Abstrakt

Mutacje w BRAF bardzo często występują w wielu typach nowotworów, m.in. w czerniaku, raku brodawkowatym tarczycy i raku jelita grubego. BRAF jest elementem szlaku sygnałowego RAS/RAF/MEK/ERK (MAPK), którego ciągła aktywacja prowadzi do wzrostu proliferacji, zdolności komórek nowotworowych do przeżycia, inwazji i tworzenia przerzutów. Niskocząsteczkowe inhibitory zmutowanej kinazy BRAF zrewolucjonizowały terapię pacjentów onkologicznych, szczególnie z czerniakiem. Mimo sukcesów w leczeniu pacjentów z czerniakiem za pomocą inhibitorów skierowanych przeciw zmutowanej kinazie BRAF i innym elementom szlaku RAS/RAF/MEK/ERK (MAPK), pojawiająca się oporność ogranicza długotrwałą odpowiedź na te leki. Mechanizmy oporności na inhibitory szlaku MAPK są złożone, występują na poziomie genomu i fenotypu. Często u tego samego pacjenta występuje jednoczesna aktywacja różnych mechanizmów oporności w różnych ogniskach przerzutów lub nawet w obrębie jednej zmiany. W przeglądzie opisujemy obecny stan wiedzy na temat mutacji w BRAF i ich udziału w rozwoju nowotworów. Przedstawiamy najnowsze osiągnięcia w terapii pacjentów z tymi mutacjami oraz dyskutujemy różne mechanizmy oporności rozwijającej się w odpowiedzi na terapię skierowaną przeciw wzmożonej aktywności BRAF.

Wstęp

Szlak RAS/RAF/MEK/ERK reguluje fundamentalne procesy komórkowe, takie jak proliferacja, różnicowanie, migracja i przeżycie [10,32]. Dotychczas poznano całą grupę białek RAS o aktywności małych białek G oraz białka RAF, MEK i ERK, które mają właściwości kinaz serynowo-treoninowych lub tyrozynowych. Należą do nich 3 izoformy białka RAS: NRAS, KRAS i HRAS, 3 izoformy białka RAF: BRAF, CRAF i  ARAF, kinazy MEK1 i MEK2 oraz ERK1 i ERK2. W błonie komórkowej znajdują się receptory, które po przyłączeniu cząsteczek sygnałowych ulegają dimeryzacji, co aktywuje białka RAS związane z wewnętrzną stroną błony komórkowej. Aktywowane białko RAS rekrutuje białko RAF z cytosolu do błony komórkowej prowadząc do jego aktywacji. Aktywna kinaza BRAF fosforyluje białka MEK1 i 2, które aktywują białka ERK1 i  2. Sygnał zostaje przekazany do jądra komórkowego, co indukuje ekspresję genów odpowiedzialnych za wzrost i przeżycie komórki [35]. Regulacja aktywności szlaku może zachodzić na każdym jego etapie począwszy od receptorów, ale do głównych miejsc regulacji należą białka RAS i RAF, które w przypadku mutacji stają się onkogenami.

Kinaza BRAF ma budowę typową dla białek RAF. Można w  niej wyróżnić trzy konserwatywne regiony: CR1 i CR2 będące domenami regulatorowymi obecnymi na N-końcu białka oraz region CR3 na C-końcu, który pełni funkcję domeny katalitycznej kinazy (ryc. 1A). W regionie CR1 wyróżniamy domenę RBD oraz CRD, które są odpowiedzialne za oddziaływanie z białkiem RAS i lipidami błonowymi [62]. Do RBD może się przyłączyć tylko aktywna, czyli połączona z GTP, postać RAS, natomiast przyłączenie RAS do CRD jest niezależnie od GTP. Region CR2 jest bogaty w  reszty seryny i  treoniny, przez co odgrywa ważną rolę w aktywacji i umiejscowieniu białka RAF [81]. Region ten ma miejsce fosforylacji odpowiedzialne za przyłączenie regulatorowego białka 14-3- 3. W komórkach spoczynkowych białko BRAF hamuje aktywność przez blokowanie domeny katalitycznej. W nieaktywnej postaci region konserwatywny z motywem aminokwasowym DFG, znajdującym się w  pętli aktywującej, jest położony blisko bogatej w  glicynę pętli P. W konsekwencji fragment pętli aktywującej oraz fragment bogaty w glicynę znajdują się w bezpośrednim sąsiedztwie i są stabilizowane przez oddziaływania hydrofobowe. W wyniku takiego układu przestrzennego wokół rowka katalitycznego jest brak do niego dostępu. Aktywacja BRAF zachodzi po fosforylacji pętli aktywującej, doprowadzając do zmiany konformacji przestrzennej, która polega na przesunięciu się motywu DFG i destabilizacji oddziaływań hydrofobowych w taki sposób, że motyw DFG odsłania kieszeń dla ATP. Dopiero po usunięciu tej zawady przestrzennej, ATP i substrat biał- kowy – MEK1/2 mogą się przyłączyć do miejsca katalitycznego (ryc. 1B) [13,81]. Ze wszystkich białek rodziny RAF, BRAF jest najsilniejszym aktywatorem kinazy MEK [13,81]. Jest to związane z wysoką podstawową aktywnością BRAF jako kinazy w  porównaniu do CRAF czy ARAF [107]. Ponadto, naładowany ujemnie N-koniec tego białka dużo łatwiej łączy się z białkiem RAS. Tylko MEK 1 i 2 są aktywowane przez BRAF. Dzieje się tak dlatego, że na C-końcu MEK1/2 występuje fragment bogaty w prolinę, który nie występuje w innych białkach rodziny MEK [13]. Aktywacja ERK1/2 przez MEK1/2 uruchamia pętlę negatywnego sprzężenia zwrotnego, które ogranicza aktywność BRAF.

Mutacje w BRAF występują z dużą częstością w wielu typach nowotworów, m.in. w czerniaku, raku brodawkowatym tarczycy i raku jelita grubego. Ich rodzaje i znaczenie w rozwoju nowotworów oraz próby ograniczenia onkogennych właściwości zmutowanej kinazy BRAF za pomocą odpowiednich terapii są przedmiotem niniejszego przeglądu.

MUTACJE BRAF W CZERNIAKU

W praktyce klinicznej niezwykle istotna jest znajomość czynników prognostycznych danej choroby, szczególnie nowotworowej w celu zaplanowania leczenia pooperacyjnego i określenia jego skuteczności. Do czynników złego rokowania w czerniaku należą m.in. wielkość guza, głębokość nacieku według Breslowa, stopień Clarka, obecność owrzodzenia czy liczba mitoz. Najistotniejszym czynnikiem rokowniczym dla pacjentów z czerniakiem jest obecność przerzutów do węzłów chłonnych [62]. Decyzje terapeutyczne są podejmowane w oparciu o system klasyfikacji AJCC z wykorzystaniem powyższych parametrów. Niestety w praktyce obserwuje się dużą rozbieżność w przebiegu klinicznym i progresji choroby u pacjentów z tym samym stopniem zaawansowania choroby, dlatego prowadzone są badania mające na celu rozszerzenie standardowej diagnostyki o biomarkery przydatne w rozpoznawaniu pacjentów o podwyższonym ryzyku progresji czerniaka. Poszukuje się korelacji między występowaniem mutacji protoonkogenów, takich jak BRAF i NRAS a cechami kliniczno-patomorfologicznymi.

Omholt i wsp. [74] przeprowadzili analizę zarówno zmian pierwotnych, jak i przerzutów czerniaka pod względem mutacji BRAFV600E i NRAS, nie znajdując korelacji mię- dzy występowaniem mutacji a takimi cechami jak płeć, wiek, stopień zaawansowania, podtyp histologiczny, stopień według Clarka czy występowanie owrzodzenia. Po porównaniu 51 guzów pierwotnych i  przerzutowych wykazano, że podczas rozwoju nowotworu nie zmienia się status obu mutacji. Warto zaznaczyć, że mutacje w BRAF wykluczają obecność mutacji w NRAS, choć zdarzają się pojedyncze przypadki, gdy występują razem, a częstość tego zjawiska szacuje się na 1% [25]. Badania przeprowadzone w fazie wzrostu radialnego (RGP) i wertykalnego (VGP) czerniaka wykazały, że zarówno mutacje BRAF i NRAS powstają na wczesnym etapie rozwoju czerniaka i są obecne na wszystkich dalszych etapach. Sigalotti i wsp. [96] wykazali, że mutacja BRAFV600E nie pojawia się w późniejszych etapach rozwoju nowotworu. Stwierdzono natomiast, że w początkowych etapach rozwoju nowotworu obecna jest mutacja heterozygotyczna BRAFV600E, która w zmianach przerzutowych może się stać zmianą homozygotyczną [57]. W kolejnych badaniach przeanalizowano częstość mutacji BRAF i NRAS, a także CDKN2A w próbkach pobranych od 102 pacjentów w III i IV stadium według AJCC z różnych faz rozwoju czerniaka [18]. Aż w  85% próbek potwierdzono występowanie tej samej mutacji BRAF lub NRAS w zmianach pierwotnych i przerzutach. Szczególnie dużą zgodność obserwowano w przerzutach do węzłów chłonnych i narządów wewnętrznych, odpowiednio 93 i 96%. Już tak wysokiej korelacji nie uzyskano dla przerzutów do mózgu i  skóry. Szczegółowa analiza przeprowadzona u 15% pacjentów, u których występowała niezgodność mutacji w  zmianach pierwotnych i  przerzutowych, sugerowała, że u tego samego pacjenta mogą powstawać subpopulacje komórek czerniaka o różnym profilu genetycznym [18].

Viros i wsp. [105] przeanalizowali 302 próbki pierwotnych czerniaków skóry pod względem takich cech jak formowanie gniazd przez podnaskórkowe melanocyty, głębokość nacieku, czy pigmentacja komórek, które korelowały pozytywnie z obecnością mutacji BRAF. Za najbardziej prognostyczny czynnik związany z obecno- ścią mutacji BRAF uznano wiek poniżej 55 r.ż., a u pacjentów z mutacją w BRAF częściej dochodziło do przerzutów do regionalnych węzłów chłonnych [105]. W innej kohorcie, w zmianach z mutacją BRAF częściej występowały owrzodzenia [27]. W preparatach histopatologicznych pochodzących z guzów z mutacją BRAF obserwowano silniejsze naciekanie limfocytów. Nie wykazano natomiast korelacji między obecnością mutacji a całkowitym czasem przeżycia pacjentów. Meckbach i wsp. [66] przeanalizowali znaczenie prognostyczne mutacji BRAFV600E na podstawie 437 pacjentów z czerniakiem w I lub II stopniu zaawansowania, wykazując dodatnią korelację pomiędzy mutacją BRAFV600E a  młodym wiekiem zachorowania, podtypem histologicznym oraz indeksem mitotycznym. Wykazano, że mutacja BRAF ma wpływ na czas do wystąpienia przerzutów, natomiast jej obecność nie ma wpływu na całkowity czas przeżycia chorych. Badania te pozostają w sprzeczności z metaanalizą 120 publikacji, która przedstawiła mutację BRAF jako czynnik ryzyka decydujący o długości czasu przeżycia pacjentów z czerniakiem [91].

W ostatnim okresie, znacząca liczba badań odnosi się do najbardziej heterogennej pod względem przeżycia populacji pacjentów z  IIIB i  IIIC stopniem zaawansowania choroby, w której występują przerzuty do węzłów chłonnych. Wykazano, że obecność mutacji BRAF w tej grupie pacjentów koreluje z kilkakrotnie wyższym ryzykiem zgonu z  powodu czerniaka niż w  przypadku BRAFWT [76]. Nie tylko obecność mutacji BRAF lub NRAS, ale także podwyższona ekspresja genów odpowiedzialnych za odpowiedź immunologiczną wiązana jest z gorszym rokowaniem w tej grupie pacjentów [63]. Dla kontrastu, przeprowadzone badanie kohortowe na polskiej populacji pacjentów z III stopniem zaawansowania i mutacją BRAF nie potwierdziło poglądu o gorszym przebiegu choroby, ani krótszym czasie od pojawienia się zmiany pierwotnej do wystąpienia przerzutów do węzłów chłonnych [90]. Obecnie status mutacji BRAF jako czynnika prognostycznego pozostaje kontrowersyjny i wymaga dalszych badań. Należy zaznaczyć, że poszukuje się profilu genetycznego pacjentów nie tylko w celu oceny przeżycia, ale także zebrania jak największej ilości informacji o biologii danego czerniaka z myślą o kwalifikacji do leczenia adiuwantowego [16].

