Abstrakt

Zaangażowanie komórek miogennych w różnicowanie mięśni szkieletowych wymaga wcześniejszego nieodwracalnego przerwania cyklu komórkowego. Na poziomie molekularnym rozpoznano kilka głównych regulatorów cyklu komórkowego: kinazy cyklinozależne i cykliny pobudzające postęp cyklu, a jego zatrzymanie jest uwarunkowane działaniem inhibitorów cdk (białka z rodziny Cip/Kip oraz rodzina INK) i rodziny białek kieszeniowych: Rb, p107 i p130. Biologiczna aktywność kompleksów cyklina/cdk umożliwia przechodzenie przez kolejne fazy cyklu komórkowego. Specjalizacja, różnicowanie i fuzja mioblastów wymagają działania miogennych czynników regulatorowych, do których należą MyoD, miogenina, Myf5 i MRF4. MyoD i Myf5 uczestniczą w specjalizacji komórek mięśniowych, miogenina kontroluje proces różnicowania, natomiast MRF4 jest związany z dojrzewaniem miotub. Zniesienie regulacji cyklu komórkowego wyzwala niekontrolowaną proliferację antagonizującą funkcje czynników miogennych, co wyjaśnia brak ekspresji genów swoistych dla różnicowania w dzielących się komórkach. Odwrotnie, czynnik miogenny MyoD wydaje się współdziałać z inhibitorami cyklu komórkowego na ścieżce prowadzącej do jego zahamowania i zaangażowania w proces różnicowania. Słabo ufosforylowana postać Rb i inhibitory cdk odgrywają znaczącą rolę w trwałym przerwaniu cyklu komórkowego w zróżnicowanych miotubach. Kompleksy cyklina/cdk nie tylko regulują podział komórki przez fosforylację różnych substratów, lecz mogą również kontrolować inne procesy komórkowe, takie jak transdukcja sygnałów, różnicowanie i apoptoza. Białka Cip/Kip, poza hamowaniem cyklu komórkowego, odgrywają ważną rolę w regulacji śmierci komórki, transkrypcji, determinowaniu losu komórek, migracji komórek i dynamice cytoszkieletu. W artykule przedstawiono obecny stan wiedzy dotyczącej interakcji szlaków sygnałowych kontrolujących podstawowe etapy miogenezy płodowej i regeneracyjnej.

Wprowadzenie – antagonizm między cyklem komórkowym a różnicowaniem mioblastów

Podczas rozwoju organizmu komórki somatyczne proliferują, podlegają różnicowaniu, wchodzą w stan spoczynkowy oraz giną na skutek działania mechanizmów homeostatycznych. Proliferująca komórka przechodzi proces zwany cyklem komórkowym, który dzieli się na cztery główne fazy: G1, S, G2 i M. Gdy komórka ulegnie podziałowi podczas mitozy (M), wchodzi w fazę G1. W fazie tej komórka zwykle rośnie i przygotowuje się do fazy S, w której chromosomy ulegają duplikacji. Po zakończeniu tego procesu komórki przechodzą w fazę G2, w której kontynuują wzrost i przygotowują się do kolejnego podziału mitotycznego [6].

Cykl komórkowy jest regulowany przez wiele złożonych szlaków biochemicznych, co gwarantuje, że rozpoczęcie danego zdarzenia zależy od właściwego zakończenia wcześniejszych etapów ścieżki [14]. Zaangażowanie komórek miogennych w różnicowanie mięśni szkieletowych wymaga wcześniejszego nieodwracalnego przerwania cyklu komórkowego. Wydaje się, że podjęcie decyzji o wejściu w nowy cykl podziałowy jest regulowane głównie przed przejściem z fazy G1 do fazy S. Na poziomie molekularnym rozpoznano kilka ważnych regulatorów cyklu komórkowego: kinazy cyklinozależne (cdk) i ich cykliny pobudzają postęp cyklu, podczas gdy jego zatrzymanie jest uwarunkowane działaniem inhibitorów cdk (CKI) i rodziny białek kieszeniowych: produktu genu podatności na siatkówczaka (białko Rb, retinoblastoma) i dwóch pokrewnych białek, p107 i p130.

Biologiczna aktywność kompleksów cyklina/cdk umożliwia przechodzenie przez kolejne fazy cyklu komórkowego. Cdk1, pierwsza opisana kinaza cyklinozależna, tworzy kompleksy z cyklinami A i B, które są niezbędne do przejścia z fazy G2 do fazy M [37]. Przejście z fazy G1 do fazy S podlega kontroli przez cyklinozależne kinazy, które są regulowane przez cykliny D (cdk4 i cdk6), E i A (cdk2). Jednym z najlepiej zbadanych białek docelowych dla cdk podczas przechodzenia z fazy G1 do S jest białko retinoblastoma. W słabo ufosforylowanej postaci Rb jest czynnikiem supresorowym wzrostu guzów, który oddziałuje przez interakcje z wieloma czynnikami transkrypcyjnymi i moduluje ich aktywność, w ten sposób tłumiąc transkrypcję genów niezbędnych do wejścia w fazę S. Najlepiej opisanymi białkami docelowymi dla wiązania Rb podczas fazy G1 są trzy czynniki transkrypcyjne z rodziny E2F (E2F1, E2F2 i E2F3). Kolejno następująca fosforylacja Rb z udziałem kompleksów cyklina-cdk fazy G1 (cdk4- -cyklina D i cdk2-cyklina E) pobudza jego dysocjację od E2F, umożliwiając w ten sposób wejście komórek w fazę S. Kontrola postępu cyklu komórkowego podczas fazy G1 jest zatem w znacznym stopniu zależna od regulacji genów zależnych od Rb/E2F.

Podobne mechanizmy kontrolują cykl komórek miogennych, które przechodzą fazę aktywnej proliferacji przed zahamowaniem cyklu komórkowego i łączeniem się w miotuby. Specjalizacja, różnicowanie i fuzja mioblastów wymagają działania miogennych czynników regulatorowych (MRF). Rozpoznano cztery czynniki miogenne, są to: MyoD, miogenina, Myf5 i MRF4 [78]. Każdy z tych swoistych dla mięśni czynników transkrypcyjnych typu helisa-pętla-helisa (bHLH) wykazuje zdolność uruchamiania pełnego programu różnicowania mięśni szkieletowych, gdy ulegnie ekspresji w różnych typach komórek niemięśniowych. Cztery czynniki miogenne aktywują transkrypcję swoistych dla mięśni genów przez tworzenie heterodimerów z wszechobecnymi białkami E i wiązanie zgodnej sekwencji E-box (CANNTG) w promotorach i wzmacniaczach genów mięśniowych. Miogenne czynniki transkrypcyjne podlegają ekspresji w określonej kolejności w komórkach miogennych: Myf5 i MyoD ulegają zazwyczaj ekspresji najwcześniej, następnie jest syntetyzowana miogenina, a jako ostatni MRF4 [58]. Ta kolejno następująca ekspresja czynników miogennych określa wczesne (Myf5/MyoD) i późne (miogenina/MRF4) etapy w życiu komórki mięśniowej. Jest to także związane z funkcjami, jakie pełnią te czynniki w rozwoju mię- śni: MyoD i Myf5 odgrywają rolę w specjalizacji komórek mięśniowych, miogenina kontroluje proces różnicowania, natomiast MRF4 jest związany z dojrzewaniem miotub.

Istnieją dowody, że zniesienie regulacji cyklu komórkowego prowadzi do niekontrolowanej proliferacji antagonizującej funkcje czynników miogennych, co wyjaśnia brak ekspresji genów swoistych dla różnicowania w dzielących się komórkach. Odwrotnie, czynnik miogenny MyoD wydaje się współdziałać z inhibitorami cyklu komórkowego, CKI i Rb, na ścieżce prowadzącej do zahamowania cyklu komórkowego w fazie G1 i zaangażowania w proces różnicowania. Słabo ufosforylowane postaci Rb i CKI odgrywają znaczącą rolę w trwałym przerwaniu cyklu komórkowego w zróżnicowanych miotubach [37].

