Abstrakt

Wrodzona odporność nieswoista jest pierwszą linią obrony w zakażeniach wirusowych. Receptory Toll-podobne (TLR) oraz RIG-I-podobne (RLR) są dwoma głównymi rodzinami receptorów wykrywającymi wirusowy kwas nukleinowy. Dotychczas scharakteryzowano trzech członków rodziny RLR: RIG-I, MDA5 i LGP2. RLR są rodziną cytoplazmatycznych helikaz, które rozpoznają wewnątrzkomórkowy jednoniciowy oraz dwuniciowy RNA wprowadzony do cytosolu podczas infekcji i replikacji wirusa. W pracy przedstawiono mechanizmy rozpoznawania wirusów przez receptory RIG-I-podobne oraz szlaki przekazywania sygnału w celu aktywacji syntezy interferonów i cytokin prozapalnych.

Wstęp

Układ odpornościowy człowieka każdego dnia chroni organizm przed atakiem drobnoustrojów. Po pokonaniu przez patogeny naturalnych barier ochronnych, natychmiastową odpowiedź organizmu zapewnia odporność wrodzona. Mechanizmy odporności wrodzonej związane z aktywnością chemokin i cytokin, głównie interferonu (IFN) typu I, wrodzoną cytokinozależną opornością nieswoistą komórek oraz syntezą czynników ograniczających replikację wirusów i indukujących mechanizmy odpowiedzi nabytej, tworzą podstawową linię obrony organizmu w zakażeniach wirusowych [84,101]. Do IFN typu I należą IFN-α, IFN-β, IFN-ω, IFN-ĸ i IFN-τ. Aktywacja genów IFN następuje po rozpoznaniu RNA oraz przekazaniu sygnału do jądra komórki za pośrednictwem czynników transkrypcyjnych, takich jak czynnik 3 regulujący IFN (IRF-3), IRF-7, jądrowy czynnik transkrypcyjny kappa B (NF-ĸB) i czynnik transkrypcyjny c-Jun/ATF-2 [55]. IRF-3 jest niezbędnym elementem aktywacji genów IFN [104]. Fosforylacja reszty serynowej IRF-3 odbywa się z udzia- łem kompleksu kinaz IĸB – TBK1, kinazy 1 wiążącej TANK (TANK-binding kinase 1) i kinazy IKKε/IKKi (IκB kinase) [61,81,104]. Aktywowany IRF-3 jest transportowany do jądra komórkowego, w którym indukuje transkrypcję genu kodującego IFN-ß [103]. Stymulacja genów kodujących IFN-α następuje natomiast w wyniku fosforylacji czynnika IRF-7 [81].

Odporność wrodzona ma charakter nieswoisty i stanowi pierwszą linię obrony organizmu przeciw patogenom wirusowym. Uczestniczą w niej m.in. makrofagi, komórki tuczne, komórki NK, NKT i komórki dendrytyczne, które selektywnie rozpoznają antygeny patogenów za pośrednictwem receptorów rozpoznających wzorce (PRR – pattern recognition receptors). Elementem docelowym PRR są głównie białka wirusowe, jednak to kwasy nukleinowe są aktywatorami ich ekspresji. Komórki układu immunologicznego wykorzystują PRR do identyfikacji patogenów za pośrednictwem molekularnych wzorców związanych z patogenami (PAMP – pathogen-associated molecular patterns), zwanymi szerzej molekularnymi wzorcami związanymi z  mikroorganizmami (MAMP – microbial associated molecular patterns).

Dotąd zidentyfikowano pięć rodzin receptorów PRR: 1) receptory Toll-podobne (TLR – Toll-like receptors) odróżniające różnego rodzaju struktury patogenów np. bakteryjny peptydoglikan (PGN), lipopolisacharyd (LPS), zymosan grzybów, hemozoinę pierwotniaków, a także wirusowe dsRNA i ssRNA [41], 2) RIG-I-podobne (RLR – RIG- -I-like receptors) identyfikujące wirusowy dsRNA i ssRNA oraz syntetyczny analog dsRNA – poly(I:C) (kwas poliryboinozylowo:polirybocytydylowy) [39,102], 3) receptory NOD-podobne (NLR – NOD-like receptors, nucleotide oligomerization domain-like receptors), rozróżniające struktury bakteryjne np. flagellinę, muramylodipeptyd (MDP) i dsRNA wirusów [21,37], 4) receptory lektynopodobne typu C (CRL – C-type lectin-like receptors) wiążące cukry wchodzące w skład ściany komórkowej bakterii, grzybów oraz wirusów, takie jak β-glukan, fukoza i mannoza [66], a także 5) receptory AIM-2-podobne (ARL – AIM-2-like receptors) rozpoznające bakteryjny oraz wirusowy dsRNA [91]. Zidentyfikowano ponadto receptor DAI, aktywator czynników regulatorowych IFN zależny od DNA (DNA-dependent activator of IFN-regulatory factors), zwany również DLM-1/ZBP1 (Z-DNA binding protein 1). Receptor DAI jest zaangażowany w indukcję od powiedzi odpornościowej przez aktywację IRF-3 i NF-κB, w następstwie związania wolnego cytosolowego dsDNA bakterii i wirusów [90].

Rozpoznanie zakażenia wirusowego następuje za po- średnictwem dwóch typów receptorów – Toll-podobnych i  RIG-I-podobnych. Receptory powierzchniowe TLR4 i TLR2, tworzące heterodimery z TLR1 lub TLR6, uczestniczą w identyfikacji glikoprotein osłonki i bia- łek fuzyjnych wirusów. Wewnątrzkomórkowe receptory TLR3 i TLR7-TLR9 wykrywają kwas nukleinowy wirusa znajdujący się w endosomach, natomiast helikazy RIG- -I-podobne, takie jak RIG-I i MDA5 warunkują rozpoznanie wirusowego RNA, obecnego w cytoplazmie komórki na etapie infekcji oraz replikacji patogenu [40]. RLR po związaniu odpowiedniego liganda uruchamiają złożony i wieloetapowy szlak sygnałowy prowadzący do aktywacji odpowiedzi odpornościowej. Główną rolę w tym procesie odgrywają białka FADD oraz TRAF3, które przesyłają sygnał wzbudzający odpowiedź przeciwwirusową związaną z syntezą IFN typu I, IFN typu III lub uwolnieniem cytokin prozapalnych (np. IL-6, MCP-1, TNF-α). Czynniki te hamują replikację wirusa, a także aktywują komórki prezentujące antygen do pobudzenia limfocytów Th i uruchomienia mechanizmów odporności swoistej. Interferon indukuje ekspresję enzymów degradujących wirusowy RNA (RNaza L) oraz hamujących syntezę białek wirusowych (kinaza białkowa R) [24], pobudza także ekspresję receptorów RIG-I-podobnych.

Rozpoznanie wirusów RNA przez receptory RIG-I-podobne

RLR (RIG-I-like receptors), nazywane również helikazami RIG-I-podobnymi (RLH – RIG-I-like helicases), to rodzina wewnątrzkomórkowych receptorów rozpoznających wirusowy kwas rybonukleinowy obecny w cytoplazmie zakażonej komórki. RLR należą do nadrodziny 2 (SF2 – superfamily 2) helikaz/ATP-az zaangażowanych w proces replikacji, rekombinacji, naprawy, a także ekspresji DNA i RNA [25,26]. Dotychczas opisano trzech członków rodziny RLR: RIG-I (retinoic acid-inducible gene-I), MDA5 (melanoma differentation-associated gene 5) i LGP2 (laboratory of genetics and physiology 2) [102]. Gen DDX58 kodujący RIG-I zidentyfikował Sun w 1997 r., jako gen ulegający ekspresji w ostrej białaczce promielocytowej po terapii kwasem retinolowym [5]. Jego udział w indukcji odpowiedzi przeciwwirusowej odkryli Yoneyama i wsp. przeszukując bibliotekę cDNA pod kątem czynnika aktywującego ekspresję IFN-β w odpowiedzi na transfekcję komórek poly(I:C) [102]. Gen MDA5 został odkryty w 2002 r. metodą hybrydyzacji odejmowanej (subtraction hybrydyzation), jako gen ulegający wzbudzeniu podczas różnicowania, regresji nowotworu oraz apoptozy [36]. Wykryto, że MDA5, zwany również Helicard, IFIH1 (interferon induced with helicase C domain 1) lub RH116 (RNA helicase 116), uczestniczy we wzbudzaniu ekspresji IFN w czasie infekcji wirusowej [101]. McCartney i wsp. wykazali, że receptor MDA5 jest niezbędny w rozpoznaniu zakażenia mysim norowirusem typu 1 (MNV-1) [56]. Komórki dendrytyczne (DC) myszy MDA5-/ – wykazywały defekt w ekspresji cytokin (IFN-α, IL-6, MCP-1 i TNF-α) po infekcji MNV-1. Wirus replikował się w DC myszy MDA5-/– do wyższych mian niż w przypadku replikacji u myszy MDA5-/ – zakażonych w warunkach in vivo [56]. Trzeci receptor rodziny RLR – LGP2, zwany również DHX58 zidentyfikowano, jako czynnik ulegający ekspresji w komórkach nowotworu piersi [63]. Receptor LGP2 modyfikuje wirusowy RNA w wyniku uwolnienia białek z kompleksów rybonukleoprotein (RNP – ribonucleoprotein) oraz zmiany struktury RNA, co umożliwia rozpoznanie wirusowego dsRNA przez receptory RIG-I i MDA5 [78].

Badania przeprowadzone na myszach z delecją genów DDX58 lub IFIH1 wykazały, że RLR są w zróżnicowany sposób zaangażowane w aktywację odpowiedzi przeciwwirusowej. Do wirusów rozpoznawanych przez receptor RIG-I należą: 1) wirusy zawierające genom w postaci RNA o ujemnej polaryzacji nici [(-)ssRNA] m.in. Ebola (Filoviridae), gorączki doliny Rift (RVFV) (Bunyaviridae), grypy typu A i B (Orthomyxoviridae), wirus Lassa (Arenaviridae), Nipah, rzekomego pomoru drobiu (NDV), Sendai (SeV), wirus syncytium nabłonka oddechowego (RSV) (Paramyxoviridae), pęcherzykowatego zapalenia jamy ustnej (VSV) (Rhabdoviridae), 2) wirusy RNA o dodatniej polaryzacji nici [(+)ssRNA], takie jak wirus japońskiego zapalenia mózgu (JEV) i zapalenia wątroby typu C (HCV) (Flaviviridae), a także 3) wirus opryszczki typu 2 (HSV-2) i Epsteina-Barr (EBV) (Herpesviridae) zawierające genom w postaci dsDNA [1,19,27,29,38,40 ,52,68,72,78,101,102]. Receptor MDA5 pełni zasadniczą rolę w rozpoznaniu zakażeń wywołanych przez wirusy o dodatniej polaryzacji nici, takich jak wirus zapalenia mózgu i mięśnia sercowego (EMCV), wirus Theiler’s, Mengo (Picornaviridae) [23,38], mysi wirus zapalenia wątroby (MHV) (Coronaviridae), mysi norowirus 1 (MNV-1) (Calciviridae) [56,74], a także w zakażeniach wirusem opryszczki typu 1 (HSV-1) (Herpesviridae) [57]. Ponadto, receptory RIG-I i MDA5 wspólnie rozpoznają materiał genetyczny wirusa Denga (DENV) i Zachodniego Nilu (WNV) (Flaviviridae) [20,52].

