Abstrakt

Zawał mięśnia sercowego to ograniczona martwica tkanek spowodowana niedotlenieniem. Na skutek zawału ginie od 0,5 do 1 miliarda kardiomiocytów (CM), komórek mających zdolność spontanicznego skurczu. Ponieważ ludzkie serce ma ograniczoną zdolność do regeneracji, podejmowane są różne próby zwiększania liczby kardiomiocytów w pozawałowym sercu. Próby te polegają na transplantowaniu do mięśnia sercowego: 1) mioblastów szkieletowych i kardiomiocytów; 2) komórek progenitorowych/macierzystych teoretycznie mających zdolność do różnicowania się w kierunku kardiomiocytów; 3) komórek pluripotentnych: embrionalnych komórek macierzystych (ESC) i indukowanych komórek macierzystych (iPSC) różnicujących się do kardiomiocytów, a także na 4) przeprogramowaniu in situ fibroblastów do aktywnych kardiomiocytów czy 5) stymulacji proliferacji kardiomiocytów in situ za pomocą czynników farmakologicznych. Z tych pięciu propozycji teoretycznych na uwagę zasługują propozycje: druga, czwarta i piąta. Doświadczenia przedkliniczne i kliniczne wskazują na niewielką zdolność do różnicowania komórek progenitorowych (propozycja druga). Niemniej, pojawiające się podczas terapii efekty parakrynne wywoływane przez transplantowane komórki poprawiają funkcję uszkodzonego zawałem serca. Rozwiązaniem pozwalającym zwiększyć liczbę CM, jest tzw. zabieg przeprogramowania in situ fibroblastów do aktywnych kardiomiocytów (propozycja czwarta), a także stymulacja in situ proliferacji spoczynkowych kardiomiocytów (propozycja piąta). Wydaje się, że optymalnym rozwiązaniem terapeutycznym (zwiększającym frakcję wyrzutową lewej komory i zmniejszającym bliznę pozawałową) może się stać połączenie czynników stymulujących efekty parakrynne z przeprogramowaniem fibroblastów.

Wstęp

Zawał mięśnia sercowego to ograniczona martwica tkanek spowodowana niedotlenieniem. Zmiany morfologiczne w zawale mięśnia sercowego przebiegają od martwicy skrzepowej poprzez fagocytozę obumarłych włókien przez makrofagi aż do powstania skolagenizowanej blizny [16]. W pozawałowym mięśniu sercowym ginie od 0,5 do 1 miliarda kardiomiocytów, komórek zdolnych do spontanicznego skurczu [26]. Czy tak rozległe ubytki kardiomiocytów w pozawałowym mięśniu sercowym można uzupełnić? Czy w mięśniu sercowym u ludzi zachodzi proces regeneracji, odtworzenia brakujących kardiomiocytów?

Zdolność do regeneracji amputowanego koniuszka serca (20% masy komory) zaobserwowano u ryb (Danio rerio), a także u jednodniowych myszy [25,26]. U siedmiodniowych myszy zdolność ta jednak zanika [42]. Regeneracja u ryb i jednodniowych myszy polega głównie na proliferacji preegzystujących kardiomiocytów. W regeneracji pozawałowego serca u dorosłych myszy około 15% kardiomiocytów powstaje z komórek progenitorowych [26].

Zarówno zdolność komórek progenitorowych/macierzystych do różnicowania się w kierunku kardiomiocytów, jak i do proliferacji jednojądrzastych, diploidalnych kardiomiocytów, maleje z wiekiem [26]. Mimo występowania w sercu tzw. progenitorowych komórek serca CPC (cardial progenitor cells), u dorosłych osobników obserwuje się raczej ubytki kardiomiocytów niż wzrost ich liczby. Liczba proliferujących, jednojądrzastych diploidalnych kardiomiocytów w sercu wyższych organizmów jest stosunkowo niska. U zdrowych myszy proliferuje zaledwie 0,0006% kardiomiocytów [26]. U myszy z zawałem, na granicy tkanki prawidłowej z blizną pozawałową, liczba dzielących się kardiomiocytów wzrasta do 0,0083%. Wydaje się oczywistym, że zwiększając liczbę aktywnych kardiomiocytów powinno się uzyskać poprawę pracy mięśnia sercowego. Tylko w jaki znaczący sposób można zwiększyć w pozawałowym mięśniu sercowym liczbę aktywnych kardiomiocytów?

Istnieje kilka możliwych sposobów powiększenia ich liczby (ryc. 1). Pierwszym z nich jest transplantacja do uszkodzonego mięśnia sercowego komórek mających zdolność kurczenia się: kardiomiocytów lub mioblastów mięśni szkieletowych [36]. Sposób drugi polega na wprowadzeniu do uszkodzonego mięśnia sercowego progenitorowych komórek CPC, które mogłyby się różnicować do funkcjonalnych kardiomiocytów [9]. Trzecia propozycja jest pewną odmianą wersji drugiej i polega na wprowadzeniu do uszkodzonego mięśnia sercowego pluripotentnych komórek macierzystych różnicujących się do kardiomiocytów [33]. Czwarty sposób polega na przeprogramowaniu in situ fibroblastów do aktywnych, diploidalnych kardiomiocytów [20]. Rozwiązanie piąte to stymulacja proliferacji spoczynkowych, jednojądrzastych, diploidalnych kardiomiocytów in situ za pomocą czynników farmakologicznych [26]. W artykule omówimy sposoby zwiększania liczby kardiomiocytów w pozawałowym sercu oraz przedyskutujemy konsekwencje ich stosowania.

