Abstrakt

Malaria jest chorobą pasożytniczą, spowodowaną przez zarażenie jednokomórkowym pierwotniakiem z rodzaju Plasmodium, który wywołuje największą presję selekcyjną na człowieka. Zarodźce malarii z rodzaju Plasmodium (typ Apicomplexa), zarażają nie tylko ludzi, ale również zwierzęta, w tym morskie bezkręgowce, płazy, gady, ptaki, gryzonie i małpy naczelne. Charakterystyczną cechą Plasmodium jest ich gatunkowa swoistość, dlatego różnorodność ich żywicieli, wskazuje na umiejętność zarodźca do przystosowywania się do wciąż nowych gatunków. Niezwykła ewolucja Plasmodium, rozpoczęła się przypuszczalnie od wolno żyjącej czerwonej algi, a zakończyła pasożytniczym życiem w czerwonej krwince człowieka. Badania małp człekokształtnych zamieszkujących Afrykę, dostarczyły nowych informacji na temat ewolucji zarodźców malarii, a zwłaszcza P. falciparum, gatunku powodującego największą śmiertelność wśród ludzi. Wykazano, że zarażający szympansy P. reichenowi, należy do najbliższego, siostrzanego taksonu ludzkiego P. falciparum. Początkowo uważano, że P. falciparum prawdopodobnie pochodzi od P. reichenowi i koewoluował wraz ze swoim gospodarzem już po rozdzieleniu się linii ludzi i szympansów, czyli około 6-7 mln lat temu. Jednak ostatnie badania wykazały duże zróżnicowanie gatunków Plasmodium krążących wśród afrykańskich małp człekokształtnych. Wśród nich zidentyfikowano zarodźca podobnego do ludzkiego P. falciparum, zarażającego goryle, który nazwano P. praefalciparum. Powstała konkurencyjna do teorii kospecjacji hipoteza wskazująca na początek ewolucji ludzkiego P. falciparum u goryli, która zakłada całkiem niedawny (około 10 tys. lat temu) transfer gorylego zarodźca na człowieka. Badania dotyczące ewolucji Plasmodium, wiążą się z wyjaśnieniem mechanizmów umożliwiających Plasmodium ustawiczną zmianę gospodarza. Poznanie tych mechanizmów, odpowiedzialnych za swoistość zarodźca wobec gospodarza, a zwłaszcza człowieka, jest konieczne do opracowania skutecznych strategii walki z malarią.

Wprowadzenie

Malaria jest chorobą pasożytniczą, która trapi człowieka od początków jego historii aż do chwili obecnej. Wciąż stanowi globalny problem – jedna trzecia z siedmiu miliardów ludzi na Ziemi jest zagrożona zarażeniem zarodźcem malarii, rocznie notuje się około 200 milionów zachorowań oraz ponad milion zgonów, głównie wśród dzieci do lat pięciu na terenach subsaharyjskiej Afryki [98].

Za rozwój choroby jest odpowiedzialny jednokomórkowy pierwotniak, należący do rodzaju Plasmodium, który wraz z innymi pasożytami np.: Toxoplasma, Cryptosporium oraz Babesia zalicza się do typu Apikompleksa [32]. Nazwa typu pochodzi od dwóch słów: apex (czubek) oraz complexus (kompleks, zestaw) wynikających z podobnej budowy pasożytów, które zawierają zestaw struktur znajdujących się w apikalnym końcu komórki. Należą do nich: mikrotubule i organelle wydzielnicze (roptrie oraz mikronemy). Kompleks apikalny umożliwia pasożytom inwazję komórek gospodarza [60,75,76].

Zarodźce malarii z rodzaju Plasmodium zarażają nie tylko ludzi, ale również zwierzęta, w tym morskie bezkrę- gowce, płazy, gady, ptaki, gryzonie oraz naczelne, które są żywicielami pośrednimi pasożytów należących do różnych gatunków, natomiast żywicielem ostatecznym jest samica komara z rodzaju Anopheles, który obejmuje około 40 gatunków. Obecnie wyróżnia się około 5000 gatunków Plasmodium i liczba ta stale rośnie [48,101]. Spośród nich jedynie pięć gatunków: P. falciparum, P. vivax, P. ovale, P. malariae oraz P. knowlesi zaraża człowieka, powodując malarię, przy czym P. vivax jest odpowiedzialny za prawie 80% zachorowań, a P. falciparum za 90% zgonów [50].

Cechą charakterystyczną Plasmodium jest ich gatunkowa swoistość, co oznacza, że tylko wybrane gatunki zarodź- ca rozpoznają i zarażają określonych gospodarzy [68,93]. Biorąc pod uwagę tak dużą różnorodność żywicieli wymaga to wyjątkowej umiejętności zarodźca do zarażania wciąż nowych organizmów, czyli ustawicznej zmiany gospodarza [48]. W artykule przedstawiono tę niezwykłą ewolucję Plasmodium, która rozpoczęła się przypuszczalnie od samowystarczalnej czerwonej algi, a zakończyła pasożytniczym życiem w czerwonej krwince człowieka [3,33].

Od algi do nietoperza

Odkrycie ponad 10 lat temu, że Plasmodium oraz inne Apikomplexa zawierają plastyd (apikoplast) [100] organellę komórkową odpowiedzialną za fotosyntezę u roślin i alg skierowało uwagę na ich nieoczekiwane pochodzenie. Apikoplast, który u Apikomplexa utracił zdolność do fotosyntezy, jest konieczny do ich przeżycia i zachował wiele genów umożliwiających analizę filogenetyczną [3,32,38]. Jednoznacznie wykazano, że plastyd Apikomplexa pochodzi od wspólnego przodka endosymbiotycznej czerwonej algi, której najbliższymi obecnymi krewnymi są symbiotyczne, fotosyntetyzujące algi z rodzaju Chromera i Vitrella żyjące w rafie koralowej i spokrewnione z morskimi pierwotniakami należącymi do typu Dinoflagellata [32,33]. Sugeruje się, że być może takie były początki pasożytniczego trybu życia czerwonych alg w komórkach koralowca, które następnie przekształciły się w obligatoryjne („bezwzględne”) pasożyty Apikomplexa w wyniku utraty i modyfikacji pierwotnych funkcji chloroplastów [38]. Wcześniejsza koncepcja zakładała, że to raczej jakiś przodek Apikomplexa zinternalizował algę, która stała się endosymbiontem straciwszy funkcje fotosyntetyczne, przy czym wskazywano zarówno na czerwoną jak i zieloną przedstawicielkę alg [3].

Najnowsza i najbardziej szczegółowa analiza genomu jądrowego alg Chromera velia oraz Vitrella brassicaformis nie tylko potwierdziła, że są blisko spokrewnione z Apicomplexa, ale pozwoliła na prześledzenie pięciu etapów zmian w genomie, które stopniowo umożliwiły aldze pasożytniczy tryb życia [101]. Wykazano nieprzypadkową utratę genów koniecznych dla organizmu wolno żyjącego, w tym genów kodujących enzymy głównych szlaków metabolicznych – fotosyntezy i syntezy steroli. Utracie genów towarzyszyła jednoczesna przebudowa genów kodujących białka zewnątrzkomórkowe oraz białka budulcowe flagelli – struktur odpowiedzialnych za ruch. To właśnie struktury flagelli stały się częścią kompleksu apikalnego umożliwiającego inwazję komó- rek gospodarza przez tzw. ruch „ślizgowy” (gliding motility). Oznacza to, że większość genów Apicomplexa było obecnych już u wolno żyjącej algi, a ich przebudowa przyczyniła się do powstania najskuteczniejszej z grup eukariotycznych pasożytów.

Podobnie jak niezwykłe początki Apikomplexa w rafie koralowej, również i dalsza ewolucja Plasmodium okazała się zaskakująca. Najnowsza analiza oparta na sekwencjonowaniu genów mitochondrialnych, jądrowych i apikoplastu dwóch gatunków pasożytów (P. voltaicum oraz P. cyclopsi) pochodzących od afrykańskich nietoperzy ujawniła, że ich najbliższymi krewnymi są pasożyty zara- żające gryzonie [74]. Ze względu na daleki dystans ewolucyjny tych zwierząt sugeruje się, że musiała nastąpić zmiana gospodarza – z nietoperza na szczura nadrzewnego z gatunku Thicet rat, którą umożliwiło wspólne środowisko bytowania wraz z komarami z rodzaju Anopheles. Do potwierdzenia tej hipotezy konieczne jest wykazanie możliwości takiego transferu Plasmodium z nietoperzy na gryzonie laboratoryjne (szczury bądź myszy) [74]. Podobna zmiana gospodarza Plasmodium była sugerowana między ptakami i jaszczurkami [38,48,59], natomiast była nieznana w przypadku ssaków. A stąd już niedaleko do człowieka…

Człowiek – mój cel!

