Abstrakt

Endokannabinoidy należą do grupy estrowych, eterowych oraz amidowych pochodnych kwasów tłuszczowych, będących endogennymi ligandami receptorów CB1, CB2, TRPV1 i GPR55, wchodzącymi w skład endokannabinoidowego systemu organizmów zwierzęcych. Do najlepiej poznanych endokannabinoidów zalicza się: N-arachidonyloetanoloamid, zwany anandamidem (AEA) oraz 2-arachidonyloglicerol (2-AG). Endokannabinoidy występują w obrębie całego organizmu, jednak najwyższe stężenia stwierdza się w strukturach mózgu. W artykule przedstawiono drogi syntezy oraz degradacji zarówno AEA, jak i 2-AG. Endokannabinoidy są syntetyzowane z fosfolipidów (głównie fosfatydyloetanoloaminy, fosfatydylocholiny i fosfatydyloinozytolu) umiejscowionych w błonach komórkowych. W wyniku przeniesienia kwasu arachidonowego z fosfatydylocholiny na fosfatydyloetanoloaminę powstaje N-arachidonylofosfatydyloetanoloamina, która pod wpływem fosfolipazy D, C lub A2 ulega hydrolizie do AEA. Natomiast w wyniku hydrolizy fosfatydyloinozytolu katalizowanej głównie przez DAGL powstaje 2-AG. Endokannabinoidy oddziałują na organizm głównie przez aktywację receptorów kannabinoidowych. Zarówno AEA, jak i 2-AG są agonistami głównie receptora CB1 i w mniejszym stopniu receptorów CB2 i TRPV1, przy czym 2-AG charakteryzuje się większym niż AEA powinowactwem do tych receptorów. Przez ich aktywację endokannabinoidy wpływają na metabolizm komórkowy. Mogą także uczestniczyć w procesach metabolicznych również niezależnie od receptorów. Endokannabinoidy, które nie są związane z receptorami ulegają degradacji. Głównymi enzymami odpowiedzialnymi za hydrolizę AEA i 2-AG są odpowiednio FAAH i MAGL. Oba endokannabinoidy, oprócz degradacji hydrolitycznej, mogą ulegać również utlenieniu z udziałem cyklooksygenazy-2, lipoksygenaz oraz poprzez działanie cytochromu P450. Wykazano również, iż metabolity obu endokannabinoidów pełnią istotną rolę biologiczną.

Tekst

Kannabinoidy to grupa związków występujących naturalnie w roślinach, głównie w konopiach siewnych (Cannabis sativa), jak również w organizmach zwierzęcych oraz związkach syntetycznych o znaczeniu farmakologicznym. Kannabinoidy były stosowane w leczeniu malarii, jaskry, zaparć, nadciśnienia, astmy oskrzelowej, a także bólów reumatycznych i porodowych. Za ich działanie farmakologiczne jest odpowiedzialny głównie Δ9 -tetrahydrokannabinol (Δ9 -THC) [23,45]. Wszystkie związki o budowie charakterystycznej dla kannabinoidów są agonistami receptorów kannabinnoidowych i przez ich aktywacje działają na organizmy zwierząt i ludzi. Biorąc pod uwagę pochodzenie oraz mechanizm działania, kannabinoidy można zakwalifikować do czterech grup:

• Kannabinoidy klasyczne (roślinne) to pochodne głównie tricyklicznych pochodnych benzopirenu o 21 atomach węgla, których głównymi przedstawicielami są psychoatywny Δ9 -tetrahydrokannabinol (Δ9 – THC) i Δ8 -THC oraz niewykazujący właściwości psychoaktywnych kannabidiol (CBD) [15].

• Kannabinoidy syntetyczne dicykliczne, których głównym przedstawicielem jest CP55940. Związek ten jest około 4-25 razy bardziej aktywny psychoaktywnie niż Δ8 -THC [72]. Zawiera dwupierścieniową strukturę odpowiedzialną za działanie analgetyczne. 7-8 węglowy łań- cuch alkilowy przy węglu C3 pierścienia zapewnia mu maksymalne powinowactwo do receptora CB1 oraz aktywność przeciwbólową [43].

• Syntetyczne związki kannabinomimetyczne naśladujące budową i działaniem kannabinoidy należące do aminoalkiloindoli (związki przeciwzapalne i przeciwbólowe), których przedstawicielem jest WIN 55212-2, wykazujący niewielki stopień selektywności do receptora CB2 [85].