Z  danych zgromadzonych w  bazie COSMIC mutacje genów RAF, w tym BRAF występują w ponad 50% przypadków czerniaka [14]. Dotychczas znaleziono aż 432 różnych mutacji w BRAF. Najwięcej mutacji BRAF dotyczy eksonu 11 lub 15 kodującego pętlę bogatą w  glicynę i fragment aktywujący. Obecność mutacji w tych regionach powoduje destabilizację oddziaływań hydrofobowych między tymi fragmentami, a tym samym przyczynia się do zmiany konformacji na aktywną i powoduje konstytutywną aktywność BRAF. Badania wykazały, że najczęściej występującą zmianą w  BRAF jest mutacja punktowa w pozycji 1799 T→A prowadząca do zamiany waliny na kwas glutaminowy w pozycji 600 (BRAFV600E) znajdującej się blisko motywu DFG w fragmencie aktywującym (ryc. 1B). Mutacja ta występuje również w innych nowotworach, takich jak rak jelita grubego, tarczycy, czy niedrobnokomórkowy rak płuca. Zamiana hydrofobowej reszty waliny na ujemnie naładowaną resztę kwasu glutaminowego powoduje destabilizację oddziaływań hydrofobowych oraz przesunięcie motywu DFG w taki sposób, że białko BRAF pozostaje cały czas w aktywnej postaci. Wykazano, że BRAFV600E ma 480 razy większą podstawową aktywność i prawie pięciokrotnie wyższą zdolność do aktywacji kinaz ERK w porównaniu z  formą niezmutowaną [107]. Powoduje to konstytutywną aktywność szlaku BRAF-MEK-ERK i w rezultacie niekontrolowany wzrost i zwiększoną zdolność przeżycia komórek czerniaka.

Opublikowano już znaczącą liczbę prac prezentujących znaczenie BRAFV600E zarówno w procesie transformacji nowotworowej jak i korelacji z czynnikami kliniczno- -patomorfologicznymi. Pogląd, iż czerniak wywodzi się ze znamion dysplastycznych jest znany od dawna, ale dokładny mechanizm transformacji melanocytów w komórki czerniaka jest nadal nie do końca poznany. BRAFV600E, a także mutacje w NRAS znajdują się zarówno w znamionach dysplastycznych, jak i wczesnych zmianach melanocytarnych [78]. Jak wykazały badania in vitro i in vivo, pojedyncza mutacja nie jest czynnikiem wystarczającym do rozwoju czerniaka. W trakcie transformacji obserwowano wzrost ekspresji p16INK4a oraz aktywności β-galaktozydazy związanej z procesem starzenia komórkowego (SA-β-Gal) [34]. W procesie transformacji znaczącą rolę przypisuje się promieniowaniu UV, które działa bezpośrednio na eksponowane komórki, ale także na komórki nieeksponowane, znajdujące się w bardzo bliskim położeniu, przez efekt sąsiedztwa [110]. Klasycznym przykładem mutacji spowodowanej promieniowaniem UV jest tranzycja cytozyny na tyminę, obserwowana w TP53, PTEN czy p16INK4a, natomiast mutacja prowadząca do BRAFV600E polega na zamianie tyminy na adeninę, co wskazuje na mechanizm niezależny od promieniowania UV [41]. Ponadto, z dotychczasowych obserwacji wynika, że czerniaki z  mutacją BRAFV600E występują w miejscach o przeciętnej ekspozycji na promieniowanie słoneczne [12,62,78]. Wykazano, że promieniowanie UV indukuje w mysich melanocytach mutację genu TP53, która wraz z mutacją BRAFV600E doprowadza do powstania czerniaka [106]. W  ten sposób mutacja w p53 stała się łącznikiem tłumaczącym wpływ UV na rozwój czerniaka. Badania kohortowe wykazały, że na rozwój czerniaka wpływa krótkotrwała, ale intensywna ekspozycja na promieniowanie UV oraz liczba oparzeń słonecznych w dzieciństwie [15]. UV jest ponadto istotnym czynnikiem ryzyka w powstawaniu czerniaka u osób po przeszczepach narządowych, u których stosowana jest immunosupresja [44].

W badaniach nad częstością występowaniu mutacji BRAF wykazano, że drugą po V600E jest mutacja prowadząca do zamiany V600K, która występuje z częstością 10-30% wszystkich mutacji BRAF [1,84]. Wyniki badań zależno- ści między występowaniem BRAFV600K a  obrazem kliniczno-patologicznym wykazały, że w fazie przerzutów choroba ma bardziej agresywny przebieg niż czerniak z BRAFV600E [67]. Pacjenci z BRAFV600K szybciej osiągali IV stopień zaawansowania choroby według AJCC. Mutacja nie wpływa natomiast na takie parametry jak grubość w skali Breslow, obecność owrzodzenia czy typ histologiczny. Zaskakująca jest różnica w  lokalizacji pierwotnych czerniaków skóry w  zależności od różnych mutacji. Czerniaki z mutacją prowadzącą do zamiany V600E występowały częściej na tułowiu i kończynach, natomiast te z V600K na głowie i szyi [67].

Badania wykazały, że mutacje BRAF prowadzące do innych substytucji, np. G466E, G466V, G596R skutkują powstawaniem kinazy o małej aktywności podstawowej z zachowaniem zdolności do aktywacji kinaz MEK-ERK [107]. Jest to skutkiem utworzenia heterodimeru mię- dzy zmutowanym białkiem BRAF a kinazą CRAF w cytoplazmie, przy czym proces jest regulowany przez białko 14-3-3, które jest zdolne do łączenia się z obiema kinazami. W czasie wytworzenia dimeru, białko CRAF jest aktywowane przez transfosforylację, w której zmutowany BRAF aktywuje domenę katalityczną kinazy CRAF. Do aktywacji CRAF, zależnej od RAS konieczna jest fosforylacja N-końca, fosforylacja pętli aktywującej oraz przyłączenie białka 14-3-3 do N-końca. Połączenie zmutowanej kinazy BRAF i  kinazy CRAF pełni taką samą funkcję jak fosforylacja N-końca CRAF. Jest to zatem alternatywna droga aktywacji MEK-ERK, niezależna od białka RAS, występująca zarówno w komórkach nowotworowych jak i prawidłowych [32,107].

Mutacje braf w raku brodawkowatym tarczycy

Szlak sygnałowy RAS/RAF/MEK/ERK został także dogłębnie przebadany w raku brodawkowatym tarczycy (PTC), najczęściej występującym nowotworze endokrynologicznym [89]. U pacjentów z PTC znaleziono mutacje w BRAF, RAS lub rearanżacje RET/PTC. Rearanżacja RET powoduje powstanie chimerycznej formy receptora znanego jako RET/PTC. Dotychczas opisano 12 różnych genów fuzyjnych dla RET i 15 typów rearanżacji RET/PTC, przy czym do najczęściej występujących w PTC należy RET/PTC1 i 3 [89].

Mutacje w  RAS rzadko występują w  PTC [119]. Najistotniejsza dla komórek PTC jest jednak mutacja BRAFV600E, której częstość występowania szacuje się na około 49%, 30-80% w zależności od regionu geograficznego, w którym było przeprowadzane badanie [22]. Wykazano, że komórki PTC z ekspresją BRAFV600E, w  porównaniu z  komórkami z  rearanżacją RET/PTC, charakteryzują się wyższą ekspresją metaloproteinaz: MMP3, MMP9 oraz MMP13 i tym samym wyższą inwazyjnością, co wiąże się z gorszym rokowaniem [89].

Tak jak i  w  czerniaku zmiana BRAFV600E powstaje na wczesnych etapach rozwoju PTC, w  mikroraku brodawkowatym [103]. Białko BRAFV600E przez indukowanie niestabilności chromosomalnej (CIN) [68] jest nie tylko inicjatorem PTC, ale również elementem istotnym w rozwoju choroby [60]. BRAFV600E w komórkach tarczycy powoduje zależną od nadekspresji TGF-β utratę połączeń komórki z macierzą zewnątrzkomórkową, a proces przebiega przez szlak MAPK [51]. Zdolność komórek z mutacją BRAFV600E do tworzenia przerzutów i neoangiogenezy jest związana z nadekspresją trombospondyny 1 (TSP-1), a także podwyższoną ekspresją PDGF, istotnego w inwazji torebki tarczycy [89]. Innym następstwem mutacji jest obniżenie ekspresji receptora tyreotropiny (TSHR), co powoduje odróżnicowanie komórek pęcherzykowych i  ich rozwój w  kierunku komórek nowotworowych, a następnie ich oporność na leczenie radiojodem [72].

Tak samo jak w czerniaku badania skupiły się na znalezieniu związku między obecnością mutacji w  BRAF a swoistymi cechami kliniczno-patologicznymi mają- cymi wpływ na diagnostykę, prognozowanie i wybór metod terapeutycznych. Za poznane czynniki istotne dla progresji raka brodawkowatego tarczycy uważa się starszy wiek w chwili rozpoznania, wielkość guza, przerzuty do szyjnych węzłów chłonnych, naciekanie poza torebkę tarczycy, przerzuty odległe i stopień zaawansowania według AJCC [113]. Pierwsze doniesienia wskazywały na prawdopodobny wpływ mutacji BRAFV600E na gorsze rokowanie u pacjentów z PTC i rakami powsta- łymi przez odróżnicowanie PTC. Analiza 219 próbek pacjentów z PTC wykazała silną korelację między wystę- powaniem mutacji BRAFV600E a obecnością przerzutów do węzłów chłonnych, III i IV stopniem zaawansowania choroby oraz nawrotami choroby [114]. Od tamtej pory ukazało się wiele publikacji, z których część nie potwierdziła tych obserwacji, co wynikało zarówno z  metodologii badań oraz populacji na jakiej zostały przeprowadzone [112]. Warto wspomnieć, że ukazały się dwie prace opisujące wyniki badań na polskiej populacji niepotwierdzające korelacji między mutacją w BRAF a obrazem klinicznym [11,22]. Ostatecznie w metaanalizie opracowanej na podstawie 26 doniesień [50] dowiedziono, że obecność BRAFV600E jest uważana za czynnik złego rokowania u pacjentów z PTC i wiąże się z częstszą inwazją raka poza torebkę tarczycy, obecnością przerzutów do węzłów chłonnych, a tym samym ze stopniem zaawansowania nowotworu. W  ostatnio opublikowanym badaniu wieloośrodkowym wykazano, że pacjenci z BRAFV600E mają większe prawdopodobieństwo nawrotu choroby [112].

Wiedza na temat związku mutacji w BRAF z agresywnym fenotypem PTC i opornością na radioterapię wydaje się istotna ze względu na sposób postępowania diagnostycznego i terapeutycznego. Obecnie w diagnostyce zmian guzkowych tarczycy podstawowe miejsce zajmuje ultrasonografia (USG) i  biopsja aspiracyjna cienkoigłowa pod kontrolą USG (BACC), a  w  ostatnim czasie także elastografia. Bezsporne jest stwierdzenie, że pacjenci z podejrzeniem lub rozpoznaniem raka tarczycy w BACC powinni być operowani. W  zaleceniach ATA/AACE/ AME/ETA nadal trwają dyskusje na temat zakresu zabiegu, szczególnie u pacjentów, którzy klinicznie zaliczani są do grupy niskiego ryzyka [113]. Dyskusyjna jest także kwestia wykonywania profilaktycznej limfadenektomii przedziału centralnego. Polskie rekomendacje w tej kwestii są bardziej kategoryczne [45]. Pacjenci poddawani są całkowitej resekcji gruczołu tarczowego z limfadenektomią przedziału centralnego. Wyjątkiem od tej procedury jest przedoperacyjne rozpoznanie mikroraka, wówczas dopuszcza się wykonanie lobektomii bez usuwania węzłów przedziału centralnego.

Idea rozszerzenia diagnostyki o  obecność mutacji w BRAF w trakcie BACC jest podyktowana trudnościami zarówno w rozpoznawaniu zmian wczesnych, szczególnie w przypadku podejrzenia nowotworu pęcherzykowego w BACC oraz podjęciu decyzji o zakresie operacji na układzie chłonnym. W literaturze anglojęzycznej dyskutowane jest stosowanie terapii radiojodem u pacjentów z niskim ryzykiem nawrotu choroby [117]. Wyniki wielu prac potwierdzają, iż diagnostyka mutacji w BRAF w materiale pobranym podczas BACC znacząco pomaga w różnicowaniu guzków tarczycy [75,87], a w przypadku PTC koreluje z obecnością przerzutów do węzłów chłonnych przedziału centralnego. Z tego powodu ta podgrupa pacjentów powinna być poddana profilaktycznej limfadenektomii centralnej celem zabezpieczenia przed nawrotem choroby [43]. Diagnostyka przedoperacyjna w kierunku obecności mutacji w BRAF jest także przydatna w podejmowaniu decyzji co do zakresu operacji w mikroraku tarczycy wskazując podgrupę pacjentów, u  których należy wykonać całkowitą tyroidektomię [118] z profilaktyczną limfadenektomią przedziału centralnego [58]. Obecnie nie ma rekomendacji do włączenia testów na obecność mutacji w BRAF do standardowej diagnostyki guzków tarczycy.