Prawdopodobnie najwięcej badań nad ewolucją Plasmodium dotyczy P. falciparum, gatunku, który powoduje największą śmiertelność z powodu malarii. Brakuje nadal informacji na temat początków ewolucji P.ovale i P.malariae, natomiast ostatnio wykazano, że P.vivax powstał w wyniku przeniesienia zarodźca z azjatyckich małp lub afrykańskich małp człekokształtnych na człowieka [43,63]. Ze względu na dużą zjadliwość P. falciparum od początku przypuszczano, że jest to gatunek zarodźca zarażający ludzi, który został nabyty przez transfer od gospodarza z innej linii ewolucyjnej [9]. Pierwsze filogenetyczne badania genów Plasmodium były zgodne z tym założeniem, ponieważ wykazywały, że P. falciparum jest bliżej spokrewniony z P. gallinaceum, zarodźcem zarażającym kurczaki, niż z tymi, które zarażają ssaki. Zaproponowano wtedy tezę, że P. falciparum ewoluował przez przeniesienie ptasiego zarodźca na człowieka, które mogło się odbyć w neolicie, gdy nastąpiło udomowienie kur [94]. Jednak niedługo póź- niej wyniki zostały podważone [48], a uwagę zwrócono ponownie na inne ssaki naczelne.

Najpierw był szympans?

Wykazano, że najbliższym siostrzanym taksonem P. falciparum jest P. reichenowi, zarodziec wyizolowany od szympansa i morfologicznie prawie identyczny z ludzkim P. falciaprum [15]. Ustalono również, że P. falciparum ewoluował niezależnie od pozostałych ludzkich zarodźców: P.vivax i P.malariae (a one niezależnie względem siebie). Ich rozdzielenie ewolucyjne znacznie wyprzedzało pochodzenie człekokształtnych [24,25]. Na podstawie analizy mitochondrialnego cytochromu B (cytB), potwierdzono doniesienia o bliskim pokrewieństwie P. falciparum i P. reichenowi, odrębność od innych ludzkich zarodźców oraz odległości filogenetyczne od ptasich i gadzich Plasmodium [26,61].

Pojawiło się zatem kolejne pytanie: który zarodziec był pierwszy: P. falciparum czy P. reichenowi? W pierwszych doniesieniach skłaniano się ku hipotezie kospecjacji, ktora zakłada, że oba zarodźce mają wspólnego przodka, ale po rozdzieleniu się linii ludzkiej i naczelnych, ewoluowały niezależnie wraz z ludźmi i szympansami, przez ostatnie 5-7 milionów lat [22,23,24,57]. Niestety, w tamtym czasie, dwie alternatywne hipotezy: • początek u ludzi (P. reichenowi ewoluował przez wprowadzenie P. falciparum do szympansiego gospodarza) oraz • początek u szympansa (P. falciparum ewoluował przez wprowadzenie P. reichenowi do linii ludzkiej) nie mogły być zweryfikowane względem siebie oraz z teorią kospecjacji, ze względu na dostępność pojedynczego izolatu P. reichenowi (CDC1), pozyskanego od szympansa w niewoli [16].

Niedługo potem wykazano, że ludzki P. falciparum ma bardzo niski poziom neutralnego polimorfizmu [6,65,67], który może być spowodowany pojawieniem się P. falciparum na świecie stosunkowo niedawno – tylko kilka tysięcy lat temu [67]. W 2005 r. Varki i wsp. zaproponowali i udowodnili doświadczalnie hipotezę zgodną z tym założeniem, opartą na różnicy w rodzaju kwasu sjalowego, cukru, któ- ry znajduje się na powierzchni erytrocytów i innych komórek gospodarza – człowieka i małp [46]. Wiadomo, że biochemiczna zmiana w biosyntezie kwasu sjalowego w linii ludzkiej, z kwasu N-glikolyloneuraminowego (Neu5Gc) na jego prekursor kwas N-acetyloneuraminowy (Neu- 5Ac) nastąpiła już po oddzieleniu się naszego wspólnego przodka od szympansów, około 2,8 miliona lata temu [90]. W wyniku mutacji enzymu – hydroksylazy (CMAH) odpowiedzialnej za syntezę kwasu Neu5Gc przez hydroksylację kwasu Neu5Ac, ludzie nie mają kwasu Neu5Gc [88,89]. Stąd ludzkie erytrocyty zawierają tylko kwas Neu5Ac, podczas gdy małpie erytrocyty, mają mieszaninę obu typów kwasów sjalowych, z przewagą ilościową kwasu Neu5Gc [51]. Wymienieni autorzy wykazali że P. reichenowi preferencyjnie wiąże kwas Neu5Gc, który jest kwasem dominują- cym na erytrocytach szympansich, natomiast P. falciparum preferencyjnie wiąże kwas Neu5Ac, jedyny kwas neuraminowy obecny na ludzkich erytrocytach [46]. Oznaczało to różną swoistość obu zarodźców. Autorzy zasugerowali, że wspólny przodek P. falciparum/P. reichenowi był bardziej podobny do małpiego P. reichenowi, który preferuje kwas Neu5Gc nad kwasem Neu5Ac. Dlatego też, utrata kwasu Neu5Gc w linii ludzkiej, po mutacji genu CMAH około 3 miliony lat temu [14], mogła zapewnić świeżo wyłaniającym się ludzkim przodkom, czasowe uwolnienie od malarii. Niestety, w neolicie (około 10 000 lat temu) pojawił się w wyniku mutacji ludzki P. falciparum wykazujący zmienioną zdolność do wiązania bogatych w kwas Neu- 5Ac ludzkich erytrocytów, co mogło być przypuszczalnie przyczyną jego dużej zjadliwości [46].

Do maja 2009 r. P. reichenowi był jedynym znanym bliskim krewnym ludzkiego P. falciparum i jedynym gatunkiem podejrzewanym o bycie jego przodkiem. Zmiany w postrzeganiu różnorodności wśród zarodźców zarażających afrykańskie małpy, zapoczątkowali Ollomo i wsp. [56], którzy opublikowali kompletny mitochondrialny genom nowego, wcześniej jeszcze nieopisanego gatunku Plasmodium, krążącego wśród małp człekokształtnych i nale- żącego do lini P.falciparum/P.reichenowi. Nowy gatunek, nazwany P.gaboni, został wyizolowany od dwóch dzikich szympansów, trzymanych jako zwierzęta domowe w wiosce w Gabonie (Afryka Centralna). Bazując na hipotezie kospecjacji, Ollomo zaproponował, że P. gaboni oddzielił się od linii P. reichenowi około 21 milionów lat temu, co nasuwa wniosek, że przodek kladu zarodźca afrykańskich małp człekokształtnych i ludzi (równiez znany jako podrodzaj Laverania [10]), mógł być wcześniej obecny wśród człekokształtnych [56].

Rich i wsp. podjęli kolejną próbę wyjaśnienia pochodzenia P.falciparum, na podstawie filogenetycznej zależności z P. reichenowi oraz porównania ich poziomu genetycznego polimorfizmu, zwłaszcza w odniesieniu do nukleotydów wyciszonych, które gromadzą się w zależności od szybko ści mutacji oraz czasu, który upłynął od rozdzielenia się gatunków [66]. Do analiz wykorzystano tkanki pobrane od 10 dziko żyjących lub narodzonych dziko szympansów z Wybrzeża Kości Słoniowej oraz 84 z Kamerunu. Na podstawie analizy mitochondrialnego cytB, apikoplastowego clpC oraz jądrowego 18S rRNA, udało się zidentyfikować 8 nowych izolatów P. reichenowi [66]. Niektóre z nich były genetycznie bardzo zbliżone do opisanego wcześniej P. gaboni. Znaleziono znacznie większy polimorfizm wśród szczepów P. reichenowi w porównaniu do pochodzących z całego świata 133 szczepów P. falciparum. Stwierdzono również, że wszystkie szczepy P. falciparum wywodzą się prawdopodobnie od jednego szczepu P. reichenowi, co bardzo przemawiało za hipotezą, że P. falciparum ewoluował na skutek wprowadzenia P. reichenowi do linii ludzkiej, w wyniku pojedynczego zdarzenia, które zaistniało prawdopodobnie około 10 000 lat temu [5]. Wyniki te podwa- żyły hipotezę kospecjacji zakładającą, że P. falciparum i P. reichenowi oddzieliły sie w tym samym czasie co odpowiadający im gospodarze (ludzie i szympansy), między 5-7 milionów lat temu, natomiast były zgodne z wcześniejszą hipotezą grupy Varkiego [46], mówiącej o dwóch kolejnych mutacjach, pierwszej – u ludzi, dotyczącej utraty kwasu Neu5Gc (2-3 mln lat temu) i kolejnej, dotyczącej zmiany swoistości zarodźca (5-10 tys. lat temu).