Aktywność regulatorów cyklu komórkowego podczas miogenezy

Duża zawartość czynników mitogennych w środowisku zewnątrzkomórkowym stymuluje przejście mioblastów do fazy S i  przeciwdziała ich zaangażowaniu w różnicowanie. Odwrotnie, trwałe wycofanie mioblastów z  cyklu komórkowego wymaga, aby główne dodatnie regulatory cyklu komórkowego pozostały zahamowane, a to wiąże się z aktywacją inhibitorów cdk i białek z rodziny Rb [9].

Wiele dowodów wskazuje, że ekspresja i działanie aktywatorów cyklu komórkowego są hamowane podczas miogenezy. Ekspresja cdk4 i cdk2 pozostaje zwykle niezmieniona podczas różnicowania komórek mięśniowych, jednak obniża się stężenie cdk1, cykliny A i cykliny D1. Wyjście mioblastów z cyklu komórkowego jest uwarunkowane osłabieniem aktywności cdk, a niezdolność komórek złośliwego mięsaka (rhabdomyosarcoma) do opuszczenia cyklu komórkowego jest związana z dużym stężeniem zarówno cykliny E, jak i cykliny A [40]. Nadekspresja cykliny D1 i A lub E związanych z cdk2 w proliferujących mioblastach powoduje zahamowanie aktywności MyoD i miogeniny i w konsekwencji uniemożliwia różnicowanie. Osłabienie miogennej aktywności transkrypcyjnej jest powszechną cechą działania cdk, na którą ma wpływ ścieżka zależna od Rb/E2F [39]. Ekspresja i działanie Rb i E2F zmienia się podczas miogenezy: akumulacja Rb występuje podczas rozwoju zarodkowego i różnicowania komórek, uczestniczy także w końcowym różnicowaniu różnych linii komórkowych [13]. Podczas miogennego różnicowania komórek C2, ekspresja genu Rb jest zwiększana przez MyoD za pośrednictwem mechanizmu, który jest odmienny od jego miogennej funkcji [42]. Miogeneza wymaga interakcji Rb w jego aktywnej ufosforylowanej postaci, z czynnikami miogennymi z rodziny MyoD i Rb współdziała z MyoD, w celu pobudzenia aktywności transkrypcyjnej MEF2 w różnicujących mioblastach [13].

Podczas różnicowania mięśni zmieniają się także funkcja i regulacja E2F [24]. Rodzina ta obejmuje sześć białek (E2F1-6), wykrywanych w różnych kompleksach nukleoproteinowych w proliferujących mioblastach, a nieobecnych w miotubach. E2F1 jest najlepiej zbadanym białkiem E2F w miogenezie. Jego ekspresja jest hamowana podczas miogenezy, a miocyty wykazujące nadekspresję E2F1 nie opuszczają cyklu komórkowego, mimo warunków środowiska sprzyjających różnicowaniu. E2F1 hamuje transkrypcję zależną od MyoD i miogeniny, a represja ta wymaga udziału ścieżki Rb. Wykazano, że E2F4 i F2F5 biorą udział w hamowaniu fazy G1 [23] i są zaangażowane w stan postmitotyczny i różnicowanie przez kompleksy związane raczej z represją, niż z aktywacją transkrypcji [64]. Wiadomo np., iż kompleksy E2F4-p130 są związane ze stanem spoczynkowym G0. Badania zróżnicowanych komórek mięśniowych wykazały, że zmiany w subkomórkowym umiejscowieniu białek E2F (prawdopodobnie polegające na ich fosforylacji i łączeniu z różnymi kofaktorami) podtrzymują stan postmitotyczny w ostatecznie zróżnicowanych miotubach [24].

Ekspresja inhibitorów, zwłaszcza p21, ale także p27 i p18, jest pobudzana podczas miogenezy w rozwijających się mysich zarodkach oraz w miogennych liniach komórkowych tworząc mechanizm negatywnej regulacji cdk. Znane są dwie rodziny CKI: CIP/KIP, do której należą białka p21, p27 i p57 oraz INK, która obejmuje białka p15, p16, p18 i p19 [3]. Rodzina inhibitorów INK wykazuje swoistość wobec kompleksów cdk4 i cdk6, hamując ich działanie przez wiązanie się z podjednostką cdk, w ten sposób zapobiegając ich wiązaniu z białkami z rodziny cykliny D. Klasa inhibitorów CIP/KIP jest bardziej różnorodna – mogą one hamować kompleksy wszystkich cdk, ale są słabiej dzia- łającymi inhibitorami, ponieważ wiążą tylko kompleksy cyklina-cdk, a aktywność hamującą wykazują jedynie homodimery [55]. Wiadomo, że MyoD indukuje ekspresję p21 podczas miogenezy. Wymuszona ekspresja p21 w mioblastach skutecznie hamuje cykl komórkowy w pożywce bogatej w mitogeny. Mechanizmy indukcji ekspresji p18, p27 i p57 podczas różnicowania mięśni szkieletowych nie są dokładnie poznane. Oprócz p21 i Rb, MyoD pobudza także ekspresję cykliny D3, przez mechanizm niezależ- ny od syntezy białka i wymagający koaktywatora MyoD, p300 [9]. Cyklina D3 jest jedyną cykliną G1 (rodzina cyklin zwykle związanych z proliferacją), która jest pobudzana podczas miogennego różnicowania. Wpływa ona na nieodwracalne opuszczenie cyklu komórkowego przez mioblasty i uważa się, że jest całkowicie związana z cdk4 i nieufosforylowanym Rb w miotubach.

Wei i  Paterson (2001) ustalili, że wzrost zawartości cdk4 wyraźnie zakłóca wiązanie zarówno homodimerów MyoD, jak i heterodimerów MyoD/E12 z DNA [72]. Co ważne, cdk4 nie utrudnia oddziaływania miogeniny lub kompleksów miogenina/białko E z DNA w tych samych warunkach. Zakłócenia wiązania MyoD z DNA nie wymagają aktywnej kinazy, ponieważ kinaza cdk4 sama może hamować interakcje z DNA. Ekspresja cdk4 jest podobna w mioblastach i miotubach [15], co sugeruje, że modulowanie funkcji MyoD przez cdk4 może być związane z jej komórkową lokalizacją. W dzielących się mioblastach cyklina D1 i cdk4 znajdują się w jądrze komórkowym, ale w uformowanych miotubach cyklina D1 jest nieobecna, a cdk4 występuje w przedziale cytoplazmatycznym różnicującego włókna mięśniowego. Cyklina D1 jest „czujnikiem mitogennym”, czynnikiem ograniczającym w tworzeniu aktywnych kompleksów cdk4/D1 i jest nieobecna w różnicujących miotubach [59]. Indukcja ektopowej ekspresji stabilnej cykliny D1 wywoływała jądrową dystrybucję cdk4 w miotubach, co potwierdza, że regulacja poziomu cykliny D1 przez mitogeny może mieć wpływ na jądrową funkcję MyoD, przez regulowanie komórkowej lokalizacji cdk4. Obserwacja ta łączy cykl komórkowy i miogenezę poprzez zależne od cykliny D1 interakcje między MyoD i cdk4 oraz wyjaśnia mechanizm utrzymujący nieaktywne MyoD w dzielących się mioblastach (ryc. 1). Swoiste interakcje MyoD-cdk4 w dzielących się mioblastach w połączeniu z zależnym od cykliny D1 jądrowym przeznaczeniem cdk4 stanowią wrażliwy na mitogeny mechanizm, dzięki któremu cyklina D1 może regulować funkcję MyoD i zapoczątkowanie miogenezy poprzez kontrolę komórkowej lokalizacji cdk4, zamiast stanu fosforylacji MyoD [79].

NF-κB jest pozytywnym mediatorem wzrostu komórki, wykazano jego udział w bezpośredniej regulacji promotora cykliny D1 w mioblastach C2C12 i zarodkowych fibroblastach [32]. Ekspresja NF-κB może hamować róż- nicowanie mioblastów przez bezpośrednią aktywację ekspresji cykliny D1, podczas gdy mioblasty z brakiem NF-κB wykazują osłabioną proliferację i szybsze wyjście z cyklu komórkowego, niż komórki kontrolne [27]. Zatem, zdolność NF-κB do kontrolowania proliferacji komórek i różnicowania są ściśle związane z regulacją genu kodującego cyklinę D1.