Ryc. 1. Schemat pięciu potencjalnych rozwiązań terapeutycznych, których celem jest uzyskanie wzrostu liczby kardiomiocytów w pozawałowym sercu; A – transplantacja do mięśnia sercowego komórek kurczliwych: mioblastów szkieletowych i kardiomiocytów; B – transplantacja komórek progenitorowych/macierzystych zdolnych do różnicowania się w kierunku kardiomiocytów; C – transplantacja komórek pluripotentnych ESC i iPSC różnicujących się do kardiomiocytów; D – transróżnicowanie in situ fibroblastów do aktywnych kardiomiocytów; E – stymulacja proliferacji kardiomiocytów in situ za pomocą czynników farmakologicznych

Podstawowezałożenia terapeutyczne

Pierwsza propozycja terapeutyczna polega na transplantacji do pozawałowego mięśnia sercowego komórek kurczliwych: mioblastów mięśni szkieletowych lub kardiomiocytów [34,36]. Okazało się jednak, że przeszczepiane do mięśnia sercowego mioblasty nie były w stanie integrować elektrofizjologicznie z endogennymi kardiomiocytami znajdującymi się w sercu [30,36]. Niezintegrowane egzogenne mioblasty wywoływały niebezpieczną arytmię komorową.

Do uszkodzonego zawałem fragmentu mięśnia sercowego usiłowano także wprowadzać kardiomiocyty powstałe w wyniku różnicowania in vitro pluripotentnych ludzkich embrionalnych komórek macierzystych ESC (embryonic stem cells) [36]. Podobnie jak mioblasty, również wszczepione ludzkie kardiomiocyty nie integrowały ze znajdującymi się w sercu endogennymi kardiomiocytami myszy. Wprawdzie po transplantacji do mięśnia sercowego egzogenne kardiomiocyty ludzkie tworzyły ze sobą syncytium, nie mogły jednak utworzyć takiego syncytium z endogennymi kardiomiocytami myszy [26]. Kardiomiocyty ludzkie były oddzielone od kardiomiocytów myszy warstwą tkanki łącznej. Niewykluczone, że ten brak funkcjonalnej integracji wprowadzonych egzogennych ludzkich komórek z mysimi komórkami może być spowodowany różnicami w częstotliwości skurczów (u ludzi ~ 80/min, u myszy ~ 500/min), a także innymi przyczynami, jak choćby stanem zapalnym wywołanym przez wprowadzone ludzkie komórki [17,34].

Druga propozycja terapeutyczna polegała na wprowadzaniu (wszczepianiu) w rejony zawałowe komórek progenitorowych/macierzystych [9,23,44]. Nie bez powodu zakładano, że komórki te będą różnicowały się w kierunku kardiomiocytów (CM), a także do komórek mięśni gładkich (SM) i komórek śródbłonkowych (EC). W badaniach tych usiłowano wykorzystać przede wszystkim progenitorowe komórki CPC, tzw. rezydujące, występujące w mięśniu sercowym, jak i komórki CPC występujące w szpiku kostnym. W tabeli 1 przedstawiono listę, jak dotąd, poznanych progenitorowych komórek serca. Najczęściej badanymi komórkami CPC były komórki c-Kit+ oraz komórki, które spontanicznie tworzyły kuliste, trójwymiarowe struktury zwane kardiosferami [6,9].

Pierwsze doświadczalne próby z udziałem komórek c-Kit+ okazały się niezwykle obiecujące [3]. Badania sugerowały zdolność wyizolowanych z mięśnia sercowego komórek c- -Kit+ do różnicowania in vitro w kardiomiocyty, a także do komórek mięśni gładkich i komórek śródbłonkowych. Wszczepiane zwierzętom o upośledzonym układzie odpornościowym ludzkie komórki c-Kit+ miały się różnicować do komórek CM oraz EC i tworzyć swego rodzaju chimeryczne mysie serca zawierające ludzkie kardiomiocyty oraz ludzkie naczynia krwionośne. Rezultaty tych badań stały się podstawą projektu klinicznego (NCT00474461).

Niestety, inne badania wskazywały na znacznie mniejszą zdolność regeneracji mięśnia sercowego pod wpływem wszczepianych komórek c-Kit+ [54]. Jeszcze inne prace podawały nawet w wątpliwość zdolność komórek c-Kit+ do różnicowania [56]. Także pochodzenie komórek c-Kit+ stało się przedmiotem kontrowersji. Niektórzy uważają, że komórki c-Kit+ są pochodzenia szpikowego i pojawiają się w sercu dopiero w następstwie zawału [52]. Komórki c-Kit+ mają brać udział w tzw. przejściu angiogennym w uszkodzonym mięśniu sercowym [15].

Podobnie komórki progenitorowe tworzące kardiosfery wzbudziły kontrowersje [10,31]. Pojawiły się nawet doniesienia sugerujące, że kardiosfery są tworzone przez fibroblasty, być może także przez kardiomiocyty [1]. Mimo tych kontrowersyjnych opinii komórki kardiosfer stały się przedmiotem badań klinicznych (NCT00893360). Przedmiotem licznych prac były również, uważane za komórki progenitorowe/macierzyste, izolowane ze szpiku jednojądrzaste komórki BMMNC (bone marrow mononuclear cells [9]), a także będące subpopulacją komórek BMMNC, mezenchymalne komórki macierzyste MSC (mesenchymal stem cells) [13].