A może jednak goryl?

Pozyskiwanie nowego materiału do badań nie było łatwym zadaniem, ponieważ dziko żyjące małpy są ściśle chronione i pobranie krwi czy próbek tkanek jest możliwe tylko w określonych przypadkach (np. podczas badań kontrolnych zwierząt trzymanych w niewoli). Rewolucja nastąpiła w 2010 r., kiedy to po raz pierwszy Prugnolle i wsp. opublikowali wyniki oparte na badaniu materiału pozyskanego nową, nieinwazyjna metodą [62]. Wykazano, że sekwencje DNA Plasmodium są obecne w odchodach małp człekokształtnych. Odkrycie to pozwoliło na zbadanie większej liczby próbek pochodzącym od zwierząt żyjących w ich naturalnym środowisku, a to przyczyniło się do znacznego poszerzenia wiedzy na temat pochodzenia P. falciparum.

Badania ponad 200 próbek kału dziko żyjących szympansów i goryli, zebranych w 8 odrębnych miejscach na terenach Kamerunu, wykazały duże rozpowszechnienie zara- żeń Plasmodium wśród małp w ich naturalnym środowisku [62]. Potwierdzono również występowanie P. reichenowi i P. gaboni wśród dziko żyjących szympansów oraz wykazano, że oba gatunki powszechnie występują na terenach Afryki i zarażają więcej niż jeden podgatunek szympansa (Pan troglotydes troglotydes, Pan troglotydes verus oraz Pan troglodytes vellerosus). U goryli po raz pierwszy zidentyfikowano dwie unikalne, wcześniej nieznane linie zarodźca, które nazwano P.GorB (tworzący wspólny klaster z P.falciparum i P.reichenowi) i P.GorA (spokrewniony z P. gaboni). Wykazanie, że P. falciparum znajduje się w kladzie, który zawiera P. reichenowi oraz P. GorB, pozwoliło na potwierdzenie teorii, że P.falciparum pochodzi od szympansiego P.reichenowi. Jednak, autorzy zidentyfikowali również P. falciparum w dwóch próbkach kału goryli różnych podgatunków (Gorilla gorilla dielhi oraz Gorilla gorilla gorilla). Odkrycie było zaskakujące, ponieważ wcześniej uważano, że P. falciparum zaraża wyłącznie ludzi. Ponadto, nie wykazano różnic genetycznych w częściowej sekwencji cytB, miedzy P. falciparum krążącym wśród ludzi, a zarażającym goryle, co sugerowało możliwość transferu między ludźmi a gorylami. Przeprowadzone badania nie pozwalały jednak na jednoznacznie stwierdzenie, czy goryle zaraziły się od ludzi lub innych naczelnych, czy odwrotnie. Jednak, po raz pierwszy zidentyfikowano zarodźca podobnego do P. falciparum w gospodarzu innym niż człowiek.

Wkrótce potwierdzono różnorodność gatunków Plasmodium wśród małp człekokształtnych zamieszkujących Afrykę. Zidentyfikowano dwie oddzielne linie zarodźca zarażającego szympansy, z których pierwszą – P. billocollinsi, umiejscowiono między P. falciparum i P. reichenowi, a drugą P. billbrayi, określono jako bliską ewolucyjnie P. gaboni [39]. Potwierdzono również występowanie P. GorB i P. falciparum u goryli oraz P. gaboni i P. reichenowi u szympansów [22]. Po raz pierwszy wykazano obecność P.falciparum u bonobo [39] oraz u dwóch szympansów przebywających w rezerwatach (podgatunki P.t. vllerosus oraz P.t. troglodytes) [22]. Przez ostatnie pięć lat hipotezy pochodzenia P. falciparum zmieniały się kilkakrotnie (pochodzenie od szympansa, bonobo lub goryla), w zależności od analizowanego gatunku gospodarza, odkrytej linii Plasmodium lub danych wybranych do analizy. W świetle przedstawionych faktów, wydaje się pewne, że P. falciparum nie pojawił się przez transfer od ptaków, jaszczurek lub gryzoni, ale pochodzi od niektórych linii Plasmodium, które ewoluowały wśród afrykańskich małp człekokształtnych.

Przełomem w badaniach nad ewolucją P. falciparum stały się badania Liu i wsp. opublikowane w 2010 r., które niezbicie wykazały, że to goryle stanowią rezerwuar P. falciparum, a wszystkie szczepy występujące u ludzi pochodzą z pojedynczej krzyżowej transmisji zarodźca z goryla na człowieka [42]. Praca wydaje się przekonująca, ze wzglę- du na bardzo dużą kolekcję próbek kału (prawie 3000), pochodzących od dziko żyjących małp Centralnej Afryki, włączając trzy podgatunki szympansów (P.t. troglodytes, P. trogloytes ellioti znany również jako P.t. vellerosus oraz P.t. schweinfurthii), bonobo oraz dwa podgatunki goryli (G. gorilla gorilla oraz G. gorilla graueri). Zastosowana metodologia, umożliwiła badanie małp zarażonych mieszanymi szczepami Plasmodium. Na tej podstawie grupa Liu wykazała istnienie sześciu gatunków Plasmodium należących do podrodzaju Laverania: trzech wśród szympansów (P. gaboni, P. billcollinsi i P. reichenowi) oraz trzech u goryli (P. gorA, P. gorB i P. praefalciparum). Potwierdzono występowanie zarodźca podobnego do P. falciparum u goryli, nazwanego P. praefalciparum, który wykazuje większe zróżnicowanie genetyczne niż izolowany od ludzi. Nie wykazano natomiast obecności P. falciparum u szympansów i bonobo. Praca ta jednoznacznie wykazała, że ludzki P. falciparum pochodzi od gorylego przodka – P. praefalciparum [42].

Czy już wszystko wiemy?

Chociaż teoria przedstawiona przez grupę Liu wydaje się bardzo prawdopodobna, potrzeba więcej danych, aby potwierdzić, że P. falciparum ma swoje, całkiem niedawne początki u goryli. Obecnie, nie jest możliwe definitywne wykluczenie alternatywnych hipotez. Zgodnie z reanalizą filogenetyczną opartą o wyniki Rich i wsp. [66], Ollomo i wsp. [56] oraz Prugnolle i wsp. [62] przeprowadzoną przez Hughes i Verra [31] wciąż rozważa się możliwość, że P. falciparum oddzielił się od P. reichenowi, w chwili rozdzielenia linii szympansów i ludzi. Mała różnorodność genetyczna obserwowana u obecnie wyizolowanych ludzkich P. falciparum (w porównaniu do obserwowanej u goryli) może być natomiast wynikiem niedawnych zjawisk demograficznych [81]. Mimo dużej liczby zbadanych próbek przez Liu i wsp. [42], nadal istnieje możliwość, że szczepy pokrewne do P. falciparum krążą wśród innych afrykańskich małp człekokształtnych (szympansów i bonobo) jak wskazał Duval [22] i Krief [39]), ale występują mniej powszechnie [30].

Ponadto, uwzględniając zdolność rodzaju Plasmodium do zmiany jednego gospodarza na innego – jak w przypadku przeniesienia P. knowlesi z makaków na ludzi [36,37,78,91] oraz wymianie P. vivax między ludźmi a małpami zamieszkującymi Południową Afrykę [83], nie można wykluczyć, że szczepy pokrewne P. falciparum lub inne linie Laverania nie zarażają w Afryce innych naczelnych (poza ludźmi). Jednak grupa Liu stwierdziła, że nie ma dowodów na krzy- żowe zarażenie zarodźcami swoistymi dla szympansów i goryli, chociaż wiele z nich zaraża małpy człekokształtne na tym samym terytorium, a to ponownie potwierdza swoistość zarodźców Laverania [42].

