Abstrakt

Płytki to najmniejsze, pozbawione jądra komórki krwi, które zawierają typowe organelle komórkowe, w tym mitochondria, dzięki czemu wykazują aktywny metabolizm. Płytki mają wysoce zorganizowany cytoszkielet, swoiste ziarnistości sekrecyjne oraz unikalny system receptorów błonowych warunkujący ich dużą reaktywność. Główną rolą płytek jest utrzymanie prawidłowej hemostazy, jednak pełnią one istotne funkcje również w stanach zapalnych, procesach odpornościowych, progresji nowotworów. Pozbawione jądra komórkowego płytki występują u przedstawicieli wszystkich gromad ssaków, co wydaje się cechą przystosowawczą. U pozostałych kręgowców podobne funkcje hemostatyczne pełnią duże jądrzaste trombocyty, które charakteryzują się jednak znacznie słabszą reaktywnością. Małe, reaktywne płytki krwi, pojawiające się w wyniku ewolucji u ssaków, umożliwiły szybsze formowanie skrzepów i wolniejszą utratę krwi w razie zranienia, ale jednocześnie zwiększyły ryzyko wystąpienia zakrzepowo-zatorowych chorób krążenia. Dziennie w organizmie człowieka powstaje około 1×1011 płytek krwi, które są wytwarzane w wyniku procesów różnicowania, dojrzewania oraz fragmentacji cytoplazmy dojrzałych megakariocytów. Powstawanie płytek krwi jest końcowym stadium różnicowania megakariocytów i następuje przez wyodrębnienie tzw. propłytek będących bezpośrednimi prekursorami płytek. Pozbawione jądra komórkowego płytki krwi uznane są za komórki terminalnie zróżnicowane, które nie są zdolne do dalszych podziałów komórkowych. Jednak w bezjądrzastych płytkach krwi potwierdzona została synteza oraz transkrypcja mitochondrialnego DNA, a także synteza białka zachodząca w oparciu o mRNA pochodzące z megakariocytów. Badania opublikowane w 2012 r. dowodzą, że w czasie swojego życia płytki nie tylko są zdolne do aktywnego procesu syntezy białek, ale także, co wykazano po raz pierwszy, do tworzenia nowych komórek, które funkcjonalnie i strukturalnie są zbliżone do płytek, z których powstały.

Wstęp

W układzie krążenia dorosłego człowieka w warunkach fizjologicznych znajduje się około tryliona płytek krwi. Płytki krwi to swoiste komórki, które pozbawione są jądra komórkowego, ale zawierają typowe organelle komórkowe, w tym mitochondria. Charakteryzują się dużą reaktywnością i wykazują aktywny metabolizm. Mają dobrze zorganizowany cytoszkielet, unikalny systemem receptorów błonowych oraz swoiste ziarnistości sekrecyjne [63]. Poza główną rolą, jaką jest utrzymanie prawidłowej hemostazy, płytki pełnią inne istotne funkcje m.in. w stanach zapalnych, procesach odpornościowych, czy progresji nowotworów, a zaburzenia w ich powstawaniu oraz w funkcjonowaniu prowadzą do poważnych stanów patologicznych [3].

Płytki jako element ewolucji

Bezjądrzaste płytki są najmniejszymi elementami morfotycznymi krwi ssaków. Występowanie pozbawionych jądra komórkowego płytek u przedstawicieli wszystkich gromad ssaków, zarówno łożyskowych, jak i torbaczy [2] oraz stekowców [17,31,60] wydaje się cechą przystosowawczą. W pozostałych gromadach kręgowców ich odpowiednikiem są duże jądrzaste trombocyty pełniące podobne funkcje hemostatyczne, jednak charakteryzujące się znaczniej słabszą reaktywnością [58]. Małe płytki krwi, pojawiające się w wyniku ewolucji u ssaków, umożliwiły szybsze formowanie skrzepów, a co za tym idzie, wolniejszą utratę krwi w razie zranienia. Ta niewątpliwa korzyść adaptacyjna dla młodego osobnika, który lepiej przystosowany, unikając śmierci z powodu wykrwawienia, mógł przekazać swoje geny wraz z zestawem „udoskonalonej” hemostazy potomstwu, stała się zarazem piętnem dla osobników starych, które po spełnieniu roli reprodukcyjnej są bardziej narażone na zakrzepowo-zatorowe choroby krążenia. O ile selekcja naturalna promowała udoskonalanie funkcji płytek w okresie młodości przodków ssaków, o tyle zaburzenia z udziałem płytek krwi w okresie starości nie były poddane kontroli doboru naturalnego, prowadząc nawet do kumulowania się potencjalnie zgubnych mutacji. Obecnie, wraz z postępującym procesem starzenia, to dawne przystosowanie naraża nas ludzi na choroby cywilizacyjne zagrażające życiu, takie jak miażdżyca, choroba niedokrwienna czy zawały i udary.

Ryc. 1. Cztery główne fazy dojrzewania i różnicowania megakariocytów oraz biogenezy płytek krwi (schemat). Faza 1: proliferacja hematopoetycznych komórek pnia. Faza 2: Różnicowanie komórek progenitorowych należących do wspólnej linii mieloidalnej i granulocytarnej. Faza 3: Wykształcenie komórek progenitorowych megakariocytów i erytrocytów oraz wieloetapowe dojrzewanie megakariocytów. Faza 4: Formowanie propłytek z dojrzałego megakariocytu oraz powstawanie płytek krwi

Tworzenie płytek krwi

Każdego dnia w ludzkim organizmie powstaje około 1×1011 płytek krwi, które zostają wytworzone w wyniku złożonych procesów różnicowania, dojrzewania oraz fragmentacji cytoplazmy dojrzałych megakariocytów.

