Abstrakt

Mimo ogromnego postępu jaki dokonał się w ciągu ostatnich dekad w diagnostyce, leczeniu i zapobieganiu wielu typom nowotworów, współczynnik przeżywalności w przypadku raka trzustki nadal pozostaje bardzo niski. Rak trzustki należy do bardzo źle rokujących i opornych na leczenie nowotworów. Wynika to w głównej mierze z braku skutecznej diagnostyki na wczesnym etapie rozwoju nowotworu oraz nieefektywnej terapii. U większości pacjentów choroba jest diagnozowana w stadium zaawansowanym, z przerzutami i tylko 15-20% chorych kwalifikuje się do chirurgicznego usunięcia guza, które wciąż pozostaje jedyną szansą na całkowite wyleczenie. Badania ostatnich lat nie przyniosły znacznego postępu w leczeniu, a standardowo stosowanym lekiem wciąż pozostaje gemcytabina lub jej kombinacje z innymi chemioterapeutykami, takimi jak erlotinib, czy kapecytabina. Mimo bardzo dobrego poznania mechanizmów śmierci komórkowej indukowanych w wyniku działania gemcytabiny i innych stosowanych chemioterapeutyków, ich skuteczność jest ograniczona, ze względu na nabywanie przez komórki nowotworowe trzustki lekooporności. Do tej pory większość mechanizmów oporności badana była pod kątem mutacji w licznych genach, podstawowych do prawidłowego funkcjonowania szlaków sygnalizacyjnych w zmienionej nowotworowo komórce. Jednak ostatnie badania sugerują istotną rolę mikrośrodowiska guza w rozwoju i utrzymaniu oporności na klasycznie stosowane chemioterapeutyki i terapie celowane. Lekooporność raka trzustki wynika z wielu mechanizmów, do których można zaliczyć: mutacje w głównych dla prawidłowego funkcjonowania komórki genach, nieprawidłową ekspresję genów, rozregulowanie podstawowych szlaków sygnalizacyjnych oraz szlaków apoptozy, zdolność do tranzycji epitelialno-mezenchymalnej (EMT), nasilony proces angiogenezy, występowanie populacji nowotworowych komórek macierzystych, czy obecność we wnętrzu guza hipoksyjnego mikrośrodowiska.

Wstęp

Rak trzustki, należący do bardzo źle rokujących i opornych na leczenie nowotworów, znajduje się obecnie na czwartym miejscu pod względem umieralności spowodowanej nowotworami w Stanach Zjednoczonych i według najnowszych prognoz, do 2020 r. będzie już drugą przyczyną zgonów [2,86]. Szacuje się, że prawie 73% pacjentów cierpiących na ten nowotwór umrze w ciągu pierwszego roku od zdiagnozowania choroby, a pięcioletni współ- czynnik przeżywalności wynosi jedynie 5% [2]. Tak złe rokowania wynikają m.in. z późnej diagnozy, gdyż ten typ nowotworu zazwyczaj nie daje specyficznych objawów przez wiele lat.

Etiologia raka trzustki nie jest do końca poznana, jednak wiadomo, że na rozwój choroby ma wpływ wiele czynników, zarówno środowiskowych jak i genetycznych. Środowiskowymi czynnikami ryzyka zachorowania na raka trzustki są przede wszystkim: podeszły wiek, palenie tytoniu, cukrzyca, wysokobiałkowa i wysokotłuszczowa dieta (otyłość), ekspozycja na węglowodory i pochodne ropy, przewlekłe stany zapalne, infekcje, czy przebyta cholecystektomia [68]. Genetyczne predyspozycje do raka trzustki przejawiają się: wcześnie występujące zmiany w obrę- bie trzustki, takie jak dziedziczne zapalenie trzustki oraz cystis fibrosis, występowanie zespołów genetycznych, takich jak Zespół zespół Peutza-Jeghersa, FAMMM, czy zespół HBOC i w końcu rodzinny rak trzustki, w rodzinach w których wystąpiły dwa lub więcej przypadków raka trzustki wśród krewnych pierwszego stopnia [45].

Obecna terapia nowotworu obejmuje: operacyjne usunię- cie guza, radioterapię i chemioterapię. Najbardziej zadowalające rezultaty daje chirurgiczne usunięcie guza, które z powodu braku wczesnej diagnozy jest możliwe jedynie u 15% pacjentów. Najważniejszymi chemioterapeutykami stosowanymi w walce z chorobą od wielu lat pozostają 5-fluorouracyl i gemcytabina oraz ich kombinacje z innymi lekami, takimi jak: cisplatyna, kapecytabina, doksorubicyna czy erlotinib [48,63]. W związku z tym, że wyniki leczenia nadal są niezadowalający, do priorytetowych obszarów badawczych związanych z terapią raka trzustki należą: identyfikacja biomarkerów umożliwiających wczesne wykrycie nowotworu (wykorzystując próbki od pacjentów, u których w rodzinie zanotowano przypadki wystąpienia raka trzustki), poszukiwanie leków, dla któ- rych celem molekularnym będą konkretne geny, których mutacje odpowiadają za rozwój choroby, lepsze poznanie wpływu mikrośrodowiska guza na działanie leków i rozwój lekooporności oraz wykorzystanie układu immunologicznego pacjenta w walce z nowotworem.

Lekooporność raka trzustki

Lekooporność raka trzustki wynika z wielu mechanizmów, do których można zaliczyć m.in.: mutacje w podstawowych dla prawidłowego funkcjonowania komórki genach, nieprawidłową ekspresję genów, rozregulowanie najważ- niejszych szlaków sygnalizacyjnych, takich jak: NF-ĸB, Notch, Akt, czy szlaków apoptozy, tranzycję epitelialno- -mezenchymalną (EMT) odpowiedzialną za zdolność nowotworu do przerzutowania i obecność nowotworowych komórek macierzystych, nasilony proces angiogenezy, czy obecność we wnętrzu guza hipoksyjnego mikrośrodowiska [ryc.1] [58]. W pracy omówiono główne mechanizmy odpowiedzialne za lekooporność raka trzustki i wskazano próby jej przełamania.

Mutacje w głównych genach

Rak trzustki jest chorobą, w której mutacje w genach supresorowych, onkogenach i genach mutatorowych prowadzą do nowotworowej transformacji komórek nabłonka gruczołowego przewodów trzustkowych. Mutacje i inaktywacja genów supresorowych wywołują niestabilność genetyczną i zwiększoną proliferację komórek. Najczęstsze mutacje w raku trzustki dotyczą onkogenów: K-RAS (75-100% przypadków), HER-2/neu (30%), Akt-2 (10-20%), COX-2, Notch 1 oraz genów supresorowych: p16INK4a (do 80%), p53 (60%), DPC4/SMAD4 (około 50%) oraz BRCA-2 (7- 10%) [54,84]. Rola mutacji wybranych genów w rozwoju raka trzustki i leczeniu choroby przedstawiono w tabeli 1.

MikroRNA

MiRNA (mikroRNA) są jednoniciowymi cząsteczkami niekodującego RNA o długości 18-24 nukleotydów, któ- rych rolą jest obniżenie ekspresji genów na etapie translacji informacji genetycznej. Wykazano, że różne rodzaje miRNA odgrywają istotną rolę w patogenezie nowotworów [13]. Zaburzenie regulacji miRNA zaobserwowano również w komórkach nowotworowych trzustki. Bloomston i wsp. wykazali, że na podstawie poziomu mikroRNA możliwe jest odróżnienie raka trzustki od przewlekłego zapalenia trzustki [8]. Ponadto określenie poziomu ekspresji 95 miRNA w guzie trzustki, liniach komórkowych raka trzustki, tkance trzustki oraz w komórkach nabłonka przewodów trzustkowych wskazało na zaburzoną ekspresję ośmiu miRNA w tkance i w komórkach nowotworowych, w porównaniu do zdrowej tkanki i komórek przewodów trzustkowych [92].