Mutacje braf w raku jelita grubego

Z obserwacji klinicznych wynika, że zmianami prekursorowymi dla raka jelita grubego (CRC) są gruczolaki jelita grubego. Uważa się, że większość przypadków CRC powstaje z konwencjonalnych gruczolaków jelita grubego, a usuwanie wczesnych zmian podczas kolonoskopii daje szansę na przerwanie procesu i niedopuszczenie do rozwoju CRC. Niestety co trzeci przypadek CRC rozwija się na podłożu siedzących gruczolaków lub polipów ząbkowanych (SSA/P), które ze względu na morfologię i częstsze występowanie w proksymalnej części jelita grubego mogą zostać przeoczone podczas kolonoskopii [97]. Z badań populacyjnych wynika, że przeciętny czas transformacji SSA/P do CRC wynosi 15 lat i jest 2-3 razy dłuższy niż w gruczolakach konwencjonalnych [56]. Jednak w porównaniu z konwencjonalnymi gruczolakami, SSA/P częściej są przyczyną powstawania tzw. raków interwałowych, definiowanych jako wystąpienie CRC od 6 miesięcy do 5 lat od przesiewowego badania kolonoskopowego [93].

Vogelstein jako pierwszy przedstawił podłoże molekularne przejścia gruczolak-rak [29]. Od czasu odkrycia szlaku mutatorowego w raku jelita grubego przez Vogelsteina wiedza na temat rozwoju tego nowotworu została znacznie poszerzona. CRC jest bardzo heterogennym nowotworem zarówno pod względem morfologii, lokalizacji, obrazu klinicznego, rokowania oraz odpowiedzi na leczenie systemowe. W badaniach nad heterogennością odkryto nowe drogi transformacji nowotworu, a tym samym nowe możliwości zarówno w diagnostyce, jak i leczeniu. Opisano dwie przyczyny powstawania sporadycznego raka jelita grubego [8,33]. Najczęściej wystę- pującą (75% przypadków) jest ścieżka zaproponowana przez Vogelsteina (ryc. 2), której podstawą jest niestabilność chromosomowa (CIN) w następstwie gromadzenia licznych aneuploidii oraz strukturalnych aberracji chromosomalnych powodujących utratę heterozygotyczno- ści (LOH). W szlaku tym dochodzi do nagromadzenia mutacji w protoonkogenach i genach supresorowych, takich jak APC, KRAS, SMAD4 i TP53. Ważnym elementem wczesnych wydarzeń w rozwoju CRC jest aktywacja szlaku APC/beta-katenina/WNT. Inną przyczyną jest indukcja niestabilności mikrosatelit (MSI), która jest wynikiem metylacji promotora genu kodującego białko MLH1, uczestniczącego w  naprawie DNA [7]. W komórkach z obniżoną ekspresją MLH1 nie działa system naprawy błędnie sparowanych nukleotydów (MMR) i dochodzi do nagromadzenia mutacji, które występują również w mikrosatelitach. Szlak niestabilności mikrosatelit występuje w 12-17% przypadków CRC [7], ale jest także związany z rozwojem dziedzicznego CRC w zespole Lyncha [69]. Podejmowanych jest wiele prób klasyfikacji molekularnej CRC. W związku z tym pojawiają się alternatywne koncepcje opisujące mechanizmy odpowiedzialne za rozwój CRC. Przykładem może być koncepcja wiążąca CRC ze zwiększoną metylacją wysp CpG umiejscowionych w promotorach genów. Jest to czę- sty mechanizm odpowiadający za wyciszanie ekspresji genów supresorowych. Jeśli pojawia się w obrębie całego genomu mówimy o fenotypie metylatora wysp CpG (CIMP). Pierwsze prace sugerowały możliwość zdefiniowania CIMP w CRC za pomocą swoistych markerów [109], aczkolwiek kolejne prace wykazały, że mechanizm ten może być bardziej złożony [42,70].

W patogenezie CRC duże znaczenie odgrywają mutacje w genach RAS i BRAF, które powodują konstytutywną aktywność szlaku MAPK w  odpowiedzi na aktywację receptorów czynników wzrostu, a zwłaszcza receptora nabłonkowego czynnika wzrostu (EGFR), prowadząc do niekontrolowanego wzrostu i  przeżycia komórek nabłonka jelita grubego. Mutacja KRAS występuje prawie w 40% przypadków CRC i pojawia się stosunkowo wcześnie w  klasycznym szlaku mutatorowym zaproponowanym przez Vogelsteina i  towarzyszy jej CIN. Obecność mutacji w KRAS wyklucza obecność mutacji w BRAF. Zmiana BRAFV600E występuje w ponad 80% przypadków CRC z niestabilnością mikrosatelit (MSI), natomiast w raku jelita grubego, w których nie obserwuje się niestabilności mikrosatelit, częstość mutacji BRAFV600E nie przekracza 10%. Mutacja BRAF jest natomiast wykrywana w większości zmian nienowotworowych, takich jak siedzące gruczolaki lub polipy ząbkowane (SSA/P), czy tradycyjne gruczolaki ząbkowane (TSA) [101]. Wśród zdarzeń molekularnych związanych z SSA/P poza mutacją BRAFV600E należy wymienić fenotyp CIMP obejmujący metylację promotora MLH1. To odpowiada za zaburzenia funkcjonowania systemu MMR, wystąpienie MSI i prowadzi do nagromadzenia mutacji [6,46]. Taki szlak rozwoju CRC nazwano szlakiem ząbkowanym (ryc. 2).

Obecność BRAFV600E w  raku jelita grubego koreluje z cechami kliniczno-patologicznym, takimi jak starszy wiek, płeć żeńska, umiejscowienie w proksymalnej czę- ści jelita oraz podtyp śluzowy, które rzutują na bardziej agresywny przebieg choroby [101]. Obecność tej mutacji w komórkach CRC jest związana ze zmniejszeniem czasu przeżycia pacjentów, co zostało potwierdzone w wielu badaniach, w tym w metaanalizie 26 publikacji [71,91].

Pacjenci z CRC w II i III stopniu zaawansowania według AJCC są heterogenną grupą pod względem rokowania co do przeżycia i ryzyka wznowy choroby oraz odpowiedzi na leczenie adiuwantowe, które jest skuteczne zaledwie w 50% przypadków. Opracowano testy dla standardowej terapii FOLFOX (5 fluorouracyl, kwas folinowy i oksaliplatyna), niestety ze względu na niewystarczającą swoistość i czułość nie weszły do praktyki klinicznej [47,86]. Obecna diagnostyka wraz z wprowadzeniem terapii celowanej została rozszerzona o określenie zmian na poziomie molekularnym, na podstawie których nie tylko można ocenić ryzyko nawrotu choroby [73,83], ale także określić, która z dostępnych terapii okaże się skuteczna. Wykazanie obecności mutacji w  genach kodujących elementy szlaku kinazy MAPK, a szczególnie mutacji w KRAS lub NRAS i BRAF, wydaje się konieczne w przypadku stosowania inhibitorów EGFR, cetuximabu lub panitumumabu [24,100].

Terapie ukierunkowane przeciw braf w leczeniu c

Zidentyfikowanie mutacji BRAFV600E w komórkach czerniaka, a także poznanie jej znaczenia w rozwoju i progresji tego nowotworu zapoczątkowało badania nad związkami hamującymi aktywność nieprawidłowego białka BRAF. Pierwszym zastosowanym w  badaniach klinicznych związkiem był BAY43-9006 (sorafenib), doustny inhibitor kinaz tyrozynowych. Sorafenib został zsyntetyzowany jako inhibitor CRAF do stosowania w nowotworach z mutacją RAS, jednak ze względu na duże podobieństwo strukturalne kieszeni wiążącej ATP różnych kinaz zakres działania sorafenibu obejmuje także hamowanie PDGFRβ, c-KIT, FLT-3, VEGFR2 i  3, BRAFWT oraz BRAFV600E [26]. Zachęcające wyniki badań przedklinicznych, w tym na modelach mysich, doprowadziły do badań klinicznych. Badanie II fazy u pacjentów z przerzutowym czerniakiem nie potwierdziło jednak przeciwnowotworowej aktywności sorafenibu, gdyż tylko jedna spośród 37 osób odpowiedziała na leczenie zgodnie z kryteriami RECIST dla guzów litych [26]. Przeprowadzono wiele innych badań klinicznych II i III fazy, w których nie udowodniono działania sorafenibu ani samodzielnie, ani z  karboplatyną i  paklitakselem u pacjentów z czerniakiem [30,38]. Minimalna skuteczność sorafenibu wobec czerniaka z mutacją BRAFV600E doprowadziła do powstania inhibitorów BRAF nowej generacji.

Wemurafenib (PLX4032, Zelboraf) jest niskocząsteczkowym inhibitorem BRAFV600E do stosowania doustnego. W badaniach in vitro wemurafenib indukował zatrzymanie cyklu komórkowego w  fazie G1, co wynikało z  zahamowania fosforylacji ERK w  komórkach czerniaka z mutacją w BRAF, natomiast nie obserwowano tego działania w  komórkach z  niezmutowanym BRAF [102,115]. Na modelach mysich z mutacją w BRAF, wemurafenib powodował zahamowanie wzrostu guza, nawet po zakończeniu jego stosowania [115]. W badaniu klinicznym I fazy przeprowadzonym w 32-osobowej grupie pacjentów z przerzutowym czerniakiem uzyskano dobre wyniki zarówno pod względem przeciwnowotworowej skuteczności wemurafenibu, jak i w ocenie toksyczno- ści stosowanej dawki. Na leczenie odpowiedziało aż 81% pacjentów, z czego u 2 pacjentów zanotowano całkowitą odpowiedź [31]. Po tym sukcesie z użyciem wemurafenibu przeprowadzono wieloośrodkowe badanie II i III fazy, które potwierdziło skuteczność i bezpieczeństwo jego stosowania [62,102]. Podczas terapii obserwowano działania niepożądane, takie jak łysienie, bóle stawowe, nadwrażliwość na światło, wysypkę i zmęczenie [62,102]. Już po 2-3 miesiącach od rozpoczęcia terapii obserwowano także pojawienie się wtórnych nowotworów, takich jak rak kolczystokomórkowy skóry (SCC) oraz rogowiak kolczystokomórkowy (keratoacanthoma), z częstością około 26% [31,62,102]. Zjawisko to tłumaczy się paradoksalnym aktywowaniem białek RAS w wyniku blokowania kinazy BRAF [62]. Wemurafenib po satysfakcjonujących wynikach trzech wieloośrodkowych badań klinicznych pod akronimem BRIM (1, 2 i  3) został zaaprobowany w  2011 r. przez Agencję ds. Żywności i  Leków (FDA) do leczenia dorosłych pacjentów z  zaawansowanym lub nieresekcyjnym czerniakiem z mutacją BRAFV600E. W  następnym roku taką samą rekomendację uzyskał wemurafenib od Europejskiej Agencji Medycznej (EMA). Już podczas przygotowań do badań klinicznych opracowano test o nazwie COBAS® 4800 BRAF V600 Mutation, za pomocą którego techniką PCR w materiale z bloczków parafinowych wykrywa się obecność mutacji BRAFV600E, co jest warunkiem koniecznym do włączenia pacjenta do terapii wemurafenibem. Dotychczas opracowano różne testy molekularne celem identyfikacji mutacji w BRAF w materiale z bloczków parafinowych. Należą do nich m.in. sekwencjonowanie metodą Sangera, pirosekwencjonowanie, SNaPshot i HRM (high-resolution melting). Charakteryzują się dużą czułością wykrywania mutacji BRAF, ale także występowaniem w niektórych przypadkach reakcji krzyżowych [21]. Pojawienie się przeciwciał monoklonalnych VE1 i B-RAF stworzyło możliwość wykrywania białka BRAFV600E za pomocą immunohistochemii, techniki powszechnie używanej w laboratoriach patomorfologicznych [88].

Innym wysoce selektywnym inhibitorem kinazy BRAF zaaprobowanym do leczenia pacjentów z zaawansowanym czerniakiem jest dabrafenib (Tafinlar, GSK2118436). W badaniach przedklinicznych wykazano jego 400 razy silniejsze powinowactwo do BRAF niż do innych testowanych kinaz [4]. Zablokowanie aktywności kinazy BRAFV600E przez dabrafenib powodowało zahamowanie aktywności kinaz ERK, co wiązało się z działaniem cytostatycznym przez zatrzymanie cyklu komórkowego w fazie G1, wskazując na analogiczny do wemurafenibu mechanizm działania. Dabrafenib był testowany na liniach komórkowych czerniaka i raka jelita grubego, zawierających mutację BRAFV600E oraz na modelach mysich [4]. Tak jak w przypadku wemurafenibu, w badaniach klinicznych I, II i III fazy pod akronimem BREAK uzyskano odpowiedź na leczenie. W  fazie I/II badania zaobserwowano obiektywną odpowiedź u pacjentów z mutacją BRAFV600E, a także u tych z przerzutami do mózgu i  mutacją BRAFV600 inną niż V600E [28]. Aktywność dabrafenibu została ostatecznie potwierdzona w wieloośrodkowym badaniu open-label III fazy [102]. Pacjenci z  nieoperacyjnym lub przerzutowym czerniakiem z mutacją BRAFV600E leczeni dabrafenibem mieli wydłużony czas przeżycia wolny od progresji (PFS) w porównaniu z dakarbazyną. Uzyskano podobną skuteczność i odpowiedź kliniczną jak w przypadku stosowania wemurafenibu, ale także działania niepożądane, w tym wysoką gorączkę. Częstość pojawienia się SCC w trakcie leczenia dabrafenibem szacuje się na około 15% [62].