W 2015 r. ukazało się doniesienie dowodzące, że gatunki Plasmodium infekujące ssaki współistniały i ewoluowa- ły jednocześnie wraz ze swoimi gospodarzami, czyli potwierdzające hipotezę kospecjacji [77]. Nawet jeśli dochodziło do krzyżowych transmisji między ludźmi i innymi naczelnymi, nie ma dowodów na to, by było to częste zjawisko. Ponadto, w przeprowadzonych ostatnio badaniach ponad 4000 próbek krwi pobranych od ludzi zamieszkujących wioski w Gabonie, z których u 1674 zidentyfikowano Plasmodium, nie wykazano obecności żadnego z 6 gatunków Laverania krążących wśród małp człekokształtnych. Pomimo że Gabon zamieszkuje duża część wszystkich zachodnioafrykańskich szympansów oraz goryli, w próbkach pobranych od ludzi żyjących w lasach, a więc bezpośrednio narażonych na krzyżowe transmisje, zidentyfikowano tylko ludzkie Plasmodium, w tym P. falciparum, P. malariae i P. ovale [21]. Podobne wyniki uzyskano badając mniejszą liczbę próbek pochodzącą od populacji zamieszkujących Kamerun [80]. Natomiast dawniej przeprowadzone eksperymenty wykluczyły możliwość zarażenia się szympansów od ludzi. Wykazano, że zainfekowana P. falciparum ludzka krew, po podaniu szympansom nie powoduje zachorowania na malarię [15]. Nawet przeprowadzenie splenektomii, która miała na celu zwiększenie przeżywalności zarodźca u zarażanych szympansów, nie spowodowało rozwoju parazytemii porównywalnej do obserwowanej u ludzi [82]. Ponadto, szympansy trzymane w niewoli w Gabonie (Afryka Centralna) nie zarażały się P. falciparum, pomimo wysokiego poziomu zarażenia wśród ich opiekunów oraz faktu, że były eksponowane na ten sam wektor przenoszący P. falciparum [57]. Wszystkie argumenty przemawiają przeciwko możliwości przeniesienia Plasmodium między małpami i ludźmi natomiast wspierają hipotezę koewolucji zarodźca wraz z gospodarzem-człowiekiem, która doprowadziła do powstania mechanizmów odpowiedzialnych za jego restrykcyjną swoistość wobec człowieka. Powstaje zatem kolejne pytanie: jakie są molekularne podstawy tej swoistości?

Czy już wszystko wiemy?

Swoistość wobec gospodarza

Równolegle do badań dotyczących ewolucji Plasmodium, uwaga badaczy skupiła się na zrozumieniu mechanizmów inwazji zarodźca na erytrocyty gospodarza – w tym człowieka i szympansa. Wykazano, że chociaż genomy zarodź- ca ludzkiego (P. falciparum) i szympansiego (P. reichenowi) są bardzo podobne, to główne różnice dotyczą genów kodujących białka zaangażowane w proces inwazji erytrocytów gospodarza [58]. Rozpoznanie erytrocytów przez merozoity, jest zależne od ich białek należących do dwóch rodzin: ligandów wiążących erytrocyty (EBL, Erythrocyte- -Binding Ligands) oraz ligandów wiążących retikulocyty (RBL, Reticulocyte-Binding Ligands) [27,28,34,84]. Biorąc pod uwagę znalezione różnice w obu genomach zaproponowano, że to właśnie zmiany w sekwencji i układzie genów EBL oraz RBL mogą być bezpośrednio związane z przystosowaniem się Plasmodium do nowego gospodarza [58].

Plasmodium falciparum ma kilka białek należących do rodziny EBL, które umożliwiają merozoitom oddziaływanie z receptorami ludzkich erytrocytów. Zidentyfikowano cztery funkcjonalne antygeny wiążące erytrocyty (EBA, Erythrocyte Binding Antigens), odpowiedzialne za niezależne szlaki inwazji: antygen EBA-175, EBA-140, EBA- 181 oraz ligand EBL-1 [1]. Wszystkie zawierają konserwatywne regiony łańcucha polipeptydowego, takie jak region II, który jest zaangażowany w wiązanie receptora na erytrocytach. Struktura liganda EBA-175 P. falciparum jest dobrze poznana [86]. Wykazano, że rozpoznaje reszty kwasu sjalowego cukrowych łańcuchów O-glikozydowych przyłączonych do błonowej glikoforyny A (GPA) ludzkich erytrocytów [34,73,92]. Ostatnio zidentyfikowany ligand EBA-140 [41,52,85] odpowiada za zależne od kwasu sjalowego wiązanie glikoforyny C (GPC) – innej glikoproteiny erytrocytów [35,44,70,71,72]. Receptorami liganda EBA-140 są prawdopodobnie klastery N- i O-usjalowanych glikanów na cząsteczce GPC [4,49]. Homologiczne ligandy EBL, w tym białka EBA-175 i EBA-140, zostały zidentyfikowane u P. reichenowi [64]. Ustalono, że sekwencja aminokwasowa ligandów EBA-140 pochodzących od P. falciparum i P. reichenowi jest w 81% identyczna i w 86% konserwatywna szczególnie w regionie II, odpowiedzialnym za wiązanie erytrocytów. Ustalono jednak, że ligandy EBA-175 oraz EBA-140 pochodzące od P. falciparum i P. reichenowi, wykazują różną preferencję wiązania kwasu sjalowego obecnego na erytrocytach ludzkich (Neu5Ac) i szympansich (Neu5Gc), jak opisano wcześniej [46].

Stało się to podstawą hipotezy, że głównym mechanizmem determinującym swoistość zarodźca wobec gospodarza jest oddziaływanie między ligandem EBA-175 merozoitów oraz receptorem erytrocytów – kwasem Neu5Ac na ludzkiej glikoforynie A [46]. Jednak ostatnio zakwestionowano to przez grupę Wrighta [93], która wykazała, że ortolog EBA-175 P. reichenowi (zarodźca szympansa), wią- że ludzką GPA z powinowactwem podobnym do liganda EBA-175 P. falciparum. Dlatego też zasugerowano, że oddziaływanie EBA-175-GPA nie jest jedynym wyznacznikiem swoistości P. falciparum wobec człowieka. Natomiast wykazano, że podstawowym dla swoistości wiązania jest oddziaływanie innego liganda RBL- białka RH5 z basiginą (BSG) obecną na erytrocytach [93].

Istnieje też inna hipoteza, dotycząca rozróżnienia erytrocytów człowieka i małp przez ligandy merozoitów, któ- ra zakłada pojawienie się nowego receptora dla liganda EBA-140 P.falciparum – glikoforyny C na ludzkich erytrocytach [99]. Glikoforyna C jest kodowana u ludzi przez gen GYPC, który koduje dwa białka: GPC oraz jej skróconą o 21 aminokwasów formę – glikoforynę D (GPD). Ich translacja przebiega z jednego transkryptu mRNA, ale rozpoczyna się od dwóch oddzielnych kodonów startowych [40]. Wilder i wsp. [99] poznali sekwencję regionu kodującego genu GYPC sześciu gatunków należących do człekokształtnych: człowieka, szympansa, bonobo, goryla, orangutana oraz gibona. Ustalono, że miejsce startu translacji dla GPC jest obecne tylko u ludzi, natomiast nie ma go u małp naczelnych, u których jedynym produktem białkowym jest GPD. Jest to wynikiem transwersji cytozyny na adeninę, która spowodowała powstanie nowego kodonu startowego dla GPC u człowieka. Tylko GPC, a nie GPD, pełni rolę receptora na erytrocytach ludzkich w inwazji P. falciparum z udziałem szlaku zależnego od liganda EBA-140 [35,44,45,70]. Pojawienie się nowego receptora – GPC na ludzkich krwinkach, może stanowić uzasadnienie dla swoistości oraz większej zjadliwości P. falciparum u ludzi.

Wzajemna presja ewolucyjna

Od dawna wiadomo, że zarodziec malarii wywołuje największą presję selekcyjną na człowieka w jego najnowszej historii ewolucji. Ludzki genom zmienia się, aby uwolnić się lub ograniczyć podatność na chorobę odpowiedzialną za dużą śmiertelność. Wśród tych zmian można wyróżnić: anemię sierpowatą, talasemię [95], niedobór dehydrogenazy glukozo-6-fosforanowej (G6PD) [2], pojawienie się nowych antygenów, takich jak HLA-B53, który prezentuje antygeny wątrobowych postaci zarodźców i sporozoitów komórkom T [29]. Antygeny grupowe krwi również odgrywają znaczącą rolę w oddziaływaniach zarodźca z komórkami gospodarza [20]. Przykładem jest antygen Duffy, który jest wyłącznym receptorem dla P. vivax, umożliwia jącym mu wniknięcie do krwinki. U niektórych ludzi antygen Duffy nie podlega ekspresji, co zapewnia całkowitą odporność na zarażenie P. vivax. Fenotyp ten jest rozpowszechniony wśród rdzennej ludności zachodniej i środkowej Afryki, najprawdopodobniej z powodu dużego narażenia na inwazje P. vivax w ostanich kilkuset latach [12].

Plasmodium również ewoluuje, czego dowodem jest powstanie gatunku o bardzo dużej zjadliwości, jakim jest P. falciparum. Natomiast przykładem już nie tak odległych zmian jest nabywanie przez zarodźce, od kilkudziesięciu lat, odporności na powszechnie stosowane leki antymalaryczne, przez co opracowanie skutecznego leku pozostaje wciąż wyzwaniem. Chinina, najstarszy antymalaryczny lek pochodzenia naturalnego, była stosowana już od 1600 r. w postaci sproszkowanej kory drzewa chinowego (Cinchona officinalis), a w czystej postaci od 1820 r. [19]. Z powodu działań niepożądanych oraz postępującą oporność jej stosowanie ogranicza się do przypadków ciężkiej malarii wywołanej P. falciparum.