Biorąc pod uwagę, że odmienna ekspresja miRNA pozwala zróżnicować tkankę zmienioną nowotworowo od prawidłowej tkanki trzustki, spekulowano, że na tej podstawie będzie można również przewidzieć rokowania pacjentów i odpowiedź na leczenie. Badania przeprowadzone na tkankach pozyskanych z nowotworu trzustki wykazały, że 6 rodzajów miRNA ulega odmiennej ekspresji u pacjentów z dłuższym czasem przeżycia (ponad 2 lata). Na przykład pacjenci z nadekspresją miR-196a-2 wykazywali średnią medianę przeżycia 14,3 miesiąca w porównaniu z 26,5 miesiąca dla pacjentów z niską ekspresją miR-196a-2. Podobnie średni czas przeżycia pacjentów z wysoką ekspresją miR-219 wynosił około 13 miesięcy w porównaniu z 24 miesiącami u osób z obniżoną ekspresją [88].

Przykładem mikroRNA, wykazującego podwyższoną ekspresję w komórkach nowotworowych trzustki jest miR21 będący negatywnym regulatorem ekspresji PTEN (phosphatase and tensin homolog), PDCD4 (programmed cell death protein 4) oraz TIMP3 (metallopeptidase inhibitor 3). Nadekspresja miR21 prowadzi więc do zahamowania apoptozy i wzrostu inwazyjności nowotworu [88]. Skutkiem inhibicji jego ekspresji jest m.in. spadek proliferacji i chemiooporności komórek oraz zahamowanie cyklu komórkowego i indukcja apoptozy [64]. Shao i wsp., po przywróceniu prawidłowej ekspresji miR-132 w komórkach raków trzustki obserwowali zahamowanie proliferacji i zdolności do tworzenia kolonii [88]. Yu i wsp. wykazali, że miR-96 ulega obniżonej ekspresji w tkance nowotworowej trzustki w porównaniu do prawidłowej tkanki, a jego celem molekularnym jest szlak sterowany przez białko KRAS. Przywrócenie prawidłowej ekspresji miR- 96 silnie hamowało proliferację komórek, inwazyjność nowotworu, indukowało apoptozę i ograniczało wzrost guza [91]. Podejmowano również udane próby wyciszania genu kodującego miR-34a, bezpośrednio regulowanego przez p53 i odgrywającego istotną rolę w zdolności nowotworowych komórek macierzystych trzustki do samoodnawiania się [17].

Nowotworowe komórki macierzyste

Guz nowotworowy nie jest jednorodną strukturą. W jego obrębie można znaleźć subpopulacje komórek różniących się genotypem i fenotypem. Jedną z subpopulacji są komórki, które mimo ograniczonej zdolności do podziałów, mogą odpowiadać za inicjację i progresję procesu nowotworzenia. Ze względu na ich zdolność do różnicowania i nieograniczonej liczby podziałów, nazwano je nowotworowymi komórkami macierzystymi (cancer stem cels – CSC). Nowotworowe komórki macierzyste, podobnie jak prawidłowe komórki macierzyste mają unikalne zdolności do proliferacji, multipotencji i samoodnawiania. Ponadto, cechują się dużą aktywnością transporterów ABC, odpowiadających za usuwanie poza komórkę czynników szkodliwych, w tym i leków przeciwnowotworowych [56]. Obecnie z coraz większym sukcesem izoluje się macierzyste komórki nowotworowe, a następnie bada ich genotyp i fenotyp, co przekłada się na rozwój nowych strategii terapeutycznych, pozwalających zniwelować zjawisko chemiooporności wywołane przez właściwości tych komórek [75].

W przypadku raka trzustki w wyniku stosowania radioterapii i chemioterapii obserwowano wzrost populacji komórek o charakterze nowotworowych komórek macierzystych. Na podstawie ekspresji określonych markerów na powierzchni komórki, wyizolowano komórki o fenotypie: CD44, CD24, CD133 i ESA [33,53]. Shah i wsp. wykazali, że w komórkach niewrażliwych na działanie gemcytabiny dochodzi do ekspresji markerów charakterystycznych dla komórek macierzystych, takich jak: CD44, CD24 i ESA [79]. Inni badacze obserwowali zwiększenie populacji komórek linii L3.6p z markerem CD133+ po traktowaniu gemcytabiną. Podwyższoną ekspresję tych markerów stwierdzono również w ksenoprzeszczepach raków trzustki u myszy, poddanych działaniu gemcytabiny i promieniowania jonizującego [82]. W innym eksperymencie z użyciem linii komórkowej raka trzustki Panc-1 wykazano, że komórki z markerami powierzchniowymi CD24 i CD44 miały wyższy potencjał tumorogenny niż komórki CD24- i CD44- [35].

CSC trzustki wykazują pewne podobieństwa do komórek macierzystych innych nowotworów, aczkolwiek wykazano wiele cech swoistych tylko dla tego typu nowotworu. Powszechnie stosowane terapie przeciwnowotworowe, takie jak radioterapia, czy chemioterapia zwalczają jedynie szybko rosnące komórki nowotworowe, nie uszkadzając inicjujących ich powstawanie, czego następstwem jest nabywanie przez pozostałe komórki oporności na leczenie i nawrót choroby. Niezbędne są terapie nakierowane na nowotworowe komórki macierzyste trzustki, a dokładne zbadanie szlaków sygnalizacyjnych w tych komórkach pozwoli wskazać najlepszy cel molekularny. Do tej pory zidentyfikowano kilka szlaków sygnalizacyjnych i genów ulegających wybiórczej ekspresji w CSC w porównaniu do pozostałych komórek nowotworowych trzustki. Jednym z przykładów jest gen c-Met. C-Met jest protoonkogenem kodującym białko HGFR (hepatocyte growth factor receptor) mające aktywność kinazy tyrozynowej. Poziom c-Met jest znacznie wyższy w tkance nowotworowej trzustki niż w prawidłowej tkance i jest związany z inwazyjno- ścią i wzrostem nowotworu. Zastosowanie chemicznego inhibitora c-Met: XL-184 lub wyciszenie genu z użyciem techniki siRNA prowadziło do indukcji apoptozy i zahamowania progresji komórek w cyklu życiowym, co wskazuje na istotną rolę genu c-Met w utrzymaniu populacji CSC w raku trzustki [34]. Podobną sytuację, w warunkach in vivo obserwowano po zahamowaniu receptorów Nodal/ Activin: Alk-4 i Alk-7 przez inhibitor SB431542. Komórki nowotworowe L3.6pl traktowane wstępnie inhibitorem SB431542, a następnie gemcytabiną, przeszczepiono na bezgrasiczne myszy, co skutkowało wyraźnym wzrostem populacji komórek apoptotycznych o fenotypie CD133+ i ograniczeniem wzrostu guza u myszy. Traktowanie komórek samym inhibitorem lub gemcytabiną, nie dawało podobnego wyniku [57]. Zastosowanie takiego schematu leczenia może być wyzwaniem, biorąc pod uwagę obfite podścielisko pierwotnej tkanki nowotworowej trzustki i utrudniony dostęp chemioterapeutyków do wnętrza guza [70]. Ponadto 50% pacjentów cierpiących na raka trzustki nosi mutacje w genie Smad 4, znajdującym się pod kontrolą genów Nodal/Activin. Wyciszenie genu Smad 4, techniką siRNA w komórkach nowotworowych z aktywną postacią tego genu powodowało zmniejszenie populacji komórek nowotworowych, głównie w wyniku zahamowania szlaku Nodal/Activin. Z tego powodu, gen Smad 4 jest niezbędnym elementem szlaku sygnalizacyjnego Nodal/Activin, a mutacje w jego obrębie czynią komórki niewrażliwe na inhibitory receptorów Alk-4 i Alk-7.