Wbrew wcześniejszym doniesieniom [41] okazało się jednak, że jednojądrzaste komórki izolowane ze szpiku (BMMNC) nie różnicują się do funkcjonalnych, zdolnych do spontanicznego kurczenia się, kardiomiocytów [38]. Zdaniem Balsama i wsp. [2] komórki BMMNC nie biorą udziału w regeneracji mięśnia sercowego. Pojawiły się także wątpliwości co do różnicowania się komórek MCS do kardiomiocytów [40,47]. Mimo tych krytycznych uwag, zarówno komórki BMMNC jak i komórki MCS, stały się przedmiotem wielu badań klinicznych [9]. Obecnie uważa się, że tylko niektóre pluripotentne komórki macierzyste, takie jak ESC czy indukowane pluripotentne komórki macierzyste iPSC (induced pluripotent stem cells) mają zdolność różnicowania do funkcjonalnych, spontanicznie kurczących się, kardiomiocytów [26]. Teoretycznie komórki te po wszczepieniu do pozawałowego mięśnia sercowego powinny różnicować się do kardiomiocytów (trzecie rozwiązanie terapeutyczne).

Komórki ESC to komórki embrionalne, mające zdolność do różnicowania w rozmaite typy komórek, w tym także do komórek kardiomiocytów [37]. W procesie różnicowania in vitro do kardiomiocytów bierze udział wiele czynników (m.in. aktywina i morfogenetyczne białka BMP). Końcowym „produktem” takiego procesu są w pełni funkcjonalne, kurczliwe kardiomiocyty [26]. Właśnie tak uzyskane komórki wprowadzano do uszkodzonego mięśnia sercowego (zob. rozwiązanie pierwsze). Jak na razie zaniechano prób wprowadzenia do mięśnia sercowego samych komórek ESC (choć w swoim czasie udane próby przedkliniczne z mysimi komórkami ESC zostały już przeprowadzone [33]). Na przeszkodzie stoją jednak względy etyczne i prawne (komórki ESC to komórki pochodzące z ludzkich płodów), względy biologiczne (komórki ESC mogą ujawnić teratogenne i tumorogenne właściwości), względy immunologiczne (komórki ESC indukują odpowiedź odpornościową). Z tych też powodów uważa się, że to raczej pluripotentne komórki iPSC mogą nadawać się bardziej do celów terapeutycznych niż komórki ESC [39].

Komórki iPSC to zmodyfikowane genetycznie komórki fibroblastów, do których wprowadzono geny kodujące cztery czynniki transkrypcyjne: Oct4, Sox2, Klf4 i c-Myc [51]. Te cztery czynniki transkrypcyjne w swoisty sposób warunkują tzw. „macierzystość” komórek. Zmodyfikowane komórki zachowują się jak komórki macierzyste: mają zdolność do samoodnowy i różnicowania w różne typy komórek (w tym do kardiomiocytów). Względy etyczne nie ograniczają stosowania komórek iPSC w terapii. Niemniej, podobnie jak komórki ESC, również komórki iPSC mogą indukować potworniaki oraz stymulować odpowiedź odpornościową [5,9].

Rozwiązanie czwarte polega na konwersji, przeprogramowaniu epigenetycznym komórek fibroblastów do aktywnych kardiomiocytów [20]. Czynnikami stymulującymi taki proces okazały się na przykład czynniki transkrypcyjne: Gata4, Mef2c, Tbx5. Czynniki te biorą udział w powstawaniu mięśnia sercowego. Czynnik Gata4 ma być czynnikiem rozluźniającym strukturę chromatyny i umożliwiającym przyłączenie pozostałych czynników transkrypcyjnych [19]. Nowo powstające in vitro indukowane kardiomiocyty (iCM) mają cechy fenotypowe swoiste dla kardiomiocytów: wykazują np. charakterystyczne białka CM (m.in. α-aktyninę i troponinę T). Komórki iCM zawierają sarkomery, poprzeczne prążkowanie i mają zdolność spontanicznego kurczenia się [20]. Nie tylko te trzy („kanonicze”) czynniki transkrypcyjne (Gata4, Mef2c, Tbx5) indukują konwersję fibroblastów do kardiomiocytów. Najnowsze badania wskazują, że wprowadzenie do tego zestawu dodatkowego czynnika Hand2 [49] lub peptydu tymozyny β4 [45], a nawet proangiogennego czynnika VEGF [32] znacznie zwiększa wydajność przeprogramowania. Reakcję konwersji (przeprogramowania) fibroblastów do kardiomiocytów można także wywołać za pomocą innego zestawu czynników transkrypcyjnych: Mef2c, Myocd, Tbx5 [43]. Można również uzyskać z użyciem mikroRNA (zestawu zawierającego: mir-1, mir-133, mir-208, mir-499) [24]. W tym ostatnim przypadku wprowadzenie dodatkowego czynnika: inhibitora szlaku sygnałowego JAK znacznie zwiększyło wydajność reakcji przeprogramowania. Reakcja konwersji fibroblastów do funkcjonalnych kardiomiocytów jest reakcją, której powodzenie zależy od liczby komórek, do których wprowadzono docelowe geny, poziomu ekspresji wprowadzonych transgenów, a także stechiometrii powstających czynników transkrypcyjnych [7,11,50,55].

Reakcja przeprogramowania generuje funkcjonalne, integrujące z pozostałymi kardiomiocytami komórki iCM. Komórki te pod względem fenotypowym są podobne do „natywnych” kardiomiocytów, nie są jednak identyczne [19]. Reakcja przeprogramowania przebiega dużo wydajniej in vivo niż in vitro. Przypuszczalnie istotny wpływ na tę reakcję wywiera mikrośrodowisko i czynniki wydzielane przez komórki znajdujące się w mięśniu sercowym [49]. Liczba komórek (fibroblastów), do których in vivo wprowadza się odpowiednie zestawy genów (wprowadzonych najczęściej za pomocą retrowirusów) waha się od 2-6% [49] aż do 35% [45] i nie odbiega od liczby komórek stransdukowanych in vitro. Takie liczby stransdukowanych komórek (fibroblastów) są wystarczające do wywołania wyraźnych efektów terapeutycznych: frakcja wyrzutowa lewej komory u badanych myszy wzrasta prawie dwukrotnie, natomiast blizna pozawałowa zmniejsza się prawie o połowę [49]. Podobne efekty terapeutyczne zaobserwowano w wielu doświadczeniach przeprowadzonych u myszy [21,32,45].

