Abstrakt

Dehydrogenaza aldehydu 3-fosfoglicerynowego (GAPDH) jest białkiem szczególnie podatnym na oksydacyjne modyfikacje. Na aktywność tego enzymu w dużym stopniu wpływają modyfikacje reaktywnej reszty cysteinowej występującej w centrum aktywnym (Cys-152). Modyfikacje te zachodzą m.in. w wyniku S-tiolacji, S-nitrozylacji lub w wyniku tworzenia wiązań disulfidowych prowadzących do agregacji. Oksydacyjne modyfikacje wpływają nie tylko na glikolityczne właściwości, ale także stymulują udział GAPDH w licznych procesach komórkowych. W pracy opisano w jaki sposób modyfikacje Cys-152 wpływają na przekierowanie ścieżki metabolicznej w komórce oraz przekształcają enzym szlaku glikolitycznego w czynnik proapoptyczny. Szczególnie interesującym zagadnieniem jest udział GAPDH w regulacji ekspresji endoteliny 1 oraz nitrozylacji białek jądrowych. W ostatnim rozdziale opisano udział GAPDH w procesach związanych z chorobami neurodegeneracyjnymi.

Wstęp

Dehydrogenaza aldehydu 3-fosfoglicerynowego (GAPDH, EC 1.2.1.12) jest enzymem biorącym udział w jednym z etapów szlaku glikolitycznego. Występuje w komórkach w bardzo dużych stężeniach np. w drożdżach GAPDH stanowi około 20% całkowitej puli białek rozpuszczalnych (około 240 µM), u królika enzym ten występuje najobficiej w mięśniach szkieletowych i stanowi ponad 10% wszystkich białek cytoplazmatycznych (około 75 µM); dwukrotnie mniej jest go w mięśniu sercowym, a czterokrotnie mniej w wątrobie, mózgu i nerkach [52]. Enzym ten zaliczany jest do tzw. enzymów metabolizmu podstawowego (housekeeping enzyme) czyli takich, które zaangażowane są w procesy najistotniejsze dla przeżycia komórki i ulegających ekspresji na stosunkowo stałym, niezmiennym poziomie w większości tkanek organizmu.

Przeprowadzone w ostatnich latach badania wskazują, że GAPDH jest enzymem zaangażowanym nie tylko w dostarczanie komórce energii, ale jest białkiem wielofunkcyjnym biorącym udział w wielu niezależnych procesach, takich jak: fuzja błon plazmatycznych i jądrowych [36,40,46], tworzenie cytoszkieletu [46,59], powstawanie i transport pęcherzyków sekrecyjnych [8,46,58], translacyjna i transkrypcyjna kontrola ekspresji genów [46,50,57], utrzymanie integralności DNA [3,19,46]. Ponadto zmodyfikowana oksydacyjnie GAPDH uczestniczy w indukcji apoptozy [9,14,26,27,41,42,46,54]. Wiele badań wskazuje na udział dehydrogenazy w patogenezie chorób neurodegeneracyjnych związanych z wiekiem np. w chorobie Alzheimera, Parkinsona [9,14,15,27,28].

Mimo tak wielu funkcji i różnego umiejscowienia w komórce (cytoplazma, jądro komórkowe, mitochondria, aparat Golgiego, wewnętrzna błona komórkowa) ludzka dehydrogenaza aldehydu 3-fosfoglicerynowego ma tylko jeden funkcjonalny gen zlokalizowany na chromosomie 12 (12p13.31). Analizy genetyczne potwierdziły występowanie w różnych tkankach organizmu tylko jednego rodzaju matrycowego RNA dla GAPDH [22]. Udział GAPDH w tak wielu różnych procesach komórkowych związany jest z potranslacyjnymi modyfikacjami tego enzymu, które determinują m.in. przemieszczanie się w obrębie struktur komórkowych [26,29,52,54]. Jednym z czynników indukujących modyfikacje GAPDH jest stres oksydacyjny i nitrozacyjny [9,29,41,42,54].

Ze względu na dużą zawartość w komórce oraz wyjątkową wrażliwość na oksydacyjne modyfikacje, dehydrogenaza aldehydu 3-fosfoglicerynowego uważana jest za jedno z głównych białek w największym stopniu uszkadzanych w wyniku działania stresu oksydacyjnego [29].

Czynniki wywołujące oksydacyjne modyfikacje białek

Oksydacyjne modyfikacje białek zachodzą na skutek stresu oksydacyjnego, który może się pojawić w komórkach podczas zaburzenia procesów fizjologicznych, w wyniku działania czynników zewnętrznych, takich jak promieniowanie jonizujące, ultradźwięki, ksenobiotyki. Głównymi utleniaczami w organizmie są: reaktywne formy tlenu (ROS) – anionorodnik ponadtlenkowy, nadtlenek wodoru, rodnik hydroksylowy, rodniki nadtlenkowe oraz reaktywne formy azotu (RNS) – tlenek azotu, nadtlenoazotyn.

Przed toksycznym działaniem ROS i RNS organizmy wykształciły dwa antyoksydacyjne systemy obronne: nieenzymatyczny i enzymatyczny. Do pierwszego zaliczamy niskocząsteczkowe związki antyoksydacyjne, takie jak: glutation (główny reduktor, powszechnie występujący w komórce), witamina C i E, β-karoten oraz białka np. albumina. Drugą linię obrony stanowią enzymy antyoksydacyjne: katalaza, dysmutazy, peroksydazy, glutaredoksyna i tioredoksyna. Poziom poszczególnych enzymów w komórce może być regulowany w zależności od potrzeb komórki i rodzaju czynnika stresogennego. W warunkach równowagi oksydoredukcyjnej, ROS i RNS uwalniane w ilościach bezpiecznych dla komórki odgrywają rolę mediatorów i regulatorów wielu procesów komórkowych [5].

Rola reszt cysteinowych w dehydrogenazie aldehydu 3-fosfoglicerynowego

W komórce dehydrogenaza aldehydu 3-fosfoglicerynowego występuje głównie w cytoplazmie w postaci homotetrameru o masie cząsteczkowej około 143 kDa. Niewielka pula enzymu może także występować w postaci homodimeru (mitochondria) oraz monomeru (jądro komórkowe) [9]. Stwierdzono, że aktywny katalitycznie jest jedynie enzym występujący w postaci tetrameru [39].

Każda podjednostka GAPDH złożona jest z pojedynczego łańcucha polipeptydowego zbudowanego z 335 reszt aminokwasowych. Badania strukturalne pozwoliły wyodrębnić w podjednostkach dwie domeny funkcjonalne: domenę katalityczną (reszty aminokwasowe 152-314) oraz domenę wiążącą koenzym NAD+ (reszty aminokwasowe 1-151, 315-335) [31,32,46] (ryc. 1). Aktywność glikolityczna enzymu związana jest głównie z dwiema resztami aminokwasowymi: Cys-152 oraz His-179.

