] i wykazują podobieństwo struktury – dużą hydrofobowość, małą masę cząsteczkową oraz obecność pierścienia aromatycznego w cząsteczce [67]. Aktywność wszystkich transporterów z rodziny białek ABC obniżają związki, takie jak cyklosporyna A  oraz inhibitory proteazy wirusa HIV – nalfinawir i ritonawir [63].

W związku z mechanizmem działania oraz powinowactwem do docelowego białka transporterowego, wyróżnia się trzy generacje inhibitorów P-gp. Inhibitory pierwszej generacji, do których zaliczają się cyklosporyna A, erytromycyna czy werapamil [27], to leki o pierwotnie odmiennym przeznaczeniu terapeutycznym. W strukturze cząsteczki wykazują duże podobieństwo do substratów docelowych transporterów [106], dzięki czemu dochodzi do hamowania ich aktywności kompetencyjnej. Jednak ze względu na niewielkie powinowactwo do białek MDR, skuteczność działania chemouczulaczy tej generacji wymaga ich podawania w dużych dawkach, co prowadzi do silnej toksyczności [8,46]. Mniejsza toksyczność, lepszy profil farmakologiczny, lecz wciąż małe powinowactwo do P-gp [35] cechują związki, takie jak valspodar, R-werapamil czy deksguldypina, należące do grupy inhibitorów drugiej generacji. Niestety, substancje te wykazują brak swoistości i  działanie kompetencyjne w  stosunku do enzymów cytochromu P450 3A4 (CYP3A4). Dochodzi przez to do osłabienia metabolizmu wszystkich znajdujących się w ustroju ksenobiotyków, a także zaburzenia profilu farmakokinetycznego podawanych cytostatyków.

W  związku z  niepowodzeniem terapii prowadzonej z  udziałem chemouczulaczy dwóch pierwszych grup, opracowana została trzecia generacja tych leków. Charakteryzuje je duże powinowactwo do P-gp, wykluczające ryzyko związania z innymi transporterami oraz zaburzania ich czynności. Ponadto, podawane już w małych ilościach wiążą się z docelowym białkiem w sposób niekompetencyjny, wymuszając konformacyjną zmianę cząsteczki transportera, przez co hamują jego aktywność i wyrzut molekuł cytostatyku na zewnątrz komórki nowotworowej [8]. Do tej właśnie, najbardziej obiecującej grupy inhibitorów, zaliczane są substancje, takie jak tariquidar, birikodar, annamycyna, mitotan oraz laniquidar [52].

Opracowano także modulatory pozostałych białek transportowych, warunkujących występowanie zjawiska MDR. Aktywność białek rodziny MRP hamuje MS209 – fumaran dofequidaru [72], a MRP1, wykazujące aktywność pompy GS-X, sulfoksymina butioniny – BSO (buthionine sulfoximine), która bezpośrednio blokuje tworzenie koniugatów glutationowych przez GST [8]. W przypadku oporności wielolekowej wynikającej z czynności krypt komórkowych oraz LRP, stosowana jest pochodna pirydynowa – PAK-104P [8]. Inhibicję BCRP umożliwiają elakridar, tariquidar, birikodar, czyli inhibitory wspólne z P-gp [76], a także fumitremorgina C (FTC) oraz flawonoidy pochodzące z pożywienia – biochanina A i chryzyna [63]. Inną metodą znoszenia MDR związanej z aktywnością pomp błonowych jest zastosowanie przeciwciał przeciwko cząsteczkom danego transportera [8], a  także drobnocząsteczkowych inhibitorów kinaz – sunitynibu czy apatynibu. Mają one zdolność hamowania białek transportowych z  rodziny ABC przez blokowanie ich miejsc aktywnych, odpowiedzialnych za hydrolizę ATP i dostarczenie energii niezbędnej do przeprowadzenia wyrzutu cząsteczek substratu poza komórkę [17].

MDR wynikać może także z zaburzeń regulacji apoptotycznej śmierci komórki, do której prowadzi większość ze stosowanych cytostatyków. Nasilenie tego procesu może zostać wywołane podaniem inhibitorów proteasomów, struktur odpowiedzialnych za degradację czynników transkrypcyjnych oraz cyklin. Substancje o takim działaniu, np. bortezomib – dipeptyd borowy, pobudzają ścieżkę sygnałową apoptozy [8].