• Endogenne kannabinoidy wchodzące w skład endogennego systemu kannabinoidowego organizmów zwierzę- cych (ECS).

Endogenny system kannabinoidowy składa się z endogennych ligandów (endokannabinoidów) oraz swoistych dla nich receptorów (CB1 , CB2 , TRPV1 oraz GPR55), a także z białek regulujących poziom i rozmieszczenie endokannabinoidów w tkankach i komórkach (enzymy kataboliczne i anaboliczne oraz białka wiążące endokannabinoidy i odpowiedzialne za ich transport) [29].

Główne receptory kannabinoidowe – CB1 są umiejscowione przede wszystkim presynaptycznie w błonie komórkowej neuronów ośrodkowego i obwodowego układu nerwowego, a ich aktywacja hamuje uwalnianie wielu neuroprzekaźników, tj. acetylocholiny, noradrenaliny, dopaminy, serotoniny, glutaminianu czy kwasu γ-aminomasłowego i hormonów [82]. Receptory CB2 występują głównie na powierzchni komórek układu odpornościowego, a zwłaszcza limfocytów typu B, makrofagów i monocytów. Ich aktywacja powoduje zahamowanie uwalniania prozapalnych i zwiększenie uwalniania przeciwzapalnych cytokin [82]. Receptory waniloidowe [TRPV1] są umiejscowione głównie w błonie komórkowej czuciowych neuronów aferentnych, takich jak zwój korzenia grzbietowego, zwój trójdzielny oraz włókna nerwowe [56]. Aktywacja receptorów TRPV1 prowadzi do regulacji: przepływu krwi, temperatury ciała oraz odpowiada za uwalnianie insuliny i cytokin [86]. Natomiast receptory GPR55 ulegają aktywacji w komórkach mózgu i wątroby człowieka oraz śledziony, układu krążenia, jelita i łożyska szczura [63]. Jednak ich najwyższą ekspresję obserwuje się w komórkach nowotworów złośliwych [4]. Aktywacja receptorów GPR55 reguluje zarówno liczbę, jak i funkcje osteoklastów oraz prowadzi do wzmożonej proliferacji komórek nowotworowych [63].

Niezależnie od aktywacji receptorów endokannabinoidy mogą oddziaływać na organizm również przez inne mechanizmy. Wykazano, że endokannabinoidy modulują działanie amfipatyczne i/lub hydrofobowe kana- łów jonowych, jak również wpływają na funkcje białek błonowych transportujących jony, m.in. białek szczelinowych (koneksony) oraz transporterów neuroprzekaź- ników [81]. Sugeruje się ponadto, że endokannabinoidy uczestniczą w procesach antyproliferacyjnych i apoptozie [110].

Wykazano, że zaburzenie homeostazy w systemie endokannabinoidowym może powodować progresję wielu stanów patologicznych dotyczących m.in. a) układu krążenia: zawał mięśnia sercowego, miażdżyca, niewydolność mięśnia sercowego; b) ośrodkowego układu nerwowego: choroba Parkinsona, Huntingtona, Alzheimera, stwardnienie zanikowe boczne, stwardnienie rozsiane, schizofrenia, depresja; c) wątroby: zapalenie wątroby, marskość, zwłóknienie, stłuszczenie; d) chorób autoimmunologicznych: reumatoidalne zapalenie stawów; e) nowotworów: skóry, płuc itd.; f) nerek: nefropatia; g) trzustki: stan zapalny h) tkanki tłuszczowej: insulinooporność, otyłość; i) kości: osteoporoza; j) oka: zapalenie błony naczyniowej oka; k) systemu rozrodczego: dysfunkcja reprodukcji, zapalenie błony śluzowej macicy l) dróg oddechowych: astma alergiczna; m) skóry: alergiczne zapalenie skóry [83].