Ryc. 1.Struktura homotetrameru GAPDH z wbudowanym koenzymem NAD+ i zaznaczonymi cysteinami (Cys152) występującymi w centrach aktywnych podjednostek Q i R. Każda z czterech podjednostek wybarwiona innym kolorem. Grafika wykonana została z wykorzystaniem systemu wizualizacji Chimera VSCF na podstawie krystalograficznej struktury ludzkiej GAPDH; PDB ID 1znq [31]

Cysteina 152 występuje w centrum aktywnym enzymu i jest bezpośrednio zaangażowana w reakcję przekształ- cania aldehydu 3-fosfoglicerynowego do 1,3-bifosfoglicerynianiu. Umiejscowiona jest w dużej kieszeni między domeną katalityczną, a domeną wiążącą NAD+ . W natywnej cząsteczce grupa –SH tej cysteiny jest dostępna dla rozpuszczalnika (solvent-exposed) stąd może wchodzić w reakcje z niskocząsteczkowymi związkami, takimi jak: DTNB, S-nitrozoglutation, jodoacetamid [41,42]. Wykazuje także dużą reaktywność z ROS i RNS, co w konsekwencji prowadzi do utraty aktywności enzymatycznej enzymu [34,47,48,49]. W wyniku oddziaływania z dodatnio naładowaną His-179, reszta Cys-152 charakteryzuje się niskim pKa , które wynosi około 5,4 (tzn. w pH 7,4 występuje w postaci anionu -S- ) [37]. Oksydacyjnie zmodyfikowana Cys- 152 indukuje proces agregacji GAPDH, wpływa na czwartorzędową strukturę enzymu, m.in. obniżając stabilność tetrameru, a także inicjuje przemieszczanie się GAPDH do jądra komórkowego [2,10,41,42,53,54].

Oprócz Cys-152 w podjednostce ludzkiej dehydrogenazy aldehydu 3-fosfoglicerynowego występują jeszcze dwie inne reszty cysteinowe. Jedna z nich jest umiejscowiona w pozycji 156, natomiast druga w pozycji 247. Obydwie leżą w wewnętrznych, hydrofobowych obszarach cząsteczki i są niedostępne dla rozpuszczalnika. Ulegają oksydacyjnym modyfikacjom dopiero wtedy, gdy wcześniej dojdzie do zmian konformacyjnych białka. Cysteina 156 leży w odległości około 7,5 Å od cysteiny 152. Stwierdzono, że pod wpływem czynników utleniających, takich jak np. nadtlenek wodoru między obiema cysteinami mogą tworzyć się mostki disulfidowe (ryc. 5) [6,30].

Utlenianie reszt cysteinowych

Reaktywne formy tlenu i azotu są silnymi elektrofilami i w pierwszej kolejności reagują z grupami tiolowymi (–SH), hydroksylowymi (–OH) i aminowymi (-NH2 ) występującymi w biomolekułach, takich jak DNA i białka. Grupa tiolowa (-SH) ze względu na obecność siarki jest najsilniejszym nukleofilem. W związku z tym tiole (RSH), do których zaliczamy białka zawierające grupy –SH (PSH) oraz niebiałkowe, niskocząsteczkowe związki zawierające grupy –SH (NPSH), ulegają znacznie szybciej utlenianiu w porównaniu ze związkami zawierającymi grupy hydroksylowe lub aminowe [20].

Wartość pKa grup tiolowych większości związków występujących w cytoplazmie jest wyższa niż 8, co umożliwia utrzymanie tych grup w warunkach fizjologicznych w postaci uprotonowanej, w znacznym stopniu nieaktywnej w wewnątrzkomórkowym pH [23]. Przykładem jest cysteina i glutation, których wartość pKa wynosi odpowiednio 8,3 i 8,8 [59]. Jednak reszty cysteinowe niektórych białek charakteryzują się znacznie niższymi wartościami pKa , np. dla transferazy siarkowej wartość pKa wynosi 3,5, a dla fosfatazy tyrozynowej około 5,3. Związane jest to z występowaniem w ich najbliższym otoczeniu dodatnio naładowanych reszt aminokwasowych, takich jak histydyna, lizyna lub arginina [6,60].

Ryc. 2. Oksydacyjne modyfikacje grup tiolowych w białkach. Grupy tiolowe białek są bardzo wrażliwe na oksydacyjne modyfikacje wywołane działaniem reaktywnych form tlenu (ROS) oraz reaktywnych form azotu (RNS). Produktami utleniania reszt cysteinowych mogą być: kwasy sulfenowe (a), sulfinowe (b) oraz kwasy sulfonowe (c). Utlenianie grup tiolowych białek może prowadzić do powstawania mostków disulfidowych między grupami –SH różnych cząsteczek białka (d, międzycząsteczkowe wiązania disulfidowe) lub między grupami –SH w obrębie tej samej cząsteczki białka (d’, wewnątrzcząsteczkowe wiązania disulfidowe). Reakcje między grupami tiolowymi białek a niskocząsteczkowymi związkami, takimi jak glutation (e) lub cysteina (f) prowadzą do powstania mieszanych disulfidów. Pod wpływem reaktywnych form azotu grupy tiolowe białek ulegają S-nitrozylacji (g) (wg [18] za zgodą wydawnictwa)

W fizjologicznym pH grupy tiolowe tych białek ulegają dysocjacji (reakcja 1) w wyniku czego powstaje anion tiolanowy (P–S¯), który jest znacznie bardziej reaktywny niż forma uprotonowana.

Grupy tiolowe w biomolekułach mogą ulegać jedno- lub dwuelektronowym reakcjom utlenienia. W wyniku jednoelektronowej reakcji utlenienia powstaje rodnik tiylowy (PS˙) (reakcje 2-4).

Rodnik tiylowy może wchodzić w wiele reakcji, jednak w warunkach tlenowych najczęściej oddziałuje z anionem tiolanowym (reakcja 6). Ostatecznie prowadzi to do powstawania anionorodnika disulfidowego, który w reakcji z tlenem przekształca się do disulfidu, a dodatkowo produktem tej reakcji jest anionorodnik ponadtlenkowy (reakcja 7).

Dwuelektronowa reakcja utleniania grup tiolowych prowadzi do powstania reaktywnego, niestabilnego kwasu sulfenowego (P-SOH, siarka na 0 stopniu utlenienia), który w wyniku dalszego utleniania może zostać przekształcony do kwasu sulfinowego (P-SO2 H, siarka na +2 stopniu utlenienia) oraz kwasu sulfonowego (P-SO3 H, siarka na +4 stopniu utlenienia) (ryc. 2).

