Abstrakt

Katelicydyny i defensyny, należące do grupy peptydów przeciwdrobnoustrojowych, to cząsteczki efektorowe będące jednym z najstarszych ewolucyjnie mechanizmów obronnych. Wykazują głównie działanie przeciwbakteryjne, skierowane przeciwko bakteriom Gram-dodatnim i Gram-ujemnym, ale także przeciwwirusowe i przeciwgrzybicze. Mechanizm ich aktywności przeciwdrobnoustrojowej polega głównie na destrukcji błony komórkowej patogenów i neutralizacji endotoksyny. Coraz więcej danych wskazuje, że oprócz bezpośrednich właściwości przeciwdrobnoustrojowych, peptydy te wykazują również właściwości immunomodulujące warunkujące koordynację mechanizmów obronnych, a także wpływają na przebieg odpowiedzi wrodzonej i nabytej. Udokumentowany wpływ katelicydyn i defensyn na różne subpopulacje komórek obejmuje m.in. chemotaksję, hamowanie apoptozy i wytwarzanie ROS. Ponadto, peptydy te w sposób bezpośredni aktywują komórki do wytwarzania i uwalniania mediatorów zarówno o charakterze prozapalnym jak i immunoregulacyjnym. Należy podkreślić, że te peptydy mogą również pobudzać komórki do wytwarzania cytokin przeciwzapalnych. Obecnie dobrze udokumentowano, że komórki tuczne odgrywają podstawową rolę w mechanizmach obronnych skierowanych przeciwko patogenom, głównie przez ekspresję receptorów rozpoznających wzorce molekularne związane z patogenami oraz przez wytwarzanie mediatorów i cytokin o bardzo szerokim oddziaływaniu biologicznym. W pracy omówiono najnowszy stan wiedzy na temat katelicydyn i defensyn jako cząsteczek efektorowych oraz wpływ tych peptydów na komórki tuczne.

Wstęp

Mechanizmy obronne uruchamiane w odpowiedzi na infekcję są niezwykle zróżnicowane i złożone. Rozwijają się w dwóch kolejnych, ale zależnych od siebie, etapach. Początkowo są aktywowane procesy odporności wrodzonej, które szybko i bardzo skutecznie, chociaż bez selektywnego rozpoznania patogenu, prowadzą do eliminacji czynnika infekcyjnego. W drugim etapie rozwijana jest odporność nabyta, ściśle ukierunkowana na dany patogen. Ważne znaczenie w  obronie przeciwko drobnoustrojom mają również różnorodne bariery mechaniczne – skóra, nabłonek, błony śluzowe, tkanka limfatyczna błon śluzowych, a także funkcjonalne – odruchy kichania i kaszlu, perystaltyka jelit, kwaśne pH skóry, pochwy i żołądka, łzy, ślina, pot, łój. Szczególną barierą ochronną jest bez wątpienia fizjologiczna mikroflora (mikrobiom) skóry, przewodu pokarmowego, górnych dróg oddechowych i pochwy. W procesach obronnych skierowanych przeciwko drobnoustrojom uczestniczą różne populacje komórkowe, w tym komórki stacjonarne – nabłonka, śródbłonka, keratynocyty i fibroblasty oraz neutrofile, eozynofile, bazofile, monocyty i  makrofagi, komórki NK, komórki dendrytyczne, limfocyty T i limfocyty B. W odpowiedzi przeciwzakaźnej współuczestniczą również komórki tuczne. Należy podkreślić przy tym, iż rozwój odpowiedzi przeciwzakaźnej jest w znacznym stopniu determinowany rodzajem patogenu (bakteria zewnątrzkomórkowa, bakteria wewnątrzkomórkowa, wirus, grzyb), a także budową drobnoustroju (bakterie Gram-dodatnia i Gram-ujemna, bakteria atypowa, obecność lub brak osłonki lipidowej wirusa). Istotne znaczenie ma również to, czy infekcja ma charakter ostry czy przewlekły. Przebieg odpowiedzi immunologicznej na zakażenie zależy również od wielu czynników humoralnych. W tej grupie wymienić należy przede wszystkim białka układu dopełniacza, białka ostrej fazy, alarminy, w  tym białka szoku cieplnego, cytokiny, interferony i chemokiny. Wymienione wyżej czynniki humoralne, syntetyzowane przez wiele komórek biorących udział w odpowiedzi na infekcję, w różnorodny sposób, bezpośrednio i  pośrednio, wspomagają, ukierunkowują i  modulują procesy obronne skierowane przeciwko patogenom, głównie przez regulację aktywności komó- rek obronnych. Szczególną rolę w procesach obronnych odgrywają również substancje/peptydy/białka, które bezpośrednio oddziałują na patogen prowadząc do jego uszkodzenia i eliminacji lub działając pośrednio hamują wzrost drobnoustroju. W  tej grupie trzeba wymienić przede wszystkim reaktywne formy tlenu (ROS) o wła- ściwościach toksycznych w stosunku do bakterii, grzybów i pasożytów, które powstają w komórkach żernych w  przebiegu fagocytozy mikroorganizmów, a  więc anionorodnik ponadtlenkowy, nadtlenek wodoru, rodnik hydroksylowy oraz tlen singletowy, ale także kwas podchlorawy i chloraminy. W eozynofilach, z udzialem peroksydazy, są wytwarzane kwas podbromawy oraz bromaminy o właściwościach bakteriobójczych. Ważnymi mediatorami o bezpośrednim działaniu bakteriobójczym są także wytwarzane w makrofagach, neutrofilach oraz w komórkach śródbłonka naczyniowego tlenek azotu oraz dwutlenek azotu. Istotną grupę białek o bezpośrednim działaniu bójczym w stosunku do mikroorganizmów stanowią białka enzymatyczne magazynowane przede wszystkim w ziarnach komórek fagocytujących, w tym również w cytoplazmatycznych ziarnistościach komó- rek tucznych. W tej grupie można wymienić katepsynę G, lizozym, elastazę, kolagenazę, czynnik bakteriobójczy zwiększający przepuszczalność (BPI) i lipazy. Ważnymi białkami pośrednio hamującymi rozwój drobnoustrojów są m.in. laktoferyna i transferyna, które wiążąc jony Fe3+ niezbędne do wzrostu bakterii wykazują działanie bakteriostatyczne, kalprotektyna działająca bakteriostatycznie przez chelatowanie jonów cynku, czy też teteryny blokujące namnażanie niektórych wirusów.

Bardzo ciekawą grupą czynników humoralnych współ- uczestniczących w  procesach obronnych są peptydy przeciwdrobnoustrojowe, w tym przede wszystkim katelicydyny i defensyny. Peptydy te, zwyczajowo nazywane naturalnymi antybiotykami, cechują się niską masą czą- steczkową, mają charakter kationowy, a syntetyzowane są przez wiele komórek organizmu w postaci dużych nieaktywnych pre-pro-peptydów, co pozwala na kontrolę transkrypcyjną i  potranskrypcyjną oraz chroni przed ich niekontrolowaną aktywnością. Katelicydyny i defensyny wykazują wielokierunkowe, bezpośrednie i pośrednie, działanie przeciwdrobnoustrojowe, ale także regulują wiele istotnych procesów obronnych skierowanych przeciwko patogenom.

Struktura i działanie przeciwdrobnoustrojowe katelicydyn oraz defensyn

Katelicydyny i defensyny, należące do najstarszych ewolucyjnie mechanizmów obronnych, to bardzo liczna grupa stosunkowo małych peptydów wytwarzanych przez różne populacje komórek ssaków, w  tym także człowieka. Te naturalne antybiotyki są przeważnie zbudowane z 12-50 reszt aminokwasowych, a ich masa czą- steczkowa mieści się w granicach 3-10 kDa. Ze względu na obecność 2-9 ładunków dodatnich, co jest skutkiem występowania aminokwasów zasadowych (głównie argininy i lizyny), peptydy te są często nazywane peptydami kationowymi. Aminokwasy hydrofobowe, do których są zaliczane cysteina czy prolina, stanowią około 40-50% wszystkich aminokwasów [18,110].

Katelicydyny tworzą grupę wysoce zróżnicowanych peptydów, które wyizolowano z organizmów wielu gatunków ssaków w tym królików, koni, świń, szczurów, małp, bydła, a także ludzi. Geny odpowiedzialne za syntezę katelicydyn mają wielkość około 2000 pz i  są zbudowane z czterech eksonów i trzech intronów. Prekursor katelicydyn składa się z wysoce konserwatywnego segmentu N-końcowego (peptyd sygnałowy), sekwencji katelinowej i domeny C-końcowej, która jest regionem zmiennym. Domena N-końcowa zawiera 29-30 reszt aminokwasowych i warunkuje odpowiednie uwalnianie biologicznie aktywnego peptydu. Domena katelinowa jest zbudowana z 94-144 reszt aminokwasowych i wykazuje 70% podobieństwo strukturalne do wyizolowanej po raz pierwszy z neutrofilów świni kateliny. Funkcja tej domeny nie jest jednoznacznie określona, jednak zakłada się, że jest odpowiedzialna za ochronę tkanek gospodarza przed proteolizą. Bardzo różnorodna domena C-końcowa, zbudowana z 12-100 reszt aminokwasowych, stanowi dojrzały peptyd uwalniany z prekursora w wyniku działania enzymów proteolitycznych. Peptydy z grupy katelicydyn mają strukturę α-helisy i są wytwarzane przez neutrofile, komórki nabłonkowe, keratynocyty, makrofagi, komórki tuczne, komórki NK, komórki dendrytyczne i limfocyty [54].

U człowieka opisano dotychczas tylko jedną katelicydynę LL-37 (leucyna-leucyna-37), która powstaje z białka prekursorowego hCAP18 z udziałem proteinazy 3. Nazwa prekursora odwołuje się do masy cząsteczkowej peptydu (18 kDa) i jego kationowego charakteru. Jedyny gen kodujący ludzką katelicydynę jest umiejscowiony na chromosomie 3. Obecność LL-37 i jej prekursora stwierdzono w różnych komórkach, tkankach i płynach ustrojowych. Katelicydyna jest wytwarzana konstytutywnie lub syntetyzowana w odpowiedzi na obecność bakterii lub ich produktów. Wytwarzanie konstytutywne udokumentowano w odniesieniu do neutrofili, a indukowaną udowodniono w monocytach, komórkach NK, tucznych, limfocytach B, a także enterocytach jelita, komórkach nabłonka i keratynocytach. Cząsteczkę wykryto także w płynie wysiękowym z ran, osoczu, nasieniu oraz aspiratach z tchawicy noworodków. Ekspresja LL-37 może być regulowana przez wiele czynników endogennych, w tym prozapalnych cytokin, czynników wzrostowych i aktywnej postaci witaminy D [103].

Bardzo liczna i zróżnicowana jest grupa peptydów przeciwdrobnoustrojowych zaliczanych do defensyn. Peptydy te cechują się bardzo niską masą cząsteczkową, 3-5 kDa, obecnością przeważnie sześciu reszt cysteinowych tworzących trzy mostki disiarczkowe i charakterystycznym uformowaniem łańcucha w strukturę β-harmonijki. Geny kodujące te cząsteczki znajdują się u człowieka na 8 chromosomie. Ze względu na strukturę prekursorów defensyn, długość łańcucha aminokwasowego oraz umiejscowienie wiązań disiarczkowych, u kręgowców peptydy te podzielono na 3 grupy – α-defensyny, β-defensyny oraz θ-defensyny [46].

Defensyny α, nazywane defensynami klasycznymi, mają masę cząsteczkową około 3-4 kDa i 29-35 reszt aminokwasowych w  cząsteczce. Sześć reszt cysteinowych połączonych jest trzema mostkami disiarczkowymi (Cys1-Cys6, Cys2-Cys4, Cys3-Cys5), co warunkuje utworzenie potrójnie skręconej struktury β-kartki z charakterystyczną „szpilką” do włosów. Warto podkreślić, iż taka konformacja w  dużej mierze przypomina strukturę chemokin, co może sugerować możliwość interakcji α-defensyn z  receptorami tych cząsteczek [75]. Pre- -pro-peptydy α-defensyn są zbudowane z 90-100 reszt aminokwasowych. W ich skład wchodzi prekursor zawierający sekwencję sygnałową utworzoną z 19 reszt aminokwasowych, anionowy propeptyd zbudowany z 5 reszt aminokwasowych oraz w C-końcu kationowa sekwencja kodująca dojrzały peptyd. U  człowieka opisano sześć peptydów z grupy defensyn α. W ziarnistościach azurofilnych neutrofilów człowieka zidentyfikowano cztery α-defensyny oznaczone jako HNP-1, HNP-2, HNP-3 i HNP-4, a w komórkach Panetha oraz komórkach nabłonka układu moczowo-płciowego udokumentowano obecność α-defensyn HD-5 i  HD-6. Peptydy konstytutywnie syntetyzowane przez neutrofile mogą być również wytwarzane przez monocyty i limfocyty T CD8+ pod wpływem stymulacji cytokinami prozapalnymi i lipopolisacharydem (LPS). Peptydy z grupy β-defensyn mają masę cząsteczkową 4-5 kDa i są zbudowane z 38-42 reszt aminokwasowych. Mają podobną strukturę trzeciorzędową jak α-defensyny, jednak mostki disiarczkowe są umiejscowione między resztami Cys1 a Cys5, Cys2 a Cys4 oraz Cys3 a Cys6. Struktura prekursora tych peptydów jest prostsza niż defensyn β. U człowieka najlepiej poznanymi β-defensynami są hBD-1, hBD-2, hBD-3 i hBD-4. Defensyna hBD-1 jest ekspresjonowana konstytutywnie przez keratynocyty i  komórki nabłonka, ale może być również syntetyzowana przez monocyty i  komórki dendrytyczne w  odpowiedzi na aktywację przez cytokiny prozapalne i LPS. Synteza defensyn hBD- 2-4 przez keratynocyty, komórki nabłonka, monocyty, komórki tuczne i komórki dendrytyczne jest indukowana przez cytokiny. Najmniej poznaną i opisaną grupą defensyn są θ-defensyny. Peptydy te mają kolistą strukturę, która powstaje przez połączenie dwóch peptydów składających się z 9 reszt aminokwasowych każdy; aktywny peptyd jest zbudowany więc z 18 reszt aminokwasowych. Defensyny te występują u małp; nie opisano ich u człowieka [46,57].