Podsumowanie

Oporność komórek nowotworowych na chemioterapię jest jedną z przyczyn nieskuteczności obecnie stosowanych farmakoterapii.

Komórki nowotworowe mają zdolność modyfikacji aktywności licznych białek, uczestniczących w procesach transportu, metabolizmu ksenobiotyków, naprawy DNA czy też zaangażowanych w  przebieg apoptozy [56]. Zmiany ich ekspresji są następnie utrwalane ewolucyjnie, dzięki czemu problem MDR systematycznie zyskuje na powszechności. Dodatkowym utrudnieniem w walce z MDR jest jednoczesne występowanie w komórkach danego nowotworu kilku odpowiedzialnych za nią mechanizmów [8].

Mimo różnorodności potencjalnych metod przeciwdziałania głównym mechanizmom MDR, do tej pory nie powiodły się próby ograniczenia skali tego zjawiska do stopnia umożliwiającego prowadzenie skutecznej terapii systemowej chorób nowotworowych. Dlatego niezbędne są dalsze badania nad metodami inhibicji białek warunkujących MDR nowotworów bądź też nowymi metodami chemioterapii.

Przypisy

• 1. Aller S.G., Yu J., Ward A., Weng Y., Chittaboina S., Zhuo R., HarrellP.M., Trinh Y.T., Zhang Q., Urbatsch I.L.,Chang G.: Structure of P-glycoproteinreveals a molecular basis for poly-specific drug binding. Science,2009; 323: 1718-1722
  Google Scholar
• 2. Anderson J.M., Heindl L.M., Bauman P.A., Ludi C.W., DaltonW.S.,Cress A.E.: Cytokeratin expression results in a drug-resistantphenotype to six different chemotherapeutic agents. Clin. CancerRes., 1996; 2: 97-105
  Google Scholar
• 3. Asano T., Nakamura K., Fujii H., Horichi N., Ohmori T., Hasegawa K.,Isoe T., Adachi M., Otake N.,Fukunaga Y.: Altered expression of topoisomeraseIIα contributes to cross-resistant to etoposide K562/MX2 cellline by aberrant methylation. Br. J. Cancer, 2005; 92: 1486-1492
  Google Scholar
• 4. Ban N., Takahashi Y., Takayama T., Kura T., Katahira T., Sakamaki S.,Niitsu Y.: Transfection of glutathione S-transferase (GST)-pi antisensecomplementary DNA increases the sensitivity of a colon cancer cellline to adriamycin, cisplatin, melphalan, and etoposide. Cancer Res.,1996; 56: 3577-3582
  Google Scholar
• 5. Bauman P.A., Dalton W.S., Anderson J.M.,Cress A.E.: Expression ofcytokeratin confers multiple drug resistance. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,1994; 91: 5311-5314
  Google Scholar
• 6. Beck W.T., Morgan S.E., Mo Y.Y., Bhat U.G.: Tumor cell resistanceto DNA topoisomerase II inhibitors: new developments. Drug Resist.Updat., 1999; 2: 382-389
  Google Scholar
• 7. Bhargavi R., Vishwakarma S., Murty U.S.: Modeling analysis of GST(glutathione-S-transferases) from Wuchereria bancrofti and Brugiamalayi. Bioinformation, 2005; 1: 25-27
  Google Scholar
• 8. Borowski E., Bontemps-Gracz M.M., Piwkowska A.: Strategies forovercoming ABC-transporters-mediated multidrug resistance (MDR)of tumor cells. Acta Biochim. Pol., 2005; 52: 609-627
  Google Scholar
• 9. Borst P., Evers R., Kool M., Wijnholds J.: A family of drug transporters:the multidrug resistance-associated proteins. J. Natl. Cancer Inst.,2000; 92: 1295-1302
  Google Scholar
• 10. Bouhamyia L., Chantot-Bastaraud S., Zaidi S., Roynard P., Prengel C.,Bernaudin J.F., Fleury-Feith J.: Immunolocalization and cell expressionof lung resistance-related protein (LRP) in normal and tumoral humanrespiratory cells. J. Histochem. Cytochem., 2007; 55: 773-782
  Google Scholar