Przeprogramowanie fibroblastów można także uzyskać stosując zupełnie inny zestaw czynników transkrypcyjnych. Według Efego i wsp. wprowadzenie in vitro do fibroblastów czterech genów kodujących takie czynniki transkrypcyjne jak: Oct4, Sox2, Klf4, c-Myc („Kwartetu Yamanaki”) inicjuje proces przeprogramowania tych komórek [12]. Zahamowanie aktywności szlaku sygnałowego JAK-STAT (Janus kinase- -signal and activation of transcription) hamuje pluripotentne przeprogramowanie fibroblastów. Natomiast dodatek kardiogennego białka BMP4 jest niezbędny do powstania aktywnych, kurczliwych kardiomiocytów. Reakcja przeprogramowania in vivo fibroblastów (stanowiących prawie 50-60% wszystkich komórek serca) do kardiomiocytów jest reakcją jeszcze nie w pełni zdefiniowaną i nie zawsze efektywną. Wymaga dokładnego zbadania. Niemniej jednak, zwiększa liczbę aktywnych kardiomiocytów w pozawałowym sercu i może mieć w przyszłości duże znaczenie terapeutyczne.

Ostatnie, piąte rozwiązanie terapeutyczne polega na stymulacji proliferacji jednojądrzastych spoczynkowych, diploidalnych kardiomiocytów wybranymi mitogenami. Okazuje się, że FGF-1 wraz z inhibitorem kinazy MAP [14], jak i czynnik wzrostowy zwany neureguliną (NRG1) i jej receptor ErbB4 [5] stymulują proliferację kardiomiocytów. NRG1 indukuje w ciągu 9 dni proliferację u około 1,7% wszystkich zróżnicowanych kardiomiocytów [5]. Dla porównania warto rozważyć, że u niższych kręgowców (np. traszek) liczba proliferujących kardiomiocytów wynosi 29%, u ryb nawet 95% [5]. I choć liczba (1,7%) proliferujących kardiomiocytów jest dużo niższa od liczby proliferujących CM u niższych organizmów, niemniej jest wystarczająca do tzw. remodelowania pozawałowego serca (zmniejszanie się hipertrofii) [5].

Krytyczna ocena propozycji terapeutycznych

Sposób pierwszy własciwie został zarzucony [26]. Drugi, choć najczęściej badany, okazał się trudny do interpretacji: wprowadzone do mięśnia sercowego komórki progenitorowe lub uważane za macierzyste, nie różnicowały się do kardiomiocytów i ginęły w ciągu 2-3 tygodni. Jeśli nawet komórki progenitorowe różnicowały się do kardiomiocytów, to liczba nowo powstałych kardiomiocytów była niewystarczająca do poprawy funkcji uszkodzonego mięśnia sercowego [27]. Niemniej, krótko żyjące wszczepione komórki pozwalały uzyskać pewien efekt terapeutyczny (głównie wzrost frakcji wyrzutowej lewej komory) [9]. Efekty terapeutyczne utrzymywały się nawet wtedy, kiedy w pozawałowym sercu nie stwierdzano obecności wprowadzonych komórek. Trzeci sposób: zastosowanie w terapii komórek ESC i iPSC, z oczywistych względów zostało wstrzymane. Czwarty sposób: przeprogramowanie fibroblastów (głównego składnika blizny pozawałowej [17]) do aktywnych kardiomiocytów umożliwił uzyskanie dość znacznych efektów terapeutycznych. W przyszłości sposób ten może się stać podstawowym zabiegiem terapeutycznym. Niemniej, wymaga rozwiązania niektórych problemów związanych choćby ze stosowaniem retrowirusów jako nośników genów. Integrujące z genomem komórek docelowych retrowirusy mogą indukować tzw. niestabilność genetyczną i indukować powstanie nowotworów. Piąty, ostatni sposób wydaje się najprostszym, nieinwazyjnym i systemowym zastosowaniem czynników zwiększających liczbę aktywnych kardiomiocytów. Podstawową wadą pozostałych czterech sposobów jest ich inwazyjne zastosowanie.

Ryc. 2. Komórki CPC, BMMNC, MSC indukują tzw. efekty parakrynne. Efekty parakrynne mogą stymulować wzrost frakcji wyrzutowej lewej komory (LVEF), zmniejszenie blizny pozawałowej, wzrost unaczynienia i poprawą perfuzji mięśnia sercowego

Efekty parakrynnestymulowane przez wszczepiane komórki

Efekty parakrynne są spowodowane przez wszczepiane do pozawałowego mięśnia sercowego komórki „terapeutyczne”: wyizolowane z mięśnia sercowego rezydujące komórki CPC lub komórki progenitorowe pochodzące ze szpiku BMMNC lub MSC.

