Eukariotyczne polimerazy TLS
Przemysław Tomczyk 1 , Ewelina Synowiec 1 , Daniel Wysokiński 1 , Katarzyna Woźniak 1Abstrakt
Polimerazy TLS są polimerazami zdolnymi do replikowania uszkodzonego DNA (translesion DNA synthesis, TLS). Ich obecność zapobiega śmierci komórki w wyniku naruszenia integralności genomu. In vitro polimerazy te są mutatorowe, natomiast in vivo są rekrutowane poprzez określone typy uszkodzeń DNA, i przeważnie replikują je w sposób bezbłędny. Najlepiej poznanymi polimerazami TLS są polimerazy należące do rodziny Y: Rev1, κ, η, ι oraz polimeraza ζ z rodziny B. Istnieją dwa mechanizmy działania polimeraz TLS: model przełączania polimeraz i model wypełniania przerw. Wybór jednego z tych dwóch mechanizmów zależy głównie od fazy cyklu komórkowego. Regulacja aktywności polimeraz TLS może odbywać się na poziomie transkrypcji oraz na poziomie rekrutacji do miejsc uszkodzeń DNA. W tym drugim przypadku kluczowe znaczenie mają modyfikacje potranslacyjne białek – ubikwitylacja i sumoilacja oraz interakcje białko-białko.
Wstęp
Wszystkie organizmy są stale narażone na działanie licznych czynników uszkadzających ich materiał genetyczny. Czynniki te mogą pochodzić zarówno ze środowiska zewnętrznego (promieniowanie jonizujące i UV, genotoksyczne związki chemiczne), jak też ich przyczyna może tkwić w naturze samego organizmu (reaktywne formy tlenu, podatność zasad azotowych na deaminację, depurynacja i depirymidynacja DNA). Wyobrażenie o skali skutków daje liczba uszkodzeń DNA powstających w ciągu jednego dnia – u ssaków w pojedynczej komórce wartość ta wynosi około 30 000 [109]. W związku z tym zrozumiałe jest, że organizmy musiały wykształcić mechanizmy reakcji na uszkodzenia materiału genetycznego. Dobrze poznano procesy naprawy DNA, które nie rozwiązują jednak wszystkich problemów. Należy chociażby zwrócić uwagę na to, że klasyczne polimerazy DNA nie mogą kopiować uszkodzonej matrycy DNA. Jeśli więc uszkodzenie DNA nie zostanie naprawione przed rozpoczęciem replikacji, to może doprowadzić do bloku replikacyjnego. Jest to sytuacja niebezpieczna dla komórki, która może zakończyć się jej śmiercią. Mechanizmem, który pozwala komórce na przeżycie jest replikacja uszkodzonego DNA, w któ- rej biorą udział polimerazy TLS (trans-lesion synthesis – synteza przez/ponad uszkodzeniem). Ich wyjątkowa zdolność wynika z możliwości ignorowania uszkodzeń, przez wbudowywanie nukleotydów naprzeciwko uszkodzenia. Uszkodzenie pozostaje, zatem ciągle w materiale genetycznym. Jest to swego rodzaju cena, jaką musi zapłacić komórka za przeżycie pod stałą presją czynników uszkadzających DNA.
Proces TLS mogą przeprowadzać białka należące do kilku rodzin polimeraz DNA (tabela 1.) [21]. Najlepiej poznanymi polimerazami TLS są polimerazy należące do rodziny Y (Rev1, η, ι, κ) oraz polimeraza ζ, zaliczana do rodziny B. Z tych względów artykuł dotyczy właśnie tych polimeraz TLS. Wykaz genów kodujących podjednostki katalityczne omawianych polimeraz (występujących u wybranych organizmów eukariotycznych) przedstawiono w tabeli 2.
Budowa polimeraz TLS
W analizie budowy domenowej polimeraz TLS (ryc. 1) należy zaznaczyć brak domeny egzonukleazowej 3’→5’, co skutkuje brakiem aktywności korektorskiej i jest jedną z przyczyn znacznie obniżonej dokładności replikacji w stosunku do klasycznych replikaz [24,117]. Klasyczne polimerazy DNA w czasie replikacji nieuszkodzonej matrycy wstawiają błędne nukleotydy z częstością 10-6-10-8. System naprawy źle sparowanych zasad (MMR) rozpoznający i usuwający zasady pozostawione przez polimerazę w nowo syntetyzowanej nici podnosi wierność replikacji od dwóch do kilku rzędów wielkości. Wierność replikacji genomowego DNA in vivo jest bardzo wysoka; jeden błąd popełniany jest na 108 -1011 replikowanych par zasad [9]. Polimerazy TLS w czasie replikacji nieuszkodzonej matrycy wstawiają błędne nukleotydy z częstością 10−1-10−3 (tabela 3) [43,66]. Należy jednak podkreślić, że proces TLS może być bezbłędny, co obserwuje się w przypadku polimerazy η, która może kopiować DNA zawierający dimery tymidynowe indukowane przez promieniowanie UV [37,39]. Wyraźna jest dysproporcja wielkości polimeraz TLS, są wśród nich większe polimerazy Rev1 i ζ oraz mniejsze: η, ι i κ; nie jest to pozbawione znaczenia. Uważa się, że polimerazy Rev1 i ζ działają razem oraz pełnią rolę nadrzędną, sterując działaniem trzech pozostałych, mniejszych polimeraz. Znajduje to odzwierciedlenie w analizie domen. Wszystkie trzy mniejsze polimerazy mają domenę oddziałującą z Rev1, natomiast Rev1 na C-końcu zawiera 100 aminokwasów, za pomocą których może wpływać na działanie mniejszych polimeraz [18,26,70,78,100].
Polimeraza ζ składa się z 4 podjednostek: Rev3, Rev7, Pol31 i Pol32 u drożdży, natomiast u człowieka z podjednostek REV3, REV7, p50 i p66 [59]. Pod względem liczby domen strukturalnych podjednostki te istotnie różnią się między sobą. Jak widać na ryc. 1, główna część polimerazy ζ – podjednostka Rev3 – mimo dużych rozmiarów, poza domeną oddziałującą z Rev7, nie zawiera żadnych znanych miejsc oddziaływań z białkami ani regionów regulatorowych. U drożdży S. cerevisiae w warunkach in vitro zaobserwowano interakcję między Rev3 i polimerazą Rev1, stymulującą aktywność TLS polimerazy ζ [1,28]. W przeciwieństwie do niej, Rev7, mimo małych rozmiarów oddziałuje z licznymi białkami, pomijając Rev3 i polimerazę Rev1. Może też oddziaływać z DNA, gdyż zawiera wiążącą się z chromatyną domenę HORMA (Hop1/Rev7/ Mad2) [3]. Stwierdzono również, że Rev7 u drożdży wią- że się z kompleksem 9-1-1, analogiem PCNA będącym czynnikiem procesywności klasycznych replikaz, bardzo ważnym dla działania polimeraz TLS [91].
W innych polimerazach (η, ι i κ) wiązanie z DNA nastę- puje przez domenę wiążącą się z PCNA (kasetę PIP) [2]. Wyjątkiem jest Rev1, polimeraza oddziałuje z PCNA przez domenę BRCT, nieobecną u pozostałych polimeraz TLS [109]. Domena BRCT jest bardzo ważna dla funkcjonowania Rev1, o czym wymownie świadczy obserwacja, iż uszkodzenie miejsca aktywnego katalitycznie tej polimerazy nie upośledza jej działania, ale uszkodzenie domeny BRCT już tak [52]. Wśród licznych funkcji domeny BRCT warto wspomnieć o oddziaływaniu z Rev7 (podjednostka polimerazy ζ) [18] i prawdopodobnie zaangażowaniu w rozpoznawaniu uszkodzeń DNA, ponieważ stwierdzono, że w innych białkach wiąże się z ssDNA i dwuniciowymi pęknięciami DNA [44,109,111]. Przy omawianiu miejsc wiązania polimeraz TLS z PCNA, należy wspomnieć także o dwóch innych domenach: UBM – motywie wiążącym ubikwitynę oraz UBZ – palcu cynkowym wiążącym ubikwitynę. Jest to o tyle ważne, że ubikwitylacja PCNA jest mechanizmem pozwalającym polimerazom TLS na dostęp do DNA i przeprowadzenie jego replikacji [49].
Chociaż pod względem podstawowej homologii sekwencji polimerazy TLS różnią się od innych polimeraz, ich ogólna budowa przestrzenna jest podobna do klasycznych replikaz. Występują analogiczne domeny kciuka, dłoni, palców i katalityczne aminokwasy położone w domenie dłoni (ryc. 2) [10,94]. Domena kciuka jest bardziej „przysadzista” (stubby) i skrócona niż analogiczna domena replikaz, co osłabia wiązania z DNA i zmniejsza procesywność polimeraz TLS [85,116]. Podobnie jak u replikaz w centralnym regionie dłoni znajdują się katalityczne reszty asparaginianu i kwasu glutaminowego, koordynujące Mg2+, który stabilizuje dNTP [6,85,116].
