Abstrakt

Prawidłowe ludzkie komórki somatyczne mają bardzo ograniczone możliwości podziałowe, po wyczerpanu których wchodzą w fazę starzenia. Uważa się, że proces starzenia się komórek jest odpowiedzią na rozległe i nieodwracalne uszkodzenia DNA, umiejscowione w obrębie telomerowych i/ lub nietelomerowych sekwencji genomu. Gromadzenia się tego typu uszkodzeń jest spowodowane przede wszystkim przez stres oksydacyjny, narastający w związku z upośledzeniem funkcji mitochondriów. Komórki stare gromadzą się w tkankach w miarę starzenia organizmu, co jest wiązane przyczynowo z rozwojem wielu chorób wieku podeszłego, w tym choroby nowotworowej. Celem pracy, przygotowanej dokładnie 50 lat po odkryciu przez Leonarda Hayflicka związków między starzeniem się komórek a starzeniem organizmu jako całości, jest przedstawienie stanu wiedzy na temat molekularnych uwarunkowań starzenia na poziomie komórkowym, ze szczególnym uwzględnieniem roli stresu oksydacyjnego, efektorów starzenia w cyklu komórkowym, markerów tego procesu oraz wpływu komórek starych na rozwój określonych patologii związanych z wiekiem.

Wprowadzenie

Współczesna nauka oferuje wiele definicji procesu starzenia, a dobór odpowiedniej jest zwykle podyktowany konkretnym aspektem życia organizmu, którego ten proces dotyczy. Pod względem biologicznym, zjawisko to można określić jako zespół dynamicznych zmian, zależnych od upływu czasu oraz czynników środowiskowych, działają- cych na poziomie strukturalnym i czynnościowym ustroju [67]. Tak wyrażona definicja podkreśla uniwersalizm oraz fizjologiczną rolę tego procesu. W aspekcie medycznym, starzenie oceniane jest raczej pejoratywnie, co wynika z towarzyszącego mu wzrostu częstości występowania wielu chorób związanych z wiekiem (age-related diseases), znacząco pogarszających jakość i limitujących długość życia osób starszych [77]. Aby zrozumieć naturę zmian zachodzą- cych w przebiegu starzenia, najczęściej sięga się do modeli komórkowych, które stanowią swoisty „mikroświat”, odzwierciedlający prawidłowości rządzące całymi organizmami. Pamiętając, że w ubiegłym roku minęło 50 lat, odkąd po raz pierwszy powiązano wyczerpanie potencjału podziałowego komórek z procesem starzenia się organizmu człowieka jako całości [42], wartym wydaje się przedstawienie aktualnego stanu wiedzy na temat molekularnych mechanizmów rządzących starzeniem komórkowym, jak również związków między tym zjawiskiem a rozwojem wielu chorób związanych z wiekiem, w tym choroby nowotworowej.

Komórkowy model starzenia

Starzenie należy do procesów złożonych i jest wypadkową zjawisk biochemicznych i fizjologicznych, przebiegających na różnych poziomach organizacji ustroju, od pojedynczej komórki, do tkanek i narządów włącznie. W zgodnej opinii, proces starzenia, przebiegający na poziomie komórkowym, jest jednym z najlepszych modeli badań tego zjawiska, co wynika z możliwości dogłębnego wniknięcia w zdarzenia molekularne, zachodzące na poziomie makrocząsteczek, jak również poddawania komórek odpowiednim manipulacjom (np. wpływowi czynników środowiskowych, interwencjom genetycznym), pozwalającym na identyfikację w metabolizmie komórek tych zmian, które mogą być bezpośrednią przyczyną lub skutkiem procesu starzenia.

Jednym z pionierów badań nad starzeniem się komórek in vitro był francuski chirurg, Alexis Carrel [18], którego prace wniosły do ówczesnej wiedzy o starzeniu nie tyle treści merytoryczne (patrz: słynny „błąd Carrela” [114]), co raczej powszechne zainteresowanie tym zjawiskiem. Właściwe podwaliny współczesnej biogerontologii stworzyli dopiero jednak w latach sześćdziesiątych XX w. Leonard Hayflick i Paul Moorhead, którzy jako pierwsi dowiedli, że prawidłowe ludzkie komórki somatyczne mają ograniczone możliwości podziałowe in vitro, których kulminacją jest ich wejście w fazę replikacyjnego starzenia (replicative senescence) (ryc. 1) [42,43].

Mechanizmy starzenia się komórek somatycznych

Starzenie replikacyjne zależne od zmian długości i budowy telomerów

Unikatową cechą komórek eukariotycznych jest obecność tandemowych, swoistych gatunkowo powtórzeń na koń- cach chromosomów, zwanych telomerami. Struktury te nie zawierają sekwencji kodujących, a ich funkcja polega na stabilizacji i ochronie dystalnych odcinków chromosomów przed spontanicznym łączeniem się i degradacją wskutek działania nukleaz [11]. Rolę tę telomery pełnią dzięki zdolności do przyjmowania zdefiniowanej przestrzennie struktury dwuniciowej pętli t (t-loop), stabilizowanej białkami POT (protection of telomeres), TRF1/2 (telomeric repeat binding factor 1/2) i TIN2 (TRF1-interacting protein 2), wchodzącymi w skład tzw. kompleksu szelteryn, którego zadaniem jest osłanianie niesparowanego końca 3’ chromosomu (3’ overhang) [70].

Próby określenia biologicznego znaczenia telomerów zostały zapoczątkowane w latach trzydziestych ub.w. przez Hansa Mullera. Po trwających ponad pięćdziesiąt lat badaniach, w 1988 r. ustalono sekwencję, charakterystyczną dla odcinków telomerowych człowieka (5’-TTAGGG-3’) [74]. Niespełna dwa lata później, Calvin Harley, Bruce Futcher oraz Carol Greider wykazali, że oprócz funkcji ochronnej, telomery można uznać za swoisty dla komórki „licznik podziałów”. Tezę tę oparto na obserwacjach podziałów mitotycznych fibroblastów, którym towarzyszyło sukcesywne skracanie telomerowego DNA, oszacowane na około 50-200 par zasad (bp) na podział [41]. Uzyskane wyniki badań były bezpośrednim potwierdzeniem zasugerowanego już w latach 70 ub.w., niezależnie od siebie, przez Aleksieja Olovnikova [83] i Jamesa Watsona [113] tzw. problemu końca replikacji, którego istotą jest niezdolność polimerazy DNA do całkowitej replikacji dystalnych odcinków chromosomów. W jego wyniku, po osiągnięciu pewnej krytycznej długości telomeru [2], niezapewniającej już dalszej ochrony kodujących sekwencji DNA, komórka nieodwracalnie opuszcza cykl podziałowy i wchodzi w fazę starzenia [37,84].

W niektórych typach komórek, postępującej erozji telomerów przeciwdziała aktywność enzymu z rodziny odwrotnych transkryptaz, telomerazy [38]. Enzym ten występuje w postaci kompleksu rybonukleoproteinowego, który katalizuje przyłączanie powtórzeń TTAGGG w obrębie końcowych fragmentów liniowych chromosomów [33]. Aktywna postać enzymu składa się z kompleksu podjednostki hTR (hTERC), złożonej z cząsteczki RNA, komplementarnej do telomerowej sekwencji genomu oraz z podjednostki katalitycznej hTERT [36]. W większości ludzkich komórek somatycznych ekspresja genu kodują- cego hTERT jest zahamowana, co uniemożliwia tworzenie aktywnego kompleksu z hTR/hTERC i jest przyczyną osią- gania przez komórkę fazy replikacyjnego starzenia. Wyją- tek stanowią komórki germinalne i embrionalne komórki macierzyste [20]. Niewielką aktywnością tego enzymu cechują się też keratynocyty [53], komórki mezotelium otrzewnowego [58] oraz komórki nabłonka stercza [9].

Szczególną grupą komórek, cechujących się dużą aktywnością telomerazy są komórki nowotworowe, w których odbudowa telomerów i związane z tym unikanie procesu starzenia jest jednym z najważniejszych czynników warunkujących ich niekontrolowaną ekspansję [100]. Wykazano, że mechanizm zależnej od telomerazy rekonstrukcji telomerów dotyczy około 90% nowotworów [75]. Pozosta- ła część komórek złośliwych, w tym nowotwory pochodzenia mezenchymalnego, podlegają alternatywnemu procesowi wydłużania telomerów (alternative lengthening of telomeres; ALT), w którym odbudowa końcowych odcinków chromosomów zachodzi na skutek rekombinacji homologicznej [30].