β-katenina jest nie tylko elementem strukturalnym połą- czeń adherentnych, ale także kofaktorem aktywacji transkrypcyjnej w kompleksach z członkami rodziny czynników LEF-1 (lymphoid enhancing factor). W komórkach raka jelita grubego podwyższone stężenie β-kateniny spowodowane mutacją w genie kodującym β-kateninę lub białko coli gruczolaków, które reguluje degradację β-kateniny, skutkuje wzrostem formowania aktywnych transkrypcyjnie kompleksów β-katenina/LEF-1 [68], a wzmożona transkrypcja genów docelowych prowadzi do niekontrolowanego wzrostu guza. Gen kodujący cyklinę D1 wskazuje się jako docelowy dla aktywacji przez kompleks β-katenina/LEF-1 [25]. Zatem cyklina D1 może stanowić ważne ogniwo w regulacji funkcji MyoD podczas rozwoju, w której pośredniczy ścieżka wingless/WNT [53] z β-kateniną, jako znanym elementem docelowym [1].

Aktywność miogennych czynników transkrypcyjnych podczas cyklu komórkowego mioblastów

Ostateczne wyjście różnicujących mioblastów z cyklu komórkowego jest związane z bezpośrednim współdziałaniem MyoD z mechanizmami blokującymi postęp cyklu komórkowego, co wykazano przez związek między MyoD i indukcją p21, Rb i cykliną D3. MyoD hamuje cykl komórkowy przed fazą S niezależnie od wiązania z DNA i indukcji miogennego różnicowania, jeżeli podlega ektopowej ekspresji w wielu typach komórek [12].

W  zsynchronizowanej kulturze mioblastów ekspresja dwóch miogennych czynników, Myf5 i MyoD, wykazuje odmienny wzorzec. Najwyższy poziom białka MyoD występuje we wczesnej fazie G1 i obniża się do minimum tuż przed fazą S [36]. MyoD i Myf5 wykazują także odmienne wzorce ekspresji w mioblastach i w pierwotnych kulturach komórek satelitarnych indukowanych do różnicowania. Białko Myf5 jest nieobecne w różnicujących komórkach, które wykazują wysoki poziom MyoD i miogeniny, natomiast podlega ekspresji w mioblastach, które nie różnicują, lecz opuszczają swój cykl komórkowy przechodząc w stan spoczynkowy (G0) i nie zawierają ani MyoD, ani miogeniny [36]. Ta subpopulacja, wykazująca ekspresję Myf5 i  brak MyoD, stanowi około 10% niezróżnicowanych mioblastów w stanie spoczynkowym, powstaje zawsze podczas indukcji różnicowania i reprezentuje pulę komórek „rezerwowych” [77]. Komórki te, jeśli zostaną pobudzone do wzrostu, namnażają się i po osiągnięciu odpowiedniej gęstości różnicują się i łączą w miotuby [36,77]. Subpopulacja „rezerwowych” komórek wykazuje swoisty wzrost stężenia białka kieszeniowego p130, ale nie Rb lub p107 [8]. Okazuje się, że wymuszona ekspresja p130 w mioblastach nie tylko hamuje proliferację, jak inne białka z rodziny Rb, ale w przeciwieństwie do pRb i p107 osłabia także ich miogenne różnicowanie. Hamujące działanie p130 na mioblasty odbywa się przez bezpośredni wpływ na ekspresję i działanie MyoD [8], wskazując na rolę p130 w ugruntowaniu stanu spoczynkowego „rezerwowych” mioblastów.

Oprócz regulacji na poziomie ekspresji zależnej od cyklu komórkowego, MyoD w rosnących mioblastach podlega fosforylacji, która zmniejsza się, gdy mioblasty różnicują w miotuby [38]. W rosnących mioblastach MyoD ulega fosforylacji przez cdk1 i cdk2, podczas gdy cdk4 i cdk5 nie mają zdolności fosforylowania tego czynnika [38]. Fosforylacja MyoD stanowi mechanizm regulujący obrót tego białka. Biorąc pod uwagę szybki spadek poziomu białka MyoD obserwowany w czasie przechodzenia mioblastów z fazy G1 do fazy S i znane konsekwencje fosforylacji zależnej od cdk w degradacji za pośrednictwem ubikwityny [71], jest prawdopodobne, że fosforylacja MyoD przez cdk2 bierze udział w zależnej od ubikwityny degradacji MyoD podczas przejścia G1-S. Ponieważ cyklina D1 jest niezbędna do indukcji cykliny E [60], rola kompleksu cdk2-cyklina E w fosforylacji MyoD, prowadząca do ubikwitynacji i degradacji tego czynnika miogennego, stanowi drugi, oprócz jej udziału w fosforylacji Rb, mechanizm wyjaśniający hamującą funkcję cykliny D1 w miogenezie.

Wiele dowodów z badań in vitro, a także z charakterystyki naturalnie występujących mutacji wskazuje, że Rb jest głównym regulatorem cyklu komórkowego oraz zdolności komórek do wejścia i pozostania w fazie G0 [29]. Status fosforylacji Rb i faza cyklu komórek są bezpośrednio skorelowane. Słaba fosforylacja Rb jest związana z brakiem wzrostu komórek, represją genów zaangażowanych w replikację DNA i różnicowaniem różnych typów komórek. Wysoki stopień fosforylacji Rb jest natomiast skorelowany ze wzrostem komórek. W komórkach Saos pozbawionych Rb(-/-) MyoD nie zatrzymuje proliferacji, jest to możliwe dopiero po dodaniu dzikiego typu Rb [26]. Na podstawie tych obserwacji wysunięto hipotezę, że MyoD i Rb działają przez tę samą ścieżkę regulacyjną. Badania in vitro z wykorzystaniem immunoprecypitacji wykazały interakcje MyoD-Rb, jest zatem prawdopodobne, że tworzenie kompleksu z MyoD blokuje fosforylację Rb i prowadzi do tłumienia wzrostu mioblastów, wyjścia z cyklu komórkowego oraz różnicowania. Badania wskazują, że Rb promuje miogenezę przez zahamowanie postępu cyklu komórkowego i współdziałanie z MyoD w aktywacji domeny aktywującej transkrypcję (TAD) czynnika MEF2. Mimo iż nie jest zrozumiałe, w jaki sposób MyoD aktywuje domenę TAD czynnika MEF2, proces ten wymaga Rb oraz fosforylacji TAD MEF2 w pozycji seryny 387 [50].

Ekspresja i wewnątrzkomórkowe umiejscowienie miogennych czynników regulatorowych w czasie różnicowania

Różnicowanie komórek mięśniowych jest złożonym procesem, który wymaga udziału kilku czynników transkrypcyjnych, działających w skoordynowany sposób w czasie i przestrzeni.

Białko MyoD ulega ekspresji zarówno w komórkach niezróżnicowanych, jak i zróżnicowanych. Czynnik ten jest negatywnym regulatorem transkrypcji niektórych genów w mioblastach przed indukcją różnicowania i przed zapoczątkowaniem przebudowy chromatyny, natomiast po rozpoczęciu różnicowania miogennego działa aktywująco na ekspresję genów [67]. Zatem MyoD jest aktywne przez cały czas różnicowania, wiążąc się bezpośrednio z elementami regulatorowymi genów ulegających ekspresji we wczesnym i późnym etapie programu miogenezy [5]. Podczas postępu różnicowania MyoD reguluje ekspresję wczesnych genów kodujących cząsteczki adhezyjne i cząsteczki macierzy pozakomórkowej, genów pośrednich kodujących czynniki transkrypcyjne, a tak- że genów późnych, odpowiedzialnych za powstawanie miofibryli i białek cytoszkieletu [67]. Na każdym etapie różnicowania MyoD jest umiejscowione w jądrze i nie jest wykrywalne w cytoplazmie, co sugeruje, że po syntezie czynnik ten jest szybko transportowany przez otoczkę jądrową i degradowany.