Charakterystyczna tylko dla polimeraz TLS z rodziny Y jest domena PAD, związana z polimerazą, inaczej: domena małego palca [56,96] lub domena nadgarstka [101]. Jest to najmniejsza zachowana ewolucyjnie domena u polimeraz TLS [64,65]. Domena PAD ponadto ma kontakt z uszkodzoną matrycą [64,65] i jest prawdopodobnie zaangażowana w nadawanie danej polimerazie swoistości wobec konkretnych uszkodzeń DNA [13]. Występują istotne różnice między centrami aktywnymi replikaz i polimeraz Y [109]. Powiększone centra aktywne w polimerazach Y umożliwiają dopasowanie do dużych adduktów, a nawet dwóch kowalencyjnie związanych zasad, np. dimeru tymidynowego [55,71,109]. Polimerazy z rodziny Y cechują się bardzo niewielką homologią sekwencji w stosunku do wszystkich innych znanych polimeraz DNA, dzielą jednak z nimi charakterystyczną prawoskrętność cząsteczek [6,85,117].
Charakterystyka polimeraz TLS
Polimeraza Rev1
Przy opisie tego enzymu trzeba na początku zaznaczyć, że pod względem przeprowadzanej reakcji chemicznej w rzeczywistości jest on transferazą deoksycytydylową [53,74,79]. Rev1 ma więc dzięki temu zdolność wstawiania dCMP naprzeciw wielu uszkodzeń DNA, takich jak miejsca apurynowe i apirymidynowe, a ponadto naprzeciw G lub A [73,74]. Dla Rev1 możliwa jest także replikacja na matrycy zawierającej uszkodzoną G w postaci przyłączonego do niej adduktu. Przypuszcza się, że Rev1 jest szczególnie istotna dla tolerancji niektórych adduktów N2-dG [109]. Ważny jest mechanizm, który umożliwia omawianej polimerazie wstawienie dCMP naprzeciwko adduktów N2- -dG. Komplementarny do niego nukleotyd dGMP obecny w matrycy nie bierze bezpośrednio udziału w reakcji parowania z dCMP: matrycowa G jest tak „odginana”, że dCMP nie paruje z matrycą DNA, ale z polimerazą, konkretnie z argininą w pozycji 357 u człowieka (u drożdży S. cerevisiae z Arg324). Dzięki temu Rev1 wstawia nukleotydy w sposób niezależny od matrycy DNA [71,109]. Warto jednak podkreślić, że o ile z tych przyczyn G nie bierze bezpośrednio udziału w reakcji parowania, o tyle Rev1 wykazuje wobec niej silną preferencję, gdyż jest to jedyna zasada, która może odpowiednio i trwale zmienić ustawienie, umożliwiając parowanie C z argininą [71,109]. Rev1 odgrywa również znaczącą rolę w TLS na matrycy zawierającej fotoprodukty 6-4, nie pełni wówczas funkcji polimerazy, lecz regulatorową dla innych polimeraz TLS – odpowiada za zachowanie wierności reakcji TLS (frame fidelity of TLS reaction). Polimerazy TLS w nieobecności Rev1 w tego typu uszkodzeniach popełniają często błędy typu delecji lub insercji [98].
Opisywana polimeraza bierze udział w dwóch różnych mechanizmach TLS: w modelu przełączania polimeraz (podczas fazy S) i w modelu wypełniania przerw (podczas faz G1 oraz G2/M) [109,110]. Opis obydwu mechanizmów znajduje się w dalszej części pracy. Obecnie uważa się, iż Rev1 bierze udział w progresji nowotworów i w związku z tym może być rozważana, jako ważny cel terapii w tych chorobach [32,54,81,92]. Warto też podkreślić, że polimeraza Rev1 bierze udział w procesie somatycznej hipermutacji (SHM), podczas którego następuje różnicowanie genów kodujących przeciwciała. Wykazano, że transwersje C→G i G→C są rzadsze podczas różnicowania genów przeciwciał w komórkach pozbawionych białka Rev1 [34,90].
Polimeraza ζ
Polimeraza ζ nie przechodzi przez wiele uszkodzeń DNA, wyjątkiem jest glikol tyminy, który przechodzi bezbłędnie. Polimeraza ta bierze udział w tzw. ścieżce naprawy z udzia- łem dwóch polimeraz. Jedna z nich ma zdolność przechodzenia przez uszkodzenie (zwykle jest to polimeraza η, ι, czasami κ), ale nie może kontynuować replikacji. Polimeraza ζ podejmuje replikację, ponieważ może wydłużać starter, na którego końcu 3’ znajdują się błędnie sparowane nukleotydy lub nukleotydy o zaburzonej strukturze [109]. Warto podkreślić, że polimeraza ζ odgrywa główną rolę w replikacji matrycy DNA zawierającej rybonukleotydy, jak również promuje tolerowanie tego typu uszkodzeń [48]. Oprócz tego pełni bardzo ważną rolę w powstawaniu mutacji spontanicznych w komórce. TLS przeprowadzany przez nią jest najbardziej mutagenny [94].
Poziom polimerazy ζ w komórce jest stosunkowo niski i istnieje wiele mechanizmów jego regulacji [47]. Nadekspresja omawianej polimerazy wzmaga mutagenezę indukowaną promieniowaniem UV i zmniejsza oporność komórek na to promieniowanie [87]. W komórkach nowotworowych jelita grubego wykazano mniejszą ekspresję genu REV3 w porównaniu do komórek prawidłowych [14].
Polimeraza η
U człowieka mutacje lub inaktywacja genu polimerazy η prowadzą do wariantu xeroderma pigmentosum (XPV) [37,61] charakteryzującego się zwiększoną wrażliwością DNA na uszkodzenia indukowane przez promieniowanie UV, podobnie jak w klasycznej postaci tej choroby [16,50]. Uważa się, że polimeraza η jest bardzo wyspecjalizowaną i zarazem jedyną znaną polimerazą rodziny Y, która replikuje dimery tymidynowe bezbłędnie – zgodnie z informacją genetyczną, która znajdowała się tam przed powstaniem dimeru [2,32,36,103,104].
Polimeraza η razem z polimerazami ζ i κ bierze udział w tolerancji uszkodzeń, takich jak cisPt-GG. W procesie TLS w przypadku tego uszkodzenia, dokładność polimeraz jest różna: polimeraza η wykazuje bardzo dużą dokładność, natomiast prawie wszystkie błędy spowodowane są przez polimerazę κ [93].
Inne rodzaje uszkodzeń DNA podlegające działaniu polimerazy η to: 7,8-dihydro-8- oksoguanina (ten typ uszkodzenia podobnie jak dimery tymidynowe replikowany jest z bardzo dużą dokładnością) [31,109], (+)-trans-anty- -benzo(a)pireno-N2-guanina [124], addukty acetylaminofluorenowe guaniny [121], O6-metyloguanina [29], glikol tyminy [46] i addukty indukowane oksaliplatyną [104].
Polimeraza η jest ponadto odpowiedzialna za mutacje w parach A:T, które prowadzą do różnicowania genów przeciwciał w procesie somatycznej hipermutacji (SHM) [63].
Polimeraza ι
Polimeraza ι jest jedyną znaną polimerazą DNA, któ- ra rozpoznaje parowanie zasad typu Hoogsteena [72], w których do tworzenia wiązań wodorowych częściowo są wykorzystywane inne miejsca niż w parach typu Watsona-Cricka. Wykorzystanie parowania typu Hoogsteena powoduje, iż polimeraza ι jest najmniej wierną spośród polimeraz TLS [72,94]. Oprócz wykorzystania parowania zasad typu Hoogsteena, polimeraza ι wykazuje jeszcze kilka innych unikalnych właściwości wstawiania nukleotydów:
• wstawia prawidłowo T naprzeciw matrycowej A ze znacznie większą efektywnością w porównaniu do wstawiania dNTP naprzeciw pozostałych zasad azotowych [8,99,123];
• wstawia G naprzeciw matrycowej T [8,38,98,123];
• jeśli w matrycy znajdują się dwie lub więcej T w jednym ciągu, polimeraza ι preferencyjnie wstawia nieprawidłowo G tylko naprzeciw pierwszej, naprzeciw drugiej T wstawiana jest już prawidłowo A [8,105].