Kwas sulfenowy może następnie oddziaływać z grupami tiolowymi białek lub niskocząsteczkowych związków tworząc produkty połączone stabilnymi wiązaniami disulfidowymi (reakcja 9).

W białkach wiązania disulfidowe i kwasy sulfenowe powstałe w wyniku utleniania reszt tiolowych mogą ulegać redukcji np. w reakcji z niskocząsteczkowymi tiolami. Kwasy sulfinowe i sulfonowe powstające na skutek dużego stresu oksydacyjnego nie ulegają redukcji w warunkach fizjologicznych [5,6]. W różnych rodzajach komórek względna zawartość różnych tioli (RSH) jest prawie jednakowa, natomiast wyraźne róż- nice istnieją między komórką a plazmą. Wewnątrz komórek poziom NPSH (głównie glutationu) jest znacznie niższy niż poziom heterogennej populacji białek tiolowych (głównie GAPDH, kinaza keratynowa). W środowisku pozakomórkowym (plazmie) białka tiolowe zasadniczo reprezentowane są tylko przez albuminy (które mają tylko jedną grupę SH), natomiast poziom niebiałkowych związków tiolowych (cysteina, cysteinoglicyna, glutation oraz homocysteina) jest znacznie wyższy [17,18,20].

Głównymi białkami komórkowymi, w których modyfikacji ulegają reszty cysteinowe podczas stresu oksydacyjnego są: aktyna, kinaza keratynowa, anhydraza węglanowa III, dehydrogenaza aldehydu 3-fosfoglicerynowego, fosforylaza glikogenu, S-transferaza glutationu oraz hemoglobina [5].

S-tiolacja białek

S-tiolacja białek polega na utworzeniu mostków disulfidowych między grupami tiolowymi białek, a niskocząsteczkowymi związkami tiolowymi (25,55). Gdy glutation utworzy addukt z grupą tiolową białka (białko-S-S-glutation), S-tiolacja często określana jest mianem S-glutationylacji. Ze względu na to, że glutation w komórkach zwierzęcych jak i roślinnych występuje w bardzo dużych stężeniach (w komórkach ssaków jego stężenie mieści się w zakresie 1-10 mM) S-glutationylacja białek przeważa nad innymi modyfikacjami reszt cysteinowych z udziałem innych niskoczą- steczkowych związków tiolowych [17,18,20].

Do utworzenia mieszanych disiarczków białko-S-S-glutation prowadzą dwa mechanizmy (ryc. 3) [17,18]. Pierwszy z nich polega na tworzeniu wiązania disiarczkowego między zredukowanym glutationem, a utlenionymi produktami powstałymi na reszcie cysteinowej białka, takimi jak: rodnik tiylowy (P-S• ), kwas sulfenowy (P-SOH) lub S-nitrozotiole (P-SNO) (ryc. 3, szlak b, c, e). Drugi mechanizm S-glutationylacji związany jest z oddziaływaniem jakie zachodzi między różnymi postaciami utlenionego glutationu (rodnik tiylowy glutationu – GS• ; S-nitrozoglutation – GSNO; kwas sulfonowy glutationu – GSOH) a grupami -SH białek (ryc. 3, szlak b’, d, a) [4,17,18].

W  komórce S-tiolacja białek pojawia się w  warunkach umiarkowanego stresu oksydacyjnego, ale może pojawić się także w warunkach fizjologicznych, gdy zachowana jest równowaga oksydoredukcyjna (w tzw. komórkach spoczynkowych). Stwierdzono, że około 1% wszystkich białek komórkowych ulega S-tiolacji. Poziom ten może gwałtownie wzrosnąć w ciągu zaledwie kilku minut w komórkach, w których dojdzie do gwałtownego wytworzenia ROS np. na skutek wybuchu tlenowego [11,45]. S-tiolacja wpływa na właściwości funkcjonalne białek. Jest procesem odwracalnym mającym duże znaczenie fizjologiczne, gdyż chroni grupy –SH przed nieodwracalnymi modyfikacjami np. do kwasów sufinowych i sulfonowych, bardzo często kosztem chwilowej utraty aktywności biologicznej białek [12,56].

Pierwsze dowody potwierdzające udział S-tiolacji w ochronie białek przed nadmiernym i przedłużającym się stresem oksydacyjnym w komórkach dostarczyli Dominici i wsp. [21]. Obecnie dane na ten temat są bardziej precyzyjne. Na podstawie wielu prac wiadomo, że S-glutationylacja białek reguluje aktywność białek związanych ze szlakami sygnalizacji komórkowej, uczestniczy w utrzymaniu równowagi oksydoredukcyjnej, reguluje homeostazę wapniową oraz aktywność kanałów jonowych. Ponadto reguluje proces fałdowania białka oraz chroni enzymy glikolityczne przed nieodwracalnymi uszkodzeniami [17,18].

Wpływ S-tiolacji na właściwościfunkcjonalne dehydrogenazy aldehydu 3-fosfoglicerynowego

Badania przeprowadzone na komórkach ssaków, a także na komórkach drożdży Sacharomyces cerevisiae wskazują, że pod wpływem nadtlenku wodoru GAPDH ulegała inaktywacji głównie przez S-glutationylację reszty cysteinowej występującej w centrum aktywnym i zaangażowanej w reakcję katalizy. Jest to odwracalna modyfikacja reszty cysteinowej i dzięki temu chroni enzym przed nieodwracalnym przekształceniem reaktywnej Cys-152 do kwasu sulfinowego i sulfonowego. Ponadto S-glutationylacja zmienia punkt izoelektryczny dehydrogenazy z 8,1 do 6,9 (co oznacza że w pH 7,4 ładunek białka zmienia się na bardziej ujemny) [29].

Inhibicja aktywności glikolitycznej dehydrogenazy aldehydu 3-fosfoglicerynowego na skutek S-tiolacji może być korzystna dla komórek, gdyż może nastąpić przekierowanie glukozo-6-fosforanu ze szlaku glikolitycznego na szlak pentozofosforanowy (ryc. 5). Szlak pentozofosforanowy jest głównym źródłem wytwarzania NADPH w cytosolu komórek Eukaryota. NADPH jest donorem elektronów zarówno dla reduktazy glutationowej jak i dla reduktazy tioredoksyny, zatem jest niezbędny w przywracaniu i utrzymaniu równowagi redoks w cytosolu [24,44,45,56].