Pierwsze badania, potwierdzające udział megakariocytów jako komórek prekursorowych płytek krwi zostały opublikowane ponad 100 lat temu przez Wrighta [69], jednak mechanizm zaangażowany w proces tworzenia płytek krwi wciąż nie został jednoznacznie wyjaśniony. Megakariocytopoeza jest skomplikowanym procesem kontrolowanym przez złożony układ czynników transkrypcyjnych, hematopoetycznych czynników wzrostu, chemokin i innych cytokin oraz wzajemnych interakcji wielu cząstek i komórek, które wspólnie odgrywają znaczącą rolę w regulacji poszczególnych etapów tego procesu. W przebiegu megakariocytopoezy wyróżnia się stadium różnicowania linii komórkowej, proliferację oraz etap dojrzewania megakariocytów, kończący się powstawaniem płytek krwi [9,8,13,71].

Obecne w szpiku kostnym megakariocyty stanowią 1% populacji wszystkich występujących tam komórek [64]. Podobnie jak inne komórki krwiotwórcze, megakariocyty pochodzą od hematopoetycznych komórek pnia (hematopoietic stem cell – HSC) [28], które tracąc zdolność podziałów, a następnie właściwości multipotentne stają się unipotentnymi komórkami prekursorowymi. Komórki prekursorowe należą do wspólnej linii mieloidalnej i granulocytarnej (common myeloid rogenitor – CMP). Powstawanie megakariocytów jest ściśle związane z róż- nicowaniem erytroidalnej linii komórkowej. Bipotentna komórka prekursorowa tzw. megakariocytowy/erytroidowy protoplasta (megakaryocyte/erythrocyte progenitor – MEP) ulega proliferacji prowadzącej do powstania megakariocytów (ryc.1). Opisywane jest również bezpo- średnie różnicowanie się megakariocytów z pominięciem prekursora CMP. Późną fazą różnicowania megakariocytów jest dojrzewanie ich prekursora, tj. promegakarioblastu, któremu towarzyszy endomitoza, prowadząca do poliploidalności [6].

Proces dojrzewania oraz różnicowania megakariocytów podlega zarówno pozytywnej, jak i negatywnej regulacji przez czynniki transkrypcyjne, głównie Runx1, Gata1, Fli1 i c-Myb. Niedobór tych czynników zaburza proces dojrzewania megakariocytów oraz powoduje związane z tym nieprawidłowości w liczbie powstających płytek [24]. Mechanizmy tworzenia płytek zależne są od transdukcji sygnału indukowanego przez cytokiny. Najważniejszą cytokiną hematopoetyczną odgrywającą główną rolę w proliferacji i różnicowaniu megakariocytów jest trombopoetyna, wykazująca homologię do erytropoetyny [14]. Oddziaływanie trombopoetyny z megakariocytowym receptorem c-MPL aktywuje cytoplazmatyczną kinazę tyrozynową JAK2, co indukuje przekazywanie sygnału poprzez szlaki zależne od STAT, MAPK i PI3K [11,16,68]. Aktywacja białek sygnałowych powoduje stopniowe rozrastanie się megakariocytu, syntezę białek płytkowych oraz utratę zdolności proliferacji, prowadzącej do powstania jądra poliploidalnego na skutek kolejnych procesów endomitozy [6]. Termin endomitoza w odniesieniu do procesu dojrzewania megakariocytów wprowadzony został ze względu na podziały odpowiedzialne za ich poliploidalność, gdyż sądzono, iż jest ona wynikiem zaburzonej kariokinezy, zachodzącej bez rozpadu błony jądrowej [48]. Jednak badania przebiegu cyklu komórkowego megakariocytów wykazały zaburzenia późnej fazy cytokinezy [15,34,40,66]. Podczas replikacji chromosomów pęka otoczka jądrowa, ale powstające wrzeciona mitotyczne nie oddzielają się od siebie. Dopiero ponowne wytworzenie otoczki jądrowej powoduje powstanie poliploidalnych jąder komórkowych. Mechanizm odpowiedzialny za wadliwy przebieg tego etapu podziału nie jest jeszcze całkowicie poznany. Wynikiem nieprawidłowej cytokinezy jest powstanie komórek wielojądrowych, jednak w przypadku megakariocytów zaburzeniom cytokinezy może także towarzyszyć niewłaściwy przebieg kariokinezy [6]. Poliploidalność megakariocytów może być sposobem na wzmożenie ich metabolizmu oraz zwiększenie ekspresji genów poprzez amplifikację. Dzięki temu zachodzi konieczna do powstawania płytek, wzmożona synteza białek oraz intensywne tworzenie systemu błon, swoistych ziarnistości oraz organelli komórkowych [47]. Wzrostowi ploidalności megakariocytów towarzyszy istotne zwiększenie objętości cytoplazmy, co ma bezpośrednie znaczenie w procesie tworzenia płytek. Znaczny wzrost objętości megakariocytu jest wynikiem wielokrotnej endomitozy prowadzącej do zwiększenia ilości DNA nawet do 64 razy, a także jest rezultatem gromadzenia wielu substancji oraz struktur niezbędnych do wytwarzania płytek krwi. Dojrzały megakariocyt jest największą komórką szpiku kostnego, a liczba powstających z niego płytek zależna jest od stopnia jego ploidalności [38]. Z każdego dojrzałego megakariocytu może powstać 1000-3000 płytek krwi [20,59]; niektórzy autorzy podają, że liczba płytek może dochodzić do 5000 [32]. Kończąc fazę dojrzewania megakariocyty rozpoczynają proces róż- nicowania zmierzający do wytworzenia płytek krwi [38].