Bezpośrednie oddziaływanie katelicydyn i defensyn na mikroorganizmy prowadzi przede wszystkim do dezintegracji osłon komórkowych (ściany komórkowej, błony komórkowej, otoczki lipidowej), aż do śmierci komórki. Peptydy te wiążą się z błoną komórkową patogenów dzięki oddziaływaniom elektrostatycznym mię- dzy ujemnie naładowanymi lipidami błon komórkowych mikroorganizmów a kationowymi peptydami. Co ważne, peptydy przeciwdrobnoustrojowe mogą się wiązać również z  cząsteczkami budującymi ścianę komórkową wykazującymi ładunek ujemny, w tym anionowymi fosfolipidami, grupami fosforanowymi LPS bakterii Gram- -ujemnych, kwasami tejchojowymi i lipotejchojowymi (LTA) wchodzącymi w skład ściany komórkowej bakterii Gram-dodatnich. Peptydy kationowe tworzą pory w błonie mikroorganizmów za pośrednictwem trzech, nieco odmiennych, mechanizmów. Mechanizm „klepacza beczki” zakłada, że peptydy wbudowują się w błonę komórkową bakterii prostopadle tak, by ich elementy niepolarne oddziaływały z lipidami błony komórkowej, a części hydrofilowe były skierowane do światła kanału tworząc szczelinę w błonie. Według modelu „dywanowego” peptydy są umiejscowione równolegle do błony komórkowej wywierając na nią tak silny nacisk, że dochodzi do przerwania ciągłości jej struktury. Trzeci mechanizm, tzw. „model porów toroidalnych”, zakłada tworzenie porów w błonie komórkowej w taki sposób, iż hydrofilowe fragmenty peptydów oddziałują z resztami fosfolipidowymi natomiast części hydrofobowe z lipidami [110].

Katelicydyny i defensyny wykazują przede wszystkim działanie przeciwbakteryjne, ale także przeciwwirusowe – szczególnie wobec wirusów osłonkowych, przeciwgrzybicze i przeciwpasożytnicze. Należy jednak podkreślić, iż przeciwdrobnoustrojowe peptydy kationowe cechują się pewną selektywnością i zróżnicowaną aktywnością w  stosunku do różnych mikroorganizmów. Zaobserwowano na przykład, iż spośród defensyn α najwyższą aktywność bakteriobójczą wobec Staphylococcus aureus ma HNP-2, a najniższą HNP-4. W stosunku do Escherichia coli oraz Enterobacter aerogenes najwyższą aktywność wykazuje defensyna HNP-4, a najniższą defensyny HNP-1 i HNP-3. Wykazano także, że defensyny HD-5 i HNP-2 są bardzo aktywne wobec bakterii Gram-ujemnych; defensyna HD-6 cechuje się selektywną aktywnością w stosunku do Bacillus cereus [29]. Defensyny β są aktywne wobec bakterii Gram-dodatnich i Gram-ujemnych, ale także wykazują działanie bójcze w stosunku do drożdżaków [46]. Wydaje się przy tym ważne, że β-defensyny wykazują większą aktywność w stosunku do drobnoustrojów tlenowych niż beztlenowych [47]. Defensyny HNP-(1-4) cechują się działaniem przeciwdrobnoustrojowym także w stosunku do wirusów HSV-1, HSV-2 i CMV oraz bakterii z rodzaju Mycobacterium [84,108].

Działanie przeciwdrobnoustrojowe katelicydyn i defensyn wynika również z tego, iż są zdolne do wnikania do wnętrza komórki drobnoustroju. W ten sposób mogą hamować syntezę DNA i RNA, syntezę białek, składników ściany komórkowej. Niektóre z nich blokują działanie pewnych enzymów wewnątrzkomórkowych. Katelicydyny mogą również wiązać i w ten sposób neutralizować endotoksyny bakteryjne, w tym LPS, LTA i lipoarabinomannan (LAM) [80]. Defensyny α neutralizują toksynę B. anthracis [50]. Wydaje się niezwykle istotne, że omawiane peptydy hamują powstawanie biofilmów [26,56]. Wykazano ponadto, iż katelicydyny i defensyny mogą nawet niszczyć już powstałe biofilmy [26,56].

Katelicydyny i defensyny w immunomodulacji

Coraz więcej danych wskazuje, że oprócz właściwości przeciwdrobnoustrojowych katelicydyny i  defensyny mogą w różnorodny sposób modulować przebieg odpowiedzi przeciwzakaźnej. Obecnie te peptydy są rozważane jako ważne cząsteczki efektorowe zdolne do kontrolowania odpowiedzi immunologicznej oraz przebiegu infekcji. Bardzo dużo danych dowodzi, że katelicydyny i defensyny wpływają szczególnie na przebieg zapalenia.

Wyniki wielu badań wykazały, że katelicydyny i defensyny są chemoatraktantami komórek odczynu zapalnego. Katelicydyna człowieka LL-37 [23,96,118], myszy CRAMP (cathelicidin-related antimicrobial peptide) [55] oraz świni PR-39 [41] indukują migrację neutrofilów. Peptydy LL-37 i CRAMP działają chemotaktycznie również wobec monocytów [23,55,118] i makrofagów [55], podobnie jak katelicydyna wołu Bac7 [104]. LL-37 może indukować napływ do miejsca zapalenia eozynofilów [96] i limfocytów T CD4+ [23], a także pobudzać migrację i proliferację komórek nabłonka [85] i keratynocytów [24,97]. Wykazano również indukowaną przez α-defensynę HNP-1 migrację makrofagów [38]. Defensyny α [44,112] oraz defensyny β [10,113] są silnymi chemoatraktantami także dla niedojrzałych komó- rek dendrytycznych. β-defensyny hBD-2 i hBD-3 dzia- łają chemotaktycznie wobec ludzkich monocytów krwi obwodowej [81]. Katelicydyna LL-37 wydłuża okres prze- życia neutrofilów przez zahamowanie ich spontanicznej apoptozy, co może generować niekontrolowany wyrzut cytotoksycznych metabolitów i mediatorów zapalenia. Wykazano bowiem, że LL-37 hamuje programowaną śmierć komórek przez zwiększenie ekspresji antyapoptycznego białka Bcl-XL oraz przez zablokowanie aktywności kaspazy 3 [5,63]. Podobnie jak ludzka katelicydyna, również β-defensyna hBD-3 hamuje apoptozę neutrofilów [62]. Warto podkreślić, że neutrofile są ważnym źró- dłem katelicydyny i α-defensyn, a więc wynikiem ich napływu do miejsca zapalenia oraz wydłużeniem czasu ich przeżycia może być znaczne miejscowe zwiększenie stężenia tych peptydów przeciwdrobnoustrojowych.

Katelicydyny i defensyny mogą bezpośrednio lub w sposób synergistyczny aktywować różne populacje komó- rek do syntezy i wydzielania mediatorów o charakterze prozapalnym i immunoregulacyjnym. Peptyd LL-37 stymuluje monocyty do syntezy interleukiny (IL)-1β [27] oraz keratynocyty do uwalniania IL-6, -18, -20 i czynnika stymulującego tworzenie kolonii granulocytów i makrofagów (GM-CSF) [12,24,70]. Co więcej, LL-37 zwiększa generowaną pod wpływem defensyw β sekrecję IL-18 [70]. Ludzka katelicydyna stymuluje eozynofile do uwalniania leukotrienu (LT)B4 i  leukotrienów cysteinylowych (cysLT), a preinkubacja tych komórek z GM-CSF lub IL-5 znacząco zwiększa sekrecję mediatorów indukowaną katelicydyną [92]. Również makrofagi wytwarzają LTB4 oraz tromboksan (TX)B2 w wyniku pobudzenia przez LL-37 [106]. Wykazano również, że defensyny α stymulują wydzielanie prozapalnych cytokin – czynnika martwicy nowotworu (TNF) i IL-1β oraz cytokiny o charakterze immunomodulacyjnym IL-12p40 z komó- rek dendrytycznych [79]. Te defensyny indukują również zwiększenie ekspresji TNF i IL-β, z jednoczesnym zmniejszeniem poziomu ekspresji przeciwzapalnej cytokiny IL-10, w monocytach [16]. Katelicydyny i defensyny mogą także indukować wytwarzanie chemokin podstawowych w  rekrutacji komó- rek do miejsca zapalenia. LL-37 stymuluje neutrofile do syntezy chemokiny CXCL8 [119,120], która działając przez cząsteczkę CXCR2 indukuje chemotaksję granulocytów i stymuluje neutrofile do fagocytozy. Ten sam peptyd aktywuje również do wytwarzania CXCL8 i CCL2 monocyty [11,61] oraz do uwalniania CXCL8, CCL2, CCL5 i CCL7 jednojądrzaste komórki krwi obwodowej (PBMC) [61,116]. Chemokina CXCL8 jest syntetyzowana również przez komórki dendrytyczne [79] oraz przez komórki nabłonkowe [102] stymulowane defensynami α. Udokumentowano ponadto, że ludzka katelicydyna stymuluje keratynocyty do wytwarzania CCL2, CCL5, CCL20, CXCL8 i CXCL10 [12,24,70], a komórki nabłonka do uwalniania CXCL1 i CXCL8 [76,95]. LL-37 z IL-1β lub GM-CSF indukuje wytwarzanie CCL2, CCL7 oraz CXCL8 przez PBMC [60,116]. Ten sam peptyd zwiększa także poziom ekspresji genów kodujących chemokiny CXCL1, CXCL8, CCL2 i CCL7 w monocytach [11,61,116]. LL-37 i hBD-3 indukują również wytwarzanie CCL2, CCL3, CCL4 i CCL22 przez monocyty i makrofagi [74]. Peptyd LL-37 stymuluje neutrofile do wytwarzania ROS [3,99,120].

Ludzka katelicydyna może także wyciszać aktywność prozapalną komórek. LL-37 zwiększa poziom transkryptów genów kodujących przeciwzapalne cytokiny IL-10 i IL-19 w monocytach [61] oraz indukuje wytwarzanie IL-10 przez keratynocyty [71]. Hamuje również indukowaną IL-32 wytwarzanie TNF, IL-1β i IL-6 przez PBMC [19] oraz TNF i IL-12 przez stymulowane interferonem (IFN)-γ monocyty [65]. Zmniejsza także poziom ekspresji cząsteczki CXCR2 na neutrofilach i monocytach przez internalizację tego receptora [118,119] oraz hamuje syntezę CCL2 przez stymulowane IFN-γ PBMC [116]. Defensyny α stymulują komórki dendrytyczne do syntezy i  wydzielania IL-10 [79], a  także zmniejszają ekspresję cząsteczek adhezji komórkowej naczyń (VCAM) na komórkach śródbłonka, co może ograniczać napływ komórek z krwi do miejsca toczącego się procesu zapalnego [16]. Peptyd LL-37 aktywuje także neutrofile i PBMC do wydzielania przeciwzapalnej cytokiny IL-1Ra [37,119]. Bardzo ważna jest obserwacja, iż hBD-3 indukuje zwiększenie ekspresji i wydzielania IL-37 przez keratynocyty, cytokiny o silnym działaniu przeciwzapalnym [87].

Peptydy należące do rodziny katelicydyn modulują również odpowiedź komórek mediowaną przez receptory Toll-podobne (TLR). Peptyd LL-37, w kombinacji z agonistą cząsteczki TLR5, zwiększa syntezę CXCL8 w keratynocytach [31]. Udokumentowano także, iż LL-37 zwiększa wytwarzanie CXCL8 i IL-6 w komórkach nabłonka stymulowanych flageliną lub LPS [76,86]. Jednak LL-37 i CRAMP hamują syntezę CXCL8, IL-6 i TNF w komórkach dendrytycznych stymulowanych agonistami czą- steczek TLR – LPS, LTA i flageliną [24,48,61,65]. LL-37 hamuje także syntezę i uwalnianie CXCL8, IL-1β, IL-6 i TNF z PBMC stymulowanych LPS lub LTA [60]. Ta katelicydyna silnie hamuje indukowane przez LPS, LTA i flagelinę wytwarzanie IL-12 – cytokiny o właściwościach immunoregulacyjnych, promującej różnicowanie limfocytów T w kierunku komórek Th1 [48,65]. Należy dodatkowo podkreślić, iż defensyny α wiążą składową dopełniacza C1q oraz białko wiążące mannozę (MBL) hamując tym samym aktywację drogi klasycznej i lektynowej dopełniacza [39,101]. Wykazano ponadto, że defensyna HNP-1 może wzmacniać zdolności fagocytarne makrofagów [42]. Soehnlein i wsp. [88] udokumentowali także, że HNP-1, HNP-2 i HNP-3 znacząco zwiększają fagocytozę zopsonizowanych IgG S. aureus bezpośrednio przez zwiększanie błonowej ekspresji cząsteczek CD32 i CD64, czyli receptorów dla IgG FcγRII i FcγRI oraz pośrednio przez indukcję wydzielania TNF i IFN-γ – cytokin zwiększających ekspresję tych cząsteczek.