Wykazano również, że nie wszystkie mutacje powodują dysfunkcję genu i część nowotworów ze zmutowanym genem Smad 4 ma aktywny szlak sygnalizacyjny Smad2/3, co warunkuje wrażliwość pacjentów o takim genotypie na tego typu terapie [57].

Tranzycja epitelialno-mezenchymalna

dzi się z tkanki nabłonkowej, już dawno potwierdzono, że zdolne do migracji i przerzutowania komórki tych nowotworów wykazują cechy komórek mezenchymalnych, co świadczy o istnieniu tranzycji fenotypu komórek w czasie rozwoju nowotworu [87]. Podczas tranzycji epitelialno- -mezenchymalnej (EMT) dochodzi do utraty markerów nabłonkowych, takich jak: E-kadheryna, niektóre cytokeratyny, klaudyny czy okludyny. Pojawiają się natomiast markery mezenchymalne, takie jak: N-kadheryna, wimentyna czy fibronektyna [44].

EMT występuje podczas prawidłowego płodowego procesu rozwojowego i jest niezbędna do tworzenia mezodermy. W ostatnich latach EMT obserwuje się również w procesach chorobowych, zwłaszcza w gojeniu się ran, regeneracji narządu, zwłóknieniu tkanki czy rozwoju nowotworu [44]. EMT odgrywa istotną rolę w kilku etapach rozwoju nowotworu [39]. Po pierwsze, komórki nabywają zdolności do migracji, dzięki czemu mogą oderwać się od reszty populacji komórek. Po drugie, tranzycja umożliwia komórkom dostęp do węzłów chłonnych, czy naczyń krwionośnych, a po trzecie umożliwia ponowne opuszczenie krwiobiegu i utworzenie mikroprzerzutów [40].

Obecnie istnieją dowody na występowanie EMT w kilku nowotworach przewodu pokarmowego [67]. W przypadku raka trzustki badania wykazały sprzeczne wyniki. Javle i wsp. [43] obserwowali związek między niskim przeżyciem pacjentów a markerami EMT (wysoki poziom fibronektyny, wimentyny i niski E-kadheryny) w 36 próbkach operacyjnie usuniętych guzów trzustki. W związku z tym wykazano, że niski poziom E-kadheryny może być markerem prognozującym przerzutowanie raka trzustki, jednak tylko z tkankowym aktywatorem plazminogenu typu urokinazy (uPa) [81]. W innych badaniach wykazano obecność N-kadheryny nieulegającej ekspresji w prawidłowej tkance trzustki w 13 spośród 30 próbek [66]. Niestety dane na temat markerów EMT w raku trzustki nie są tak jednoznaczne jak w przypadku innych nowotworów. Wynika to z niejednorodnej grupy pacjentów, małej liczby próbek, czy różnych podejść metodologicznych. Ponadto, trzeba wziąć pod uwagę trudną detekcję komórek o fenotypie EMT i ich zdolność do szybkiej rewersji [42].

Od pewnego czasu coraz więcej danych wskazuje na znaczenie EMT w lekooporności nowotworów. Przemawiają za tym badania, na podstawie których wykazano, że komórki, które zostały poddane EMT są bardziej oporne na leki, a zahamowanie tranzycji prowadzi nie tylko do zmniejszenia potencjału inwazyjnego, ale również zwiększonej wrażliwości na lek [77]. I tak np. komórki raka trzustki linii AsPC-1 i L3.6pl inkubowane ze wzrastającymi stężeniami gemcytabiny wykazywały cechy charakterystyczne dla EMT [78]. Ponadto, po wykonaniu profilu ekspresji genów w komórkach opornych i wrażliwych na działanie gemcytabiny, 5-fluorouracylu czy cisplatyny, w przypadku komórek opornych obserwowano cechy charakterystyczne dla EMT [4]. Dodatkowo wykazano, że EMT jest indukowana w warunkach niedotlenienia, które są również związane z lekoopornością nowotworów [14] oraz występowaniem zależności między EMT, a nabyciem przez komórki właściwości macierzystych komórek nowotworowych [78].

Hipoksja

Mikrośrodowisko hipoksyjne jest cechą guzów litych, w których podaż tlenu jest zmniejszona lub całkowicie zniesiona. Większość guzów o średnicy przekraczającej 1mm3 zawiera regiony niedotlenienia, powstałe na skutek nieuporządkowanej struktury naczyń krwionośnych i utrudnionej dyfuzji [36]. Liczne badania potwierdziły, że guzy lite mające regiony niedotlenienia mają znacznie gorsze rokowania niż guzy prawidłowo utlenowane, niezależnie od zastosowanej metody leczenia [37]. Przyczyną tego są zmiany genetyczne zachodzące w komórkach, które umożliwiają im przeżycie w warunkach niedoboru tlenu i skutkują nabyciem bardziej złośliwego fenotypu. Do szlaków biologicznych regulowanych przez geny aktywowane hipoksją, znajdujące się głównie pod kontrolą czynnika transkrypcyjnego indukowanego hipoksją (HIF- 1α) zaliczyć można: apoptozę, cykl komórkowy, angiogenezę, glikolizę i regulację pH, a część z nich jest związana z nabyciem przez komórki lekooporności [15,59].

Hipoksja w guzie trzustki po raz pierwszy została potwierdzona przez Koonga i wsp. w 2000 r., kiedy zmierzono poziom utlenowania wewnątrz guza trzustki w czasie jego resekcji u siedmiu pacjentów. W obrębie guza pO2 wahało się w granicach 0-5,3 mmHg, podczas gdy w sąsiadującej, prawidłowej tkance trzustki mieściło się w granicach 24- 92,7 mm Hg [47]. Inni naukowcy potwierdzili aktywację HIF-1α w raku trzustki, w odpowiedzi na niską podaż tlenu zarówno w warunkach in vitro, jak i in vivo. Zastosowanie selektywnego inhibitora HIF-1α w połączeniu z radioterapią powodowało wzmożoną śmierć komórek nowotworowych trzustki [23]. W linii komórkowej raka trzustki Capan-2 wstępnie zidentyfikowano trzy geny aktywowane in vitro w warunkach hipoksji: GPI/NLK/AMF (glucose phosphate isomerase/interleukin/autocrine motility factor), DEC 1 (deleted in esophageal cancer 1), i heksokinazę II. Obecnie trwają badania mające na celu wyjaśnienie ich roli w rozwoju i progresji raka trzustki [23]. Hipoksja jest uważana za jedną z przyczyn oporności raka trzustki na gemcytabinę, co wynika m.in. z aktywacji NF-ĸB indukowanego niedotlenieniem. Ponadto, warunki niedotlenienia mogą indukować tranzycję epitelialno-mezenchymalną komórek raka trzustki związaną z inwazyjnością nowotworu, przerzutowaniem oraz powstawaniem nowotworowych komórek macierzystych [76]. Najnowsze badania wskazują, że w warunkach niedotlenienia dochodzi również do wzrostu cytokin prozapalnych. Shi i wsp. wykazali, że komórki nowotworowe trzustki, w których dochodziło do wzrostu ekspresji IL-8 tworzyły większe guzy z odleglejszymi przerzutami w ortotopowym modelu mysim. Immunohistochemiczne analizy guzów wykazały, że do wzrostu ekspresji IL-8 dochodziło w pobli- żu martwicy nowotworu, o kwaśnym pH i obniżonym poziomie tlenu dyfuzyjnego i składników odżywczych. Zahamowanie ekspresji IL-8 w wyniku zastosowania antysensownych oligonukleotydów zmniejszało wzrost guza i angiogenezy w warunkach in vivo [80]. W innych badaniach określono wpływ niedotlenienia guza na zdolność do przerzutowania i ekspansję raka trzustki. Wykazano obecność niedotlenienia nie tylko we wnętrzu guza, ale również jego wpływ na inwazyjność komórek położonych w peryferialnych częściach guza [10].