Wyniki badań przeprowadzonych w ostatniej dekadzie wskazują, że receptory RIG-I-podobne pełnią zasadniczą rolę w rozpoznaniu wirusowego RNA, a także DNA obecnego w cytoplazmie. Wykazano, że RIG-I wiąże RNA o dodatniej, jak i ujemnej polaryzacji nici oraz dsDNA wirusów, natomiast receptor MDA5 rozpoznaje głównie RNA wirusów o dodatniej polaryzacji nici.

Ligandy receptorów RIG-I-podobnych

Komórki układu odpornościowego rozpoznają za pośrednictwem RIG-I oraz MDA5 niezmodyfikowane cząsteczki wirusowego ssRNA i dsRNA, które w warunkach naturalnych nie są syntetyzowane w komórkach gospodarza [5,39] (tabela 1). Istnienie grup fosforanowych na końcu 5’ jest cechą wirusowych i komórkowych cząsteczek ssRNA. W związku z tym rozpoznanie kwasu nukleinowego wirusa w cytoplazmie odbywa się w oparciu o wykrywanie niezmodyfikowanego ssRNA (brak czapeczki „cap” na końcu 5’ i poliadenylacji na końcu 3’ oraz obecność intronów). RIG-I preferencyjnie wiąże krótkie fragmenty dsRNA o długości 21-27 nukleotydów, powstałe w wyniku trawienia przez rybonukleazę RN-azę III, natomiast MDA5 rozpoznaje fragmenty dsRNA o długości powyżej 2 kpz [39,102]. Ponadto oba receptory rozpoznają syntetyczny analog dsRNA – poly(I:C), przy czym ligandem receptora RIG-I jest poly- (I:C) o długości około 300 pz, natomiast MDA5 rozpoznaje cząsteczki poly(I:C) o długości 4-8 kpz [23,39,100], a także małe dupleksy RNA powstałe w wyniku cięcia wirusowego kwasu nukleinowego przez endonukleazę RN-azę L [54]. Obserwacje te potwierdziły także wyniki badań uzyskane po zakażeniu fibroblastów płodowych myszy (MEFs – mouse embryonic fibroblasts) reowirusem. Wykazały one, że krótkie (1,2-1,4 kpz) łańcuchy dsRNA wirusa indukowa- ły ekspresję receptora RIG-I, natomiast łańcuchy dsRNA o długości 3,4 kpz aktywowały ekspresję MDA5 [39,76]. Mechanizm weryfikacji różnic w długości nukleotydów przez RLR nie został jeszcze poznany [100]. Receptor RIG-I rozróż- nia także ssRNA zawierający na końcu 5’ trifosforan (5’ppp) oraz sekwencje homopolinukleotydowe poly(U/UC) lub poly(AG/A), 5’ppp dsRNA transkrybowany na nici B-DNA – poly(dA-dT) przez enzym DNA-zależną polimerazę RNA III (Pol-III), a w przypadku wirusów RNA o ujemnej polaryzacji nici struktury „panhandle”, czyli RNA zawierający wewnętrzną pętlę otoczoną przez krótkie fragmenty podwójnie splecionej nici [12,30,57,68,76,77,79,92]. Receptor MDA5 wiąże natomiast RNA o dużej masie cząsteczkowej i uporządkowanej strukturze, tak zwane RNA web, zawierające regiony dsRNA oraz ssRNA [69].

Podsumowując, rozpoznanie patogenu przez receptory RIG-I-podobne jest procesem złożonym i wieloetapowym. Dotychczasowe wyniki badań wskazują, że długość łań- cucha kwasu nukleinowego wirusa jest głównym czynnikiem determinującym identyfikację oraz wiązanie liganda przez RIG-I lub MDA5. Receptor RIG-I wiąże krótkie fragmenty dsRNA, natomiast MDA5 rozpoznaje fragmenty kwasu nukleinowego o długości powyżej 2 kpz.

Budowa RLR

RIG-I, prototypowy członek rodziny RLR, zawiera domenę represorową/regulatorową RD (repressory/regulatory domain) umiejscowioną na C-końcu i wiążącą RNA wirusa, domenę DExD/H o aktywności helikazy zależnej od ATP oraz dwie unikatowe N-terminalne domeny aktywacji i rekrutacji kaspaz CARD (caspase activation and recruitment domain), odpowiedzialne za przesyłanie sygnałów wewnątrzkomórkowych [102] (ryc. 1). Receptor MDA5 zawiera domeny CARD i DExD/H [95,101], natomiast funkcjonalność domeny RD receptora budzi wątpliwości [41]. Receptor LGP2 nie zawiera domen CARD [45,102]. Dane uzyskane przez Yoneyama i wsp. ujawniły, że RIG-I oraz MDA5 wykazują 23 i 35% homologii w składzie aminokwasowym, odpowiednio dla domen CARD oraz domeny helikazowej. Domena DExD/H LGP2 wykazuje 31% homologii z sekwencją RIG-I i 41% homologii z sekwencją MDA5 [102]. Dzięki obecności domen CARD, receptory RIG-I oraz MDA5 po rozpoznaniu i związaniu wirusowego kwasu nukleinowego mają zdolność indukcji odpowiedzi komórkowej. LGP2 ze względu na brak powyższych domen nie uczestniczy w przekazywaniu sygnału, ale jest niezbędny do efektywnej odpowiedzi przeciwwirusowej zależnej od RIG-I i MDA5 [78].

Cui i wsp. z użyciem krystalografii rentgenowskiej, a także Takahasi i wsp. z zastosowaniem spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego NMR (nuclear magnetic resonance) zidentyfikowali w 2008 r. w obrębie RD domenę CTD (C-terminal domain). Domena ta (aa 792-925) jest odpowiedzialna za rozpoznawanie dsRNA i 5’-trifosforanu ssRNA [13,88]. Opisano także niezwykłą budowę CTD, w której cztery konserwatywne cysteiny (C810, C813, C864 i C869) połączone atomem cynku lub rzadziej rtęci są głównym elementem strukturalnym oraz funkcjonalnym białka, odpowiedzialnym za przesyłanie sygnału aktywującego odpowiedź przeciwwirusową [13,88]. Zaobserwowano również, że indukcja ekspresji receptora RIG-I możliwa jest wyłącznie w następstwie oddziaływania odpowiedniego liganda z domeną CTD [39,68,88], mającą zdolność aktywacji receptora nie tylko w wyniku związania liganda i utworzenia dimeru, lecz także przez strukturalną modulację miejsca wiązania ATP [13]. Interesujące, że receptor LGP2 wiąże z większym powinowactwem dsRNA niż ssRNA [63]. Ponadto LGP2 wiąże dsRNA za pośrednictwem CTD silniej niż RIG-I lub MDA5 [50,87].

Receptory RIG-I i MDA5 charakteryzują się złożoną budową, w której wyróżniamy domeny CARD, DExD/H i CTD. W odróżnieniu od nich, receptor LGP2 nie zawiera domen CARD, odpowiedzialnych za przesyłanie sygnałów wewnątrzkomórkowych. Przypuszcza się, że brak domen CARD w cząsteczce LGP2 uniemożliwia rozpoznanie wirusowego RNA za pośrednictwem tego receptora.

Drogi przesyłania sygnału za pośrednictwem RLR

RIG-I i MDA5 rozpoznają w cytoplazmie komórki zarówno jedno-, jak i dwuniciowy wirusowy RNA, co uruchamia kaskadę sygnałów prowadzących do aktywacji czynników NF-κB oraz syntezy cytokin prozapalnych, a także aktywacji IRF i indukcji syntezy IFN typu I. Na ryc. 2 przedstawiono główne szlaki przekazywania sygnału za po- średnictwem RLR.

Konstytutywna ekspresja RIG-I i MDA5 w większości tkanek jest na bardzo niskim poziomie, a receptory występują w postaci monomeru do czasu związania właściwego liganda [48]. W nieaktywnym monomerze domeny CARD receptorów RIG-I lub MDA5 oddziałują z domeną helikazową DExD/H oraz domeną CTD. Po związaniu liganda (np. RNA wirusa), następuje aktywacja i zmiana konformacji przestrzennej receptora umożliwiająca ekspozycję wolnych domen CARD [6,13,88,97,100]. Domeny CARD mogą tworzyć multimery z innymi domenami CARD białek RIG-I lub MDA5, a także kompleksy z domeną CARD białka adaptorowego IPS-1 (IFN-β promotor stimulator 1, zwanego także CARD adapter inducing IFN-β [Cardif], mitochondrial antiviral signaling protein [MAVS] lub virus-induced signaling adapter [VISA]), umiejscowionego w błonie zewnętrznej mitochondriów [42,58,80,99]. Białko MAVS, poza domeną CARD odpowiedzialną za interakcję z RLR, zawiera także domenę bogatą w prolinę, domenę środkową oraz C-terminalną domenę przezbłonową TM (transmembrane domain) [80].

Niedawno wykazano, że oligomeryzacja domen CARD białka adaptorowego MAVS jest niezbędna do utworzenia kompleksu z RIG-I i transdukcji sygnału [89]. Po utworzeniu kompleksu z domeną CARD receptora RIG-I, MAVS aktywuje białko adaptorowe TRADD (tumor necrosis factor receptor type 1-associated death domain protein) (ryc. 2) i uruchamia dwa alternatywne szlaki przesyłania sygnału wewnątrzkomórkowego: zależny od białka FADD (Fas-associated death domain) (1) lub zależny od białka TRAF3 (TNF receptor-associated factor 3) (2). Białko FADD poprzez domenę śmierci DD (death domain) tworzy kompleks z kinazą RIP1 (receptor interacting protein 1) [42,59,75], a także oddziałuje z kaspazami 8 i 10, które aktywują kompleks IKK (IKK-α, IKK-β i białko NEMO/IKKγ) (3). Aktywowany IκB podlega fosforylacji oraz degradacji w proteasomie uwalniając czynnik NF-κB (4). Czynnik NF-кB przemieszcza się do jądra komórkowego, w którym indukuje ekspresję cytokin prozapalnych (5) [86].