Mechanizmy biogenezy płytek krwi budziły od dawna kontrowersje, a koncepcje na ich temat były odmienne. Pierwotna hipoteza zakładała tworzenie płytek krwi w wyniku tzw. modelu fragmentacji, tj. przez rozpad megakariocytów przedostających się do włosowatych naczyń krwionośnych płuc [55]. W 1991 r., na podstawie prac Radleya i wsp. [46] powstała teoria, która następnie została potwierdzona wynikami kolejnych badań, wskazująca na wytwarzanie z megakariocytów tzw. propłytek, tj. sznurów płytek otoczonych wspólną błoną komórkową, które w naczyniach krwionośnych szpiku kostnego rozpadają się tworząc pojedyncze płytki krwi [25,27]. Powstawanie płytek krwi jest końcowym stadium różnicowania megakariocytów. W pierwszym etapie różnicowania megakariocytów ich cytoplazma zostaje wyposażona w wytworzony de novo złożony system błon komórkowych, stanowiących podstawę do tworzenia specjalistycznych ziarnistości płytek krwi. Powstaje rozbudowana sieć tzw. błon demarkacyjnych (demarcation membrane system – DMS) [70]. Istniało kilka hipotez dotyczących źródła pochodzenia oraz sposobu powstawania DMS. Według Yamada, który w 1957 r. jako pierwszy opisał obecność DMS, był to system błon powstający w wyniku fuzji drobnych pęcherzyków błonowych tworzących się w miejscach późniejszego wytworzenia DMS [70]. Następne hipotezy wskazywały na pochodzenie błon demarkacyjnych z układu błonowych kanalików powstających z wewnątrzkomórkowych błon plazmatycznych megakariocytów [4,54,61]. Mahaut-Smith i wsp. dowiedli, że nowo powstający system błon demarkacyjnych pochodzi z zewnątrzkomórkowej błony megakariocytu i zostaje utworzony w wyniku jej wpuklenia do wnętrza komórki [36]. Najnowsze badania biochemiczne potwierdzają, że błony stanowiące DMS mają cechy zewnętrznej błony komórkowej otaczającej megakariocyty oraz propłytki [51]. Na podstawie tych obserwacji powstała koncepcja tzw. „flow-model”, popierana przez wielu badaczy [25,36,45,51], według której zewnętrzna błona megakariocytu wpukla się do wnętrza komórki (in-flow), mimo gęstej sieci białek cytoszkieletu w cytoplazmie, a kiedy powstające propłytki zaczynają się wydłużać, błona rozciąga się (out-flow) otaczając ich powierzchnię. Tworzona we wnętrzu megakariocytu siatka błon demarkacyjnych zło- żona jest z cystern i tubuli, które są połączone z błoną cytoplazmatyczną komórki, a jednocześnie mają otwarte kanaliki, zapewniające kontakt komórki ze środowiskiem zewnętrznym. Tworzący się układ kanalików otwartych służy w dojrzałych płytkach krwi do uwalniania zawartości ziarnistości do środowiska pozakomórkowego w wyniku aktywacji [36,41]. Na tym etapie powstają różne kompartmenty komórkowe różnicujące specjalistyczne wydzielnicze ziarnistości płytkowe: lizosomy, ziarnistości osmofilne o dużej gęstości elektronowej oraz α-ziarnistości, które w postaci pęcherzyków błonowych przemieszczają się wzdłuż mikrotubuli [35]. Intensywnie syntetyzowane w tym czasie swoiste białka płytkowe są gromadzone w α-ziarnistościach (czynnik von Willebranda (vWF), płytkowy czynnik 4 (PF4)) lub eksponowane na powierzchni megakariocytów (niektóre receptory płytkowe np. receptory integrynowe fibrynogenu GPαIIbβ3 , czy GPIb dla vWF). Pewna pula białek, które są obecne w dojrzałych płytkach krwi, jest na tym etapie wychwytywana z osocza w procesie endocytozy i/lub pinocytozy, a następnie gromadzona w ziarnistościach α. Wśród tych białek znajdują się m.in. czynniki regulatorowe angiogenezy [26,30]. Zorganizowana fragmentacja cytoplazmy dojrzewającego megakariocytu, zawierającego wszystkie elementy konieczne do powstania płytek, prowadzi do wyodrębnienia tzw. propłytek, prekursorów w procesie powstawania płytek [47]. Tworzenie propłytek rozpoczyna się od pojedynczego miejsca w megakariocycie, w którym powstają początkowo szerokie wypustki, do których przenika cytoplazma oraz system błon wewnętrznych dojrzałego megakariocytu [42]. W fazie tej megakariocyty tworzą struktury przypominające pseudopodia, tj. długie fragmenty cytoplazmy, wyglądające jak sznury korali zbliżonych wielkością do płytek krwi, które połączone są cienkimi mostkami cytoplazmatycznymi [57] (ryc.1). Następnie wypustki pseudopodialne wydłużają się i zwężają do rozmiaru propłytek o średnicy 2-4 μm [42] osiągając długość 0,5-1 mm [21]. Jest to faza formowania propłytek, zachodząca z szybkością około 0,85-1 μm/min i trwająca 4-10 godzin [21,26]. Jądra komórkowe megakariocytu są usuwane z komórki na zewnątrz, gdzie ulegają fagocytozie przez makrofagi. Cytoplazma megakariocytu zostaje przekształcona w sieć wydłużonych propłytek. Jest to proces związany z całkowitą reorganizacją cytoszkieletu przez depolimeryzację aktyny i polimeryzację tubuliny [43,49]. Wiązki mikrotubul złożone z  dimerów αβ-tubuliny stanowią główny system napędzający wydłużanie propłytek dzięki zależnemu od dyneiny wzajemnemu przemieszczaniu się włókien mikrotubulowych względem siebie. Ponadto są odpowiedzialne za zmianę szerokości wypustek cytoplazmatycznych, a tak- że tworzą ścieżki, po których organelle komórkowe oraz ziarnistości przenikają (z szybkością 0,1-0,2 μm/min) do miejsc, w których są gromadzone, w obrębie powstających propłytek [49]. Zarówno swoiste ziarnistości płytkowe, jak i inne organelle komórkowe, w tym mitochondria, a także mRNA przedostają się za ich pośrednictwem do powstających płytek krwi [14]. Na końcach propłytek pęczki mikrotubul tworzą pętlę powodującą powstawanie napęcznień, z których uwalniane są płytki krwi. Fragmentacja złożonych struktur, jakimi są propłytki, związana jest z tworzeniem dodatkowych zagięć i rozgałęzień z udziałem aktyny, co prowadzi do uwolnienia kilku tysięcy płytek krwi z powielających się końców propłytek [21,25]. Najnowsze badania dowodzą, że płytki powstają w wyniku fragmentacji cytoplazmy powstałych propłytek, które dzięki mniejszym rozmiarom, w porównaniu z megakariocytami, mogą przenikać do krwi obwodowej [27]. Fragmenty megakariocytów, które znajdują się w naczyniach krwionośnych są 10-100 razy większe niż uwolnione płytki krwi, co świadczy o występowaniu fazy przejściowej w procesie powstawania płytek krwi z dojrzałych megakariocytów [19]. Uwalnianie płytek do krwi musi zachodzić we krwi obwodowej tak, aby zapobiec uwięzieniu płytek w strukturach szpiku kostnego [27]. Megakariocyty uwalniają heterogeniczne cząstki będące dojrzewającymi propłytkami do naczyń włosowatych szpiku kostnego. Dalsza morfogeneza prowadząca do powstania płytek odbywa się już we krwi obwodowej [19]. Megakariocyty obecne w szpiku kostnym przylegają do białek macierzy zewnątrzkomórkowej, takich jak witronektyna, fibronektyna lub czynnik von Willebranda, co hamuje dojrzewanie megakariocytu i promuje powstawanie propłytek. Propłytki mogą przenikać warstwę śródbłonkową, a to wymaga syntezy metaloproteaz macierzy zewnątrzkomórkowej, głównie MMP2 i MMP9. Dzięki wewnątrznaczyniowym siłom ścinania krwi przepływającej w tętniczkach płucnych, które są odwrotnie proporcjonalne do wielkości naczynia, propłytki ulegają fragmentacji do płytek krwi [62]. Dowodem na poparcie tej hipotezy może być to, że mniejsza liczba megakariocytów obserwowana jest w naczyniach przedpłucnych, w porównaniu z naczyniami zapłucnymi, natomiast w przypadku liczby płytek krwi obecnych w naczyniach, zależność ta jest odwrotna [19,22]. Istnieją również doniesienia, które wskazują na obecność w naczyniach krwionośnych niewielkiej liczby dojrzałych megakariocytów, które migrują w celu uwolnienia płytek krwi [65]. Oddzielanie poszczególnych płytek krwi możliwe jest dzięki współdziałaniu systemu DMS, mikrotubuli oraz filamentów aktyny, które uczestniczą wspólnie w tworzeniu sieci kana- łów błonowych, a także w transporcie płytkowych organelli komórkowych oraz spliceosomów, umożliwiających syntezę białek w płytkach krwi [10,49,51]. W dojrzewających megakariocytach stwierdzono obecność wielu rybosomów potrzebnych do syntezy białek płytkowych, które wraz z licznymi mitochondriami oraz cząsteczkami mRNA, za pośrednictwem mikrotubuli, przedostają się do powstających płytek krwi [14].