• 11. Bredel M.: Anticancer drug resistance in primary human brain tumors.Brain Res. Brain Res. Rev., 2001; 35: 161-204
  Google Scholar
• 12. Caulin C., Salvesen G.S.,Oshima R.G.: Caspase cleavage of keratin 18 and reorganization of intermediate filaments during epithelial cellapoptosis. J. Cell Biol., 1997; 138: 1379-1394
  Google Scholar
• 13. Chen Z.S., Tiwari A.K.: Multidrug resistance proteins (MRPs/ABCCs)in cancer chemotherapy and genetic diseases. FEBS J., 2011; 278: 3226-3245
  Google Scholar
• 14. Chun J.H., Kim H.K., Kim E., Kim I.H., Kim J.H., Chang H.J., ChoiI.J., Lim H.S., Kim I.J., Kang H.C., Park J.H., Bae J.M., Park J.G.: Increasedexpression of metallothionein is associated with irinotecan resistancein gastric cancer. Cancer Res., 2004; 64: 4703-4706
  Google Scholar
• 15. Clifford S.C., Neal D.E.,Lunec J.: Alterations in expression of the multidrugresistance-associated protein (MRP) gene in high-grade transitionalcell carcinoma of the bladder. Br. J. Cancer, 1996; 73: 659-666
  Google Scholar
• 16. Cress A.E., Dalton W.S.: Multiple drug resistance and intermediatefilaments. Cancer Metastasis Rev., 1996; 15: 499-506
  Google Scholar
• 17. Dai C.L., Tiwari A.K., Wu C.P., Su X.D., Wang S.R., Liu D.G., AshbyC.R.Jr., Huang Y., Robey R.W., Liang Y.J., Chen L.M., Shi C.J., AmbudkarS.V., Chen Z.S., Fu L.W.: Lapatinib (Tykerb, GW572016) reverses multidrugresistance in cancer cells by inhibiting the activity of ATP-bindingcassette subfamily B member 1 and G member 2. Cancer Res.,2008; 68: 7905-7914 18 Dalton W.S., Scheper R.J.: Lung resistance-related protein: determiningits role in multidrug resistance. J. Natl. Cancer Inst., 1999; 91:1604-1605
  Google Scholar
• 18. in cisplatin-sensitive and – resistant human ovarian adenocarcinomacells and its association with drug sensitivity. Cancer Res.,1995; 55: 5203-5206
  Google Scholar
• 19. Davis S.R., Cousins R.J.: Metallothionein expression in animals:a physiological perspective on function. J. Nutr., 2000; 130: 1085-1088
  Google Scholar
• 20. Demant E.J., Sehested M., Jensen P.B.: A model for computer simulationof P-glycoprotein and transmembrane delta pH-mediatedanthracycline transport in multidrug-resistant tumor cells. Biochim.Biophys. Acta, 1990; 1055: 117-125
  Google Scholar
• 21. Depeille P., Cuq P., Mary S., Passagne I., Evrard A., Cupissol D.,VianL.: Glutathione S-transferase M1 and multidrug resistance protein 1act in synergy to protect melanoma cells from vincristine effects. Mol.Pharmacol., 2004; 65: 897-905
  Google Scholar
• 22. Depeille P., Cuq P., Passagne I., Evrard A.,Vian L.: Combined effectsof GSTP1 and MRP1 in melanoma drug resistance. Br. J. Cancer, 2005;93: 216-223
  Google Scholar
• 23. Dusinska M., Staruchova M., Horska A., Smolkova B., Collins A., BonassiS.,Volkovova K.: Are glutathione S transferases involved in DNAdamage signalling? Interactions with DNA damage and repair revealedfrom molecular epidemiology studies. Mutat. Res., 2012; 736: 130-137
  Google Scholar
• 24. Eilers M., Roy U., Mondal D.: MRP (ABCC) transporters-mediatedefflux of anti-HIV drugs, saquinavir and zidovudine, from human endothelialcells. Exp. Biol. Med., 2008; 233: 1149-1160
  Google Scholar
• 25. Ferte J.: Analysis of the tangled relationships between P-glycoprotein-mediatedmultidrug resistance and the lipid phase of the cellmembrane. Eur. J. Biochem., 2000; 267: 277-294
  Google Scholar