Niektóre dane wskazują, iż katelicydyny i  defensyny w różnorodny sposób mogą wpływać na przebieg odpowiedzi swoistej. Jak wspomniano wcześniej zarówno defensyny α [44,112], jak i defensyny β [10,113] indukują napływ komórek dendrytycznych. Co więcej, mogą wpływać na dojrzewanie i różnicowanie komórek dendrytycznych i znacząco zmieniać ich fenotyp modulując tym samym efektywność komórek dendrytycznych w  prezentacji antygenów oraz w  indukcji odporno- ści nabytej. Wykazano ponadto, że katelicydyna LL-37 istotnie zwiększa poziom ekspresji HLA-DR oraz czą- steczek kostymulujących CD86 [4]. Także β-defensyna hBD-3 zwiększa ekspresję cząsteczek kostymulujących CD80, CD86 i CD40 na komórkach dendrytycznych, ale również na monocytach [34]. Istotne są obserwacje, iż niskie stężenia defensyn α indukują zwiększenie ekspresji HLA-DR oraz CD83 i CD86 podczas gdy wysokie stężenia tych peptydów powodują obniżenie ekspresji HLA-DR oraz CD86 [79]. Katelicydyna LL-37 silnie moduluje odpowiedź monocytów, makrofagów, komórek dendrytycznych oraz limfocytów B na IFN-γ wpływając tym samym na ich zdolność do indukcji odpowiedzi nabytej [65]. Zaobserwowano ponadto, iż pod wpływem peptydu LL-37 komórki dendrytyczne wydzielają cytokiny ukierunkowujące różnicowanie limfocytów w  stronę komórek o profilu Th1, to jest IL-12 i IL-6 [21]. Katelicydyny, α-defensyny i β-defensyny są również silnymi chemoatraktantami limfocytów T [23,112,113]. Badania Kin i wsp. [51] wydają się ponadto wskazywać, iż mysia katelicydyna CRAMP może wpływać na aktywność limfocytów B i modulować syntezę przeciwciał. Ważne są dane, iż α-defensyny oraz β-defensyny mogą wpływać adiuwantowo zwiększając zarówno poziom syntezy swoistych przeciwciał IgG, jak i proliferację swoistych limfocytów T [13,94].

Receptory dla katelicydyn i defensyn

Mimo że coraz więcej informacji wskazuje, iż zarówno katelicydyny, jak i defensyny znacząco modulują aktywność różnych populacji komórek nie ma dzisiaj jednoznacznych danych, które cząsteczki błonowe i/lub receptory komórkowe biorą udział w  rozpoznawaniu i wiązaniu tych peptydów przeciwdrobnoustrojowych. Niektóre informacje wydają się wskazywać, iż potencjalnym receptorem dla katelicydyn oraz defensyn mogą być cząsteczki należące do nadrodziny receptorów sprzężonych z białkami G (GPCR) bowiem zastosowanie toksyny krztuścowej (PTX), która blokuje podjednostkę α białka G, znacznie lub całkowicie hamuje skutki działania peptydów. Kurosaka i wsp. [55] jednoznacznie wykazali, z zastosowaniem PTX, że stymulacja PBMC, w tym ludzkich monocytów i neutrofilów oraz mysich leukocytów do migracji pod wpływem mysiej katelicydyny CRAMP przebiega ze współudziałem cząsteczek z grupy GPCR. Zaobserwowano także, że peptyd LL-37, via GPCR, mediuje zwiększenie błonowej ekspresji cząsteczek CD11b i CD86 w trakcie różnicowania komórek dendrytycznych [21]. Stwierdzono również, iż aktywacja keratynocytów przez katelicydynę LL-37 oraz β-defensyny hBD-2, hBD-3 i hBD-4, prowadząca do syntezy cytokin IL-6 i IL-10 oraz chemokin CCL2, CCL5, CCL20, CXCL8 i CXCL10, przebiega z udziałem receptora z grupy GPCR [12,71]. Podobnie, z zastosowaniem PTX wykazano, że stymulacja migracji makrofagów przez α-defensynę HNP-1 [38] oraz limfocytów T CD3+ i niedojrzałych komó- rek dendrytycznych przez defensyny α HNP-1, HNP-2 i HNP-3 [112] przebiega poprzez cząsteczkę z rodziny GPCR.

Do rodziny cząsteczek GPCR należą m.in. receptory N-formylowanych peptydów (FPR). Początkowo receptory te opisano jedynie w monocytach, makrofagach i neutrofilach, jednak obecnie wiadomo, że są ekspresjonowane również przez inne komórki, w tym komórki dendrytyczne, nabłonka i śródbłonka, mikrogleju, limfocyty T i B, hepatocyty, fibroblasty i astrocyty. U człowieka i innych naczelnych wyróżniono trzy receptory należące do tej podgrupy – cząsteczkę FPR1 (poprzednie nazwy: FMLP, FPR), cząsteczkę FPR2 (poprzednie nazwy: FPRL1, LXA4R) oraz cząsteczkę FPR3 (poprzednia nazwa: FPRL2). Receptory FPR cechują się niewielką swoistością i  rozpoznają różnorodne pod względem struktury i pochodzenia ligandy. Biorą udział w rozpoznawaniu N-formylowanych peptydów (FMLP) uwalnianych z  komórek bakteryjnych, ale również endogennych peptydów pochodzących z  uszkodzonych komórek organizmu. Receptory FPR pełnią ważną rolę w mediowaniu odpowiedzi komórek immunologicznych na infekcję. Aktywacja kaskady sygnałowej związanej z receptorami FPR prowadzi do uwolnienia z  komórek licznych mediatorów, wytworzenia reaktywnych form tlenu oraz nasilenia procesu fagocytozy. Coraz więcej danych wskazuje, że cząsteczka FPR2 może być funkcjonalnym receptorem wiążącym także katelicydyny. De Yang i wsp. [23] przekonywająco udowodnili, że peptyd LL-37 stymuluje neutrofile, monocyty oraz limfocyty T CD4+ izolowane z krwi obwodowej do migracji oddziałując przez FPR2. Wykazano także, iż komórki linii HEK293 transfekowane genem receptora FPR2 migrują pod wpływem ludzkiej katelicydyny, podczas gdy komórki tej linii bez cząsteczki FPR2 nie są aktywowane przez LL-37 do migracji. Stwierdzono ponadto, że peptyd LL-37 indukuje mobilizację jonów Ca2+ jedynie w  komórkach HEK293 transfekowanych genem cząsteczki FPR2. Autorzy zaobserwowali również mobilizację jonów Ca2+ w monocytach pod wpływem zarówno katelicydyny, jak i swoistego agonisty receptora FPR2. Co więcej, udowodniono krzyżową desensytyzację FPR2 indukowaną LL-37 i danym agonistą. Podobnie Tjabringa i wsp. [96] wykazali, że peptyd LL-37 działa chemotaktycznie wobec neutrofilów oraz eozynofilów. Udokumentowano jednocześnie, iż blokowanie ścieżki sygnałowej cząsteczek z grupy GPCR toksyną PTX oraz zastosowanie swoistego antagonisty cząsteczki FPR2 powoduje całkowite zahamowanie indukowanej katelicydyną chemotaksji tych komórek. Kurosaka i wsp. [55] wykazali, że mysia katelicydyna CRAMP indukuje migrację komórek linii HEK293 transfekowanych zarówno receptorem FPR2, jak i receptorem mFPR2 (mysi ortolog ludzkiego receptora FPR2), a agonista FPR2, podobnie jak mysia CRAMP, indukuje wewnątrzkomórkową mobilizację jonów wapnia. Są również informacje, że adhezja monocytów do komó- rek śródbłonka pod wpływem LL-37 oraz CRAMP jest mediowana poprzez receptor FPR2 bowiem blokowanie tego receptora z zastosowaniem swoistego antagonisty hamuje adhezję indukowaną katelicydynami [107]. Peptyd LL-37, poprzez receptor FPR2, stymuluje również proliferację komórek raka jajnika i zwiększa ich potencjał przerzutowy [20]. Istotna jest informacja, że surowica zawierająca przeciwciała anty-FPR2 blokuje proliferację komórek śródbłonka indukowaną działaniem LL-37 [53]. Jednoznacznie wykazano także, iż katelicydyna LL-37 stymuluje eozynofile do syntezy i wydzielania cysLT wpływając przez cząsteczkę FPR2. Syntezę tych mediatorów obserwowano nie tylko pod wpływem LL-37, ale także w odpowiedzi na działanie syntetycznego agonisty FPR2. Odpowiedź eozynofilów na działanie LL-37 była hamowana zarówno przez PTX, jak i antagonistę cząsteczki FPR2 [92]. Wykazano ponadto, że ludzka katelicydyna wydłuża okres prze- życia neutrofilów działając przez cząsteczkę FPR2 bowiem antagonista tego receptora, związek WRW4 , hamuje działanie LL-37 [5,63].

Nieliczne dane wydają się wskazywać, że także receptor purynergiczny P2X7 może wiązać katelicydyny. Peptyd LL-37, poprzez P2X7 , stymuluje monocyty do syntezy IL-1β [27]. Fibroblasty aktywowane LL-37 wytwarzają chemokinę CXCL8, a przeciwciała blokujące P2X7 hamują to działanie katelicydyny [59]. W odpowiedzi na działanie LL-37 makrofagi wytwarzają LTB4 oraz TXB2 przy czym inhibitor receptora P2X7 oraz swoisty antagonista blokują ten efekt [106]. Ludzka katelicydyna poprzez receptor P2X7 aktywuje proliferację komórek linii NIH 3T3 oraz komórek linii HEK293 transfekowanych genem P2X7 , a zastosowanie inhibitorów tego receptora hamuje działanie LL-37 [98]. Udokumentowano również, że hamowanie spontanicznej apoptozy neutrofilów indukowane LL-37 przebiega z udziałem nie tylko cząsteczki FPR2, ale również z udziałem receptora P2X7 . Nie wiadomo jednak, jaki jest mechanizm kooperacji obu cząsteczek [5,63].

Niewiele jest informacji wskazujących, że LL-37 może indukować odpowiedź komórek oddziaływając poprzez receptory o aktywności kinazy tyrozynowej, tj. receptor czynnika wzrostu naskórka (EGFR) oraz receptor insulinopodobnego czynnika wzrostu (IGF-1R). Tjabringa i  wsp. [95] udokumentowali, że peptyd LL-37, przez EGFR, aktywuje komórki raka płuc linii NCI-H292 do syntezy i wydzielania chemokiny CXCL8, a zastosowanie swoistego inhibitora tego receptora blokuje obserwowany efekt. Shaykhiev i wsp. [85] dowiedli, że inhibitor EGFR blokuje proliferację komórek NCI-H292 mediowaną ludzką katelicydyną. Należy również nadmienić, że LL-37 indukuje fosforylację EGFR, a inhibitory tej cząsteczki blokują indukowaną przez LL-37 migrację keratynocytów [97]. EGFR bierze ponadto udział w generacji przez keratynocyty CXCL8 w odpowiedzi na działanie LL-37, a zastosowanie inhibitora tego receptora doprowadza do hamowania syntezy tej chemokiny [12]. Nie jest pewne czy EGFR pełni funkcję receptora α-defensyn. Aarbiou i wsp. [2] zaobserwowali, iż defensyny HNP-1, HNP-2 i HNP-3 indukują proliferację komórek nabłonka dróg oddechowych linii NCI-H292, a inhibitor EGFR blokuje to działanie. Ta sama grupa badaczy wskazała jednocześnie, że te defensyny indukują proliferację komórek raka płuc linii A549, ale nie jest to mediowane przez cząsteczkę EGFR [1]. Równie interesujące są niedawne doniesienia, że katelicydyna LL-37 wykazuje bardzo wysokie powinowactwo do cząsteczki IGF-1R ekspresjonowanej przez komórki raka piersi linii MCF-7 [19].

Nieliczne dane wskazują, że β-defensyny mogą się wią- zać do cząsteczek z nadrodziny GPCR – receptorów dla chemokin CCR6 i CCR2. Z zastosowaniem przeciwciał neutralizujących oraz swoistego liganda CCR6 i chemokiny CCL20, jednoznacznie udokumentowano, że hBD-3 hamuje apoptozę neutrofilów i  aktywność kaspazy-3 działając poprzez CCR6 [62]. W tej samej pracy wskazano, że przeciwciała anty-CCR6 znacząco hamują indukowaną hBD-3 migrację oraz wewnątrzkomórkową mobilizację jonów wapnia w neutrofilach. Defensyna hBD-2 stymuluje chemotaksję komórek linii HEK293 transfekowanych genem CCR6 oraz komórek dendrytycznych wykazujących konstytutywną ekspresję cząsteczek CCR6, przy czym zarówno PTX, jak i przeciwciała neutralizujące CCR6 blokują migrację tych komórek [113]. Peptyd hBD- 3, działając poprzez CCR6, indukuje również zwiększenie ekspresji cytokiny IL-37 w keratynocytach [87]. Rӧhrl i wsp. [81] udokumentowali natomiast, że β-defensyny człowieka hBD-2 i hBD-3 oraz myszy mBD-4 i mBD-14 wiążą się z komórkami linii HEK293, które ekspresjonują na swojej powierzchni receptor CCR2 i, poprzez ten receptor, indukują chemotaksję komórek HEK293 oraz ludzkich monocytów krwi obwodowej. Autorzy wykazali także, że te same defensyny stymulują poprzez CCR2, migrację komórek otrzewnej myszy, a agonista tego receptora – chemokina CCL2 – blokuje indukowaną defensynami migrację. Niezwykle intrygujące są obserwacje Biragyn i wsp. [9], że mysia β-defensyna 2 indukuje dojrzewanie komó- rek dendrytycznych działając poprzez cząsteczki TLR4. Ważna jest również informacja, iż adhezja leukocytów do komórek śródbłonka pod wpływem α-defensyn jest mediowana przez receptor dla lipoprotein o  niskiej gęstości (LRP1) [77], receptor występujący na większości komórek organizmu [32].

Komórki tuczne w obronie przeciwko patogenom

Komórki tuczne odgrywają niezwykle ważną rolę w utrzymywaniu homeostazy organizmu oraz współuczestniczą w wielu procesach fizjologicznych. Mediatory komórek tucznych regulują bowiem napięcie i przepuszczalność naczyń krwionośnych, wpływają na procesy fizjologicznej przebudowy i regeneracji tkanek, a także biorą udział w procesach angiogenezy. Mastocyty współuczestniczą również w różnych procesach patologicznych [35,52,100]. Obecnie coraz więcej danych wskazuje, iż komórki te odgrywają niezwykle istotną rolę w obronie gospodarza skierowanej przeciwko patogenom [22,109].