Ryc. 3. Mechanizmy prowadzące do S-glutationylacji i detiolacji S-glutationylowanych białek (deglutationylacji). S-glutationylacja białek może zachodzić w reakcji grup –SH białek z utlenioną formą glutationu (GSSG) (a), S-nitrozoglutationem (GSNO) lub innymi utlenionymi formami glutationu, takimi jak np. kwas sulfenowy glutationu (d). Grupy tiolowe białek pod wpływem reaktywnych form tlenu (ROS) mogą zostać przekształcone do rodnika tiylowego (b) lub kwasu sulfenowego (c) następnie mogą utworzyć wiązanie disulfidowe z glutationem (b i c). S-glutationylacja białek może nastąpić także w reakcji rodnika tiylowego glutationu z grupami –SH białek. Katalizatorem tej reakcji jest glutaredoksyna (Grx) (b’). Białka, które wcześniej uległy S-nitrozylacji mogą ulec S-glutationylacji z jednoczesnym uwolnieniem tlenku azotu (e). Procesem odwrotnym do S-glutationylacji białek jest deglutationylacja i przebiega z udziałem oksydaz białkowo-disulfidowych np. glutaredoksyny (f) (wg [18] za zgodą wydawnictwa)

Badania Ralsera i wsp. wykazały, że obniżenie aktywności GAPDH o 20% spowodowało znaczny wzrost poziomu metabolitów szlaku pentozofosforanowego (NADPH) [44]. Na podstawie modelowych obliczeń matematycznych oszacowano, że przy dwudziestoprocentowej inhibicji GAPDH stosunek NADPH/NADP wzrasta z 6,5 do 19 [44]. Po ustąpieniu stresu oksydacyjnego zredukowany glutation i tioredoksyna przywracają aktywność katalityczną GAPDH co w konsekwencji aktywuje proces glikolizy [5]. Według Cerne i wsp. opisany powyżej proces zachodzi w warunkach patologicznych gdy poziom stresu oksydacyjnego jest bardzo wysoki [16].

Odwracalne modyfikacje reszty cysteinowej występują- cej w centrum aktywnym GAPDH odgrywają także bardzo ważną rolę w regulacji homeostazy naczyniowej (ryc. 4) [50]. Dehydrogenaza aldehydu 3-fosfoglicerynowego jest białkiem, które poprzez wiązanie się do końcowych, niekodujących sekwencji mRNA (3’ i 5’ UTR) uczestniczy w regulacji potranskrypcyjnej ekspresji genów [51]. Przykładem białka, w ekspresji którego uczestniczy GAPDH jest endotelina 1 (ET-1). Dehydrogenaza przyłączając się do końcowej sekwencji 3’UTR mRNA endoteliny 1 obniża jej ekspresję.

Ryc. 4. Regulacja ekspresji endoteliny 1 (ET-1) przez oksydacyjnie modyfikowaną GAPDH. GAPDH poprzez wiązanie do matrycowego RNA dla ET-1 hamuje syntezę ET-1. W konsekwencji prowadzi to do rozszerzenia naczyń krwionośnych. S-glutationylacja Cys-152 występującej w centrum aktywnym GAPDH przeciwdziała wiązaniu dehydrogenazy do mRNA ET-1. Zwiększony poziom endoteliny wpływa na skurcz naczyń krwionośnych (wg [56] zmodyfikowano)

Mechanizm oddziaływania enzymu z matrycowym RNA związany jest z destabilizacją kwasu nukleinowego, przez co staje się on podatny na działanie cytosolowych rybonukleaz [50]. Czynnikiem uniemożliwiającym wiązanie się GAPDH z mRNA ET-1 jest stres oksydacyjny, wywołujący S-glutationylację reszty Cys-152 występującej w centrum aktywnym dehydrogenazy. Skutkiem tego zwiększa się ekspresja białka ET-1. Fizjologicznie, konsekwencją zwiększonego poziomu endoteliny jest gwałtowny skurcz naczyń krwionośnych (ryc. 4) [50].

S-nitrozylacja białek

S-nitrozylacja białek jest odwracalną, potranslacyjną modyfikacją podobną do S-tiolacji i występuje właściwie we wszystkich układach biologicznych. Obydwie modyfikacje, S-nitrozylacja i S-tiolacja, mogą występować jednocześnie w tej samej cząsteczce białka w obecności odpowiednich ROS i RNS [20].

S-nitrozylacja białek polega na kowalencyjnym przyłączaniu grupy NO do reszt cysteinowych białek. Badania potwierdziły, że modyfikacji tej ulegają tylko reszty cysteinowe charakteryzujące się niskim pKa oraz eksponowane na powierzchni cząsteczki białka [57]. S-nitrozylacja zachodzi na dwa sposoby: w bezpośredniej reakcji reaktywnych form azotu z resztami tiolowymi białka (reakcja 10 i 11, 13) lub w wyniku nitrozylacji reszt cysteinowych białek w reakcji z S-nitrozowymi pochodnymi niskocząsteczkowych związków tiolowych, głównie z S-nitrozoglutationem (GSNO) (reakcja 14) [5].

Poziom S-nitrozylacji białek w komórce zależy od równowagi między procesami nitrozylacji i denitrozylacji. W warunkach fizjologicznych głównie dwa układy enzymatyczne odpowiedzialne są za denitrozylację białek: glutation/ reduktaza S-nitrozoglutationu oraz tioredoksyna/reduktaza tioredoksyny [1,55].

Wpływ S-nitrozylacji na właściwościfunkcjonalneilokalizację w komórce dehydrogenazy aldehydu 3-fosfoglicerynowego

Białka, które uległy S-nitrozylacji pełnią funkcję magazynującą i  transportującą tlenek azotu w  organizmie, uczestniczą w przekazywaniu sygnału i obronie komórek przed patogenami, modyfikują działanie kanałów jonowych. Odgrywają także dużą rolę w procesach transkrypcyjnych [7,38]. S-nitrozylacja hamuje aktywność enzymatyczną wielu białek. Przykładem może być kaspaza 3, która w wyniku S-nitrozylacji traci zdolność indukcji procesu apoptozy [50]. Przeciwny skutek dla komórki wywołuje S-nitrozylacja dehydrogenazy aldehydu 3-fosfoglicerynowego [26,41,42,54,55].

W wyniku stresu wywołanego działaniem reaktywnych form azotu GAPDH ulega S-nitrozylacji w pozycji Cys-152. Modyfikacja ta hamuje aktywność katalityczną dehydrogenazy, inicjuje przemieszczanie się enzymu do jądra komórkowego, indukuje proces apoptozy [14,26,27,54,55]. Ponadto GAPDH-SNO może pełnić rolę nitrozylazy szczególnie w stosunku do białek jądrowych [33,35].