Biologiczna aktywność powstających płytek w oparciu o molekularne dziedzictwo

Płytki, które ulegają aktywacji pod wpływem licznych agonistów, wydzielają wiele białek o określonych funkcjach, istotnych szczególnie w hemostazie czy procesach zapalnych, których uwalniania i/lub ekspresji nie obserwuje się w płytkach spoczynkowych. Ta obserwacja stała się przesłanką do badań nad zdolnością płytek krwi do syntezy białek. Badania Linemann i wsp. dowiodły, że w pobudzonych płytkach krwi odbywa się m.in. synteza prozapalnej IL- 1β [33]. Pozbawione jądra płytki są zdolne do syntezy białka w wyniku przekazywania sygnału i modyfikacji przez splicing pre-mRNA. Dojrzewanie mRNA w pobudzonych płytkach krwi odbywa się pod wpływem ich aktywacji wywołanej trombiną, która jest silnym fizjologicznym agonistą płytek, a także na skutek działania endotoksyny bakterii Gram-ujemnych – lipopolisacharydu (LPS) [10,56]. LPS jest bezpośrednim aktywatorem płytek krwi, który nie wywołuje natychmiastowej odpowiedzi tych komórek, ale działając poprzez obecne na powierzchni płytek receptory TLR (Toll like receptor) powoduje wzrost wrażliwości płytek na działanie innych agonistów. W obecności rozpuszczalnej postaci receptora CD14, który jest białkiem prezentującym LPS receptorom TLR, LPS zwiększa adhezję płytek do białek adhezyjnych oraz powoduje reorganizację cytoszkieletu i degranulację ziarnistości [72]. Aktywacja płytek z udziałem LPS prowadzi do zwiększonej ekspresji receptorów GPαIIbβ3 i CD40L oraz selektyny P, przez co płytki krwi, w wyniku interakcji z leukocytami, uczestniczą w rozwoju reakcji zapalnych [3]. Indukcja prozakrzepowej aktywności płytek krwi przez LPS nie jest tak wyraźna jak po działaniu typowych agonistów płytek i ogranicza się przede wszystkim do wzrostu ich wrażliwości na działanie silnych agonistów, takich jak trombina. Jednak w obecności rozpuszczalnego receptora CD14 to właśnie LPS jest głównym czynnikiem odpowiedzialnym za stymulowanie w płytkach krwi dojrzewania pre-mRNA, takich białek jak IL-1 β oraz cyklooksygenaza 2 (COX-2), a także za translację i akumulację obu tych białek [3].