Dowiedziono, że knockout TRADD zapobiega interakcji RLR z białkiem MAVS, hamując ekspresję IFN-β w odpowiedzi na infekcję wirusami RNA [59]. Szlak zależny od TRAF-3 prowadzi natomiast do aktywacji genów IRF-3 i IRF-7, odpowiedzialnych za syntezę IFN typu I. Ligaza TRAF-3 ulegając ubikwitynacji aktywuje kinazy TBK1 (TANK-binding kinase 1) oraz IKK-i (zwaną także IKKε) (6), które fosforylują czynniki regulatorowe IRF-3 i IRF-7 [17]. Aktywowane IRF-3 oraz IRF-7 (7) tworzą homodimery i/lub heterodimery, które ulegają translokacji do jądra komórkowego, wiążą się z fragmentem ISRE – elementem odpowiedzi stymulowanej przez IFN (IFN-stimulated response element) i aktywują ekspresję genów IFN typu I (8) [75]. Należy zwrócić uwagę, że ekspresję TBK1 stwierdza się w różnych tkankach, natomiast ekspresja IKK-i jest ograniczona wyłącznie do komórek układu odpornościowego [32].

Szlaki przekazywania sygnału zależą także od LGP2, helikazy wiążącej dsRNA, mimo braku domen CARD [101]. Do niedawna sądzono, że LGP2 jest przede wszystkim negatywnym regulatorem przesyłania sygnału za pośrednictwem RIG-I i MDA5, gdyż tworzy on heterodimeryczne kompleksy z tymi białkami [45,100,101]. Receptor LGP2 preferencyjnie wiąże dsRNA, natomiast w  mniejszym stopniu ssRNA [63]. Ekspresja receptora LGP2 wzrasta w odpowiedzi na zakażenie wirusowe, dsRNA oraz wytwarzanie IFN typu I. Zwiększona ekspresja LGP2 działa hamująco na ekspresję interferonu, MDA5 i RIG-I [45], w związku z tym zaproponowano trzy mechanizmy wyjaśniające zasadę działania LGP2. Pierwszy z nich zakłada negatywną regulację komórkowej odpowiedzi przeciwwirusowej przez LGP2 opierającą się na sekwestracji dsRNA, co zapobiega aktywacji receptorów RIG-I i MDA5 [50,63,76,101]. Drugi model sugeruje bezpośrednią interakcję domeny RD LGP2 (aa 476-678) z receptorem RIG-I, co skutkuje zablokowaniem utworzenia kompleksu sygnalizacyjnego w następstwie zahamowania multimeryzacji receptora RIG-I oraz przerwania homotypowych oddziaływań między domenami CARD RIG-I i białka MAVS [50,76,78]. Trzeci model natomiast sugeruje współzawodnictwo między receptorem LGP2 a kinazą IKK-i o wspólne miejsce wiązania na białku adaptorowym MAVS (aa 300- 440), przy czym nie jest to domena CARD. W następstwie tego oddziaływania nie jest możliwa aktywacja czynnika IRF-3 oraz indukcja ekspresji IFN [45,50,78]. Badania przeprowadzone na myszach z wyłączonym genem LGP2-/- wykazały wzrost ekspresji IFN typu I w odpowiedzi na stymulację VSV lub poly(I:C), a także upośledzoną odpowiedź na zakażenie EMCV [93], wskazując, że LGP2 może negatywnie lub pozytywnie regulować przesyłanie sygna- łu za pośrednictwem RIG-I i MDA5. Wyniki badań Satoha i wsp. potwierdziły, że LGP2 może pełnić rolę pozytywnego regulatora mechanizmu rozpoznawania patogenu i indukcji odpowiedzi przeciwwirusowej. Konwencjonalne komórki dendrytyczne (cDCs) i MEFs pobrane od zwierząt LGP2-/ – wytwarzały mniejsze ilości IFN-ß w odpowiedzi na zakażenie pikornawirusami (EMCV, wirus Mengo) rozpoznawanym przez receptor MDA5 w porównaniu do myszy LGP2+/+ [78].

Wirusy RNA w celu uniknięcia odpowiedzi układu immunologicznego gospodarza wykształciły mechanizmy zakłócające i/lub blokujące szlak sygnałowy RLR, co w konsekwencji prowadzi do zahamowania ekspresji IFN i cytokin prozapalnych. Niektóre białka wirusowe zakłó- cają szlak sygnałowy RIG-I/MDA5/MAVS, w następstwie sekwestracji wiązania receptorów RIG-I-podobnych z wirusowym RNA i/lub zaburzenia oddziaływania helikaz z cząsteczkami sygnalizacyjnymi lub w wyniku degradacji białek [95]. Białko NS1 (non-structural protein 1) wirusa grypy typu A hamuje syntezę IFN w następstwie zablokowania ubikwitynacji receptora RIG-I przez ligazę E3 ubikwityny, TRIM25 [71]. Syntezę IFN hamuje również aktywator replikacji i transkrypcji, RTA (replication and transcription activator) stanowiący jądrowy czynnik transkrypcyjny herpeswirusa mięsaka Kaposiego (KSHV, Kaposi’s sarkoma-associated herpesvirus). Ligaza RTA uczestniczy w przyłączaniu łańcucha ubikwityny do IRF- 7, kierując go na drogę degradacji w proteasomie [105]. Badania przeprowadzone w warunkach in vitro wykazały, że domena hamująca IFN (interferon inhibitory domain) białka VP35 wirusa Eboli wiąże krótkie fragmenty dsRNA, zapobiegając rozpoznaniu liganda przez RIG-I i ekspresji IFN [49]. W przypadku ludzkiego metapneumowirusa (HMPV) syntezę IFN hamuje białko G, które wiąże się z receptorem RIG-I i blokuje jego aktywność. W związku z powyższym hamuje ono aktywację czynników NF-κB i IRF, a także indukcję interferonów oraz cytokin prozapalnych. Białko G nie oddziałuje z MDA5 i białkiem MAVS [4]. Białko V wirusów z rodziny Paramyxoviridae blokuje natomiast szlak odpowiedzi przeciwwirusowej uruchamianej za pośrednictwem receptora MDA5. W następstwie przy- łączenia domeny CTD wirusa do domeny SF2 (DExD/H) MDA5 zablokowaniu ulega możliwość wiązania dsRNA przez receptor i indukcja syntezy IFN [2,62]. Ekspresja interferonu hamowana jest także w wyniku działania proteazy NS3/4A HCV, która blokuje fosforylację i dimeryzację czynnika IRF-3, prowadząc do proteolitycznej degradacji IRF-3 w proteasomie [19]. Białko tegumentu HSV-1 – US11, wiąże się natomiast z receptorami RIG-I i MDA5, hamując przekazywanie sygnałów za ich pośrednictwem, a zarazem transkrypcję IFN-β [98].

Mechanizmy przesyłania sygnału za pośrednictwem RIG -I i MDA5 indukują odpowiedź przeciwwirusową w zakażonej komórce. Zasadniczą rolę w tym procesie odgrywają białka FADD oraz TRAF3, które warunkują syntezę odpowiednio IFN i cytokin prozapalnych. Receptor LGP2 pełni natomiast rolę regulatora przesyłania sygnału za pośrednictwem RIG-I i MDA5. W celu uniknięcia odpowiedzi odpornościowej ze strony gospodarza wirusy syntetyzują białka, które zapobiegają rozpoznaniu RNA przez RLR, blokują oddziaływanie RIG-I/MDA5 z domeną CARD białka MAVS i hamują przesyłanie sygnałów aktywujących syntezę czynników o aktywności przeciwwirusowej.

Czynniki uczestniczące w regulacji sygnału

Regulację szlaku sygnałowego RLR zapewniają precyzyjne mechanizmy kontrolne związane m.in. ze zmianami dynamiki mitochondriów (fuzją, fragmentacją), aktywnością enzymów ubikwitynujących, odpowiedzialnych za proces unieczynniania białek, a także fosforylacją białek.

Struktury dynamiczne mitochondrium

Mitochondria postrzegane głównie jako centra energetyczne komórki zaangażowane w procesy termogenezy, apoptozy i utrzymanie homeostazy wapniowej zostały odkryte jako organelle uczestniczące także w regulacji wrodzonej odpowiedzi odpornościowej. Główną rolę w regulacji przekazywania sygnałów z udziałem mitochondriów odgrywa białko MAVS, umiejscowione na zewnętrznej błonie mitochondrium, a także zmiany morfologii zachodzące po aktywacji receptorów RIG-I-podobnych. MAVS oddziałuje z mitofuzyną 1 (Mfn1), białkiem pełniącym rolę regulatora fuzji mitochondriów tworząc kompleks MAVS- -Mfn1. Utworzenie kompleksu stymuluje fuzję i elongację mitochondriów, w wyniku której degradacji ulega MAVS. W procesie tym Mfn1 pełni rolę pozytywnego regulatora szlaku sygnałowego RLR, natomiast RIG-I pełni rolę kofaktora MAVS [8]. Hou i wsp. wykazali, że infekcja wirusowa indukuje konwersję endogennego białka MAVS w agregaty przypominające priony (prion-like aggregates), zdolne do aktywacji IRF-3 w cytoplazmie. Główną rolę w tym procesie odgrywa domena CARD białka MAVS, uczestnicząca także w aktywacji szlaku sygnałowego RLR [31]. Zgodnie z ostatnimi wynikami badań RIG-I inicjuje oligomeryzację MAVS, która prowadzi do aktywacji syntezy interferonów i cytokin prozapalnych [89]. Dowiedziono, że wyłączenie genu MAVS techniką knockout związane jest z silną redukcją poziomu ekspresji IFN-β oraz IFN-λ1, co jednoznacznie potwierdza zaangażowanie MAVS w indukcję odpowiedzi przeciwwirusowej [57].

W 2008 r. dwa niezależne zespoły Barbera i Shu poinformowały o odkryciu białka STING/MITA (zwanego także ERIS, MPYS lub TMEM173), oddziałującego z MAVS w procesie indukcji odpowiedzi przeciwwirusowej. STING zlokalizowano w retikulum endoplazmatycznym (ER – endoplasmic reticulum) [33,34], natomiast MITA (mediator of IRF-3 activator) w zewnętrznej błonie mitochondrialnej [107]. Oddziaływaniu MAVS z MITA sprzyja proces wydłużania mitochondriów i tworzenia sieci, natomiast rozpad sieci mitochondrialnej blokuje utworzenie kompleksu [8]. Ważną rolę w tym procesie odgrywa aktywacja RLR i utworzenie kompleksu także między MAVS i Mfn1, który reguluje rozmieszczenie MAVS wzdłuż mitochondriów lub wydłużenie sieci mitochondrialnej. Obserwacje te wskazują, że zmiany dynamiki organelli mogą regulować tworzenie kompleksu MAVS-MITA. MITA reguluje szlak sygnałowy RLR w wyniku aktywacji czynnika IRF- 3, zaangażowanego w syntezę IFN typu I i zahamowanie replikacji wirusów. MITA pełni również funkcję białka adaptorowego dla VISA, do którego rekrutuje kinazę TBK1 i czynnik IRF-3. Po utworzeniu kompleksu, TBK1 fosforyluje MITA w pozycji seryny 358 (S358), która jest kluczowa dla późniejszej fosforylacji IRF-3. Zahamowanie ekspresji MITA blokuje aktywację IRF-3, syntezę IFN-β, a w konsekwencji odpowiedź przeciwwirusową [107].