Ważną przesłanką wskazującą na rolę komórek tucznych w mechanizmach obronnych jest ich lokalizacja. Mastocyty są bardzo liczne szczególnie w skórze oraz bezpośrednio pod nabłonkiem wyściełającym drogi oddechowe, przewód pokarmowy i  drogi moczowo- -płciowe. W  tkankach komórki te są bardzo liczne w sąsiedztwie naczyń krwionośnych i limfatycznych. Taka strategiczna lokalizacja, właściwie we wrotach zakażenia, pozwala im na bardzo łatwy i szybki kontakt z wnikającymi do organizmu patogenami. Wydaje się przy tym niezwykle istotne, iż komórki tuczne cechują się ekspresją receptorów, które rozpoznają i  wiążą zarówno wzorce molekularne obecne na powierzchni drobnoustrojów (PAMP), jak i wzorce molekularne zwią- zane z uszkodzeniem/niebezpieczeństwem (DAMP). Te wyspecjalizowane receptory rozpoznające wzorce (PRR) to transmembranowe białka jednokrotnie perforujące błonę komórkową (cząsteczki TLR i receptory lektynopodobne typu C – CLR) i błonę endosomów (cząsteczki TLR) oraz cząsteczki występujące w cytoplazmie (receptory RIG-I-podobne – RLR i receptory NOD-podobne – NLR).

Najlepiej i najszerzej opisaną grupą cząsteczek PRR ekspresjonowaną w komórkach tucznych są cząsteczki TLR. Charakteryzują się domenami bogatymi w powtórzenia reszt leucynowych od zewnętrznej strony błony oraz wewnątrzcytoplazmatyczną konserwatywną sekwencją wykazującą homologię z domeną obecną w cząsteczce IL-1R. Wielu autorów dokumentuje obecność w mastocytach 10 typów receptorów należących do tej rodziny – TLR1, TLR2, TLR4, TLR5, TLR6 i TLR10, które znajdują się w błonie komórkowej oraz TLR3, TLR7, TLR8 i TLR9, które są umiejscowione w błonie endosomów. Obecnie najwięcej informacji zgromadzono o cząsteczce TLR2;jej obecność w  mastocytach potwierdzono na poziomie transkryptu oraz białka. Receptor opisano zarówno w niedojrzałych, jak i dojrzałych mastocytach myszy, komórkach tucznych wyizolowanych ze skóry, płuc i polipów nosa człowieka oraz różnych ludzkich liniach komórkowych mastocytów. TLR2 tworzy heterodimery z cząsteczkami TLR1 i TLR6, istnieją jednak fragmentaryczne dane potwierdzające obecność funkcjonalnej postaci białka TLR6 w błonie komórek tucznych, a ekspresję funkcjonalnej cząsteczki TLR1 wykazano jedynie w komórkach linii LAD. Drugą dobrze opisaną cząsteczką należącą do tej rodziny receptorów jest TLR4. Obecność transkryptu tej cząsteczki potwierdzono w mysich komórkach tucznych wywodzących się ze szpiku kostnego (BMMC), mysich komórkach linii MC/9, ludzkich komórkach tucznych hodowanych z  krwi pępowinowej (CBMC), ludzkich komórkach tucznych wyprowadzonych z  komórek progenitorowych CD34+ (HCMC), ludzkich komórkach tucznych hodowanych z krwi obwodowej oraz liniach hodowlanych HMC-1 i LAD. Ponadto mRNA tego receptora potwierdzono w mastocytach izolowanych ze skóry płodów myszy, a także w komórkach tucznych izolowanych z tkanki płucnej człowieka. Co więcej, wykazano obecność funkcjonalnego białka TLR4 w BMMC, CBMC, HMC-1 i LAD. Ekspresję cząsteczki TLR4 wykazano także na mysich komórkach tucznych izolowanych ze skóry płodów i jamy otrzewnej. Nieliczne dane odnoszą się do ekspresji receptorów TLR3 i TLR5 w mastocytach. Dojrzałe ludzkie komórki tuczne izolowane z płuc i skóry człowieka zawierają transkrypt dla TLR3; mRNA tego receptora występuje także w niedojrzałych ludzkich komórkach HCMC, LAD i HMC-1. Funkcjonalne białko TLR3 zidentyfikowano w mastocytach linii P815, komórkach BMMC i dojrzałych komórkach tucznych myszy izolowanych z jamy otrzewnej. Receptor TLR5 występuje zarówno na poziomie transkryptu, jak i  funkcjonalnego białka na ludzkich komórkach HCMC, LAD i HMC-1 oraz komórkach tucznych izolowanych z płuc i skóry człowieka.

Mysie komórki BMMC i P815 oraz komórki człowieka HCMC, HMC-1 i LAD, a także mastocyty izolowane ze skóry myszy oraz ze skóry i płuc człowieka ekspresjonują transkrypt cząsteczki TLR7. Obecność funkcjonalnego białka TLR7 stwierdzono w ludzkich komórkach HCMC, HMC-1 i LAD oraz mysich komórkach linii P815. Dane dotyczące TLR8 wskazują jedynie na występowanie mRNA tego receptora w komórkach BMMC. Fragmentaryczne informacje wskazują, że transkrypt TLR9 jest obecny w komórkach HCMC, CBMC, HMC-1 i LAD, jak i mysich komórkach BMMC i linii P815. Ponadto mRNA tego receptora opisano w mastocytach skóry myszy oraz ludzkich komórkach tucznych izolowanych ze skóry i płuc. Obecność białka TLR9 wykazano w komórkach HCMC, LAD i HMC-1, a mRNA TLR10 udokumentowano jedynie w dojrzałych ludzkich komórkach tucznych izolowanych ze skóry i tkanki płucnej [15,82]. Druga rodzina transbłonowych cząsteczek PRR, których obecność udokumentowano w komórkach tucznych, to cząsteczki CLR. Ich cechą charakterystyczną jest obecność domen wiążących węglowodany, a nazwę „typ C” wprowadzono w celu rozróżnienia wiązania węglowodanów zależnego (cząsteczki CLR) i niezależnego (lektyny) od jonów wapnia. Grupa cząsteczek CLR liczy 15 bia- łek, jednak w mastocytach wykazano ekspresję jedynie dwóch cząsteczek należących do tej rodziny – dektyny-1 i  MINCLE. W  ludzkich komórkach tucznych hodowanych z  krwi obwodowej, komórkach CBMC i  KU812 oraz mysich komórkach BMMC potwierdzono obecność mRNA i funkcjonalnego białka dektyny-1. Posługując się metodami biologii molekularnej wykazano obecność transkryptu i białka MINCLE w ludzkich komórkach tucznych wyizolowanych z krwi obwodowej [64,73,78,114].

Do rodziny cytoplazmatycznych receptorów RLR, nazywanych często helikazami, zaliczono cząsteczkę RIG-I (retinoic acid-inducible gene I), cząsteczkę MDA5 (melanoma differentiation-associated gene 5) i  czą- steczkę LGP2. Cząsteczki RIG-I i MDA5 są zbudowane z dwóch N-terminalnych domen aktywacji i rekrutacji kaspaz CARD, centralnej domeny DExD/H o aktywności helikazy zależnej od ATP i C-terminalnej domeny regulatorowej. Nieliczne dane wskazują, że mastocyty ekspresjonują w cytoplazmie obydwa te receptory, co potwierdzono w komórkach BMMC oraz CBMC, zarówno na poziomie mRNA, jak i białka [14,33]. Receptory NLR, podobnie jak cząsteczki RLR, znajdują się w cytoplazmie i są zbudowane z N-terminalnej domeny warunkującej transdukcję sygnału, domeny centralnej wiążącej nukleotydy (NOD) oraz licznych powtórzeń bogatych w leucynę od strony C-końca. U ssaków liczną grupę cząsteczek NLR podzielono na cztery grupy ze względu na typ domeny N-terminalnej. Receptory należące do tej rodziny, które są ekspresjonowane w komórkach tucznych, to cząsteczki NOD1 i NOD2. Autorzy dokumentują obecność mRNA receptorów NOD1 i NOD2 w komórkach tucznych myszy oraz mastocytach człowieka wyizolowanych z  płuc, a  także komórkach CBMC i  HMC-1. Funkcjonalne białko tych receptorów zidentyfikowano w  mysich i  szczurzych komórkach tucznych, a  także w komórkach CBMC oraz izolowanych z płuc człowieka [28,30,40,72,111,117]. W  tabeli 1 przedstawiono dane dotyczące ekspresji cząsteczek z grupy PRR w komórkach tucznych.

Ekspresja tak wielu różnych cząsteczek z  grupy PRR warunkuje możliwość rozpoznania przez komórki tuczne rozmaitych drobnoustrojów. Mastocyty biorą udział w  mechanizmach obronnych skierowanych przeciwko bakteriom przede wszystkim dzięki ekspresji cząsteczek z grupy TLR i NLR wiążących ligandy bakteryjne. Receptor TLR2 identyfikuje i wiąże peptydoglikan (PGN), LTA, lipoproteiny oraz LAM. Heterodimer TLR2-TLR1 może rozpoznawać różne lipopeptydy pochodzenia bakteryjnego, m.in. z Mycoplasma sp. i lipoproteiny Neisseria meningitidis, a cząsteczka TLR2 z TLR6 wiąże rozpuszczalny czynnik tuberkulinowy M. tuberculosis. Cząsteczka TLR4 jest receptorem dla LPS, który jest składnikiem ściany komórkowej bakterii Gram-ujemnych. Warto podkreślić, że ligandami TLR2 i TLR4 są także czynniki pochodzenia endogennego, które powstają w  czasie urazu oraz podczas stresu komórkowego, m.in. białka szoku cieplnego HSP60 i HSP70, fibrynogen oraz siarczan heparanu. Dwie kolejne cząsteczki zaangażowane w rozpoznawanie bakteryjnych cząsteczek PAMP to TLR5 i TLR9. Jedynym ligandem dla cząsteczki TLR5 jest białko budujące wici wielu bakterii Gram-dodatnich i Gram-ujemnych, czyli flagelina, natomiast cząsteczki TLR9 rozpoznają bakteryjne nie-metylowane dinukleotydy CpG DNA [15,82]. Mastocyty rozpoznają ligandy bakteryjne również przez cząsteczki NOD1 i NOD2. Oba receptory wiążą PGN bakterii Gram- -dodatnich i  Gram-ujemnych, przy czym cząsteczka NOD1 rozpoznaje kwas mezo-diaminopimelinowy PGN, charakterystyczny dla wszystkich bakterii Gram-ujemnych i występujący w ścianie komórkowej tylko niektó- rych bakterii Gram-dodatnich, a cząsteczka NOD2 jest konserwatywnym dipeptydem muramylowym (MDP) PGN występujący u wszystkich bakterii [43]. W rozpoznawaniu infekcji bakteryjnej może brać również udział dektyna-1, cząsteczka z rodziny CLR, rozpoznająca β-1,3- glukan występujący w ścianie komórkowej M. tuberculosis oraz M. abscessus [36].

Ligandy pochodzenia wirusowego są rozpoznawane przez ekspresjonowane mastocyty receptory z rodzin TLR i RLR. Ligandem dla cząsteczki TLR3 jest podwójna nić wirusowego RNA (dsRNA), a TLR7 i TLR8 rozpoznają jednoniciowe RNA (ssRNA) wirusów. Cząsteczki TLR3, TLR7 i  TLR9 mogą rozpoznawać ligandy endogenne, w  tym endogenny informacyjny kwas nukleinowy (TLR3) i kompleksy immunologiczne zawierające kwasy nukleinowe (TLR7 i TLR9). Cząsteczka TLR4 jest receptorem dla białka fuzyjnego wirusa RSV [15,82]. Cząsteczki RLR – RIG-I i MDA5 są odpowiedzialne za identyfikację i wiązanie zarówno długich jak i krótkich fragmentów dsRNA oraz ssRNA z  wolnym ufosforylowanym koń- cem 5’. Takie fragmenty powstają w cytoplazmie komó- rek gospodarza jedynie w czasie infekcji wirusowych. RIG-I jest receptorem dla ssRNA i krótkich fragmentów dsRNA wirusów z rodziny Paramyxoviridae (wirus Sendai, wirus choroby Newcastle), Orthomyxoviridae (wirus grypy), Rhabdoviridae oraz Flaviviridae (wirus zapalenia wątroby typu C).Cząsteczka MDA5 może wiązać długie fragmenty dsRNA wirusów należących do rodziny Picornaviridae. Zarówno RIG-I, jak i MDA5 są zdolne do rozpoznawania wirusa dengi [45,93]. Mastocyty rozpoznają także ligandy grzybów, bowiem ekspresjonują cząsteczki z rodziny CLR. Dektyna-1 wiąże β-1,3-glukan budujący ścianę komórkową grzybów m.in. Candida albicans i Aspergillus fumigatus [36]. Receptor MINCLE wiąże przede wszystkim α-mannozę Malassezia sp. [36].W rozpoznawanie infekcji grzybiczej przez komórki tuczne może brać udział również heterodimer TLR2-TLR6 wiążący zymosan – składnik ściany grzybów, natomiast TLR2 wiąże fosfolipomannan C. albicans [15,82].