Pierwszą syntetyczną pochodną chininy powszechnie używaną do walki z malarią od 1946 r. była chlorochina (4-aminochinolina) [13]. Stosowano ją na wszystkich trzech, głównych obszarach występowania malarii: Afryce (głównie P.falciparum i P. vivax), Azji południowo- -wschodniej i wyspach Pacyfiku (głównie P.vivax i P.falciparum) oraz Ameryce Południowej i Środkowej (głównie P.vivax i P.falciparum). Jej działanie polega na blokowaniu przekształcenia toksycznych dimerów hematyny (produktu degradacji hemu) do bezpiecznych dla zarodźca kryształów hemozyny, w wakuoli trawiennej zarodź- ca, która po zarażeniu wypełnia erytrocyt [79]. Główną przyczyną wykształcenia oporności P.falciparum na chlorochinę jest prawdopodobnie mutacja w genie pfcrt, który koduje białko PfCRT (P. falciparum Chloroquine Resistant Transporter). Zmieniony transporter skutecznie usuwa chlorochinę i prawdopodobnie tez inne chinoliny z wakuoli trawiennej [17,47]. Pojawienie się oporności P.vivax na chlorochinę w Indonezji spowodowało wycofywanie jej stosowania również w przypadku malarii wywołanej przez ten gatunek zarodźca [7]. Do zwalczania P.vivax oraz P. ovale stosuje się obecnie chlorochinę z primachiną (8-aminochinolina), która zabija pasożyty na etapie wątrobowym oraz hipnozoity odpowiedzialne za powracające epizody malarii [19].

Innymi skutecznymi lekami antymalarycznymi były antyfoliany, stosowane od lat czterdziestych ub.w. [55]. Oporność na antyfoliany P. falciparum i P. vivax pojawi- ła się w Azji (na wyspach Pacyfiku) oraz w Południowej Ameryce już w latach 70 ub.w., a następnie rozprzestrzeniła się w Afryce [19]. Pirymetamina razem z sulfadoksyną hamują rozwój Plasmodium przez blokowanie syntezy kwasu foliowego. Mutacja w genie dhfr kodującym reduktazę dihydrofolianową (DHFR) [11,18] jest przyczyną wystąpienia oporności na antyfoliany. Ponadto pirymetamina/sulfadoksyna zwiększa gemetocytozę [8], dlatego stosowanie ich w przypadku szczepów opornych może się przyczyniać do rozprzestrzeniania lekooporności wśród Plasmodium. Obecnie, związek z grupy inhibitorów DHFR – proguanil wraz z inhibitorem transportu elektronów (naftochinon, atowakwon) jest stosowany jako Malarone w profilaktyce i leczeniu malarii wywołanej P. falciparum [19].

Z powodu pojawienia się oporności na wymienione leki, od połowy 2000 r. skuteczne zwalczanie malarii, w większości rejonów występowania choroby, w tym przede wszystkim w Afryce, opiera się głównie na łączeniu artemizyniny lub jej pochodnych (artemeter, artesunat, dihydroartemizynina) ze środkami farmaceutycznymi należącymi do innych grup leków (ACT, Artemisinin-based combination therapy) [23]. Artemizyninę, substancję naturalną, otrzymano w latach 70 ub.w. z bylicy rocznej (Artemisia anua), co z powodu ważnego znaczenia w walce z malarią uhonorowano w tym roku Nagrodą Nobla. Światowa organizacja zdrowia (WHO) nie zaleca jednak stosowania leków z grupy artemizynin poza terapią kombinowaną, ze względu na obawę przed wytworzeniem lekooporności na tę ważną i skuteczną grupę leków. Artemizyniny są przede wszystkim skuteczne w walce z ciężką malarią, ale mają krótki okres półtrwania w organizmie. Połączenie z długo działającymi lekami należącymi do innych grup (m.in. lumefantryną, amodiachiną, meflochiną, piperachiną, pyronaridyną, sulfadoksyną/pirymetaminą), zwiększa skuteczność terapii oraz zabezpiecza przed wystąpieniem oporności na artemizyniny [54]. Terapia może się jednak wkrótce nie sprawdzić w regionach, w których zarodziec nabył oporność na leki obecne w podawanej mieszaninie, ponieważ już w 2008 r. pojawiły się pierwsze doniesienia o oporności na artemizyninę na granicy Kambodży i Tajlandii [53]. Tylko ciągła obserwacja i ocena skuteczności leków wchodzących w skład ACT, może umożliwić wybór odpowiedniej terapii w regionach z udokumentowaną lekkoopornością na składniki ACT, a przez to zastosowanie skutecznego leczenia [19].

Nigdy nie wiadomo, kiedy zarodziec uodporni się na obecnie stosowane leki, istnieje więc ciągła potrzeba opracowywania nowych leków antymalarycznych. Dlatego też zamiast walczyć z inwazją pasożytów, lepszym rozwiązaniem jest jej zapobieganie. W ramach profilaktyki zalecane jest stosowanie moskitier, oprysków owadobójczych oraz prewencyjnych chemioterapeutyków. Innym rozwiązaniem byłoby otrzymanie szczepionki chroniącej populacje zagrożone przed chorobą. Obecnie w badaniach klinicznych oraz w zaawansowanych badaniach przedklinicznych jest ponad 20 szczepionek podjednostkowych [97]. Najbardziej obiecującą szczepionką przeciwko P. falciparum jest RTS,S/AS01. Trzecia faza badań klinicznych (zakończona w kwietniu 2015 r.) została przeprowadzona w dwóch grupach dzieci (5-17 miesięcy oraz 6-12 tygodni), w siedmiu krajach Afryki Subsaharyjskiej (Burkina Faso, Gabon, Ghana, Kenia, Malawi, Mozambik, Zjednoczona Republika Tanzanii). W obu badanych grupach, najlepszy wynik chroniący przed ciężką malarią, uzyskano po podaniu czterech dawek w 0, 1, 2, i 20 miesiącu badania. W przypadku dzieci w wieku 5-17 miesięcy, osiągnięto 39% skuteczność przeciwko malarii klinicznej przez cały czas trwania badania oraz 31,5% ochrony przed ciężką malarią (w tym redukcję ciężkiej anemii oraz konieczności hospitalizacji). W drugiej grupie dzieci młodszych nie wykazano znaczącej skuteczności szczepionki przeciwko ciężkiej malarii, natomiast ochrona przed malarią kliniczną wynosiła 27% [69,96]. Obecnie Światowa Organizacja Zdrowia (WHO) powołała grupę ekspertów, której zadaniem jest ocena bezpieczeństwa, skuteczności i zasadności wprowadzenia na rynek szczepionki RTS,S/AS01. Oficjalne stanowisko WHO znane będzie pod koniec 2015 r.

Wyzwania na przyszłość

Badania małp człekokształtnych zamieszkujących Afrykę, wykazały duże zróżnicowanie gatunków Plasmodium krążących wśród naszych najbliższych krewnych oraz dostarczyły nowych informacji na temat ewolucji ludzkich zarodźców malarii, a zwłaszcza P. falciparum. Dalsze poznanie biologii, ekologii i ewolucji gatunków Plasmodium zarażających naczelne, w tym człowieka, wymagać będzie współpracy wielu ludzi nauki, między innymi antropologów, entomologów oraz biologów ewolucyjnych i molekularnych.

Jednym z najważniejszych zadań będzie wyjaśnienie – jak w trakcie ewolucji P. falciparum przystosował się do zara- żania człowieka. Zrozumienie molekularnych podstaw zmiany gospodarza stwarza bowiem podstawy do opracowania skutecznych strategii walki z coraz skuteczniejszym pasożytem.