Dobrym regulatorem aktywacji szlaku sygnałowego RLR jest białko zawierające powtórzenia ankiryny (Ankrd17 – ankyrin repeat domain 17), pierwotnie opisane jako białko uczestniczące w cyklu życiowym komórki. Ankrd17 wzmacnia oddziaływania receptorów RIG-I/MDA5 z białkiem adaptorowym MAVS, jednak dokładny mechanizm regulacji tego szlaku nie został poznany. Stwierdzono, że Ankrd17 może pobudzać za pośrednictwem receptorów RLR aktywację IRF-3 i NF-κB, a także regulować transkrypcję IFN-β [96].

W szlak sygnałowy RLR z udziałem MAVS zaangażowane jest także białko NLRX1, które hamuje ekspresję IFN typu I i NF-κB [60]. NLRX1 (zwany także CLR11.3, NOD5 lub NOD9) należy do rodziny receptorów NLR pełniących zasadniczą funkcję w indukcji odpowiedzi przeciwbakteryjnej. NLRX1 umiejscowiony jest na zewnętrznej błonie mitochondrium, gdzie współzawodniczy z RLR o wiązanie domeny CARD białka MAVS. C-terminalna domena LRR receptora NLRX1 oddziałuje z domeną CARD MAVS blokując jego aktywację i przesyłanie sygnału z udziałem receptorów RIG-I lub MDA5 [60].

Mitochondria, znane jako organelle zaangażowane w procesy metaboliczne i kontrolę programowanej śmierci komórki, pełnią także zasadniczą rolę we wrodzonej odpowiedzi przeciwwirusowej. Obecność białka MAVS na zewnętrznej błonie mitochondriów umożliwia utworzenie kompleksu z MITA, a w konsekwencji aktywację syntezy IFN. Przypuszcza się, że tak ważna rola mitochondriów w aktywacji odpowiedzi odpornościowej jest związana z zachodzącym w nich procesem oddychania komórkowego oraz syntezą ATP.

Ubikwitynacja

Ważną rolę w regulacji przeciwwirusowego szlaku sygnałowego RLR odgrywa proces ubikwitynacji polegający na przyłączeniu cząsteczki ubikwityny (Ub) do białka, jego potranslacyjnej modyfikacji i proteolitycznej degradacji w proteasomie. W pierwszym etapie procesu enzym E1 (UBA – ubiquitin activating enzyme) aktywuje ubikwitynę w obecności ATP. Ubikwityna za pośrednictwem C- -końcowej glicyny tworzy wiązanie z grupą tiolową reszty cysteinowej E1 tworząc produkt E1-Ub [7,28]. Następnie ubikwityna przenoszona jest z kompleksu E1-Ub na resztę cysteinową enzymu koniugującego E2 (UBC – ubiquitin conjugating enzyme) prowadząc do powstania kompleksu E2-Ub. Ostatecznie enzym E3, zwany ligazą ubikwityny (UBL – ubiquitin ligase), przenosi resztę ubikwityny na białko formując produkt Ub-NH2-białko. Proces ten powtarza się do czasu „oznakowania” białka łańcuchem cząsteczek ubikwityny.

W przypadku receptorów RIG-I-podobnych stwierdzono zróżnicowany wpływ procesu ubikwitynacji domeny CARD RIG-I na transdukcję sygnału [7]. Ubikwitynacja białka w pozycji lizyny 48 (K48) domeny CARD jest związana z rozpoznaniem kompleksu przez podjednostkę 26S proteasomu i degradacją receptora RIG-I [53]. Natomiast ubikwitynacja w pozycji lizyny 63 (K63) nie inicjuje degradacji receptora, lecz reguluje jego aktywność [22,53]. Rozpoznanie cząsteczek wirusowego RNA przez domenę RD RIG-I inicjuje zmianę konformacji przestrzennej receptora i ekspozycję wolnych domen CARD. Domeny CARD wiążą w pozycji K63 łańcuch poliubikwityny pobudzając oligomeryzację receptora, a w konsekwencji utworzenie kompleksu z białkiem MAVS, co uruchamia szlak sygnałowy wrodzonej odpowiedzi przeciwwirusowej [106].

Pozytywne regulatory szlaku sygnałowego

Dobrym regulatorem ekspresji IFN typu I za pośrednictwem receptora RIG-I jest ligaza TRIM25 (tripartite motif 25), zwana także EFP (estrogen-responsive finger protein) lub ZNF147 (zinc finger protein 147). C-końcowa domena TRIM25 oddziałuje z domeną CARD RIG-I, inicjując ubikwitynację receptora przez przyłączenie łańcucha ubikwityny do lizyny 63 domeny CARD, a następnie aktywację szlaku sygnałowego [22]. Proces ten możliwy jest dzięki zmianie konformacji przestrzennej receptora [6,94]. Należy zaznaczyć, że nie potwierdzono dotychczas procesu ubikwitynacji receptora MDA5 za pośrednictwem TRIM25 [22].

TRIM25 jest zaangażowany również w proces ubikwitynacji MAVS zachodzący na powierzchni błony zewnętrznej mitochondrium [9]. Aktywacja RLR indukuje oligomeryzację i agregację MAVS, co powoduje przyłączenie do białka MAVS ligazy TRAF3 lub innej, nieznanej ligazy E3 ubikwityny (ryc. 3). TRAF3 katalizuje własną poliubikwitynację w pozycji K63, w następstwie której możliwe jest związanie białka NEMO z kinazą TBK1. Jednocześnie TRIM25 przyłącza łańcuch poliubikwityny do MAVS w pozycji K48, kierując go na drogę degradacji w proteasomie. Wskutek degradacji MAVS uwolnieniu ulega kompleks NEMO-TBK1, który przemieszcza się do cytosolu, gdzie TBK1 fosforyluje czynnik IRF-3. Aktywację RIG-I wskutek przyłączenia ubikwityny do K63 moduluje także inna ligaza E3 ubikwityny zwana Riplet/RNF135 (ring finger protein 135). C-końcowa domena Riplet oddziałuje z C-końcową domeną RD i DExD/H RIG-I aktywując ubikwitynację K63 domeny RD receptora, co zapobiega konwersji RIG-I w postać nieaktywną i w konsekwencji stymuluje syntezę IFN [65]. Nowo odkrytym pozytywnym regulatorem RIG-I jest także USP4 (ubiquitin-specific protease 4) [94]. Proteaza ta wiąże receptor i usuwa łańcuchy poliubikwityny związane z lizyną w pozycji 48, zapobiegając degradacji receptora RIG-I w proteasomie. Zaobserwowano, że aktywność USP4 powoduje również znaczny wzrost ekspresji RIG-I, aktywację syntezy IFN-β, a w konsekwencji zahamowanie replikacji VSV [94].

Szlak sygnałowy RLR jest pozytywnie regulowany przez ligazy np. TRIM25 lub RNF135. Ubikwitynacja białka adaptorowego MAVS oraz receptora RIG-I w pozycji K63 prowadzi do aktywacji szlaku sygnałowego RLR, a także indukcji odpowiedzi przeciwwirusowej. Natomiast ubikwitynacja białka MAVS w pozycji K48 związana jest z jego degradacją w proteasomie.

Negatywne regulatory szlaku sygnałowego

Negatywnym regulatorem aktywacji ekspresji IFN-β za pośrednictwem białek zawierających domenę CARD, czyli RIG-I, MDA5 i MAVS jest ligaza RNF125 (ring-finger protein 125), zwana również TRAC-1 (T cell RING protein identified in activation screen), odgrywająca pozytywną regulatorową rolę w aktywacji komórek T. N-końcowy region ligazy RNF125 oddziałuje z domeną CARD białka RIG- -I, przyłączając łańcuch ubikwityny do K48, co skutkuje degradacją receptora w proteasomie oraz zahamowaniem syntezy IFN typu I [3].

Długotrwała i niekontrolowana wrodzona odpowiedź odpornościowa może być przyczyną uszkodzenia tkanek oraz wyzwalać ostre i przewlekłe stany zapalne. W związku z powyższym układ odpornościowy człowieka wykształcił mechanizm kontrolny zapobiegający nadmiernej aktywacji RLR. Negatywna regulacja szlaku sygnałowego receptorów związana jest głównie z aktywnością enzymów deubikwitynujących, DUB (deubiquitinase), które powodują proteolityczną degradację białek w proteasomie (tabela 2).

Białko CYLD (cylindromatosis) i DUBA (deubiquitinating enzyme A), zwany także OTUD5 (OTU domain containing 5), są białkami z rodziny DUB, które mając domeny OTU (ovarian tumor) wykazują zdolność do zablokowania aktywności RIG-I [18,43]. CYLD oddziałuje z domeną CARD receptora i białkiem TBK1 usuwając łańcuchy ubikwityny związane z lizyną w pozycji 63. Mechanizm ten zapobiega aktywacji czynnika IRF-3 przez kinazę TBK1, co skutkuje blokadą syntezy IFN typu I [18]. Natomiast DUBA oddziałuje z białkiem adaptorowym TRAF3, tłumiąc jego autoubikwitynację w pozycji K63, co uniemożliwia aktywację i utworzenie kompleksu z białkiem TBK1. Proces ten powoduje zahamowanie przesyłania sygnału z udziałem RLR przez zablokowanie fosforylacji IRF-3 i syntezy IFN typu I (ryc. 2) [43].

Fosforylację i dimeryzację czynnika IRF-3 blokuje także białko A20, zwane TNFAIP3 (tumor necrosis factor, alpha-induced protein 3) [67]. Białko A20 ma N-końcową domenę OTU o aktywności deubikwitynazy i C-końcową domenę palców cynkowych (ZnF4) o aktywności ligazy ubikwityny [51]. Białko A20 blokuje odpowiedź przeciwwirusową indukowaną przez receptor RIG-I przez zahamowanie ubikwitynacji białek kompleksu TBK1-IKK-i [67], zablokowanie fosforylacji i dimeryzacji IRF-3, a także wiązania DNA [51]. Wstrzymanie przesyłania sygnału za pośrednictwem NF-κB wiąże się ze współdziałaniem obu domen A20, natomiast wyłącznie C-końcowa domena ligazy ubikwityny jest niezbędna do zakłócenia szlaku sygnałowego RIG-I. Dowodzi to, że A20 modyfikuje białka przez ubikwitynację lizyny w pozycji 48 prowadzącą do ich degradacji w proteasomie. Badania prowadzone w ostatnich latach wskazują, że białko A20 zaangażowane jest także w zahamowanie odpowiedzi przeciwwirusowej regulowanej przez czynnik NF-κB. W procesie tym uczestniczą również trzy inne białka regulatorowe TAX1BP1, RNF11 i domena HECT ligazy E3 Itch, które wspólnie z A20 tworzą kompleks edytujący ubikwitynę (A20 ubiquitin-editing complex) [10,67].