• 26. Filipits M., Drach J., Pohl G., Schuster J., Stranzl T., Ackermann J.,Konigsberg R., Kaufmann H., Gisslinger H., Huber H., Ludwig H., PirkerR.: Expression of the lung resistance protein predicts poor outcome inpatients with multiple myeloma. Clin. Cancer Res., 1999; 5: 2426-2430
  Google Scholar
• 27. Ford J. M., Hait W.N.: Pharmacology of drugs that alter multidrugresistance in cancer. Pharmacol. Rev., 1990; 42: 155-199
  Google Scholar
• 28. Fortune J.M.,Osheroff N.: Topoisomerase II as a target for anticancerdrugs: when enzymes stop being nice. Prog. Nucleic Acid Res. Mol.Biol., 2000; 64: 221-253
  Google Scholar
• 29. Goldstein L.J., Galski H., Fojo A., Willingham M., Lai S.L., Gazdar A.,Pirker R., Green A., Crist W., Brodeur G.M.: Expression of a multidrugresistance gene in human cancers. J. Natl. Cancer Inst., 1989; 81: 116-124
  Google Scholar
• 30. Hall M.D., Handley M.D., Gottesman M.M.: Is resistance useless?Multidrug resistance and collateral sensitivity. Trends Pharmacol. Sci.,2009; 30: 546-556
  Google Scholar
• 31. Hasegawa S., Abe T., Naito S., Kotoh S., Kumazawa J., Hipfner D.R.,Deeley R.G., Cole S.P., Kuwano M.: Expression of multidrug resistance-associated protein (MRP), MDR1 and DNA topoisomerase II in human multidrug-resistantbladder cancer cell lines. Br. J. Cancer, 1995; 71: 907-913
  Google Scholar
• 32. Hayes J.D., Flanagan J.U., Jowsey I.R.: Glutathione transferases.Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol., 2005; 45: 51-88
  Google Scholar
• 33. Hochhauser D., Kotecha M., O’Hare C., Morris P.J., Hartley J.M., TaherbhaiZ., Harris D., Forni C., Mantovani R., Lee M., Hartley J.A.: Modulationof topoisomerase IIα expression by a DNA sequence-specificpolyamide. Mol. Cancer Ther., 2007; 6: 346-354
  Google Scholar
• 34. Hoffmann U., Kroemer H.K.: The ABC transporters MDR1 and MRP2:multiple functions in disposition of xenobiotics and drug resistance.Drug Metab. Rev., 2004; 36: 669-701
  Google Scholar
• 35. Hollt V., Kouba M., Dietel M., Vogt G.:Stereoisomers of calcium antagonistswhich differ markedly in their potencies as calcium blockersare equally effective in modulating drug transport by P-glycoprotein.Biochem. Pharmacol., 1992; 43: 2601-2608
  Google Scholar
• 36. Islam T., Berhane K., McConnell R., Gauderman W.J., Avol E., PetersJ.M., Gilliland F.D.: Glutathione-S-transferase (GST) P1, GSTM1, exercise,ozone and asthma incidence in school children. Thorax, 2009; 64: 197-202
  Google Scholar
• 37. Jedlitschky G., Keppler D.: Transport of leukotriene C4 and structurallyrelated conjugates. Vitam. Horm., 2002; 64: 153-184
  Google Scholar
• 38. Jones P.M., George A.M.: Mechanism of ABC transporters: a moleculardynamics simulation of a well characterized nucleotide-bindingsubunit. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 12639-12644
  Google Scholar
• 39. Juliano R.L., Ling V.: A surface glycoprotein modulating drug permeabilityin Chinese hamster ovary cell mutants. Biochim. Biophys.Acta, 1976; 455: 152-162
  Google Scholar
• 40. Kanaji N., Bandoh S., Fujita J., Ishii T., Ishida T.,Kubo A.: Compensationof type I and type II cytokeratin pools in lung cancer. Lung Cancer,2007; 55: 295-302
  Google Scholar
• 41. Kellen J.A.: The reversal of multidrug resistance: an update. J. Exp.Ther. Oncol., 2003; 3: 5-13
  Google Scholar