Sukces wemurafenibu i dabrafenibu przyczynił się do opracowania kolejnego inhibitora BRAF, LGX818 (encorafenib), który dłużej wiąże się z nieprawidłową kinazą BRAF. Wyniki badań I i II fazy są obiecujące zarówno pod względem skuteczności jak i  toksyczności tego związku. Całkowitą odpowiedź uzyskano u 58% pacjentów z  czerniakiem wcześniej nieleczonych żadnym inhibitorem BRAF oraz u 11% już poddanych takiej terapii. Obserwowano także mniej działań niepożądanych w  porównaniu z  terapią wemurafenibem lub dabrafenibem [102]. LGX818 jest obecnie testowany w skojarzeniu z inhibitorem MEK162 (binimetinib; badanie NCT01909453). Należy podkreślić, że wszystkie dotychczasowe opracowywane terapie celowane były skierowane do pacjentów z mutacją BRAFV600. Wynalezienie MEK162 (binimetinib) dało szansę na zastosowanie terapii celowanej u pacjentów z niezmutowanym BRAF, ale z mutacją NRAS. Po uzyskaniu zadowalających wyników II fazy [2] obecnie trwa badanie III fazy, które ma na celu określenie skuteczności i bezpieczeństwa stosowania binimetinibu w porównaniu z dakarbazyną (badanie NCT01763164).

W poszukiwaniu inhibitorów szlaku sygnałowego MAPK opracowano wiele inhibitorów kinazy MEK1/2, spośród których do badań klinicznych włączono GSK1120212 (trametinib). Trametinib jest selektywnym, allosterycznym inhibitorem obu izoform kinazy MEK. W badaniach przedklinicznych in vitro i in vivo, podobnie jak w poprzednich inhibitorach, wykazano jego działanie cytostatyczne związane z  zahamowaniem aktywno- ści kinaz ERK [102]. Badania kliniczne z zastosowaniem trametinibu przeprowadzono w grupie 206 pacjentów z różnymi nowotworami, tj. rakiem niedrobnokomórkowym płuca, rakiem jelita grubego, trzustki, jajnika i czerniakiem. Najlepszą odpowiedź uzyskano u pacjentów z czerniakiem z mutacją BRAFV600E. W badaniu II fazy podzielono pacjentów z czerniakiem mających mutację BRAF na dwie grupy. Pierwsza (kohorta A, n=40) to pacjenci, którzy wcześniej byli leczeni inhibitorami BRAF, natomiast drugą grupę (kohorta B, n=58) stanowili pacjenci poddani wcześniej chemioterapii lub immunoterapii. W grupie A nie uzyskano obiektywnej odpowiedzi u żadnego pacjenta. W grupie drugiej uzyskano jedną całkowitą i 13 częściowych odpowiedzi, a u 29 pacjentów uzyskano stabilizację choroby. Badanie to sugeruje,że trametinib nie jest aktywny w sekwencyjnej terapii u  pacjentów wcześniej leczonych inhibitorami BRAF [49]. Ostatecznie badanie III fazy u pacjentów z przerzutowym czerniakiem z  mutacją BRAFV600E/K, którzy nie byli wcześniej leczeni inhibitorem BRAF lub MEK, a także ipilimumabem, potwierdziło skuteczność trametinibu mierzoną czasem przeżycia i czasem wolnym od choroby, ale niestety nie są to ciągle odpowiedzi długotrwałe [62]. Wśród pozytywnych skutków stosowania trametinibu należy wymienić brak korelacji z powstawaniem SCC, która wystąpiła po leczeniu wemurafenibem i dabrafenibem. Wśród nowych inhibitorów MEK należy wspomnieć o cobimetinibie – ATP niekompetytywnym inhibitorze kinazy MEK1/2, który został już przebadany w połączeniu z wemurafenibem. Uzyskano znacząco mniej dzia- łań niepożądanych, w tym wtórnych nowotworów skóry [80]. Barbour i wsp. sugerują, że ocena obecności mutacji BRAF powinna stać się procedurą podstawową celem kwalifikacji do leczenia adiuwantowego inhibitorami BRAF/MEK, gdyż jest to grupa pacjentów charakteryzująca się znacznie większym ryzykiem progresji i tworzenia przerzutów [5].

Mechanizmy oporności na terapie ukierunkowane przeciw elementom szlaku MAPK w czerniaku

Istotnym problemem monoterapii lekami skierowanymi przeciwko białkom szlaku MAPK jest ich krótki czas działania przeciwnowotworowego. Już po 5-7 miesiącach od rozpoczęcia terapii u znaczącej części pacjentów dochodzi do wznowy choroby, a tylko u niewielkiej części efekty terapii utrzymują się przez 2 lata [62,102]. Doświadczenia ze stosowania terapii celowanych w przewlekłej białaczce szpikowej (CML) i  nowotworu pod- ścieliska przewodu pokarmowego (GIST) wykazują, że głównym mechanizmem oporności na lek jest najczęściej wtórna mutacja uniemożliwiająca przyłączenie leku [62,82]. W  przypadku czerniaka jest inaczej. Badając mechanizmy oporności komórek czerniaka na inhibitory BRAF stwierdzono, że najczęstszym mechanizmem jest ominięcie blokowanego terapią białka przez aktywację innych elementów danego szlaku lub aktywację innego szlaku sygnałowego (ryc. 3A). Liczba poznanych mechanizmów rozwoju oporności na leki celowane w czerniaku ciągle rośnie. Ze względu na czas pojawienia się oporności od zastosowania leku oporność dzieli się na pierwotną i wtórną. Oporność pierwotna na wemurafenib występuje u 50% pacjentów poddanych leczeniu. U pozostałych 50% pacjentów rozwija się oporność wtórna. Ze względu na podłoże molekularne oporność można podzielić na wynikającą z mechanizmów genetycznych i fenotypowych (ryc. 3B).

Jeden z mechanizmów odkryto podczas poszukiwania przyczyn powstawania wtórnych nowotworów skóry, tj. raka kolczystokomórkowego skóry i rogowiaka kolczystokomórkowego, po zastosowaniu inhibitorów BRAF. Su i wsp. [62] przebadali pod kątem obecności mutacji HRAS, KRAS, NRAS, CDKN2A i TP53 21 próbek guzów pobranych od pacjentów leczonych wemurafenibem. W 60% przypadków stwierdzono obecność mutacji w RAS, a najczę- ściej występującą była HRASQ61L. Linie komórkowe z tą mutacją szybciej proliferowały w obecności wemurafenibu i wiązało się to z aktywacją szlaku MAPK mierzoną za pomocą poziomu aktywnej kinazy ERK. Wykazano również, że wemurafenib zwiększa liczebność subpopulacji komórek mających mutację HRAS, a wzrost ten może zostać zablokowany z użyciem inhibitora MEK.

Interesującym odkryciem w badaniach rozwoju oporności była obserwacja, że farmakologiczne hamowanie BRAF powoduje paradoksalną aktywację CRAF przez jego homodimeryzację lub heterodimeryzację z BRAF oraz następczą transdukcję sygnału skutkującą wzmożoną aktywnością podziałową komórki [62]. Wykazano, że w komórkach ze zmutowanym RAS inhibitor BRAF indukuje zależne od RAS przyłączenie BRAF do CRAF i dalszą indukcję sygnału na szlaku MAPK. Inny mechanizm ponownej aktywacji szlaku MAPK wskazuje na udział MAP3K8 (COT/TPL2) jako agonisty MAPK powodującego oporność linii komórkowych z mutacją BRAFV600E na inhibitory BRAF [62]. Mechanizm ten uważa się za wtórną oporność na inhibitory BRAF obserwowaną aż w 10% czerniaków z mutacją BRAFV600E. Wewnątrzkomórkowe stężenia białek COT i  BRAF są odwrotnie proporcjonalne, a zastosowanie inhibitora dla BRAFV600E powoduje podwyższenie ekspresji COT. Ekspresja COT jest wystarczająca do aktywacji ERK w sposób zależny od MEK bez udziału białek RAF. Wykazano również, że białko COT warunkuje oporność na allosteryczne inhibitory MEK, co wskazuje na możliwość aktywacji ERK przez COT w sposób niezależny od MEK. Stwierdzono także, że w komórkach COT-pozytywnych nie ma mutacji RAS [62].

W  próbkach od pacjentów poddanych terapii inhibitorami BRAF i MEK wykazano istnienie innych mechanizmów oporności, takich jak mutacja MEK1C121S [62] i aktywacja szlaku kinaz PI3K/AKT, w której pośredniczy zmniejszenie aktywności PTEN lub aktywacja IGF1R [62]. Badając linie komórkowe czerniaka uzyskane z pró- bek pobranych od pacjentów przed i po zastosowaniu wemurafenibu stwierdzono, że oporność wtórna może wynikać z podwyższonej ekspresji PDGFRβ lub mutacji w NRAS, przy czym obecność jednej z  tych zmian wyklucza drugą [62]. Potwierdzono to blokując PDGFRβ lub NRAS i uzyskując zahamowanie wzrostu komórek. W kontekście oporności wtórnej na wemurafenib rozpatrywane są również dwa geny kodujące białka apoptotyczne z  grupy „BH3-only”: BIM-EL oraz BMF [94]. Ponieważ ekspresja tych genów jest wyciszana epigenetycznie, w celu ponownego uwrażliwienia komórek czerniaka na wemurafenib zastosowano worinostat, inhibitor deacetylazy histonowej (HDAC). Coraz więcej badań wskazuje na możliwość jednoczesnej aktywacji u jednego pacjenta różnych mechanizmów oporności na inhibitory BRAF. Stwierdzono np. obecność mutacji w NRAS (Q61R/K) w połączeniu z amplifikacją BRAF lub mutacją w  MEK1 w  różnych przerzutach u  tego samego pacjenta [86,104]. Z badań Shi i wsp. wynika, że u ponad 20% pacjentów oporność wtórna na inhibitory szlaku MAPK rozwija się pod wpływem więcej niż jednego mechanizmu [95]. Taką heterogenność przerzutów obserwowano w biopsjach pobranych od tego samego pacjenta. Na przykład u pacjenta leczonego przez 726 dni dabrafenibem znaleziono wiele różnych zmian na poziomie genomu w 9 biopsjach z różnych przerzutów, w tym alternatywny splicing BRAFV600E, amplifikację BRAF, mutację KRASG12C oraz delecję PTEN [95]. Na podstawie tych danych uzyskanych metodą sekwencjonowania całych eksomów można było przedstawić drzewo filogenetyczne ewolucji klonalnej odpowiedzialnej za rozwój oporności wtórnej, w którym oporne klony powstawały w wyniku ewolucji nieliniowej.

Przyczyną oporności na wemurafenib może być także fenotyp komórek czerniaka charakteryzujący się niską ekspresją czynnika transkrypcyjnego MITF, a  dużą aktywnością NF-кB [53]. Aktywność białka MITF ma znaczenie w pierwotnej oporności na wemurafenib przez regulację ekspresji MET, receptora czynnika wzrostu hepatocytów (HGF) [108]. Poza receptorem MET na rozwój oporności wpływa także ekspresja EGFR. Wykazano, że podwyższenie ekspresji EGRF w komórkach czerniaka po zastosowaniu inhibitorów BRAF lub MEK jest przej- ściowe, a zastosowanie przerwy w podawaniu leku (‘drug holidays’) może wywołać ponowną wrażliwość komórek na te inhibitory [59]. W innych badaniach komórki czerniaka, które uzyskały oporność na wemurafenib przez podwyższony poziom EGFR były eliminowane, gdy z pod- łoża hodowlanego usuwano wemurafenib [99]. Innym przykładem odzyskiwania wrażliwości na wemurafenib po przerwie w jego stosowaniu są badania Thakur i wsp. [23]. Wiele badań wskazuje na zasadność kontynuowania terapii inhibitorami BRAF, nawet w przypadku progresji choroby [3,23,37].