Rozważając udział mastocytów w mechanizmach obronnych skierowanych przeciwko patogenom należy pamię- tać, iż komórki te są źródłem wielu mediatorów, cytokin i  chemokin, które nie tylko promują rozwój zapalenia, ale także modulują przebieg procesów immunologicznych i wpływają na aktywność różnych populacji komórek [35,52,100]. Z naciskiem trzeba podkreślić, iż wiele mediatorów i cytokin/chemokin jest zmagazynowana w ziarnistościach cytoplazmatycznych komó- rek tucznych i może być wydzielana do otaczających tkanek bardzo szybko, już w czasie kilkunastu sekund po rozpoznaniu patogenu. W grupie mediatorów preformowanych są m.in. histamina, tryptaza, chymaza, karboksypeptydaza A3, metaloproteinaza (MMP)9 oraz TNF, IL-4, -5, -6, -10, czynnik wzrostu fibroblastów (FGF), czynnik wzrostu śródbłonka naczyń (VEGF), transformujący czynnik wzrostu (TGF)-β i chemokina CXCL8. Mastocyty syntetyzują de novo i wydzielają do tkanek także czynnik aktywujący płytki krwi (PAF), LTB4 , cysLT, prostaglandynę (PG)D2 oraz wiele cytokin i chemokin. Histamina PAF, LTC4 , PGD2 , IL-1β i VEGF indukują rozszerzenie drobnych naczyń krwionośnych oraz wzrost ich przepuszczalności. Dochodzi do spowolnienia przepływu krwi oraz zwiększenia przylegania leukocytów do śródbłonka. Co więcej, mediatory mastocytów, w tym histamina, tryptaza, TNF, IL-1β, IL-4 i IFN-γ, zwiększają ekspresję cząsteczek adhezyjnych komórek śródbłonka naczyniowego oraz leukocytów, co ułatwia diapedezę komórek z łożyska naczyniowego do tkanek. Należy podkreślić, że wiele mediatorów komórek tucznych ma silne właściwości chemotaktyczne wobec leukocytów indukując migrację tych komórek do miejsca toczącego się procesu zapalnego. Spośród nich najbardziej istotne są IL-3, IL-4, IL-5, CCL2, CCL3, CCL5, CXCL8, GM-CSF, histamina, tryptaza i PAF. Należy także podkreślić, że wiele mediatorów komórek tucznych, np. histamina, LTB4 , PAF, czynnik komórek macierzystych (SCF), TNF, czynnik wzrostu nerwów (NGF), IL-3 oraz chemokiny CCL2, CCL5 i CXCL8 może indukować migrację mastocytów, a  chemokina CXCL8 jest silnym chemoatraktantem komórek NK. Jednocześnie mediatory te mogą zwiększać aktywność napływających komórek, zwłaszcza neutrofilów i makrofagów. Ponadto niektóre mediatory wydzielane przez mastocyty, w tym tryptaza, chymaza, karboksypeptydaza A3 i MMP9, biorą udział w degradacji białek macierzy pozakomórkowej (ECM), co ułatwia napływ komórek odczynu zapalnego oraz przyspiesza rozprzestrzenianie się czynników humoralnych modulujących jego przebieg. Tak więc mediatory komórek tucznych w istotny sposób promują rozwój zapalenia, a to ma podstawowe znaczenie w obronie skierowanej przeciwko bakteriom i wisusom. Trzeba jednak podkreślić, iż wydzielane przez mastocyty IL-10 oraz TGF-β działają przeciwzapalnie.

Wydzielane przez komórki tuczne mediatory/cytokiny/ chemokiny mogą również wpływać na rozwój odpowiedzi nabytej. Chemokiny CXCL10 i CCL5 są chemoatraktantami limfocytów T CD8+ , natomiast CCL3 reguluje ich funkcje efektorowe. Histamina, TNF i CCL20 wzmagają prezentację antygenów przez komórki dendrytyczne i indukują ich rekrutację do węzłów chłonnych. Wydzielanie mediatorów komórek tucznych do tkanek jest wynikiem aktywacji tych komórek poprzez interakcję cząsteczek PAMP patogenów lub endogennych cząsteczek powstających w  odpowiedzi na infekcję z cząsteczkami PRR. Trzeba jednak podkreślić, iż aktywacja mastocytów może przebiegać również z udzia- łem ekspresjonowanych przez te komórki cząsteczek CD48 rozpoznających lektynę bakteryjną wiążącą mannozę związaną z fimbriami typu 1 (FimH). Wydzielanie mediatorów przez komórki tuczne może być również wynikiem aktywacji przez swoiste przeciwciała IgG lub IgE wytwarzane przeciwko antygenom patogenów i wią- żące się do błonowych receptorów FcγRI, FcγRII i FcεRI. Opisano również, iż niektóre antygeny patogenów, np. białko A S. aureus, aktywuje komórki tuczne oddziaływając jako superantygen. Wreszcie, komórki tuczne ekspresjonują receptory dla niektórych białek układu dopełniacza, to jest C3aR, C5aR, CR2, CR4, C1qR, a więc w trakcie infekcji może dochodzić do ich aktywacji przez powstające anafilatoksyny.

Wiele informacji wskazuje, że komórki tuczne są zdolne do fagocytozy patogenów i ich wewnątrzkomórkowego zabijania, zarówno za pośrednictwem mechanizmów tlenowych jak i pozatlenowych [22]. Najnowsze dane sugerują, że mastocyty mogą wykazywać aktywność bakteriobójczą także w wyniku zewnątrzkomórkowych mechanizmów niezależnych od fagocytozy związanych z wytwarzaniem pozakomórkowych struktur podobnych do zewnątrzkomórkowej sieci neutrofilów [105]. Wiadomo ponadto, że komórki tuczne wspomagają procesy odpowiedzi nabytej, gdyż mogą prezentować antygeny w  kontekście cząsteczek głównego układu zgodności tkankowej MHC klasy I i MHC klasy II. Wreszcie, z naciskiem trzeba zaznaczyć, iż te komórki są ważnym źró- dłem defensyn i katelicydyn [25,58].

Wpływ katelicydyn i defensyn na komórki tuczne

Mastocyty wykazują konstytutywną ekspresję róż- nych typów receptorów z  nadrodziny GPCR. Należy wymienić między innymi receptory adenozynowe, histaminowe, kannabinoidowe, neurokininowe, β2 -adrenergiczne, receptory aktywowane przez proteazy (PAR), receptory dla chemokin, prostaglandyn oraz leukotrienów, a  także receptor MrgX2 (mas-related gene X2 ) (tabela 2). W świetle danych, które wskazują, że komórki mogą być pobudzane przez katelicydyny i defensyny na drodze sygnału płynącego od receptora GPCR, można teoretycznie zakładać, iż każda z wyżej wymienionych cząsteczek mogłaby pośredniczyć w aktywacji mastocytów. Z naciskiem należy podkre- ślić, że w grupie receptorów GPCR, które zidentyfikowano w komórkach tucznych, są także cząsteczki FPR2 oraz P2X7 . Za pomocą techniki RT-PCR jednoznacznie udokumentowano, że komórki LAD ekspresjonują zarówno receptor FPR2, jak i receptor P2X7 [115]. Obecność cząsteczek FPR2 nie została jednak potwierdzona na mastocytach jamy otrzewnej szczura [67]. Najnowsze doniesienia Subramanian i wsp. [90,91] wskazują na udział w aktywacji komórek tucznych przez katelicydyny i defensyny receptora MrgX2 . Ekspresję tego receptora wykazano na mastocytach skóry, komórkach CBMC, HCMC oraz LAD. Chociaż komórki tuczne ekspresjonują różne receptory wiążące chemokiny to nie wykazano ekspresji cząsteczki CCR6, która potencjalnie może wiązać β-defensyny [66]. Mastocyty wykazują natomiast ekspresję receptorów o aktywności kinazytyrozynowej, tj. EGFR oraz IGF-1R, które, jak wykazano w badaniach na innych populacjach komórek, mogą wiązać katelicydyny i defensyny α [2,12,37,85,95,97]. Bardzo ciekawe wnioski płyną z badań Niyonsaba i wsp. [66,67], w których wykazano, że na komórkach tucznych znajdują się miejsca wiążące zarówno LL-37, jak i β-defensynę. Autorzy sugerują przy tym, że mogą one mieć związek z receptorami z nadrodziny GPCR.

Nieliczne dane sugerują, iż katelicydyny mogą peł- nić funkcję chemoatraktantów mastocytów. W 2002r. została opublikowana praca Niyonsaba i wsp. [67], w któ- rej wykazano, że ludzka katelicydyna LL-37, w zakresie stężeń 1-20 μg/ml, indukuje ukierunkowaną migrację (chemotaksję) komórek tucznych wyizolowanych z jamy otrzewnej szczura; optymalna dawka peptydu indukująca maksymalną migrację komórek wynosiła 5 μg/ml. Przeciwciała anty-LL-37 całkowicie blokowały migrację mastocytów. Autorzy przekonywająco udokumentowali ponadto, iż LL-37 oddziałuje poprzez receptor z grupy GPCR, bowiem zastosowanie PTX powodowało hamowanie migracji komórek, a w ścieżce sygnałowej współuczestniczy fosfolipaza (PL)C. Migrację mastocytów pod wpływem LL-37, zastosowaną w zakresie stę- żeń od 1 do 40 μg/ml, wykazały również Bąbolewska i wsp. [6] dokumentując równocześnie przy zastosowaniu wybranych inhibitorów cząsteczek sygnałowych, iż transdukcja sygnału przebiega z udziałem kinaz aktywowanych przez sygnały zewnątrzkomórkowe (ERK1/2, kinazy 3-fosfatydyloinozytolu (PI3K) oraz PLC/A2 ). Interesująco opisano również migrację transfekowanych genem MrgX2 komórek HMC-1 w odpowiedzi na działanie LL-37, podczas gdy komórki nietransfekowane tym genem nie migrowały pod wpływem katelicydyny [90]. W zakresie stężeń 3-40 μg/ml migrację komórek tucznych szczura indukuje również szczurza katelicydyna CRAMP, a transdukcja sygnału przebiega z udziałem czą- steczek ERK1/2, PI3K oraz PLC/A2 [7]. Autorzy wskazali, że przeciwzapalna/immunomodulacyjna cytokina IL-10 znacząco hamuje migrację komórek tucznych pod wpływem CRAMP.

Nieliczne dane dokumentują, że katelicydyny indukują degranulację i uwalnianie z komórek tucznych mediatorów preformowanych. LL-37 w zakresie stężeń 1-10 μM stymuluje degranulację i uwalnianie β-heksozaminidazy z  mastocytów jamy otrzewnej szczura, komórek LAD [83,90] oraz ludzkich mastocytów izolowanych z płuc [83]. Subramanian i  wsp. [90] udokumentowali przy tym, że w aktywacji komórek tucznych współuczestniczy receptor GPCR. Bąbolewska i wsp. [6] udowodniły, że LL-37, w zakresie stężeń 1-20 µg/ml, indukuje degranulację komórek tucznych jamy otrzewnej szczura i uwalnianie histaminy. Uwalnianie histaminy pod wpływem LL-37 w stężeniu 1 μg/ml z komórek tucznych jamy otrzewnej szczura zaobserwowali także Niyonsaba i wsp. [68]. Autorzy wskazali ponadto, iż pod wpływem LL-37 dochodzi do szybkiej mobilizacji jonów wapnia wewnątrzkomórkowego, a chelatacja Ca2+ powoduje hamowanie uwalniania histaminy. Przy zastosowaniu swoistych inhibitorów wskazano, że obserwowana aktywacja mastocytów przez LL-37 jest zależna od receptora z grupy GPCR oraz przebiega z udziałem PLC. Subramanian i wsp. [90] udokumentowali natomiast, że szczurze komórki tuczne linii RBL-2H3, które ekspresjonują receptor MrgX2 , degranulują pod wpływem LL-37, a w komórkach LAD ekspresjonujących ten receptor obserwuje się mobilizację jonów wapnia pod wpływem LL-37. W komórkach LAD z wyciszoną ekspresją receptora MrgX2 obserwowano zahamowanie wewnątrzkomórkowej mobilizacji Ca2+ pod wpływem LL-37.

Katelicydyna LL-37, w  stężeniu 1 μg/ml, stymuluje komórki LAD do syntezy wielu cytokin, w  tym przeciwzapalnych IL-2, IL-4 [69,115], IL-5 [115] oraz prozapalnych, takich jak TNF [69,115], IL-1β [115], IL-6 [69]. Ludzka katelicydyna indukuje także wytwarzanie chemokiny CXCL8 oraz czynników wzrostu GM-CSF i NGF przez komórki LAD [69]. Interesujące są obserwacje, że wstępna 6-godzinna preinkubacja komórek LAD z katelicydyną LL-37, a następnie 24-godzinna stymulacja LPS doprowadziła do znaczącego spadku wytwarzania IL-4 oraz IL-5, przy czym synteza IL-1β nie ulegała zmianie [115]. Ludzka katelicydyna indukuje syntezę i wydzielanie TNF i IL-6 oraz stymuluje wzrost ekspresji mRNA IL-1β, CCL2 i  CCL3 w  mastocytach jamy otrzewnej szczura [6]. Także szczurza katelicydyna CRAMP aktywuje komórki tuczne do wytwarzania TNF, w  czym współuczestniczą ścieżki sygnałowe z udziałem cząsteczek ERK1/2, PLC i PI3K, oraz indukuje zwiększoną ekspresję transkryptów dla IL-1β, GM-CSF, CCL2 oraz CCL3 w komórkach tucznych jamy otrzewnej szczura [7]. Co ciekawe, LL-37 aktywuje transfekowane genem MrgX2 komórki HMC-1 do wytwarzania CCL4 [90]. Peptyd LL-37 powoduje zwiększenie ekspresji mRNA i  białka IL-31 w komórkach LAD oraz w szczurzych komórkach tucznych skóry in vivo [69]. Autorzy zaobserwowali ponadto, iż PTX hamuje wytwarzanie IL-31 pod wpływem ludzkiej katelicydyny, co sugeruje udział receptora z nadrodziny GPCR i wskazali, iż w przekazywaniu sygnału współuczestniczą cząsteczki PI3K, p38, ERK i JNK (c-Jun- -N-terminal-kinase). Warto odnotować, iż kostymulacja uczulonych IgE komórek LAD anty-IgE oraz LL-37 prowadzi do zwiększenia wytwarzania IL-31 [69].

Niewiele jest informacji dokumentujących wpływ katelicydyn na syntezę pochodnych fosfolipidów błonowych. Bąbolewska i wsp. [7] udowodniły, że szczurzy CRAMP, w zakresie stężeń 2-40 μg/ml, indukuje wytwarzanie cysLT przez mastocyty jamy otrzewnej szczura, a w proces aktywacji włączone są cząsteczki ERK1/2 i  PLC/ PLA2 . Niyonsaba i wsp. [69] obserwowali także wydzielanie LTC4 i PGE2 przez komórki LAD pod wpływem LL-37. Udokumentowano również, że peptyd LL-37 indukuje wzrost poziomu ekspresji mRNA i białka TLR4, jednak nie wpływa znacząco na poziom ekspresji TLR1, TLR2, TLR5 i TLR9 [115].