W bezjądrzastych płytkach krwi potwierdzona została synteza oraz transkrypcja mitochondrialnego DNA [1], a także synteza białka zachodząca w oparciu o mRNA pochodzące z megakariocytów. Dotychczas opisano prawie 5000 transkryptów płytkowego mRNA, które w czasie tworzenia płytek zostają przekazane z megakariocytów [50]. Porównanie płytkowego proteomu z transkryptomem wykazało, że aż 69% wszystkich białek płytkowych znajduje swoje odzwierciedlenie w płytkowym mRNA [39]. Płytki krwi syntetyzują wiele białek zaangażowanych w proces hemostazy (COX), czynnik tkankowy (TF), inhibitor aktywatora plazminogenu (PAI-1), czynniki kontaktu XI i XIII oraz inhibitor białka C), a także w stan zapalny (cytokiny: IL-1β, CCL5/RANTES) oraz glikoproteiny błonowe (GPIb, GPIIa, GPIIIb), białka kurczliwe (aktyna, miozyna) oraz białka adhezyjne (fibrynogen, trombospondyna, czynnik von Willebranda) [67,7,12,18,29,23,37,44]. Dzięki obecności stabilnych transkryptów mRNA płytki krwi zdolne są do przeprowadzania ciągłej syntezy białek nie tylko w krwiobiegu, ale również podczas przechowywania w koncentratach płytkowych służących do transfuzji [63].

Pozbawione jądra komórkowego płytki krwi należą do komórek terminalnie zróżnicowanych, które nie są zdolne do dalszych podziałów komórkowych. Uwalniane do krwiobiegu płytki krwi, powstające z propłytek, w wyniku fragmentacji cytoplazmy megakariocytu, pozostają we krwi przez 9-11 dni. Jednak badania opublikowane w 2012 r. przez Schwertza i wsp. [53] dowodzą, że w czasie swojego życia płytki nie tylko zdolne do są aktywnego procesu syntezy białek, ale także, co wykazano po raz pierwszy, do tworzenia nowych komórek, które funkcjonalnie i strukturalnie zbliżone są do płytek, z których powstały [52]. Badania prowadzone przez kilka dni w warunkach ex vivo, w tzw. koncentratach płytkowych, wykazały, że w przechowywanych koncentratach rośnie liczba aktywnych funkcjonalnie płytek. Powstawanie tzw. płytek potomnych odbywa się w sposób analogiczny do tworzenia płytek z propłytek i jest poprzedzone wzrostem objętości cytoplazmy, replikacją DNA mitochondrialnego oraz wzmożoną syntezą białek komórkowych, która następnie zachodzi również w nowo powstających płytkach. Zmiany morfotyczne płytek, związane z tworzeniem wydłużonych struktur, prowadzą do powstania kilku płytek potomnych z jednej płytki macierzystej, a główną rolę odgrywa w tym procesie sieć mikrotubuli odpowiedzialna za wydłużanie struktur, z których zostają wytworzone potomne płytki [52]. Wstępne badania przeprowadzone przez Schwertza i wsp. nie zostały jeszcze potwierdzone przez inne, niezależne ośrodki badawcze. Płytki krwi są szczególnie wrażliwymi i wysoce reaktywnymi komórkami, które żyją krótko i giną w wyniku procesu apoptozy. Sposób ich izolowania oraz przechowywania może mieć istotne znaczenie do oceny procesu generowania płytek potomnych. Przypadkowa aktywacja płytek w czasie ich otrzymywania może zahamować (podobnie jak stymulacja trombiną, czy LPS Escherichia coli [52]) powstawanie płytek potomnych, przez co proces ten może nie być zaobserwowany przez badaczy. Najnowsze badania sugerują zatem, że płytki są zdolne do dostosowywania swojego fenotypu w odpowiedzi na bodźce środowiska zewnętrznego, co może mieć znaczące implikacje kliniczne, zwłaszcza w transfuzjologii.

Jeśli krążące w krwiobiegu płytki zdolne są w warunkach in vivo wytwarzać płytki potomne, tak jak w układach ex vivo [52] oraz w świeżo izolowanym ludzkim osoczu [5], to ta nieznana dotychczas zdolność płytek krwi do proliferacji może być istotna w procesie trombopoezy człowieka. Autorzy badań [52] wskazują, że dalsza trombopoeza, zachodząca w krwiobiegu może wyjaśnić to, iż niewielka populacja megakariocytów jest w stanie zapewnić w sposób ciągły w organizmie tak dużą liczbę płytek. Powstawanie płytek potomnych z już istniejących może mieć podstawowe znaczenie zarówno w warunkach fizjologicznych, jak i w stanach patologicznych. Wstępne badania wykazały, że powstające płytki mają analogiczną strukturę wewnątrzkomórkową oraz w podobny sposób mogą reagować na działanie agonistów. Zawierają wszystkie typowe organelle komórkowe oraz wykazują ekspresję kluczowych białek płytkowych. Jednak wiele tych właściwości, jak chociażby zdolność prozakrzepowa, a także czas życia i podatność na proces apoptozy wymagają dalszych badań [52].