Opisane swoiste rodzaje parowań mogą mieć interesujące zastosowanie. Na przykład efektywne wstawianie T naprzeciwko A może być wykorzystywane w naprawie DNA typu BER, gdy matryca zawiera U, włączony nieprawidłowo podczas replikacji [8]. Uracyl jest usuwany z DNA głównie przez glikozylazę uracylową – UNG. Polimeraza ι wykazuje aktywność liazy dRP, co oznacza, że może usunąć pozostałą część nukleotydu, tj. fosforan deoksyrybozy. Wówczas polimeraza ι może wstawić prawidłowo T. Może też wprowadzić do trzech nukleotydów podczas syntezy naprawczej DNA. Dane te wskazują, że polimeraza ι może brać udział w naprawie DNA typu BER [8].
Polimeraza ι uczestniczy także we wspomnianym już alternatywnym mechanizmie TLS przez dimery tymidynowe u chorych na XPV – może brać udział w pierwszym etapie tego procesu, tzn. we wstawianiu nukleotydów naprzeciwko wymienionego uszkodzenia, następny etap – wydłużanie łańcucha DNA przeprowadza polimeraza ζ [14,60]. Warto w tym miejscu zauważyć: badania in vitro wskazują, że polimeraza ι nie mogłaby przeprowadzić drugiego etapu reakcji, gdyż nie może wydłużać końców zsyntetyzowanych przez siebie starterów (tzn. krótkich odcinków DNA powstałych w wyniku replikacji bezpo- średnio naprzeciw uszkodzenia) [102].
Inna klasa uszkodzeń, w tolerancję których jest prawdopodobnie zaangażowana polimeraza ι, to powstające w wyniku stresu oksydacyjnego. Wskazują na to współ- działanie omawianej polimerazy z białkiem XRCC1 oraz zwiększona aktywność w miejscach oksydacyjnych uszkodzeń DNA [83].
Warto wspomnieć o właściwości opisywanej polimerazy – w zależności od tego, czy jako kofaktor będzie jej służył magnez, czy alternatywnie mangan, wykazuje inne właściwości katalityczne zarówno w odniesieniu do uszkodzonego jak i nieuszkodzonego DNA. Gdy kofaktorem jest mangan polimeraza ι zyskuje możliwość replikowania w znacznie szerszej grupie uszkodzeń DNA [20].
Polimeraza ι wykazuje zdolność inkorporacji rybonukleotydów do matrycy DNA, zarówno nieuszkodzonej (zależnie od kontekstu sekwencyjnego), jak i uszkodzonej (zawierającej np. miejsca apurynowe i apirymidynowe czy 8-okso-G). Obecność rybonukleotydów w DNA wprawdzie jest mutagenna, jednak Donigan i wsp. dostrzegają możliwość ich wykorzystywania przez komórkę, jako sygnałów do naprawy DNA [17].
Polimeraza κ
Jakkolwiek omawiana polimeraza wykazuje ograniczoną zdolność funkcjonowania wobec wielu typów uszkodzeń DNA [7,119], to wobec różnego rodzaju adduktów N2-dG odznacza się bardzo szerokim zakresem działania – może prowadzić dokładnie i efektywnie syntezę DNA na wielu uszkodzeniach tego typu (w tym także na wiązaniach krzyżowych) [4,35,69,120]. Wymieniony typ uszkodzeń może być indukowany przez policykliczne węglowodory aromatyczne (PAH), takie jak np. benzo(a)piren. Reagują one wybiórczo z G zawartą w DNA (w pozycji N2) z wytworzeniem wiązania kowalencyjnego, co skutkuje powstaniem dużego adduktu. Jak już wspomniano polimeraza κ przeprowadza TLS z dużą dokładnością: najczęściej naprzeciw uszkodzonej G wstawia prawidłowo C, w przeciwieństwie do innych polimeraz TLS [76].
Polimeraza κ ma niezwykłą zdolność wydłużania końców starterów, mających na końcach 3’ uszkodzone nukleotydy. Nie wiadomo jednak, czy przejawia tę właściwość wobec uszkodzeń innych niż te indukowane przez policykliczne węglowodory aromatyczne [30,108].
Uważa się, że polimeraza κ bierze też udział w etapie wydłużania nici DNA, na której końcu znajdują się błędnie sparowane nukleotydy lub nukleotydy o zaburzonej strukturze [30,80,113], wyłączając jednak fotoprodukty 6-4, wobec których aktywność tej polimerazy jest znikoma [119].
Nawiązując do ostatniej informacji trzeba zauważyć, że polimeraza κ jest w ogóle słabo przystosowana do replikowania DNA uszkodzonego przez promieniowanie UV. Istnieją co prawda przypadki, w których przeprowadza takie reakcje – konkretnym przykładem może być tu alternatywny mechanizm TLS na matrycy zawierającej dimery tymidynowe u chorych na XPV. Polimeraza κ uczestniczy w pierwszym etapie reakcji, tzn. wstawia naprzeciw uszkodzenia nukleotydy [127], jednak zarówno jej wydajność, jak i wierność jest niska [80,106].
Na zakończenie warto zwrócić uwagę na korelację między ekspresją polimerazy κ a chorobami nowotworowymi. Odnotowano słabszą niż normalnie ekspresję polimerazy κ w komórkach niektórych nowotworów jelita grubego [52], z drugiej strony wykazano jej nadekspresję w komórkach drobnokomórkowego raka płuc [82].
Mechanizm działania polimeraz TLS
Zastanawiać może kwestia, czy istnieją mechanizmy decydujące o tym, że dany rodzaj uszkodzenia jest rozpoznawany przez konkretną polimerazę TLS. Jeden z modeli zakłada, że polimerazy losowo umiejscawiają się w miejscu uszkodzenia DNA, w oczekiwaniu aż na zasadzie prób i błędów, prostej konkurencji, któraś z nich okaże się najlepsza dla danego typu uszkodzenia. W wyborze polimerazy mogłyby odgrywać rolę następujące czynniki: powinowactwo polimerazy do matrycy czy startera, procesywność oraz zdolność omijania konkretnych uszkodzeń. Poznane już szlaki aktywacji i kontroli polimeraz TLS zdają się sugerować również istnienie bardziej zło- żonych mechanizmów uczestniczących w wyborze polimerazy adekwatnej do uszkodzenia [57,109]. Kiedy dana polimeraza TLS uzyska dostęp do DNA, może rozpocząć jego replikację. Sądzi się, że proces ten może się odbywać według dwóch mechanizmów:
• modelu przełączania polimeraz (polymerase-switching model);
• modelu wypełniania przerw (gap-filling model).
Polimerazy TLS mogą działać według obydwu powyższych modeli, zależnie np. od fazy cyklu komórkowego lub rodzaju uszkodzenia DNA. Model przełączania polimeraz wykorzystywany jest w sytuacji zablokowania widełek replikacyjnych, umożliwia kontynuowanie replikacji, zachodzi zatem tylko podczas fazy S. Jak już wspomniano w rozdziale dotyczącym charakterystyki poszczególnych polimeraz, reakcja TLS zwykle wymaga udziału dwóch lub nawet większej liczby polimeraz TLS: jednej (lub więcej) do wstawienia nukleotydu naprzeciw uszkodzenia i często innej polimerazy do wydłużenia nici DNA, zanim proces replikacji ponownie przejmą klasyczne replikazy. Ten drugi etap przeprowadza zwykle polimeraza ζ lub czasem też κ. Po replikacji, uszkodzony DNA może być poddany naprawie.
Drugi z mechanizmów – model wypełniania przerw – dzia- ła bez związku z widełkami replikacyjnymi, a więc w fazie G1, G2/M i późnej fazie S, kiedy uszkodzenia znajdują się we fragmentach ssDNA, a które wynikać mogą z błędów powstałych jeszcze podczas replikacji, np.:
• powstania nowego fragmentu Okazaki na nici opóźnionej;
• reprimingu na nici wiodącej;
• w konsekwencji obecności dużej liczby, gęsto rozmieszczonych uszkodzeń na matrycy;
• lub będących skutkiem wiązań krzyżowych pomiędzy nićmi DNA.
W wypadku tego mechanizmu celem nie jest utrzymanie ciągłości replikacji, lecz uzupełnienie luk w DNA zawierającym uszkodzenia. Klasyczne replikazy nie biorą tutaj udziału, chyba, że przerwa w DNA jest bardzo duża, wtedy uczestniczą w etapie wydłużania. Podobnie jak w przypadku poprzedniego modelu, po zakończeniu reakcji TLS DNA może być poddany naprawie w celu usunięcia uszkodzeń przed kolejną rundą replikacji [109].