Przypisy

• 1. Adams J.H., Blair P.L., Kaneko O., Peterson D.S.: An expanding eblfamily of Plasmodium falciparum. Trends Parasitol., 2001; 17: 297-299
  Google Scholar
• 2. Allison A.C., Clyde D.F.: Malaria in African children with deficienterythrocyte glucose-6-phosphate dehydrogenase. Br. Med. J.,1961; 1: 1346-1349
  Google Scholar
• 3. Arisue N., Hashimoto T.: Phylogeny and evolution of apicoplastsand apicomplexan parasites. Parasitol. Int., 2015; 64: 254-259
  Google Scholar
• 4. Ashline D.J., Duk M., Lukasiewicz J., Reinhold V.N., Lisowska E.,Jaskiewicz E.: The structures of glycophorin C N-glycans, a putativecomponent of the GPC receptor site for Plasmodium falciparum EBA- 140 ligand. Glycobiology, 2015; 25: 570-581
  Google Scholar
• 5. Ayala F.J., Escalante A.A., Rich S.M.: Evolution of Plasmodium andthe recent origin of the world populations of Plasmodium falciparum.Parasitologia, 1999; 41: 55-68
  Google Scholar
• 6. Ayala F.J., Rich S.M.: Genetic variation and the recent worldwideexpansion of Plasmodium falciparum. Gene, 2000; 261: 161-170
  Google Scholar
• 7. Baird J.K.: Resistance to chloroquine unhinges vivax malaria therapeutics.Antimicrob. Agents Chemother., 2011; 55: 1827-1830
  Google Scholar
• 8. Barnes K.I., Little F., Mabuza A., Mngomezulu N., Govere J., DurrheimD., Roper C., Watkins B., White N.J.: Increased gametocytemiaafter treatment: an early parasitological indicator of emerging sulfadoxine-pyrimethamineresistance in falciparum malaria. J. Infect.Dis., 2008; 197: 1605-1613 9 Boyd M.F.: Malariology: a comprehensive survey of all aspectsof this group of disease from a global standpoint. Saunders, Philadelphia,1949
  Google Scholar
• 9. of the Plasmodium falciparum chloroquine resistance transporteralter susceptibility to chloroquine, quinine and quinidine. Mol. Microbiol.,2007; 63: 270-282
  Google Scholar
• 10. Bray R.S.: The malaria parasites of anthropoid apes. J. Parasitol.,1963; 49: 888-891
  Google Scholar
• 11. Bzik D.J., Li W.B., Horii T., Inselburg J.: Molecular cloning andsequence analysis of the Plasmodium falciparum dihydrofolate reductase-thymidylatesynthase gene. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1987;84: 8360-8364
  Google Scholar
• 12. Carter R., Mendis K.N.: Evolutionary and historical aspects of theburden of malaria. Clin. Microbiol. Rev., 2002; 15: 564-594
  Google Scholar
• 13. CDC – Centers for Disease Control and Prevention: CDC – Malaria- About Malaria – History. http://www.cdc.gov/malaria/about/history/#chloroquine (30/08/2015)
  Google Scholar
• 14. Chou H.H., Takematsu H., Diaz S., Iber J., Nickerson E., WrightK.L., Muchmore E.A., Nelson D.L., Warren S.T., Varki A.: A mutationin human CMP-sialic acid hydroxylase occurred after the Homo–Pan divergence. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998; 95: 11751-11756
  Google Scholar
• 15. Coatney G.R., Collins W.E., Warren M., Contacos P.G.: The PrimateMalarias. U.S. Government Printing Office, Washington DC, 1971
  Google Scholar
• 16. Collins W.E., Skinner J.C., Pappaioanou M., Broderson J.R., MehaffeyP.: The sporogonic cycle of Plasmodium reichenowi. J. Parasitol.,1986; 72: 292-298
  Google Scholar
• 17. Cooper R.A., Lane K.D., Deng B., Mu J., Patel J.J., Wellems T.E.,Su X., Ferdig M.T.: Mutations in transmembrane domains 1, 4 and
  Google Scholar
• 18. Cowman A.F., Morry M.J., Biggs B.A., Cross G.A., Foote S.J.: Aminoacid changes linked to pyrimethamine resistance in the dihydrofolatereductase-thymidylate synthase gene of Plasmodium falciparum.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1988; 85: 9109-9113
  Google Scholar
• 19. Cui L., Mharakurwa S., Ndiaye D., Rathod P.K., Rosenthal P.J.:Antimalarial drug resistance: literature review and activities andfindings of the ICEMR network. Am. J. Trop. Med. Hyg., 2015; 93(Suppl. 3): 57-68
  Google Scholar
• 20. Czerwiński M.: Grupy krwi – minusy i plusy. Czy antygeny grupowekrwi chronią nas przed chorobami zakaźnymi? Postępy Hig.Med. Dośw., 2015; 69: 703-722
  Google Scholar
• 21. Délicat-Loembet L., Rougeron V., Ollomo B., Arnathau C., RocheB., Elguero E., Moukodoum N.D., Okougha A.P., Mve Ondo B., BoundengaL., Houzé S., Galan M., Nkoghé D., Leroy E.M., Durand P., PaupyC., Renaud F., Prugnolle F.: No evidence for ape Plasmodium infectionsin humans in Gabon. PLoS One, 2015; 10: e0126933
  Google Scholar
• 22. Duval L., Fourment M., Nerrienet E., Rousset D., Sadeuh S.A.,Goodman S.M., Andriaholinirina N.V., Randrianarivelojosia M., PaulR.E., Robert V., Ayala F.J., Ariey F.: African apes as reservoirs of Plasmodiumfalciparum and the origin and diversification of the Laveraniasubgenus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2010; 107: 10561-10566
  Google Scholar
• 23. Enserink M.: Malaria treatment: ACT two. Science, 2007; 318: 560-563
  Google Scholar
• 24. Escalante A.A., Ayala F.J.: Phylogeny of the malarial genus Plasmodium,derived from rRNA gene sequences. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 1994; 91: 11373-11377
  Google Scholar
• 25. Escalante A.A., Barrio E., Ayala F.J.: Evolutionary origin of humanand primate malarias: evidence from the circumsporozoite proteingene. Mol. Biol. Evol., 1995; 12: 616-626
  Google Scholar
• 26. Escalante A.A., Freeland D.E., Collins W.E., Lal A.A.: The evolutionof primate malaria parasites based on the gene encoding cytochromeb from the linear mitochondrial genome. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 1998; 95: 8124-8129
  Google Scholar
• 27. Gaur D., Chitnis C.E.: Molecular interactions and signaling mechanismsduring erythrocyte invasion by malaria parasites. Curr.Opin. Microbiol., 2011; 14: 422-428
  Google Scholar
• 28. Gaur D., Mayer D.C., Miller L.H.: Parasite ligand–host receptorinteractions during invasion of erythrocytes by Plasmodium merozoites.Int. J. Parasitol., 2004; 34: 1413-1429
  Google Scholar
• 29. Hill A.V., Allsopp C.E., Kwiatkowski D., Anstey N.M., Twumasi P.,Rowe P.A., Bennett S., Brewster D., McMichael A.J., Greenwood B.M.:Common west African HLA antigens are associated with protectionfrom severe malaria. Nature, 1991; 352: 595-600
  Google Scholar
• 30. Holmes E.C.: Malaria: the gorilla connection. Nature, 2010; 467:404-405
  Google Scholar
• 31. Hughes A.L., Verra F.: Malaria parasite sequences from chimpanzeesupport the co-speciation hypothesis for the origin of virulenthuman malaria (Plasmodium falciparum). Mol. Phylogenet.Evol., 2010; 57: 135-143
  Google Scholar
• 32. Janouškovec J., Horák A., Oborník M., Lukeš J., Keeling P.J.: A commonred algal origin of the apicomplexan, dinoflagellate, and heterokontplastids. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2010; 107: 10949-10954
  Google Scholar
• 33. Janouškovec J., Tikhonenkov D.V., Burki F., Howe A.T., Kolísko M.,Mylnikov A.P., Keeling P.J.: Factors mediating plastid dependency andthe origins of parasitism in apicomplexans and their close relatives.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2015; 112: 10200-10207
  Google Scholar
• 34. Jaśkiewicz E., Graczyk J., Rydzak J.: Białka biorące udział w procesieinwazji erytrocytów ludzkich przez zarodźce malarii. PostępyHig. Med. Dośw., 2010; 64: 617-626
  Google Scholar
• 35. Jiang L., Duriseti S., Sun P., Miller L.H.: Molecular basis of bindingof the Plasmodium falciparum receptor BAEBL to erythrocytereceptor glycophorin C. Mol. Biochem. Parasitol., 2009; 168: 49-54
  Google Scholar
• 36. Jongwutiwes S., Putaporntip C., Iwasaki T., Sata T., Kanbara H.:Naturally acquired Plasmodium knowlesi malaria in human, Thailand.Emerg. Infect. Dis., 2004; 10: 2211-2213