Przypisy

• 1. Agam G., Bessler H., Djaldetti M.: In vitro DNA and RNA synthesisby human platelets. Biochim. Biophys. Acta, 1976; 425: 41-48
  Google Scholar
• 2. Barbour R.A.: The leukocytes and platelets of a marsupial, Trichosurusvulpecula. A comparative morphological, metrical andcytochemical study. Arch. Histol. Jpn., 1972; 34: 311-360
  Google Scholar
• 3. Beaulieu L.M.,Freedman J.E.: The role of inflammation in regulatingplatelet production and function: Toll-like receptors in plateletsand megakaryocytes. Thromb. Res., 2010; 125: 205-209
  Google Scholar
• 4. Behnke O.: An electron microscope study of the megacaryocyteof the rat bone marrow. I. The development of the demarcationmembrane system and the platelet surface coat. J. Ultrastruct. Res.,1968; 24: 412-443
  Google Scholar
• 5. Behnke O., Forer A.: From megakaryocytes to platelets: plateletmorphogenesis takes place in the bloodstream. Eur. J. Haematol.,1998; 61: 3-23
  Google Scholar
• 6. Bluteau D., Lordier L., Di Stefano A., Chang Y., Raslova H., DebiliN., Vainchenker W.: Regulation of megakaryocyte maturation andplatelet formation. J. Thromb. Haemost., 2009; 7: 227-234
  Google Scholar
• 7. Booth N.A., Simpson A.J., Croll A., Bennett B., MacGregor I.R.:Plasminogen activator inhibitor (PAI-1) in plasma and platelets. Br.J. Haematol., 1988; 70: 327-333
  Google Scholar
• 8. Cantor A.B., Katz S.G., Orkin S.H.: Distinct domains of the GATA-1cofactor FOG-1 differentially influence erythroid versus megakaryocyticmaturation. Mol. Cell Biol, 2002; 22: 4268-4279
  Google Scholar
• 9. Cantor A.B., Orkin S.H.: Transcriptional regulation of erythropoiesis:an affair involving multiple partners. Oncogene, 2002; 21:3368-3376
  Google Scholar
• 10. Denis M.M., Tolley N.D., Bunting M., Schwertz H., Jiang H., LindemannS., Yost C.C., Rubner F.J., Albertine K.H., Swoboda K.J., FrattoC.M., Tolley E., Kraiss L.W., McIntyre T.M., Zimmerman G.A., WeyrichA.S.: Escaping the nuclear confines: signal-dependent pre-mRNAsplicing in anucleate platelets. Cell, 2005; 122: 379-391
  Google Scholar
• 11. Drachman J.G., Rojnuckarin P., Kaushansky K.: Thrombopoietinsignal transduction: studies from cell lines and primary cells. Methods,1999; 17: 238-249
  Google Scholar
• 12. Fink L., Holschermann H., Kwapiszewska G., Muyal J.P., LengemannB., Bohle R.M., Santoso S.: Characterization of platelet-specificmRNA by real-time PCR after laser-assisted microdissection.Thromb. Haemost., 2003; 90: 749-756
  Google Scholar
• 13. Friedman A.D.: Transcriptional regulation of granulocyte andmonocyte development. Oncogene, 2002; 21: 3377-3390
  Google Scholar
• 14. Geddis A.E.: Megakaryopoiesis. Semin. Hematol., 2010; 47: 212-219
  Google Scholar
• 15. Geddis A.E., Kaushansky K.: Endomitotic megakaryocytes forma midzone in anaphase but have a deficiency in cleavage furrowformation. Cell Cycle, 2006; 5: 538-545
  Google Scholar
• 16. Geddis A.E., Linden H.M., Kaushansky K.: Thrombopoietin: a pan–hematopoietic cytokine. Cytokine Growth Factor Rev., 2002; 13:61-73
  Google Scholar
• 17. Geraghty D.P., Griffiths J., Stewart N., Robertson I.K., Gust N.:Hematologic, plasma biochemical, and other indicators of the healthof Tasmanian platypuses (Ornithorhynchus anatinus): predictors ofmucormycosis. J. Wildl. Dis., 2011; 47: 483-493
  Google Scholar
• 18. Glenister K.M., Payne K.A., Sparrow R.L.: Proteomic analysis ofsupernatant from pooled buffy-coat platelet concentrates throughout7-day storage. Transfusion, 2008; 48: 99-107
  Google Scholar
• 19. Handagama P.J., Feldman B.F., Jain N.C., Farver T.B., Kono C.S.:Circulating proplatelets: isolation and quantitation in healthy ratsand in rats with induced acute blood loss. Am. J. Vet. Res., 1987;48: 962-965
  Google Scholar
• 20. Harker L.A., Finch C.A.: Thrombokinetics in man. J. Clin. Invest.,1969; 48: 963-974
  Google Scholar
• 21. Hartwig J.H., Italiano J.E. Jr.: Cytoskeletal mechanisms for plateletproduction. Blood Cells Mol. Dis., 2006; 36: 99-103
  Google Scholar
• 22. Howell W.H., Donahue D.D.: The production of blood plateletsin the lungs. J. Exp. Med., 1937; 65: 177-203
  Google Scholar
• 23. Hu C.J., Baglia F.A., Mills D.C., Konkle B.A., Walsh P.N.: Tissue–specific expression of functional platelet factor XI is independentof plasma factor XI expression. Blood, 1998; 91: 3800-3807
  Google Scholar
• 24. Ichikawa M., Asai T., Saito T., Seo S., Yamazaki I., Yamagata T.,Mitani K., Chiba S., Ogawa S., Kurokawa M., Hirai H.: AML-1 is requiredfor megakaryocytic maturation and lymphocytic differentiation,but not for maintenance of hematopoietic stem cells in adulthematopoiesis. Nat. Med., 2004; 10: 299-304