Niedawne badania wskazują, że elementem decydującym o wejściu komórki w stadium starzenia, poza sukcesywną utratą telomerowego DNA, mogą być zmiany strukturalne w obrębie pętli telomeru, na jego końcu 3’. Mechanizm tych zmian obejmuje stopniową utratę stabilności pętli, która prowadzi do niekontrolowanej ekspozycji bogatego w reszty guaniny końca telomeru na składniki nukleoplazmy, czego skutkiem jest zainicjowanie starzenia się komórek niewykazujących ekspresji aktywnej postaci telomerazy [63]. Istotną rolę dystalnych odcinków telomerów w indukcji starzenia potwierdzają obserwacje wskazujące na indukcyjną rolę jednoniciowego fragmentu guanozynowego w aktywacji scieżki sygnalizacyjnej starzenia, zależnej od białka p53 [97]. Dodatkowego potwierdzenia roli zaburzenia struktury końca 3’ telomeru w indukcji starzenia dostarczyły badania z wykorzystaniem wektora adenowirusowego, zawierającego sekwencję TRF2AD, której ekspresja wywołała dekompozycję struktury przestrzennej fragmentu 3’, prowadzącą do trwałej blokady cyklu komórkowego, związanej z nadekspresją białka p16Ink4A oraz hipofosforylacją białka retinoblastoma (pRb) [63].

Stres oksydacyjny a starzenie zależne od zmian długości telomerów

Liczne obserwacje wskazują, że poza problemem końca replikacji, postępująca destrukcja telomerowego DNA może również zachodzić z powodu długotrwałej ekspozycji komórek na czynniki stresogenne, szczególnie na stres oksydacyjny [6]. Jednym z bezpośrednich następstw ekspozycji DNA na reaktywne formy tlenu (RFT) są uszkodzenia w obrębie, szczególnie wrażliwej na utlenianie, sekwencji bogatej w guaniny na końcach 3’ telomerów [108]. Dochodzi do akumulacji jedno- oraz dwuniciowych pęknięć DNA w regionach telomerowych, stanowiących bezpośrednią przeszkodę w kontynuacji syntezy nici potomnej i przesłankę do natychmiastowego przerwania replikacji [109]. Potwierdzenia wpływu stresu oksydacyjnego na skracanie się telomerów dostarczyły eksperymenty wykonane na fibroblastach, hodowanych w warunkach hiperoksji (40% tlenu), w przebiegu których stwierdzono znamienny wzrost tempa fazy replikacyjnego starzenia przez komórki, które następowało zwykle po zaledwie kilku rundach replikacji. Na poziomie molekularnym, wymiernym skutkiem zastosowanych warunków hodowlanych było nasilenie tempa skracania się telomerów, które osiągały długość krytyczną, porównywalną z komórkami utrzymywanymi w warunkach prawidłowego ciśnienia parcjalnego tlenu, przy znacząco niższej liczbie przebytych podziałów [110].

Efektory starzenia zależnego od zmian długości telomerów

Głównym mediatorem, odpowiedzialnym za reakcję komórki na rozległe uszkodzenia telomerowego DNA (rozpoznawanego jako pęknięcia dwuniciowe) jest białko p53. Białko to należy do głównych supresorów kancerogenezy i jest jednym z najbardziej znanych czynników mediujących replikacyjne starzenie się komórki [47]. Proces aktywacji białka p53 może przebiegać za pośrednictwem przyłączania reszt acetylowych do jego końca karboksylowego, modulowanego przez czynnik związany z białkiem p300/CBP oraz w wyniku fosforylacji N-końca cząsteczki, w której główną rolę odgrywają kinazy ATM i DNA-PK [63]. W ostatnim z mechanizmów indukcji p53, istotną funkcję pełni białko onkogenne Mdm2 (murine double minute 2), które jest zdolne do wiązania się z jego domeną transaktywacyjną i blokowania jego zdolności do hamowania cyklu komórkowego oraz indukcji apoptozy [73]. Dzięki aktywności ligazy ubikwitynylowej, białko Mdm2 bierze udział w modyfikacji p53 i pośredniczy w kierowaniu go na drogę degradacji w proteosomach [102]. Białko p53 może pośredniczyć w aktywacji białka Mdm2 na poziomie transkrypcji, co sugeruje występowanie ujemnego sprzężenia zwrotnego, kontrolującego utrzymywanie obu białek na niskim poziomie, a to jest szczególnie istotne w warunkach braku obecności stresów komórkowych [73].

W komórkach starych aktywacja białka p53 indukuje powstanie w telomerach ognisk uszkodzeń DNA związanych ze starzeniem (senescence-associated DNA damage foci; SDF), których objawem jest obecność ufosforylowanej postaci histonu H2A.X (γ-H2A.X), białek 53BP1 oraz MRE11 [4]. Powstanie licznych SDF wywołuje rekrutację oraz aktywację kinaz ATM, które bezpośrednio lub z udziałem kinaz Chk2, katalizują przyłączenie reszty fosforanowej do białka p53, doprowadzając do rozpadu kompleksu p53- -Mdm2 i aktywacji p53 [111].

Efektorem działania białka p53 jest regulator cyklu komórkowego p21Cip1, który przez wiązanie z cyklinozależ- nymi kinazami CDK4 i CDK6 oraz kompleksem CDK2-cyklina E, powoduje ich dezaktywację, czego następstwem jest zahamowanie fosforylacji białka pRb [44]. Hipoufosforylowana postać białka pRb bierze udział w wiązaniu czynnika Mdm2, uniemożliwiając mu połączenie się z białkiem p53 i jego degradację. Dodatkowym elementem promującym zatrzymanie podziałów komórkowych jest bezpośrednie oddziaływanie białka p21Cip1 z jądrowym antygenem komórek proliferujących (Proliferating Cell Nuclear Antygen; PCNA) oraz innymi regulatorami, takimi jak kinazy MEKK5 (Mitogen-Activated Protein Kinase Kinase Kinase 5), SAPK (Stress-Activated Protein Kinase) i kalmodulina [96]. Główna rola białka p21Cip1 w indukcji starzenia została potwierdzona w badaniach przeprowadzonych na fibroblastach, w których komórki z zablokowaną ekspresją genu p21Cip1 nie były zdolne do zaprzestania podziałów. Wykazano także, że w efektywnej odpowiedzi komórki na uszkodzenia genomu, niezbędny jest udział obydwu bia- łek (p53 i p21Cip1), gdyż w warunkach braku aktywnej postaci białka p53, aktywacja p21Cip1 może nie nastąpić [45].

Badania poświęcone roli białka p21Cip1 w komórce wykazały, że poza ważną rolą efektorową w procesie generowania przez białko p53 swoistej odpowiedzi komórkowej, wywoływanej uszkodzeniem telomerowego DNA, istnieje mechanizm alternatywnej aktywacji p21Cip1 w szlaku niezależnym od p53. Występowanie tego zjawiska stwierdzono w warunkach ekspozycji komórek na działanie miozyny oraz transformującego czynnika wzrostu β1 [3,25]. Wskazuje się, że występująca w tym przypadku regulacja syntezy białka p21Cip1 zachodzi w wyniku bezpośredniego oddziaływania aktywatorów transkrypcyjnych na jego region promotorowy lub przez modulację stabilności zarówno na poziomie mRNA jak i białka [35]. Warto dodać, że następujący w odpowiedzi na różnorodne czynniki stresowe wzrost ekspresji p21Cip1, niezwiązany z białkiem p53, ma charakter przejściowy, a ostateczne osiągnięcie przez komórkę fazy starzenia wymaga postępującej po sobie aktywacji białek p53 i p21Cip1 [96]. Obecnie uważa się, że wzrost ekspresji p21Cip1 w mechanizmie p53-niezależnym jest swoisty dla określonych warunków fizjologicznych i pełni istotną funkcję w tymczasowym hamowaniu cyklu komórkowego, poprzedzającym proces różnicowania się komórek [69] (ryc. 2).

Starzenie replikacyjne niezależne od zmian długości telomerów

Na podstawie badań in vitro wykazano, że w niektórych typach komórek proces starzenia zachodzi bez wykrywalnych zmian w  budowie i  długości telomerowego DNA [53] (ryc. 3). Obserwację potwierdzono w komórkach nabłonkowych gruczołu piersiowego, stercza oraz keratynocytów, w których ektopowa ekspresja podjednostki katalitycznej hTERT okazała się niewystarczająca – w przeciwieństwie do komórek starzejących się w sposób telomerozależny – do ich unieśmiertelnienia. Osiągnięto to dopiero wówczas, gdy ekspresję hTERT połączono z zahamowaniem aktywności białka p16Ink4A [54]. Cytowane badania stały się przyczynkiem do stwierdzenia, że starzenie się komórek pochodzenia nabłonkowego przebiega zupełnie innym szlakiem niż inicjowany destrukcją telomerowego DNA oraz działaniem układu białek p53-p21Cip1.