Zgodnie z jego rolą jako czynnika transkrypcyjnego, rozmieszczenie jądrowego MyoD jest niejednorodne; koncentruje się w aktywnych transkrypcyjnie obszarach interchromatyny. MyoD może zapoczątkować przebudowę chromatyny w miejscach wiązania ze wzmacniaczami genów mięśniowych, a następnie pobudzić aktywność transkrypcyjną w niemych wcześniej loci, pełniąc rolę genu „głównego przełącznika”, przekształcającego komórki wielu różnych linii komórkowych w komórki mięśniowe [67]. Stężenie białka MyoD znacznie wzrasta we wczesnym okresie różnicowania, co jest zgodne z jego rolą w indukcji tego procesu, wiążącej się z wycofaniem z cyklu komórkowego oraz ekspresją genów swoistych dla mięśni szkieletowych [30].

W przeciwieństwie do MyoD, stężenie białka Myf5 znacznie spada po indukcji różnicowania, a następnie utrzymuje stałe wartości podczas późnej fazy różnicowania. Odmienny kierunek zmian stężeń MyoD i Myf5 odpowiada hamowaniu ekspresji Myf5 przez MyoD i odzwierciedla zdolność Myf5 do pobudzania proliferacji mioblastów, w przeciwieństwie do roli MyoD w opuszczeniu cyklu komórkowego [30,34]. W niezróżnicowanych komórkach Myf5 występuje zarówno w jądrze, jak i w cytoplazmie. Po indukcji różnicowania, gdy poziom białka Myf5 znacząco spada, nadal jest ono obecne w cytoplazmie, lecz stopniowo koncentruje się i wchodzi do jądra. To przemieszczenie może być związane z jego aktywnością transkrypcyjną, a ściślej z tłumieniem transkrypcji genów mięśniowych, związanym z postępem cyklu komórkowego i początkiem różnicowania. Podobnie do MyoD, Myf5 ma zdolność rekrutacji enzymów modyfikujących histony i przebudowujących chromatynę [67]. Czynniki te jednak są obecne w różnych mięśniowych komórkach prekursorowych i na podstawie ich ekspresji można wyodrębnić dwie populacje: komórki MyoD-pozytywne, które ulegną fuzji w miotuby oraz komórki Myf5-pozytywne, reprezentujące spoczynkowe komórki satelitarne, które nie przejdą różnicowania.

Stężenie miogeniny w hodowli komórkowej zwiększa się po usunięciu surowicy, gdy zahamowana zostaje aktywność proliferacyjna komórek. W odróżnieniu od Myf5, stężenie białka miogeniny znacząco wzrasta wkrótce po indukcji różnicowania, po czym następuje jego spadek w środkowej i późnej fazie różnicowania. Kierunek zmian stężeń miogeniny i MyoD jest podobny, co wskazuje, że czynniki te podlegają pętli pozytywnej regulacji. Potwierdzeniem takiej zależności jest indukcja ekspresji miogeniny przez MyoD i pojawienie się miogeniny jednocześnie lub wkrótce po zahamowaniu ekspresji Myf5, również wywoływanym przez MyoD. Utworzenie pętli pozytywnej regulacji między MyoD a miogeniną może być decydujące dla zainicjowania programu miogennego i/lub zapewnienia końcowego różnicowania. Wyniki wskazujące, że zarówno białko MyoD, jak i miogenina mają krótki okres półtrwania są istotne dla wyjaśnienia ich autoregulacji i regulacji krzyżowej, a także mogą być interpretowane jako mechanizm, dzięki któremu te dwa białka precyzyjnie regulują swoją ekspresję [54]. Hipotezę tę potwierdzają obserwacje, że MyoD i miogenina kontrolują podobny zestaw genów docelowych, jednak mają odmienne funkcje regulacyjne, a rolą miogeniny w końcowym różnicowaniu jest zwiększenie ekspresji podzbioru genów włączanych wcześniej przez MyoD, ponieważ miogenina nie wiąże się efektywnie z DNA bez MyoD [7]. Nagła indukcja ekspresji miogeniny i jej szybki wzrost po usunięciu mitogenów ze środowiska zewnątrzkomórkowego potwierdzają, że jest ona decydującym czynnikiem w indukcji różnicowania mioblastów w komórkach C2C12 [17,21]. Ekspresja miogeniny poprzedza końcowe różnicowanie zarówno in vivo, jak i in vitro i reguluje syntezę białek tworzących aparat kurczliwy komórki mięśniowej [5]. Miogenina ulega ekspresji już w niezróżnicowanych komórkach, gdzie jest wykrywana głównie w cytoplazmie, natomiast po indukcji różnicowania podlega translokacji do jądra komórkowego. Cytoplazmatyczna retencja jest mechanizmem regulującym biologiczną aktywność tego białka: miogenina może być zatrzymywana w cytoplazmie w celu zapobiegnięcia różnicowaniu, dopóki nie ustaną sygnały mitogenne. Po translokacji do jądra komórkowego miogenina przejawia aktywność transkrypcyjną wobec podzbioru miogennych promotorów i w ten sposób doprowadza do stanu całkowitego zróżnicowana, co koreluje z przeważającą lokalizacją miogeniny w jądrach miotub, w porównaniu z cytoplazmą [20].

Ekspresja białka MRF4 znacznie wzrasta w środkowej i późnej fazie różnicowania, gdy następuje już fuzja mioblastów, co potwierdza jego rolę w dojrzewaniu miotub. W każdej fazie różnicowania białko MRF4 koncentruje się głównie w cytoplazmie. Jest ono rozmieszczone szczególnie w obszarze okołojądrowym, gdzie głównie następuje synteza białka. Jak założono wcześniej w przypadku miogeniny, przeważająca retencja cytoplazmatyczna MRF4 może być wymagana do dojrzewania miotub. Zgodnie z tą opinią, umiejscowienie miogeniny i MRF4 w miotubach wydaje się wzajemnie zmieniać: może to sugerować, że miogenina i MRF4 regulują różne podzbiory genów docelowych zaangażowanych w tworzenie i dojrzewanie miotub. Stężenie białka MRF4 znacznie wzrasta, gdy miogeniny zmniejsza się, zgodnie z hamowaniem ekspresji miogeniny przez MRF4. Ferri i wsp. (2009) stwierdzili, że stężenia mRNA MRF4 są porównywalne ze stężeniami Myf5 [20]. Gen MRF4 jest położony w tym samym locus co Myf5, a niedawne badania alleli wielu mutantów w locus MRF4-Myf5 świadczą o tym, że oba geny pełnią rolę czynników determinujących na początku miogennego różnicowania [10]. Dane te potwierdzają nową hipotezę określającą relacje między miogennymi czynnikami regulacyjnymi i przedstawiającą MRF4 jako gen determinujący: MyoD, Myf5 i MRF4 określają mięśniową tożsamość multipotencjalnych komórek progenitorowych, a następnie MyoD, miogenina i MRF4 podtrzymują proces różnicowania tych komórek [33].