Pod względem strukturalnym endokannabinoidy są estrowymi, eterowymi i amidowymi pochodnymi długołańcuchowych zarówno nasyconych, jak i wielonienasyconych kwasów tłuszczowych, w tym głównie kwasu arachidonowego (ryc.1) [30]. Najlepiej poznanymi endokannabinoidami są N-arachidonyloetanoloamid (AEA) i 2-arachidonyloglicerol (2-AG). Do grupy endokannabinoidów należą także inne związki mogące wiązać się z receptorami kannabinoidowymi: eter arachidonyloglicerolowy (eter noladyny, 2-AGE), ester kwasu arachidonowego z etanoloaminą (wirodamina), N-arachidonylodopamina (NADA) oraz cis-9-oktadekenoamid (oleamid ODA), N-arachidonyloglicyna (NAGLy), a także N-acyloetanoloamidy (NAE), pochodne różnych kwasów tłuszczowych: arachidonowego (N-arachidonyloetanoloamid AEA), palmitynowego (N-palmitoiloetanoloamid PEA), stearynowego (N-steraoiloetanoloamid SEA) i oleinowego (N-oleoiloetanoloamid OEA) [36]. Uważa się, że endokannabinoidy nie są przechowywane w komórkach, lecz wytwarzane głównie „na żądanie” podczas syntezy błonowych prekursorów fosfolipidowych. Istnieją jednak doniesienia, iż AEA może być również przechowywany w adiposomach, strukturach komórek syntetyzujących i magazynujących tłuszcze proste – adipocytów [79].

Anandamid (AEA)

Najlepiej poznanym endokannabinoidem jest N-arachidonyloetanoloamid znany jako anandamid, związek, którego najwyższe stężenie występuje w mózgu i jest syntetyzowany z fosfolipidów (fosfatydyloetanoloaminy, fosfatydylocholiny) zlokalizowanych w wewnętrznej warstwie błony komórkowej (tabela 1, ryc. 2) [20]. Proces syntezy anandamidu rozpoczyna aktywacja N-acylotransferazy (NAT) (enzymu niezależnego od ATP i CoA) wewnątrz błony komórkowej, zachodząca pod wpływem wzrostu wewnątrzkomórkowego stężenia jonów wapnia, czemu towarzyszy przeniesienie kwasu arachidonowego z pozycji Sn-1 fosfatydylocholiny na fosfatydyloetanoloaminę z utworzeniem N-arachidonylofosfatydyloetanoloaminy (NAPE) [65]. NAT jest integralnym białkiem błonowym i jest aktywowana w obojętnym i zasadowym pH przez wiązanie jonów Ca2+. Jej aktywność stymulują także jony Sr2+, Mn2+ i Ba2+ będące analogami jonów Ca2+, a substratami są jedynie fosfolipidy [49]. Największą aktywność NAT obserwuje się w obrębie pnia mózgu, a najmniejszą we wzgórzu i podwzgórzu mózgu szczura [19]. Aktywność NAT obniża się z wiekiem, w związku z czym w mikrosomach mózgu 30-dniowych szczurów aktywność NAT jest 4-krotnie niższa w porównaniu do zwierząt 1-dniowych [75]. Powstająca w wyniku działania NAT na fosfolipidy NAPE występuje w komórkach w niewielkich ilościach i stanowi mniej niż 0,1% ilości fosfolipidów w komórkach ssaków, gdyż ulega hydrolizie do anandamidu pod wpływem działania selektywnej wobec NAPE fosfolipazy D (NAPE-PLD) – fosfodiesterazy należącej do rodziny metalo-β-laktamaz umiejscowionej w wewnętrznej warstwie błony komórkowej [42,80]. Stwierdzono, że enzym ten działa nie tylko na N-arachidonylofosfatydyloetanoloaminę, ale również na acylofosfatydyloetanoloaminy z innymi niż arachidonowa grupami N-acylowymi (NAPE’s) [115]. Chociaż NAPE-PLD pod względem strukturalnym i funkcjonalnym różni się od innych fosfolipaz D, stwierdzono, że NAPE-PLD wystę- pujące w sercu myszy, szczura i człowieka są w około 89% identyczne pod względem składu aminokwasowego [80]. Enzym ten powszechnie występuje w tkankach gryzoni, przy czym aktywność NAPE-PLD w mózgu szczura ulega obniżeniu wraz ze starzeniem się organizmu [74,75,80].