Poza obecnością niezależnego od zmian długości telomerów mechanizmu kontrolującego inicjację procesu replikacyjnego starzenia, cechą charakterystyczną komórek nabłonkowych jest posiadanie znacząco niższego potencjału proliferacyjnego w porównaniu z komórkami, których replikacja zależy od zmian długości i budowy koń- cowych odcinków chromosomów. Możliwości podziałowe komórek nabłonkowych zazwyczaj wynoszą około 10-20 podwojeń populacji, podczas gdy średni limit Hayflicka osiagany przez starzejące się w sposób telomerozależ- ny fibroblasty, mieści się w granicach 40-90 podziałów [54,89].

Rola białka p16Ink4A w starzeniu telomeroniezależnym

Badania przeprowadzone na komórkach, w których proces starzenia przebiegał bez zmian długości telomerów wykazały, że rolę głównego efektora ich starzenia na poziomie cyklu komórkowego może pełnić białko p16Ink4A [54,89]. Mechanizm indukcji starzenia z udziałem białka p16Ink4A zachodzi przez jego przyłączenie do kinaz zależnych od cyklin i blokowanie tworzenia kompleksów CDK4 i CDK6 z cykliną D, powodując hamowanie fosforylacji białka pRb i zatrzymanie cyklu komórkowego na etapie fazy G1 [68]. Do najważniejszych czynników, mających zdolność indukcji białka p16Ink4A należą: kinazy białkowe aktywowane mitogenami (Mitogen-Activated Protein Kinase; MAPK) [64], ekspresja onkogenu Ras [98], uszkodzenia DNA wywołane działaniem leków (bleomycyny i aktynomycyny D) [92], nieoptymalne warunki hodowlane [89] oraz zmiany strukturalne w obrębie pętli telomeru [104].

W czasie procesu starzenia, indukcja białka p16Ink4A następuje później niż aktywacja białek p53 i p21Cip1 [48,105]. Jest to zgodne z wynikami doświadczeń wykorzystujących hybrydyzację fluorescencyjną in situ (FISH), które wykazały, że ekspresja tego białka narasta w sposób gwałtowny dopiero w komórkach z późnych pasaży [76]. Dużą w tym rolę odgrywa czynnik transkrypcyjny Ets1, którego ekspresja także wzrasta w komórkach starych, prowadząc do zahamowania aktywności białka Id1, będącego represorem p16Ink4A [82]. Rolę inhibitora białka p16Ink4A pełni również białko Bmi-1, którego udział w hamowaniu ekspresji p16Ink4A wykazały badania Jacobsa i wsp., w których opisano indukcję przedwczesnego starzenia się komórek z wyciszoną ekspresją Bmi-1 [49]. Guney i wsp. wykazali natomiast, że zablokowanie aktywności białka p16Ink4A zależne od czynnika Bmi-1 wymaga aktywacji ścieżki sygnalizacyjnej onkoproteiny c-Myc [39].

Interesujących informacji, rzucających nowe światło na znaczenie białka p16Ink4A w komórkowym starzeniu, dostarczyły także badania Beausejoura i wsp., którzy wykorzystując technikę transfekcji lentiwirusowej do regulacji poziomu ekspresji mediatorów starzenia p53 i p16Ink4 dowiedli, że komórki stare, cechujące się dużym stężeniem białka p16Ink4 pozostają niezdolne do proliferacji, mimo inaktywacji w nich białka p53. W przeciwieństwie do nich, komórki o niskiej ekspresji p16Ink4, w których inaktywowano białko p53 podejmowały zaprzestaną wcze- śniej aktywność mitotyczną, co sugeruje, że rolą p16Ink4 w komórkach starych jest nie tylko blokowanie podziałów komórkowych, lecz także, a może nawet przede wszystkim, zapewnianie permanentności tego stanu [8]. Spostrzeżenie to jest szczególnie ważne ze względu na to, iż wzrost ekspresji białka p16Ink4 następuje nie tylko w komórkach starzejących się w sposób niezależny od telomerów, lecz zachodzi także np. w fibroblastach [82], w któ- rych krótko po wejściu w fazę starzenia, ekspresja białka p21Cip1, współdziałającego z p53 w blokadzie cyklu, ulega stopniowemu obniżaniu [105].

Starzenie przedwczesne indukowane stresem

Istnieje wiele dowodów na to, że w określonych sytuacjach proces starzenia może zostać wywołany na długo przed osiągnięciem przez komórki typowej dla nich maksymalnej liczby podziałów. Zjawisko określa się mianem starzenia przedwczesego indukowanego stresem (stress- -induced premature senesence; SIPS) występuje najczę- ściej w rezultacie ekspozycji komórek na niesprzyjające warunki hodowli in vitro (tzw. szok hodowlany), jak również może być wynikiem zadziałania na komórki różnego rodzaju stresorów [81,107].

Jako szok hodowlany rozumie się wiele bodźców, którym komórki podlegają po izolacji z organizmu i przeniesieniu do środowiska hodowlanego in vitro. Do najważniejszych z nich można zaliczyć: wzrost na powierzchniach plastikowych, brak heterogennych oddziaływań międzykomórkowych, nieoptymalny skład pożywki, jak również utrzymywanie hodowli w warunkach hiperoksji [101]. Badania wykonane na ludzkich komórkach nabłonkowych, wzrastających na warstwie odżywczej, utworzonej z fibroblastów traktowanych mitomycyną C wykazały, że optymalizacja podłoża wzrostowego powoduje dwukrotny wzrost potencjału replikacyjnego komórek, czemu towarzyszyło obniżenie poziomu ekspresji biał- ka p16Ink4A [89].

Odrębną grupą czynników, odpowiedzialnych za rozwój SIPS są mutacje, prowadzące do aktywacji wielu protoonkogenów, np. Ras, Raf, Mos, PTEN, NF1 [24]. Szczególnie interesującym induktorem SIPS jest onkogen Ras, odpowiedzialny za przekazywanie mitogennych sygnałów z receptora tyrozynowego przez wiązanie cząsteczki GTP [12]. Badania potwierdziły, że ekspresja Ras w komórkach powoduje rozwój przedwczesnego starzenia, którego bezpo- średnim następstwem jest zwiększenie aktywności białek p16Ink4A i p53 oraz trwałe zatrzymanie podziałów, w typowej dla replikacyjnego starzenia fazie G1 [98].

Wiele obserwacji wskazuje, że jednym z czynników bezpośrednio zaangażowanych w rozwój procesu SIPS jest akumulacja RFT w komórce. Potwierdzają to m.in. badania na fibroblastach, których hodowla w warunkach małej prężności tlenu umożliwiła komórkom skuteczne ominięcie fazy starzenia, wywoływanej działaniem onkogenu Ras [62]. Natomiast inaktywacja genu seladyny-1, pełniącej rolę sensora poziomu stresu oksydacyjnego, efektywnie zahamowała starzenie komórek zależne od aktywności Ras, doprowadząc do transformacji [116]. Na podstawie tych obserwacji wysunięto tezę, że indukcja SIPS jest dynamiczną odpowiedzią komórki na działanie czynników, mogących wywołać rozwój zmian neoplastycznych [98]. Z tego też powodu, zarówno wywołane podziałami mitotycznymi replikacyjne starzenie się komórek somatycznych, jak również indukowane działaniem różnego typu stresorów SIPS, uznawane są za utrwalony ewolucyjnie mechanizm supresji nowotworów [14].