Funkcje kinaz zależnych od cyklin (cdk) i ich inhibitorów (CKI) niezwiązane z cyklem komórkowym

Kompleksy cdk/cyklina nie tylko regulują podział komórki przez fosforylację różnych substratów, lecz mogą również kontrolować inne procesy komórkowe, takie jak transdukcja sygnałów, różnicowanie i apoptoza [14]. Niektóre kompleksy cdk-cyklina, np.: cdk7-cyklina H, cdk8-cyklina C i cdk9-cyklina T regulują swoją aktywność w sposób niezależny od cyklu komórkowego i biorą udział w inicjacji lub elongacji transkrypcji [18]. Na przykład, kompleks cdk9-cyklina T, znany jako P-TEFb, został początkowo rozpoznany jako pozytywny transkrypcyjny czynnik elongacyjny u Drosophila [28]. Ludzki P-TEFb zawiera cyklinę T1 i T2, przy czym cyklina T2 występuje w dwóch postaciach, określanych jako T2a i T2b, które prawdopodobnie powstają w wyniku alternatywnego splicingu pierwotnego transkryptu [51]. Okazuje się, że cyklina T2a pełnej długości i N-końcowy region cdk9 oddziałują z domeną bHLH czynnika MyoD, co pozwala na tworzenie kompleksu pobudzającego transkrypcję określonych genów mięśniowych [63]. W kompleksie tym cyklina T2a wchodzi w bezpośrednie interakcje z MyoD, który jest ufosforylowany przez cdk9. Kompleks cdk9-cyklina T2a-MyoD pełni funkcje zarówno pozytywnych, jak i negatywnych sygnałów regulacyjnych [62]. Wykazano, że cdk9-cyklina T2a wiąże i fosforyluje C-koniec białka pRb [61], które jest niezbędnym kofaktorem podczas różnicowania miogennego. Aktywność kinazy cdk9-CycT2 ma prawdopodobnie znaczenie w podstawowej fosforylacji białka retinoblastoma i pRb współdziała z cdk9-CycT2 w celu podtrzymania miogennej transkrypcji kontrolowanej przez MyoD. W ostatnich latach w kilku badaniach potwierdzono, że cyklina T2a może mieć jednego lub więcej „partnerów” podobnych do cdk9 [11]. Jednym z nich jest PKNα, białkowa kinaza serynowo-treoninowa aktywowana przez kwasy tłuszczowe i białko Rho, mają- ca domenę katalityczną homologiczną do rodziny kinazy białkowej C [45]. Uważa się, że niektóre funkcje tej kinazy są związane z reorganizacją cytoszkieletu, ponieważ strukturalne lub regulacyjne elementy sieci mikrofilamentów, mikrotubuli i filamentów pośrednich są białkami docelowymi dla PKNα. PKN może oddziaływać z α-aktyniną mięśni szkieletowych [46], która jest głównym składnikiem linii Z w miofibrylach. Ponadto, przez próby lucyferazy przeprowadzone z wykorzystaniem promotora wrażliwego na MyoD, badacze wykazali, że sama PKNα zwiększa aktywność transkrypcyjną zależną od MyoD. Wykazano również, że nadekspresja zarówno cykliny T2a, jak i PKNα w komórkach C2C12 zwiększa i poprzedza ekspresję markerów miogennego różnicowania, takich jak miogenina i MHC podczas różnicowania wywołanego głodem. Wyniki te wskazują, że cyklina T2a wzmacnia transkrypcję zależną od MyoD i pobudza miogenne różnicowanie w interakcjach z cdk9 lub PKNα, które mogą działać synergistycznie lub antagonistycznie [11].

Białka Cip/Kip, poza regulowaniem cyklu komórkowego, odgrywają ważną rolę w apoptozie, regulacji transkrypcji, determinowaniu losu komórek, migracji komórek i dynamice cytoszkieletu (ryc. 2). Złożona sieć fosforylacji moduluje funkcje białek Cip/Kip przez zmianę ich subkomórkowej lokalizacji, oddziaływań białko-białko i stabilności. Funkcje te są niezbędne do utrzymania prawidłowej homeostazy komórek i tkanek w procesach związanych z rozwojem zarodkowym i hamowaniem nowotworzenia.

Badania na drożdżach pierwsze wskazywały na bezpośredni związek funkcjonalny między inhibitorami cdk a regulatorami organizacji cytoszkieletu. U ssaków rodzina GTPaz Rho, złożona z co najmniej 20 członków, reguluje wielokierunkowe ścieżki sygnałowe i procesy komórkowe. Rho i jego efektor, kinaza Rho (ROCK) są najlepiej znane z roli w regulacji tworzenia włókien aktynowo-stresowych, formowania płytek przylegania i kurczliwości aktomiozyny [19]. Gromadzenie się włókien stresowych jest zależne od aktywacji kinazy LIM (LIMK) przez ROCK, która fosforyluje i inaktywuje czynnik depolimeryzacji aktyny, kofilinę, pobudzając tworzenie włókien stresowych. Jednak Rac i jego efektor, kinaza aktywowana białkiem p21 (PAK) powodują przegrupowanie aktyny, które kontroluje tworzenie lamelipodiów i nowych płytek przylegania na krawędziach komórki [56]. Migracja komórek wymaga ścisłej równowagi działania Rho i Rac, a dynamiczna aktywacja i hamowanie obu GTPaz są skoordynowane przestrzennie i czasowo. Niedobór Rho-GTP zahamuje migrację zapobiegając osiąganiu przez komórki poziomu lepkości i przyczepności potrzebnych do ruchu [49,75]. Odwrotnie, zbyt duża aktywność Rho zwiększa adhezję i zapobiega obrotowi płytek przylegania, powodując zahamowanie migracji komórek [57,69].

Wszystkie trzy białka Cip/Kip hamują ścieżkę sygnałową Rho/ROCK/LIMK/kofilina, chociaż działają na różnych poziomach [3]. W jądrze komórkowym białka te ograniczają aktywność kompleksów cyklina-cdk. W cytoplazmie p27 może się wiązać z RhoA, zapobiegając jego aktywacji przez czynniki wymiany nukleotydów guaninowych (guanine-nucleotide exchange factors – GEF), zmniejszając tworzenie aktynowych włókien stresowych i płytek przylegania oraz powodując zwiększoną migrację i inwazyjność różnych typów komórek. Indukcja cytoplazmatycznego umiejscowienia p27 przez PI3K- -AKT uczestniczy także w hamowaniu aktywacji PTEN przez hamowanie szlaku RhoA-ROCK pod wpływem p27. p21 zlokalizowany w cytoplazmie może się wiązać z ROCK, hamując jej aktywność kinazową, osłabiając tworzenie aktynowych włókien stresowych. p57 obecny w cytoplazmie może się wiązać z LIMK i wywoływać jej translokację do jądra komórkowego, powodując utratę aktynowych włókien stresowych [2]. Rho może także negatywnie wpływać na stężenie białek p27 i p21 przez mechanizm ujemnego sprzężenia zwrotnego [70]. Sieć interakcji między inhibitorami cdk a ścieżką sygnałową Rho stanowi zatem ważny mechanizm koordynujący funkcje cytoszkieletu z podziałem komórki.

Odkryto, że p57 oddziałuje z LIMK1 nie hamując jej aktywności, a nadekspresja p57 jest odpowiedzialna za jądrowe umiejscowienie LIMK1 [76]. Jest to połączone z utratą włókien stresowych związanych z LIMK1 i świadczy, iż oddziaływanie p57-LIMK1 hamuje LIMK1 przez jej sekwestrację w jądrze komórkowym. W innym doniesieniu niewielkie stężenie p57 opóźniało migrację neuronów w płytce korowej podczas rozwoju u myszy, jednak nie zbadano, czy wynikało to z sekwestracji LIMK1 [31]. Badania potwierdzają rolę CKI w prawidłowym przebiegu neurogenezy. Białko p21 zlokalizowane w cytoplazmie wiąże się z kinazą Rho ROCK1 i hamuje jej działanie [41]. Inhibicja ROCK1 pod wpływem p21 pobudza wzrost neurytów komórek nerwiaka niedojrzałego i neuronów hipokampa in vitro [65]. Ponadto, u szczurów transdukcja białka fuzującego TAT-p21 w miejscu uszkodzenia rdzenia kręgowego pobudza regenerację aksonów i wpływa korzystnie na odzyskiwanie przez zwierzęta funkcji ruchowych [66].

Ruchliwość fibroblastów myszy z knockoutem genowym p27 była osłabiona z powodu wzrostu aktywności RhoA, a prawidłową migrację przywracało zahamowanie ROCK [4]. Komórki p27-/- mają zwiększoną liczbę włókien stresowych i płytek przylegania oraz podwyższony poziom Rho-GTP. Doświadczenia z nadekspresją ujawniły, że p27 oddziałuje z RhoA, zapobiegając aktywacji RhoA przez zakłócanie jego wiązania z GEF. Regulacja RhoA przez p27 ma decydujące znaczenie dla prawidłowej migracji neuronalnych komórek progenitorowych w rozwijającej się korze mózgowej myszy [35,48].