  Google Scholar
• 25. Italiano J.E.Jr., Lecine P., Shivdasani R.A., Hartwig J.H.: Bloodplatelets are assembled principally at the ends of proplatelet processesproduced by differentiated megakaryocytes. J. Cell Biol., 1999;147: 1299-1312
  Google Scholar
• 26. Italiano J.E.Jr., Richardson J.L., Patel-Hett S., Battinelli E., ZaslavskyA., Short S., Ryeom S., Folkman J., Klement G.L.: Angiogenesis isregulated by a novel mechanism: pro- and antiangiogenic proteinsare organized into separate platelet alpha granules and differentiallyreleased. Blood, 2008; 111: 1227-1233
  Google Scholar
• 27. Junt T., Schulze H., Chen Z., Massberg S., Goerge T., Krueger A.,Wagner D.D., Graf T., Italiano J.E.Jr., Shivdasani R.A., von AndrianU.H.: Dynamic visualization of thrombopoiesis within bone marrow.Science, 2007; 317: 1767-1770
  Google Scholar
• 28. Kaushansky K.: Historical review: megakaryopoiesis and thrombopoiesis.Blood, 2008; 111: 981-986
  Google Scholar
• 29. Kieffer N., Guichard J., Farcet J.P., Vainchenker W., Breton-GoriusJ.: Biosynthesis of major platelet proteins in human blood platelets.Eur. J. Biochem., 1987; 164: 189-195
  Google Scholar
• 30. Klement G.L., Yip T.T., Cassiola F., Kikuchi L., Cervi D., PodustV., Italiano J.E., Wheatley E., Abou-Slaybi A., Bender E., Almog N.,Kieran M.W., Folkman J.: Platelets actively sequester angiogenesisregulators. Blood, 2009; 113: 2835-2842
  Google Scholar
• 31. Lewis J.H., Phillips L.L., Hann C.: Coagulation and hematologicalstudies in primitive Australian mammals. Comp. Biochem. Physiol.,1968; 25: 1129-1135
  Google Scholar
• 32. Li H., Zhao H., Wang D., Yang R.: microRNA regulation in megakaryocytopoiesis.Br. J. Haematol., 2011; 155: 298-307
  Google Scholar
• 33. Lindemann S., Tolley N.D., Dixon D.A., McIntyre T.M., PrescottS.M., Zimmerman G.A., Weyrich A.S.: Activated platelets mediateinflammatory signaling by regulated interleukin 1beta synthesis. J.Cell Biol., 2001; 154: 485-490
  Google Scholar
• 34. Lordier L., Jalil A., Aurade F., Larbret F., Larghero J., Debili N.,Vainchenker W., Chang Y.: Megakaryocyte endomitosis is a failure oflate cytokinesis related to defects in the contractile ring and Rho/Rock signaling. Blood, 2008; 112: 3164-3174
  Google Scholar
• 35. Louache F., Debili N., Cramer E., Breton-Gorius J., VainchenkerW.: Fibrinogen is not synthesized by human megakaryocytes. Blood,1991; 77: 311-316
  Google Scholar
• 36. Mahaut-Smith M.P., Thomas D., Higham A.B., Usher-Smith J.A.,Hussain J.F., Martinez-Pinna J., Skepper J.N., Mason M.J.: Propertiesof the demarcation membrane system in living rat megakaryocytes.Biophys. J., 2003; 84: 2646-2654
  Google Scholar
• 37. Martincic D., Kravtsov V., Gailani D.: Factor XI messenger RNAin human platelets. Blood, 1999; 94: 3397-3404
  Google Scholar
• 38. Mattia G., Vulcano F., Milazzo L., Barca A., Macioce G., GiampaoloA., Hassan H.J.: Different ploidy levels of megakaryocytes generatedfrom peripheral or cord blood CD34+ cells are correlated with differentlevels of platelet release. Blood, 2002; 99: 888-897
  Google Scholar
• 39. McRedmond J.P., Park S.D., Reilly D.F., Coppinger J.A., MaguireP.B., Shields D.C., Fitzgerald D.J.: Integration of proteomics and genomicsin platelets: a profile of platelet proteins and platelet-specificgenes. Mol. Cell. Proteomics, 2004; 3: 133-144
  Google Scholar
• 40. Nagata Y., Muro Y., Todokoro K.: Thrombopoietin-induced polyploidizationof bone marrow megakaryocytes is due to a uniqueregulatory mechanism in late mitosis. J. Cell Biol., 1997; 139: 449-457
  Google Scholar
• 41. Nakao K., Angrist A.A.: Membrane surface specialization of bloodplatelet and megakaryocyte. Nature, 1968; 217: 960-961
  Google Scholar
• 42. Patel S.R., Hartwig J.H., Italiano J.E.Jr.: The biogenesis of plateletsfrom megakaryocyte proplatelets. J. Clin. Invest., 2005; 115:3348-3354
  Google Scholar
• 43. Patel S.R., Richardson J.L., Schulze H., Kahle E., Galjart N., DrabekK., Shivdasani R.A., Hartwig J.H., Italiano J.E.Jr.: Differential roles ofmicrotubule assembly and sliding in proplatelet formation by megakaryocytes.Blood, 2005; 106: 4076-4085
  Google Scholar
• 44. Podmore A., Smith M., Savidge G., Alhaq A.: Real-time quantitativePCR analysis of factor XI mRNA variants in human platelets.J. Thromb. Haemost., 2004; 2: 1713-1719
  Google Scholar
• 45. Radley J.M., Haller C.J.: The demarcation membrane system ofthe megakaryocyte: a misnomer? Blood, 1982; 60: 213-219
  Google Scholar
• 46. Radley J.M., Rogerson J., Ellis S.L., Hasthorpe S.: Megakaryocytematuration in long-term marrow culture. Exp. Hematol., 1991;19: 1075-1078
  Google Scholar