Białko 1 wiążące Tax1 (TAX1BP1, Tax1-binding protein 1), zwane również T6BP (TRAF6 binding protein) lub TXBP151 [67,82], zawiera dwie C-końcowe domeny palców cynkowych wiążące ubikwitynę, niezbędne do zahamowania aktywności NF-κB i syntezy cytokin prozapalnych. W centrum aktywnym domen znajdują się motywy PPXY (gdzie X może stanowić dowolny aminokwas) wiążące się z domeną HECT ligazy Itch. Przypuszcza się, że TAX1BP1 występuje zazwyczaj w postaci nieaktywnej, wskutek czego domeny palców cynkowych i związane motywy PPXY są niedostępne dla kofaktorów, takich jak A20, Itch i RNF11. Fosforylacja w pozycjach S593 oraz S624 TAX1BP1 przez IKK-α aktywuje białko, umożliwiając utworzenie kompleksu A20 edytującego ubikwitynę [82].

Białko RNF11 (RING finger protein 11), pierwotnie zostało wykryte w guzach piersi i trzustki, w których reguluje szlak sygnałowy TGF-β (transforming growth factor beta) [85]. RNF11 hamuje ekspresję NF-κB i syntezę IFN-β w następstwie oddziaływania z kinazami TBK-1 i IKK-i. RNF11 wiąże się z kinazami TBK1-IKK-i blokując ich poliubikwitynację przez ligazę TRAF3. Co więcej, stwierdzono, że oddziaływanie RNF11 z kinazami wymaga związania białka TAX1BP1. Białka RNF11 i A20 wspólnie z ligazą Itch tworzą kompleks, który reguluje poliubikwitynację K63 białek RIP1 oraz TRAF6, a następnie aktywację NF-kB za pośrednictwem TNF i IL-1. Badania z zastosowaniem krótkich interferujących cząsteczek RNA (siRNA) wykazały, że wyciszenie RNF11 hamowało replikację VSV w hodowli ludzkich komórek nabłonkowych 293T [10]. W negatywnej regulacji szlaku sygnałowego RLR uczestniczą liczne białka m.in. RNF125, DUBA, CYLD i A20, których działanie polega głównie na zahamowaniu syntezy IFN typu I wskutek degradacji receptora RIG-I lub blokady szlaku sygnałowego.

Inne czynniki zaangażowane w szlak sygnałowy RLR

Regulacja transdukcji szlaków sygnałowych odbywa się głównie w wyniku sekwestracji lub destabilizacji cząsteczek sygnałowych oraz negatywnych sprzężeń zwrotnych. Negatywna modulacja odpowiedzi PRR pełni istotną rolę w zachowaniu homeostazy organizmu, a także zahamowaniu szkodliwego i nadmiernego wytwarzania cytokin. Dotychczas poznano kilkadziesiąt białek zaangażowanych w procesy kontroli odpowiedzi przeciwwirusowej, z których większość, np. Atg5-Atg12, DAK i SIKE sekwestrują białka szlaku sygnałowego.

Przesyłanie sygnału za pośrednictwem receptorów RIG -I i MDA5, a także białka MAVS zahamowane jest w obecności kompleksu Atg5-Atg12, pełniącego zasadniczą rolę w regulacji procesu autofagii, czyli trawieniu przez komórkę obumarłych lub uszkodzonych elementów jej struktury [35]. Autofagia pełni główną rolę w rozpoznawaniu kwasu nukleinowego wirusa przez TLR7 w plazmocytoidalnych komórkach dendrytycznych (pDCs), w których jest skutecznym mechanizmem ograniczającym infekcję wirusową [47]. Kompleks Atg5-Atg12 oddziałuje z domeną CARD receptora RIG-I lub białka MAVS, zapobiegając utworzeniu kompleksu między RLR a białkiem MAVS i blokując tym samym indukcję ekspresji IFN typu I [35].

Kinaza dihydroksyacetonu DAK (dihydroxyacetone kinase) jest pierwszym opisanym białkiem, które pełni rolę negatywnego regulatora procesu ekspresji receptora MDA5. W następstwie oddziaływań N-końcowej domeny cyklazowej DAK z domeną CARD MDA5 zablokowana zostaje aktywacja receptora, fosforylacja i dimeryzacja IFR-3, a w konsekwencji ekspresja IFN-β oraz odpowiedź przeciwwirusowa. Kinaza DAK jest umiejscowiona w cytoplazmie, nie wiąże się z białkami MAVS, TBK1 i IKK-i, a także nie wpływa na aktywację przez receptor MDA5 czynnika NF-κB [14]. Drugim białkiem uczestniczącym w regulacji ekspresji MDA5 jest RAVER1 (ribonucleic PTB-binding 1) pobudzający wiązanie poly(I:C) z receptorem. Zaobserwowano, że zahamowanie ekspresji RAVER1 blokował aktywację receptora i syntezę IFN-β w odpowiedzi na poly(I:C) zawierający długie łańcuchy. Nie stwierdzono natomiast zmian w indukcji ekspresji IRF-3 i NF-κB w odpowiedzi na stymulację 5’ppp ssRNA i poly (I:C) o krótkich łańcuchach. W związku z powyższym przypuszcza się, że RAVER1 jest koaktywatorem MDA5-zależnej komórkowej odpowiedzi przeciwwirusowej [11].

Białkiem oddziałującym z kinazami TBK1 i IKK-i jest SIKE (for suppressor of IKKε) [32]. W warunkach fizjologicznych SIKE jest związany z kinazą TBK1, od której oddysocjowuje po zakażeniu wirusowym lub stymulacji TLR3. Zaobserwowano, że nadekspresja SIKE blokuje utworzenie kompleksu między IRF-3, RIG-I i TRIF a białkami adaptorowymi TBK1 lub IKK-i, składnikami niezbędnymi do aktywacji czynnika IFR-3. SIKE nie przerywa natomiast oddziaływań TRIF z TRAF6 i RIP1, białkami uczestniczącymi w aktywacji szlaku sygnałowego TLR3 i syntezie NF- κB [32].

Gen ISG15 (interferon stimulated gene 15) opisano po raz pierwszy w 1987 r., jako gen ulegający ekspresji pod wpływem IFN-α i IFN-β [73]. ISG15 o masie 15 kDa, jest przedstawicielem rodziny białek ubikwitynopodobnych, zaangażowanym w  mechanizm regulacji odpowiedzi przeciwwirusowej. Wiązanie ISG15 do białek zachodzi w trzystopniowym procesie zwanym ISGilacją (ISGylation), w którym uczestniczy wiele enzymów, m.in. enzym UBElL aktywujący ISG15 wskutek adenylacji C-końcowego motywu LRLRGG, UBCM8/H8 aktywujący ubikwitynę oraz ligaza HERC/CEB1. Jednoczesna ekspresja UBE1L, UBCM8/H8 i ISG15 w komórkach katalizuje modyfikację RIG-I, wpływając negatywnie na syntezę interferonu. Zgodnie z powyższym, zaobserwowano wzrost ekspresji IFN-β po zakażeniu NDV w komórkach MEF UBE1-/ – w stosunku do UBE1+/+ [44]. Ligaza HERC5 oddziałuje również z czynnikiem IRF-3 stymulując jego oddziaływanie z ISG15. Proces wiązania ISG15 stabilizuje IRF-3 blokując jego oddziaływanie z Pin1 [(peptidyl-prolyl cis/trans isomerase) NIMA-interacting 1 protein], białkiem aktywują- cym ubikwitynację i degradację IRF-3. W związku z tym, ligaza HERC5 pobudza ekspresję IRF-3 w odpowiedzi na infekcję wirusową [83].

Na regulację przekazywania sygnałów za pośrednictwem receptorów RLR mogą mieć wpływ także endogenne kwasy nukleinowe. Zakażenie komórki wirusem stymuluje wytwarzanie IFN-β, który pobudza 2’5’ syntetazę oligoadenylanową (OAS) [54] oraz endorybonukleazę RN-azę L [15,54]. OAS wytwarza z udziałem ATP 2-5A (oligonukleotydy adenylanowe) aktywujące endorybonukleazę, powodując zmianę jej konformacji przestrzennej (utworzenie dimerów) i stymulację aktywności enzymatycznej. RN-aza L rozkłada następnie RNA wirusa, w rezultacie pobudzając szlak sygnałowy receptorów RIG-I i MDA5 [54]. Na podstawie licznych badań można stwierdzić, że aktywacja syntezy IFN i cytokin prozapalnych jest regulowana przez wiele czynników, które mają zdolność oddziaływania z domeną CARD receptorów RIG-I i MDA5 lub z białkami adaptorowym szlaku sygnałowego RLR takimi jak MAVS, TBK1 i/lub IKK-i.

Podsumowanie

Identyfikacja receptorów RIG-I-podobnych, jako molekuł rozpoznających wzorce molekularne stanowi ważny etap w poznawaniu mechanizmów wrodzonej odpowiedzi przeciwwirusowej. Receptor RIG-I wiąże wirusowe RNA i DNA, a także syntetyczny analog dsRNA – poly(I:C) o długości około 300 pz, MDA5 natomiast rozpoznaje RNA wirusów o dodatniej polaryzacji nici i cząsteczki poly(I:C) o długości 4-8 kpz. W przypadku LGP2 brak domen CARD powoduje, że receptor ten nie uczestniczy w przekazywaniu sygnału, ale jest niezbędny do aktywacji odpowiedzi przeciwwirusowej zależnej od RIG-I i MDA5. Identyfikacja dsDNA wirusów za pośrednictwem RIG-I jest możliwa dzięki transkrypcji dsRNA na matrycy dsDNA przez enzym polimerazę RNA III. Udział receptorów RIG-I-podobnych w rozpoznaniu wirusów, których genom stanowi DNA został dotychczas potwierdzony jedynie dla kilku patogenów: adenowirus, EBV i HSV. Przypuszczamy, jednakże że RLR uczestniczą w rozpoznaniu i przekazaniu sygnałów wewnątrzkomórkowych także w przypadku CMV i innych wirusów DNA.

Dotychczas zidentyfikowano kilkanaście białek zaangażowanych w proces przesyłania sygnału z udziałem RLR oraz poznano część oddziaływań zachodzących między poszczególnymi typami receptorów (TLR, RLR i NLR) zaangażowanymi w indukcję odpowiedzi przeciwwirusowej [24]. Wykazano, że RLR mogą odgrywać ważną rolę nie tylko w rozpoznaniu patogenu i indukcji odpowiedzi przeciwwirusowej, lecz również w aktywacji procesu apoptozy oraz modulacji odpowiedzi przeciwnowotworowej. Komórki nowotworowe raka jajnika stymulowane ligandem RIG-I ulegają apoptozie oraz fagocytozie przez monocyty i komórki dendrytyczne [46]. Podobne obserwacje poczyniono w przypadku receptora MDA5, którego ekspresja w komórkach czerniaka hamuje tworzenie kolonii i powoduje ich programowaną śmierć [36]. Przypuszcza się, że ligandy RLR, takie jak 5’ppp RNA i poly(I:C) znajdą w przyszłości zastosowanie w terapii przeciwnowotworowej wobec dużej toksyczności stosowanej obecnie terapii systemowej i oporności komórek nowotworowych na cytostatyki. Badania przeprowadzone w ostatnich latach sugerują, że zaburzenia w przekazywaniu sygnału za pośrednictwem RLR mogą być również przyczyną rozwoju chorób o podłożu autoimmunologicznym. Wzrost ekspresji RIG-I i MDA5 zaobserwowano m.in. u chorych z łuszczycą [70], a receptora MDA5 u chorych na cukrzycę typu 1 [64] i izolowany niedobór przeciwciał typu IgA [16].