Oczywiste jest, że po ominięciu uszkodzenia, synteza DNA powinna być szybko przejęta przez klasyczne replikazy (poza mechanizmem wypełniania przerw w przypadku, gdy są one małe). Nie wiemy jeszcze, jak dokładnie taki proces zachodzi, jednak najprawdopodobniej kluczowa dla niego jest deubikwitylacja PCNA [109].
Regulacja aktywności polimeraz TLS
Wszystkie polimerazy TLS są mutagenne, dlatego konieczna jest ścisła kontrola ich działania. Ich dostęp do DNA powinien być ograniczony jedynie do miejsc uszkodzeń. W jaki sposób może się to odbywać? Istnieją dwa podstawowe poziomy regulacji aktywności polimeraz TLS:
• na poziomie transkrypcji
• oraz ich rekrutacji do miejsc uszkodzeń DNA
Przykładem pierwszego sposobu regulacji jest ten odkryty dla ludzkiej polimerazy κ. Jej promotor zawiera elementy odpowiedzi na ksenobiotyki (XREs), które mogą być aktywowane przez powodujące uszkodzenia DNA policykliczne węglowodory aromatyczne, w których tolerancję zaangażowana jest właśnie ta polimeraza. Jak widać pojawienie się w środowisku danego mutagenu indukuje ekspresję polimerazy potrzebnej do jego tolerancji [2]. Inny mechanizm regulacji ekspresji zaproponowano niedawno dla polimerazy η [88]. Wykazano, że mRNA tej polimerazy stabilizowany jest przez białko PCBP1 przyłączające się do fragmentu 3’-UTR. Wyciszenie genu PCBP1 powodowało zmniejszenie poziomu zarówno białka jak i transkryptu polimerazy η.
W drugim typie regulacji aktywności polimeraz TLS kluczowe znaczenie mają modyfikacje potranslacyjne bia- łek, w tym także polimeraz TLS, oraz interakcje białko- -białko [25,68]. Najwięcej danych dotyczy ubikwitylacji. U drożdży S. cerevisiae ubikwitylacja polimerazy Rad30 (Polι) prowadzi do jej szybkiej degradacji w proteasomie [97]. Podobnie u człowieka, ubikwitylacja polimerazy η, w której bierze udział ligaza Pirh2, prowadzi do degradacji w proteasomie 20S [41]. W polimerazach TLS z rodziny Y człowieka znajdują się motywy, które umożliwiają ponadto niekowalencyjne przyłączenie się ubikwityny. Jest to motyw UBM występujący w polimerazach i i Rev1 lub motyw UBZ spotykany w polimerazach η i κ (ryc. 1) [11,12,27,40,84]. Przyłączenie ubikwityny powoduje zmiany konformacyjne polimeraz, które uniemożliwiają im oddziaływanie z innymi białkami. W konsekwencji, polimerazy nie są dalej rekrutowane do miejsc uszkodzeń DNA [11,12,25,84].
Eukariotyczne polimerazy TLS mogą być także regulowane poprzez interakcje białko-białko. Warto podkreślić, że funkcję regulatorową dla polimeraz TLS pełni białko Rev1. Umożliwia ono dostęp pozostałym polimerazom TLS do końca startera na nici naprzeciw uszkodzenia DNA [60,109].
Jednym z ważnych białek oddziałujących z polimerazami z rodziny Y jest białko PCNA, będące czynnikiem procesywności polimeraz DNA [49]. Polimerazy: η, ι i κ zawierają motyw PIP, który pozwala im na bezpośrednie oddziaływanie z PCNA (ryc. 1). Białko PCNA ulega monoubikwitylacji na lizynie 164. z udziałem białek Rad6 i Rad18 w odpowiedzi na zatrzymanie widełek replikacyjnych. Uważa się, iż modyfikacja ta leży u podstaw zmiany polimerazy replikacyjnej δ lub ε na polimerazę TLS i tym samym syntezy DNA ponad uszkodzeniem [51]. Wśród białek oddziałujących z PCNA ważną rolę odgrywa białko p21, inhibitor cyklu komórkowego [15]. Ekspresja białka p21 modulowana jest przez białko p53, a oba te białka kooperują w zatrzymaniu cyklu komórkowego w odpowiedzi na uszkodzenia DNA [125]. Badania wykazały, iż inaktywacja zarówno białka p53, jak i p21 prowadzi do znacznego wzrostu efektywności systemu TLS przy jednoczesnym, znacznym spadku dokładności syntezy DNA i w konsekwencji znacznego zwiększenia poziomu mutacji [5]. Obecność białek p21 i p53 gwarantuje relatywnie dobrą wierność syntezy DNA i ogranicza równocze- śnie jej tempo [5]. Świadczy to o istotnej roli tych białek w kontroli systemu TLS. Avkin i wsp. [5] zaproponowali model wyjaśniający te zjawiska, w którym pod wpływem uszkodzenia DNA i zatrzymania widełek replikacyjnych zwiększony poziom białka p53 indukuje ekspresję biał- ka p21 [5]. Białko p21 wiążąc się z PCNA bierze udział w uwolnieniu polimerazy replikacyjnej, a w jej miejsce rekrutowana jest polimeraza TLS. Jednocześnie zachodzi monoubikwitylacja PCNA na lizynie 164. Inny model, zaproponowany przez Prives i Gottifredi [86] uwzględnia dodatkowe fakty na czele z wynikami wskazującymi, iż białko p21 po ekspozycji komórki na promieniowanie UV ulega degradacji [86]. Sugeruje się tu, przeciwnie do poprzedniego modelu, iż białko p21 może być związane z czynnikiem PCNA podczas replikacji, nie wpływając na aktywność tego procesu i blokując zarazem dostęp do PCNA polimerazom TLS. Ekspozycja na promieniowanie UV i w konsekwencji powstanie uszkodzenia w DNA prowadzi do degradacji p21, co umożliwia polimerazom TLS dostęp do PCNA. Towarzyszyć temu może monoubikwitylacja lizyny 164 w PCNA, a polimeraza replikacyjna zastąpiona zostaje przez polimerazę TLS [86].
Wiadomo też, że białko PCNA ulega poliubikwitylacji przez kompleks białek: Mms2, Ubc13 i Rad5 także na lizynie 164, a dodatkowo na lizynie 127. W tym samym miejscu białko PCNA jest też sumoilowane [2]. Podobnie jak monoubikwitylacja PCNA, również sumoilacja tego białka powoduje zmianę jego aktywności. Ma zapobiegać niewłaściwej rekombinacji homologicznej. Sumoilowany PCNA wykazuje zwiększone powinowactwo do helikazy Srs2 i oddziałuje z nią, niszcząc filamenty ssDNA-Rad51.
Dzięki temu w razie uszkodzenia DNA, szlak rekombinacji zależny od Rad51 jest blokowany, natomiast promowany jest mechanizm DDT. Sumoilacja zachodzi na lizynie 164. PCNA z udziałem kompleksu Ubc9 i Siz1. Modyfikacja ta może zajść również na lizynie 127. PCNA, jednak uważa się, że wówczas nie pełni roli przełącznika molekularnego między rekombinacją homologiczną i DDT, ale bierze udział w tworzeniu kompleksów chromatyd siostrzanych podczas fazy S cyklu komórkowego.
Sumoilacji ulegają też polimerazy TLS: Rev1, η i κ [33,42,68,89]. Badania przeprowadzone na C. elegans wykazały, że polimeraza η jest sumoilowana na lizynie 85. i 260., co zapobiega jej ubikwitylacji i w konsekwencji degradacji [42,89]. Badania przeprowadzone na C. elegans sugerują także związek między aktywnością polimeraz TLS a białkami porów jądrowych [89]. Sumoilację polimerazy η na lizynie 163. zaobserwowano również u człowieka [68]. Polimeraza Rev1 modyfikowana jest przez białko SUMO-2 na lizynie 99 [33].
Obecny stan wiedzy nie pozwala na pełne wyjaśnienie natury procesu regulacji aktywności polimeraz TLS. Wydaje się, iż ubikwitylacja i sumoilacja PCNA, jak i rola białek p21 i p53 w tym procesie stanowi jedynie element tej regulacji. Spodziewać się można istnienia dodatkowych czynników oraz modyfikacji stanowiących bardziej złożony system oddziaływań stabilizujący funkcję polimeraz TLS w kontekście obecności/braku uszkodzeń DNA.