Oporność wielolekowa

Zjawisko oporności wielolekowej (MDR – multidrug resistance) jest głównym mechanizmem, dzięki któremu komórki nowotworowe stają się niewrażliwe na powszechnie stosowane chemioterapeutyki. Oporność na chemioterapię wynika m.in. z obecności w błonie komó- rek nowotworowych pomp, odpowiedzialnych za aktywny transport leków na zewnątrz lub do wewnątrz komórek, przez co m.in. lek lub jego aktywny metabolit zbyt wcze- śnie usunięty z komórki nie wywiera zamierzonego dzia- łania terapeutycznego. Białka transportowe z rodziny bia- łek ABC (ATP- binding cassette transporters), do których zaliczyć można: ABCB1 (białko oporności wielolekowej 1, MDR1), ABCC (białko oporności wielolekowej, MPR), ABCG2 (białko oporności lekowej w raku piersi – breast cancer resistance protein, BCRP) są uważane za główne białka odpowiedzialne za chemiooporność komórek nowotworowych [16]. Część z tych pomp bierze udział w wydalaniu na zewnątrz komórki nowotworowej, takich leków jak gemcytabina i 5-fluorouracyl, które od lat pozostają jednymi z podstawowych chemioterapeutyków wykorzystywanych w leczeniu chorych z rakiem trzustki [85].

Białka transportowe ABC ulegające podwyższonej ekspresji w raku trzustki to m.in. MRP 1, 3, 4 oraz 5, a także BCRP. Wykazano znacznie wyższy poziom mRNA dla MRP5 (białko odpowiedzialne za oporność na 5-FU) w tkance nowotworowej trzustki w porównaniu z tkanką prawidłową [46]. Wewnątrz komórki 5-FU przekształcany jest do 5’-fluoro-2’-deoxyurydyny (5-FdUrd), która ulega fosforylacji z udziałem kinazy tymidynowej do monofosforanu 5’-fluoro-2’-deoxyurydyny (5-FdUMP), będącego jednym z aktywnych metabolitów 5-fluorouracylu. Badania z wykorzystaniem pęcherzyków błonowych wyizolowanych z komórek transfekowanych genem MRP5, wykazały, że białko to w sposób zależny od ATP transportuje 5-FdUMP na zewnątrz komórki, uniemożliwiając tym samym dostateczną ekspozycję komórek na chemioterapeutyk [73]. Wyciszenie genu MRP5 z zastosowaniem techniki siRNA przywracało wrażliwość komórek nowotworowych trzustki na 5-fluorouracyl [29]. Obecnie dostarczenie siRNA do docelowego organu jakim jest np. trzustka może przysparzać wiele trudności i tego typu leczenie jest jeszcze nierealne. Większy potencjał w odniesieniu do zastosowania klinicznego zdają się wykazywać małocząsteczkowe inhibitory transporterów ABC. W ciągu ostatnich dziesięciu lat, ponad 70% znanych inhibitorów ABC transporterów stanowiły związki pochodzenia naturalnego oraz ich syntetyczne pochodne [82]. Jednym z przykładów związków fitochemicznych, będących silnymi inhibitorami kilku transporterów ABC (m.in. Pgp, MRP1 i BCRP) jest kurkumina [3,55]. Gemcytabina, oraz 5-fluorouracyl skojarzone w terapii z kurkuminą wykazywały większą aktywność przeciwnowotworową zarówno na modelach in vitro jak i in vivo [7,50,71]. W innych badaniach nad opornością komórek nowotworowych trzustki na gemcytabinę i 5-FU wykazano, że:

-długotrwałe traktowanie komórek nowotworowych trzustki gemcytabiną lub gemcytabiną skojarzoną z 5-fluorouracylem w dawkach stosowanych klinicznie wpływa na poziom ekspresji transporterów błonowych,

-nabyta odporność komórek nowotworowych na gemcytabinę jest związana z obniżoną lub zwiększoną ekspresją odpowiednich transporterów, w zależności od rodzaju komórek oraz że

– MRP5 odpowiada za oporność komórek na gemcytabinę, co wykazano na modelach komórek nowotworowych z nadekspresją tego genu i po jego wyciszeniu.

Komórki z nadekspresją MRP5 były bardziej oporne na gemcytabinę, podczas gdy wyciszenie genu skutkowało zwiększoną wrażliwością komórek na chemioterapeutyk [30].

Metabolizm komórek nowotworowych

Komórki nowotworowe mają zdolność do syntezy niezbędnej puli aktywnych biologicznie lipidów, niezależnie od szlaków regulujących ich syntezę w prawidłowych komórkach [22]. Mają zdolność zwłaszcza do syntezy dużej ilości niezbędnych produktów pośrednich wykorzystywanych następnie do syntezy aktywnych biologicznie związków wspomagających proliferację komórek [5] i zdolnych do generowania kwasów tłuszczowych, sfingolipidów, lizolipidów, fosfoinozytów błonowych oraz cholesterolu w wyniku lipogenezy de novo (synteza lipidów z substratów nielipidowych) [5,61]. Aktywność biologiczna tych związków jest związana ze szlakami sygnalizacyjnymi zaangażowanymi w rozwój nowotworu i proces przerzutowania, a więc przyczyny ich nietypowej syntezy w komórkach nowotworowych są przedmiotem wielu badań [5]. Wiele cech charakterystycznych dla komórek nowotworowych, takich jak: odmienny metabolizm glukozy, synteza kwasów tłuszczowych, czy glutaminoliza są zwią- zane z ich opornością na leczenie. Biorąc to pod uwagę, wykorzystanie metabolizmu komórek nowotworowych jako nowego celu terapeutycznego przez zastosowanie np. kombinacji chemioterapeutyków z inhibitorami metabolizmu komórkowego może stanowić obiecującą strategię przezwyciężania lekooporności wielu nowotworów, w tym raka trzustki.