• 42. Kizek R., Adam V., Hrabeta J., Eckschlager T., Smutny S., Burda J.V.,Frei E., Stiborova M.: Anthracyclines and ellipticines as DNA-damaginganticancer drugs: recent advances. Pharmacol. Ther., 2012; 133: 26-39
  Google Scholar
• 43. Krishnakumar S., Mallikarjuna K., Desai N., Muthialu A., VenkatesanN., Sundaram A., Khetan V., Shanmugam M.P.: Multidrug resistantproteins: P-glycoprotein and lung resistance protein expression in retinoblastoma.Br. J. Ophthalmol., 2004; 88: 1521-1526
  Google Scholar
• 44. Ku N.O., Omary M.B.: Effect of mutation and phosphorylation oftype I keratins on their caspase-mediated degradation. J. Biol. Chem.,2001; 276: 26792-26798
  Google Scholar
• 45. Kuo M.T.: Redox regulation of multidrug resistance in cancer chemotherapy:molecular mechanisms and therapeutic opportunities.Antioxid. Redox. Signal., 2009; 11: 99-133
  Google Scholar
• 46. Lampidis T.J., Krishan A., Planas L., Tapiero H.: Reversal of intrinsicresistance to adriamycin in normal cells by verapamil. Cancer DrugDeliv., 1986; 3: 251-259
  Google Scholar
• 47. Lau A.T.,Chiu J.F.: The possible role of cytokeratin 8 in cadmium-inducedadaptation and carcinogenesis. Cancer Res., 2007; 67: 2107-2113
  Google Scholar
• 48. Lehne G.: P-glycoprotein as a drug target in the treatment of multidrugresistant cancer. Curr. Drug Targets, 2000; 1:85-99
  Google Scholar
• 49. Leonard G.D., Fojo T., Bates S.E.: The role of ABC transporters inclinical practice. Oncologist, 2003; 8: 411-424
  Google Scholar
• 50. Leslie E.M., Deeley R.G., Cole S.P.: Multidrug resistance proteins: roleof P-glycoprotein, MRP1, MRP2, and BCRP (ABCG2) in tissue defense.Toxicol. Appl. Pharmacol., 2005; 204: 216-237
  Google Scholar
• 51. Ling V.: Multidrug resistance: molecular mechanisms and clinicalrelevance. Cancer Chemother. Pharmacol., 1997; 40, Suppl: S3-S8
  Google Scholar
• 52. Liscovitch M., Lavie Y.: Cancer multidrug resistance: a review ofrecent drug discovery research. Drugs, 2002; 5: 349-355
  Google Scholar
• 53. Litman T., Druley T.E., Stein W.D., Bates S.E.: From MDR to MXR:new understanding of multidrug resistance systems, their propertiesand clinical significance. Cell. Mol. Life Sci., 2001; 58: 931-959
  Google Scholar
• 54. Liu F., Chen Z., Wang J., Shao X., Cui Z., Yang C., Zhu Z., XiongD.: Overexpression of cell surface cytokeratin 8 in multidrug-resistantMCF-7/MX cells enhances cell adhesion to the extracellular matrix.Neoplasia, 2008; 10: 1275-1284
  Google Scholar
• 55. Locher K.P.: Review. Structure and mechanism of ATP-bindingcassette transporters. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci., 2009; 364:239-245
  Google Scholar
• 56. Luqmani Y.A.: Mechanisms of drug resistance in cancer chemotherapy.Med. Princ. Pract., 2005; 14, Suppl. 1: 35-48
  Google Scholar
• 57. Meyer K.N., Kjeldsen E., Straub T., Knudsen B.R., Hickson I.D., KikuchiA., Kreipe H., Boege F.: Cell cycle-coupled relocation of types I andII topoisomerases and modulation of catalytic enzyme activities. J. CellBiol., 1997; 136: 775-788
  Google Scholar
• 58. Mitra P., Audus K.L.: MRP isoforms and BCRP mediate sulfate conjugateefflux out of BeWo cells. Int. J. Pharm., 2010; 384: 15-23
  Google Scholar
• 59. Mitropoulos D., Kyroudi-Voulgari A., Theocharis S., Serafetinides E.,Moraitis E., Zervas A., Kittas C.: Prognostic significance of metallothioneinexpression in renal cell carcinoma. World J. Surg. Oncol., 2005; 3: 5
  Google Scholar