Podsumowanie
Uważa się, że polimerazy TLS mogą być wykorzystane w terapii przeciwnowotworowej. Udowodniono na przykład, że zahamowanie ekspresji genu REV3 (podjednostka polimerazy ζ) w komórkach nowotworowych różnego pochodzenia hamuje ich wzrost oraz powoduje gromadzenie się w nich trwałych uszkodzeń DNA [43]. Oprócz wykorzystania polimeraz TLS per se możliwe jest także zastosowanie ich pomocniczo w chemioterapii. Tutaj mechanizm ich wykorzystania opiera się na osłabianiu oporności komórek na chemioterapeutyki uszkadzające DNA [107]. Na korzyść tej strategii leczenia przemawiają np. wyniki badań przeprowadzonych przez Wu i wsp. [114], w których wykazano, że hamowanie ekspresji REV3 uwraż- liwia fibroblasty na cisplatynę i ogranicza liczbę komórek opornych na ten lek [114]. Za inny przykład mogą służyć badania, w których wykazano, że hamowanie ekspresji polimerazy Rev1, powoduje zanikanie oporności na cyklofosfamid i tym samym polepsza efektywność chemioterapii [115]. Punktem wyjścia do stworzenia tej strategii były doświadczenia na drożdżach, w których wykazano, iż delecja genu Rev3 hamuje oporność na hydroksymocznik (inhibitor reduktazy rybonukleotydowej) [75].
Trzeba jednak zwrócić uwagę także na drugą stronę medalu – mianowicie: jak hamowanie aktywności polimeraz TLS wpływa na komórki prawidłowe? Z jednej strony istnieją optymistyczne przesłanki, jak brak wpływu na przeżywalność i wzrost komórek linii nienowotworowych poddanych antysensownemu hamowaniu ekspresji REV3 [23,43]. Niestety jednak są i bardziej niepokojące doniesienia: różne zespoły badawcze stwierdziły, że wyłączenie genu REV3 w komórkach MEF powodowało zahamowanie ich wzrostu [112,122]. Dlatego też niezbędne będzie określenie, jak potencjalne terapie nowotworowe oparte na inhibicji polimeraz TLS wpływać mogą na komórki prawidłowe. Wydaje się, że konieczne będzie stosowanie metod inhibicji o wyższym stopniu bezpieczeństwa, np. stosowanie przejściowej inhibicji zamiast długoterminowej, w tym stosowanie specyficznych drobnocząsteczkowych inhibitorów tych polimeraz zamiast wektorów lentiwirusowych dostarczających konstytutywnie siRNA przeznaczonego do wyciszania genów polimeraz TLS [43].
Przypisy
- 1. Acharya N., Johnson R.E., Prakash S., Prakash L.: Complex formationwith Rev1 enhances the proficiency of Saccharomyces cerevisiae DNApolymerase zeta for mismatch extension and for extension oppositefrom DNA lesions. Mol. Cell. Biol., 2006; 26: 9555-9563
Google Scholar - 2. Andersen P.L., Xu F., Xiao W.: Eukaryotic DNA damage toleranceand translesion synthesis through covalent modifications of PCNA.Cell Res., 2008; 18: 162-173
Google Scholar - 3. Aravind L., Koonin E.V.: The HORMA domain: a common structuraldenominator in mitotic checkpoints, chromosome synapsis and DNArepair. Trends Biochem. Sci., 1998; 23: 284-286
Google Scholar - 4. Avkin S., Goldsmith M., Velasco-Miguel S., Geacintov N., FriedbergE.C., Livneh Z.: Quantitative analysis of translesion DNA synthesis acrossa benzo[α]pyrene-guanine adduct in mammalian cells: the role of DNApolymerase κ. J. Biol. Chem., 2004; 279: 53298-53305
Google Scholar - 5. Avkin S., Sevilya Z., Toube L., Geacintov N., Chaney S.G., Oren M.,Livneh Z.: P53 and p21 regulate error-prone DNA repair to yield a lowermutation load. Mol. Cell, 2006; 22: 407-413
Google Scholar - 6. Baker T.A., Bell S.P.: Polymerases and the replisome: machines withinmachines. Cell, 1998; 92: 295-305
Google Scholar - 7. Bavoux C., Hoffmann J.S., Cazaux C.: Adaptation to DNA damage andstimulation of genetic instability: the double-edged sword mammalianDNA polymerase κ. Biochimie, 2005; 87: 637-646
Google Scholar - 8. Bebenek K., Tissier A., Frank E.G., McDonald J.P., Prasad R., WilsonS.H., Woodgate R., Kunkel T.A.: 5’-Deoxyribose phosphate lyase activityof human DNA polymerase iota in vitro. Science, 2001; 291: 2156-2159
Google Scholar - 9. Bębenek A.: Mechanizmy wierności replikacji DNA. Postępy Biochem.,2008; 54: 43-56
Google Scholar - 10. Berdis A.J.: Chemotherapeutic intervention by inhibiting DNA polymerases.W: DNA repair in cancer therapy. Molecular targets and clinicalapplications, red.: M.R. Kelley. Elsevier Inc. 2012, 75-107
Google Scholar - 11. Bienko M., Green C.M., Crosetto N., Rudolf F., Zapart G., Coull B.,Kannouche P., Wider G., Peter M., Lehmann A.R., Hofmann K., Dikic I.:Ubiquitin-binding domains in Y-family polymerases regulate translesionsynthesis. Science, 2005; 310: 1821-1824
Google Scholar - 12. Bienko M., Green C.M., Sabbioneda S., Crosetto N., Matic I., HibbertR.G., Begovic T., Niimi A., Mann M., Lehmann A.R., Dikic I.: Regulationof translesion synthesis DNA polymerase h by monoubiquitination.Mol. Cell, 2010; 37: 396-407
Google Scholar - 13. Boudsocq F., Kokoska R.J., Plosky B.S., Vaisman A., Ling H., KunkelT.A., Yang W., Woodgate R.: Investigating the role of the little fingerdomain of Y-family DNA polymerases in low fidelity synthesis andtranslesion replication. J. Biol. Chem., 2004; 279: 32932-32940
Google Scholar - 14. Brondello J.M., Pillaire M.J., Rodriguez C., Gourraud P.A., SelvesJ., Cazaux C., Piette J.: Novel evidences for a tumor suppressor role ofRev3, the catalytic subunit of Pol zeta. Oncogene, 2008; 27: 6093-6101
Google Scholar - 15. Cazzalini O., Scovassi A.I., Savio M., Stivala L.A., Prosperi E.: Multipleroles of the cell cycle inhibitor p21CDKN1A in the DNA damage response.Mutat. Res., 2010; 704: 12-20
Google Scholar - 16. Cordeiro-Stone M., Zaritskaya L.S., Price L.K., Kaufmann W.K.: Replicationfork bypass of a pyrimidine dimer blocking leading strandDNA synthesis. J. Biol. Chem., 1997; 272: 13945-13954
Google Scholar - 17. Donigan K.A., McLenigan M.P., Yang W., Goodman M.F., WoodgateR.: The steric gate of DNA polymerase ι regulates ribonucleotideincorporation and deoxyribonucleotide fidelity. J. Biol. Chem., 2014;289: 9136-9145
Google Scholar - 18. D’Souza S., Walker G.C.: Novel role for the C terminus of Saccharomycescerevisiae Rev1 in mediating protein-protein interactions. Mol.Cell. Biol., 2006; 26: 8173-8182
Google Scholar - 19. Fortune J.M., Pavlov Y.I., Welch C.M., Johansson E., Burgers P.M.,Kunkel T.A.: Saccharomyces cerevisiae DNA polymerase d: high fidelityfor base substitutions but lower fidelity for single- and multi-base deletions.J. Biol. Chem., 2005; 280: 29980-29987
Google Scholar - 20. Frank E.G., Woodgate R.: Increased catalytic activity and alteredfidelity of human DNA polymerase ι in the presence of manganese. J.Biol. Chem., 2007; 282: 24689-24696
Google Scholar - 21. Friedberg E.C., Lehmann A.R., Fuchs R.P.: Trading places: how doDNA polymerases switch during translesion DNA synthesis? Mol. Cell,2005; 18: 499-505
Google Scholar - 22. Gan G.N., Wittschieben J.P., Wittschieben B.O., Wood R.D.: DNA polymerasezeta (pol ζ) in higher eukaryotes. Cell Res., 2008; 18: 174-183
Google Scholar - 23. Gibbs P.E., McGregor W.G., Maher V.M., Nisson P., Lawrence C.W.:A human homolog of the Saccharomyces cerevisiae REV3 gene, whichencodes the catalytic subunit of DNA polymerase ζ. Proc. Natl. Acad.Sci. USA, 1998; 95: 6876-6880