Syntezę anandamidu mogą również katalizować: fosfolipaza C i fosfolipaza A2 oraz α/β-hydrolaza 4 (ABH4) – selektywna hydrolaza dla NAPEs [66,96]. Z udziałem fosfolipazy C zachodzi dwuetapowa synteza AEA. W pierwszym etapie fosfolipaza C katalizuje hydrolizę NAPE do fosfoanandamidu (p-AEA), który pod wpływem fosfataz tyrozynowych PTPN22 ulega defosforylacji [66]. Istnienie p-AEA stwierdzono w komórkach mózgu oraz w makrofagach [66]. Aktywność fosfataz w komórkach mózgu jest znacznie niższa niż w komórkach układu odpornościowego, dlatego inne fosfatazy PTPN22 mogą w znaczący sposób uczestniczyć w syntezie AEA w układzie nerwowym [66]. NAPE może być również hydrolizowana przez fosfolipazę A2 do lizo-NAPE, która pod wpływem lizofosfolipazy D (lizo-PLD) ulega dalej hydrolizie do anandamidu [65]. Największą aktywność fosfolipazy A2 zaobserwowano w komórkach żołądka myszy, a w innych tkankach, takich jak wątroba, nerki i mózg aktywność tego enzymu jest znacznie mniejsza [103]. Ograniczona ekspresja PLA2 powoduje, że hydrolizę może wspomagać dodatkowo α/β-hydrolaza 4 (ABH4). Enzym ten jest zbudowany z 342 aminokwasów i zarówno w organizmie myszy, szczura, jak i człowieka wykazuje dużą homologię na poziomie aminokwasowym (99% identyczności u myszy i szczura, a 96% identyczności u myszy i człowieka). Stwierdzono, że poziom mRNA tego enzymu jest najwyż- szy w mózgu, rdzeniu kręgowym, a mniejszy w wątrobie, nerkach i sercu [96]. Może działać zarówno na NAPE, jak i lizo-NAPE, katalizując powstanie glicerofosfoarachidonyloetanoloamidu (GpAEA), który pod wpływem fosfodiesterazy GDE1 zależnej od jonów metali, takich jak Mn2+, Mg2+, Co2+ ulega hydrolizie do anandamidu [97]. Hydrolizę GpAEA do p-AEA może katalizować również lizofosfolipaza C (lizo-PLC) [66].

W zależności od stężenia AEA we wnętrzu komórki i w przestrzeni pozakomórkowej AEA może ulegać translokacji zarówno do wnętrza komórki, jak i do przestrzeni zewnątrzkomórkowej [54]. W obu przypadkach w procesie uczestniczy błonowy nośnik białkowy (EMT), przy czym do przestrzeni wewnątrzkomórkowej AEA jest również transportowany w wyniku endocytozy [106]. Zidentyfikowano dwie drogi endocytarne: zależną klatrynowo i niezależną (związaną z kowaleiną i raftami lipidowymi) [50]. AEA jest przenoszony do wnętrza komórki w sytuacji, gdy stężenie w cytosolu jest mniejsze niż w przestrzeni pozakomórkowej. Szybkość transportu AEA do wnętrza komórki zwiększa się wraz ze wzrostem stężenia cholesterolu [8]. W transporcie anandamidu może również uczestniczyć NO oraz produkt jego reakcji z anionorodnikiem ponadtlenkowym – nadtlenoazotyn, które biorą udział w aktywacji białek transportujących AEA. Wiązanie zewnątrzkomórkowego AEA z receptorami CB1 oraz CB2 prowadzi do aktywacji wewnątrzkomórkowej syntazy tlenku, powodując wzrost stężenia NO. Proces może hamować S-nitrozylacja tlenku azotu przez GSH. W związku z tym transport anandamidu jest uzależniony od aktywności syntazy tlenku azotu oraz od stężenia glutationu [68]. Po wniknięciu do wnętrza komórki rozpoczyna się wewnątrzkomórkowy transport AEA rozpoczynający się związaniem z wewnątrzkomórkowymi białkami wiążą- cymi (AIBP), takimi jak Hsp70, FABP5 i FABP7, przy czym nadekspresja tych białek przyspiesza wchłaniania AEA [53]. W związku z tym białkom AIBP przypisuje się istotny udział w szybkiej i skutecznej dystrybucji AEA do różnych struktur komórkowych, jak np. adiposomów, gdzie może być on gromadzony i degradowany [79].