W przypadku raka trzustki wykazano pozytywną korelację między ekspresją FASN, a opornością na chemio- i radioterapię [90]. Syntaza kwasów tłuszczowych (FASN) jest enzymem katalizującym syntezę kwasu palmitynowego, niezbędnego do syntezy fosfolipidów – lipidowych składników błon komórkowych. Ekspresja genu kodującego FASN w tkankach osób dorosłych jest bardzo niska lub prawie niewykrywalna. Zwiększoną ekspresję enzymu obserwuje się natomiast w komórkach nowotworowych, a produkty metaboliczne kompleksu FASN bardzo szybko są zużywane przez proliferujące komórki nowotworowe, co potwierdza, że ekspresja FASN jest ważnym czynnikiem warunkującym wzrost i przeżycie komórek nowotworowych, a sam FASN określany jest mianem metabolicznego onkogenu [25]. Wpływ nadekspresji FASN na oporność komórek nowotworowych trzustki potwierdzono wyciszając gen kodujący enzym techniką siRNA lub stosując inhibitor enzymu – orlistat, czego skutkiem było przywrócenie wrażliwości komórek nowotworowych trzustki na gemcytabinę i radioterapię [90].

Innym podejściem terapeutycznym mogącym mieć zastosowanie w raku trzustki jest zmniejszenie puli lipidów komórkowych w wyniku działania chemioterapeutyków, czy nadekspresji enzymów odpowiedzialnych za ich metabolizm. Liczne badania wykazały, że lipidy są niezbędne do proliferacji komórek nowotworowych trzustki, co jest związane m.in. z mutacją w genie K-RAS [6,18,60]. Enzymami odpowiedzialnymi m.in. za metabolizm lipidów są UDP – glukuronylotransferazy (UGTs). UGts są enzymami II fazy metabolizmu, przeprowadzającymi glukuronidację substratów, a co za tym idzie zwiększającymi ich polarność i umożliwiającymi ich wydalenie z organizmu [27]. UGTs metabolizują i detoksyfikują nie tylko ksenobiotyki i związki pochodzenia endogennego, ale przede wszystkim biorą udział w regulacji poziomu lipidów komórkowych odgrywających istotną rolę we wzroście i różnicowaniu się komórek nowotworowych [11,62,74]. Określenie poziomu ekspresji enzymów metabolizujących lipidy w komórkach nowotworowych trzustki i transfekcja komórek enzymami UGT, których ekspresji nie stwierdzono, powoduje zahamowanie proliferacji komórek w wyniku zmniejszenia puli lipidów niezbędnych do ich prawidłowego wzrostu [20].

Podsumowanie

Rak trzustki jest wyniszczającą chorobą charakteryzującą się agresywnym przebiegiem, dużą inwazyjnością, szybką progresją i opornością na konwencjonalnie stosowane terapie. Rozwój nowych metod biologii molekularnej pozwolił lepiej poznać patogenezę choroby i wskazać główne geny związane z jej rozwojem. Coraz więcej wiadomo również na temat molekularnych mechanizmów leżących u podstaw lekooporności raka trzustki, a wiedza ta może pomóc naukowcom opracowywać nowe strategie w celu pokonania zjawiska lekooporności. Obiecującymi regulatorami lekooporności w raku trzustki mogą się okazać mikroRNA, gdyż przez regulację ekspresji swoistych miRNA możliwa byłaby selektywna i ukierunkowana eliminacja komórek o fenotypie EMT, czy nowotworowych komórek macierzystych. Wydaje się, iż konieczne jest prowadzenie dalszych badań podstawowych, poświęconych rozszerzeniu wiedzy na temat przyczyn lekooporności raka trzustki, jak i podejmowanie prób wykorzystania zdefiniowanych już obserwacji eksperymentalnych i klinicznych do wdrażania nowych terapii u chorych cierpiących na ten nowotwór.

Podziękowania

Serdeczne podziękowania składam paniom dr Ewie Augustin i dr inż. Annie Skwarskiej za pomoc redakcyjną w trakcie pisania pracy.