Fenotyp komórek starych

Komórki, które osiągnęły fazę starzenia, czy to na skutek przebycia krytycznej liczby podziałów, czy też pod wpływem określonych stresorów, w sposób zasadniczy różnią się od komórek proliferujących wieloma cechami morfologicznymi i  czynnościowymi, określanych wspólnym mianem fenotypu komórek starych [93]. Do najbardziej klasycznych cech komórek starych należą: zwiększenie rozmiarów (hipertrofia), spłaszczenie, utrata jednolitego kształtu, wielojądrzastość i wakuolizacja [10,43,51]. Oprócz tego, może dochodzić do agregacji białek w retikulum endoplazmatycznym, przy jednoczesnym zmniejszeniu ekspresji białek opiekuńczych BiP, biorących udział w ich fałdowaniu [80]. Wzrastający poziom RFT zaburza pracę i strukturę mitochondriów, w tym zaburza ciągłość grzebieni mitochondrialnych oraz błony wewnętrznej [106]. Dysfunkcja dotyczy także lizosomów, a jej głównym przejawem jest gromadzenie się fluoryzującego pigmentu, lipofuscyny [103]. Prawdopodobnym skutkiem niewydolności tych organelli jest także pojawienie się w cytoplazmie aktywności β-galaktozydazy, która w przeciwieństwie do tzw. cał- kowitej odmiany tego enzymu, wykrywanej przy pH 4,0, wykrywana jest przy pH 6,0, zyskując miano „związanej ze starzeniem” (senescence-associated β-galactosidase; SA-β-Gal) [28]. Obecnie, mimo pewnych głosów krytyki [99], SA-β-Gal jest najczęściej wykorzystywanym markerem komórek starych w badaniach in vitro i in vivo. Innymi uznawanymi markerami komórek starych są: ufosforylowana postać histonu H2A.X (γ-H2A.X) [31], wyspecjalizowane domeny fakultatywnej heterochromatyny (senesence-associated heterochromatic foci; SAHF) [119], domeny DNA-SCARS (DNA segments with heterochromatin alterations reinforcing senesence) [95] oraz produkt oksydacyjnych uszkodzeń DNA, 8-hydroksy-2’-deoksyguanozyna (8-OH-dG) [115].

Inną, ważną cechą komórek starych jest zmiana ekspresji wielu genów, kontrolujących podstawowe aspekty metabolizmu komórki (tabela 1) [87,118]. Należy jednocześnie podkreślić, że mimo morfologicznej degeneracji, trwałej niezdolności do podziałów i rozległych, nienaprawialnych uszkodzeń makrocząsteczek, szczególnie DNA, komórki stare przez długi czas pozostają żywe i aktywne metabolicznie [17], w czym dużą rolę odgrywa ich oporność na docierające sygnały proapoptotyczne [40].

Fenotyp sekrecyjny związany ze starzeniem

Pochodną zmiany ekspresji genów w komórkach starych, a zarazem cechą szczególnie ważną w związku z ich rolą w procesie starzenia się organizmu jako całości oraz rozwoju chorób związanych z wiekiem jest nabywanie tzw. fenotypu sekrecyjnego (senescence-associated secretory phenotype; SASP). Istotą tego zjawiska jest wzmożone wydzielanie do środowiska wielu czynników o zróżnicowanych funkcjach, które można zaliczyć do kilku kategorii. Są wśród nich cytokiny (IL-1, -6, -7, -13, -15) i chemokiny prozapalne (CCL2/MCP-1, CCL8/MCP-2, CCL26, CXCL8/IL- 8, CXCL12/SDF-1), czynniki wzrostu (amfiregulina, EGF, hFGF, HGF, heregulina, KGF, NGF, VEGF), proteazy i ich modulatory (MMP-1, -3, -10, -12, -13, -14, TIMP-2, PAI-1, PAI-2, t-PA, u-PA, katepsyna B), rozpuszczalne lub zrzucane z powierzchni receptory i ligandy (ICAM-1, ICAM- 3, OPG, sTNFR1, Fas, SGP130, EGF-R) oraz składniki ECM (fibronektyna) [21,23].

Uważa się, że główny udział w powstawaniu SASP mają gromadzące się w komórkach starych uszkodzenia DNA, których następstwem jest mobilizacja kinaz ATM i CHK2 oraz białka adaptorowego NBS1, koniecznych do zwiększonego wydzielania czynników prozapalnych [94]. Istotne dla rozwoju tej cechy są także zmiany zachodzące w architekturze chromatyny jądrowej [88]. Elementem tych zmian jest m.in. gromadzenie się podjednostki p65 czynnika transkrypcyjnego NF-κB, który może pełnić funkcję nadrzędnego regulatora rozwoju omawianej cechy [19]. Potwierdzeniem tej tezy były obserwacje, w których zablokowanie podjednostki p65/NF-κB spowodowało znamienne ograniczenie zdolności wydzielniczych komórek starych [34]. W związku z tym na szczególną uwagę zasługuje pobudzenie aktywności transkrypcyjnej NF-κB pod wpływem działania kinazy p38 MAPK, która prawdopodobnie może wzbudzać właściwości sekrecyjne komórek w sposób niezależny od aktywacji szlaków odpowiedzi na uszkodzone DNA [34].

Integralnym elementem rozwoju SASP mogą być także kompleksy receptorów i białek efektorowych, kontrolujących przebieg reakcji zapalnej, zwane inflammasomami [60], a szczególnie związana z ich aktywnością ścież- ka sygnałowa IL-1 [1]. Jeden z receptorów wchodzących w skład inflammasomów, RIG-1 (retinoic acid inducible gene-1), zaangażowany w indukcję czynników prozapalnych, w tym IL-6 i CXCL8/IL-8, jest także silnym aktywatorem NF-κB [66].

Znaczenie starzenia się komórek dla starzenia się organizmu

Pierwszym, który zasugerował, że starzenie się komórek może odzwierciedlać określone aspekty starzenia się organizmu jako całości był Leonard Hayflick. Podstawą ku temu była obserwacja, że komórki pobrane od dojrzałych dawców cechują się mniejszymi możliwościami proliferacyjnymi niż te, pobrane od płodów [42]. Podobną korelację między wiekiem dawcy a osiąganą przez komórki liczbą podziałów odnotowano w komórkach mezotelium otrzewnowego [59], śródbłonka naczyniowego [46] oraz keratynocytach [91]. Innym dowodem na istnienie współ- zależności między starzeniem się komórek in vitro a starzeniem się organizmu jako całości in vivo było stwierdzenie zwiększonego odsetka komórek starych w tkankach osób w wieku podeszłym [28,90].

Obecność komórek o fenotypowych cechach starzenia wykazano w jamie otrzewnej [59], w naczyniach krwionośnych, w obrębie blaszek miażdżycowych [71], w skórze [28], w rogówce [117] oraz w krążkach międzykręgowych [61]. Gromadzenie się w tkankach komórek starych, które przez swoisty profil wydzielniczy wpływają na kształtowanie miejscowego mikrośrodowiska, może być przyczyną powstawania tzw. fenotypu degeneracyjnego związanego z wiekiem (age-associated degenerative phenotype) [16], czego skutkiem jest wzrost podatności organizmu na rozwój określonych patologii, w tym chorób układu sercowo-naczyniowego, neurodegeneracyjnych oraz schorzeń układu ruchu. Jest to możliwe w obliczu danych statystycznych, które wykazują, że do uniwersalnych, lecz nie obligatoryjnych skutków starzenia należą m.in.: postępująca atrofia mięśni, spadek elastyczności skóry, wydłużenie średniego czasu gojenia się ran, postępują- cy zanik siatkówki oraz zmniejszenie przejrzystości soczewki oka [77].

Jednym z bezpośrednich skutków wywoływanych obecnością komórek starych in vivo jest zaburzenie prawidłowej struktury tkanek [56]. Dowodzą tego m.in. badania Parrinello i wsp., którzy analizując proces różnicowania się komórek nabłonka gruczołu piersiowego wykazali, że obecność starych fibroblastów działa destrukcyjnie (przez wzrost wydzielania metaloproteaz) na właściwe kształtowanie się rozgałęzionych struktur pęcherzykowych, zaangażowanych w wytwarzanie mleka [86]. Natomiast gromadzenie się starych komórek mięśni gładkich tętnicy płucnej u pacjentów z przewlekłą obturacyjną chorobą płuc okazało się dodatnio korelować z rozwojem hipertrofii ściany naczyń. Komórki te pobudzały proliferację i migrację swych młodych odpowiedników, co według autorów przywołanej pracy może leżeć u podstaw rozwoju nadciśnienia płucnego u tych chorych [79]. Komórki stare mogą się także przyczyniać do rozwoju lub zaostrzenia przebiegu miażdżycy. Podejrzewa się, że jednym ze skutków SASP, generowanego przez komórki stare w obrębie blaszki miażdżycowej może być nasilenie prozapalnego charakteru środowiska, tworzonego pierwotnie przez makrofagi w przestrzeni podśródbłonkowej [112].