Przemieszczania oksydacyjnie zmodyfikowanej dehydrogenazy aldehydu 3-fosfoglicerynowego (GAPDH-SNO) do jądra komórkowego odbywa się z udziałem ligazy Siah 1 (seven in absentia homolog 1) [26,54,57]. Siah 1 jest białkiem wyjątkowo niestabilnym w komórce. Jego ekspresja w fizjologicznych warunkach jest niewielka, ale bardzo wzrasta w warunkach stresowych [57]. W N-końcowym odcinku zawiera domenę RING, odpowiedzialną za właściwości ligazowe, natomiast w C-końcowym odcinku znajduje się sekwencja lokalizacji jądrowej (NLS). Stwierdzono, że 12 ostatnich reszt aminokwasowych C-końca odpowiedzialne jest za wiązanie z GAPDH [13]. Utworzenie kompleksu GAPDH-SNO-Siah 1 jest sygnałem inicjującym przemieszczenie się białek z cytoplazmy do jądra komórkowego. W jądrze GAPDH stabilizuje ligazę i ułatwia jej ubikwitynację oraz degradację supresorowych białek jądrowych (N-CoR, nuclear co-repressor). W konsekwencji dochodzi do śmierci komórki [26]. Dehydrogenaza wspomaga także autoacetylację acylotransferazy p300/CBP. Kompleks GAPDH-p300/CBP aktywuje ekspresję niektórych białek, m.in. odpowiedzialnych za apoptotyczną śmierć komórki, takich jak: p53, PUMA, Bax, p21 [26,53,54].

Przemieszczaniu się GAPDH-SNO z cytoplazmy do jądra komórkowego zapobiega cytosolowe białko GOSPEL (GADPH’s competitor of Siah Protein Enhances Life). Współzawodniczy ono z białkiem Siah 1 w wiązaniu się z dehydrogenazą [43,46,53]. GOSPEL jest cytoplazmatycznym, hydrofilowym białkiem złożonym z 406 reszt aminokwasowych. Znaczną ekspresję tego białka obserwowano w tych samych tkankach, w których odnotowano wysoki poziom ekspresji GAPDH, tj. mięśniach szkieletowych, mózgu, płucach i sercu. Prawdopodobnie białko to reguluje fizjologiczne funkcje GAPDH [43,46,53]. Pod wpływem RNS białko GOSPEL ulega bardzo szybko S- -nitrozylacji. Modyfikacja ta umożliwia mu wiązanie się z GAPDH-SNO w kompetycji z białkiem Siah 1. Jednak gdy poziom stresu przekroczy pewien próg, wiązanie GAPDH z Siah 1 dominuje nad wiązaniem dehydrogenazy z białkiem GOSPEL [53].

Zmodyfikowana w wyniku S-nitrozylacji dehydrogenaza aldehydu 3-fosfoglicerynowego może być także donorem grupy NO dla innych białek. Badania zespołu Snydera dowiodły, że GAPDH może nitrozylować białka jądrowe, takie jak: sirtuinę 1 (SIRT 1), histonową deacetylazę 1 (HDAC 2) oraz kinazę białkową zależną od DNA (DNA-PK) [33]. Stwierdzono również, że GAPDH-SNO efektywniej nitrozyluje biał- ka (np. SIRT 1) niż np. S-nitrozoglutation [33]. Denitrozylacja GAPDH z jednoczesnym przeniesieniem grupy NO na inne białko może korzystnie wpływać na przeżycie komórki. Przykładem takiego procesu jest przeniesienie grupy NO z GAPDH będącej w kompleksie z białkiem Siah 1 na nukleofosminę (białko B23). S-nitrozylacja białka B23 zmniejsza siłę oddziaływania między Siah 1 a GAPDH, natomiast dochodzi do wiązania B23 z Siah 1. Białko Siah 1 w wyniku wiązania z B23 traci aktywność ligazy i nie indukuje procesów prowadzących do śmierci komórki [35].

Udział mostków disulfidowych w agregacji GAPDH. Rola tych procesów w chorobach neurodegeneracyjnych

Jak opisano wyżej, generowane w komórce reaktywne formy tlenu i azotu w wyniku oddziaływania z resztami cysteinowymi białek powodują ich S-tiolację i S-nitrozylację. Jeśli jednak ROS i RNS wytwarzane są w nadmiarze przez długi czas, to dochodzi także do modyfikacji innych reszt aminokwasowych oraz zmian konformacyjnych białka. Zaburzenia struktury przestrzennej sprzyjają procesom agregacji białek. W znacznym stopniu zachodzą one w wyniku tworzenia mostków disulfidowych między cząsteczkami tego samego białka (autoagregacja) lub między cząsteczkami różnych białek. Utlenianie i agregacja białek związane są z wieloma chorobami, w tym neurodegeneracyjnymi np. chorobą Parkinsona i chorobą Alzheimera [9,14,15,27,28,46]. Przykładem białka, które pod wpływem stresu oksydacyjnego tworzy oligomery i agregaty z udziałem mostków disulfidowych jest dehydrogenaza aldehydu 3-fosfoglicerynowego. Dowiedziono, że agregaty te wykazują znaczne podobieństwo do fibryli tworzonych przez β-amyloid i α-synukleinę [41,42].

Badania nad modyfikowaną GAPDH, w której reszty cysteinowe podstawiono resztami alaninowymi lub serynowymi wykazały, że za tworzenie agregatów dehydrogenazy odpowiedzialne są głównie reszty cysteinowe występujące w centrach aktywnych każdego z czterech monomerów (u człowieka Cys 152). Zanim jednak powstaną mostki disulfidowe musi wcześniej zmienić się konformacja białka, gdyż stwierdzono, że w natywnej cząsteczce odległości między resztami Cys-152 poszczególnych monomerów są zbyt duże, aby mogło dojść do powstania między nimi wiązań S-S. Wiązania disulfidowe indukują dalsze zmiany konformacji cząsteczki. Następuje ekspozycja reszt cysteinowych, które w natywnym białku usytuowane są wewnątrz cząsteczki. Dochodzi do kolejnych reakcji, w wyniku których powstają nierozpuszczalne oligomery i agregaty [41,42].

Nierozpuszczalne, połączone mostkami disulfidowymi formy GAPDH zlokalizowano w tkankach mózgu pacjentów ze zdiagnozowaną chorobą Alzheimera (AD) oraz stwierdzono u genetycznie zmodyfikowanych myszy z wywołaną chorobą Alzheimera [15]. Tworzenie agregatów GAPDH i ich akumulację w jądrze komórkowym i cytoplazmie potwierdzono także w badaniach in vitro, w których wykorzystano komórki nerwowe linii HT22 oraz neurony kory mózgowej eksponowanych na działanie amyloidu β (Aβ), nadtlenku wodoru lub diamidu. Zaobserwowano ponadto, że długotrwała inkubacja (do 7 dni) neuronów kory mózgowej z Aβ skutkuje postępującym tworzeniem w cytoplazmie, zwłaszcza wokół jądra komórkowego, nierozpuszczalnych wielomonomerowych struktur GAPDH [15].