Wprowadzone do uszkodzonego mięśnia sercowego komórki, zarówno komórki „rezydentne” CPC, jak i komórki pochodzenia szpikowego, giną w dość krótkim czasie. W drugim tygodniu po transplantacji przeżywało zaledwie 2% wszczepionych komórek MSC [29], a w trzecim nie obserwowano ich obecności [22]. Przypuszcza się, że wprowadzone komórki giną z powodu stresu oksydacyjnego, stanu zapalnego, w wyniku działania cytotoksycznych cytokin uwalnianych w mięśniu sercowym, czy też braku odpowiedniej macierzy pozakomórkowej (ECM) w mięśniu sercowym umożliwiającej odpowiednie „zasiedlenie” przeszczepianych komórek [46]. Jednak u tak „leczonych” zwierząt, u których stwierdzono znaczny ubytek wszczepionych komórek, obserwowano nieoczekiwane efekty terapeutyczne. Wyniki metaanaliz [36] wskazywały, że za efekty te (np. krótkoterminową poprawę wielkości frakcji wyrzutowej lewej komory, zmniejszenie blizny pozawałowej, wzrost liczby mikronaczyń) odpowiadają raczej endogenne komórki (m.in. kardiomiocyty, fibroblasty, komórki śródbłonkowe mikronaczyń, komórki CPC) stymulowane przez czynniki wzrostowe i cytokiny wydzielane przez wprowadzone komórki, niż przez ewentualne kardiomiocyty, które miały powstać w wyniku procesu różnicowania progenitorowych komórek (ryc. 2). Te nieoczekiwane efekty terapeutyczne określa się mianem efektów parakrynnych lub parakrynnym przekazywaniem sygnałów.

Zestawy wydzielanych przez komórki czynników wzrostowych i cytokin, tzw. sekretomy, wydają się charakterystyczne dla komórek „terapeutycznych”. Na przykład komórki BMMNC wydzielają głównie czynniki stymulujące angiogenezę (m.in. bFGF, VEGF, IL-1β, HGF, SDF-1) [35]. Natomiast komórki MSC wydzielają czynniki o szerszym zakresie działania. Komórki te wydzielają czynniki, które biorą udział m.in. w protekcji istniejących komórek kardiomiocytów, np. czynnik HASF (hypoxic induced Aktregulated stem cell factor), w neowaskularyzacji (m.in. angiopoetyna 1 i 2, VEGF, bFGF, HGF) i w remodelowaniu macierzy pozakomórkowej (m.in. inhibitor metaloproteinazy 1 (TIMP-1), TGF-β) [35]. Komórki CPC wydzielają głównie VEGF i HGF, czynniki indukujące angiogenezę [35].

Skład sekretomu, białek wydzielanych przez komórki transplantowane, może być w różny sposób modyfikowany [46]. Zmodyfikowane genetycznie komórki mogą wytwarzać ściśle określone zestawy białek. Na przykład komórki MSC, do których wprowadzono gen Akt wydzielają czynniki proangiogenne (m.in. VEGF, FGF-1, IGF-2, HGF) [18]. Komórki MSC, do których wprowadzono gen kodujący chemotaktyczne białko SDF-1, wydzielają HGF, ale jednocześnie hamują syntezę kolagenów I i III, a także metaloproteinaz MMP-2 i MMP-9 [53].

Oprócz genetycznych modyfikacji komórki, zwłaszcza komórki MSC, mogą być także „prekondycjonowane”: ich metabolizm może być modyfikowany przez hipoksję lub szok cieplny. Sekrecyjne właściwości komórek MSC mogą być także modulowane przez różne czynniki farmakologiczne (np. estrogeny, atorwastatynę), a także przez działanie zwiększonego ciśnienia tlenu. Tak zmodyfikowane komórki, wprowadzane do mięśnia sercowego, mogą być nie tylko oporne na działanie czynników indukujących apoptozę. Wydzielając określone cytokiny i czynniki wzrostu komórki mogą również stymulować ściśle określone procesy: wzrost unaczynienia, czy nawet różnicowanie komórek prekursorowych do kardiomiocytów [35].

Komórki indukujące efekty parakrynne powinny: (1) mieć zdolność przemieszczania się i rozpoznawania rejonów niedotlenionych występujących w bliźnie pozawałowej; (2) być oporne na działanie różnych czynników proapoptotycznych (przeszczepiane komórki powinny mieć stosunkowo długi czas retencji); (3) stymulować takie procesy jak angiogenezę czy ewentualnie różnicowanie komórek CPC; (4) wpływać na zmniejszenie blizny pozawałowej (zmniejszać zwłóknienie rejonów pozawałowych). Komórki MSC nadają się najbardziej do takiej terapii „parakrynnej” choćby dlatego, że są tolerowane przez układ odpornościowy (brak cząsteczek HLA klasy II). Komórki MSC są łatwe w hodowli i stabilne pod względem genetycznym. Mają zróżnicowany skład białek biorących udział w „reperacji” mięśnia sercowego.

Dokładniejsze badania wykazały, że kombinacje różnych „terapeutycznych” białek są wydzielane przez komórki w postaci tzw. egzosomów, pęcherzyków wydzielniczych o średnicy 40-100 nm otoczonych podwójną warstwą lipidową [28]. W pęcherzykach tych stwierdzono występowanie nie tylko białek sekrecyjnych, ale także miRNA (mikroRNA) biorącego udział w regulacji transkrypcji różnych genów [8]. Do celów terapeutycznych proponuje się zarówno egzosomy jak i komórki terapeutyczne, głównie MSC [27].

Zamiast zakończenia

Ten krótki przegląd metod terapeutycznych, których celem jest wzrost aktywności kardiomiocytów w pozawałowym sercu, pozwala wysunąć dwa zaskakujące wnioski:

• Transplantacja komórek progenitorowych/macierzystych nie prowadzi do wzrostu liczby komórek CM, pozwala jednak uzyskać efekty terapeutyczne (tzw. efekty parakrynne), które wyraźnie poprawiają pracę uszkodzonego zawałem serca.