Starzenie a rozwój choroby nowotworowej

Najpoważniejszą jednak patologią, pozostającą w nierozerwalnym związku z procesem starzenia jest choroba nowotworowa [32]. Dowody potwierdzające istnienie związku między tymi dwoma procesami pochodzą zarówno z do- świadczeń na zwierzętach, jak również z obserwacji pacjentów onkologicznych. Już w latach 80 ub.w. Zimmerman i wsp., analizując wpływ wieku na rozwój nowotworów trzustki u myszy stwierdzili, że ekspozycja zwierząt na dzia- łanie kancerogennej pochodnej nitrozomocznika indukuje rozwój nowotworów wyłącznie u osobników starszych [120]. Badania na modelu szczurzym wykazały, że syngeniczny przeszczep transformowanych hepatocytów spowodował rozwój zmian nowotworowych przede wszystkim w wątrobie osobników starszych [72]. U ludzi częstość występowania nowotworów wzrasta wykładniczo z wiekiem i obejmuje ponad 60% osób po 65 roku życia [50]. Co ważne, szczególne przyspieszenie tempa rozwoju nowotworów obserwuje się dopiero w wieku dojrzałym (około połowy średniej długości życia człowieka) [5,27], co prawdopodobnie wynika z czasu, niezbędnego do nagromadzenia się w komórkach krytycznej liczby onkogennych mutacji [56]. Jednak aberracje genetyczne obecne w komórkach preneoplastycznych, a często także w przylegających do nich komórkach prawidłowych, nie zawsze przekładają się na rozwinięcie fenotypu nowotworowego in vivo [26,29,52]. Oznacza to, że w wielu typach nowotworów, nagromadzenie się dużej liczby mutacji nie jest warunkiem wystarczającym do zainicjowania procesu rozrostowego, co wskazuje, że zasadnicze znaczenie dla progresji nowotworu ma także odpowiednie mikrośrodowisko tkankowe, przyzwalające na przekształcenie się komórek preneoplastycznych w komórki o w pełni wyrażonych cechach złośliwości [55,85].

Na podstawie wiadomości o gromadzeniu się z wiekiem komórek starych, powstała koncepcja, zgodnie z którą to właśnie komórki stare, zwłaszcza fibroblasty, mogą tworzyć pronowotworowe warunki środowiska tkankowego. Teoria ta zakłada pewien dualizm biologicznego znaczenia procesu starzenia komórkowego, które z jednej strony, szczególnie w organizmach młodych, może stanowić postać mechanizmu supresorowego nowotworów (komórki które się nie dzielą, nie mogą ulec transformacji nowotworowej), a z drugiej, w miarę ich gromadzenia się w tkankach z wiekiem, może promować różnorakie elementy progresji nowotworów, szczególnie w oparciu o SASP [13,15]. Bezpo- średnich dowodów na potwierdzenie pronowotworowego działania komórek starych dostarczyły badania Krtolicy i wsp., którzy dowiedli, że stare fibroblasty promują w znacznie większym stopniu niż komórki młode proliferację preneoplastycznych komórek nabłonkowych oraz bardzo agresywnych komórek raka piersi MDA-231 in vitro. Działanie występowało także in vivo, gdy rozwój guzów nowotworowych po wszczepieniu myszom mieszanin komó- rek raka piersi ze starymi fibroblastami był bardziej nasilony w porównaniu z osobnikami, którym komórki rakowe implantowano w obecności fibroblastów młodych [57]. Jako główny mechanizm, leżący u podłoża pronowotworowego działania starych fibroblastów, autorzy cytowanej pracy zidentyfikowali bezpośrednie oddziaływania typu komórka prawidłowa-komórka nowotworowa. Liu i wsp. wykazali natomiast, że stare fibroblasty mogą stymulować progresję komórek raka piersi in vitro i in vivo także przez czynniki wydzielane do środowiska, w tym metaloproteazy oraz czynnik wzrostu hepatocytów (HGF) [65]. Połączony udział oddziaływań komórka-komórka oraz czynników wydzielanych do środowiska (szczególnie amfireguliny) wykazali natomiast Bavik i wsp., obserwując pobudzający wpływ starych fibroblastów na proliferację transformowanych komórek nabłonka stercza [7].

Komórki stare mogą wpływać na progresję nowotworów także w sposób pośredni, np. w wyniku pobudzania, podstawowego dla rozwoju guza, zjawiska angiogenezy [78]. Silnym źródłem czynników proangiogennych okazały się bowiem stare fibroblasty, które wydzielając zwiększone ilości VEGF efektywnie nasilały stopień inwazyjności komórek śródbłonka naczyniowego przez błony podstawne. Potwierdzeniem proangiogennego wpływu komórek starych były doświadczenia na zwierzętach, u których stwierdzono nasiloną waskularyzację zmian nowotworowych po wszczepieniu transformowanych komórek nabłonkowych wraz ze starymi fibroblastami [22].

Podsumowanie

Mimo mnogości określeń oraz sposobu przedstawiania zjawiska starzenia, intensywny rozwój naukowo-technologiczny ostatnich lat sprawił, że liczba osób w wieku podeszłym znacząco wzrosła. Trend ten zaowocował stopniowym przeobrażaniem się aglomeracji społecznych w „społeczeństwa starzejące się”. Obecnie dużym wyzwaniem jest konieczność dostosowania możliwości ekonomicznych, socjalnych i medycznych do potrzeb wzrastającego odsetka osób w wieku podeszłym. Rosną- ce nakłady finansowe ponoszone na opiekę medyczną osób starszych oraz wysoki odsetek śmiertelności wśród tej grupy wiekowej przyczyniają się do poszukiwania nowych rozwiązań, umożliwiających zachowanie korelacji między trwającym wzrostem średniej długości życia przy zachowaniu wysokiego poziomu jego jakości. Panuje zgoda, że najskuteczniejszym sposobem osiągnięcia tego kompromisu jest zgłębienie i zrozumienie procesu starzenia u jego podstaw, tj. na poziomie molekularnym i komórkowym. Obserwując postęp wiedzy o starzeniu wydaje się, że chwila kompleksowego zrozumienia uwarunkowań procesu starzenia jest bliska, następnym krokiem będzie natomiast przełożenie zdobytej wiedzy na grunt medycyny praktycznej, być może w oparciu o zasady rowijającej się medycyny spersonalizowanej lub nawet inżynierii genetycznej.