• 60. Monge M., Vilaseca M., Soto-Cerrato V., Montaner B., Giralt E.,Perez-Tomas R.: Proteomic analysis of prodigiosin-induced apoptosisin a breast cancer mitoxantrone-resistant (MCF-7 MR) cell line. InvestNew Drugs., 2007; 25: 21-29
  Google Scholar
• 61. Morrow C.S., Smitherman P.K., Diah S.K., Schneider E., TownsendA.J.: Coordinated action of glutathione S-transferases (GSTs) and multidrugresistance protein 1 (MRP1) in antineoplastic drug detoxification.Mechanism of GST A1-1 – and MRP1-associated resistance tochlorambucil in MCF7 breast carcinoma cells. J. Biol. Chem., 1998; 273:20114-20120
  Google Scholar
• 62. Mossink M.H., van Zon A., Scheper R.J., Sonneveld P., Wiemer E.A.:Vaults: a ribonucleoprotein particle involved in drug resistance? Oncogene,2003; 22: 7458-7467
  Google Scholar
• 63. Ni Z., Bikadi Z., Rosenberg M.F., Mao Q.: Structure and function ofthe human breast cancer resistance protein (BCRP/ABCG2). Curr. DrugMetab., 2010; 11: 603-617
  Google Scholar
• 64. Nitiss J.L.: Targeting DNA topoisomerase II in cancer chemotherapy.Nat. Rev. Cancer, 2009; 9: 338-350
  Google Scholar
• 65. Omary M.B., Ku N.O., Strnad P., Hanada S.: Toward unraveling thecomplexity of simple epithelial keratins in human disease. J. Clin. Invest.,2009; 119: 1794-1805
  Google Scholar
• 66. Oshima R.G.: Apoptosis and keratin intermediate filaments. CellDeath Differ., 2002; 9: 486-492
  Google Scholar
• 67. Pajeva I.K., Wiese M.: Structure-activity relationships of tariquidaranalogs as multidrug resistance modulators. AAPS J., 2009; 11: 435-444
  Google Scholar
• 68. Parekh H.K., Simpkins H.: The differential expression of cytokeratin
  Google Scholar
• 69. Pasello M., Michelacci F., Scionti I., Hattinger C.M., Zuntini M.,Caccuri A.M., Scotlandi K., Picci P., Serra M.: Overcoming glutathioneS-transferase P1-related cisplatin resistance in osteosarcoma. CancerRes., 2008; 68: 6661-6668
  Google Scholar
• 70. Paumi C.M., Chuk M., Snider J., Stagljar I., Michaelis S.: ABC transportersin Saccharomyces cerevisiae and their interactors: new technologyadvances the biology of the ABCC (MRP) subfamily. Microbiol.Mol. Biol. Rev., 2009; 73: 577-593
  Google Scholar
• 71. Peaston A.E., Gardaneh M., Franco A.V., Hocker J.E., Murphy K.M.,Farnsworth M.L., Catchpoole D.R., Haber M., Norris M.D., Lock R.B., MarshallG.M.: MRP1 gene expression level regulates the death and differentiationresponse of neuroblastoma cells. Br. J. Cancer, 2001; 85: 1564-1571
  Google Scholar
• 72. Perez-Tomas R.: Multidrug resistance: retrospect and prospectsin anti-cancer drug treatment. Curr. Med. Chem., 2006; 13: 1859-1876
  Google Scholar
• 73. Podolski-Renic A., Jadranin M., Stankovic T., Bankovic J., StojkovicS., Chiourea M., Aljancic I., Vajs V., Tesevic V., Ruzdijic S., Gagos S., TanicN., Pesic M.: Molecular and cytogenetic changes in multi-drug resistantcancer cells and their influence on new compounds testing. CancerChemother. Pharmacol., 2013; 72: 683-697
  Google Scholar
• 74. Raguz S., Yague E.: Resistance to chemotherapy: new treatmentsand novel insights into an old problem. Br. J. Cancer, 2008; 99: 387-391
  Google Scholar
• 75. Raidl M., Berger W., Schulte-Hermann R., Kandioler-EckersbergerD., Kappel S., Wrba F., Micksche M., Grasl-Kraupp B.: Expression of thelung resistance-related protein in human and rat hepatocarcinogenesis.Am. J. Physiol Gastrointest. Liver Physiol., 2002; 283: G1117-G1124
  Google Scholar