  Google Scholar
• 37. Kantele A., Marti H., Felger I., Müller D., Jokiranta T.S.: Monkeymalaria in a European traveler returning from Malaysia. Emerg. Infect.Dis., 2008; 14: 1434-1436
  Google Scholar
• 38. Keeling P.J., Rayner J.C.: The origins of malaria: there are morethings in heaven and earth …. Parasitology, 2015; 142 (Suppl. S1):S16-S25
  Google Scholar
• 39. Krief S., Escalante A.A., Pacheco M.A., Mugisha L., André C., HalbwaxM., Fischer A., Krief J.M., Kasenene J.M., Crandfield M., CornejoO.E., Chavatte J.M., Lin C., Letourneur F., Grüner A.C., et al.: On thediversity of malaria parasites in African apes and the origin of Plasmodiumfalciparum from bonobos. PLoS Pathog, 2010; 6: e1000765
  Google Scholar
• 40. Le Van Kim C., Piller V., Cartron J.P., Colin Y.: Glycophorins Cand D are generated by the use of alternative translation initiationsites. Blood, 1996; 88: 2364-2365
  Google Scholar
• 41. Lin D.H., Malpede B.M., Batchelor J.D., Tolia N.H.: Crystal andsolution structures of Plasmodium falciparum erythrocyte-bindingantigen 140 reveal determinants of receptor specificity during erythrocyteinvasion. J. Biol. Chem., 2012; 287: 36830-36836
  Google Scholar
• 42. Liu W., Li Y., Learn G.H., Rudicell R.S., Robertson J.D., Keele B.F.,Ndjango J.B., Sanz C.M., Morgan D.B., Locatelli S., Gonder M.K., KranzuschP.J., Walsh P.D., Delaporte E., Mpoudi-Ngole E. i wsp.: Originof the human malaria parasite Plasmodium falciparum in gorillas.Nature, 2010; 467: 420-425
  Google Scholar
• 43. Liu W., Li Y., Shaw K.S., Learn G.H., Plenderleith L.J., MalenkeJ.A., Sundararaman S.A., Ramirez M.A., Crystal P.A., Smith A.G.,Bibollet-Ruche F., Ayouba A., Locatelli S., Esteban A., Mouacha F.i wsp.: African origin of the malaria parasite Plasmodium vivax. Nat.Commun., 2014; 5: 3346
  Google Scholar
• 44. Lobo C.A., Rodriguez M., Reid M., Lustigman S.: Glycophorin Cis the receptor for the Plasmodium falciparum erythrocyte bindingligand PfEBP-2 (baebl). Blood, 2003; 101: 4628-4631
  Google Scholar
• 45. Maier A.G., Duraisingh M.T., Reeder J.C., Patel S.S., Kazura J.W.,Zimmerman P.A., Cowman A.F.: Plasmodium falciparum erythrocyteinvasion through glycophorin C and selection for Gerbich negativityin human populations. Nat. Med., 2003; 9: 87-92
  Google Scholar
• 46. Martin M.J., Rayner J.C., Gagneux P., Barnwell J.W., Varki A.: Evolutionof human-chimpanzee differences in malaria susceptibility:relationship to human genetic loss of N-glycolylneuraminic acid.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 12819-12824
  Google Scholar
• 47. Martin R.E., Marchetti R.V., Cowan A.I., Howitt S.M., Bröer S.,Kirk K.: Chloroquine transport via the malaria parasite’s chloroquineresistance transporter. Science, 2009; 325: 1680-1682
  Google Scholar
• 48. Martinsen E.S., Perkins S.L., Schall J.J.: A three-genome phylogenyof malaria parasites (Plasmodium and closely related genera):evolution of life-history traits and host switches. Mol. Phylogenet.Evol., 2008; 47: 261-273
  Google Scholar
• 49. Mayer D.C., Jiang L., Achur R.N., Kakizaki I., Gowda D.C., MillerL.H.: The glycophorin C N-linked glycan is a critical component ofthe ligand for the Plasmodium falciparum erythrocyte receptor BAEBL.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 2358-2362
  Google Scholar
• 50. Miller L.H., Ackerman H.C., Su X.Z., Wellems T.E.: Malaria biologyand disease pathogenesis: insights for new treatments. Nat.Med., 2013; 19: 156-167
  Google Scholar
• 51. Muchmore E.A., Diaz S., Varki A.: A structural difference betweenthe cell surfaces of humans and the great apes. Am. J. Phys.Anthropol., 1998; 107: 187-198
  Google Scholar
• 52. Narum D.L., Fuhrmann S.R., Luu T., Sim B.K.: A novel Plasmodiumfalciparum erythrocyte binding protein-2 (EBP2/BAEBL) involvedin erythrocyte receptor binding. Mol. Biochem. Parasitol.,2002; 119: 159-168
  Google Scholar
• 53. Noedl H., Se Y., Sriwichai S., Schaecher K., Teja-Isavadharm P.,Smith B., Rutvisuttinunt W., Bethell D., Surasri S., Fukuda M.M., SocheatD., Thap L.C.: Artemisinin resistance in Cambodia: a clinicaltrial designed to address an emerging problem in Southeast Asia.Clin. Infect. Dis., 2010; 51: e82-e89
  Google Scholar
• 54. Nosten F., White N.J.: Artemisinin-based combination treatmentof Falciparum malaria. Am. J. Trop. Med. Hyg., 2007; 77 (Suppl.6): 181-192
  Google Scholar
• 55. Nzila A.: The past, present and future of antifolates in the treatmentof Plasmodium falciparum infection. J. Antimicrob. Chemother.,2006; 57: 1043-1054
  Google Scholar
• 56. Ollomo B., Durand P., Prugnolle F., Douzery E., Arnathau C., NkogheD., Leroy E., Renaud F.: A new malaria agent in African hominids.PLoS Pathog., 2009; 5: e1000446
  Google Scholar
• 57. Ollomo B., Karch S., Bureau P., Elissa N., Georges A.J., Millet P.:Lack of malaria parasite transmission between apes and humans inGabon. Am. J. Trop. Med. Hyg., 1997; 56: 440-445
  Google Scholar
• 58. Otto T.D., Rayner J.C., Böhme U., Pain A., Spottiswoode N., SandersM., Quail M., Ollomo B., Renaud F., Thomas A.W., Prugnolle F.,Conway D.J., Newbold C., Berriman M.: Genome sequencing of chimpanzeemalaria parasites reveals possible pathways of adaptation tohuman hosts. Nat. Commun., 2014; 5: 4754
  Google Scholar
• 59. Outlaw D.C., Ricklefs R.E.: Rerooting the evolutionary tree ofmalaria parasites. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108: 13183-13187
  Google Scholar
• 60. Paing M.M., Tolia N.H.: Multimeric assembly of host-pathogen adhesion complexes involved in apicomplexan invasion. PLoS Pathog.,2014; 10: e1004120
  Google Scholar
• 61. Perkins S.L., Schall J.J.: A molecular phylogeny of malarial parasitesrecovered from cytochrome b gene sequences. J. Parasitol.,2002; 88: 972-978
  Google Scholar
• 62. Prugnolle F., Durand P., Neel C., Ollomo B., Ayala F.J., ArnathauC., Etienne L., Mpoudi-Ngole E., Nkoghe D., Leroy E., Delaporte E.,Peeters M., Renaud F.: African great apes are natural hosts of multiplerelated malaria species, including Plasmodium falciparum. Proc.Natl. Acad. Sci. USA, 2010; 107: 1458-1463
  Google Scholar
• 63. Prugnolle F., Rougeron V., Becquart P., Berry A., Makanga B.,Rahola N., Arnathau C., Ngoubangoye B., Menard S., Willaume E.,Ayala F.J., Fontenille D., Ollomo B., Durand P., Paupy C., Renaud F.:Diversity, host switching and evolution of Plasmodium vivax infectingAfrican great apes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2013; 110: 8123-8128
  Google Scholar
• 64. Rayner J.C., Huber C.S., Barnwell J.W.: Conservation and divergencein erythrocyte invasion ligands: Plasmodium reichenowi EBLgenes. Mol. Biochem. Parasitol., 2004; 138: 243-247
  Google Scholar
• 65. Rich S.M., Ayala F.J.: Population structure and recent evolution ofPlasmodium falciparum. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000; 97: 6994-7001
  Google Scholar
• 66. Rich S.M., Leendertz F.H., Xu G., LeBreton M., Djoko C.F., AminakeM.N., Takang E.E., Diffo J.L., Pike B.L., Rosenthal B.M., FormentyP., Boesch C., Ayala F.J., Wolfe N.D.: The origin of malignant malaria.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2009; 106: 14902-14907
  Google Scholar
• 67. Rich S.M., Licht M.C., Hudson R.R., Ayala F.J.: Malaria’s Eve: evidenceof a recent population bottleneck throughout the world populationsof Plasmodium falciparum. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998;95: 4425-4430
  Google Scholar
• 68. Roos D.S.: Themes and variations in apicomplexan parasite biology.Science, 2005; 309: 72-73