Powyższe obserwacje wskazują, że p27 reguluje migrację komórek przez zapobieganie aktywacji Rho. W różnych typach komórek zmiany poziomu p27 powodowały zarówno hamowanie, jak i pobudzanie odpowiedzi migracyjnej [2]. Wydaje się zatem, że skutek hamowania RhoA przez p27 jest komórkowoswoisty i może odzwierciedlać odmienne zapotrzebowanie na Rho i Rac w migracji. Białka Cip/Kip kontrolujące zarówno cykl podziału komórki, jak i strukturę cytoszkieletu mogą niezależnie stanowić molekularne ogniwo umożliwiają- ce skoordynowaną regulację obu tych procesów. Znane są przykłady przemiennego występowania epizodów ruchu komórek i okresów ich proliferacji, takie jak migracja komórek grzebienia nerwowego, która następuje bez towarzyszącego podziału komórek [52], gojenie się rany, podczas którego keratynocyty migrują najpierw do podstawy rany przed rozpoczęciem proliferacji [43] oraz gastrulacja, podczas której moment podziału komórki jest opóźniany przez przedłużenie cyklu komórkowego [47]. Migracja komórek i podział komórkowy często są aktywowane przez te same nadrzędne ścieżki sygnałowe [2,22], jednak mechanizmy decydujące o rozpoczęciu jednego lub drugiego procesu nie są dobrze poznane. CKI, bezpośrednio modulujące oba procesy i ich kontrolę przez bodźce mitogenne, mogą wpływać na wybór między ruchem komórek, a proliferacją. Na przykład, wysoki poziom p27 hamuje proliferację komórek, a pobudza ich migrację i odwrotnie: niski poziom p27 stymuluje proliferację i hamuje ruch komórek.

Funkcje inhibitorów kinaz zależnych od cyklin niezwiązane z cyklem komórkowym wykazano również w komórkach miogennych. Messina i wsp. badali mechanizm, za pośrednictwem którego gęstość komórek wpływa na miogenne różnicowanie in vitro [44]. Porównanie kultur mioblastów linii C2C12 o różnych gęstościach komórek wykazało, że gdy komórki występują nielicznie, niepowodzenie w przejściu końcowego różnicowania jest niezależne od kontroli cyklu komórkowego i odzwierciedla brak p27Kip1 i MyoD w proliferujących mioblastach. Badacze stwierdzili, że zahamowanie ekspresji p27Kip1 osłabia różnicowanie komórek linii C2C12 przy dużych gęstościach, podczas gdy egzogenny p27Kip1 pozwala komórkom C2C12 hodowanym w małych gęstościach uruchomić program różnicowania poprzez regulację poziomu MyoD w niezróżnicowanych mioblastach. Okazało się również, że wczesna indukcja p27Kip1 jest decydującym krokiem ścieżki sygnałowej zależnej od N-kadheryny biorącej udział w miogenezie. Obserwacje te potwierdziły czynną rolę p27Kip1 w decyzji o zaangażowaniu mioblastów w końcowe różnicowanie, niezależną od kontroli proliferacji komórek, która może funkcjonować in vivo podczas miogenezy

Podsumowanie

Prekursorowe komórki miogenne przechodzą fazę aktywnej proliferacji przed zahamowaniem cyklu komórkowego i łączeniem się w miotuby. Ich zaangażowanie w proces różnicowania wymaga wcześniejszego nieodwracalnego przerwania cyklu komórkowego. Zniesienie regulacji cyklu komórkowego prowadzi do niekontrolowanej proliferacji antagonizującej funkcje czynników miogennych. Osłabienie aktywności transkrypcyjnej miogennych czynników regulatorowych jest odpowiedzialne za zaburzenia funkcji mięśni szkieletowych związane z wiekiem [16], ponadto ulegają one wybiórczej ekspresji w przypadku ludzkich miopatii wrodzonych [74] i innych chorób mięśniowych, na przykład dystrofii mięśniowej Duchenne’a i Beckera oraz zapalenia wielomięśniowego. Badanie złożonej regulacji antagonistycznych procesów proliferacji i różnicowania, niezbędnej do prawidłowego przebiegu miogenezy, umożliwia lepsze poznanie podłoża chorób związanych z zaburzeniami rozwoju i naprawy mięśni szkieletowych.