Przypisy

• 1. Abel E.V., Simeone D.M.: Biology and clinical applications of pancreaticcancer stem cells. Gastroenterology, 2013; 144: 1241-1248
  Google Scholar
• 2. American Cancer Society: Cancer Facts & Figures 2014. Atlanta:Am. Cancer Soc., 2014
  Google Scholar
• 3. Anuchapreeda S., Leechanachai P., Smith M.M., Ambudkar S.V.,Limtrakul P.N. Modulation of P-glycoprotein expression and functionby curcumin in multidrug-resistant human KB cells. Biochem.Pharmacol., 2002; 64: 573-582
  Google Scholar
• 4. Arumugam T., Ramachandran V., Fournier K.F., Wang H., MarquisL., Abbruzzese J.L., Gallick G.E., Logsdon C.D., McConkey D.J., Choi W.:Epithelial to mesenchymal transition contributes to drug resistancein pancreatic cancer. Cancer Res., 2009; 69: 5820-5828
  Google Scholar
• 5. Baenke F., Peck B., Miess H., Schulze A.: Hooked on fat: the roleof lipid synthesis in cancer metabolism and tumour development.Dis. Model. Mech., 2013; 6: 1353-1363
  Google Scholar
• 6. Barnes D., Sato G.: Methods for growth of cultured cells in serum–free medium. Anal. Biochem. 1980; 102: 255-270
  Google Scholar
• 7. Bisht S., Mizuma M., Feldmann G., Ottenhof N.A., Hong S.M.,Pramanik D., Chenna V., Karikari C., Sharma R., Goggins M.G., RudekM.A., Ravi R., Maitra A., Maitra A.: Systemic administration ofpolymeric nanoparticle-encapsulated curcumin (NanoCurc) blockstumor growth and metastases in preclinical models of pancreaticcancer. Mol. Cancer Ther., 2010; 9: 2255-2264
  Google Scholar
• 8. Bloomston M., Frankel W.L., Petrocca F., Volinia S., Alder H., HaganJ.P., Liu C.G., Bhatt D., Taccioli C., Croce C.M.: MicroRNA expressionpatterns to differentiate pancreatic adenocarcinoma from normalpancreas and chronic pancreatitis. JAMA, 2007; 297: 1901-1908
  Google Scholar
• 9. Bryant K.L., Mancias J.D., Kimmelman A.C., Der C.J.: KRAS: feedingpancreatic cancer proliferation. Trends Biochem. Sci., 2014;39: 91-100
  Google Scholar
• 10. Büchler P., Reber H.A., Lavey R.S., Tomlinson J., Büchler M.W.,Friess H., Hines O.J.: Tumor hypoxia correlates with metastatic tumorgrowth of pancreatic cancer in an orthotopic murine model. J.Surg. Res., 2004; 120: 295-303
  Google Scholar
• 11. Burchell B., Brierley C.H., Rance D.: Specificity of human UDP -glucuronosyltransferases and xenobiotic glucuronidation. Life Sci.,1995; 57: 1819-1831
  Google Scholar
• 12. Burris H.A.3rd, Moore M.J., Andersen J., Green M.R., RothenbergM.L., Modiano M.R., Cripps M.C., Portenoy R.K., Storniolo A.M., TarassoffP., Nelson R., Dorr F.A., Stephens C.D., Von Hoff D.D.: Improvementsin survival and clinical benefit with gemcitabine as first-linetherapy for patients with advanced pancreas cancer: a randomizedtrial. J. Clin. Oncol., 1997; 15: 2403-2413
  Google Scholar
• 13. Calin G.A., Dumitru C.D., Shimizu M., Bichi R., Zupo S., Noch E.,Aldler H., Rattan S., Keating M., Rai K., Rassenti L., Kipps T., NegriniM., Bullrich F., Croce C.M.: Frequent deletions and down-regulationof micro-RNA genes miR15 and miR16 at 13q14 in chronic lymphocyticleukemia. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 15524-15529
  Google Scholar
• 14. Cannito S., Novo E., Compagnone A., Valfre di Bonzo L., BuslettaC., Zamara E., Paternostro C., Povero D., Bandino A., Bozzo F., CravanzolaC., Bravoco V., Colombatto S., Parola M.: Redox mechanismsswitch on hypoxia-dependent epithelial-mesenchymal transition incancer cells. Carcinogenesis, 2008; 29: 2267-2278
  Google Scholar
• 15. Carmeliet P., Dor, Y., Herbert J.M., Fukumura D., BrusselmansK., Dewerchin M., Neeman M., Bono F., Abramovitch R., Maxwell P.,Koch C.J., Ratcliffe P., Moons L., Jain R.K., Collen D., Keshert E.: Roleof HIF-1α in hypoxia-mediated apoptosis, cell proliferation and tumourangiogenesis. Nature, 1998; 394: 485-490
  Google Scholar
• 16. Cascorbi I.: Role of pharmacogenetics of ATP-binding cassettetransporters in the pharmacokinetics of drugs. Pharmacol. Ther.,2006; 112: 457-473
  Google Scholar
• 17. Chang T.C., Wentzel E.A., Kent O.A., Ramachandran K., MullendoreM., Lee K.H., Feldmann G., Yamakuchi M., Ferlito M., LowensteinC.J., Arking D.E., Beer M.A., Maitra A., Mendell J.T.: Transactivationof miR-34a by p53 broadly influences gene expression and promotesapoptosis. Mol. Cell, 2007; 26: 745-752
  Google Scholar
• 18. Clerc P., Bensaadi N., Pradel P., Estival A., Clemente F., Vaysse N.:Lipid-dependent proliferation of pancreatic cancer cell lines. CancerRes., 1991; 51: 3633-3638
  Google Scholar
• 19. Court H., Philips M.R., Bar-Sagi D.: Molecular Genetics of PancreaticCancer, Springer, 2013
  Google Scholar
• 20. Czernik P., Radominska-Pandya A.: Uses of human UDP-glucuronosyltransferase2B7 to detect and treat cancer. Patent nr.US20020198167 A1, Data publikacji: 26.12.2002
  Google Scholar
• 21. Day J.D., Digiuseppe J.A., Yeo C., Lai-Goldman M., Anderson S.M.,Goodman S.N., Kern S.E., Hruban R.H.: Immunohistochemical evaluationof HER-2/neu expression in pancreatic adenocarcinoma andpancreatic intraepithelial neoplasms. Hum. Pathol., 1996; 27: 119-124
  Google Scholar
• 22. DeBerardinis R.J., Is cancer a disease of abnormal cellular metabolism?New angles on an old idea. Genet. Med., 2008; 10: 767-777
  Google Scholar
• 23. Duffy J.P., Eibl G., Reber H.A., Hines O.J.: Influence of hypoxiaand neoangiogenesis on the growth of pancreatic cancer. Mol. Cancer,2003; 2: 12
  Google Scholar
• 24. Elliott R.L., Blobe G.C.: Role of transforming growth factor Betain human cancer. J. Clin. Oncol., 2005; 23: 2078-2093
  Google Scholar
• 25. Flavin R., Peluso S., Nguyen P.L., Loda M.: Fatty acid synthaseas a potential therapeutic target in cancer. Future Oncol., 2010; 6:551-562
  Google Scholar
• 26. Giovannetti E., Mey V., Nannizzi S., Pasqualetti G., Del Tacca M.,Danesi R.: Pharmacogenetics of anticancer drug sensitivity in pancreaticcancer. Mol. Cancer Ther., 2006; 5: 1387-1395
  Google Scholar
• 27. Guillemette C.: Pharmacogenomics of human UDP-glucuronosyltransferaseenzymes. Pharmacogenomics J., 2003; 3: 136-158
  Google Scholar
• 28. Guo J.Y., Chen H.Y., Mathew R., Fan J., Strohecker A.M., Karsli–Uzunbas G., Kamphorst J.J., Chen G., Lemons J.M., Karantza V., CollerH.A., Dipaola R.S., Gelinas C., Rabinowitz J.D., White E.: Activated Rasrequires autophagy to maintain oxidative metabolism and tumorigenesis Genes Dev., 2011; 25: 460-470
  Google Scholar
• 29. Hagmann W., Jesnowski R., Faissner R., Guo C., Lohr J.M.: Atp–binding cassette C transporters in human pancreatic carcinomacell lines. Upregulation in 5-fluorouracil-resistant cells. Pancreatology,2009; 9: 136-144
  Google Scholar
• 30. Hagmann W., Jesnowski R., Löhr J.M.: Interdependence of gemcitabinetreatment, transporter expression, and resistance in humanpancreatic carcinoma cells. Neoplasia, 2010; 12: 740-747
  Google Scholar
• 31. Hahn S.A., Greenhalf B., Ellis I., Sina-Frey M., Rieder H., Korte B.,Gerdes B., Kress R., Ziegler A., Raeburn J.A., Campra D., GrützmannR., Rehder H., Rothmund M., Schmiegel W. i wsp.: BRCA2 germlinemutations in familial pancreatic carcinoma. J. Natl. Cancer Inst.,2003; 95: 214-221