Uważa się, że oporność fenotypowa na inhibitory BRAF może być również związana ze zmianami w  programach metabolicznych, w których istotną rolę odgrywa czynnik transkrypcyjny MITF (ryc. 3B). Czynnik ten jest odpowiedzialny m.in. za indukcję ekspresji PGC1α. Oba białka, MITF i PGC1α są elementami programu adaptacji bioenergetycznej, który zapewnia wydajną syntezę ATP w wyniku fosforylacji oksydacyjnej (OXPHOS) w czasie stosowania inhibitorów BRAF [36]. Oporność fenotypowa jest również związana z dużą plastycznością komórek czerniaka i obecnością subpopulacji komórek wolno dzielących się [85]. Fenotyp ten, którego cechą jest wysoka ekspresja JARID1A, może być uruchomiony przez czynniki mikrośrodowiska, takie jak niski poziom tlenu. Subpopulacja komórek JARID1A-pozytywnych charakteryzuje się opornością wielolekową, prawdopodobnie już przy pierwszym kontakcie z lekami [85,116]. Stwierdzono znacząco podwyższoną aktywację cyklu Krebsa i  OXPHOS w  komórkach o  wysokiej ekspresji JARID1A. Zastosowanie w badaniach in vitro i in vivo inhibitorów mitochondrialnego łańcucha transportu elektronów lub syntazy ATP w skojarzeniu z wemurafenibem doprowadziło do wyeliminowania komórek JARID1Apozytywnych, opornych na terapię [85,116].

W  rozwoju oporności na wemurafenib znaczącą rolę odgrywają czynniki wzrostu wydzielane przez komórki zrębu tworzące biotyczne mikrośrodowisko dla komó- rek czerniaka (ryc. 3B). Największą rolę przypisuje się HGF. Czynnik ten jest wydzielany m.in. przez fibroblasty i aktywuje receptor MET w komórkach czerniaka, co powoduje przekazanie sygnału zarówno szlakiem MAPK jak i PI3K/AKT i odpowiada za pierwotną oporność na wemurafenib [98]. Sieć powiązań w mikrośrodowisku jest na tyle silna, że fibroblasty pod wpływem wemurafenibu mogą wytwarzać czynniki wzrostu, w tym HGF, co warunkuje wtórną oporność komórek czerniaka na wemurafenib [39]. Crizotinib, inhibitor c-MET znosił oporność w badaniach in vitro i na modelach zwierzęcych. Wykazano ponadto, że badając stężenie HGF w surowicy pacjentów przed terapią można było okre- ślić odpowiedź na wemurafenib, z czego wynika, że HGF może się stać biomarkerem istotnym przy podejmowaniu decyzji terapeutycznych [111]. Komórki nowotworowe również wytwarzają czynniki wzrostu, tj. HGF, bFGF, EGF i  IGF, które aktywują odpowiednie szlaki sygnałowe i przyczyniają się do wytworzenia zarówno oporności pierwotnej jak i  wtórnej na wemurafenib [111]. Stosowana terapia może również wpływać na mikrośrodowisko, np. przez zmianę liczby limfocytów T w masie guza [52].

W  celu ograniczenia rozwoju oporności i  zmniejszenia toksyczności stosowanych leków poszukuje się ich odpowiednich kombinacji [55,65]. Kolejne fazy badań klinicznych nad skutecznością i bezpieczeństwem stosowania dabrafenibu i  trametinibu, zwane CombiDT, zakończyły się zaaprobowaniem tego połączenia przez FDA do leczenia pacjentów z zaawansowanym czerniakiem. Kombinacja zaowocowała większym odsetkiem odpowiedzi całkowitych i czasem wolnym od progresji w porównaniu z monoterapią wemurafenibem lub dabrafenibem [80]. Uzyskano spadek częstości wystę- powania SCC. W porównaniu z wynikami II fazy badań klinicznych nad trametinibem, w których nie uzyskano odpowiedzi u  żadnego pacjenta wcześniej leczonego inhibitorem BRAF, zastosowanie trametinibu w skojarzeniu z dabrafenibem u takich pacjentów wykazało nieznaczną skuteczność kliniczną, ale zależną od rodzaju odpowiedzi na inhibitor BRAF [48].

W obecnie prowadzonych badaniach klinicznych wykorzystuje się wiedzę na temat mechanizmów oporności na inhibitory BRAF. Najbardziej interesujące badania kliniczne wyszczególniono w tabeli 1. Na uwagę zasługuje LCCC 1128, które jest badaniem typu open-label II fazy z zastosowaniem dabrafenibu i trametinibu w celu oceny mechanizmu oporności. Wykorzystana zostanie technika sekwencjonowania NextGEN DNA uwzględniająca 150 onkogenów i genów supresorowych, w tym BRAF, NRAS, MEK1, MAP3K8, COT i PTEN (badanie NCT01726738). Innym przykładem badań mechanizmu oporności jest NCT02263898, w którym podczas terapii z zastosowaniem LGX818 i MEK162 będą badane komórki czerniaka cyrkulujące w krwiobiegu pod kątem ekspresji białek zaangażowanych w oporność na leki.

Inhibitory braf i mek w leczeniu raka brodawkowatego tarczycy i raka jelita grubego

Wspomniany wyżej sorafenib został zatwierdzony przez FDA do leczenia pacjentów z  rakiem tarczycy, nerki i wątrobowokomórkowym. Badanie III fazy pod akronimem DECISION potwierdziło skuteczność i bezpieczeń- stwo stosowania sorafenibu w porównaniu do placebo u pacjentów ze zróżnicowanym rakiem tarczycy opornym na radioaktywny jod [9]. Typowe objawy niepożą- dane to wysypka skórna, biegunka i łysienie bliznowate. W badaniu tym zasugerowano, że mutacje BRAF i RAS nie wpływają na czas wolny od choroby. Zaproponowano, że markerem skuteczności stosowania sorafenibu jest niski poziom ufosforylowanego AKT w jądrze komórkowym.

W  badaniach przedklinicznych na liniach komórkowych PTC testowano zarówno inhibitory MEK jak i BRAF [61,92]. Do badań klinicznych włączeni zostali pacjenci z rakiem tarczycy z mutacją BRAFV600E i opornością na jodoterapię definiowaną na podstawie jednego z nastę- pujących kryteriów:

• widoczne w badaniach obrazowych ognisko nowotworu bez wychwytu 131J,

• ognisko, które uległo progresji zgodnie z kryteriami RECIST w ciągu 12 miesięcy mimo leczenia 131J,

• wychwyt jodu w czasie leczenia,

• skumulowana aktywność 131J <600 mCi [113].

W  badaniu klinicznym I  fazy z  użyciem wemurafenibu uzyskano odpowiedź kliniczną u 3 z 9 pacjentów z rakiem brodawkowatym tarczycy mających mutację BRAFV600E [81]. Częściową odpowiedź zanotowano u 35% chorych z  BRAFV600E opornych na radiojod. Podobne wyniki uzyskano w badaniu I fazy z użyciem dabrafenibu [28]. Trwają obecnie prace nad zastosowaniem trametinibu i w skojarzeniu z dabrafenibem u pacjentów z rakiem tarczycy (badanie NCT01723202).

Aktywacja zmutowanego szlaku MAPK obniża aktywność symportera sodowo-jodowego oraz peroksydazy tarczycowej, pełniących podstawowe role w terapii radiojodem. Obecnie trwają badania, które mają ocenić skutek zastosowania terapii radioaktywnym jodem z  wemurafenibem (NCT02145143) i  dabrafenibem (NCT01534897). We wcześniejszych badaniach wykazano, że zastosowanie inhibitorów MEK uwrażliwia komórki na radiojod [40].

Mutacja w KRAS, ale także w BRAF odgrywa znaczącą rolę w rozwoju raka jelita grubego. Obecność mutacji BRAF i KRAS odpowiada za brak skuteczności terapii z użyciem przeciwciał przeciw EGFR [20]. Potwierdziła to metaanaliza badań klinicznych, która wykazała brak odpowiedzi u pacjentów z zaawansowanym CRC otrzymujących przeciwciała monoklonalne przeciw EGFR (cetuximab lub panitumumab), jeżeli występowała mutacja w BRAF [77]. Pierwsze wyniki badań nad zastosowaniem wemurafenibu w czerniaku zachęciły badaczy do stosowania tej terapii w raku jelita grubego. Niestety zastosowanie wemurafenibu w CRC nie dało oczekiwanych wyników, ponieważ tylko u  jednego z  21 pacjentów z  przerzutowym CRC zanotowano częściową odpowiedź [54]. Późniejsze badania wykazały, że hamowanie aktywności BRAFV600E bardzo szybko indukuje aktywność EGFR [79]. Zastosowanie wemurafenibu w skojarzeniu z przeciwcia- łem monoklonalnym przeciw EGFR synergistycznie zahamowało wzrost komórek CRC zarówno in vitro jak i in vivo [19,79]. Jednym z mechanizmów pierwotnej oporności CRC na wemurafenib jest duża aktywność szlaku PI3K/ AKT, w porównaniu z jego aktywnością w czerniaku, przy małej aktywności szlaku MAPK [64]. Jednoczesne zablokowanie szlaku PI3K/AKT i aktywności zmutowanej kinazy BRAF powodowało zahamowanie proliferacji w liniach komórkowych CRC [17,64]. W oparciu o te dane są obecnie prowadzone badania kliniczne nad skutecznością terapii inhibitorem EGFR (panitumumab) w skojarzeniu z inhibitorami kinaz szlaków MAPK i PI3K/AKT (tabela 1).

Przyszłość terapii ukierunkowanych przeciw braf

Zastosowanie terapii celowanych jest prawdziwym prze- łomem w leczeniu pacjentów onkologicznych. Ma nie tylko olbrzymie znaczenie kliniczne, ale także poznawcze, gdyż umożliwia badanie zachowania się nowotworu w jego naturalnym środowisku, w organizmie pacjenta. Dzięki temu również problemy pojawiające się w trakcie leczenia, w tym przede wszystkim rozwój oporno- ści wtórnej, są coraz lepiej poznawane. Niewątpliwym wyzwaniem jest udoskonalenie metod diagnostycznych tak, aby uwzględniały nie tylko różnice genetyczne między nowotworami od różnych pacjentów, ale także heterogenność genetyczną i fenotypową występującą u  tego samego pacjenta, również w  obrębie jednego guza. Trwają prace nad terapiami skojarzonymi, które skutecznie usuwałyby wszystkie rodzaje komórek nowotworowych obecne w heterogennym guzie, tym samym eliminując oporność pierwotną i zapobiegając rozwojowi oporności wtórnej. Wydaje się, że inhibitory zmutowanego białka BRAF będą ważnym elementem terapii skojarzonych przeciw różnym typom nowotworów zależnym od szlaku sygnałowego RAS/RAF/MEK/ERK (MAPK).