Przypisy

• 1. Acosta J.C., Banito A., Wuestefeld T., Georgilis A., Janich P., MortonJ.P., Athineos D., Kang T.W., Lasitschka F., Andrulis M., PascualG., Morris K.J., Khan S., Jin H., Dharmalingam G. i wsp.: A complexsecretory program orchestrated by the inflammasome controls paracrinesenescence. Nat. Cell Biol., 2013; 15: 978-990
  Google Scholar
• 2. Allsopp R.C., Harley C.B.: Evidence for a critical telomere lengthin senescent human fibroblasts. Exp. Cell Res., 1995; 219: 130-136
  Google Scholar
• 3. Alpan R.S., Pardee A.B.: p21WAF1/CIP1/SDI1 is elevated through a p53–independent pathway by mimosine. Cell Growth Differ., 1996; 7:893-901
  Google Scholar
• 4. Artandi S.E., Attardi L.D.: Pathways connecting telomeres andp53 in senescence, apoptosis, and cancer. Biochem. Biophys. ResCommun., 2005; 331: 881-890
  Google Scholar
• 5. Balducci L., Lyman G.H.: Cancer in the elderly. Epidemiologic andclinical implications. Clin. Geriatr. Med., 1997; 13: 1-14
  Google Scholar
• 6. Barascu A., Le Chalony C., Pennarun G., Genet D., Imam N., LopezB., Bertrand P.: Oxidative stress induces an ATM-independentsenescence pathway through p38 MAPK-mediated lamin B1 accumulation.EMBO J., 2012; 31: 1080-1094
  Google Scholar
• 7. Bavik C., Coleman I., Dean J.P., Knudsen B., Plymate S., NelsonP.S.: The gene expression program of prostate fibroblast senescencemodulates neoplastic epithelial cell proliferation through paracrinemechanisms. Cancer Res., 2006; 66: 794-802
  Google Scholar
• 8. Beausejour C.M., Krtolica A., Galimi F., Narita M., Lowe S.W.,Yaswen P., Campisi J.: Reversal of human cellular senescence: rolesof the p53 and p16 pathways. EMBO J., 2003; 22: 4212-4222
  Google Scholar
• 9. Belair C.D., Yeager T.R., Lopez P.M., Reznikoff C.A.: Telomeraseactivity: a biomarker of cell proliferation, not malignant transformation.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997; 94: 13677-13682
  Google Scholar
• 10. Brandes D., Murphy D.G., Anton E.B., Barnard S.: Ultrastructuraland cytochemical changes in cultured human lung cells. J. Ultrastruct.Res., 1972; 39: 465-483
  Google Scholar
• 11. Broccoli D.: Function, replication and structure of the mammaliantelomere. Cytotechnology, 2004; 45: 3-12
  Google Scholar
• 12. Cahill M.A., Janknecht R., Nordheim A.: Signalling pathways:jack of all cascades. Curr. Biol., 1996; 6: 16-19
  Google Scholar
• 13. Campisi J.: Cancer, aging and cellular senescence. In Vivo, 2000;14: 183-188
  Google Scholar
• 14. Campisi J.: Cellular senescence as a tumor-suppressor mechanism.Trends Cell Biol., 2001; 11: S27-S31
  Google Scholar
• 15. Campisi J.: Cancer and ageing: rival demons? Nat. Rev. Cancer,2003; 3: 339-349
  Google Scholar
• 16. Campisi J., Andersen J.K., Kapahi P., Melov S.: Cellular senescence:a link between cancer and age-related degenerative disease?Semin. Cancer Biol., 2011; 21: 354-359
  Google Scholar
• 17. Campisi J., d`Adda di Fagagna F.: Cellular senescence: when badthings happen to good cells. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2007; 8: 729-740
  Google Scholar
• 18. Carrel A., Ebeling A.H.: Age and multiplication of fibroblasts. J.Exp. Med., 1921; 34: 599-623
  Google Scholar
• 19. Chien Y., Scuoppo C., Wang X., Fang X., Balgley B., Bolden J.E.,Premsrirut P., Luo W., Chicas A., Lee C.S., Kogan S.C., Lowe S.W.: Controlof the senescence-associated secretory phenotype by NF-κBpromotes senescence and enhances chemosensitivity. Genes Dev.,2011; 25: 2125-2136
  Google Scholar
• 20. Collins K., Mitchell J.R.: Telomerase in the human organism.Oncogene, 2002; 21: 564-579
  Google Scholar
• 21. Coppe J.P., Desprez P.Y., Krtolica A., Campisi J.: The senescence–associated secretory phenotype: the dark side of tumor suppression.Annu. Rev. Pathol., 2010; 5: 99-118
  Google Scholar
• 22. Coppe J.P., Kauser K., Campisi J., Beausejour C.M.: Secretion ofvascular endothelial growth factor by primary human fibroblastsat senescence. J. Biol. Chem., 2006; 281: 29568-29574
  Google Scholar
• 23. Coppe J.P., Patil C.K., Rodier F., Sun Y., Munoz D.P., Goldstein J.,Nelson P.S., Desprez P.Y., Campisi J.: Senescence-associated secretoryphenotypes reveal cell-nonautonomous functions of oncogenicRAS and the p53 tumor suppressor. PLoS Biol., 2008; 6: 2853-2868
  Google Scholar
• 24. Courtois-Cox S., Jones S.L., Cichowski K.: Many roads lead to oncogene-induced senescence. Oncogene, 2008; 27: 2801-2809
  Google Scholar
• 25. Datto M.B., Li Y., Panus J.F., Howe D.J., Xiong Y., Wang X.F.: Transforminggrowth factor beta induces the cyclin-dependent kinaseinhibitor p21 through a p53-independent mechanism. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 1995; 92: 5545-5549
  Google Scholar
• 26. Deng G., Lu Y., Zlotnikov G., Thor A.D., Smith H.S.: Loss of heterozygosityin normal tissue adjacent to breast carcinomas. Science,1996; 274: 2057-2059
  Google Scholar
• 27. DePinho R.A.: The age of cancer. Nature, 2000; 408: 248-254
  Google Scholar
• 28. Dimri G.P., Lee X., Basile G., Acosta M., Scott G., Roskelley C.,Medrano E.E., Linskens M., Rubelj I., Pereira-Smith O., Peacocke M.,Campisi J.: A biomarker that identifies senescent human cells inculture and in aging skin in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995;92: 9363-9367
  Google Scholar
• 29. Dolle M.E., Snyder W.K., Gossen J.A., Lohman P.H., Vijg J.: Distinctspectra of somatic mutations accumulated with age in mouseheart and small intestine. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000; 97:8403-8408
  Google Scholar
• 30. Draskovic I., Londono Vallejo A.: Telomere recombination andalternative telomere lengthening mechanisms. Front Biosci., 2013;18: 1-20
  Google Scholar
• 31. d`Adda di Fagagna F., Reaper P.M., Clay-Farrace L., Fiegler H.,Carr P., von Zglinicki T., Saretzki G., Carter N.P., Jackson S.P.: A DNAdamage checkpoint response in telomere-initiated senescence. Nature,2003; 426: 194-198
  Google Scholar
• 32. Finkel T., Serrano M., Blasco M.A.: The common biology of cancerand ageing. Nature, 2007; 448: 767-774
  Google Scholar
• 33. Forsyth N.R., Wright W.E., Shay J.W.: Telomerase and differentiationin multicellular organisms: turn it off, turn it on, and turn itoff again. Differentiation, 2002; 69: 188-197
  Google Scholar
• 34. Freund A., Patil C.K., Campisi J.: p38MAPK is a novel DNA damageresponse-independent regulator of the senescence-associatedsecretory phenotype. EMBO J., 2011; 30: 1536-1548
  Google Scholar
• 35. Gartel A.L., Tyner A.L.: Transcriptional regulation of the p21(WAF1/CIP1) gene. Exp. Cell Res., 1999; 246: 280-289
  Google Scholar
• 36. Greider C.W.: Telomere length regulation. Annu. Rev. Biochem.,1996; 65: 337-365
  Google Scholar
• 37. Greider C.W.: Telomeres and senescence: the history, the experiment,the future. Curr. Biol, 1998; 8: R178-R181
  Google Scholar
• 38. Greider C.W., Blackburn E.H.: Identification of a specific telomereterminal transferase activity in Tetrahymena extracts. Cell,1985; 43: 405-413
  Google Scholar
• 39. Guney I., Wu S., Sedivy J.M.: Reduced c-Myc signaling triggerstelomere-independent senescence by regulating Bmi-1 and p16INK4a.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 3645-3650
  Google Scholar
• 40. Hampel B., Wagner M., Teis D., Zwerschke W., Huber L.A., Jansen-Durr P.: Apoptosis resistance of senescent human fibroblasts iscorrelated with the absence of nuclear IGFBP-3. Aging Cell, 2005;4: 325-330
  Google Scholar
• 41. Harley C.B., Futcher A.B., Greider C.W.: Telomeres shorten duringageing of human fibroblasts. Nature, 1990; 345: 458-460
  Google Scholar
• 42. Hayflick L.: The limited in vitro lifetime of human diploid cellstrains. Exp. Cell Res, 1965; 37: 614-636
  Google Scholar
• 43. Hayflick L., Moorhead P.S.: The serial cultivation of human diploidcell strains. Exp. Cell Res, 1961; 25: 585-621
  Google Scholar