Google Scholar - 24. Goodman M.F.: Error-prone repair DNA polymerases in prokaryotesand eukaryotes. Annu. Rev. Biochem., 2002; 71: 17-50
Google Scholar - 25. Goodman M.F., Woodgate R.: Translesion DNA polymerases. ColdSpring Harb. Perspect. Biol., 2013; 5: a010363
Google Scholar - 26. Guo C., Fischhaber P.L., Luk-Paszyc M.J., Masuda Y., Zhou J., KamiyaK., Kisker C., Friedberg E.C.: Mouse Rev1 protein interacts with multipleDNA polymerases involved in translesion DNA synthesis. EMBO J.,2003; 22: 6621-6630
Google Scholar - 27. Guo C., Tang T.S., Bienko M., Parker J.L., Bielen A.B., Sonoda E., TakedaS., Ulrich H.D., Dikic I., Friedberg E.C.: Ubiquitin-binding motifs inREV1 protein are required for its role in the tolerance of DNA damage.Mol. Cell. Biol., 2006; 26: 8892-8900
Google Scholar - 28. Guo D., Xie Z., Shen H., Zhao B., Wang Z.: Translesion synthesis ofacetylaminofluorene-dG adducts by DNA polymerase ζ is stimulatedby yeast Rev1 protein. Nucleic Acids Res. 2004; 32: 1122-1130
Google Scholar - 29. Haracska L., Prakash S., Prakash L.: Replication past O(6)-methylguanineby yeast and human DNA polymerase η. Mol. Cell. Biol., 2000;20: 8001-8007
Google Scholar - 30. Haracska L., Prakash L., Prakash S.: Role of human DNA polymeraseκ as an extender in translesion synthesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,2002; 99: 16000-16005
Google Scholar - 31. Haracska L., Yu S.L., Johnson R.E., Prakash L., Prakash S.: Efficientand accurate replication in the presence of 7,8-dihydro-8-oxoguanineby DNA polymerase η. Nat. Genet., 2000; 25: 458-461
Google Scholar - 32. He X., Ye F., Zhang J., Cheng Q., Shen J., Chen H.: REV1 genetic variantsassociated with the risk of cervical carcinoma. Eur. J. Epidemiol.,2008; 23: 403-409
Google Scholar - 33. Hendriks I.A., D’Souza R.C., Yang B., Verlaan-de Vries M., Mann M.,Vertegaal A.C.: Uncovering global SUMOylation signaling networks ina site-specific manner. Nat. Struct. Mol. Biol., 2014; 21: 927-936
Google Scholar - 34. Jansen J.G., Langerak P., Tsaalbi-Shtylik A., van den Berk P., JacobsH., de Wind N.: Strand-biased defect in C/G transversions in hypermutatingimmunoglobulin genes in Rev1-deficient mice. J. Exp. Med.,2006; 203: 319-323
Google Scholar - 35. Jarosz D.F., Godoy V.G., Delaney J.C., Essigmann J.M., Walker G.C.:A single amino acid governs enhanced activity of DinB DNA polymeraseson damaged templates. Nature, 2006; 439: 225-228
Google Scholar - 36. Johnson R.E., Kondratick C.M., Prakash S., Prakash L.: hRAD30 mutationsin the variant form of xeroderma pigmentosum. Science, 1999;285: 263-265
Google Scholar - 37. Johnson R.E., Prakash S., Prakash L.: Efficient bypass of a thymine-thyminedimer by yeast DNA polymerase, Polη. Science, 1999; 283:1001-1004
Google Scholar - 38. Johnson R.E., Washington M.T., Haracska L., Prakash S., Prakash L.:Eukaryotic polymerase ι and ζ act sequentially to bypass DNA lesions.Nature, 2000; 406: 1015-1019
Google Scholar - 39. Johnson R.E., Washington M.T., Prakash S., Prakash L.: Fidelity ofhuman DNA polymerase η. J. Biol. Chem., 2000; 275: 7447-7450
Google Scholar - 40. Jung Y.S., Hakem A., Hakem R., Chen X.: Pirh2 E3 ubiquitin ligasemonoubiquitinates DNA polymerase h to suppress translesion DNAsynthesis. Mol. Cell. Biol., 2011; 31: 3997-4006
Google Scholar - 41. Jung Y.S., Liu G., Chen X.: Pirh2 E3 ubiquitin ligase targets DNApolymerase h for 20S proteasomal degradation. Mol. Cell. Biol., 2010;30: 1041-1048
Google Scholar - 42. Kim S.H., Michael W.M.: Regulated proteolysis of DNA polymeraseη during the DNA-damage response in C. elegans. Mol. Cell, 2008;32: 757-766
Google Scholar - 43. Knobel P.A., Marti T.M.: Translesion DNA synthesis in the contextof cancer research. Cancer Cell Internat., 2011; 11: 39
Google Scholar - 44. Kobayashi M., Figaroa F., Meeuwenoord N., Jansen L.E., Siegal G.:Characterization of the DNA binding and structural properties of theBRCT region of human replication factor C p140 subunit. J. Biol. Chem.,2006; 281: 4308-4317
Google Scholar - 45. Kunkel T.A., Hamatake R.K., Motto-Fox J., Fitzgerald M.P., Sugino A.:Fidelity of DNA polymerase I and the DNA polymerase I-DNA primasecomplex from Saccharomyces cerevisiae. Mol. Cell. Biol., 1989; 9: 4447-4458
Google Scholar - 46. Kusumoto R., Masutani C., Iwai S., Hanaoka F.: Translesion synthesisby human DNA polymerase η across thymine glycol lesions. Biochemistry,2002; 41: 6090-6099
Google Scholar - 47. Lawrence C.W.: Cellular functions of DNA polymerase ζ and Rev1protein. Adv. Protein Chem., 2004; 69: 167-203
Google Scholar - 48. Lazzaro F., Novarina D., Amara F., Watt D.L., Stone J.E., CostanzoV., Burgers P.M., Kunkel T.A., Plevani P., Muzi-Falconi M.: RNase H andpostreplication repair protect cells from ribonucleotides incorporatedin DNA. Mol. Cell, 2012; 45: 99-110
Google Scholar - 49. Lehmann A.R.: Translesion synthesis in mammalian cells. Exp. CellRes., 2006; 312: 2673-2676
Google Scholar - 50. Lehmann A.R., Kirk-Bell S., Arlett C.F., Paterson M.C., Lohman P.H.,de Weerd-Kastelein E.A., Bootsma D.: Xeroderma pigmentosum cellswith normal levels of excision repair have a defect in DNA synthesisafter UV-irradiation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1975; 72: 219-223
Google Scholar - 51. Lehmann A.R., Niimi A., Ogi T., Brown S., Sabbioneda S., Wing J.F.,Kannouche P.L., Green C.M.: Translesion synthesis: Y-family polymerasesand the polymerase switch. DNA Repair, 2007; 6: 891-899
Google Scholar - 52. Lemee F., Bavoux C., Pillaire M.J., Bieth A., Machado C.R., Pena S.D., Guimbaud R., Selves J., Hoffmann J.S., Cazaux C.: Characterizationof promoter regulatory elements involved in down expression of theDNA polymerase κ in colorectal cancer. Oncogene, 2007; 26: 3387-3394
Google Scholar - 53. Lin W., Xin H., Zhang Y., Wu X., Yuan F., Wang Z.: The human REV1gene codes for a DNA template-dependent dCMP transferase. NucleicAcids Res., 1999; 27: 4468-4475
Google Scholar - 54. Lin X., Okuda T., Trang J., Howell S.B.: Human REV1 modulates thecytotoxicity and mutagenicity of cisplatin in human ovarian carcinomacells. Mol. Pharmacol., 2006; 69: 1748-1754
Google Scholar - 55. Ling H., Boudsocq F., Plosky B.S., Woodgate R., Yang W.: Replicationof a cis-syn thymine dimer at atomic resolution. Nature, 2003;424: 1083-1087
Google Scholar - 56. Ling H., Boudsocq F., Woodgate R., Yang W.: Crystal structure ofa Y-family DNA polymerase in action: a mechanism for error-proneand lesion-bypass replication. Cell, 2001; 107: 91-102
Google Scholar - 57. Livneh Z., Ziv O., Shachar S.: Multiple two-polymerase mechanismsin mammalian translesion DNA synthesis. Cell Cycle, 2010; 9: 729-735
Google Scholar - 58. Longley M.J., Nguyen D., Kunkel T.A., Copeland W.C.: The fidelityof human DNA polymerase g with and without exonucleolytic proofreadingand the p55 accessory subunit. J. Biol. Chem., 2001; 276: 38555-38562
Google Scholar - 59. Makarova A.V., Burgers P.M.: Eukaryotic DNA polymerase ζ. DNARepair, 2015; 29: 47-55
Google Scholar - 60. Masuda Y., Kamiya K.: Role of single-stranded DNA in targetingREV1 to primer termini. J. Biol. Chem., 2006; 281: 24314-24321