Przypisy

• 1. Amanuel B., Grieu F., Kular J., Millward M., Iacopetta B.: Incidenceof BRAF p.Val600Glu and p.Val600Lys mutations in a consecutiveseries of 183 metastatic melanoma patients from a high incidenceregion. Pathology, 2012; 44: 357-359
  Google Scholar
• 2. Ascierto P.A., Minor D., Ribas A., Lebbe C., O’Hagan A., Arya N., GuckertM., Schadendorf D., Kefford R.F., Grob J.J., Hamid O., AmaravadiR., Simeone E., Wilhelm T., Kim K.B. i wsp.: Phase II trial (BREAK-2) ofthe BRAF inhibitor dabrafenib (GSK2118436) in patients with metastaticmelanoma. J. Clin. Oncol., 2013; 31: 3205-3211
  Google Scholar
• 3. Azer M.W., Menzies A.M., Haydu L.E., Kefford R.F., Long G.V.: Patternsof response and progression in patients with BRAF-mutantmelanoma metastatic to the brain who were treated with dabrafenib.Cancer, 2014; 120: 530-536
  Google Scholar
• 4. Ballantyne A.D., Garnock-Jones K.P.: Dabrafenib: first global approval.Drugs, 2013; 73: 1367-1376
  Google Scholar
• 5. Barbour A.P., Tang Y.H., Armour N., Dutton-Regester K., KrauseL., Loffler K.A., Lambie D., Burmeister B., Thomas J., Smithers B.M.,Hayward N.K.: BRAF mutation status is an independent prognosticfactor for resected stage IIIB and IIIC melanoma: implications formelanoma staging and adjuvant therapy. Eur. J. Cancer, 2014; 50:2668-2676
  Google Scholar
• 6. Bettington M., Walker N., Clouston A., Brown I., Leggett B., WhitehallV.: The serrated pathway to colorectal carcinoma: current conceptsand challenges. Histopathology, 2013; 62: 367-386
  Google Scholar
• 7. Boland C.R., Goel A.: Microsatellite instability in colorectal cancer.Gastroenterology, 2010; 138: 2073-2087.e3
  Google Scholar
• 8. Bosman F., Yan P.: Molecular pathology of colorectal cancer. Pol.J. Pathol., 2014; 65: 257-266
  Google Scholar
• 9. Brose M.S., Nutting C.M., Jarzab B., Elisei R., Siena S., Bastholt L.,de la Fouchardiere C., Pacini F., Paschke R., Shong Y.K., Sherman S.I.,Smit J.W., Chung J., Kappeler C., Peña C. i wsp.: Sorafenib in radioactiveiodine-refractory, locally advanced or metastatic differentiatedthyroid cancer: a randomised, double-blind, phase 3 trial. Lancet,2014; 384: 319-328
  Google Scholar
• 10. Bryk D., Olejarz W., Zapolska-Downar D.: Kinazy aktywowanemitogenami i ich znaczenie w patogenezie miażdżycy. Postępy Hig.Med. Dośw., 2014; 68: 10-22
  Google Scholar
• 11. Brzeziańska E., Pastuszak-Lewandoska D., Wojciechowska K.,Migdalska-Sek M., Cyniak-Magierska A., Nawrot E., Lewiński A.: Investigationof V600E BRAF mutation in papillary thyroid carcinomain the Polish population. Neuro Endocrinol. Lett., 2007; 28: 351-359
  Google Scholar
• 12. Candido S., Rapisarda V., Marconi A., Malaponte G., BevelacquaV., Gangemi P., Scalisi A., McCubrey J.A., Maestro R., Spandidos D.A.,Fenga C., Libra M.: Analysis of the B-RafV600E mutation in cutaneousmelanoma patients with occupational sun exposure. Oncol. Rep.,2014; 31: 1079-1082
  Google Scholar
• 13. Cantwell-Dorris E.R., O’Leary J.J., Sheils O.M.: BRAFV600E: implicationsfor carcinogenesis and molecular therapy. Mol. CancerTher., 2011; 10: 385-394
  Google Scholar
• 14. Catalogue of somatic mutation in cancer (COSMIC). http://cancer.sanger.ac.uk/cosmic/search?q=BRAF(05.05.2015)
  Google Scholar
• 15. Chang Y.M., Barrett J.H., Bishop D.T., Armstrong B.K., BatailleV., Bergman W., Berwick M., Bracci P.M., Elwood J.M., Ernstoff M.S.,Gallagher R.P., Green A.C., Gruis N.A., Holly E.A., Ingvar C., et al.: Sunexposure and melanoma risk at different latitudes: a pooled analysisof 5700 cases and 7216 controls. Int. J. Epidemiol., 2009; 38: 814-830
  Google Scholar
• 16. Cirenajwis H., Ekedahl H., Lauss M., Harbst K., Carneiro A., EnokssonJ., Rosengren F., Werner-Hartman L., Törngren T., Kvist A., FredlundE., Bendahl P.O., Jirström K., Lundgren L., Howlin J., et al.: Molecularstratification of metastatic melanoma using gene expressionprofiling: prediction of survival outcome and benefit from moleculartargeted therapy. Oncotarget, 2015; 6: 12297-12309
  Google Scholar
• 17. Coffee E.M., Faber A.C., Roper J., Sinnamon M.J., Goel G., KeungL., Wang W.V., Vecchione L., de Vriendt V., Weinstein B.J., BronsonR.T., Tejpar S., Xavier R.J., Engelman J.A., Martin E.S., Hung K.E.:Concomitant BRAF and PI3K/mTOR blockade is required for effectivetreatment of BRAFV600E colorectal cancer. Clin. Cancer Res., 2013;19: 2688-2698
  Google Scholar
• 18. Colombino M., Capone M., Lissia A., Cossu A., Rubino C., De GiorgiV., Massi D., Fonsatti E., Staibano S., Nappi O., Pagani E., Casula M.,Manca A., Sini M., Franco R. i wsp.: BRAF/NRAS mutation frequenciesamong primary tumors and metastases in patients with melanoma.J. Clin. Oncol., 2012; 30: 2522-2529
  Google Scholar
• 19. Corcoran R.B., Ebi H., Turke A.B., Coffee E.M., Nishino M., CogdillA.P., Brown R.D., Della Pelle P., Dias-Santagata D., Hung K.E.,Flaherty K.T., Piris A., Wargo J.A., Settleman J., Mino-Kenudson M.i wsp.: EGFR-mediated re-activation of MAPK signaling contributesto insensitivity of BRAF mutant colorectal cancers to RAF inhibitionwith vemurafenib. Cancer Discov., 2012; 2: 227-235
  Google Scholar
• 20. Cui D., Cao D., Yang Y., Qiu M., Huang Y., Yi C.: Effect of BRAFV600E mutation on tumor response of anti-EGFR monoclonal antibodiesfor first-line metastatic colorectal cancer treatment: a metaanalysisof randomized studies. Mol. Biol. Rep., 2014; 41: 1291-1298
  Google Scholar
• 21. Curry J.L., Torres-Cabala C.A., Tetzlaff M.T., Bowman C., PrietoV.G.: Molecular platforms utilized to detect BRAF V600E mutation inmelanoma. Semin. Cutan. Med. Surg., 2012; 31: 267-273
  Google Scholar
• 22. Czarniecka A., Rusinek D., Stobiecka E., Krajewska J., Kowal M.,Kropińska A., Zebracka J., Kowalska M., Włoch J., Maciejewski A., Handkiewicz-JunakD.: Occurrence of BRAF mutations in a Polish cohort ofPTC patients – preliminary results. Endokrynol. Pol., 2010; 61: 462-466
  Google Scholar
• 23. Das Thakur M., Salangsang F., Landman A.S., Sellers W.R., PryerN.K., Levesque M.P., Dummer R., McMahon M., Stuart D.D.: Modellingvemurafenib resistance in melanoma reveals a strategy to forestalldrug resistance. Nature, 2013; 494: 251-255
  Google Scholar
• 24. Douillard J.Y., Oliner K.S., Siena S., Tabernero J., Burkes R., BarugelM., Humblet Y., Bodoky G., Cunningham D., Jassem J., RiveraF., Kocákova I., Ruff P., Błasińska-Morawiec M., Šmakal M. i wsp.:Panitumumab-FOLFOX4 treatment and RAS mutations in colorectalcancer. N. Engl. J. Med., 2013; 369: 1023-1034
  Google Scholar
• 25. Edlundh-Rose E., Egyházi S., Omholt K., Månsson-Brahme E.,Platz A., Hansson J., Lundeberg J.: NRAS and BRAF mutations inmelanoma tumours in relation to clinical characteristics: a studybased on mutation screening by pyrosequencing. Melanoma Res.,2006; 16: 471-478
  Google Scholar
• 26. Eisen T., Ahmad T., Flaherty K.T., Gore M., Kaye S., Marais R.,Gibbens I., Hackett S., James M., Schuchter L.M., Nathanson K.L., XiaC., Simantov R., Schwartz B., Poulin-Costello M. i wsp.: Sorafenib inadvanced melanoma: a phase II randomised discontinuation trialanalysis. Br. J. Cancer, 2006; 95: 581-586
  Google Scholar
• 27. Ellerhorst J.A., Greene V.R., Ekmekcioglu S., Warneke C.L., JohnsonM.M., Cooke C.P., Wang L.E., Prieto V.G., Gershenwald J.E., WeiQ., Grimm E.A.: Clinical correlates of NRAS and BRAF mutationsin primary human melanoma. Clin. Cancer Res., 2011; 17: 229-235
  Google Scholar
• 28. Falchook G.S., Long G.V., Kurzrock R., Kim K.B., Arkenau T.H.,Brown M.P., Hamid O., Infante J.R., Millward M., Pavlick A.C., O’DayS.J., Blackman S.C., Curtis C.M., Lebowitz P., Ma B. i wsp.: Dabrafenibin patients with melanoma, untreated brain metastases, and othersolid tumours: a phase 1 dose-escalation trial. Lancet, 2012; 379:1893-1901
  Google Scholar
• 29. Fearon E.R., Vogelstein B.: A genetic model for colorectal tumorigenesis.Cell, 1990; 61: 759-767
  Google Scholar
• 30. Flaherty K.T., Lee S.J., Schuchter L.M., Flaherty L.E., Wright J.J.,Leming P.D., Kirkwood J.M.: Final results of E2603: a double-blind, randomized phase III trial comparing carboplatin A ©/paclitaxel(P) with or without sorafenib (S) in metastatic melanoma. J. Clin.Oncol., 2010; 28 (Suppl. 1): 15s(8511)
  Google Scholar
• 31. Flaherty K.T., Puzanov I., Kim K.B., Ribas A., McArthur G.A., SosmanJ.A., O’Dwyer P.J., Lee R.J., Grippo J.F., Nolop K., Chapman P.B.:Inhibition of mutated, activated BRAF in metastatic melanoma. N.Engl. J. Med., 2010; 363: 809-819
  Google Scholar
• 32. Garnett M.J., Rana S., Paterson H., Barford D., Marais R.: Wildtypeand mutant B-RAF activate C-RAF through distinct mechanismsinvolving heterodimerization. Mol. Cell, 2005; 20: 963-969
  Google Scholar
• 33. Grady W.M., Pritchard C.C.: Molecular alterations and biomarkersin colorectal cancer. Toxicol. Pathol., 2014; 42: 124-139
  Google Scholar
• 34. Gray-Schopfer V.C., Cheong S.C., Chong H., Chow J., Moss T.,Abdel-Malek Z.A., Marais R., Wynford-Thomas D., Bennett D.C.: Cellularsenescence in naevi and immortalisation in melanoma: a rolefor p16? Br. J. Cancer, 2006; 95: 496-505
  Google Scholar
• 35. Hall R.D., Kudchadkar R.R.: BRAF mutations: signaling, epidemiology,and clinical experience in multiple malignancies. CancerControl, 2014; 21: 221-230
  Google Scholar
• 36. Haq R., Shoag J., Andreu-Perez P., Yokoyama S., Edelman H.,Rowe G.C., Frederick D.T., Hurley A.D., Nellore A., Kung A.L., WargoJ.A., Song J.S., Fisher D.E., Arany Z., Widlund H.R.: Oncogenic BRAFregulates oxidative metabolism via PGC1α and MITF. Cancer Cell,2013; 23: 302-315
  Google Scholar
• 37. Hartsough E.J., Basile K.J., Aplin A.E.: Beneficial effects of RAFinhibitor in mutant BRAF splice variant-expressing melanoma. Mol.Cancer Res., 2014; 12: 795-802
  Google Scholar
• 38. Hauschild A., Agarwala S.S., Trefzer U., Hogg D., Robert C.,Hersey P., Eggermont A., Grabbe S., Gonzalez R., Gille J., Peschel C.,Schadendorf D., Garbe C., O’Day S., Daud A. i wsp.: Results of a phaseIII, randomized, placebo-controlled study of sorafenib in combinationwith carboplatin and paclitaxel as second-line treatment inpatients with unresectable stage III or stage IV melanoma. J. Clin.Oncol., 2009; 27: 2823-2830
  Google Scholar
• 39. Hirata E., Girotti M.R., Viros A., Hooper S., Spencer-Dene B.,Matsuda M., Larkin J., Marais R., Sahai E.: Intravital imaging revealshow BRAF inhibition generates drug-tolerant microenvironmentswith high integrin β1/FAK signaling. Cancer Cell, 2015; 27: 574-588
  Google Scholar
• 40. Ho A.L., Grewal R.K., Leboeuf R., Sherman E.J., Pfister D.G., DeandreisD., Pentlow K.S., Zanzonico P.B., Haque S., Gavane S., GhosseinR.A., Ricarte-Filho J.C., Domínguez J.M., Shen R., Tuttle R.M. i wsp.:Selumetinib-enhanced radioiodine uptake in advanced thyroid cancer.N. Engl. J. Med., 2013; 368: 623-632
  Google Scholar
• 41. Hodis E., Watson I.R., Kryukov G.V., Arold S.T., Imielinski M.,Theurillat J.P., Nickerson E., Auclair D., Li L., Place C., Dicara D., RamosA.H., Lawrence M.S., Cibulskis K., Sivachenko A. i wsp.: A landscapeof driver mutations in melanoma. Cell, 2012; 150: 251-263