Przypisy

• 1. Bejsovec A.: Wnt pathway activation: new relations and locations.Cell, 2005; 120: 11-14
  Google Scholar
• 2. Besson A., Assoian R.K., Roberts J.M.: Regulation of the cytoskeleton:an oncogenic function for CDK inhibitors? Nat. Rev. Cancer, 2004;4: 948-955
  Google Scholar
• 3. Besson A., Dowdy S.F., Roberts J.M.: CDK inhibitors: cell cycle regulatorsand beyond. Dev. Cell, 2008; 14: 159-169
  Google Scholar
• 4. Besson A., Gurian-West M., Schmidt A., Hall A., Roberts J.M.: p27Kip1modulates cell migration through the regulation of RhoA activation.Genes Dev., 2004; 18: 862-876
  Google Scholar
• 5. Blais A., Tsikitis M., Acosta-Alvear D., Sharan R., Kluger Y., DynlachtD.: An initial blueprint for myogenic differentiation. Genes Dev., 2005;19: 553-569
  Google Scholar
• 6. Blomen V.A., Boonstra J.: Cell fate determination during G1 phaseprogression. Cell. Mol. Life Sci., 2007; 64: 3084-3104
  Google Scholar
• 7. Cao Y., Kumar R.M., Penn B.H., Berkes C.A., Kooperberg C., BoyerL.A., Young R.A., Tapscott S.J.: Global and gene-specific analyses showdistinct roles for Myod and Myog at a common set of promoters. EMBOJ., 2006; 25: 502-511
  Google Scholar
• 8. Carnac G., Fajas L., L’Honoré A., Sardet C., Lamb N.J., FernandezA.: The retinoblastoma-like protein p130 is involved in the determinationof reserve cells in differentiating myoblasts. Curr. Biol., 2000;10: 543-546
  Google Scholar
• 9. Cenciarelli C., De Santa F., Puri P.L., Mattei E., Ricci L., Bucci F., FelsaniA., Caruso M.: Critical role played by cyclin D3 in the MyoD-mediatedarrest of cell cycle during myoblast differentiation. Mol. Cell. Biol.,1999; 19: 5203-5217
  Google Scholar
• 10. Chang T.H., Primig M., Had Chouel J., Tajbakhsh S., Rocancourt D.,Fernandez A., Kappler R., Scherthan H., Buckingham M.: An enhancerdirects differential expression of the linked Mrf4 and Myf5 myogenicregulatory genes in the mouse. Dev. Biol., 2004; 269: 595-608
  Google Scholar
• 11. Cottone G., Baldi A., Palescandolo E., Manente L., Penta R., PaggiM.G., De Luca A.: PKN is a novel partner of cyclin T2a in muscle differentiation.J. Cell Physiol., 2006; 207: 232-237
  Google Scholar
• 12. Crescenzi M., Fleming T.P., Lassar A.B., Weintraub H., Aaronson S.A.:MyoD induces growth arrest independent of differentiation in normaland transformed cells. Proc. Natl. Acad. Sci USA, 1990; 87: 8442-8446
  Google Scholar
• 13. De Falco G., Comes F., Simone C.: pRb: master of differentiation.Coupling irreversible cell cycle withdrawal with induction of muscle–specific transcription. Oncogene, 2006; 25: 5244-5249
  Google Scholar
• 14. De Luca A., De Falco M., Baldi A., Paggi M.G.: Cyclin T. Three formsfor different roles in physiological and pathological functions. J. CellPhysiol., 2003; 194: 101-107
  Google Scholar
• 15. De Santa F., Albini S., Mezzaroma E., Baron L., Felsani A., Caruso M.:pRb-dependent cyclin D3 protein stabilization is required for myogenicdifferentiation. Mol. Cell. Biol., 2007; 27: 7248-7265
  Google Scholar
• 16. Degens H.: Age-related skeletal muscle dysfunction: causes and mechanisms.J. Musculoskelet. Neuronal Interact., 2007; 7: 246-252
  Google Scholar
• 17. Delgado I., Huang X., Jones S., Zhang L., Hatcher R., Gao B., Zhang P.:Dynamic gene expression during the onset of myoblast differentiationin vitro. Genomics, 2003; 82: 109-121
  Google Scholar
• 18. Dynlacht B.D.: Regulation of transcription by protein that controlthe cell cycle. Nature, 1997; 389: 149-152
  Google Scholar
• 19. Etienne-Manneville S., Hall A.: Rho GTPases in cell biology. Nature,2002; 420: 629-635
  Google Scholar
• 20. Ferri P., Barbieri E., Burattini S., Guescini M., D’Emilio A., BiagiottiL., Del Grande P., De Luca A., Stocchi V., Falcieri E.: Expression and subcellularlocalization of myogenic regulatory factors during the differentiationof skeletal muscle C2C12 myoblasts. J. Cell. Biochem., 2009;108: 1302-1317
  Google Scholar
• 21. Figueroa A., Cuadrado A., Fan J., Atasoy U., Muscat G.E., MuñozCanovesP., Gorospe M., Muñoz A.: Role of HuR in skeletal myogenesisthrough coordinate regulation of muscle differentiation genes. Mol.Cell. Biol., 2003; 23: 4991-5004
  Google Scholar
• 22. Frey M.R., Golovin A., Polk D.B.: Epidermal growth factor-stimulatedintestinal epithelial cell migration requires Src family kinase-dependentp38 MAPK signaling. J. Biol. Chem., 2004; 279: 44513-44521
  Google Scholar
• 23. Gaubatz S., Lindeman G.J., Ishida S., Jakoi L., Nevins J.R., LivingstonD.M., Rempel R. E.: E2F4 and E2F5 play an essential role in pocketprotein-mediated G1 control. Mol. Cell, 2000; 6: 729-735
  Google Scholar
• 24. Gill R.M., Hamel P.A.: Subcellular compartmentalization of E2Ffamily members is required for maintenance of the postmitotic statein terminally differentiated muscle. J. Cell Biol., 2000; 148: 1187-1201
  Google Scholar
• 25. Gougelet A., Colnot S.: A complex interpaly between Wnt/β-cateninsignalling and the cell cycle in the adult liver. Int. J. Hepatol. 2012; 2012:816125
  Google Scholar
• 26. Gu W., Schneider J.W., Condorelli G., Kaushal S., Mahdavi V., Nadal-GinardB.: Interaction of myogenic factors and the retinoblastomaprotein mediates muscle cell commitment and differentiation. Cell,1993; 72: 309-324
  Google Scholar
• 27. Guttridge D.C., Albanese C., Reuther J.Y., Pestell R.G., Baldwin A.S.Jr.:NF-κB controls cell growth and differentiation through transcriptionalregulation of cyclin D1. Mol. Cell. Biol., 1999; 19: 5785-5799
  Google Scholar
• 28. Hermann C.H., Mancini M.A.: The Cdk9 and cyclin T subunits ofTAK/P-TEFb localize to splicing factor-rich nuclear speckle regions. J.Cell Sci., 2001; 114: 1491-1503
  Google Scholar
• 29. Huh M.S., Parker M.H., Scimè A., Parks R., Rudnicki M.A.: Rb isrequired for progression through myogenic differentiation but notmaintenance of terminal differentiation. J. Cell Biol., 2004; 166: 865-876
  Google Scholar
• 30. Ishibashi J., Perry R.L., Asakura A., Rudnicki M.A.: MyoD inducesmyogenic differentiation through cooperation of its NH2- and COOHterminalregions. J. Cell Biol., 2005; 171: 471-482
  Google Scholar
• 31. Itoh Y., Masuyama N., Nakayama K., Nakayama K.I., Gotoh Y.: Thecyclin-dependent kinase inhibitors p57 and p27 regulate neuronal migrationin the developing mouse neocortex. J. Biol. Chem., 2007; 282:390-396
  Google Scholar
• 32. Joyce D., Albanese C., Steer J., Fu M., Bouzahzah B., Pestell R.G.:NF-kappaB and cell-cycle regulation: the cyclin connection. CytokineGrowth Factor Rev., 2001; 12: 73-90
  Google Scholar
• 33. Kassar-Duchossoy L., Gayraud-Morel B., Gomès D., RocancourtD., Buckingham M., Shinin V., Tajbakhsh S.: Mrf4 determines skeletalmuscle identity in Myf5:Myod double-mutant mice. Nature, 2004; 431:466-471
  Google Scholar
• 34. Kataoka Y., Matsumura I., Ezoe S., Nakata S., Takigawa E., Sato Y.,Kawasaki A., Yokota T., Nakajima K., Felsani A., Kanakura Y.: Reciprocalinhibition between MyoD and STAT3 in the regulation of growthand differentiation of myoblasts. J. Biol. Chem., 2003; 278: 44178-44187
  Google Scholar
• 35. Kawauchi T., Chihama K., Nabeshima Y., Hoshino M.: Cdk5 phosphorylatesand stabilizes p27kip1 contributing to actin organization andcortical neuronal migration. Nat. Cell Biol., 2006; 8: 17-26
  Google Scholar
• 36. Kitzmann M., Carnac G., Vandromme M., Primig M., Lamb N.J.,Fernandez A.: The muscle regulatory factors MyoD and Myf-5 undergodistinct cell cycle-specific expression in muscle cells. J. Cell Biol., 1998;142: 1447-1459
  Google Scholar
• 37. Kitzmann M., Fernandez A.: Crosstalk between cell cycle regulatorsand the myogenic factor MyoD in skeletal myoblasts. Cell. Mol.Life Sci., 2001; 58: 571-579
  Google Scholar
• 38. Kitzmann M., Vandromme M., Schaeffer V., Carnac G., Labbé J.C.,Lamb N.J., Fernandez A.: cdk1- and cdk2-mediated phosphorylation ofMyoD Ser200 in growing C2 myoblasts: role in modulating MyoD halflifeand myogenic activity. Mol. Cell. Biol., 1999; 19: 3167-3176