Analiza danych pozwala na stwierdzenie że podobnie jak katelicydyny, także β-defensyny mogą indukować migrację komórek tucznych. Udokumentowano, że β-defensyny hBD-2 [66] oraz hBD-3 i hBD-4 [17], w zakresie stężeń odpowiednio 1-10 μg/ml, 5-40 μg/ml oraz 10-40 μg/ml, indukują chemotaksję dojrzałych tkankowych mastocytów jamy otrzewnej szczurów. Wykazano także, iż β-defensyny hBD-1, – 2, -3 i -4, w stężeniu 1 μg/ ml, stymulują migrację komórek BMMC oraz HMC-1 [89]. Po zastosowaniu swoistych inhibitorów udokumentowano, że transdukcja sygnału aktywującego przebiega z udziałem kinaz p38, ERK1/2 oraz JNK. Autorzy zaobserwowali przy tym, iż stymulacja komórek BMMC przez jonofor wapnia jonomycynę lub poprzez receptor FcRI znacząco zwiększyła migrację tych komórek indukowaną defensynami β. Chen i wsp. [17] opisali również migrację komórek linii LAD w odpowiedzi na działanie hBD-3. Przy zastosowaniu inhibitorów PTX i U-73122 wykazano, że β-defensyny oddziałują poprzez receptor GPCR, a w transdukcję sygnału włączona jest PLC [17,66]. Migrację komórek tucznych w odpowiedzi na działanie hBD-2 wykazano również w warunkach in vivo [89]. Grigat i wsp. [38] udokumentowali natomiast, iż także defensyny-α-HNP-1, HNP-2 oraz HD-5 są chemoatraktantami komórek HMC-1, a działanie HNP-1 jest mediowane poprzez cząsteczkę z nadrodziny GPCR.

Peptydy z grupy β-defensyn mogą także bezpośrednio aktywować komórki tuczne do syntezy i  uwalniania mediatorów. Danych w  tym zakresie jest jednak niewiele. Chen i wsp. [17] udowodnili, że β-defensyny hBD-3 i hBD-4, w zakresie stężeń 1-20 μg/ml, indukują degranulację komórek tucznych jamy otrzewnej szczura oraz komórek LAD i uwalnianie β-heksozoaminidazy. Wykazano przy tym, że degranulacja indukowana tymi peptydami jest zależna od receptora z grupy GPCR, a w ścieżce sygnałowej współuczestniczy PLC. Niyonsaba i wsp. [68] także opisali uwalnianie histaminy z komórek tucznych jamy otrzewnej szczura pod wpływem hBD-2 wskazując na udział w tym procesie zarówno GPCR, jak PLC. Podobne obserwacje przedstawili Kase i wsp. [49]. Stymulacja mastocytów β-defensynami prowadzi równocześnie do mobilizacji wewnątrzkomórkowych zasobów jonów wapnia [17,68]. Peptydy hBD-3 i  hBD-4 indukują fosforylację cząsteczek ERK1/2 i p38 [17]. Ciekawe obserwacje przedstawili Subramanian i wsp. [91]. Autorzy udokumentowali, iż w komórkach LAD z wyciszoną ekspresją receptora MrgX2 dochodziło do zahamowania degranulacji pod wpływem hBD-2 i  hBD-3, natomiast w komórkach transfekowanych cDNA kodującym MrgX2 te peptydy indukowały znamienną degranulację komórek tucznych z równoczesnym zwiększeniem stężenia jonów wapnia w komórkach. Befus i wsp. [8] udokumentowali, że również α-defensyny królika NP-3a, NP-3b i NP-1, świnki morskiej GPCS-2 i GPCS-3 oraz człowieka HNP-1 i HNP-2 generują uwalnianie histaminy z komórek tucznych jamy otrzewnej szczura. Wykazano ponadto, iż stymulacja komórek odbywa się poprzez czą- steczki z nadrodziny GPCR. Defensyny hBD-(1-4) stymulują komórki LAD także do syntezy cytokin IL-2, IL-4 i IL-6 [69]. Te peptydy indukują również wytwarzanie chemokiny CXCL8 oraz czynników wzrostu GM-CSF i NGF przez komórki LAD [69]. Podobnie jak w przypadku katelicydyny LL-37, defensyny hBD-(1-4) indukują zwiększenie ekspresji transkryptu i białka IL-31 w komórkach LAD [69]. PTX oraz wortmanina hamują wytwarzanie IL-31 pod wpływem β-defensyn, co sugeruje udział receptora z nadrodziny GPCR oraz cząsteczki PI3K. Autorzy udokumentowali, iż w ścieżce przekazywania sygnału współuczestniczą również kinazy ERK i JNK. Defensyny hBD-2, hBD-3 oraz hBD-4 indukują syntezę i wydzielanie pochodnych fosfolipidów błonowych: PGD2 , PGE2 i LTC4 przez komórki tuczne jamy otrzewnej szczura i komórki LAD [17,49,69]. Wskazano również, iż proces ten zależy od aktywacji receptora z grupy GPCR i szlaku wewnątrzkomórkowego powiązanego z PLC [17].

Uwagi końcowe

Defensyny i katelicydyny pierwotnie opisano jako naturalne peptydy kationowe o silnym bezpośrednim dzia- łaniu przeciwdrobnoustrojowym. Przedstawione wyżej informacje jednoznacznie dokumentują, że w  istocie te peptydy należy uważać przede wszystkim za ważne endogenne czynniki humoralne regulujące wiele procesów fizjologicznych i  patologicznych. Z  pewnością katelicydyny, defensyny α i defensyny β w znacznym stopniu wpływają na przebieg procesów zapalnych, a także wykazują silne działanie immunomodulacyjne bowiem wpływają na aktywność wielu populacji komó- rek (ryc. 1). Szczególnie w różnorodny sposób modulują aktywność sekrecyjną mastocytów oraz indukują ich migrację. Dobrze wiadomo, że komórki tuczne odgrywają ważną rolę w przebiegu zapalenia, a w konsekwencji współuczestniczą w patomechanizmie wielu chorób o  podłożu zapalnym. Mastocyty biorą także udział w procesach fizjologicznych i w regulacji homeostazy organizmu. Co więcej, komórki te uczestniczą aktywnie w  mechanizmach obronnych rozwijanych w przebiegu infekcji. Rozważając tak różnorodną rolę komórek tucznych w organizmie wydaje się, iż poznanie czynników i mechanizmów regulujących aktywność tych komórek w tkankach jest niezwykle istotne. Aktualne dane wskazują, iż katelicydyny i defensyny należą do ważnych czynników endogennych wpływających na biologię mastocytów.