• Najbardziej realnym, niezwykle korzystnym rozwiązaniem terapeutycznym pozwalającym znacznie zwiększyć liczbę CM jest tzw. zabieg przeprogramowania in situ fibroblastów do aktywnych kardiomiocytów.

Niewykluczone, że nowym rozwiązaniem terapeutycznym może się okazać powiązanie czynników stymulujących efekty parakrynne z przeprogramowaniem in situ fibroblastów do kardiomiocytów. Już z tego krótkiego przeglądu metod terapeutycznych widać, że kardiomioplastyka jest w fazie swoistej ewolucji. I jak to bywa z procesami ewolucyjnymi: nigdy nie wiadomo w jakim kierunku się rozwiną.

Przypisy

• 1. Andersen D.C., Andersen P., Schneider M., Jensen H.B., Sheikh S.P.:Murine „cardiospheres” are not a source of stem cells with cardiomyogenicpotential. Stem Cells, 2009; 27: 1571-1581
  Google Scholar
• 2. Balsam L.B., Wagers A.J., Christensen J.L., Kofidis T., WeissmanI.L., Robbins R.C.: Haematopoietic stem cells adopt mature haematopoieticfates in ischaemic myocardium. Nature, 2004; 428: 668-673
  Google Scholar
• 3. Bearzi C., Rota M., Hosoda T., Tillmanns J., Nascimbene A., De AngelisA., Yasuzawa-Amano S., Trofimova I., Siggins R.W., Lecapitaine N.,Cascapera S., Beltrami A.P., D’Alessandro D.A., Zias E., Quaini F. i wsp.: Humancardiac stem cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 14068-14073
  Google Scholar
• 4. Bernstein H.S., Srivastava D.: Stem cell therapy for cardiac disease.Pediatr. Res., 2012; 71: 491-499
  Google Scholar
• 5. Bersell K., Arab S., Haring B., Kühn B.: Neuregulin1/ErbB4 signalinginduces cardiomyocyte proliferation and repair of heart injury.Cell, 2009; 138: 257-270
  Google Scholar
• 6. Bollini S., Smart N., Riley P.R.: Resident cardiac progenitor cells:at the heart of regeneration. J. Mol. Cell Cardiol., 2011; 50: 296-303
  Google Scholar
• 7. Chen J.X., Krane M., Deutsch M.A., Wang L., Rav-Acha M., GregoireS., Engels M.C., Rajarajan K., Karra R., Abel E.D., Wu J.C., Milan D., WuS.M.: Inefficient reprogramming of fibroblasts into cardiomyocytesusing Gata4, Mef2c, and Tbx5. Circ. Res., 2012; 111: 50-55
  Google Scholar
• 8. Chen T.S., Lai R.C., Lee M.M., Choo A.B., Lee C.N., Lim S.K.: Mesenchymalstem cell secretes microparticles enriched in pre-microRNAs.Nucleic Acids Res., 2010; 38: 215-224
  Google Scholar
• 9. Chong J.J.: Cell therapy for left ventricular dysfunction: an overviewfor cardiac clinicians. Heart Lung Circ., 2012; 21: 532-542
  Google Scholar
• 10. Davis D.R., Zhang Y., Smith R.R., Cheng K., Terrovitis J., MalliarasK., Li T.S., White A., Makkar R., Marbán E.: Validation of the cardiospheremethod to culture cardiac progenitor cells from myocardialtissue. PLoS One, 2009; 4: e7195
  Google Scholar
• 11. de Carvalho A.C., Carvalho A.B.: Turning scar into muscle. WorldJ. Cardiol., 2012; 4: 267-270
  Google Scholar
• 12. Efe J.A., Hilcove S., Kim J., Zhou H., Ouyang K., Wang G., ChenJ., Ding S.: Conversion of mouse fibroblasts into cardiomyocytesusing a direct reprogramming strategy. Nat. Cell Biol., 2011; 13:215-222
  Google Scholar
• 13. Elnakish M.T., Hassan F., Dakhlallah D., Marsh C.B., Alhaider I.A.,Khan M.: Mesenchymal stem cells for cardiac regeneration: translationto bedside reality. Stem Cells Int., 2012; 2012: 646038
  Google Scholar
• 14. Engel F.B., Hsieh P.C., Lee R.T., Keating M.T.: FGF1/p38 MAPkinase inhibitor therapy induces cardiomyocyte mitosis, reducesscarring, and rescues function after myocardial infarction. Proc.Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 15546-15551
  Google Scholar
• 15. Fazel S., Cimini M., Chen L., Li S., Angoulvant D., FedakP., Verma S., Weisel R.D., Keating A., Li R.K.: Cardioprotectivec-kit+ cells are from the bone marrow and regulate the myocardialbalance of angiogenic cytokines. J. Clin. Invest., 2006;116: 1865-1877
  Google Scholar
• 16. Frasik W., Stachura J.: Choroby serca. W: Patologia: znaczy słowoo chorobie, red.: J. Stachura, W. Domagała. Polska AkademiaUmiejętności, Kraków 2005, 481-521
  Google Scholar
• 17. Freund C., Mummery C.L.: Prospects for pluripotent stem cellderivedcardiomyocytes in cardiac cell therapy and as disease models.J. Cell Biochem., 2009; 107: 592-599
  Google Scholar
• 18. Gnecchi M., He H., Noiseux N., Liang O.D., Zhang L., Morello F.,Mu H., Melo L.G., Pratt R.E., Ingwall J.S., Dzau V.J.: Evidence supportingparacrine hypothesis for Akt-modified mesenchymal stem cellmediatedcardiac protection and functional improvement. FASEB J.,2006; 20: 661-669