Ryc. 5. Wpływ oksydacyjnych modyfikacji Cys-152 na funkcję i lokalizację GAPDH w komórce. (A) Pod wpływem stresu oksydacyjnego dochodzi do hamowania aktywności GAPDH. W konsekwencji może nastąpić przekierowanie glukozo-6-fosforanu ze szlaku glikolitycznego na szlak pentozofosforanowy. Dzięki temu dochodzi do zwiększonego wytwarzania NADPH. NADPH stanowi główną siłę redukującą w komórce i dzięki temu chroni ją przed nadmiernym stresem oksydacyjnym. (B) Pod wpływem reaktywnych form azotu GAPDH ulega S-nitrozylacji w pozycji Cys-152. Modyfikacja ta umożliwia wiązanie dehydrogenazy z ligazą Siah 1. Kompleks GAPDH-Siah 1 przemieszcza się z cytoplazmy do jądra komórkowego. GAPDH stabilizuje ligazą Siah 1 i ułatwia jej ubikwitynację oraz degradację supresorowych białek jądrowych. (C) Indukcja procesu apoptozy na skutek agregacji GAPDH. Ekspozycja GAPDH na nadmierny i przedłużający się stres oksydacyjny prowadzi do tworzenia wiązań disulfidowych między Cys-152 a Cys-156 (wiązania wewnątrzcząsteczkowe) oraz między Cys-152 różnych podjednostek. Tworzenie wiązań disulfidowych między podjednostkami prowadzi do zmian konformacyjnych cząsteczki i ekspozycji wewnętrznie usytuowanych grup –SH. Kolejne międzycząsteczkowe wiązania disulfidowe prowadzą do tworzenia i akumulacji nierozpuszczalnych agregatów zarówno w cytoplazmie jak i w jądrze komórkowym. W konsekwencji dochodzi do indukcji apoptotycznej śmierci komórki (wg [6] – zmodyfikowano)

Cumming i Schuber zaproponowali mechanizm wyjaśniający akumulację nierozpuszczalnych agregatów GAPDH w płytkach amyloidowych występujących w chorobie Alzheimera [15]. Według tego modelu wiązania disulfidowe powstające w GAPDH pod wpływem działania czynników utleniających wpływają na zmianę konformacji GAPDH, co dalej prowadzi do tworzenia nierozpuszczalnych agregatów, które same są cytotoksyczne lub mogą pośrednio indukować apoptozę w wyniku oddziaływania z innymi wewnątrzkomórkowymi białkami podatnymi na agregację (aggretate- -prone proteins), takimi jak białko tau, α-synukleina, amyloid β. Podczas apoptozy, nierozpuszczalna postać GAPDH jest uwalniana z jądra i gromadzi się w ciałkach inkluzyjnych w cytoplazmie. Po śmierci komórek uwolnione, nierozpuszczalne agregaty GAPDH mogą akumulować się w zewnątrzkomórkowych blaszkach [15].

Podsumowanie

Reszty cysteinowe w białkach ze względu na swe właściwości chemiczne odgrywają bardzo ważną role w procesach biochemicznych. W niektórych białkach regulują funkcję, aktywność i lokalizację danego białka w komórce. Przykładem jest dehydrogenaza aldehydu 3-fosfoglicerynowego, której wiele funkcji zależy od stanu redoks cysteiny występującej w centrum katalitycznym – Cys152. Reszta ta jest bardzo wrażliwa na modyfikacje oksydacyjne, jak przedstawiono w niniejszej pracy, jej utlenianie z jednej strony może działać cytotoksycznie z drugiej zaś cytoprotekcyjnie na komórkę (szczegóły omówiono w podpisie pod ryciną 5).

Podziękowanie

Serdecznie dziękuję dr Eligiuszowi Serafinowi za przygotowanie ryciny przedstawiającej strukturę GAPDH.