  Google Scholar
• 69. RTS,S Clinical Trials Partnership: Efficacy and safety of RTS,S/AS01 malaria vaccine with or without a booster dose in infants andchildren in Africa: final results of a phase 3, individually randomised,controlled trial. Lancet, 2015; 386: 31-45
  Google Scholar
• 70. Rydzak J., Kaczmarek R., Czerwinski M., Lukasiewicz J., TyborowskaJ., Szewczyk B., Jaskiewicz E.: The baculovirus-expressed bindingregion of Plasmodium falciparum EBA-140 ligand and its glycophorinC binding specificity. PLoS One, 2015; 10: e0115437
  Google Scholar
• 71. Rydzak J., Kmiecik A.M., Jaśkiewicz E.: Glikoforyna C erytrocytówludzkich jako receptor dla liganda EBA-140 merozoitów Plasmodiumfalciparum. Postępy Hig. Med. Dośw., 2013; 67: 1331-1339
  Google Scholar
• 72. Rydzak J., Kryńska K., Suchanowska A., Kaczmarek R., ŁukasiewiczJ., Czerwiński M., Jaśkiewicz E.: Bacterially expressed truncatedF2 domain of Plasmodium falciparum EBA-140 antigen can bind to humanerythrocytes. Acta Biochim. Pol., 2012; 59: 685-691
  Google Scholar
• 73. Salinas N.D., Paing M.M., Tolia N.H.: Critical glycosylated residuesin exon three of erythrocyte glycophorin A engage Plasmodiumfalciparum EBA-175 and define receptor specificity. MBio, 2014; 5:e01606-14
  Google Scholar
• 74. Schaer J., Perkins S.L., Decher J., Leendertz F.H., Fahr J., WeberN., Matuschewski K.: High diversity of West African bat malariaparasites and a tight link with rodent Plasmodium taxa. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 2013; 110: 17415-17419
  Google Scholar
• 75. Sharma P., Chitnis C.E.: Key molecular events during host cellinvasion by Apicomplexan pathogens. Curr. Opin. Microbiol., 2013;16: 432-437
  Google Scholar
• 76. Sibley L.D.: How apicomplexan parasites move in and out ofcells. Curr. Opin. Biotechnol., 2010; 21: 592-598
  Google Scholar
• 77. Silva J.C., Egan A., Arze C., Spouge J.L., Harris D.G.: A new methodfor estimating species age supports the coexistence of malaria parasitesand their mammalian hosts. Mol. Biol. Evol., 2015; 32: 1354-1364
  Google Scholar
• 78. Singh B., Sung L.K., Matusop A., Radhakrishnan A., Shamsul S.S., Cox-Singh J., Thomas A., Conway D.J.: A large focus of naturallyacquired Plasmodium knowlesi infections in human beings. Lancet,2004; 363: 1017-1024
  Google Scholar
• 79. Sullivan D.J.Jr., Gluzman I.Y., Russell D.G., Goldberg D.E.: On themolecular mechanism of chloroquine’s antimalarial action. Proc.Natl. Acad. Sci. USA, 1996; 93: 11865-11870
  Google Scholar
• 80. Sundararaman S.A., Liu W., Keele B.F., Learn G.H., Bittinger K.,Mouacha F., Ahuka-Mundeke S., Manske M., Sherrill-Mix S., Li Y.,Malenke J.A., Delaporte E., Laurent C., Mpoudi Ngole E., KwiatkowskiD.P. i wsp.: Plasmodium falciparum-like parasites infecting wild apes insouthern Cameroon do not represent a recurrent source of humanmalaria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2013; 110: 7020-7025
  Google Scholar
• 81. Tanabe K., Sakihama N., Hattori T., Ranford-Cartwright L., GoldmanI., Escalante A.A., Lal A.A.: Genetic distance in housekeepinggenes between Plasmodium falciparum and Plasmodium reichenowi andwithin P. falciparum. J. Mol. Evol., 2004; 59: 687-694
  Google Scholar
• 82. Taylor D.W., Wells R.A., Vernes A., Rosenberg Y.J., Vogel S., DiggsC.L.: Parasitologic and immunologic studies of experimental Plasmodiumfalciparum infection in nonsplenectomized chimpanzees (Pantroglodytes). Am. J. Trop. Med. Hyg., 1985; 34: 36-44
  Google Scholar
• 83. Tazi L., Ayala F.J.: Unresolved direction of host transfer of Plasmodiumvivax v. P. simium and P. malariae v. P. brasilianum. Infect. Genet.Evol., 2011; 11: 209-221
  Google Scholar
• 84. Tham W.H., Healer J., Cowman A.F.: Erythrocyte and reticulocytebinding-like proteins of Plasmodium falciparum. Trends Parasitol.,2012; 28: 23-30
  Google Scholar
• 85. Thompson J.K., Triglia T., Reed M.B., Cowman A.F.: A novel ligandfrom Plasmodium falciparum that binds to a sialic acid-containingreceptor on the surface of human erythrocytes. Mol. Microbiol.,2001; 41: 47-58
  Google Scholar
• 86. Tolia N.H., Enemark E.J., Sim B.K., Joshua-Tor L.: Structural basisfor the EBA-175 erythrocyte invasion pathway of the malaria parasitePlasmodium falciparum. Cell, 2005; 122: 183-193
  Google Scholar
• 87. Triglia T., Menting J.G., Wilson C., Cowman A.F.: Mutations indihydropteroate synthase are responsible for sulfone and sulfonamideresistance in Plasmodium falciparum. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,1997; 94: 13944-13949
  Google Scholar
• 88. Varki A.: Loss of N-glycolylneuraminic acid in humans: mechanisms,consequences, and implications for hominid evolution. Am.J. Phys. Anthropol., 2001; 116 (Suppl. 33): 54-69
  Google Scholar
• 89. Varki A.: Glycan-based interactions involving vertebrate sialic–acid-recognizing proteins. Nature, 2007; 446: 1023-1029
  Google Scholar
• 90. Varki A., Gagneux P.: Human-specific evolution of sialic acid targets:explaining the malignant malaria mystery? Proc. Natl. Acad.Sci. USA, 2009; 106: 14739-14740
  Google Scholar
• 91. Vythilingam I., Tan C.H., Asmad M., Chan S.T., Lee K.S., SinghB.: Natural transmission of Plasmodium knowlesi to humans by Anopheleslatens in Sarawak, Malaysia. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg.,2006; 100: 1087-1088
  Google Scholar
• 92. Wanaguru M., Crosnier C., Johnson S., Rayner J.C., Wright G.J.:Biochemical analysis of the Plasmodium falciparum erythrocyte-bindingantigen-175 (EBA175)-glycophorin-A interaction: implicationsfor vaccine design. J. Biol. Chem., 2013; 288: 32106-32117
  Google Scholar
• 93. Wanaguru M., Liu W., Hahn B.H., Rayner J.C., Wright G.J.: RH5–basigin interaction plays a major role in the host tropism of Plasmodiumfalciparum. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2013; 110: 20735-20740
  Google Scholar
• 94. Waters A.P., Higgins D.G., McCutchan T.F.: Plasmodium falciparumappears to have arisen as a result of lateral transfer between avianand human hosts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1991; 88: 3140-3144
  Google Scholar
• 95. Weatherall D.J.: Genetic variation and susceptibility to infection:the red cell and malaria. Br. J. Haematol., 2008; 141: 276-286
  Google Scholar
• 96. WHO | Questions and answers on malaria vaccines. http://www.who.int/immunization/research/development/malaria_vaccine_qa/en/(05/08/2015)
  Google Scholar
• 97. WHO | Tables of malaria vaccine projects globally. http://www.who.int/immunization/research/development/Rainbow_tables/en/(05/08/2015)
  Google Scholar
• 98. WHO | World Malaria Report 2012. http://www.who.int/malaria/publications/world_malaria_report_2012/en/(31/08/2015)
  Google Scholar
• 99. Wilder J.A., Hewett E.K., Gansner M.E.: Molecular evolution ofGYPC: evidence for recent structural innovation and positive selectionin humans. Mol. Biol. Evol., 2009; 26: 2679-2687
  Google Scholar
• 100. Wilson R.J., Denny P.W., Preiser P.R., Rangachari K., Roberts K.,Roy A., Whyte A., Strath M., Moore D.J., Moore P.W., Williamson D.H.:Complete gene map of the plastid-like DNA of the malaria parasitePlasmodium falciparum. J. Mol. Biol., 1996; 261: 155-172
  Google Scholar
• 101. Woo Y.H., Ansari H., Otto T.D., Klinger C.M., Kolisko M., MichálekJ., Saxena A., Shanmugam D., Tayyrov A., Veluchamy A., AliS., Bernal A., del Campo J., Cihlář J., Flegontov P. i wsp.: Chromeridgenomes reveal the evolutionary path from photosynthetic algae toobligate intracellular parasites. eLife, 2015; 4: e06974
  Google Scholar

Pełna treść artykułu