  Google Scholar
• 19. Ieda M., Fu J.D., Delgado-Olguin P., Vedantham V., Hayashi Y.,Bruneau B.G., Srivastava D.: Direct reprogramming of fibroblastsinto functional cardiomyocytes by defined factors. Cell, 2010; 142:375-386
  Google Scholar
• 20. Inagawa K., Ieda M.: Direct reprogramming of mouse fibroblastsinto cardiac myocytes. J. Cardiovasc. Transl. Res., 2013; 6: 37-45
  Google Scholar
• 21. Inagawa K., Miyamoto K., Yamakawa H., Muraoka N., SadahiroT., Umei T., Wada R., Katsumata Y., Kaneda R., Nakade K., KuriharaC., Obata Y., Miyake K., Fukuda K., Ieda M.: Induction of cardiomyocyte-likecells in infarct hearts by gene transfer of Gata4, Mef2c, andTbx5. Circ. Res., 2012; 111: 1147-1156
  Google Scholar
• 22. Iso Y., Spees J.L., Serrano C., Bakondi B., Pochampally R., SongY.H., Sobel B.E., Delafontaine P., Prockop D.J.: Multipotent humanstromal cells improve cardiac function after myocardial infarctionin mice without long-term engraftment. Biochem. Biophys. Res.Commun., 2007; 354: 700-706
  Google Scholar
• 23. Jadczyk T., Wojakowski W.: Komórki macierzyste serca. Kardiol.Pol., 2010; 68: 1163-1167
  Google Scholar
• 24. Jayawardena T.M., Egemnazarov B., Finch E.A., Zhang L., PayneJ.A., Pandya K., Zhang Z., Rosenberg P., Mirotsou M., Dzau V.J.: MicroRNA-mediatedin vitro and in vivo direct reprogramming of cardiacfibroblasts to cardiomyocytes. Circ. Res., 2012; 110: 1465-1473
  Google Scholar
• 25. Kikuchi K., Poss K.D.: Cardiac regenerative capacity and mechanisms.Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 2012; 28: 719-741
  Google Scholar
• 26. Laflamme M.A., Murry C.E.: Heart regeneration. Nature, 2011;473: 326-335
  Google Scholar
• 27. Lai R.C., Chen T.S., Lim S.K.: Mesenchymal stem cell exosome:a novel stem cell-based therapy for cardiovascular disease. Regen.Med., 2011; 6: 481-492
  Google Scholar
• 28. Lai R.C., Yeo R.W., Tan K.H., Lim S.K.: Exosomes for drug delivery- a novel application for the mesenchymal stem cell. Biotechnol.Adv., 2013; 31: 543-551
  Google Scholar
• 29. Leiker M., Suzuki G., Iyer V.S., Canty J.M. Jr, Lee T.: Assessmentof a nuclear affinity labeling method for tracking implanted mesenchymalstem cells. Cell Transplant., 2008; 17: 911-922
  Google Scholar
• 30. Léobon B., Garcin I., Menasche P., Vilquin J.T., Audinat E.,Charpak S.: Myoblasts transplanted into rat infarcted myocardiumare functionally isolated from their host. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,2003; 100: 7808-7811
  Google Scholar
• 31. Li T.S., Cheng K., Lee S.T., Matsushita S., Davis D., Malliaras K.,Zhang Y., Matsushita N., Smith R.R., Marbán E.: Cardiospheres recapitulatea niche-like microenvironment rich in stemness and cellmatrixinteractions, rationalizing their enhanced functional potencyfor myocardial repair. Stem Cells, 2010; 28: 2088-2098
  Google Scholar
• 32. Mathison M., Gersch R., Nasser A., Lilo S., Korman M., FourmanM., Hackett N., Shroyer K., Yang J., Ma Y., Crystal R.G., Rosengart T.K.:In vivo cardiac cellular reprogramming efficacy is enhanced by angiogenicpreconditioning of the infarcted myocardium with vascularendothelial growth factor. J. Am. Heart Assoc., 2012; 1: e005652
  Google Scholar
• 33. Ménard C., Hagège A.A., Agbulut O., Barro M., Morichetti M.C.,Brasselet C., Bel A., Messas E., Bissery A., Bruneval P., Desnos M.,Pucéat M., Menasché P.: Transplantation of cardiac-committedmouse embryonic stem cells to infarcted sheep myocardium: a preclinicalstudy. Lancet, 2005; 366: 1005-1012
  Google Scholar
• 34. Menasche P.: Cardiac cell therapy: lessons from clinical trials.J. Mol. Cell Cardiol., 2011; 50: 258-265
  Google Scholar
• 35. Mirotsou M., Jayawardena T.M., Schmeckpeper J., GnecchiM., Dzau V.J.: Paracrine mechanisms of stem cell reparative andregenerative actions in the heart. J. Mol. Cell Cardiol., 2011; 50:280-289
  Google Scholar
• 36. Mummery C.L., Davis R.P., Krieger J.E.: Challenges in using stemcells for cardiac repair. Sci. Transl. Med., 2010; 2: 27ps17
  Google Scholar
• 37. Murry C.E., Keller G.: Differentiation of embryonic stem cellsto clinically relevant populations: lessons from embryonic development.Cell, 2008; 132: 661-680
  Google Scholar
• 38. Murry C.E., Soonpaa M.H., Reinecke H., Nakajima H., NakajimaH.O., Rubart M., Pasumarthi K.B., Virag J.I., Bartelmez S.H., PoppaV., Bradford G., Dowell J.D., Williams D.A., Field L.J.: Haematopoieticstem cells do not transdifferentiate into cardiac myocytes in myocardialinfarcts. Nature, 2004; 428: 664-668