• 44. Herbig U., Jobling W.A., Chen B.P., Chen D.J., Sedivy J.M.: Telomereshortening triggers senescence of human cells through a pathwayinvolving ATM, p53, and p21CIP1, but not p16INK4a. Mol. Cell,2004; 14: 501-513
  Google Scholar
• 45. Herbig U., Sedivy J.M.: Regulation of growth arrest in senescence:telomere damage is not the end of the story. Mech. AgeingDev., 2006; 127: 16-24
  Google Scholar
• 46. Hoshi H., McKeehan W.L.: Isolation, growth requirements, cloning,prostacyclin production and life-span of human adult endothelialcells in low serum culture medium. In Vitro Cell Dev. Biol.,1986; 22: 51-56
  Google Scholar
• 47. Itahana K., Dimri G., Campisi J.: Regulation of cellular senescenceby p53. Eur. J. Biochem., 2001; 268: 2784-2791
  Google Scholar
• 48. Jacobs J.J., de Lange T.: Significant role for p16INK4a in p53-independenttelomere-directed senescence. Curr. Biol., 2004; 14: 2302-2308
  Google Scholar
• 49. Jacobs J.J., Kieboom K., Marino S., DePinho R.A., van LohuizenM.: The oncogene and Polycomb-group gene bmi-1 regulates cellproliferation and senescence through the ink4a locus. Nature, 1999;397: 164-168
  Google Scholar
• 50. Jemal A., Siegel R., Xu J., Ward E.: Cancer statistics, 2010. CACancer J. Clin., 2010; 60: 277-300
  Google Scholar
• 51. Johnson J.E.Jr.: Fine structure of IMR-90 cells in culture as examinedby scanning and transmission electron microscopy. Mech.Ageing Dev., 1979; 10: 405-443
  Google Scholar
• 52. Jonason A.S., Kunala S., Price G.J., Restifo R.J., Spinelli H.M.,Persing J.A., Leffell D.J., Tarone R.E., Brash D.E.: Frequent clones ofp53-mutated keratinocytes in normal human skin. Proc. Natl. Acad.Sci. USA, 1996; 93: 14025-14029
  Google Scholar
• 53. Kang M.K., Guo W., Park N.H.: Replicative senescence of normalhuman oral keratinocytes is associated with the loss of telomeraseactivity without shortening of telomeres. Cell Growth Differ.,1998; 9: 85-95
  Google Scholar
• 54. Kiyono T., Foster S.A., Koop J.I., McDougall J.K., Galloway D.A.,Klingelhutz A.J.: Both Rb/p16INK4a inactivation and telomerase activityare required to immortalize human epithelial cells. Nature,1998; 396: 84-88
  Google Scholar
• 55. Kleinerman D.I., Dinney C.P., Zhang W.W., Lin S.H., Van N.T.,Hsieh J.T.: Suppression of human bladder cancer growth by increasedexpression of C-CAM1 gene in an orthotopic model. CancerRes., 1996; 56: 3431-3435
  Google Scholar
• 56. Krtolica A., Campisi J.: Cancer and aging: a model for the cancerpromoting effects of the aging stroma. Int. J. Biochem. Cell Biol.,2002; 34: 1401-1414
  Google Scholar
• 57. Krtolica A., Parrinello S., Lockett S., Desprez P.Y., Campisi J.:Senescent fibroblasts promote epithelial cell growth and tumorigenesis:a link between cancer and aging. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,2001; 98: 12072-12077
  Google Scholar
• 58. Książek K., Passos J.F., Olijslagers S., Saretzki G., Martin-Ruiz C.,von Zglinicki T.: Premature senescence of mesothelial cells is associatedwith non-telomeric DNA damage. Biochem. Biophys. ResCommun., 2007; 362: 707-711
  Google Scholar
• 59. Książek K., Winckiewicz M., Staniszewski R., Breborowicz A., Witowski J.: Correlation between the donor age and the proliferativelifespan of human peritoneal mesothelial cells in vitro: is TGF-β1a link? Exp Gerontol., 2007; 42: 840-843
  Google Scholar
• 60. Lamkanfi M., Dixit V.M.: Inflammasomes: guardians of cytosolicsanctity. Immunol. Rev., 2009; 227: 95-105
  Google Scholar
• 61. Le Maitre C.L., Freemont A.J., Hoyland J.A.: Accelerated cellularsenescence in degenerate intervertebral discs: a possible rolein the pathogenesis of intervertebral disc degeneration. ArthritisRes. Ther., 2007; 9: R45
  Google Scholar
• 62. Lee A.C., Fenster B.E., Ito H., Takeda K., Bae N.S., Hirai T., Yu Z.X.,Ferrans V.J., Howard B.H., Finkel T.: Ras proteins induce senescenceby altering the intracellular levels of reactive oxygen species. J. Biol.Chem., 1999; 274: 7936-7940
  Google Scholar
• 63. Li G.Z., Eller M.S., Firoozabadi R., Gilchrest B.A.: Evidence thatexposure of the telomere 3’ overhang sequence induces senescence.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003; 100: 527-531
  Google Scholar
• 64. Lin A.W., Barradas M., Stone J.C., van Aelst L., Serrano M., LoweS.W.: Premature senescence involving p53 and p16 is activated inresponse to constitutive MEK/MAPK mitogenic signaling. GenesDev., 1998; 12: 3008-3019
  Google Scholar
• 65. Liu D., Hornsby P.J.: Senescent human fibroblasts increase theearly growth of xenograft tumors via matrix metalloproteinase secretion.Cancer Res, 2007; 67: 3117-3126
  Google Scholar
• 66. Liu F., Wu S., Ren H., Gu J.: Klotho suppresses RIG-I-mediatedsenescence-associated inflammation. Nat. Cell Biol., 2011; 13:254-262
  Google Scholar
• 67. Lopez-Otin C., Blasco M.A., Partridge L., Serrano M., KroemerG.: The hallmarks of aging. Cell, 2013; 153: 1194-1217
  Google Scholar
• 68. Lowe S.W., Sherr C.J.: Tumor suppression by Ink4a-Arf: progressand puzzles. Curr. Opin. Genet. Dev., 2003; 13: 77-83
  Google Scholar
• 69. Macleod K.F., Sherry N., Hannon G., Beach D., Tokino T., KinzlerK., Vogelstein B., Jacks T.: p53-dependent and independent expressionof p21 during cell growth, differentiation, and DNA damage.Genes Dev., 1995; 9: 935-944
  Google Scholar
• 70. Martinez P., Ferrara-Romeo I., Flores J.M., Blasco M.A.: Essentialrole for the TRF2 telomere protein in adult skin homeostasis. AgingCell, 2014; 13: 656-668
  Google Scholar
• 71. Matthews C., Gorenne I., Scott S., Figg N., Kirkpatrick P., RitchieA., Goddard M., Bennett M.: Vascular smooth muscle cells undergotelomere-based senescence in human atherosclerosis: effects of telomeraseand oxidative stress. Circ. Res, 2006; 99: 156-164
  Google Scholar
• 72. McCullough K.D., Coleman W.B., Smith G.J., Grishan J.W.: Age–dependent regulation of the tumorigenic potential of neoplasticallytransformed rat liver epithelial cells by the liver microenvironment.Cancer Res., 1994; 54: 3668-3671
  Google Scholar
• 73. Moll U.M., Petrenko O.: The MDM2-p53 interaction. Mol. CancerRes., 2003; 1: 1001-1008
  Google Scholar
• 74. Moyzis R.K., Buckingham J.M., Cram L.S., Dani M., Deaven L.L.,Jones M.D., Meyne J., Ratliff R.L., Wu J.R.: A highly conserved repetitiveDNA sequence, (TTAGGG)n, present at the telomeres of humanchromosomes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1988; 85: 6622-6626
  Google Scholar
• 75. Nabetani A., Ishikawa F.: Alternative lengthening of telomerespathway: recombination-mediated telomere maintenance mechanismin human cells. J. Biochem., 2011; 149: 5-14
  Google Scholar
• 76. Narita M., Nunez S., Heard E., Narita M., Lin A.W., Hearn S.A.,Spector D.L., Hannon G.J., Lowe S.W.: Rb-mediated heterochromatinformation and silencing of E2F target genes during cellular senescence.Cell, 2003; 113: 703-716
  Google Scholar
• 77. Naylor R.M., Baker D.J., van Deursen J.M.: Senescent cells: a noveltherapeutic target for aging and age-related diseases. Clin. Pharmacol.Ther., 2013; 93: 105-116
  Google Scholar
• 78. Nishida N., Yano H., Nishida T., Kamura T., Kojiro M.: Angiogenesisin cancer. Vasc. Health Risk Manag., 2006; 2: 213-219
  Google Scholar
• 79. Noureddine H., Gary-Bobo G., Alifano M., Marcos E., Saker M.,Vienney N., Amsellem V., Maitre B., Chaouat A., Chouaid C., Dubois-Rande J.L., Damotte D., Adnot S.: Pulmonary artery smoothmuscle cell senescence is a pathogenic mechanism for pulmonaryhypertension in chronic lung disease. Circ. Res., 2011; 109: 543-553
  Google Scholar
• 80. Nuss J.E., Choksi K.B., DeFord J.H., Papaconstantinou J.: Decreasedenzyme activities of chaperones PDI and BiP in aged mouselivers. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2008; 365: 355-361
  Google Scholar
• 81. Ogryzko V.V., Hirai T.H., Russanova V.R., Barbie D.A., HowardB.H.: Human fibroblast commitment to a senescence-like state inresponse to histone deacetylase inhibitors is cell cycle dependent.Mol. Cell Biol., 1996; 16: 5210-5218