Przypisy

• 1. Aarbiou J., Ertmann M., van Wetering S., van Noort P., Rook D.,Rabe K.F., Litvinov S.V., van Krieken J.H., de Boer W.I., Hiemstra P.S.:Human neutrophil defensins induce lung epithelial cell proliferationin vitro. J. Leukoc. Biol., 2002; 72: 167-174
  Google Scholar
• 2. Aarbiou J., Verhoosel R.M., van Wetering S., de Boer W.I., van KriekenJ.H., Litvinov S.V., Rabe K.F., Hiemstra P.S.: Neutrophil defensinsenhance lung epithelial wound closure and mucin gene expressionin vitro. Am. J. Respir. Cell. Mol. Biol., 2004; 30: 193-201
  Google Scholar
• 3. Alalwani S.M., Sierigk J., Herr C., Pinkenburg O., Gallo R., VogelmeierC., Bals R.: The antimicrobial peptide LL-37 modulates the inflammatoryand host defense response of human neutrophils. Eur.J. Immunol., 2010; 40: 1118-1126
  Google Scholar
• 4. Bandholtz L., Ekman G.J., Vilhelmsson M., Buentke E., AgerberthB., Scheynius A., Gudmundsson G.H.: Antimicrobial peptide LL-37internalized by immature human dendritic cells alters their phenotype.Scand. J. Immunol., 2006; 63: 410-419
  Google Scholar
• 5. Barlow P.G., Li Y., Wilkinson T.S., Bowdish D.M., Lau Y.E., CosseauC., Haslett C., Simpson A.J., Hancock R.E., Davidson D.J.: The humancationic host defense peptide LL-37 mediates contrasting effects onapoptotic pathways in different primary cells of the innate immunesystem. J. Leukoc. Biol., 2006; 80: 509-520
  Google Scholar
• 6. Bąbolewska E., Brzezińska-Błaszczyk E.: Human-derived cathelicidinLL-37 directly activates mast cells to proinflammatory mediatorsynthesis and migratory response. Cell Immunol., 2015; 293: 67-73
  Google Scholar
• 7. Bąbolewska E., Pietrzak A., Brzezińska-Błaszczyk E.: CathelicidinrCRAMP stimulates rat mast cells to generate cysteinyl leukotrienes,synthesize TNF and migrate: involvement of PLC/A2, PI3K and MAPKsignaling pathways. Int. Immunol., 2014; 26: 637-646
  Google Scholar
• 8. Befus A.D., Mowat C., Gilchrist M., Hu J., Solomon S., Bateman A.:Neutrophil defensins induce histamine secretion from mast cells:mechanisms of action. J. Immunol., 1999; 163: 947-953
  Google Scholar
• 9. Biragyn A., Ruffini P.A., Leifer C.A., Klyushnenkova E., ShakhovA., Chertov O., Shirakawa A.K., Farber J.M., Segal D.M., OppenheimJ.J., Kwak L.W.: Toll-like receptor 4-dependent activation of dendriticcells by β-defensin 2. Science, 2002; 298: 1025-1029
  Google Scholar
• 10. Biragyn A., Surenhu M., Yang D., Ruffini P.A., Haines B.A., KlyushnenkovaE., Oppenheim J.J., Kwak L.W.: Mediators of innate immunitythat target immature, but not mature, dendritic cells induceantitumor immunity when genetically fused with nonimmunogenictumor antigens. J. Immunol., 2001; 167: 6644-6653
  Google Scholar
• 11. Bowdish D.M., Davidson D.J., Speert D.P., Hancock R.E.: The humancationic peptide LL-37 induces activation of the extracellularsignal-regulated kinase and p38 kinase pathways in primary humanmonocytes. J. Immunol., 2004; 172: 3758-3765
  Google Scholar
• 12. Braff M.H., Hawkins M.A., Di Nardo A., Lopez-Garcia B., HowellM.D., Wong C., Lin K., Streib J.E., Dorschner R., Leung D.Y., Gallo R.L.:Structure-function relationships among human cathelicidin peptides:dissociation of antimicrobial properties from host immunostimulatoryactivities. J. Immunol., 2005; 174: 4271-4278
  Google Scholar
• 13. Brogden K.A., Heidari M., Sacco R.E., Palmquist D., GuthmillerJ.M., Johnson G.K., Jia H.P., Tack B.F., McCray P.B.: Defensin-inducedadaptive immunity in mice and its potential in preventing periodontaldisease. Oral Microbiol. Immunol., 2003; 18: 95-99
  Google Scholar
• 14. Brown M.G., McAlpine S.M., Huang Y.Y., Haidl I.D., Al-Afif A.,Marshall J.S., Anderson R.: RNA sensors enable human mast cellanti-viral chemokine production and IFN-mediated protection inresponse to antibody-enhanced dengue virus infection. PLoS One,2012; 7: e34055
  Google Scholar
• 15. Brzezińska-Błaszczyk E., Wierzbicki M.: Mast cell Toll-like receptors(TLRs). Postępy Hig. Med. Dośw. 2010; 64: 11-21
  Google Scholar
• 16. Chaly Y.V., Paleolog E.M., Kolesnikova T.S., Tikhonov I.I., PetratchenkoE.V., Voitenok N.N.: Neutrophil α-defensin human neutrophilpeptide modulates cytokine production in human monocytes andadhesion molecule expression in endothelial cells. Eur. CytokineNetw., 2000; 11: 257-266
  Google Scholar
• 17. Chen X., Niyonsaba F., Ushio H., Hara M., Yokoi H., MatsumotoK., Saito H., Nagaoka I., Ikeda S., Okumura K., Ogawa H.: Antimicrobialpeptides human β-defensin (hBD)-3 and hBD-4 activate mastcells and increase skin vascular permeability. Eur. J. Immunol., 2007;37: 434-444
  Google Scholar
• 18. Choi K.Y., Chow L.N., Mookherjee N.: Cationic host defence peptides:multifaceted role in immune modulation and inflammation.J. Innate Immun., 2012; 4: 361-370
  Google Scholar
• 19. Choi K.Y., Napper S., Mookherjee N.: Human cathelicidin LL-37and its derivative IG-19 regulate interleukin-32-induced inflammation.Immunology, 2014; 143: 68-80
  Google Scholar
• 20. Coffelt S.B., Tomchuck S.L., Zwezdaryk K.J., Danka E.S., ScandurroA.B.: Leucine leucine-37 uses formyl peptide receptor-like 1to activate signal transduction pathways, stimulate oncogenic geneexpression, and enhance the invasiveness of ovarian cancer cells.Mol. Cancer Res., 2009; 7: 907-915
  Google Scholar
• 21. Davidson D.J., Currie A.J., Reid G.S., Bowdish D.M., MacDonaldK.L., Ma R.C., Hancock R.E., Speert D.P.: The cationic antimicrobialpeptide LL-37 modulates dendritic cell differentiation and dendriticcell-induced T cell polarization. J. Immunol., 2004; 172: 1146-1156
  Google Scholar
• 22. Dawicki W., Marshall J.S.: New and emerging roles for mast cellsin host defence. Curr. Opin. Immunol., 2007; 19: 31-38
  Google Scholar
• 23. De Yang B., Chen Q., Schmidt A.P., Anderson G.M., Wang J.M.,Wooters J., Oppenheim J.J., Chertov O.: LL-37, the neutrophil granule– and epithelial cell-derived cathelicidin, utilizes formyl peptidereceptor-like 1 (FPRL1) as a receptor to chemoattract humanperipheral blood neutrophils, monocytes, and T cells. J. Exp. Med.,2000; 192: 1069-1074
  Google Scholar
• 24. Di Nardo A., Braff M.H., Taylor K.R., Na C., Granstein R.D., McInturffJ.E., Krutzik S., Modlin R.L., Gallo R.L.: Cathelicidin antimicrobialpeptides block dendritic cell TLR4 activation and allergic contactsensitization. J. Immunol., 2007; 178: 1829-1834
  Google Scholar
• 25. Dimitriadou V., Mécheri S., Koutsilieris M., Fraser W., Al-DaccakR., Mourad W.: Expression of functional major histocompatibilitycomplex class II molecules on HMC-1 human mast cells. J. Leukoc.Biol., 1998; 64: 791-799
  Google Scholar
• 26. Dosler S., Karaaslan E.: Inhibition and destruction of Pseudomonasaeruginosa biofilms by antibiotics and antimicrobial peptides.Peptides, 2014; 62: 32-37
  Google Scholar
• 27. Elssner A., Duncan M., Gavrilin M., Wewers M.D.: A novel P2X7receptor activator, the human cathelicidin-derived peptide LL37, inducesIL-1β processing and release. J. Immunol., 2004; 172: 4987-4994
  Google Scholar
• 28. Enoksson M., Ejendal K.F., McAlpine S., Nilsson G., LunderiusAnderssonC.: Human cord blood-derived mast cells are activatedby the Nod1 agonist M-TriDAP to release pro-inflammatory cytokinesand chemokines. J. Innate Immun., 2011; 3: 142-149
  Google Scholar
• 29. Ericksen B., Wu Z., Lu W., Lehrer R.I.: Antibacterial activity andspecificity of the six human α-defensins. Antimicrob. Agents Chemother.,2005; 49: 269-275
  Google Scholar
• 30. Feng B.S., Zheng P.Y., Chen X., Liao X.Q., Yang P.C.: Investigationof the role of cholera toxin in assisting the initiation of the antigenspecificTh2 response. Immunol. Invest., 2008; 37: 782-797
  Google Scholar
• 31. Filewod N.C., Pistolic J., Hancock R.E.: Low concentrations of LL- 37 alter IL-8 production by keratinocytes and bronchial epithelialcells in response to proinflammatory stimuli. FEMS Immunol. Med. Microbiol., 2009; 56: 233-240
  Google Scholar
• 32. Franchini M., Montagnana M.: Low-density lipoprotein receptorrelatedprotein 1: new functions for an old molecule. Clin. Chem.Lab. Med., 2011; 49: 967-970
  Google Scholar
• 33. Fukuda M., Ushio H., Kawasaki J., Niyonsaba F., Takeuchi M.,Baba T., Hiramatsu K., Okumura K., Ogawa H.: Expression and functionalcharacterization of retinoic acid-inducible gene-I-like receptorsof mast cells in response to viral infection. J. Innate Immun.,2013; 5: 163-173
  Google Scholar
• 34. Funderburg N., Lederman M.M., Feng Z., Drage M.G., JadlowskyJ., Harding C.V., Weinberg A., Sieg S.F.: Human β-defensin-3 activatesprofessional antigen-presenting cells via Toll-like receptors 1 and 2.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 18631-18635
  Google Scholar
• 35. Galli S.J., Grimbaldeston M., Tsai M.: Immunomodulatory mastcells: negative, as well as positive, regulators of immunity. Nat. Rev.Immunol., 2008; 8: 478-486
  Google Scholar
• 36. Geijtenbeek T.B., Gringhuis S.I.: Signalling through C-type lectinreceptors: shaping immune responses. Nat. Rev. Immunol., 2009;9: 465-479
  Google Scholar
• 37. Girnita A., Zheng H., Grönberg A., Girnita L., Ståhle M.: Identificationof the cathelicidin peptide LL-37 as agonist for the typeI insulin-like growth factor receptor. Oncogene, 2012; 31: 352-365
  Google Scholar
• 38. Grigat J., Soruri A., Forssmann U., Riggert J., Zwirner J.: Chemoattractionof macrophages, T lymphocytes, and mast cells is evolutionarilyconserved within the human α-defensin family. J. Immunol.,2007; 179: 3958-3965
  Google Scholar
• 39. Groeneveld T.W., Ramwadhdoebé T.H., Trouw L.A., van den HamD.L., van der Borden V., Drijfhout J.W., Hiemstra P.S., Daha M.R.,Roos A.: Human neutrophil peptide-1 inhibits both the classicaland the lectin pathway of complement activation. Mol. Immunol.,2007; 44: 3608-3614
  Google Scholar
• 40. Haidl I.D., McAlpine S.M., Marshall J.S.: Enhancement of mastcell IL-6 production by combined toll-like and nucleotide-bindingoligomerization domain-like receptor activation. Int. Arch. AllergyImmunol., 2011; 154: 227-235
  Google Scholar
• 41. Huang H.J., Ross C.R., Blecha F.: Chemoattractant propertiesof PR-39, a neutrophil antibacterial peptide. J. Leukoc. Biol., 1997;61: 624-629
  Google Scholar
• 42. Ichinose M., Asai M., Imai K., Sawada M.: Enhancement of phagocytosisby corticostatin I (CSI) in cultured mouse peritoneal macrophages.Immunopharmacology, 1996; 35: 103-109
  Google Scholar
• 43. Inohara N., Chamaillard M., McDonald C., Nuñez G.: NOD-LRRproteins: role in host-microbial interactions and inflammatory disease.Annu. Rev. Biochem., 2005; 74: 355-383
  Google Scholar
• 44. Ito T., Tanabe H., Ayabe T., Ishikawa C., Inaba Y., Maemoto A.,Kono T., Ashida T., Fujiya M., Kohgo Y.: Paneth cells regulate bothchemotaxis of immature dendritic cells and cytokine productionfrom epithelial cells. Tohoku J. Exp. Med., 2012; 227: 39-48
  Google Scholar
• 45. Jabłońska A., Paradowska E.: Rola receptorów RIG-I-podobnychw odpowiedzi przeciwwirusowej. Postępy Hig. Med. Dośw., 2014;68: 541-556
  Google Scholar
• 46. Jarczak J., Kościuczuk E.M., Lisowski P., Strzałkowska N., JóźwikA., Horbańczuk J., Krzyżewski J., Zwierzchowski L., Bagnicka E.: Defensins:natural component of human innate immunity. Hum. Immunol.,2013; 74: 1069-1079
  Google Scholar
• 47. Joly S., Maze C., McCray P.B.Jr, Guthmiller J.M.: Humanβ-defensins 2 and 3 demonstrate strain-selective activity againstoral microorganisms. J. Clin. Microbiol., 2004; 42: 1024-1029
  Google Scholar
• 48. Kandler K., Shaykhiev R., Kleemann P., Klescz F., Lohoff M., VogelmeierC., Bals R.: The anti-microbial peptide LL-37 inhibits theactivation of dendritic cells by TLR ligands. Int. Immunol., 2006;18: 1729-1736
  Google Scholar
• 49. Kase K., Hua J., Yokoi H., Ikeda K., Nagaoka I.: Inhibitory actionof roxithromycin on histamine release and prostaglandin D2 productionfrom β-defensin 2-stimulated mast cells. Int. J. Mol. Med.,2009; 23: 337-340
  Google Scholar
• 50. Kim C., Gajendran N., Mittrücker H.W., Weiwad M., Song Y.H.,Hurwitz R., Wilmanns M., Fischer G., Kaufmann S.H.: Humanα-defensins neutralize anthrax lethal toxin and protect against itsfatal consequences. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 4830-4835
  Google Scholar
• 51. Kin N.W., Chen Y., Stefanov E.K., Gallo R.L., Kearney J.F.: Cathelin–related antimicrobial peptide differentially regulates T – and B-cellfunction. Eur. J. Immunol., 2011; 41: 3006-3016
  Google Scholar
• 52. Kinet J.P.: The essential role of mast cells in orchestrating inflammation.Immunol. Rev., 2007; 217: 5-7
  Google Scholar
• 53. Koczulla R., von Degenfeld G., Kupatt C., Krötz F., Zahler S., GloeT., Issbrücker K., Unterberger P., Zaiou M., Lebherz C., Karl A., RaakeP., Pfosser A., Boekstegers P., Welsch U. i wsp.: An angiogenic rolefor the human peptide antibiotic LL-37/hCAP-18. J. Clin. Invest.,2003; 111: 1665-1672
  Google Scholar
• 54. Kościuczuk E.M., Lisowski P., Jarczak J., Strzałkowska N., Jóź-wik A., Horbańczuk J., Krzyżewski J., Zwierzchowski L., Bagnicka E.:Cathelicidins: family of antimicrobial peptides. A review. Mol. Biol.Rep., 2012; 39: 10957-10970
  Google Scholar
• 55. Kurosaka K., Chen Q., Yarovinsky F., Oppenheim J.J. Yang D.:Mouse cathelin-related antimicrobial peptide chemoattracts leukocytesusing formyl peptide receptor-like 1/mouse formyl peptidereceptor-like 2 as the receptor and acts as an immune adjuvant. J.Immunol., 2005; 174: 6257-6265
  Google Scholar
• 56. Lee J.K., Chang S.W., Perinpanayagam H., Lim S.M., Park Y.J., HanS.H., Baek S.H., Zhu Q., Bae K.S., Kum K.Y.: Antibacterial efficacy ofa human β-defensin-3 peptide on multispecies biofilms. J. Endod.,2013; 39: 1625-1629
  Google Scholar
• 57. Machado L.R., Ottolini B.: An evolutionary history of defensins:a role for copy number variation in maximizing host innate and adaptiveimmune responses. Front. Immunol., 2015; 6: 115
  Google Scholar
• 58. Malaviya R., Twesten N.J., Ross E.A., Abraham S.N., Pfeifer J.D.:Mast cells process bacterial Ags through a phagocytic route for classI MHC presentation to T cells. J. Immunol., 1996; 156: 1490-1496
  Google Scholar
• 59. Montreekachon P., Chotjumlong P., Bolscher J.G., Nazmi K., ReutrakulV., Krisanaprakornkit S.: Involvement of P2X7 purinergic receptorand MEK1/2 in interleukin-8 up-regulation by LL-37 in humangingival fibroblasts. J. Periodontal. Res., 2011; 46: 327-337
  Google Scholar
• 60. Mookherjee N., Brown K.L., Bowdish D.M., Doria S., Falsafi R.,Hokamp K., Roche F.M., Mu R., Doho G.H., Pistolic J., Powers J.P., BryanJ., Brinkman F.S., Hancock R.E.: Modulation of the TLR-mediatedinflammatory response by the endogenous human host defensepeptide LL-37. J. Immunol., 2006; 176: 2455-2464
  Google Scholar