• 47. Raslova H., Roy L., Vourc’h C., Le Couedic J.P., Brison O., MetivierD., Feunteun J., Kroemer G., Debili N., Vainchenker W.: Megakaryocytepolyploidization is associated with a functional gene amplification.Blood, 2003; 101: 541-544
  Google Scholar
• 48. Ravid K., Lu J., Zimmet J.M., Jones M.R.: Roads to polyploidy: themegakaryocyte example. J. Cell. Physiol., 2002; 190: 7-20
  Google Scholar
• 49. Richardson J.L., Shivdasani R.A., Boers C., Hartwig J.H., ItalianoJ.E.Jr.: Mechanisms of organelle transport and capture along proplateletsduring platelet production. Blood, 2005; 106: 4066-4075
  Google Scholar
• 50. Schubert P., Devine D.V.: De novo protein synthesis in matureplatelets: a consideration for transfusion medicine. Vox Sang.,2010; 99: 112-122
  Google Scholar
• 51. Schulze H., Korpal M., Hurov J., Kim S.W., Zhang J., Cantley L.C.,Graf T., Shivdasani R.A.: Characterization of the megakaryocyte demarcationmembrane system and its role in thrombopoiesis. Blood,2006; 107: 3868-3875
  Google Scholar
• 52. Schwertz H., Koster S., Kahr W.H., Michetti N., Kraemer B.F.,Weitz D.A., Blaylock R.C., Kraiss L.W., Greinacher A., ZimmermanG.A., Weyrich A.S.: Anucleate platelets generate progeny. Blood,2010; 115: 3801-3809
  Google Scholar
• 53. Schwertz H., Rowley J.W., Tolley N.D., Campbell R.A., WeyrichA.S.: Assessing protein synthesis by platelets. Methods Mol. Biol.,2012; 788: 141-153
  Google Scholar
• 54. Shaklai M., Tavassoli M.: Demarcation membrane system in ratmegakaryocyte and the mechanism of platelet formation: a membranereorganization process. J. Ultrastruct. Res., 1978; 62: 270-285
  Google Scholar
• 55. Sharnoff J.G., Scardino V.: Pulmonary megakaryocytes in humanfetuses and premature and full-term infants. Arch. Pathol.,1960; 69: 139-141
  Google Scholar
• 56. Shashkin P.N., Brown G.T., Ghosh A., Marathe G.K., McIntyreT.M.: Lipopolysaccharide is a direct agonist for platelet RNA splicing.J. Immunol., 2008; 181: 3495-3502
  Google Scholar
• 57. Shivdasani R.A.: Molecular and transcriptional regulation ofmegakaryocyte differentiation. Stem Cells, 2001; 19: 397-407
  Google Scholar
• 58. Stalsberg H., Prydz H.: Studies on chick embryo thrombocytes.ii. function in primary hemostasis. Thromb. Diath. Haemorrh.,1963; 143: 291-299
  Google Scholar
• 59. Stenberg P.E., Levin J.: Mechanisms of platelet production. BloodCells, 1989; 15: 23-47
  Google Scholar
• 60. Tanaka Y., Eishi Y., Morris B.: Splenic hemopoiesis of the platypus(Ornithorhynchus anatinus): evidence of primary hemopoiesisin the spleen of a primitive mammal. Am. J. Anat., 1988; 181: 401-405
  Google Scholar
• 61. Tavassoli M.: Fusion-fission reorganization of membrane: a developingmembrane model for thrombocytogenesis in megakaryocytes.Blood Cells, 1979; 5: 89-99
  Google Scholar
• 62. Tavassoli M., Aoki M.: Migration of entire megakaryocytes throughthe marrow-blood barrier. Br. J. Haematol., 1981; 48: 25-29
  Google Scholar
• 63. Thon J.N., Italiano J.E.: Platelet formation. Semin. Hematol.,2010; 47: 220-226
  Google Scholar
• 64. Travlos G.S.: Normal structure, function, and histology of thebone marrow. Toxicol. Pathol., 2006; 34: 548-565
  Google Scholar
• 65. Trowbridge E.A., Martin J.F., Slater D.N.: Evidence for a theoryof physical fragmentation of megakaryocytes, implying thatall platelets are produced in the pulmonary circulation. Thromb.Res., 1982; 28: 461-475
  Google Scholar
• 66. Vitrat N., Cohen-Solal K., Norol F., Guichard J., Cramer E., VainchenkerW., Wendling F., Debili N.: Compared effects of Mpl ligand and othercytokines on human MK differentiation. Stem Cells, 1998; 16: 37-51
  Google Scholar
• 67. Weber A.A., Przytulski B., Schumacher M., Zimmermann N.,Gams E., Hohlfeld T., Schror K.: Flow cytometry analysis of plateletcyclooxygenase-2 expression: induction of platelet cyclooxygenase-2in patients undergoing coronary artery bypass grafting. Br. J.Haematol., 2002; 117: 424-426
  Google Scholar
• 68. Wolber E.M., Jelkmann W.: Thrombopoietin: the novel hepatichormone. News Physiol. Sci, 2002; 17: 6-10
  Google Scholar
• 69. Wright J.H.: Die Entstehung der Blutplattchen. Virchow’s Arch.,1906; 186: 55-63
  Google Scholar
• 70. Yamada E.: The fine structure of the megakaryocyte in the mousespleen. Acta Anat. (Basel), 1957; 29: 267-290
  Google Scholar
• 71. Ye M., Graf T.: Early decisions in lymphoid development. Curr.Opin. Immunol., 2007; 19: 123-128
  Google Scholar
• 72. Zielinski T., Wachowicz B., Saluk-Juszczak J., Kaca W.: Polysaccharidepart of Proteus mirabilis lipopolysaccharide may be responsiblefor the stimulation of platelet adhesion to collagen. Platelets,2002; 13: 419-424
  Google Scholar

Pełna treść artykułu