  Google Scholar
• 82. Ohtani N., Zebedee Z., Huot T.J., Stinson J.A., Sugimoto M., OhashiY., Sharrocks A.D., Peters G., Hara E.: Opposing effects of Ets and Idproteins on p16INK4a expression during cellular senescence. Nature,2001; 409: 1067-1070
  Google Scholar
• 83. Olovnikov A.M.: Principle of marginotomy in template synthesisof polynucleotides. Dokl. Akad. Nauk SSSR, 1971; 201: 1496-1499
  Google Scholar
• 84. Olovnikov AM.: Telomeres, telomerase, and aging: origin of thetheory. Exp. Gerontol., 1996; 31: 443-448
  Google Scholar
• 85. Park C.C., Bissell M.J., Barcellos-Hoff M.H.: The influence of themicroenvironment on the malignant phenotype. Mol. Med. Today,2000; 6: 324-329
  Google Scholar
• 86. Parrinello S., Coppe J.P., Krtolica A., Campisi J.: Stromal-epithelialinteractions in aging and cancer: senescent fibroblasts alter epithelialcell differentiation. J. Cell Sci., 2005; 118: 485-496
  Google Scholar
• 87. Pascal T., Debacq-Chainiaux F., Chretien A., Bastin C., DabeeA.F., Bertholet V., Remacle J., Toussaint O.: Comparison of replicativesenescence and stress-induced premature senescence combiningdifferential display and low-density DNA arrays. FEBS Lett.,2005; 579: 3651-3659
  Google Scholar
• 88. Pazolli E., Alspach E., Milczarek A., Prior J., Piwnica-Worms D.,Stewart S.A.: Chromatin remodeling underlies the senescence-associatedsecretory phenotype of tumor stromal fibroblasts that supportscancer progression. Cancer Res., 2012; 72: 2251-2261
  Google Scholar
• 89. Ramirez R.D., Morales C.P., Herbert B.S., Rohde J.M., Passons C.,Shay J.W., Wright W.E.: Putative telomere-independent mechanismsof replicative aging reflect inadequate growth conditions. GenesDev, 2001; 15: 398-403
  Google Scholar
• 90. Ressler S., Bartkova J., Niederegger H., Bartek J., Scharffetter–Kochanek K., Jansen-Durr P., Wlaschek M.: p16INK4A is a robust invivo biomarker of cellular aging in human skin. Aging Cell, 2006;5: 379-389
  Google Scholar
• 91. Rheinwald J.G., Green H.: Serial cultivation of strains of humanepidermal keratinocytes: the formation of keratinizing colonies fromsingle cells. Cell, 1975; 6: 331-343
  Google Scholar
• 92. Robles S.J., Adami G.R.: Agents that cause DNA double strandbreaks lead to p16INK4a enrichment and the premature senescenceof normal fibroblasts. Oncogene, 1998; 16: 1113-1123
  Google Scholar
• 93. Rodier F., Campisi J.: Four faces of cellular senescence. J. CellBiol., 2011; 192: 547-556
  Google Scholar
• 94. Rodier F., Coppe J.P., Patil C.K., Hoeijmakers W.A., Munoz D.P.,Raza S.R., Freund A., Campeau E., Davalos A.R., Campisi J.: PersistentDNA damage signalling triggers senescence-associated inflammatorycytokine secretion. Nat. Cell Biol., 2009; 11: 973-979
  Google Scholar
• 95. Rodier F., Munoz D.P., Teachenor R., Chu V., Le O., Bhaumik D.,Coppe J.P., Campeau E., Beausejour C.M., Kim S.H., Davalos A.R.,Campisi J.: DNA-SCARS: distinct nuclear structures that sustain damage-induced senescence growth arrest and inflammatory cytokinesecretion. J. Cell Sci., 2011; 124: 68-81
  Google Scholar
• 96. Roninson IB.: Oncogenic functions of tumour suppressor p21Waf1/Cip1/Sdi1: association with cell senescence and tumour-promoting activitiesof stromal fibroblasts. Cancer Lett., 2002; 179: 1-14
  Google Scholar
• 97. Saretzki G., Sitte N., Merkel U., Wurm R.E., von Zglinicki T.: Telomereshortening triggers a p53-dependent cell cycle arrest viaaccumulation of G-rich single stranded DNA fragments. Oncogene,1999; 18: 5148-5158
  Google Scholar
• 98. Serrano M., Lin A.W., McCurrach M.E., Beach D., Lowe S.W.: Oncogenicras provokes premature cell senescence associated withaccumulation of p53 and p16INK4a. Cell, 1997; 88: 593-602
  Google Scholar
• 99. Severino J., Allen R.G., Balin S., Balin A., Cristofalo V.J.: Is beta–galactosidase staining a marker of senescence in vitro and in vivo?Exp. Cell Res., 2000; 257: 162-171
  Google Scholar
• 100. Shay J.W., Bacchetti S.: A survey of telomerase activity in humancancer. Eur. J. Cancer, 1997; 33: 787-791
  Google Scholar
• 101. Sherr C.J., DePinho R.A.: Cellular senescence: mitotic clock orculture shock? Cell, 2000; 102: 407-410
  Google Scholar
• 102. Shirangi T.R., Zaika A., Moll U.M.: Nuclear degradation of p53occurs during down-regulation of the p53 response after DNA damage.FASEB J., 2002; 16: 420-422
  Google Scholar
• 103. Sitte N., Merker K., Grune T., von Zglinicki T.: Lipofuscin accumulationin proliferating fibroblasts in vitro: an indicator of oxidativestress. Exp. Gerontol., 2001; 36: 475-486
  Google Scholar
• 104. Smogorzewska A., de Lange T.: Different telomere damagesignaling pathways in human and mouse cells. EMBO J., 2002; 21:4338-4348
  Google Scholar
• 105. Stein G.H., Drullinger L.F., Soulard A., Dulic V.: Differential rolesfor cyclin-dependent kinase inhibitors p21 and p16 in the mechanismsof senescence and differentiation in human fibroblasts. Mol.Cell. Biol., 1999; 19: 2109-2117
  Google Scholar
• 106. Terman A., Gustafsson B., Brunk U.T.: Autophagy, organellesand ageing. J. Pathol., 2007; 211: 134-143
  Google Scholar
• 107. Venable M.E., Lee J.Y., Smyth M.J., Bielawska A., Obeid L.M.:Role of ceramide in cellular senescence. J. Biol. Chem., 1995; 270:30701-30708
  Google Scholar
• 108. von Zglinicki T.: Oxidative stress shortens telomeres. TrendsBiochem. Sci., 2002; 27: 339-344
  Google Scholar
• 109. von Zglinicki T., Pilger R., Sitte N.: Accumulation of single-strand breaks is the major cause of telomere shortening in humanfibroblasts. Free Radic. Biol. Med., 2000; 28: 64-74
  Google Scholar
• 110. von Zglinicki T., Saretzki G., Docke W., Lotze C.: Mild hyperoxiashortens telomeres and inhibits proliferation of fibroblasts: a modelfor senescence? Exp. Cell Res., 1995; 220: 186-193
  Google Scholar
• 111. von Zglinicki T., Saretzki G., Ladhoff J., d`Adda di Fagagna F.,Jackson S.P.: Human cell senescence as a DNA damage response.Mech. Ageing Dev., 2005; 126: 111-117
  Google Scholar
• 112. Wang J.C., Bennett M.: Aging and atherosclerosis: mechanisms,functional consequences, and potential therapeutics for cellular senescence.Circ. Res., 2012; 111: 245-259
  Google Scholar
• 113. Watson J.D.: Origin of concatemeric T7 DNA. Nat. New Biol.,1972; 239: 197-201
  Google Scholar
• 114. Witkowski J.A.: Dr. Carrel’s immortal cells. Med. Hist., 1980;24: 129-142
  Google Scholar
• 115. Wolf F.I., Torsello A., Covacci V., Fasanella S., Montanari M.,Boninsegna A., Cittadini A.: Oxidative DNA damage as a marker ofaging in WI-38 human fibroblasts. Exp. Gerontol., 2002; 37: 647-656
  Google Scholar
• 116. Wu C., Miloslavskaya I., Demontis S., Maestro R., GalaktionovK.: Regulation of cellular response to oncogenic and oxidative stressby Seladin-1. Nature, 2004; 432: 640-645
  Google Scholar
• 117. Xiao X., Wang Y., Gong H., Chen P., Xie L.: Molecular evidenceof senescence in corneal endothelial cells of senescence-acceleratedmice. Mol. Vis., 2009; 15: 747-761
  Google Scholar
• 118. Yoon I.K., Kim H.K., Kim Y.K., Song I.H., Kim W., Kim S., BaekS.H., Kim J.H., Kim J.R.: Exploration of replicative senescence-associatedgenes in human dermal fibroblasts by cDNA microarraytechnology. Exp. Gerontol., 2004; 39: 1369-1378
  Google Scholar
• 119. Zhang R., Poustovoitov M.V., Ye X., Santos H.A., Chen W., DaganzoS.M., Erzberger J.P., Serebriiskii I.G., Canutescu A.A., DunbrackR.L., Pehrson J.R., Berger J.M., Kaufman P.D., Adams P.D.: Formation ofMacroH2A-containing senescence-associated heterochromatin fociand senescence driven by ASF1a and HIRA. Dev. Cell, 2005; 8: 19-30
  Google Scholar
• 120. Zimmerman J.A., Trombetta L.D., Carter T.H., Weisbroth S.H.:Pancreatic carcinoma induced by N-methyl-N’-nitrosourea in agedmice. Gerontology, 1982; 28: 114-120
  Google Scholar

Pełna treść artykułu