  Google Scholar
• 39. Nelson T.J., Martinez-Fernandez A., Terzic A.: Induced pluripotentstem cells: developmental biology to regenerative medicine.Nat. Rev. Cardiol., 2010; 7: 700-710
  Google Scholar
• 40. Noiseux N., Gnecchi M., Lopez-Ilasaca M., Zhang L., Solomon S.D.,Deb A., Dzau V.J., Pratt R.E.: Mesenchymal stem cells overexpressingAkt dramatically repair infarcted myocardium and improve cardiacfunction despite infrequent cellular fusion or differentiation. Mol.Ther., 2006;14: 840-850
  Google Scholar
• 41. Orlic D., Kajstura J., Chimenti S., Jakoniuk I., Anderson S.M., LiB., Pickel J., McKay R., Nadal-Ginard B., Bodine D.M., Leri A., AnversaP.: Bone marrow cells regenerate infarcted myocardium. Nature,2001; 410: 701-705
  Google Scholar
• 42. Porrello E.R., Mahmoud A.I., Simpson E., Hill J.A., RichardsonJ.A., Olson E.N., Sadek H.A.: Transient regenerative potential of theneonatal mouse heart. Science, 2011; 331: 1078-1080
  Google Scholar
• 43. Protze S., Khattak S., Poulet C., Lindemann D., Tanaka E.M., RavensU.: A new approach to transcription factor screening for reprogrammingof fibroblasts to cardiomyocyte-like cells. J. Mol. CellCardiol., 2012; 53: 323-332
  Google Scholar
• 44. Przybycień K., Kornacewicz Jach Z., Machaliński B.: Komórkimacierzyste w klinicznych badaniach kardiologicznych. Kardiol.Pol., 2011; 69: 601-609
  Google Scholar
• 45. Qian L., Huang Y., Spencer C.I., Foley A., Vedantham V., Liu L.,Conway S.J., Fu J.D., Srivastava D.: In vivo reprogramming of murinecardiac fibroblasts into induced cardiomyocytes. Nature, 2012; 485:593-598
  Google Scholar
• 46. Ranganath S.H., Levy O., Inamdar M.S., Karp J.M.: Harnessingthe mesenchymal stem cell secretome for the treatment of cardiovasculardisease. Cell Stem Cell, 2012; 10: 244-258
  Google Scholar
• 47. Rose R.A., Jiang H., Wang X., Helke S., Tsoporis J.N., Gong N., KeatingS.C., Parker T.G., Backx P.H., Keating A.: Bone marrow-derivedmesenchymal stromal cells express cardiac-specific markers, retainthe stromal phenotype, and do not become functional cardiomyocytesin vitro. Stem Cells, 2008; 26: 2884-2892
  Google Scholar
• 48. Rossini A., Frati C., Lagrasta C., Graiani G., Scopece A., Cavalli S.,Musso E., Baccarin M., Di Segni M., Fagnoni F., Germani A., Quaini E.,Mayr M., Xu Q., Barbuti A. i wsp.: Human cardiac and bone marrowstromal cells exhibit distinctive properties related to their origin.Cardiovasc. Res., 2011; 89: 650-660
  Google Scholar
• 49. Song K., Nam Y.J., Luo X., Qi X., Tan W., Huang G.N., Acharya A.,Smith C.L., Tallquist M.D., Neilson E.G., Hill J.A., Bassel-Duby R., OlsonE.N.: Heart repair by reprogramming non-myocytes with cardiactranscription factors. Nature, 2012; 485: 599-604
  Google Scholar
• 50. Srivastava D., Ieda M.: Critical factors for cardiac reprogramming.Circ. Res., 2012; 111: 5-8
  Google Scholar
• 51. Takahashi K., Yamanaka S.: Induction of pluripotent stem cellsfrom mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors.Cell, 2006; 126: 663-676
  Google Scholar
• 52. Tallini Y.N., Greene K.S., Craven M., Spealman A., Breitbach M.,Smith J., Fisher P.J., Steffey M., Hesse M., Doran R.M., Woods A., SinghB., Yen A., Fleischmann B.K., Kotlikoff M.I.: c-kit expression identifiescardiovascular precursors in the neonatal heart. Proc. Natl. Acad.Sci. USA, 2009; 106: 1808-1813
  Google Scholar
• 53. Tang J., Wang J., Guo L., Kong X., Yang J., Zheng F., Zhang L.,Huang Y.: Mesenchymal stem cells modified with stromal cell-derivedfactor 1 α improve cardiac remodeling via paracrine activationof hepatocyte growth factor in a rat model of myocardial infarction.Mol. Cells, 2010; 29: 9-19
  Google Scholar
• 54. Tang X.L., Rokosh G., Sanganalmath S.K., Yuan F., Sato H., Mu J.,Dai S., Li C., Chen N., Peng Y., Dawn B., Hunt G., Leri A., Kajstura J.,Tiwari S., Shirk G., Anversa P., Bolli R.: Intracoronary administrationof cardiac progenitor cells alleviates left ventricular dysfunction inrats with a 30-day-old infarction. Circulation, 2010; 121: 293-305
  Google Scholar
• 55. Yoshida Y., Yamanaka S.: Labor pains of new technology: directcardiac reprogramming. Circ. Res., 2012; 111: 3-4
  Google Scholar
• 56. Zaruba M.M., Soonpaa M., Reuter S., Field L.J.: Cardiomyogenicpotential of C-kit+-expressing cells derived from neonatal and adultmouse hearts. Circulation, 2010; 121: 1992-2000
  Google Scholar

Pełna treść artykułu