  Google Scholar
• 42. Hokazono K., Ueki T., Nagayoshi K., Nishioka Y., Hatae T., KogaY., Hirahashi M., Oda Y., Tanaka M.: A CpG island methylator phenotypeof colorectal cancer that is contiguous with conventionaladenomas, but not serrated polyps. Oncol. Lett., 2014; 8: 1937-1944
  Google Scholar
• 43. Howell G.M., Nikiforova M.N., Carty S.E., Armstrong M.J., HodakS.P., Stang M.T., McCoy K.L., Nikiforov Y.E., Yip L.: BRAF V600Emutation independently predicts central compartment lymph nodemetastasis in patients with papillary thyroid cancer. Ann. Surg. Oncol.,2013; 20: 47-52
  Google Scholar
• 44. Imko-Walczuk B., Piesiaków M.L., Okuniewska A., Jaśkiewicz J.,Lizakowski S., Dębska-Ślizień A., Rutkowski B.: Czynniki ryzyka rozwojunowotworów złośliwych skóry u chorych po przeszczepieniunarządów. Postępy Hig. Med. Dośw., 2012; 66: 818-827
  Google Scholar
• 45. Jarząb B., Sporny S., Lange D., Włoch J., Lewiński A., Bałdys-WaligórskaA., Barczyński M., Bręborowicz D., Brzeziński J., BruszewskaE., Chmielik E., Chosia M., Czarniecka A., Czetwertyńska M., DedecjusM. i wsp; .: Diagnosis and treatment of thyroid cancer – Polishguidelines. Endokrynol. Pol., 2010; 61: 518-568
  Google Scholar
• 46. Jass J.R., Baker K., Zlobec I., Higuchi T., Barker M., BuchananD., Young J.: Advanced colorectal polyps with the molecular andmorphological features of serrated polyps and adenomas: conceptof a ‘fusion’ pathway to colorectal cancer. Histopathology, 2006;49: 121-131
  Google Scholar
• 47. Jensen N.F., Smith D.H., Nygard S.B., Rømer M.U., Nielsen K.V.,Brünner N.: Predictive biomarkers with potential of converting conventionalchemotherapy to targeted therapy in patients with metastaticcolorectal cancer. Scand. J. Gastroenterol., 2012; 47: 340-355
  Google Scholar
• 48. Johnson D.B., Flaherty K.T., Weber J.S., Infante J.R., Kim K.B.,Kefford R.F., Hamid O., Schuchter L., Cebon J., Sharfman W.H., McWilliamsR.R., Sznol M., Lawrence D.P., Gibney G.T., Burris H.A.3rd i wsp.:Combined BRAF (Dabrafenib) and MEK inhibition (Trametinib) in patientswith BRAFV600-mutant melanoma experiencing progressionwith single-agent BRAF inhibitor. J. Clin. Oncol., 2014; 32: 3697-3704
  Google Scholar
• 49. Kim K.B., Kefford R., Pavlick A.C., Infante J.R., Ribas A., SosmanJ.A., Fecher L.A., Millward M., McArthur G.A., Hwu P., Gonzalez R.,Ott P.A., Long G.V., Gardner O.S., Ouellet D. i wsp.: Phase II study ofthe MEK1/MEK2 inhibitor Trametinib in patients with metastaticBRAF-mutant cutaneous melanoma previously treated with or withouta BRAF inhibitor. J. Clin. Oncol., 2013; 31: 482-489
  Google Scholar
• 50. Kim T.H., Park Y.J., Lim J.A., Ahn H.Y., Lee E.K., Lee Y.J., Kim K.W.,Hahn S.K., Youn Y.K., Kim K.H., Cho B.Y., Park do J.: The associationof the BRAFV600E mutation with prognostic factors and poor clinicaloutcome in papillary thyroid cancer: a meta-analysis. Cancer,2012; 118: 1764-1773
  Google Scholar
• 51. Knauf J.A., Sartor M.A., Medvedovic M., Lundsmith E., Ryder M.,Salzano M., Nikiforov Y.E., Giordano T.J., Ghossein R.A., Fagin J.A.:Progression of BRAF-induced thyroid cancer is associated with epithelial-mesenchymaltransition requiring concomitant MAP kinaseand TGFβ signaling. Oncogene, 2011; 30: 3153-3162
  Google Scholar
• 52. Knight D.A., Ngiow S.F., Li M., Parmenter T., Mok S., Cass A.,Haynes N.M., Kinross K., Yagita H., Koya R.C., Graeber T.G., RibasA., McArthur G.A., Smyth M.J.: Host immunity contributes to theanti-melanoma activity of BRAF inhibitors. J. Clin. Invest., 2013;123: 1371-1381
  Google Scholar
• 53. Konieczkowski D.J., Johannessen C.M., Abudayyeh O., Kim J.W.,Cooper Z.A., Piris A., Frederick D.T., Barzily-Rokni M., StraussmanR., Haq R., Fisher D.E., Mesirov J.P., Hahn W.C., Flaherty K.T., WargoJ.A. i wsp.: A melanoma cell state distinction influences sensitivityto MAPK pathway inhibitors. Cancer Discov., 2014; 4: 816-827
  Google Scholar
• 54. Kopetz S., Desai J., Chan E., Hecht J.R., O’Dwyer P.J., Lee R.J., NolopK.B., Saltz L.: PLX4032 in metastatic colorectal cancer patients withmutant BRAF tumors. J. Clin. Oncol., 2010; 28 (Suppl. 15s): abstr 3534
  Google Scholar
• 55. Koprowska K., Czyż M.: Dakarbazyna jako lek przeciwczerniakowyi referencyjny dla nowych programów terapeutycznych. PostępyHig. Med. Dośw., 2011; 65: 734-751
  Google Scholar
• 56. Lash R.H., Genta R.M., Schuler C.M.: Sessile serrated adenomas:prevalence of dysplasia and carcinoma in 2139 patients. J. Clin.Pathol., 2010; 63: 681-686
  Google Scholar
• 57. Lin J., Goto Y., Murata H., Sakaizawa K., Uchiyama A., Saida T.,Takata M.: Polyclonality of BRAF mutations in primary melanomaand the selection of mutant alleles during progression. Br. J. Cancer,2011; 104: 464-468
  Google Scholar
• 58. Lin K.L., Wang O.C., Zhang X.H., Dai X.X., Hu X.Q., Qu J.M.: TheBRAF mutation is predictive of aggressive clinicopathological characteristicsin papillary thyroid microcarcinoma. Ann. Surg. Oncol.,2010; 17: 3294-3300
  Google Scholar
• 59. Lito P., Pratilas C.A., Joseph E.W., Tadi M., Halilovic E., ZubrowskiM., Huang A., Wong W.L., Callahan M.K., Merghoub T., Wolchok J.D.,de Stanchina E., Chandarlapaty S., Poulikakos P.I., Fagin J.A., RosenN.: Relief of profound feedback inhibition of mitogenic signaling byRAF inhibitors attenuates their activity in BRAFV600E melanomas.Cancer Cell, 2012; 22: 668-682
  Google Scholar
• 60. Liu D., Liu Z., Condouris S., Xing M.: BRAF V600E maintainsproliferation, transformation, and tumorigenicity of BRAF-mutantpapillary thyroid cancer cells. J. Clin. Endocrinol. Metab., 2007; 92:2264-2271
  Google Scholar
• 61. Liu D., Xing M.: Potent inhibition of thyroid cancer cells by theMEK inhibitor PD0325901 and its potentiation by suppression of thePI3K and NF-κB pathways. Thyroid, 2008; 18: 853-864
  Google Scholar
• 62. Mandalà M., Voit C.: Targeting BRAF in melanoma: biologicaland clinical challenges. Crit. Rev. Oncol. Hematol., 2013; 87: 239-255
  Google Scholar
• 63. Mann G.J., Pupo G.M., Campain A.E., Carter C.D., Schramm S.J.,Pianova S., Gerega S.K., De Silva C., Lai K., Wilmott J.S., Synnott M.,Hersey P., Kefford R.F., Thompson J.F., Yang Y.H., Scolyer R.A.: BRAFmutation, NRAS mutation, and the absence of an immune-relatedexpressed gene profile predict poor outcome in patients with stageIII melanoma. J. Invest. Dermatol., 2013; 133: 509-517
  Google Scholar
• 64. Mao M., Tian F., Mariadason J.M., Tsao C.C., Lemos R. Jr., DayyaniF., Gopal Y.N., Jiang Z.Q., Wistuba I.I., Tang X.M., Bornman W.G., BollagG., Mills G.B., Powis G., Desai J. i wsp.: Resistance to BRAF inhibitionin BRAF-mutant colon cancer can be overcome with PI3K inhibitionor demethylating agents. Clin. Cancer Res., 2013; 19: 657-667
  Google Scholar
• 65. McArthur G.A.: Combination therapies to inhibit the RAF/MEK/ERK pathway in melanoma: We are not done yet. Front. Oncol., 2015;5: 161
  Google Scholar
• 66. Meckbach D., Bauer J., Pflugfelder A., Meier F., Busch C., EigentlerT.K., Capper D., von Deimling A., Mittelbronn M., Perner S., IkenbergK., Hantschke M., Büttner P., Garbe C., Weide B.: Survival accordingto BRAF-V600 tumor mutations – an analysis of 437 patients withprimary melanoma. PLoS One, 2014; 9: e86194
  Google Scholar
• 67. Menzies A.M., Haydu L.E., Visintin L., Carlino M.S., Howle J.R.,Thompson J.F., Kefford R.F., Scolyer R.A., Long G.V.: Distinguishingclinicopathologic features of patients with V600E and V600K BRAFmutantmetastatic melanoma. Clin. Cancer Res., 2012; 18: 3242-3249
  Google Scholar
• 68. Mitsutake N., Knauf J.A., Mitsutake S., Mesa C. Jr., Zhang L., FaginJ.A.: Conditional BRAFV600E expression induces DNA synthesis,apoptosis, dedifferentiation, and chromosomal instability in thyroidPCCL3 cells. Cancer Res., 2005; 65: 2465-2473
  Google Scholar
• 69. Nyström-Lahti M., Parsons R., Sistonen P., Pylkkänen L., AaltonenL.A., Leach F.S., Hamilton S.R., Watson P., Bronson E., Fusaro R.,Cavalieri J., Lynch J., Lanspa S., Smyrk T., Lynch P. i wsp.: Mismatchrepair genes on chromosomes 2p and 3p account for a major shareof hereditary nonpolyposis colorectal cancer families evaluable bylinkage. Am. J. Hum. Genet., 1994; 55: 659-665
  Google Scholar
• 70. Ogino S., Kawasaki T., Kirkner G.J., Kraft P., Loda M., Fuchs C.S.:Evaluation of markers for CpG island methylator phenotype (CIMP)in colorectal cancer by a large population-based sample. J. Mol. Diagn.,2007; 9: 305-314
  Google Scholar
• 71. Ogino S., Shima K., Meyerhardt J.A., McCleary N.J., Ng K., HollisD., Saltz L.B., Mayer R.J., Schaefer P., Whittom R., Hantel A., BensonA.B. 3rd, Spiegelman D., Goldberg R.M., Bertagnolli M.M., Fuchs C.S.:Predictive and prognostic roles of BRAF mutation in stage III coloncancer: results from intergroup trial CALGB 89803. Clin. Cancer Res.,2012; 18: 890-900
  Google Scholar
• 72. Oler G., Cerutti J.M.: High prevalence of BRAF mutation in a Braziliancohort of patients with sporadic papillary thyroid carcinomas:correlation with more aggressive phenotype and decreasedexpression of iodide-metabolizing genes. Cancer, 2009; 115: 972-980
  Google Scholar
• 73. Omberg L., Ellrott K., Yuan Y., Kandoth C., Wong C., Kellen M.R.,Friend S.H., Stuart J., Liang H., Margolin A.A.: Enabling transparentand collaborative computational analysis of 12 tumor types withinThe Cancer Genome Atlas. Nat. Genet., 2013; 45: 1121-1126
  Google Scholar
• 74. Omholt K., Platz A., Kanter L., Ringborg U., Hansson J.: NRASand BRAF mutations arise early during melanoma pathogenesisand are preserved throughout tumor progression. Clin. Cancer Res.,2003; 9: 6483-6488
  Google Scholar
• 75. Pelizzo M.R., Boschin I.M., Barollo S., Pennelli G., Toniato A.,Zambonin L., Vianello F., Piotto A., Ide E.C., Pagetta C., Sorgato N.,Torresan F., Girelli M.E., Nacamulli D., Mantero F. i wsp.: BRAF analysisby fine needle aspiration biopsy of thyroid nodules improvespreoperative identification of papillary thyroid carcinoma and representsa prognostic factor. A mono-institutional experience. Clin.Chem. Lab. Med., 2011; 49: 325-329
  Google Scholar
• 76. Picard M., Pham Dang N., D’Incan M., Mansard S., DechelotteP., Pereira B., Mondie J.M., Barthelemy I.: Is BRAF a prognostic factorin stage III skin melanoma? A retrospective study of 72 patientsafter positive sentinel lymph node dissection. Br. J. Dermatol., 2014;171: 108-114
  Google Scholar
• 77. Pietrantonio F., Petrelli F., Coinu A., Di Bartolomeo M., BorgonovoK., Maggi C., Cabiddu M., Iacovelli R., Bossi I., Lonati V., Ghilardi M.,de Braud F., Barni S.: Predictive role of BRAF mutations in patientswith advanced colorectal cancer receiving cetuximab and panitumumab:a meta-analysis. Eur. J. Cancer, 2015; 51: 587-594
  Google Scholar
• 78. Poynter J.N., Elder J.T., Fullen D.R., Nair R.P., Soengas M.S., JohnsonT.M., Redman B., Thomas N.E., Gruber S.B.: BRAF and NRAS mutationsin melanoma and melanocytic nevi. Melanoma Res., 2006;16: 267-273
  Google Scholar