Google Scholar - 61. Masutani C., Kusumoto R., Iwai S., Hanaoka F.: Mechanisms of accuratetranslesion synthesis by human DNA polymerase η. EMBO J.,2000; 19: 3100-3109
Google Scholar - 62. Matsuda T., Bebenek K., Masutani C., Rogozin I.B., Hanaoka F., KunkelT.A.: Error rate and specificity of human and murine DNA polymeraseh. J. Mol. Biol., 2001; 312: 335-346
Google Scholar - 63. Mayorow V.I., Rogozin I.B., Adkison L.R., Gearhart P.J.: DNA polymeraseη contributes to strand bias of mutations of A versus T in immunoglobulingenes. J. Immunol., 2005; 174: 7781-7786
Google Scholar - 64. McCulloch S.D., Kokoska R.J., Chilkova O., Welch C.M., Johansson E.,Burgers P.M., Kunkel T.A.: Enzymatic switching for efficient and accuratetranslesion DNA replication. Nucleic Acids Res., 2004; 32: 4665-4675
Google Scholar - 65. McCulloch S.D., Kokoska R.J., Masutani C., Iwai S., Hanaoka F., KunkelT.A.: Preferential cis-syn thymine dimer bypass by DNA polymeraseη occurs with biased fidelity. Nature, 2004; 428: 97-100
Google Scholar - 66. McCulloch S.D., Kunkel T.A.: The fidelity of DNA synthesis by eukaryoticreplicative and translesion synthesis polymerases. Cell Res.,2008; 18: 148-161
Google Scholar - 67. McCulloch S.D., Wood A., Garg P., Burgers P.M., Kunkel T.A.: Effectsof accessory proteins on the bypass of a cis-syn thymine-thymine dimerby Saccharomyces cerevisiae DNA polymerase h. Biochemistry, 2007;46: 8888-8896
Google Scholar - 68. McIntyre J., Woodgate R.: Regulation of translesion DNA synthesis:Posttranslational modification of lysine residues in key proteins. DNARepair, 2015; 29: 166-179
Google Scholar - 69. Minko I.G., Yamanaka K., Kozekov I.D., Kozekova A., Indiani C.,O’Donnell M.E., Jiang Q., Goodman M.F., Rizzo C.J., Lloyd R.S.: Replicationbypass of the acrolein-mediated deoxyguanine DNA-peptidecross-links by DNA polymerases of the DinB family. Chem. Res. Toxicol.,2008; 21: 1983-1990
Google Scholar - 70. Murakumo Y., Ogura Y., Ishii H., Numata S., Ichihara M., CroceC.M., Fishel R., Takahashi M.: Interactions in the error-prone postreplicationrepair proteins hREV1, hREV3, and hREV7. J. Biol. Chem.,2001; 276: 35644-35651
Google Scholar - 71. Nair D.T., Johnson R.E., Prakash L., Prakash S., Aggarwal A.K.: Rev1employs a novel mechanism of DNA synthesis using a protein template. Science, 2005; 309: 2219-2222
Google Scholar - 72. Nair D.T., Johnson R.E., Prakash S., Prakash L., Aggarwal A.K.: Replicationby human DNA polymerase-ι occurs by Hoogsteen base-pairing.Nature, 2004; 430: 377-380
Google Scholar - 73. Nelson J.R., Gibbs P.E., Nowica A.M., Hinkle D.C., Lawrence C.W.:Evidence for a second function for Saccharomyces cerevisiae Rev1p.Mol. Microbiol., 2000; 37: 549-554
Google Scholar - 74. Nelson J.R., Lawrence C.W., Hinkle D.C.: Deoxycytidyl transferaseactivity of yeast REV1 protein. Nature, 1996; 382: 729-731
Google Scholar - 75. Northam M.R., Robinson H.A., Kochenova O.V., Shcherbakova P.V.:Participation of DNA polymerase zeta in replication of undamaged DNAin Saccharomyces cerevisiae. Genetics, 2010; 184: 27-42
Google Scholar - 76. Ogi T., Shinkai Y., Tanaka K., Ohmori H.: Polκ protects mammaliancells against the lethal and mutagenic effects of benzo[α]pyrene. Proc.Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 15548-15553
Google Scholar - 77. Ohashi E., Bebenek K., Matsuda T., Feaver W.J., Gerlach V.L., FriedbergE.C., Ohmori H., Kunkel T.A.: Fidelity and processivity of DNA synthesisby DNA polymerase k, the product of the human DINB1 gene. J.Biol. Chem., 2000; 275: 39678-39684
Google Scholar - 78. Ohashi E., Murakumo Y., Kanjo N., Akagi J., Masutani C., HanaokaF., Ohmori H.: Interaction of hREV1 with three human Y-family DNApolymerases. Genes Cells, 2004; 9: 523-531
Google Scholar - 79. Ohmori H., Friedberg E.C., Fuchs R.P., Goodman M.F., Hanaoka F.,Hinkle D., Kunkel T.A., Lawrence C.W., Livneh Z., Nohmi T., Prakash L.,Prakash S., Todo T., Walker G.C., Wang Z., Woodgate R.: The Y-familyof DNA polymerases. Mol. Cell, 2001; 8: 7-8
Google Scholar - 80. Ohmori H., Ohashi E., Ogi T.: Mammalian Pol κ: regulation of itsexpression and lesion substrates. Adv. Protein. Chem., 2004; 69: 265-278
Google Scholar - 81. Okuda T., Lin X., Trang J., Howell S.B.: Suppression of hREV1 expressionreduces the rate at which human ovarian carcinoma cells acquireresistance to cisplatin. Mol. Pharmacol., 2005; 67: 1852-1860
Google Scholar - 82. O-Wang J., Kawamura K., Tada Y., Ohmori H., Kimura H., SakiyamaS., Tagawa M.: DNA polymerase κ, implicated in spontaneous and DNAdamage-induced mutagenesis, is overexpressed in lung cancer. CancerRes., 2001; 61: 5366-5369
Google Scholar - 83. Petta T.B., Nakajima S., Zlatanou A., Despras E., Couve-Privat S., IshchenkoA., Sarasin A., Yasui A., Kannouche P.: Human DNA polymeraseiota protects cells against oxidative stress. EMBO J., 2008; 27: 2883-2895
Google Scholar - 84. Plosky B.S., Vidal A.E., Fernandez de Henestrosa A.R., McLeniganM.P., McDonald J.P., Mead S., Woodgate R.: Controlling the subcellularlocalization of DNA polymerases i and h via interaction with ubiquitin.EMBO J., 2006; 25: 2847-2855
Google Scholar - 85. Prakash S., Johnson R.E., Prakash L.: Eukaryotic translesion synthesisDNA polymerases: specificity of structure and function. Annu.Rev. Biochem., 2005; 74: 317-353
Google Scholar - 86. Prives C., Gottifredi V.: The p21 and PCNA partnership: a new twistfor an old plot. Cell Cycle, 2008; 7: 3840-3846
Google Scholar - 87. Rajpal D.K., Wu X., Wang Z.: Alteration of ultraviolet-induced mutagenesisin yeast through molecular modulation of the REV3 and REV7gene expression. Mutat. Res., 2000; 461: 133-143
Google Scholar - 88. Ren C., Cho S.J., Jung Y.S., Chen X.: DNA polymerase h is regulatedby poly(rC)-binding protein 1 via mRNA stability. Biochem. J., 2014;464: 377-386
Google Scholar - 89. Roerink S.F., Koole W., Stapel L.C., Romeijn R.J., Tijsterman M.:A broad requirement for TLS polymerases h and k, and interacting sumoylationand nuclear pore proteins, in lesion bypass during C. elegansembryogenesis. PLoS Genet., 2012; 8: e1002800
Google Scholar - 90. Ross A.L., Sale J.E.: The catalytic activity of REV1 is employed duringimmunoglobulin gene diversification in DT40. Mol. Immunol.,2006; 43: 1587-1594
Google Scholar - 91. Sabbioneda S., Minesinger B.K., Giannattasio M., Plevani P., Muzi–Falconi M., Jinks-Robertson S.: The 9-1-1 checkpoint clamp physicallyinteracts with Polζ and is partially required for spontaneous Pol-ζ-dependent mutagenesis in Saccharomyces cerevisiae. J. Biol. Chem.,2005; 280: 38657-38665
Google Scholar - 92. Sakiyama T., Kohno T., Mimaki S., Ohta T., Yanagitani N., Sobue T.,Kunitoh H., Saito R., Shimizu K., Hirama C., Kimura J., Maeno G., HiroseH., Eguchi T., Saito D., Ohki M., Yokota J.: Association of amino acidsubstitution polymorphisms in DNA repair genes TP53, POLI, REV1 andLIG4 with lung cancer risk. Int. J. Cancer, 2005; 114: 730-737