• 76. Robey R.W., Massey P.R., Amiri-Kordestani L., Bates S.E.: ABC transporters:unvalidated therapeutic targets in cancer and the CNS. AnticancerAgents Med. Chem., 2010; 10: 625-633
  Google Scholar
• 77. Ross D.D.: Modulation of drug resistance transporters as a strategyfor treating myelodysplastic syndrome. Best Pract. Res. Clin. Haematol.,2004; 17: 641-651
  Google Scholar
• 78. Ruwali M., Singh M., Pant M.C., Parmar D.: Polymorphism in glutathioneS-transferases: susceptibility and treatment outcome for headand neck cancer. Xenobiotica, 2011; 41: 1122-1130
  Google Scholar
• 79. Sakoda L.C., Blackston C.R., Xue K., Doherty J.A., Ray R.M., Lin M.G.,Stalsberg H., Gao D.L., Feng Z., Thomas D.B., Chen C.: Glutathione S–transferase M1 and P1 polymorphisms and risk of breast cancer andfibrocystic breast conditions in Chinese women. Breast Cancer Res.Treat., 2008; 109: 143-155
  Google Scholar
• 80. Sankatsing S.U., Beijnen J.H., Schinkel A.H., Lange J.M., Prins J.M.:P glycoprotein in human immunodeficiency virus type 1 infection andtherapy. Antimicrob. Agents Chemother., 2004; 48: 1073-1081
  Google Scholar
• 81. Satoh M., Cherian M.G., Imura N., Shimizu H.: Modulation of resistanceto anticancer drugs by inhibition of metallothionein synthesis.Cancer Res., 1994; 54: 5255-5257
  Google Scholar
• 82. Scheffer G.L., Wijngaard P.L., Flens M.J., Izquierdo M.A., Slovak M.L.,Pinedo H.M., Meijer C.J., Clevers H.C., Scheper R.J.: The drug resistance-relatedprotein LRP is the human major vault protein. Nat. Med.,1995; 1: 578-582
  Google Scholar
• 83. Schneider E., Horton J.K., Yang C.H., Nakagawa M., Cowan K.H.: Multidrugresistance-associated protein gene overexpression and reduceddrug sensitivity of topoisomerase II in a human breast carcinoma MCF7cell line selected for etoposide resistance. Cancer Res., 1994; 54: 152-158
  Google Scholar
• 84. Schoeffler A.J., Berger J.M.: Recent advances in understanding structure-functionrelationships in the type II topoisomerase mechanism.Biochem. Soc. Trans., 2005; 33: 1465-1470
  Google Scholar
• 85. Shen F., Chu S., Bence A.K., Bailey B., Xue X., Erickson P.A., MontroseM.H., Beck W.T., Erickson L.C.: Quantitation of doxorubicin uptake,efflux, and modulation of multidrug resistance (MDR) in MDR humancancer cells. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2008; 324: 95-102
  Google Scholar
• 86. Simon S.M., Schindler M.: Cell biological mechanisms of multidrugresistance in tumors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994; 91: 3497-3504
  Google Scholar
• 87. Singh A., Wu H., Zhang P., Happel C., Ma J.,Biswal S.: Expressionof ABCG2 (BCRP) is regulated by Nrf2 in cancer cells that confers sidepopulation and chemoresistance phenotype. Mol. Cancer Ther., 2010;9: 2365-2376
  Google Scholar
• 88. Skarda J., Hajduch M., Kolek V.: Drug resistance in lung cancer.Cancer Ther., 2008; 6: 377-388
  Google Scholar
• 89. Stavrovskaya A.A.: Cellular mechanisms of multidrug resistance oftumor cells. Biochemistry (Mosc.), 2000; 65: 95-106
  Google Scholar
• 90. Stavrovskaya A.A., Stromskaya T.P.: Transport proteins of the ABCfamily and multidrug resistance of tumor cells. Biochemistry (Mosc.),2008; 73: 592-604
  Google Scholar
• 91. Stefkova J., Poledne R., Hubacek J.A.: ATP-binding cassette (ABC)transporters in human metabolism and diseases. Physiol Res., 2004;53: 235-243
  Google Scholar