  Google Scholar
• 32. Harms K.L., Chen X.: The C terminus of p53 family proteins isa cell fate determinant. Mol. Cell. Biol., 2005; 25: 2014-2030
  Google Scholar
• 33. Hermann P.C., Huber S.L., Herrler T., Aicher A., Ellwart J.W., GubaM., Bruns C.J., Heeschen C.: Distinct populations of cancer stem cellsdetermine tumor growth and metastatic activity in human pancreaticcancer. Cell Stem Cell, 2007; 1: 313-323
  Google Scholar
• 34. Herreros-Villanueva M., Zubia-Olascoaga A., Bujanda L.: c-Metin pancreatic cancer stem cells: therapeutic implications. World J.Gastroenterol., 2012; 18: 5321-5323
  Google Scholar
• 35. Hindriksen S., Bijlsma M.F.: Cancer stem cells, EMT, and developmentalpathway activation in pancreatic tumors. Cancers, 2012;4: 989-1035
  Google Scholar
• 36. Höckel M., Vaupel P.: Tumor hypoxia: definitions and currentclinical, biologic, and molecular aspects. J. Natl. Cancer Inst., 2001;93: 266-276
  Google Scholar
• 37. Höckel M., Vorndran B., Schlenger K., Baussmann E., KnapsteinP.G.: Tumor oxygenation: a new predictive parameter in locallyadvanced cancer of the uterine cervix. Gynecol. Oncol., 1993; 51:141-149
  Google Scholar
• 38. Hosotani R., Miyamoto Y., Fujimoto K., Doi R., Otaka A., FujiiN., Imamura M.: Trojan p16 peptide suppresses pancreatic cancergrowth and prolongs survival in mice. Clin. Cancer Res., 2002; 8:1271-1276
  Google Scholar
• 39. Huber M.A., Kraut N., Beug H.: Molecular requirements for epithelial-mesenchymal transition during tumor progression. Curr.Opin. Cell Biol., 2005; 17: 548-558
  Google Scholar
• 40. Hugo H., Ackland M.L., Blick T., Lawrence M.G., Clements J.A.,Williams E.D., Thompson E.W.: Epithelial-mesenchymal and mesenchymal-epithelial transitions in carcinoma progression. J. Cell.Physiol., 2007; 213: 374-383
  Google Scholar
• 41. Hung M.C., Lau Y.K.: Basic science of HER-2/neu: a review. Semin.Oncol., 1999; 26 (Suppl. 12): 51-59
  Google Scholar
• 42. Iwatsuki M., Mimori K., Yokobori T., Ishi H., Beppu T., NakamoriS., Baba H., Mori M.: Epithelial-mesenchymal transition incancer development and its clinical significance. Cancer Sci., 2010;101: 293-299
  Google Scholar
• 43. Javle M.M., Gibbs J.F., Iwata K.K., Pak Y., Rutledge P., Yu J., BlackJ.D., Tan D., Khoury T.: Epithelial-mesenchymal transition (EMT) andactivated extracellular signal-regulated kinase (p-Erk) in surgicallyresected pancreatic cancer. Ann. Surg. Oncol., 2007; 14: 3527-3533
  Google Scholar
• 44. Kalluri R., Weinberg R.A.: The basics of epithelial-mesenchymaltransition. J. Clin. Invest., 2009; 119: 1420-1428
  Google Scholar
• 45. Klein A.P.: Genetic susceptibility to pancreatic cancer. Mol. Carcinog.,2012; 51: 14-24
  Google Scholar
• 46. Konig J., Hartel M., Nies A.T., Martignoni M.E., Guo J., BuchlerM.W., Friess H., Keppler D.: Expression and localization of humanmultidrug resistance protein (ABCC) family members in pancreaticcarcinoma. Int. J. Cancer, 2005; 115: 359-367
  Google Scholar
• 47. Koong A.C., Mehta V.K., Le Q.T., Fisher G.A., Terris D.J., BrownJ.M., Bastidas A.J., Vierra M.: Pancreatic tumors show high levels ofhypoxia. Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys., 2000; 48: 919-922
  Google Scholar
• 48. Kroep J.R., Pinedo H.M., van Groeningen C.J., Peters G.J.: Experimentaldrugs and drug combinations in pancreatic cancer. Ann.Oncol., 1999; 10 (Suppl. 4): 234-238
  Google Scholar
• 49. Kubbutat M.H., Jones S.N., Vousden K.H.: Regulation of p53 stabilityby Mdm2. Nature, 1997; 387: 299-303
  Google Scholar
• 50. Kunnumakkara A.B., Guha S., Krishnan S., Diagaradjane P., GelovaniJ., Aggarwal B.B.: Curcumin potentiates antitumor activity ofgemcitabine in an orthotopic model of pancreatic cancer throughsuppression of proliferation, angiogenesis, and inhibition of nuclearfactor-κB-regulated gene products. Cancer Res., 2007; 67: 3853-3861
  Google Scholar
• 51. Laghi L., Orbetegli O., Bianchi P., Zerbi A., Di Carlo V., BolandC.R, Malesci A.: Common occurrence of multiple K-RAS mutations inpancreatic cancers with associated precursor lesions and in biliarycancers. Oncogene, 2002; 21: 4301-4306
  Google Scholar
• 52. Levine A.J., Momand J., Finlay C.A.: The p53 tumour suppressorgene. Nature, 1991; 351: 453-456
  Google Scholar
• 53. Li C., Heidt D.G., Dalerba P., Burant C.F., Zhang L., Adsay V., WichaM., Clarke M.F., Simeone D.M.: Identification of pancreatic cancerstem cells. Cancer Res., 2007; 67: 1030-1037
  Google Scholar
• 54. Li D., Xie K., Wolff R., Abbruzzese J.L.: Pancreatic cancer. Lancet,2004; 363: 1049-1057
  Google Scholar
• 55. Limtrakul P., Chearwae W., Shukla S., Phisalphong C., AmbudkarS.V.: Modulation of function of three ABC drug transporters, P-glycoprotein(ABCB1), mitoxantrone resistance protein (ABCG2) andmultidrug resistance protein 1 (ABCC1) by tetrahydrocurcumin,a major metabolite of curcumin. Mol. Cell. Biochem., 2007; 296: 85-95
  Google Scholar
• 56. Lobo N.A., Shimono Y., Qian D., Clarke M.F.: The biology of cancerstem cells. Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 2007; 23: 675-699
  Google Scholar
• 57. Lonardo E., Hermann P.C., Mueller M.T., Huber S., Balic A., Miranda-Lorenzo I., Zagorac S., Alcala S., Rodriguez-Arabaolaza I., RamirezJ.C., Torres-Ruíz R., Garcia E., Hidalgo M., Cebrián D.Á., HeuchelR. i wsp.: Nodal/Activin signaling drives self-renewal and tumorigenicityof pancreatic cancer stem cells and provides a target forcombined drug therapy, 2011; 9: 433-446
  Google Scholar
• 58. Long J., Zhang Y., Yu X., Yang J., LeBrun D.G., Chen C., Yao Q., LiM.: Overcoming drug resistance in pancreatic cancer. Expert Opin.Ther. Targets, 2011; 15: 817-828
  Google Scholar
• 59. Maxwell P.H., Dachs G.U., Gleadle J.M., Nicholls L.G., Harris A.L.,Stratford I.J., Hankinson O., Pugh C.W., Ratcliffe P.J.: Hypoxia-induciblefactor-1 modulates gene expression in solid tumors and influencesboth angiogenesis and tumor growth. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 1997; 94: 8104-8109
  Google Scholar
• 60. McKeehan W.L.: The role of nutrients in control of normal andmalignant cell growth. W: Molecular Interrelations of Nutrition andCancer, red.: M.S. Arnott, J. Van Eys, Y.M. Wang. Raven Press, NewYork 1982; 249-263
  Google Scholar
• 61. Medes G., Thomas A., Weinhouse S.: Metabolism of neoplastictissue. IV. A study of lipid synthesis in neoplastic tissue slices in vitro.Cancer Res., 1953; 13: 27-29
  Google Scholar
• 62. Meech R., Mackenzie P.I.: Structure and function of uridine diphosphateglucuronosyltransferases. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol.,1997; 24: 907-915
  Google Scholar
• 63. Moore M.J., Goldstein D., Hamm J., Figer A., Hecht J.R., GallingerS., Au H.J., Murawa P., Walde D., Wolff R.A., Campos D., Lim R., DingK., Clark G., Voskoglou-Nomikos T. i wsp.: Erlotinib plus gemcitabinecompared with gemcitabine alone in patients with advancedpancreatic cancer: a phase III trial of the National Cancer Instituteof Canada Clinical Trials Group. J. Clin. Oncol., 2007; 25: 1960-1966