Google Scholar - 93. Shachar S., Ziv O., Avkin S., Adar S., Wittschieben J., Reissner T.,Chaney S., Friedberg E.C., Wang Z., Carell T., Geacintov N., Livneh Z.:Two-polymerase mechanisms dictate error-free and error-prone translesionDNA synthesis in mammals. EMBO J., 2009; 28: 383-393
Google Scholar - 94. Shcherbakova P.V., Fijalkowska I.J.: Translesion synthesis DNApolymerases and control of genome stability. Front. Biosci., 2006; 11:2496-2517
Google Scholar - 95. Shcherbakova P.V., Pavlov Y.I., Chilkova O., Rogozin I.B., JohanssonE., Kunkel T.A.: Unique error signature of the four-subunit yeast DNApolymerase e. J. Biol. Chem., 2003; 278: 43770-43780
Google Scholar - 96. Silvian L.F., Toth E.A., Pham P., Goodman M.F., Ellenberger T.: Crystalstructure of a DinB family error-prone DNA polymerase from Sulfolobussolfataricus. Nat. Struct. Biol., 2001; 8: 984-989
Google Scholar - 97. Skoneczna A., McIntyre J., Skoneczny M., Policinska Z., Sledziewska-GojskaE.: Polymerase h is a short-lived, proteasomally degradedprotein that is temporarily stabilized following UV irradiation in Saccharomycescerevisiae. J. Mol. Biol., 2007; 366: 1074-1086
Google Scholar - 98. Szüts D., Marcus A.P., Himoto M., Iwai S., Sale J.E.: REV1 restrainsDNA polymerase ζ to ensure frame fidelity during translesion synthesisof UV photoproducts in vivo. Nucleic Acids Res., 2008; 36: 6767-6780
Google Scholar - 99. Tissier A., Frank E.G., Mcdonald J.P., Iwai S., Hanaoka F., WoodgateR.: Misinsertion and bypass of thymine-thymine dimers by human DNApolymerase iota. EMBO J., 2000; 19: 5259-5266
Google Scholar - 100. Tissier A., Kannouche P., Reck M.P., Lehmann A.R., Fuchs R.P.,Cordonnier A.: Co-localization in replication foci and interaction ofhuman Y-family members, DNA polymerase polη and REVl protein.DNA Repair, 2004; 3: 1503-1514
Google Scholar - 101. Trincao J., Johnson R.E., Escalante C.R., Prakash S., Prakash L.,Aggarwal A.K.: Structure of the catalytic core of S. cerevisiae DNA polymeraseη: implications for translesion DNA synthesis. Mol. Cell, 2001;8: 417-426
Google Scholar - 102. Vaisman A., Frank E.G., Mcdonald J.P., Tissier A., Woodgate R.:Poliota-dependent lesion bypass in vitro. Mutat. Res., 2002; 510: 9-22
Google Scholar - 103. Vaisman A., Lehmann A.R., Woodgate R.: DNA polymerases η andι. Adv. Protein Chem., 2004; 69: 205-228
Google Scholar - 104. Vaisman A., Masutani C., Hanaoka F., Chaney S.G.: Efficient translesionreplication past oxaliplatin and cisplatin GpG adducts by humanDNA polymerase η. Biochemistry, 2000; 39: 4575-4580
Google Scholar - 105. Vaisman A., Woodgate R.: Unique misinsertion specificity of polιmay decrease the mutagenic potential of deaminated cytosines. EMBOJ., 2001; 20: 6520-6529
Google Scholar - 106. Vaziri C., Masai H.: Integrating DNA replication with trans-lesionsynthesis via Cdc7. Cell Cycle, 2010; 9: 4818-4823
Google Scholar - 107. Wang Z.: DNA damage-induced mutagenesis: a novel target forcancer prevention. Mol. Interv., 2001; 1: 269-281
Google Scholar - 108. Washington M.T., Johnson R.E., Prakash L., Prakash S.: HumanDINB1-encoded DNA polymerase κ is a promiscuous extender of mispairedprimer termini. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 1910-1914
Google Scholar - 109. Waters L.S., Minesinger B.K., Wiltrout M.E., D’Souza S., WoodruffR.V., Walker G.C.: Eukaryotic translesion polymerases and their rolesand regulation in DNA damage tolerance. Microbiol. Mol. Biol. Rev.,2009; 73: 134-154
Google Scholar - 110. Waters L.S., Walker G.C.: The critical mutagenic translesion DNApolymerase Rev1 is highly expressed during G2/M phase rather thanS phase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 8971-8976
Google Scholar - 111. Wilkinson A., Smith A., Bullard D., Lavesa-Curto M., Sayer H.,Bonner A., Hemmings A., Bowater R.: Analysis of ligation and DNAbinding by Escherichia coli DNA ligase (LigA). Biochim. Biophys. Acta,2005; 1749: 113-122
Google Scholar - 112. Wittschieben J.P., Reshmi S.C., Gollin S.M., Wood R.D.: Loss of DNApolymerase ζ causes chromosomal instability in mammalian cells. CancerRes., 2006; 66: 134-142
Google Scholar - 113. Wolfle W.T., Washington M.T., Prakash L., Prakash S.: Human DNApolymerase κ uses template-primer misalignment as a novel means forextending mispaired termini and for generating single-base deletions.Genes Dev., 2003; 17: 2191-2199
Google Scholar - 114. Wu F., Lin X., Okuda T., Howell S.B.: DNA polymerase ζ regulatescisplatin cytotoxicity, mutagenicity, and the rate of development ofcisplatin resistance. Cancer Res., 2004; 64: 8029-8035
Google Scholar - 115. Xie K., Doles J., Hemann M.T., Walker G.C.: Error-prone translesionsynthesis mediates acquired chemoresistance. Proc. Natl. Acad.Sci. USA, 2010; 107: 20792-20797
Google Scholar - 116. Yang W.: Damage repair DNA polymerases Y. Curr. Opin. Struct.Biol., 2003; 13: 23-30
Google Scholar - 117. Yang W.: Portraits of a Y-family DNA polymerase. FEBS Lett., 2005;579: 868-872
Google Scholar - 118. Yang W., Woodgate R.: What a difference a decade makes: insightsinto translesion DNA synthesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007;104: 15591-15598
Google Scholar - 119. Yoon J., Prakash L., Prakash S.: Error-free replicative bypass of(6-4) photoproducts by DNA polymerase ζ in mouse and human cells.Genes Dev., 2010; 24: 123-128
Google Scholar - 120. Yuan B., Cao H., Jiang Y., Hong H., Wang Y.: Efficient and accuratebypass of N2-(1-carboxyethyl)-2’-deoxyguanosine by DinB DNApolymerase in vitro and in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105:8679-8684
Google Scholar - 121. Yuan F., Zhang Y., Rajpal D.K., Wu X., Guo D., Wang M., Taylor J.S.,Wang Z.: Specificity of DNA lesion bypass by the yeast DNA polymeraseη. J. Biol. Chem., 2000; 275: 8233-8239
Google Scholar - 122. Zander L., Bemark M.: Immortalized mouse cell lines that lacka functional Rev3 gene are hypersensitive to UV irradiation and cisplatintreatment. DNA Repair, 2004; 3: 743-752
Google Scholar - 123. Zhang Y., Yuan F., Wu X., Wang Z.: Preferential incorporation ofG opposite template T by the low-fidelity human DNA polymerase ι.Mol. Cell. Biol., 2000; 20: 7099-7108
Google Scholar - 124. Zhang Y., Yuan F., Wu X., Rechkoblit O., Taylor J.S., Geacintov N.E.,Wang Z.: Error-prone lesion bypass by human DNA polymerase η. NucleicAcids Res., 2000; 28: 4717-4724
Google Scholar - 125. Zhao Y., Lu S., Wu L., Chai G., Wang H., Chen Y., Sun J., Yu Y., ZhouW., Zheng Q., Wu M., Otterson G.A., Zhu W.G.: Acetylation of p53 at lysine373/382 by the histone deacetylase inhibitor depsipeptide inducesexpression of p21Waf1/Cip1. Mol. Cell. Biol., 2006; 26: 2782-2790
Google Scholar - 126. Zhong X., Garg P., Stith C.M., Nick McElhinny S.A., Kissling G.E.,Burgers P.M., Kunkel T.A.: The fidelity of DNA synthesis by yeast DNApolymerase z alone and with accessory proteins. Nucleic Acids Res.,2006; 34: 4731-4742
Google Scholar - 127. Ziv O., Geacintov N., Nakajima S., Yasui A., Livneh Z.: DNA polymeraseζ cooperates with polymerases κ and ι in translesion DNA synthesisacross pyrimidine photodimers in cells from XPV patients. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 2009; 106: 11552-11557
Google Scholar