• 61. Mookherjee N., Hamill P., Gardy J., Blimkie D., Falsafi R., ChikatamarlaA., Arenillas D.J., Doria S., Kollmann T.R., Hancock R.E.:Systems biology evaluation of immune responses induced by humanhost defence peptide LL-37 in mononuclear cells. Mol. Biosyst.,2009; 5: 483-496
  Google Scholar
• 62. Nagaoka I., Niyonsaba F., Tsutsumi-Ishii Y., Tamura H., HirataM.: Evaluation of the effect of human β-defensins on neutrophilapoptosis. Int. Immunol., 2008; 20: 543-553
  Google Scholar
• 63. Nagaoka I., Tamura H., Hirata M.: An antimicrobial cathelicidinpeptide, human CAP18/LL-37, suppresses neutrophil apoptosis viathe activation of formyl-peptide receptor-like 1 and P2X7. J. Immunol.,2006; 176: 3044-3052
  Google Scholar
• 64. Nieto-Patlán A., Campillo-Navarro M., Rodríguez-Cortés O.,Muñoz-Cruz S., Wong-Baeza I., Estrada-Parra S., Estrada-García I.,Serafín-López J., Chacón-Salinas R.: Recognition of Candida albicansby Dectin-1 induces mast cell activation. Immunobiology, 2015;220: 1093-1100
  Google Scholar
• 65. Nijnik A., Pistolic J., Wyatt A., Tam S., Hancock R.E.: Human cathelicidinpeptide LL-37 modulates the effects of IFN-γ on APCs. J.Immunol., 2009; 183: 5788-5798
  Google Scholar
• 66. Niyonsaba F., Iwabuchi K., Matsuda H., Ogawa H., Nagaoka I.:Epithelial cell-derived human β-defensin-2 acts as a chemotaxin formast cells through a pertussis toxin-sensitive and phospholipase C–dependent pathway. Int. Immunol., 2002; 14: 421-426
  Google Scholar
• 67. Niyonsaba F., Iwabuchi K., Someya A., Hirata M., Matsuda H.Ogawa H. Nagaoka I.: A cathelicidin family of human antibacterialpeptide LL-37 induces mast cell chemotaxis. Immunology, 2002;106: 20-26
  Google Scholar
• 68. Niyonsaba F., Someya A., Hirata M., Ogawa H., Nagaoka I.: Evaluationof the effects of peptide antibiotics human β-defensins-1/-2and LL-37 on histamine release and prostaglandin D2 productionfrom mast cells. Eur. J. Immunol., 2001; 31: 1066-1075
  Google Scholar
• 69. Niyonsaba F., Ushio H., Hara M., Yokoi H., Tominaga M., TakamoriK., Kajiwara N., Saito H., Nagaoka I., Ogawa H., Okumura K.: Antimicrobialpeptides human β-defensins and cathelicidin LL-37 inducethe secretion of a pruritogenic cytokine IL-31 by human mast cells.J. Immunol., 2010; 184: 3526-3534
  Google Scholar
• 70. Niyonsaba F., Ushio H., Nagaoka I., Okumura K., Ogawa H.: Thehuman β-defensins (-1, – 2, – 3, – 4) and cathelicidin LL-37 induceIL-18 secretion through p38 and ERK MAPK activation in primaryhuman keratinocytes. J. Immunol., 2005; 175: 1776-1784
  Google Scholar
• 71. Niyonsaba F., Ushio H., Nakano N., Ng W., Sayama K., HashimotoK., Nagaoka I., Okumura K., Ogawa H.: Antimicrobial peptides humanβ-defensins stimulate epidermal keratinocyte migration, proliferationand production of proinflammatory cytokines and chemokines.J. Invest. Dermatol., 2007; 127: 594-604
  Google Scholar
• 72. Okumura S., Yuki K., Kobayashi R., Okamura S., Ohmori K., SaitoH., Ra C., Okayama Y.: Hyperexpression of NOD2 in intestinal mastcells of Crohn›s disease patients: preferential expression of inflammatorycell-recruiting molecules via NOD2 in mast cells. Clin. Immunol.,2009; 130: 175-185
  Google Scholar
• 73. Olynych T.J., Jakeman D.L., Marshall J.S.: Fungal zymosan inducesleukotriene production by human mast cells through a dectin-1-dependentmechanism. J. Allergy Clin. Immunol., 2006; 118: 837-843
  Google Scholar
• 74. Petrov V., Funderburg N., Weinberg A., Sieg S.: Human β defensin-3induces chemokines from monocytes and macrophages:diminished activity in cells from HIV-infected persons. Immunology,2013; 140: 413-420
  Google Scholar
• 75. Pérez-Cañadillas J.M., Zaballos A., Gutiérrez J., Varona R., RoncalF., Albar J.P., Márquez G., Bruix M.: NMR solution structure ofmurine CCL20/MIP-3α, a chemokine that specifically chemoattractsimmature dendritic cells and lymphocytes through its highly specificinteraction with the β-chemokine receptor CCR6. J. Biol. Chem.,2001; 276: 28372-28379
  Google Scholar
• 76. Pistolic J., Cosseau C., Li Y., Yu J.J., Filewod N.C., Gellatly S.,Rehaume L.M., Bowdish D.M., Hancock R.E.: Host defence peptideLL-37 induces IL-6 expression in human bronchial epithelial cellsby activation of the NF-кB signaling pathway. J. Innate. Immun.,2009; 1: 254-267
  Google Scholar
• 77. Quinn K.L., Henriques M., Tabuchi A., Han B., Yang H., ChengW.E., Tole S., Yu H., Luo A., Charbonney E., Tullis E., Lazarus A., RobinsonL.A., Ni H., Peterson B.R. i wsp.: Human neutrophil peptidesmediate endothelial-monocyte interaction, foam cell formation,and platelet activation. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol., 2011; 31:2070-2079
  Google Scholar
• 78. Ribbing C., Engblom C., Lappalainen J., Lindstedt K., KovanenP.T., Karlsson M.A., Lundeberg L., Johansson C., Nilsson G., LunderiusAnderssonC., Scheynius A.: Mast cells generated from patients withatopic eczema have enhanced levels of granule mediators and animpaired Dectin-1 expression. Allergy, 2011; 66: 110-119
  Google Scholar
• 79. Rodríguez-García M., Climent N., Oliva H., Casanova V., Franco R., Leon A., Gatell J.M., García F., Gallart T.: Increased α-defensins1-3 production by dendritic cells in HIV-infected individuals is associatedwith slower disease progression. PLoS One, 2010; 5: e9436
  Google Scholar
• 80. Rosenfeld Y., Papo N., Shai Y.: Endotoxin (lipopolysaccharide)neutralization by innate immunity host-defense peptides. Peptideproperties and plausible modes of action. J. Biol. Chem., 2006; 281:1636-1643
  Google Scholar
• 81. Röhrl J., Yang D., Oppenheim J.J., Hehlgans T.: Human β-defensin 2 and 3 and their mouse orthologs induce chemotaxis through interactionwith CCR2. J. Immunol., 2010; 184: 6688-6694
  Google Scholar
• 82. Sandig H., Bulfone-Paus S.: TLR signaling in mast cells: commonand unique features. Front. Immunol., 2012; 3: 185
  Google Scholar
• 83. Schiemann F., Brandt E., Gross R., Lindner B., Mittelstädt J.,Sommerhoff C.P., Schulmistrat J., Petersen F.: The cathelicidin LL- 37 activates human mast cells and is degraded by mast cell tryptase:counter-regulation by CXCL4. J. Immunol., 2009; 183: 2223-2231
  Google Scholar
• 84. Sharma S., Verma I., Khuller G.K.: Biochemical interaction of humanneutrophil peptide-1 with Mycobacterium tuberculosis H37Ra.Arch. Microbiol., 1999; 171: 338-342
  Google Scholar
• 85. Shaykhiev R., Beisswenger C., Kändler K., Senske J. Püchner A.,Damm T., Behr J., Bals R.: Human endogenous antibiotic LL-37 stimulatesairway epithelial cell proliferation and wound closure. Am. J.Physiol. Lung Cell Mol. Physiol., 2005; 289: L842-L884
  Google Scholar
• 86. Shaykhiev R., Sierigk J., Herr C., Krasteva G., Kummer W., Bals R.:The antimicrobial peptide cathelicidin enhances activation of lungepithelial cells by LPS. FASEB J., 2010; 24: 4756-4766
  Google Scholar
• 87. Smithrithee R., Niyonsaba F., Kiatsurayanon C., Ushio H., IkedaS., Okumura K., Ogawa H.: Human β-defensin-3 increases the expressionof interleukin-37 through CCR6 in human keratinocytes.J. Dermatol. Sci., 2015; 77: 46-53
  Google Scholar
• 88. Soehnlein O., Kai-Larsen Y., Frithiof R., Sorensen O.E., Kenne E.,Scharffetter-Kochanek K., Eriksson E.E., Herwald H., Agerberth B.,Lindbom L.: Neutrophil primary granule proteins HBP and HNP1-3boost bacterial phagocytosis by human and murine macrophages.J. Clin. Invest., 2008; 118: 3491-3502
  Google Scholar
• 89. Soruri A., Grigat J., Forssmann U., Riggert J., Zwirner J.:β-defensins chemoattract macrophages and mast cells but not lymphocytesand dendritic cells: CCR6 is not involved. Eur. J. Immunol.,2007; 37: 2474-2486
  Google Scholar
• 90. Subramanian H., Gupta K., Guo Q., Price R., Ali H.: Mas-relatedgene X2 (MrgX2) is a novel G protein-coupled receptor for the antimicrobialpeptide LL-37 in human mast cells: resistance to receptorphosphorylation, desensitization, and internalization. J. Biol. Chem.,2011; 286: 44739-44749
  Google Scholar
• 91. Subramanian H., Gupta K., Lee D., Bayir A.K., Ahn H., Ali H.:β-defensins activate human mast cells via Mas-related gene X2. J.Immunol., 2013; 191: 345-352
  Google Scholar
• 92. Sun J., Dahlén B., Agerberth B., Haeggström J.Z.: The antimicrobialpeptide LL-37 induces synthesis and release of cysteinylleukotrienes from human eosinophils-implications for asthma. Allergy,2013; 68: 304-311
  Google Scholar
• 93. Takeuchi O., Akira S.: Innate immunity to virus infection. Immunol.Rev., 2009; 227: 75-86
  Google Scholar
• 94. Tani K., Murphy W.J., Chertov O., Salcedo R., Koh C.Y., UtsunomiyaI., Funakoshi S., Asai O., Herrmann S.H., Wang J.M., Kwak L.W., OppenheimJ.J.: Defensins act as potent adjuvants that promote cellularand humoral immune responses in mice to a lymphoma idiotype andcarrier antigens. Int. Immunol., 2000; 12: 691-700
  Google Scholar
• 95. Tjabringa G.S., Aarbiou J., Ninaber D.K., Drijfhout J.W., SørensenO.E., Borregaard N., Rabe K.F., Hiemstra P.S.: The antimicrobial peptideLL-37 activates innate immunity at the airway epithelial surfaceby transactivation of the epidermal growth factor receptor. J. Immunol.,2003; 171: 6690-6696
  Google Scholar
• 96. Tjabringa G.S., Ninaber D.K., Drijfhout J.W., Rabe K.F., HiemstraP.S.: Human cathelicidin LL-37 is a chemoattractant for eosinophilsand neutrophils that acts via formyl-peptide receptors. Int. Arch.Allergy Immunol., 2006; 140: 103-112
  Google Scholar
• 97. Tokumaru S., Sayama K., Shirakata Y., Komatsuzawa H., OuharaK., Hanakawa Y., Yahata Y., Dai X., Tohyama M., Nagai H., Yang L.,Higashiyama S., Yoshimura A., Sugai M., Hashimoto K.: Induction ofkeratinocyte migration via transactivation of the epidermal growthfactor receptor by the antimicrobial peptide LL-37. J. Immunol.,2005; 175: 4662-4668
  Google Scholar
• 98. Tomasinsig L., Pizzirani C., Skerlavaj B., Pellegatti P., GulinelliS., Tossi A., Di Virgilio F., Zanetti M.: The human cathelicidin LL-37modulates the activities of the P2X7 receptor in a structure-dependentmanner. J. Biol. Chem., 2008; 283: 30471-30481
  Google Scholar
• 99. Tripathi S., Verma A., Kim E.J., White M.R., Hartshorn K.L.: LL- 37 modulates human neutrophil responses to influenza A virus. J.Leukoc. Biol., 2014; 96: 931-938
  Google Scholar
• 100. Tsai M., Grimbaldeston M., Galli S.J.: Mast cells and immunoregulation/immunomodulation.Adv. Exp. Med. Biol., 2011; 716: 186-211
  Google Scholar
• 101. van den Berg R.H., Faber-Krol M.C., van Wetering S., HiemstraP.S., Daha M.R.: Inhibition of activation of the classical pathwayof complement by human neutrophil defensins. Blood, 1998; 92:3898-3903
  Google Scholar
• 102. Van Wetering S., Mannesse-Lazeroms S.P., Van SterkenburgM.A., Daha M.R., Dijkman J.H., Hiemstra P.S.: Effect of defensins oninterleukin-8 synthesis in airway epithelial cells. Am. J. Physiol.,1997; 272: L888-L896
  Google Scholar
• 103. Vandamme D., Landuyt B., Luyten W., Schoofs L.: A comprehensivesummary of LL-37, the factotum human cathelicidin peptide.Cell Immunol., 2012; 280: 22-35
  Google Scholar
• 104. Verbanac D., Zanetti M., Romeo D.: Chemotactic and proteaseinhibitingactivities of antibiotic peptide precursors. FEBS Lett.,1993; 317: 255-258
  Google Scholar
• 105. Von Köckritz-Blickwede M., Goldmann O., Thulin P., HeinemannK., Norrby-Teglund A., Rohde M., Medina E.: Phagocytosis-independentantimicrobial activity of mast cells by means of extracellulartrap formation. Blood, 2008; 111: 3070-3080
  Google Scholar
• 106. Wan M., Soehnlein O., Tang X., van der Does A.M., Smedler E.Uhlén P., Lindbom L., Agerberth B., Haeggström J.Z.: CathelicidinLL-37 induces time-resolved release of LTB4 and TXA2 by humanmacrophages and triggers eicosanoid generation in vivo. FASEB J.,2014; 28: 3456-3467
  Google Scholar
• 107. Wantha S., Alard J.E., Megens R.T., van der Does A.M., DöringY., Drechsler M., Pham C.T., Wang M.W., Wang J.M., Gallo R.L., vonHundelshausen P., Lindbom L., Hackeng T., Weber C., Soehnlein O.:Neutrophil-derived cathelicidin promotes adhesion of classicalmonocytes. Circ. Res., 2013; 112: 792-801
  Google Scholar
• 108. Wilson S.S., Wiens M.E., Smith J.G.: Antiviral mechanisms ofhuman defensins. J. Mol. Biol., 2013; 425: 4965-4980
  Google Scholar
• 109. Witczak P., Brzezińska-Błaszczyk E.: Komórki tuczne w infekcjachwirusowych. Postępy Hig. Med. Dośw., 2012; 66: 231-241
  Google Scholar
• 110. Witkowska D., Bartyś A., Gamian A.: Defensyny i katelicydynyjako naturalne antybiotyki peptydowe. Postępy Hig. Med. Dośw.,2008; 62: 694-707
  Google Scholar
• 111. Wu L., Feng B.S., He S.H., Zheng P.Y., Croitoru K., Yang P.C.:Bacterial peptidoglycan breaks down intestinal tolerance via mastcell activation: the role of TLR2 and NOD2. Immunol. Cell Biol., 2007;85: 538-545
  Google Scholar
• 112. Yang D., Chen Q., Chertov O., Oppenheim J.J.: Human neutrophildefensins selectively chemoattract naive T and immature dendriticcells. J. Leukoc. Biol., 2000; 68: 9-14
  Google Scholar
• 113. Yang D., Chertov O., Bykovskaia S.N., Chen Q., Buffo M.J., ShoganJ., Anderson M., Schröder J.M., Wang J.M., Howard O.M., OppenheimJ.J.: β-defensins: linking innate and adaptive immunity through dendriticand T cell CCR6. Science, 286: 525-528
  Google Scholar
• 114. Yang Z., Marshall J.S.: Zymosan treatment of mouse mast cellsenhances dectin-1 expression and induces dectin-1-dependent reactiveoxygen species (ROS) generation. Immunobiology, 2009; 214:321-330
  Google Scholar
• 115. Yoshioka M., Fukuishi N., Kubo Y., Yamanobe H., Ohsaki K.,Kawasoe Y., Murata M., Ishizumi A., Nishii Y., Matsui N., Akagi M.:Human cathelicidin CAP18/LL-37 changes mast cell function towardinnate immunity. Biol. Pharm. Bull., 2008; 31: 212-216
  Google Scholar
• 116. Yu J., Mookherjee N., Wee K., Bowdish D.M., Pistolic J., Li Y.,Rehaume L., Hancock R.E.: Host defense peptide LL-37, in synergywith inflammatory mediator IL-1β, augments immune responsesby multiple pathways. J. Immunol., 2007; 179: 7684-7691
  Google Scholar
• 117. Zabucchi G., Trevisan E., Vita F., Soranzo M.R., Borelli V.: NOD1and NOD2 interact with the phagosome cargo in mast cells: a detailedmorphological evidence. Inflammation, 2015; 38: 1113-1125
  Google Scholar
• 118. Zhang Z., Cherryholmes G., Chang F., Rose D.M., SchraufstatterI., Shively J.E.: Evidence that cathelicidin peptide LL-37 may act asa functional ligand for CXCR2 on human neutrophils. Eur. J. Immunol.,2009; 39: 3181-3194
  Google Scholar
• 119. Zhang Z., Cherryholmes G., Shively J.E.: Neutrophil secondarynecrosis is induced by LL-37 derived from cathelicidin. J. Leukoc.Biol., 2008; 84: 780-788
  Google Scholar
• 120. Zheng Y., Niyonsaba F., Ushio H., Nagaoka I., Ikeda S., OkumuraK., Ogawa H.: Cathelicidin LL-37 induces the generation of reactiveoxygen species and release of human α-defensins from neutrophils.Br. J. Dermatol., 2007; 157: 1124-1131
  Google Scholar

Pełna treść artykułu