Stwierdzono także, że rzadkie warianty genu IFIH1 chroniły przed rozwojem cukrzycy typu 1, natomiast warianty powszechnie występujące związane były ze wzrostem zachorowalności [64]. Poznanie mechanizmów molekularnych warunkujących aktywację RLR oraz indukcję odpowiedzi odpornościowej może się przyczynić do opracowania nowych i skutecznych strategii w leczeniu chorób wirusowych i nowotworowych.

Przypisy

• 1. Ablasser A., Bauernfeind F., Hartmann G., Latz E., Fitzgerald K.A.,Hornung V.: RIG-I-dependent sensing of poly(dA:dT) through theinduction of an RNA polymerase III-transcribed RNA intermediate.Nat. Immunol., 2009; 10: 1065-1072
  Google Scholar
• 2. Andrejeva J., Childs K.S., Young D.F., Carlos T.S., Stock N., GoodbournS., Randall R.E.: The V proteins of paramyxoviruses bind theIFN inducible RNA helicase, mda-5, and inhibit its activation of theIFN-β promoter. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 17264-17269 3 Arimoto K.I., Takahashi H., Hishiki T., Konishi H., Fujita T., ShimotohnoK.: Negative regulation of the RIG-I signaling by the ubiquitinligase RNF125. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 7500-7505
  Google Scholar
• 3. activation pathways. The EMBO J., 2005; 24: 4018-4028
  Google Scholar
• 4. Bao X., Liu T., Shan Y., Li K., Garofalo R.P., Casola A.: Human metapneumovirusglycoprotein G inhibits innate immune responses.PLoS Pathog., 2008; 4: e1000077 5 Barral P.M., Sarkar D., Su Z-Z., Barber G.N., DeSalle R., RacanielloV.R., Fisher P.B.: Functions of the cytoplasmic RNA sensors RIGIand MDA-5: Key regulators of innate immunity. Pharmacol. Ther.,2009; 124: 219-234
  Google Scholar
• 5. J. Exp. Med., 2008; 205: 1601-1610
  Google Scholar
• 6. Beckham S.A., Brouwer J., Roth A., Wang D., Sadler A.J., JohnM., Jahn-Hofmann K., Williams B.R., Wilce J.A., Wilce M.C.: Conformationalrearrangements of RIG-I  receptor on formation ofa multiprotein:dsRNA assembly. Nucleic Acids Res., 2013; 41: 3436-3445
  Google Scholar
• 7. Bubko I., Gruber B.M., Anuszewska E.L.: Rola proteasomu w terapiichorób nieuleczalnych. Postępy Hig. Med. Dośw., 2010; 64: 314-325
  Google Scholar
• 8. Castanier C., Garcin D., Vazquez A., Arnoult D.: Mitochondrialdynamics regulate the RIG-I-like receptor antiviral pathway. EMBORep., 2010; 11: 133-138
  Google Scholar
• 9. Castanier C., Zemirli N., Portier A., Garcin D., Bidère N., VazquezA., Arnoult D.: MAVS ubiquitination by the E3 ligase TRIM25 anddegradation by the proteasome is involved in type I interferon productionafter activation of the antiviral RIG-I-like receptors. BMCBiol., 2012; 10: 44
  Google Scholar
• 10. Charoenthongtrakul S., Gao L., Parvatiyar K., Lee D., Harhaj E.W.:RING finger protein 11 targets TBK1/IKKi kinases to inhibit antiviralsignaling. PLoS One, 2013; 8: e53717
  Google Scholar
• 11. Chen H., Li Y., Zhang J., Ran Y., Wei J., Yang Y., Shu H.B.: RAVER1is a coactivator of MDA5-mediated cellular antiviral response. J. Mol.Cell Biol., 2013; 5: 111-119
  Google Scholar
• 12. Chiu Y.H., MacMillan J.B., Chen Z.J.: RNA polymerase III detectscytosolic DNA and induces type-I interferons through the RIG-I pathway.Cell, 2009; 138: 576-591
  Google Scholar
• 13. Cui S., Eisenächer K., Kirchhofer A., Brzózka K., Lammens A.,Lammens K., Fujita T., Conzelmann K.K., Krug A., Hopfner K.P.: TheC-terminal regulatory domain is the RNA 5’-triphosphate sensor ofRIG-I. Mol. Cell, 2008; 29: 169-179
  Google Scholar
• 14. Diao F., Li S., Tian Y., Zhang M., Xu L.G., Zhang Y., Wang R.P., ChenD., Zhai Z., Zhong B., Tien P., Shu H.B.: Negative regulation of MDA5 –but not RIG-I-mediated innate antiviral signaling by the dihydroxyacetonekinase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 11706-11711
  Google Scholar
• 15. Dong B., Niwa M., Walter P., Silverman R.H.: Basis for regulatedRNA cleavage by functional analysis of RNase L and Ire1p. RNA,2001; 7: 361-373
  Google Scholar
• 16. Ferreira R.C., Pan-Hammarström Q., Graham R.R., Gateva V.,Fontán G., Lee A.T., Ortmann W., Urcelay E., Fernández-Arquero M.,Núñez C., Jorgensen G., Ludviksson B.R., Koskinen S., Haimila K.,Clark H.F., Klareskog L., Gregersen P.K., Behrens T.W., HammarströmL.: Association of IFIH1 and other autoimmunity risk alleles withselective IgA deficiency. Nat. Genet., 2010; 42:777-780
  Google Scholar
• 17. Fitzgerald K.A., McWhirter S.M., Faia K.L., Rowe D.C., Latz E.,Golenbock D.T., Coyle A.J., Liao S.M., Maniatis T.: IKKepsilon andTBK1 are essential components of the IRF3 signaling pathway. Nat.Immunol., 2003; 4: 491-496
  Google Scholar
• 18. Friedman C.S., O’Donnell M.A., Legarda-Addison D., Ng A., CárdenasW.B., Yount J.S., Moran T.M., Basler C.F., Komuro A., Horvath C.M.,Xavier R., Ting A.T.: The tumor suppressor CYLD is a negative regulatorof RIG-I-mediated antiviral response. EMBO Rep., 2008; 9: 930-936
  Google Scholar
• 19. Foy E., Li K., Sumpter R. Jr., Loo Y-M., Johnson C.L., Wang C.,Fish P.M., Yoneyama M., Fujita T., Lemon S.M., Gale M. Jr.: Controlof antiviral defenses through hepatitis C virus disruption of retinoicacid-inducible gene-I signaling. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005;102: 2986-2991
  Google Scholar
• 20. Fredericksen B.L., Gale M. Jr.: West Nile virus evades cctivationof interferon regulatory factor 3 through RIG-I-dependent and – independentpathways without antagonizing host defense signaling.J. Virol., 2006; 80: 2913-2923
  Google Scholar
• 21. Fritz J.H., Ferrero R.L., Philpott D.J., Girardin S.E.: Nod-like proteinsin immunity, inflammation and disease. Nature Immunol.,2006; 7: 1250-1257
  Google Scholar
• 22. Gack M.U., Shin Y.C., Joo C.H., Urano T., Liang C., Sun L., TakeuchiO., Akira S., Chen Z., Inoue S., Jung J.U.: TRIM25 RING-finger E3ubiquitin ligase is essential for RIG-I-mediated antiviral activity.Nature, 2007; 446: 916-920
  Google Scholar
• 23. Gitlin L., Barchet W., Gilfillan S., Cella M., Beutler B., FlavellR.A., Diamond M.S., Colonna M.: Essential role of mda-5 in typeI IFN responses to polyriboinosinic: polyribocytidylic acid and encephalomyocarditispicornavirus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006;103: 8459-8464
  Google Scholar
• 24. Gołąb J., Jakóbisiak M., Lasek W., Stokłosa T.: Immunologia.Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2011
  Google Scholar
• 25. Gorbalenya A.E., Koonin E.V., Donchenko A.P., Blinov V.M.: Tworelated superfamilies of putative helicases involved in replication,recombination, repair and expression of DNA and RNA genomes.Nucleic Acids Res., 1989; 17: 4713-4730
  Google Scholar
• 26. Gorbalenya A.E., Koonin E.V., Donchenko A.P., Blinov V.M.: A novelsuperfamily of nucleoside triphosphate-binding motif containingproteins which are probably involved in duplex unwinding inDNA and RNA replication and recombination. FEBS Letters, 1988;235: 16-24
  Google Scholar
• 27. Habjan M., Andersson I., Klingström J., Schümann M., MartinA., Zimmermann P., Wagner V., Pichlmair A., Schneider U., MühlbergerE., Mirazimi A., Weber F.: Processing of genome 5’ termini asa strategy of negative-strand RNA viruses to avoid RIG-I-dependentinterferon induction. PLoS One, 2008; 3: e2032
  Google Scholar
• 28. Harhaj E.W., Dixit V.M.: Regulation of NF-ĸB by deubiquitinases.Immunol. Rev., 2012; 246: 107-124
  Google Scholar
• 29. Hausmann S., Marq J.B., Topparel C., Kolakofsky D., Garcin D.:RIG-I and dsRNA-induces IFNβ activation. PLoS One, 2008; 3: e3965
  Google Scholar
• 30. Hornung V., Ellegast J., Kim S., Brzózka K., Jung A., Kato H.,Poeck H., Akira S., Conzelmann K.K., Schlee M., Endres S., HartmannG.: 5’-Triphosphate RNA is the ligand for RIG-I. Science, 2006; 314:994-997
  Google Scholar
• 31. Hou F., Sun L., Zheng H., Skaug B., Jiang Q.X., Chen Z.J.: MAVSforms functional prion-like aggregates to activate and propagateantiviral innate immune response. Cell, 2011; 146: 448-461
  Google Scholar
• 32. Huang J., Liu T., Xu L.G., Chen D., Zhai Z., Shu H.B.: SIKE is anIKKε/TBK1-associated suppressor of TLR3 – and virus-triggered IRF-
  Google Scholar
• 33. Ishikawa H., Barber G.N.: STING is an endoplasmic reticulumadaptor that facilitates innate immune signalling. Nature, 2008;455: 674-678
  Google Scholar
• 34. Ishikawa H., Ma Z., Barber G.N.: STING regulates intracellularDNA-mediated, type I interferon-dependent innate immunity. Nature,2009; 461: 788-792
  Google Scholar
• 35. Jounai N., Takeshita F., Kobiyama K., Sawano A., Miyawaki A.,Xin K.Q., Ishii K.J., Kawai T., Akira S., Suzuki K., Okuda K.: The Atg5-Atg12 conjugate associates with innate antiviral immune responses.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 14050-14055