• 79. Prahallad A., Sun C., Huang S., Di Nicolantonio F., Salazar R., ZecchinD., Beijersbergen R.L., Bardelli A., Bernards R.: Unresponsivenessof colon cancer to BRAF(V600E) inhibition through feedbackactivation of EGFR. Nature, 2012; 483: 100-103
  Google Scholar
• 80. Queirolo P., Picasso V., Spagnolo F.: Combined BRAF and MEKinhibition for the treatment of BRAF-mutated metastatic melanoma.Cancer Treat. Rev., 2015; 41: 519-526
  Google Scholar
• 81. Rahman M.A., Salajegheh A., Smith R.A., Lam A.K.: B-Raf mutation:a key player in molecular biology of cancer. Exp. Mol. Pathol.,2013; 95: 336-342
  Google Scholar
• 82. Regulska K., Stanisz B., Regulski M.: Indywidualizacja terapiiprzeciwnowotworowej; molekularne uwarunkowania mechanizmówdziałania nowoczesnych leków onkologicznych. Postępy Hig. Med.Dośw., 2012; 66: 855-867
  Google Scholar
• 83. Reimers M.S., Kuppen P.J., Lee M., Lopatin M., Tezcan H., PutterH., Clark-Langone K., Liefers G.J., Shak S., van de Velde C.J.: Validationof the 12-gene colon cancer recurrence score as a predictorof recurrence risk in stage II and III rectal cancer patients. J. Natl.Cancer Inst., 2014; 106: 11
  Google Scholar
• 84. Richter A., Grieu F., Carrello A., Amanuel B., Namdarian K., RynskaA., Lucas A., Michael V., Bell A., Fox S.B., Hewitt C.A., Do H., McArthurG.A., Wong S.Q., Dobrovic A., Iacopetta B.: A multisite blindedstudy for the detection of BRAF mutations in formalin-fixed, paraffin-embeddedmalignant melanoma. Sci. Rep., 2013; 3: 1659
  Google Scholar
• 85. Roesch A., Vultur A., Bogeski I., Wang H., Zimmermann K.M.,Speicher D., Körbel C., Laschke M.W., Gimotty P.A., Philipp S.E.,Krause E., Pätzold S., Villanueva J., Krepler C., Fukunaga-Kalabis M.i wsp.: Overcoming intrinsic multidrug resistance in melanoma byblocking the mitochondrial respiratory chain of slow-cycling JARID1Bhighcells. Cancer Cell, 2013; 23: 811-825
  Google Scholar
• 86. Romano E., Pradervand S., Paillusson A., Weber J., HarshmanK., Muehlethaler K., Speiser D., Peters S., Rimoldi D., Michielin O.:Identification of multiple mechanisms of resistance to vemurafenibin a patient with BRAFV600E-mutated cutaneous melanoma successfullyrechallenged after progression. Clin. Cancer Res., 2013;19: 5749-5757
  Google Scholar
• 87. Rossi M., Buratto M., Bruni S., Filieri C., Tagliati F., TrasforiniG., Rossi R., Beccati M.D., Degli Uberti E.C., Zatelli M.C.: Role of ultrasonographic/clinicalprofile, cytology, and BRAF V600E mutationevaluation in thyroid nodule screening for malignancy: a prospectivestudy. J. Clin. Endocrinol. Metab., 2012; 97: 2354-2361
  Google Scholar
• 88. Routhier C.A., Mochel M.C., Lynch K., Dias-Santagata D., LouisD.N., Hoang M.P.: Comparison of 2 monoclonal antibodies for immunohistochemicaldetection of BRAF V600E mutation in malignant melanoma, pulmonary carcinoma, gastrointestinal carcinoma,thyroid carcinoma, and gliomas. Hum. Pathol., 2013; 44: 2563-2570
  Google Scholar
• 89. Rusinek D., Szpak-Ulczok S., Jarzab B.: Gene expression profileof human thyroid cancer in relation to its mutational status. J. Mol.Endocrinol., 2011; 47: R91-R103
  Google Scholar
• 90. Rutkowski P., Gos A., Jurkowska M., Switaj T., Dziewirski W.,Zdzienicki M., Ptaszyński K., Michej W., Tysarowski A., SiedleckiJ.A.: Molecular alterations in clinical stage III cutaneous melanoma:Correlation with clinicopathological features and patient outcome.Oncol. Lett., 2014; 8: 47-54
  Google Scholar
• 91. Safaee Ardekani G., Jafarnejad S.M., Tan L., Saeedi A., Li G.: Theprognostic value of BRAF mutation in colorectal cancer and melanoma:a systematic review and meta-analysis. PLoS One, 2012; 7: e47054
  Google Scholar
• 92. Sala E., Mologni L., Truffa S., Gaetano C., Bollag G.E., Gambacorti-PasseriniC.: BRAF silencing by short hairpin RNA or chemicalblockade by PLX4032 leads to different responses in melanoma andthyroid carcinoma cells. Mol. Cancer Res., 2008; 6: 751-759
  Google Scholar
• 93. Samadder N.J., Curtin K., Tuohy T.M., Pappas L., Boucher K.,Provenzale D., Rowe K.G., Mineau G.P., Smith K., Pimentel R., KirchhoffA.C., Burt R.W.: Characteristics of missed or interval colorectalcancer and patient survival: a population-based study. Gastroenterology,2014; 146: 950-960
  Google Scholar
• 94. Shao Y., Aplin A.E.: BH3-only protein silencing contributes toacquired resistance to PLX4720 in human melanoma. Cell DeathDiffer., 2012; 19: 2029-2039
  Google Scholar
• 95. Shi H., Hugo W., Kong X., Hong A., Koya R.C., Moriceau G.,Chodon T., Guo R., Johnson D.B., Dahlman K.B., Kelley M.C., KeffordR.F., Chmielowski B., Glaspy J.A., Sosman J.A., van Baren N., Long G.V.,Ribas A., Lo R.S.: Acquired resistance and clonal evolution in melanomaduring BRAF inhibitor therapy. Cancer Discov., 2014; 4: 80-93
  Google Scholar
• 96. Sigalotti L., Fratta E., Parisi G., Coral S., Maio M.: Stability ofBRAF V600E mutation in metastatic melanoma: new insights fortherapeutic success? Br. J. Cancer, 2011; 105: 327-328
  Google Scholar
• 97. Snover D.C.: Update on the serrated pathway to colorectal carcinoma.Hum. Pathol., 2011; 42: 1-10
  Google Scholar
• 98. Straussman R., Morikawa T., Shee K., Barzily-Rokni M., QianZ.R., Du J., Davis A., Mongare M.M., Gould J., Frederick D.T., CooperZ.A., Chapman P.B., Solit D.B., Ribas A., Lo R.S. i wsp.: Tumour microenvironmentelicits innate resistance to RAF inhibitors through HGFsecretion. Nature, 2012; 487: 500-504
  Google Scholar
• 99. Sun C., Wang L., Huang S., Heynen G.J., Prahallad A., Robert C.,Haanen J., Blank C., Wesseling J., Willems S.M., Zecchin D., HoborS., Bajpe P.K., Lieftink C., Mateus C. i wsp.: Reversible and adaptiveresistance to BRAF(V600E) inhibition in melanoma. Nature, 2014;508: 118-122
  Google Scholar
• 100. Temraz S., Alameddine R., Shamseddine A.: B-type proto-oncogene-mutatedtumors of colon cancer: promising therapeuticapproaches. Curr. Opin. Oncol., 2015; 27: 276-281
  Google Scholar
• 101. Thiel A., Ristimäki A.: Toward a molecular classification ofcolorectal cancer: the role of BRAF. Front. Oncol., 2013; 3: 281
  Google Scholar
• 102. Uehling D.E., Harris P.A.: Recent progress on MAP kinase pathwayinhibitors. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2015; 25: 4047-4056
  Google Scholar
• 103. Ugolini C., Giannini R., Lupi C., Salvatore G., Miccoli P., ProiettiA., Elisei R., Santoro M., Basolo F.: Presence of BRAF V600E invery early stages of papillary thyroid carcinoma. Thyroid, 2007;17: 381-388
  Google Scholar
• 104. Van Allen E.M., Wagle N., Sucker A., Treacy D.J., JohannessenC.M., Goetz E.M., Place C.S., Taylor-Weiner A., Whittaker S., KryukovG.V., Hodis E., Rosenberg M., McKenna A., Cibulskis K., Farlow D.i wsp.: The genetic landscape of clinical resistance to RAF inhibitionin metastatic melanoma. Cancer Discov., 2014; 4: 94-109
  Google Scholar
• 105. Viros A., Fridlyand J., Bauer J., Lasithiotakis K., Garbe C., PinkelD., Bastian B.C.: Improving melanoma classification by integratinggenetic and morphologic features. PLoS Med., 2008; 5: e120
  Google Scholar
• 106. Viros A., Sanchez-Laorden B., Pedersen M., Furney S.J., Rae J.,Hogan K., Ejiama S., Girotti M.R., Cook M., Dhomen N., Marais R.:Ultraviolet radiation accelerates BRAF-driven melanomagenesis bytargeting TP53. Nature, 2014; 511: 478-482
  Google Scholar
• 107. Wan P.T., Garnett M.J., Roe S.M., Lee S., Niculescu-Duvaz D.,Good V.M., Jones C.M., Marshall C.J., Springer C.J., Barford D., MaraisR., Cancer Genome Project: Mechanism of activation of the RAFERKsignaling pathway by oncogenic mutations of B-RAF. Cell, 2004;116: 855-867
  Google Scholar
• 108. Webster D.E., Barajas B., Bussat R.T., Yan K.J., Neela P.H., FlockhartR.J., Kovalski J., Zehnder A., Khavari P.A.: Enhancer-targetedgenome editing selectively blocks innate resistance to oncokinaseinhibition. Genome Res., 2014; 24: 751-760
  Google Scholar
• 109. Weisenberger D.J., Siegmund K.D., Campan M., Young J., LongT.I., Faasse M.A., Kang G.H., Widschwendter M., Weener D., BuchananD., Koh H., Simms L., Barker M., Leggett B., Levine J. i wsp.: CpG islandmethylator phenotype underlies sporadic microsatellite instabilityand is tightly associated with BRAF mutation in colorectal cancer.Nat. Genet., 2006; 38: 787-793
  Google Scholar
• 110. Widel M.: Efekt sąsiedztwa indukowany promieniowaniem UV;dlaczego powinniśmy się zainteresować? Postępy Hig. Med. Dośw.,2012; 66: 828-837
  Google Scholar
• 111. Wilson T.R., Fridlyand J., Yan Y., Penuel E., Burton L., Chan E.,Peng J., Lin E., Wang Y., Sosman J., Ribas A., Li J., Moffat J., SutherlinD.P., Koeppen H. i wsp.: Widespread potential for growth-factor-drivenresistance to anticancer kinase inhibitors. Nature, 2012; 487: 505-509
  Google Scholar
• 112. Xing M., Alzahrani A.S., Carson K.A., Shong Y.K., Kim T.Y., ViolaD., Elisei R., Bendlová B., Yip L., Mian C., Vianello F., Tuttle R.M., RobenshtokE., Fagin J.A., Puxeddu E. i wsp.: Association between BRAFV600E mutation and recurrence of papillary thyroid cancer. J. Clin.Oncol., 2015; 33: 42-50
  Google Scholar
• 113. Xing M., Haugen B.R., Schlumberger M.: Progress in molecularbasedmanagement of differentiated thyroid cancer. Lancet, 2013;381: 1058-1069
  Google Scholar
• 114. Xing M., Westra W.H., Tufano R.P., Cohen Y., Rosenbaum E.,Rhoden K.J., Carson K.A., Vasko V., Larin A., Tallini G., Tolaney S.,Holt E.H., Hui P., Umbricht C.B., Basaria S. i wsp.: BRAF mutationpredicts a poorer clinical prognosis for papillary thyroid cancer. J.Clin. Endocrinol. Metab., 2005; 90: 6373-6379
  Google Scholar
• 115. Yang H., Higgins B., Kolinsky K., Packman K., Go Z., Iyer R., KolisS., Zhao S., Lee R., Grippo J.F., Schostack K., Simcox M.E., HeimbrookD., Bollag G., Su F.: RG7204 (PLX4032), a selective BRAFV600Einhibitor, displays potent antitumor activity in preclinical melanomamodels. Cancer Res., 2010; 70: 5518-5527
  Google Scholar
• 116. Yuan P., Ito K., Perez-Lorenzo R., Del Guzzo C., Lee J.H., ShenC.H., Bosenberg M.W., McMahon M., Cantley L.C., Zheng B.: Phenforminenhances the therapeutic benefit of BRAF(V600E) inhibitionin melanoma. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2013; 110: 18226-18231
  Google Scholar
• 117. Zaman M.U., Fatima N., Padhy A.K., Zaman U.: Controversiesabout radioactive iodine-131 remnant ablation in low risk thyroidcancers: are we near a consensus? Asian Pac. J. Cancer Prev., 2013;14: 6209-6213
  Google Scholar
• 118. Zhou Y.L., Zhang W., Gao E.L., Dai X.X., Yang H., Zhang X.H.,Wang O.C.: Preoperative BRAF mutation is predictive of occult contralateralcarcinoma in patients with unilateral papillary thyroidmicrocarcinoma. Asian Pac. J. Cancer Prev., 2012; 13: 1267-1272
  Google Scholar
• 119. Zhu Z., Gandhi M., Nikiforova M.N., Fischer A.H., Nikiforov Y.E.:Molecular profile and clinical-pathologic features of the follicularvariant of papillary thyroid carcinoma. An unusually high prevalenceof ras mutations. Am. J. Clin. Pathol., 2003; 120: 71-77
  Google Scholar

Pełna treść artykułu