  Google Scholar
• 39. Knight J.D., Kothary R.: The myogenic kinome: protein kinasescritical to mammalian skeletal myogenesis. Skelet. Muscle, 2011; 1: 29
  Google Scholar
• 40. Langley B., Thomas M., McFarlane C., Gilmour S., Sharma M.,Kambadur R.: Myostatin inhibits rhabdomyosarcoma cell proliferationthrough an Rb-independent pathway. Oncogene, 2004; 23: 524-534
  Google Scholar
• 41. Lee S., Helfman D.M.: Cytoplasmic p21Cip1 is involved in Ras-inducedinhibition of the ROCK/LIMK/Cofilin pathway. J. Biol. Chem.,2003; 279: 1885-1891
  Google Scholar
• 42. Magenta A., Cenciarelli C., De Santa F., Fuschi P., Martelli F., CarusoM., Felsani A.: MyoD stimulates RB promoter activity via the CREB/p300 nuclear transduction pathway. Mol. Cell. Biol., 2003; 23: 2893-2906
  Google Scholar
• 43. Martin P.: Wound healing-aiming for perfect skin regeneration.Science, 1997; 276: 75-81
  Google Scholar
• 44. Messina G., Blasi C., La Rocca S.A., Pompili M., Calconi A., GrossiM.: p27Kip1 acts downstream on N-cadherin-mediated cell adhesionto promote myogenesis beyond cell cycle regulation. Mol. Biol. Cell,2005; 16: 1469-1480
  Google Scholar
• 45. Mukai H.: The structure and function of PKN, a protein kinase havinga catalytic homologous to that of PKC. J. Biochem., 2003; 133: 17-27
  Google Scholar
• 46. Mukai H., Toshimori M., Shibata H., Takanaga H., Kitagawa M., MiyaharaM., Shimakawa M., Ono Y.: Interaction of PKN with alpha-actinin.J. Biol. Chem., 1997; 272: 4740-4746
  Google Scholar
• 47. Nance J., Priess J.R.: Cell polarity and gastrulation in C. elegans. Development,2002; 129: 387-397
  Google Scholar
• 48. Nguyen L., Besson A., Heng J., Schurrmans C., Teboul L., PhilpottA., Roberts J.M., Guillemot F.: p27Kip1 independently promotes neuronaldifferentiation and migration in the cerebral cortex. Genes Dev.,2006; 20: 1511-1524
  Google Scholar
• 49. Nobes C.D., Hall A.: Rho GTPases control polarity, protrusion, andadhesion during cell movement. J. Cell Biol., 1999; 144: 1235-1244
  Google Scholar
• 50. Novitch B.G., Spicer D.B., Kim P.S., Cheung W.L., Lassar A.B.: pRb isrequired for MEF2-dependent gene expression as well as cell-cycle arrestduring skeletal muscle differentiation. Curr. Biol., 1999; 9: 449-459
  Google Scholar
• 51. Peng J., Zhu Y., Milton J.T., Price D.H.: Identification of multiple cyclinsubunits of human P-TEFb. Genes Dev., 1998; 12: 755-762
  Google Scholar
• 52. Perris R.: The extracellular matrix in neural crest-cell migration.Trends Neurosci., 1997; 20: 23-31
  Google Scholar
• 53. Petropoulos H., Skerjanc I.S.: β-catenin is essential and sufficient forskeletal myogenesis in P19 cells. J. Biol. Chem., 2002; 277: 15393-15299
  Google Scholar
• 54. Puri P.L., Sartorelli V.: Regulation of muscle regulatory factorsby DNA-binding, interacting proteins, and post-transcriptional modifications.J. Cell Physiol., 2000; 185: 155-173
  Google Scholar
• 55. Reynaud E.G., Guillier M., Leibovitch M.P., Leibovitch S.A.: Dimerizationof the amino terminal domain of p57Kip2 inhibits cyclin D1-cdk4kinase activity. Oncogene, 2000; 19: 1147-1152
  Google Scholar
• 56. Ridley A.J., Schwartz M.A., Burridge K., Firtel R.A., Ginsberg M.H.,Borisy G., Parsons J.T., Horwitz A.F.: Cell migration: integrating signalsfrom front to back. Science, 2003; 302: 1704-1709
  Google Scholar
• 57. Sahai E., Olson M.F., Marshall C.J.: Cross-talk between Ras and Rhosignalling pathways in transformation favours proliferation and increasedmotility. EMBO J., 2001; 20: 755-766
  Google Scholar
• 58. Seale P., Rudnicki M.A.: A new look at the origin, function, and„stem cell” status of muscle satellite cells. Dev. Biol., 2000; 218: 115-124
  Google Scholar
• 59. Shen X., Collier J.M., Hlaing M., Zhang L., Delshad E.H., Bristow J.,Bernstein H.S.: Genome-wide examination of myoblast cell cycle withdrawalduring differentiation. Dev. Dyn., 2003; 226: 128-138
  Google Scholar
• 60. Sherr C.J.: G1 phase progression: cycling on cue. Cell, 1994;79: 551-555
  Google Scholar
• 61. Simone C., Bagella L., Bellan C., Giordano A.: Physical interaction betweenpRb and cdk9/cyclin T2 complex. Oncogene, 2002; 21: 4158-4165
  Google Scholar
• 62. Simone C., Giordano A.: New insight in CDK9 function: from Tat toMyoD. Front. Biosci., 2001; 6: 1073-1082
  Google Scholar
• 63. Simone C., Stiegler P., Bagella L., Pucci B., Bellan C., De Falco G., DeLuca A., Guanti G., Puri P. L., Giordano A.: Activation of MyoD-dependenttranscription by cdk9/cyclin T2. Oncogene, 2002; 21: 4137-4148
  Google Scholar
• 64. Takahashi Y., Rayman J.B., Dynlacht B.D.: Analysis of promoter bindingby the E2F and pRB families in vivo: distinct E2F proteins mediateactivation and repression. Genes Dev., 2000; 14: 804-816
  Google Scholar
• 65. Tanaka H., Yamashita T., Asada M., Mizutani S., Yoshikawa H., TohyamaM.: Cytoplasmic p21Cip1/Waf1 regulates neurite remodeling by inhibitingRho-kinase activity. J. Cell Biol., 2002; 158: 321-329
  Google Scholar
• 66. Tanaka H., Yamashita T., Yachi K., Fujiwara T., Yoshikawa H., TohyamaM.: Cytoplasmic p21(Cip1/WAF1) enhances axonal regenerationand functional recovery after spinal cord injury in rats. Neuroscience,2004; 127: 155-164
  Google Scholar
• 67. Tapscott S.J.: The circuitry of a master switch: MyoD and the regulationof skeletal muscle gene transcription. Development, 2005; 132:2685-2695
  Google Scholar
• 68. Ungerbäck J., Elander N., Grünberg J., Sigvardsson M., Söderkvist P.:The Notch-2 gene is regulated by Wnt signaling in cultured colorectalcancer cells. PLoS One, 2011; 6: e17957
  Google Scholar
• 69. Vial E., Sahai E., Marshall C.J.: ERK-MAPK signaling coordinatelyregulates activity of Rac1 and RhoA for tumor cell motility. CancerCell, 2003; 4: 67-79
  Google Scholar
• 70. Vidal A., Millard S., Miller J., Koff A.: Rho activity can alter the translationof mRNA and is important for RasV12-induced transformation ina manner dependent on p27 status. J. Biol. Chem., 2002; 277: 16433-16440
  Google Scholar
• 71. Vlach J., Hennecke S., Amati B.: Phosphorylation-dependent degradationof the cyclin-dependent kinase inhibitor p27. EMBO J., 1997;16: 5334-5344
  Google Scholar
• 72. Wei Q., Paterson B.M.: Regulation of MyoD function in the dividingmyoblast. FEBS Lett., 2001; 490: 171-178
  Google Scholar
• 73. Weinberg R.A.: Tumor suppressor genes. Science, 1991; 254: 1138-1146
  Google Scholar
• 74. Weise C., Dai F., Pröls F., Ketelsen U.P., Dohrmann U., Kirsch M.,Brand-Saberi B.: Myogenin (Myf4) upregulation in trnas-differentiatingfibroblasts from a congenital myopathy with arrest of myogenesisand defects of myotube formation. Anat. Embryol., 2006; 211: 639-648
  Google Scholar
• 75. Worthylake R.A., Lemoine S., Watson J.M., Burridge K.: RhoA is requiredfor monocyte tail retraction during transendothelial migration.J. Cell Biol., 2001; 154: 147-160
  Google Scholar
• 76. Yokoo T., Toyoshima H., Miura M., Wang Y., Iida K.T., Suzuki H., SoneH., Shimano H., Gotoda T., Nishimori S., Tanaka K., Yamada N.: p57Kip2regulates actin dynamics by binding and translocating LIM-kinase 1 tothe nucleus. J. Biol. Chem., 2003; 278: 52919-52923
  Google Scholar
• 77. Yoshida N., Yoshida S., Koishi K., Masuda K., Nabeshima Y.: Cell heterogeneityupon myogenic differentiation: down-regulation of MyoDand Myf-5 generates ‘reserve cells’. J. Cell Sci., 1998; 111: 769-779
  Google Scholar
• 78. Zammit P.S., Partridge T.A., Yablonka-Reuveni Z.: The skeletal musclesatellite cell: the stem cell that came in from the cold. J. Histochem.Cytochem., 2006; 54: 1177-1191
  Google Scholar
• 79. Zhang J.M., Wei Q., Zhao X., Paterson B.M.: Coupling of the cell cycleand myogenesis through the cyclin D1-dependent interaction of MyoDwith cdk4. EMBO J., 1999; 18: 926-933
  Google Scholar

Pełna treść artykułu