• 92. Takahashi K., Shibata T., Oba T., Ishikawa T., Yoshikawa M., TatsunamiR., Takahashi K., Tampo Y.: Multidrug-resistance-associated proteinplays a protective role in menadione-induced oxidative stress inendothelial cells. Life Sci., 2009; 84: 211-217
  Google Scholar
• 93. Tew K.D.: Glutathione-associated enzymes in anticancer drug resistance.Cancer Res., 1994; 54: 4313-4320
  Google Scholar
• 94. Thirumoorthy N., Shyam S.A., Manisenthil K.K., Senthil K.M., GaneshG., Chatterjee M.: A review of metallothionein isoforms and theirrole in pathophysiology. World J. Surg. Oncol., 2011; 20; 9:54
  Google Scholar
• 95. Turner J.G., Gump J.L., Zhang C., Cook J.M., Marchion D., HazlehurstL., Munster P., Schell M.J., Dalton W.S., Sullivan D.M.: ABCG2 expression,function, and promoter methylation in human multiple myeloma. Blood,2006; 108: 3881-3889
  Google Scholar
• 96. Ullah M.F.: Cancer multidrug resistance (MDR): a major impedimentto effective chemotherapy. Asian Pac. J. Cancer Prev., 2008; 9: 1-6
  Google Scholar
• 97. Vasak M.: Advances in metallothionein structure and functions. J.Trace Elem. Med. Biol., 2005; 19: 13-17
  Google Scholar
• 98. Vasiliou V., Vasiliou K., Nebert D.W.: Human ATP-binding cassette(ABC) transporter family. Hum. Genomics, 2009; 3: 281-290
  Google Scholar
• 99. Vilaboa N.E., Galan A., Troyano A., de Blas E., Aller P.: Regulationof multidrug resistance 1 (MDR1)/P-glycoprotein gene expression andactivity by heat-shock transcription factor 1 (HSF1). J. Biol. Chem., 2000;275: 24970-24976
  Google Scholar
• 100. Volm M., Kastel M., Mattern J., Efferth T.: Expression of resistancefactors (P-glycoprotein, glutathione S-transferase-pi, and topoisomeraseII) and their interrelationship to proto-oncogene products in renalcell carcinomas. Cancer, 1993; 71: 3981-3987
  Google Scholar
• 101. Weinlich G., Eisendle K., Hassler E., Baltaci M., Fritsch P.O., ZelgerB.: Metallothionein – overexpression as a highly significant prognosticfactor in melanoma: a prospective study on 1270 patients. Br. J. Cancer,2006; 94: 835-841
  Google Scholar
• 102. Weng Y.R., Cui Y., Fang J.Y.: Biological functions of cytokeratin 18in cancer. Mol. Cancer Res., 2012; 10: 485-493
  Google Scholar
• 103. Wilstermann A.M., Osheroff N.: Base excision repair intermediatesas topoisomerase II poisons. J. Biol. Chem., 2001; 276: 46290-46296
  Google Scholar
• 104. Wyler B., Shao Y., Schneider E., Cianfriglia M., Scheper R.J., FreyB.M., Gieseler F., Schmid L., Twentyman P.R., Lehnert M.: Intermittentexposure to doxorubicin in vitro selects for multifactorial non-P-glycoprotein-associatedmultidrug resistance in RPMI 8226 human myelomacells. Br. J. Haematol., 1997; 97: 65-75
  Google Scholar
• 105. Yan S., Shun-Chang J., Li C., Jie L., Ya-Li L., Ling-Xiong W.: TopoisomeraseII alpha expression and the benefit of adjuvant chemotherapyfor postoperative patients with non-small cell lung cancer. BMCCancer, 2010; 10: 621
  Google Scholar
• 106. Yang K., Wu J., Li X.: Recent advances in the research of P-glycoproteininhibitors. Biosci. Trends, 2008; 2: 137-146
  Google Scholar
• 107. Zhan M., Yu D., Liu J., Glazer R.I., Hannay J., Pollock R.E.: Transcriptionalrepression of protein kinase Cα via Sp1 by wild type p53 isinvolved in inhibition of multidrug resistance 1 P-glycoprotein phosphorylation.J. Biol. Chem., 2005; 280: 4825-4833
  Google Scholar

Pełna treść artykułu