  Google Scholar
• 36. Kang D.C, Gopalkrishnan R.V., Wu Q., Jankowsky E., Pyle A.M.,Fisher P.B.: mda-5: An interferon-inducible putative RNA helicasewith double-stranded RNA-dependent ATPase activity and melanomagrowth-suppressive properties. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,2002; 99: 637-642
  Google Scholar
• 37. Kanneganti T.D., Body-Malapel M., Amer A., Park J.H., WhitfieldJ., Franchi L., Taraporewala Z.F., Miller D., Patton J.T., InoharaN., Núñez G.: Critical role for Cryopyrin/Nalp3 in activation of caspase-1in response to viral infection and double-stranded RNA. J.Biol. Chem., 2006; 281: 36560-36568
  Google Scholar
• 38. Kato H., Sato S., Yoneyama M., Yamamoto M., Uematsu S., MatsuiK., Tsujimura T., Takeda K., Fujita T., Takeuchi O., Akira S.: Celltype-specific involvement of RIG-I in antiviral response. Immunity,2005; 23: 19-28
  Google Scholar
• 39. Kato H., Takeuchi O., Mikamo-Satoh E., Hirai R., Kawai T., MatsushitaK., Hiiragi A., Dermody T.S., Fujita T., Akira S.: Length-dependentrecognition of double-stranded ribonucleic acids by retinoicacid-inducible gene-I and melanoma differentiation-associated gene
  Google Scholar
• 40. Kato H., Takeuchi O., Sato S., Yoneyama M., Yamamoto M., MatsuiK., Uematsu S., Jung A., Kawai T., Ishii K.J., Yamaguchi O., Otsu K.,Tsujimura T., Koh C.S., Reis e Sousa C., Matsuura Y., Fujita T., AkiraS.: Differential roles of MDA5 and RIG-I helicases in the recognitionof RNA viruses. Nature, 2006; 441: 101-105
  Google Scholar
• 41. Kawai T., Akira S.: The roles of TLRs, RLRs and NLRs in pathogenrecognition. Int. Immunol., 2009; 21: 317-337
  Google Scholar
• 42. Kawai T., Takahashi K., Sato S., Coban C., Kumar H., Kato H.,Ishii K.J., Takeuchi O., Akira S.: IPS-1, an adaptor triggering RIG-I– and Mda5-mediated type I interferon induction. Nat. Immunol.,2005; 6: 981-988
  Google Scholar
• 43. Kayagaki N., Phung Q., Chan S., Chaudhari R., Quan C., O’RourkeK.M., Eby M., Pietras E., Cheng G., Bazan J.F., Zhang Z., Arnott D.,Dixit V.M.: DUBA: a deubiquitinase that regulates type I interferonproduction. Science, 2007; 318: 1628-1632
  Google Scholar
• 44. Kim M.J., Hwang S.Y., Imaizumi T., Yoo J.Y.: Negative feedbackregulation of RIG-I-mediated antiviral signaling by interferon-inducedISG15 conjugation. J Virol., 2008; 82: 1474-1483
  Google Scholar
• 45. Komuro A., Horvath C.M.: RNA – and virus-independent inhibitionof antiviral signaling by RNA helicase LGP2. J. Virol., 2006;80: 12332-12342
  Google Scholar
• 46. Kübler K., Gehrke N., Riemann S., Böhnert V., Zillinger T., HartmannE., Pölcher M., Rudlowski C., Kuhn W., Hartmann G., BarchetW.: Targeted activation of RNA helicase retinoic acid-inducible geneIinduces proimmunogenic apoptosis of human ovarian cancer cells.Cancer Res., 2010; 70: 5293-52304
  Google Scholar
• 47. Lee H.K., Lund J.M., Ramanathan B., Mizushima N., Iwasaki A.:Autophagy-dependent viral recognition by plasmacytoid dendriticcells. Science, 2007; 315: 1398-1401
  Google Scholar
• 48. Leung D.W., Basler C.F., Amarasinghe G.K.: Molecular mechanismsof viral inhibitors of RIG-I-like receptors. Trends Microbiol.,2012; 20: 139-146
  Google Scholar
• 49. Leung D.W., Prins K.C., Borek D.M., Farahbakhsh M., TufarielloJ.M., Ramanan P., Nix J.C., Helgeson L.A., Otwinowski Z., HonzatkoR.B., Basler C.F., Amarasinghe G.K.: Structural basis for dsRNA recognitionand interferon antagonism by Ebola VP35. Nat. Struct. Mol.Biol., 2010; 17: 165-172
  Google Scholar
• 50. Li X., Ranjith-Kumar C.T., Brooks M.T., Dharmaiah S., Herr A.B.,Kao C., Li P.: The RIG-I-like receptor LGP2 recognizes the termini ofdouble-stranded RNA. J. Biol. Chem., 2009; 284: 13881-13891
  Google Scholar
• 51. Lin R., Yang L., Nakhaei P., Sun Q, Sharif-Askari E., Julkunen I.,Hiscott J.: Negative regulation of the retinoic acid-inducible gene Iinducedantiviral state by the ubiquitin-editing protein A20. J. Biol.Chem., 2006; 281: 2095-2103
  Google Scholar
• 52. Loo Y.M., Fornek J., Crochet N., Bajwa G., Perwitasari O., Martinez-SobridoL., Akira S., Gill M.A., García-Sastre A., Katze M.G., GaleM.Jr.: Distinct RIG-I and MDA5 signaling by RNA viruses in innateimmunity. J. Virol., 2008; 82: 335-345
  Google Scholar
• 53. Maelfait J., Beyaert R.: Emerging role of ubiquitination in antiviralRIG-I signaling. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2012; 76: 33-45
  Google Scholar
• 54. Malathi K., Dong B., Gale M.Jr, Silverman R.H.: Small self-RNAgenerated by RNase L amplifies antiviral innate immunity. Nature,2007; 448: 816-819
  Google Scholar
• 55. Malmgaard L.: Induction and regulation of IFNs during viralinfections. J. Interferon Cytokine Res., 2004; 24: 439-454
  Google Scholar
• 56. McCartney S.A., Thackray L.B., Gitlin L., Gilfillan S., Virgin H.W.,Colonna M.: MDA-5 recognition of a murine norovirus. PLoS Pathog.,2008; 4: e1000108
  Google Scholar
• 57. Melchjorsen J., Rintahaka J., Søby S., Horan K.A., PoltajainenA., Østergaard L., Paludan S.R., Matikainen S.: Early innate recognitionof herpes simplex virus in human primary macrophagesis mediated via the MDA5/MAVS-dependent and MDA5/MAVS/RNA polymerase III-independent pathways. J. Virol., 2010; 84:11350-11358
  Google Scholar
• 58. Meylan E., Curran J., Hofmann K., Moradpour D., Binder M.,Bartenschlager R., Tschopp J.: Cardif is an adaptor protein in theRIG-I antiviral pathway and is targeted by hepatitis C virus. Nature,2005; 437: 1167-1172
  Google Scholar
• 59. Michallet M.C., Meylan E., Ermolaeva M.A., Vazquez J., RebsamenM., Curran J., Poeck H., Bscheider M., Hartmann G., König M.,Kalinke U., Pasparakis M., Tschopp J.: TRADD protein is an essentialcomponent of the RIG-like helicase antiviral pathway. Immunity,2008; 28: 651-661
  Google Scholar
• 60. Moore C.B., Bergstralh D.T., Duncan J.A., Lei Y., Morrison T.E.,Zimmermann A.G., Accavitti-Loper M.A., Madden V.J., Sun L., Ye Z.,Lich J.D., Heise M.T., Chen Z., Ting J.P.: NLRX1 is a regulator of mitochondrialantiviral immunity. Nature, 2008; 451: 573-577
  Google Scholar
• 61. Mori M, Yoneyama M., Ito T., Takahashi K., Inagaki F., Fujita T.:Identification of Ser-386 of interferon regulatory factor 3 as criticaltarget for inducible phosphorylation that determines activation. J.Biol. Chem., 2004; 279: 9698-9702
  Google Scholar
• 62. Motz C., Schumman K.M., Kirchofer A., Moldt M., Witte G., ConzelmannK.K., Hopfer K.P.: Paramyxovirus V proteins disrupt thefold of the RNA sensor MDA5 to inhibit antiviral signaling. Science,2013; 339: 690-693
  Google Scholar
• 63. Murali A., Li X., Ranjith-Kumar C.T., Bhardwaj K., HolzenburgA., Li P., Kao C.C.: Structure and function of LGP2, a DEX(D/H) helicasethat regulates the innate immunity response. J. Biol. Chem.,2008; 283: 15825-15833
  Google Scholar
• 64. Nejentsev S., Walker N., Riches D., Egholm M., Todd J.A.: Rarevariants of IFIH1, a gene implicated in antiviral responses, protectagainst type 1 diabetes. Science, 2009; 324: 387-389
  Google Scholar
• 65. Oshiumi H., Matsumoto M., Hatakeyama S., Seya T.: Riplet/RNF135, a  RING finger protein, ubiquitinates RIG-I  to promoteinterferon-β induction during the early phase of viral infection. J.Biol. Chem., 2009; 284: 807-817
  Google Scholar
• 66. Osorio F., Reis e Sousa C.: Myeloid C-type lectin receptors inpathogen recognition and host defense. Immunity, 2011; 34: 651-664
  Google Scholar
• 67. Parvatiyar K., Barber G.L., Harhaj E.W.: TAX1BP1 and A20 inhibitantiviral signaling by targeting TBK1-IKKi kinases. J. Biol. Chem.,2010; 285: 14999-15009
  Google Scholar
• 68. Pichlmair A., Schulz O., Tan C.P., Näslund T.I., Liljeström P., WeberF., Reis e Sousa C.: RIG-I-mediated antiviral responses to singlestrandedRNA bearing 5’-phosphates. Science, 2006; 314: 997-1001
  Google Scholar
• 69. Pichlmair A., Schulz O., Tan C.P., Rehwinkel J., Kato H., TakeuchiO., Akira S., Way M., Schiavo G., Reis e Sousa C.: Activation of MDA5requires higher-order RNA structures generated during virus infection.J. Virol., 2009; 83: 10761-10769
  Google Scholar
• 70. Prens E.P., Kant M., van Dijk G., van der Wel L.I., Mourits S., vander Fits L.: IFN-α enhances poly-IC responses in human keratinocytesby inducing expression of cytosolic innate RNA receptors: revelancefor psoriasis. J Invest. Dermatol., 2008; 128: 932-938
  Google Scholar
• 71. Rajsbaum R., Albrecht R.A., Wang M.K., Maharaj N.P., VersteegG.A., Nistal-Villán E., García-Sastre A., Gack M.U.: Species-specificinhibition of RIG-I ubiquitination and IFN induction by the influenzaA virus NS1 protein. PLOS Pathog., 2012; 8: e100305949