Przypisy

• 1. Anand P., Stamler J.S.: Enzymatic mechanisms regulating proteinS-nitrosylation: implications in health and disease. J. Mol. Med.,2012; 90: 233-244
  Google Scholar
• 2. Arutyunov D.Y., Muronetz V.I.: The activation of glycolysis performedby the non-phosphorylating glyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase in the model system. Biochem. Biophys. Res. Commun.,2003; 300: 149-154
  Google Scholar
• 3. Azam S., Jouvet N., Jilani A., Vongsamphanh R., Yang X., Yang S.,Ramotar D.: Human glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenaseplays a direct role in reactivating oxidized forms of the DNA repairenzyme APE1. J. Biol. Chem., 2008; 283: 30632-30641
  Google Scholar
• 4. Bilska A., Kryczyk A., Włodek L.: Różne oblicza biologicznej roliglutationu. Postępy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 438-453
  Google Scholar
• 5. Biswas S., Chida A.S., Rahman I.: Redox modifications of protein-thiols:emerging roles in cell signaling. Biochem. Pharmacol.,2006; 71: 551-564
  Google Scholar
• 6. Brandes N., Schmitt S., Jakob U.: Thiol-based redox switches ineukaryotic proteins. Antioxid. Redox Signal., 2009; 11: 997-1014
  Google Scholar
• 7. Broillet M.C.: S-nitrosylation of proteins. Cell. Mol. Life Sci., 1999;55: 1036-1042
  Google Scholar
• 8. Bryksin A.V., Laktionov P.P.: Role of glyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase in vesicular transport from golgi apparatus to endoplasmicreticulum. Biochemistry, 2008; 73: 619-625
  Google Scholar
• 9. Butterfield D.A., Hardas S.S., Lange M.L.: Oxidatively modifiedglyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase (GAPDH) and Alzheimer’sdisease: many pathways to neurodegeneration. J. AlzheimersDis., 2010; 20: 369-393
  Google Scholar
• 10. Carlile G.W., Chalmers-Redman R.M., Tatton N.A., Pong A., BordenK.E., Tatton W.G.: Reduced apoptosis after nerve growth factorand serum withdrawal: conversion of tetrameric glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase to a dimer. Mol. Pharmacol., 2000; 57: 2-12
  Google Scholar
• 11. Chai Y.C., Ashraf S.S., Rokutan K., Johnston R.B.Jr., ThomasJ.A.: S-thiolation of individual human neutrophil proteins includingactin by stimulation of the respiratory burst: evidence againsta role for glutathione disulfide. Arch. Biochem. Biophys., 1994;310: 273-281
  Google Scholar
• 12. Chen Y.Y., Chu H.M., Pan K.T., Teng C.H., Wang D.L., Wang A.H.,Khoo K.H., Meng T.C.: Cysteine S-nitrosylation protects protein-tyrosinephosphatase 1B against oxidation-induced permanent inactivation.J. Biol. Chem., 2008; 283: 35265-35272
  Google Scholar
• 13. Chepchumba E., Yego K., Mohr S.: Siah-1 protein is necessaryfor high glucose-induced glyceraldehyde-3-posphate dehydrogenasenuclear accumulation and cell death in Muller cells. J. Biol. Chem.,2010; 285: 3181-3190
  Google Scholar
• 14. Chuang D.M., Hough C., Senatorov V.V.: Glyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase, apoptosis, and neurodegenerative diseases.Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol., 2005; 45: 269-290
  Google Scholar
• 15. Cumming R.C., Schubert D.: Amyloid-β induces disulfide bondingand aggregation of GAPDH in Alzheimer’s disease. FASEB J., 2005;19: 2060-2062
  Google Scholar
• 16. Cyrne L., Antunes F., Sousa-Lopes A., Diaz-Bérrio J., Marinho H.S.:Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase is largely unresponsiveto low regulatory levels of hydrogen peroxide in Saccharomyces cerevisiae.BMC Biochem., 2010 11: 49
  Google Scholar
• 17. Dalle-Donne I., Milzani A., Gagliano N., Colombo R. Giustarini D.,Rossi R.: Molecular mechanisms and potential clinical significanceof S-glutathionylation. Antioxid Redox Signal. 2008; 10: 445-473
  Google Scholar
• 18. Dalle-Donne I., Rossi R., Colombo G., Giustarini D., Milzani A.:Protein S-glutathionylation: a regulatory device from bacteria tohumans. Trends Biochem. Sci., 2009; 34: 85-96
  Google Scholar
• 19. Demarse N.A., Ponnusamy S., Spicer E.K., Apohan E., Baatz J.E.,Ogretmen B., Davies C.: Direct binding of glyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase to telomeric DNA protects telomeres against chemotherapy-inducedrapid degradation, J. Mol. Biol., 2009; 394: 789-803
  Google Scholar
• 20. Di Simplicio P., Franconi F., Frosali S., Giuseppe D.: Thiolationand nitrosation of cysteines in biological fluids and cells. AminoAcids. 2003; 25: 323-339
  Google Scholar
• 21. Dominici S., Valentini M., Maellaro E., Del Bello B., Paolicchi A.,Lorenzini E., Tongiani R., Comporti M., Pompella A.: Redox modulationof cell surface protein thiols in U937 lymphoma cells: therole of γ-glutamyl transpeptidase-dependent H2O2 production andS thiolation. Free Radic. Biol. Med., 1999; 27: 623-635
  Google Scholar
• 22. Ercolani L., Florence B., Denaro M., Alexander M.: Isolation andcomplete sequence of a functional human glyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase gene. J. Biol. Chem., 1988; 263: 15335-15341
  Google Scholar
• 23. Giles G.I., Tasker K.M., Jacob C.: Hypothesis: the role of reactivesulfur species in oxidative stress. Free Radic. Biol. Med., 2001;31: 1279-1283
  Google Scholar
• 24. Grant C.M.: Metabolic reconfiguration is a regulated responseto oxidative stress. J. Biol., 2008; 7: 1
  Google Scholar
• 25. Grant C.M., Quinn K.A., Dawes I.W.: Differential protein S-thiolationof glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase isoenzymes influencessensitivity to oxidative stress. Mol. Cell. Biol., 1999; 19: 2650-2656
  Google Scholar
• 26. Hara M.R., Agrawal N., Kim S.F., Cascio M.B., Fujimuro M., OzekiY., Takahashi M., Cheah J.H., Tankou S.K., Hester L.D., Ferris C.D.,Hayward S.D., Snyder S.H., Sawa A.: S-nitrosylated GAPDH initiatesapoptotic cell death by nuclear translocation following Siah1 binding.Nat. Cell Biol., 2005; 7: 665-674
  Google Scholar
• 27. Huang J., Hao L., Xiong N., Cao X., Liang Z., Sun S., Wang T.:Involvement of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in rotenone-inducedcell apoptosis: relevance to protein misfolding andaggregation. Brain Res., 2009; 1279: 1-8
  Google Scholar
• 28. Huang J., Xiong N., Chen C., Xiong J., Jia M., Zhang Z., Cao X.,Liang Z., Sun S., Lin Z., Wang T.: Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase:activity inhibition and protein overexpression in rotenonemodels for Parkinson’s disease. Neuroscience. 2011; 192: 598-608
  Google Scholar
• 29. Hwang N.R., Yim S.H., Kim Y.M., Jeong J., Song E.J., Lee Y., LeeJ.H., Choi S., Lee K.J.: Oxidative modifications of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase play a key role in its multiple cellularfunctions. Biochem. J., 2009; 423: 253-264
  Google Scholar