  Google Scholar
• 64. Moriyama T., Ohuchida K., Mizumoto K., Yu J., Sato N., NabaeT., Takahata S., Toma H., Nagai E., Tanaka M.: MicroRNA-21 modulatesbiological functions of pancreatic cancer cells including theirproliferation, invasion, and chemoresistance. Mol. Cancer Ther.,2009; 8: 1067-1074
  Google Scholar
• 65. Morton J.P., Timpson P., Karim S.A., Ridgway R.A., Athineos D.,Doyle B., Jamieson N.B., Oien K.A., Lowy A.M., Brunton V.G., FrameM.C., Evans T.R., Sansom O.J.: Mutant p53 drives metastasis and overcomesgrowth arrest/senescence in pancreatic cancer. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 2010; 107: 246-251
  Google Scholar
• 66. Nakajima S., Doi R., Toyoda E., Tsuji S., Wada M., Koizumi M.,Tulachan S.S., Ito D., Kami K., Mori T., Kawaguchi Y., Fujimoto K.,Hosotani R., Imamura M.: N-cadherin expression and epithelial–mesenchymal transition in pancreatic carcinoma. Clin. Cancer Res.,2004; 10: 4125-4133
  Google Scholar
• 67. Natalwala A., Spychal R., Tselepis C.: Epithelial-mesenchymaltransition mediated tumourigenesis in the gastrointestinal tract.World J. Gastroenterol., 2008; 14: 3792-3797
  Google Scholar
• 68. Nitsche C., Simon P., Weiss F.U., Fluhr G., Weber E., Gärtner S.,Behn C.O., Kraft M., Ringel J., Aghdassi A., Mayerle J., Lerch M.M.:Environmental risk factors for chronic pancreatitis and pancreaticcancer. Dig. Dis., 2011; 29: 235-242
  Google Scholar
• 69. Ohtsubo K., Watanabe H., Yamaguchi Y., Hu Y.X., Motoo Y., OkaiT., Sawabu N.: Abnormalities of tumor suppressor gene p16 in pancreaticcarcinoma: immunohistochemical and genetic findings comparedwith clinicopathological parameters. J. Gastroenterol., 2003;38: 663-671
  Google Scholar
• 70. Olive K.P., Jacobetz M.A., Davidson C.J., Gopinathan A., McIntyreD., Honess D., Madhu B., Goldgraben M.A., Caldwell M.E., Allard D.,Frese K.K., Denicola G., Feig C., Combs C., Winter S.P. i wsp.: Inhibitionof Hedgehog signaling enhances delivery of chemotherapy ina mouse model of pancreatic cancer. Science, 2009; 324: 1457-1461
  Google Scholar
• 71. Patel B.B., Sengupta R., Qazi S., Vachhani H., Yu Y., Rishi A.K.,Majumdar A.P.: Curcumin enhances the effects of 5-fluorouraciland oxaliplatin in mediating growth inhibition of colon cancer cellsby modulating EGFR and IGF-1R. Int. J. Cancer, 2008; 122: 267-273
  Google Scholar
• 72. Peng B., Fleming J.B., Breslin T., Grau A.M., Fojioka S., AbbruzzeseJ.L., Evans D.B., Ayers D., Wathen K., Wu T., Robertson K.D.,Chiao P.J.: Suppression of tumorigenesis and induction of p15ink4bby Smad4/DPC4 in human pancreatic cancer cells. Clin. Cancer Res.,2002; 8: 3628-3638
  Google Scholar
• 73. Pratt S., Shepard R.L., Kandasamy R.A., Johnston P.A., PerryW.3rd, Dantzig A.H.: The multidrug resistance protein 5 (ABCC5)confers resistance to 5-fluorouracil and transports its monophosphorylatedmetabolites. Mol. Cancer Ther., 2005; 4: 855-863
  Google Scholar
• 74. Radominska-Pandya A., Czernik P.J., Little J.M., Battaglia E.,Mackenzie P.I.: Structural and functional studies of UDP-glucuronosyltransferases.Drug Metab. Rev., 1999; 31: 817-899
  Google Scholar
• 75. Reya T., Morrison S.J., Clarke M.F., Weissman I.L.: Stem cells,cancer, and cancer stem cells. Nature, 2001; 414: 105-111
  Google Scholar
• 76. Salnikov A.V., Liu L., Platen M., Gladkich J., Salnikova O., RyschichE., Mattern J., Moldenhauer G., Werner J., Schemmer P., Büchler M.W.,Herr I.: Hypoxia induces EMT in low and highly aggressive pancreatictumor cells but only cells with cancer stem cell characteristicsacquire pronounced migratory potential. PLoS One, 2012; 7: e46391
  Google Scholar
• 77. Sarkar F.H., Li Y., Wang Z., Kong D.: Pancreatic cancer stemcells and EMT in drug resistance and metastasis. Minerva Chir.,2009; 64: 489-500
  Google Scholar
• 78. Shah A.N., Summy J.M., Zhang J., Park S.I., Parikh N.U., GallickG.E.: Development and characterization of gemcitabine-resistantpancreatic tumor cells. Ann. Surg. Oncol., 2007; 14: 3629-3637
  Google Scholar
• 79. Shah U.A., Saif M.W.: Tumor markers in pancreatic cancer: 2013.JOP, 2013; 14: 318-321
  Google Scholar
• 80. Shi Q., Abbruzzese J.L., Huang S., Fidler I.J., Xiong Q., Xie K.: Constitutive and inducible interleukin 8 expression by hypoxia andacidosis renders human pancreatic cells more tumorigenic and metastatic.Clin. Cancer Res., 1999; 5: 3711-3721
  Google Scholar
• 81. Shin S.J., Kim K.O., Kim M.K., Lee K.H., Hyun M.S., Kim K.J., ChoiJ.H., Song H.S.: Expression of E-cadherin and uPA and their associationwith the prognosis of pancreatic cancer. Jpn. J. Clin. Oncol.,2005; 35: 342-348
  Google Scholar
• 82. Shukla S., Wu C.P., Ambudkar S.V.: Development of inhibitors ofATP-binding cassette drug transporters: present status and challenges.Expert Opin. Drug Metab. Toxicol., 2008; 4: 205-223
  Google Scholar
• 83. Simeone D.M.: Pancreatic cancer stem cells: implications for thetreatment of pancreatic cancer. Clin. Cancer Res., 2008; 14: 5646-5648
  Google Scholar
• 84. Strimpakos A., Saif M.W., Syrigos K.N.: Pancreatic cancer: frommolecular pathogenesis to targeted therapy. Cancer Metastasis Rev.,2008; 27: 495-522
  Google Scholar
• 85. Szakacs G., Paterson J.K., Ludwig J.A., Booth-Genthe C., GottesmanM.M.: Targeting multidrug resistance in cancer. Nat. Rev. DrugDiscov., 2006; 5: 219-234
  Google Scholar
• 86. The Alarming Rise of Pancreatic Cancer Deaths in the UnitedStates, Pancreatic Cancer Action Network, 2012
  Google Scholar
• 87. Thiery J.P. Acloque H., Huang R.Y., Nieto M.A.: Epithelial-mesenchymaltransitions in development and disease. Cell, 2009; 139:871-890
  Google Scholar
• 88. Wang J., Sen S.: MicroRNA functional network in pancreatic cancer:from biology to biomarkers of disease. J. Biosci., 2011; 36: 481-491
  Google Scholar
• 89. Xia F., Taghian D.G., DeFrank J.S., Zeng Z.C., Willers H., Iliakis G.,Powell S.N.: Deficiency of human BRCA2 leads to impaired homologousrecombination but maintains normal nonhomologous endjoining. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 2001; 98: 8644-8649
  Google Scholar
• 90. Yang Y., Liu H., Li Z., Zhao Z., Yip-Schneider M., Fan Q., SchmidtC.M., Chiorean E.G., Xie J., Cheng L., Chen J.H., Zhang J.T.: Role of fattyacid synthase in gemcitabine and radiation resistance of pancreaticcancers. Int. J. Biochem. Mol. Biol., 2011; 2: 89-98
  Google Scholar
• 91. Yu S., Lu Z., Liu C., Meng Y., Ma Y., Zhao W., Liu J., Yu J., ChenJ.: miRNA-96 suppresses KRAS and functions as a tumor suppressorgene in pancreatic cancer. Cancer Res., 2010; 70: 6015-6025
  Google Scholar
• 92. Zhang Y., Li M., Wang H., Fisher W.E., Lin P.H., Yao Q., Chen C.:Profiling of 95 microRNAs in pancreatic cancer cell lines and surgicalspecimens by real-time PCR analysis. World J. Surg., 2009; 33: 698-709
  Google Scholar

Pełna treść artykułu