  Google Scholar
• 72. Rasmussen S.B., Jensen S.B., Costa E., Nielsen C., Kato H., ChenZ.J., Silverman R.H., Akira S., Paludan S.R.: Herpes simplex virus infectionis sensed by both Toll-like receptors and RIG-like receptors,which synergize to induce type I interferon production. J. Gen. Virol.,2009; 90: 74-78
  Google Scholar
• 73. Reich N., Evans B., Levy D., Fahey D., Knight E. Jr, Darnell J.E.Jr.:Interferon-induced transcription of a gene encoding a 15-kDa proteindepends on a upstream enhancer element. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 1987; 84: 6394-6398
  Google Scholar
• 74. Roth-Cross J.K., Bender S.J., Weiss S.R.: Murine coronavirusmouse hepatitis virus is recognized by MDA5 and induces type I interferonin brain macrophages/microglia. J. Virol., 2008; 82: 9829-9838
  Google Scholar
• 75. Saha S.K., Pietras E.M., He J.Q., Kang J.R., Liu S.Y., Oganesyan G.,Shahangian A., Zarnegar B., Shiba T.L., Wang Y., Cheng G.: Regulationof antiviral responses by a direct and specific interaction betweenTRAF3 and Cardif. EMBO J., 2006; 25: 3257-3263
  Google Scholar
• 76. Saito T., Hirai R., Loo Y-M., Owen D., Johnson C.L., Sinha S.C.,Akira S., Fujita T., Gale M.Jr.: Regulation of innate antiviral defensesthrough a shared repressor domain in RIG-I and LGP2. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 2007; 104: 582-587
  Google Scholar
• 77. Saito T., Owen D.M., Jiang F., Marcotrigiano J., Gale M. Jr.: Innateimmunity induced by composition-dependent RIG-I recognition ofHepatitis C virus RNA. Nature, 2008; 454: 523-527
  Google Scholar
• 78. Satoh T., Kato H., Kumagai Y., Yoneyama M., Sato S., MatsushitaK., Tsujimura T., Fujita T., Akira S., Takeuchi O.: LGP2 is a positiveregulator of RIG-I – and MDA5-mediated antiviral responses. Proc.Natl. Acad. Sci. USA, 2010; 107: 1512-1517
  Google Scholar
• 79. Schlee M., Roth A., Hornung V., Hagmann C.A., WimmenauerV., Barchet W., Coch C., Janke M., Mihailovic A., Wardle G., JuranekS., Kato H., Kawai T., Poeck H., Fitzgerald K.A. i wsp.: Recognitionof 5’-triphosphate by RIG-I helicase requires short blunt doublestrandedRNA as contained in panhandle of negative strand virus.Immunity, 2009; 31: 25-34
  Google Scholar
• 80. Seth R.B., Sun L., Ea C.K., Chen Z.J.: Identification and characterizationof MAVS, a mitochondrial antiviral signaling protein thatactivates NF-κB and IRF3. Cell, 2005; 122: 669-682
  Google Scholar
• 81. Sharma S., tenOever B.R., Grandvaux N., Zhou G.P., Lin R., HiscottJ.: Triggering the interferon antiviral response through an IKKrelatedpathway. Science, 2003; 300: 1148-1151
  Google Scholar
• 82. Shembade N., Pujari R., Harhaj N.S., Abbott D.W., Harhaj E.W.:The kinase IKKα inhibits activation of the transcription factor NF-κB by phosphorylation the regulatory molecule TAX1BP1. Nat. Immunol.,2012; 12; 834-843
  Google Scholar
• 83. Skaug B., Chen Z.J.: Emerging role of ISG15 in antiviral immunity.Cell, 2010; 143: 187-190
  Google Scholar
• 84. Sochocka M., Błach-Olszewska Z.: Mechanisms of innate immunity.Postępy Hig. Med. Dośw., 2005; 59: 250-258
  Google Scholar
• 85. Subramaniam V., Li H., Wong M., Kitching R., Attisano L., WranaJ., Zubovits J., Burger A.M., Seth A.: The RING-H2 protein RNF11 isoverexpressed in breast cancer and is a target of Smurf2 E3 ligase.Br. J. Cancer, 2003; 89: 1538-1544
  Google Scholar
• 86. Takahashi K., Kawai T., Kumar H., Sato S., Yonehara S., Akira S.:Cutting edge: roles of caspase-8 and caspase-10 in innate immuneresponses to double-stranded RNA. J. Immunol., 2006; 176: 4520-4524
  Google Scholar
• 87. Takahasi K., Kumeta H., Tsuduki N., Narita R., Shigemoto T., HiraiR., Yoneyama M., Horiuchi M., Ogura K., Fujita T., Inagaki F.: Solutionstructures of cytosolic RNA sensor MDA5 and LGP2 C-terminaldomains. Identification of the RNA recognition loop in RIG-I-likereceptor. J. Biol. Chem., 2009; 284: 17465-17474
  Google Scholar
• 88. Takahasi K., Yoneyama M., Nishihori T., Hirai R., Kumeta H.,Narita R., Gale M.Jr., Inagaki F., Fujita T.: Nonself RNA-sensing mechanismof RIG-I helicase and activation of antiviral immune responses.Mol. Cell, 2008; 29: 428-440
  Google Scholar
• 89. Takamatsu S., Onoguchi K., Onomoto K., Narita R., Takahasi K.,Ishidate F., Fujiwara T.K., Yoneyama M., Kato H., Fujita T.: Functionalcharacterization of domains of IPS-1 using an inducible oligomerizationsystem. PLoS One, 2013; 8: e53578
  Google Scholar
• 90. Takaoka A., Wang Z., Choi M.K., Yanai H., Negishi H., Ban T., LuY., Miyagishi M., Kodama T., Honda K., Ohba Y., Taniguchi T.: DAI(DLM-1/ZBP1) is a cytosolic DNA sensor and an activator of innateimmune response. Nature, 2007; 448: 501-505
  Google Scholar
• 91. Unterholzner L., Keating S.E., Baran M. Horan K.A., Jensen S.B.,Sharma S., Sirois C.M., Jin T., Xiao T., Fitzgerald K.A., Paludan S.R.,Bowie A.G.: IFI16 is an innate immune sensor for intracellular DNA.Nat. Immunol., 2010; 11: 997-1004
  Google Scholar
• 92. Uzri D., Gehrke L.: Nucleotide sequences and modifications thatdetermine RIG-I/RNA binding and signaling activities. J. Virol., 2009;83: 4174-4184
  Google Scholar
• 93. Venkataraman T., Valdes M., Elsby R., Kakuta S., Caceres G.,Saijo S., Iwakura Y., Barber G.N.: Loss of DExD/H box RNA helicaseLGP2 manifests disparate antiviral responses. J. Immunol., 2007;178: 6444-6455
  Google Scholar
• 94. Wang L., Zhao W., Zhang M., Wang P., Zhao X., Yang S., Gao C.:USP4 positively regulates RIG-I-mediated antiviral response throughdeubiquitination and stabilization of RIG-I. J. Virol., 2013; 87: 4507-4515
  Google Scholar
• 95. Wang X., Basler C.F., Williams B.R., Silverman R.H., Palese P.,García-Sastre A.: Functional replacement of the carboxy-terminaltwo-thirds of the influenza A virus NS1 protein with short heterologousdimerization domains. J. Virol., 2002; 76: 12951-12962
  Google Scholar
• 96. Wang Y., Tong X., Li G., Li J., Deng M., Yr X.: Ankrd17 positivelyregulates RIG-I-like receptor (RLR)-mediated immune signaling. Eur.J. Immunol., 2012; 42: 1304-1315
  Google Scholar
• 97. Wu B., Peisley A., Richards C., Yao H., Zeng X., Lin C., Chu F., WalzT., Hur S.: Structural basis for dsRNA recognition, filament formation,and antiviral signal activation by MDA5. Cell, 2013; 152: 276-289
  Google Scholar
• 98. Xing J., Wang S., Lin R., Mossman K.L., Zheng C.: Herpes simplexvirus 1 tegument protein US11 downmodulates the RLR signalingpathway via direct interaction with RIG-I and MDA-5. J. Virol., 2012;86: 3528-3540
  Google Scholar
• 99. Xu L.G., Wang Y.Y., Han K.J., Li L.Y., Zhai Z., Shu H.B.: VISA is anadapter protein required for virus-triggered IFN-β signaling. Mol.Cell, 2005; 19: 727-740
  Google Scholar
• 100. Yoneyama M., Fujita T.: Structural mechanism of RNA recognitionby the RIG-I-like receptors. Immunity, 2008; 29: 178-181
  Google Scholar
• 101. Yoneyama M., Kikuchi M., Matsumoto K., Imaizumi T., MiyagishiM., Taira K., Foy E., Loo Y.M., Gale M.Jr., Akira S., Yonehara S.,Kato A., Fujita T.: Shared and unique functions of the DExD/H-boxhelicases RIG-I, MDA5, and LGP2 in antiviral innate immunity. J. Immunol.,2005; 175: 2851-2858
  Google Scholar
• 102. Yoneyama M., Kikuchi M., Natsukawa T., Shinobu N., ImaizumiT., Miyagishi M., Taira K., Akira S., Fujita T.: The RNA helicase RIGIhas an essential function in double-stranded RNA-induced innateantiviral responses. Nat. Immunol., 2004; 5: 730-737
  Google Scholar
• 103. Yoneyama M., Suhara W., Fujita T.: Control of IRF-3 activationby phosphorylation. J. Interferon Cytokine Res., 2002; 22: 73-76
  Google Scholar
• 104. Yoneyama M., Suhara W., Fukuhara Y., Fukuda M., Nishida E.,Fujita T.: Direct triggering of the type I interferon system by virusinfection: activation of a transcription factor complex containingIRF-3 and CBP/p300. EMBO J., 1998: 17: 1087-1095
  Google Scholar
• 105. Yu Y., Wang S.E., Hayward G.S.: The KSHV immediate-earlytranscription factor RTA encodes ubiquitin E3 ligase activity thattargets IRF7 for proteosome-mediated degradation. Immunity, 2005;22: 59-70
  Google Scholar
• 106. Zeng W., Sun L., Jiang X., Chen X., Hou F., Adhikari A., Xu M.,Chen Z.J.: Reconstitution of the RIG-I pathway reveals a signalingrole of unanchored polyubiquitin chains in innate immunity. Cell,2010; 141: 315-330
  Google Scholar
• 107. Zhong B., Yang Y., Li S., Wang Y.Y., Li Y., Diao F., Lei C., He X.,Zhang L., Tien P., Shu H.B.: The adaptor protein MITA links virussensingreceptors to IRF3 transcription factor activation. Immunity,2008; 29: 538-550
  Google Scholar

Pełna treść artykułu