• 30. Ishii T., Sunami O., Nakajima H., Nishio H., Takeuchi T, Hata F.:Critical role of sulfenic acid formation of thiols in the inactivationof glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase by nitric oxide. Biochem.Pharmacol., 1999; 58: 133-143
  Google Scholar
• 31. Ismail S.A., Park H.W.: Structural analysis of human liver glyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase. Acta Crystallogr. D Biol.Crystallogr., 2005; 61: 1508-1513
  Google Scholar
• 32. Jenkins J.L., Tanner J.J.: High-resolution structure of humanD-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. Acta Crystallogr. DBiol. Crystallogr., 2006; 62: 290-301
  Google Scholar
• 33. Kornberg M.D., Sen N., Hara M.R., Juluri K.R., Nguyen J.V., SnowmanA.M., Law L., Hester L.D., Snyder S.H.: GAPDH mediates nitrosylationof nuclear proteins. Nat. Cell Biol. 2010; 12: 1094-1100
  Google Scholar
• 34. Kowalczyk A., Serafin E., Puchała M.: Inactivation of chosendehydrogenases by the products of water radiolysis and secondaryalbumin and haemoglobin radicals. Int. J. Radiat. Biol; 2008; 84: 15-22
  Google Scholar
• 35. Lee S.B., Kim C.K., Lee K.H., Ahn J.Y.: S-nitrosylation of B23/nucleophosminby GAPDH protects cells from the SIAH1-GAPDH deathcascade. J. Cell Biol., 2012; 199: 65-76
  Google Scholar
• 36. López Vinals A.E., Farías R.N., Morero R.D.: Characterizationof the fusogenic properties of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase:fusion of phospholipid vesicles. Biochem. Biophys. Res.Commun., 1987; 143: 403-409
  Google Scholar
• 37. Morgan P.E., Dean R.T., Davies M.J.: Inactivation of cellular enzymesby carbonyls and protein-bound glycation/glycoxidationproducts. Arch. Biochem. Biophys., 2002; 403: 259-269
  Google Scholar
• 38. Murphy E., Kohr M., Sun J., Nguyen T., Steenbergen C.: S-Nitrosylation:a radical way to protect the heart. J. Mol. Cell. Cardiol.,2012; 52: 568-577
  Google Scholar
• 39. Nagradova N.K.: Study of the properties of phosphorylatingD-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. Biochemistry, 2001;66: 1067-1076
  Google Scholar
• 40. Nakagawa T., Hirano Y., Inomata A., Yokota S., Miyachi K., KanedaM., Umeda M., Furukawa K., Omata S., Horigome T.: Participation ofa fusogenic protein, glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, innuclear membrane assembly. J. Biol. Chem., 2003; 278: 20395-20404
  Google Scholar
• 41. Nakajima H., Amano W., Fukuhara A., Kubo T., Misaki S., AzumaY.T., Inui T., Takeuchi T.: An aggregate-prone mutant of humanglyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase augments oxidativestress-induced cell death in SH-SY5Y cells. Biochem. Biophys. Res.Commun., 2009; 390: 1066-1071
  Google Scholar
• 42. Nakajima H., Amano W., Kubo T., Fukuhara A., Ihara H., AzumaY.T., Tajima H., Inui T., Sawa A., Takeuchi T.: Glyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase aggregate formation participates in oxidativestress-induced cell death. J. Biol. Chem., 2009; 284: 34331-34341
  Google Scholar
• 43. Nakamura T., Lipton S.A.: According to GOSPEL: filling in theGAP(DH) of NO-mediated neurotoxicity. Neuron, 2009; 63: 3-6
  Google Scholar
• 44. Ralser M., Wamelink M.M., Kowald A., Gerisch B., Heeren G.,Struys E.A., Klipp E., Jakobs C., Breitenbach M., Lehrach H., KrobitschS.: Dynamic rerouting of the carbohydrate flux is key to counteractingoxidative stress. J. Biol., 2007; 6: 10
  Google Scholar
• 45. Ravichandran V., Seres T., Moriguchi T., Thomas J.A., JohnstonR.B.Jr.: S-thiolation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenaseinduced by the phagocytosis-associated respiratory burst in bloodmonocytes. J. Biol. Chem., 1994; 269: 25010-25015
  Google Scholar
• 46. Rodacka A.: Właściwości i różnorodność funkcjonalna dehydrogenazyaldehydu 3-fosfoglicerynowego. Postępy Hig. Med. Dośw.,2013; 67: 775-789
  Google Scholar
• 47. Rodacka A., Serafin E., Bubinski M., Krokosz A., Puchala M.: Theinfluence of oxygen on radiation-induced structural and functionalchanges in glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase and lactatedehydrogenase. Rad. Phys. and Chem., 2012; 81: 807-815
  Google Scholar
• 48. Rodacka A., Serafin E., Puchala M.: Efficiency of superoxideanions in the inactivation of selected dehydrogenases. Rad. Phys.Chem., 2010; 79: 960-965
  Google Scholar
• 49. Rodacka A., Strumillo J., Serafin E., Puchala M.: Effect of resveratroland tiron on the inactivation of glyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase induced by superoxide anion radical. Curr. Med.Chem., 2014; 21: 1061-1069
  Google Scholar
• 50. Rodríguez-Pascual F., Redondo-Horcajo M., Magán-MarchalN., Lagares D., Martínez-Ruiz A., Kleinert H., Lamas S.: Glyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase regulates endothelin-1 expressionby a novel, redox-sensitive mechanism involving mRNA stability.Mol. Cell Biol., 2008; 28: 7139-7155
  Google Scholar
• 51. Schultz D.E., Hardin C.C., Lemon S.M.: Specific interaction ofglyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase with the 5’-nontranslatedRNA of hepatitis A virus. J. Biol. Chem., 1996; 271: 14134-14142
  Google Scholar
• 52. Seidler N.C.: Basic biology of GAPDH. Adv. Exp. Med. Biol., 2013;985: 1-36
  Google Scholar
• 53. Sen N., Hara M.R., Ahmad A.S., Cascio M.B., Kamiya A., EhmsenJ.T., Agrawal N., Hester L., Doré S., Snyder S.H., Sawa A.: GOSPEL:a neuroprotective protein that binds to GAPDH upon S-nitrosylation.Neuron, 2009; 63: 81-91
  Google Scholar
• 54. Sen N., Hara M.R., Kornberg M.D., Cascio M.B., Bae B.I., ShahaniN., Thomas B., Dawson T.M., Dawson V.L., Snyder S.H., Sawa A.: Nitricoxide-induced nuclear GAPDH activates p300/CBP and mediatesapoptosis, Nat. Cell Biol., 2008; 10: 866-873
  Google Scholar
• 55. Shahani N., Sawa A.: Protein S-nitrosylation: role for nitric oxidesignaling in neuronal death. Biochim. Biophys. Acta, 2012; 1820: 736-742
  Google Scholar
• 56. Shenton D., Grant C.M.: Protein S-thiolation targets glycolysisand protein synthesis in response to oxidative stress in the yeastSaccharomyces cerevisiae. Biochem. J., 2003; 374; 513-519
  Google Scholar
• 57. Sirover M.A.: On the functional diversity of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase: biochemical mechanisms and regulatorycontrol. Biochim. Biophys. Acta, 2011; 1810: 741-751
  Google Scholar
• 58. Tisdale E.J., Azizi F., Artalejo C.R.: Rab2 utilizes glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase and protein kinase Cί to associate withmicrotubules and to recruit dynein. J. Biol. Chem., 2009; 284: 5876-5884
  Google Scholar
• 59. Volker K.W., Reinitz C.A., Knull H.R.: Glycolytic enzymes andassembly of microtubule networks. Comp. Biochem. Physiol. B Biochem.Mol. Biol., 1995; 112: 503-514
  Google Scholar
• 60. Winterbourn C.C., Hampton M.B.: Thiol chemistry and specificityin redox signaling. Free Radic. Biol. Med., 2008; 45: 549-561
  Google Scholar

Pełna treść artykułu