W komórce anandamid pełni rolę agonisty receptorów kannabinoidowych, głównie receptora CB1 i w mniejszym stopniu receptorów CB2 i TRPV1. Wykazano, że aktywując receptor CB1 , anandamid działa antyproliferacyjnie, hamując aktywność cyklazy adenylowej i zatrzymanie cyklu komórkowego w fazie G1/S [71], a podwyższając generację reaktywnych form tlenu (RFT) i aktywację kaspazy-3, nasila apoptozę różnych komórek nowotworowych, np. jelita grubego [24]. Aktywacja CB1 powoduje także wzrost stężenia ceramidów i aktywację kaskady kinaz Raf1/ERK [14] oraz kinaz JNK/p38 [89]. Również aktywacja receptora CB2 nasila biosyntezę ceramidów, co wpływa m.in. na ekspresję białka p38 oraz czynnika transkrypcyjnego 4, przyczyniając się także do apoptozy komórek [22]. Aktywując receptor TRPV1, anandamid przyczynia się do nasilenia stresu oksydacyjnego i aktywacji kalpain, co także prowadzi do apoptozy np. komó- rek glejaka [48]. Rozregulowanie funkcjonowania układu endokoannabinoidowego, w tym relacji endokannabinoidy-receptory, może prowadzić do powstania i/lub progresji zmian patologicznych. Nadaktywność systemu endokannabinoidowego z aktywacją receptorów CB1 może być przyczyną m.in. niewydolności mięśnia sercowego, miażdżycy, zmian neurodegeneracyjnych, wstrząsu kardiogennego lub marskości wątroby. Natomiast aktywacja receptorów CB2 odgrywa znaczącą rolę w regulacji odpowiedzi zapalnej komórek OUN, zwłaszcza mikrogleju. Może również wywołać zmiany neurodegeneracyjne [81].

Anandamid niezwiązany z receptorami ulega metabolizmowi przez hydrolizę oraz utlenienie (ryc. 3). Hydrolizę anandamidu do kwasu arachidonowego i etanoloaminy katalizują wewnątrzkomórkowe serynowe hydrolazy amidowe kwasów tłuszczowych [FAAH] zawierające pojedynczą N-końcową domenę transbłonową [26]. Istnieją dwie izoformy hydrolaz amidowych kwasów tłuszczowych – FAAH-1 oraz FAAH-2. Występujący w organizmie człowieka izoenzym FAAH-2 wykazuje jedynie 20% identyczności w sekwencji aminokwasowej z FAAH-1, natomiast u szczurów występuje jedynie FAAH-1 [114]. Największą aktywność FAAH stwierdzono w wątrobie, jelicie cienkim i mózgu szczura [55]. FAAH-1 jest umiejscowiona w retikulum endoplazmatycznym, a FAAH-2 głównie w kroplach lipidowych [53]. FAAH reguluje stężenie wewnątrzkomórkowe anandamidu, dlatego zahamowanie jej aktywności podwyższa stężenie AEA [46]. Chociaż FAAH-2 w mniejszym stopniu uczestniczy w hydrolizie endokannabinoidów niż FAAH-1, jej wysoki poziom ekspresji zaobserwowano w wątrobie, gdzie anandamid ulega w znacznym stopniu metabolizmowi [53]. Udział FAAH-2 wzrasta w metabolizmie endokannabinoidów, gdy inaktywacji ulega FAAH-1 [114]. Do głównych syntetycznych inhibitorów FAAH zalicza się URB597 (N-cykloheksylokarbaminian 3-(3’-karbamoilodifenylu), JP83 (heksylofenylokarbaminian 3-(3’-karbamoilodifenylu) oraz OL135 (7-fenylo-1-[5-(2-pirydylo)-2-(1,3-oksazolo)]heptan-1-on [18]. Inhibitory FAAH powodują podwyższenie stężenia endogennego AEA oraz innych endokannabinoidów i dlatego nadal są prowadzone badania nad ich zastosowaniem w farmakoterapii chorób o podłożu zapalnym i neurodegeneracyjnym [90]. We wczesnych etapach cholestatycznych chorób wątroby stężenie i aktywność FAAH ulega obniżeniu, co sprzyja podwyższeniu stężenia AEA [94].

Oprócz hydrolizy AEA ulegać może w organizmie również innym przemianom metabolicznym. Ponieważ AEA charakteryzuje się podobieństwem strukturalnym do wielonienasyconych kwasów tłuszczowych, dlatego może być utleniany przez lipoksygenazy i cyklooksygenazę-2 (COX-2) oraz ulega metabolizmowi pod wpływem działania cytochromu P450 [88].

AEA jest utleniany przez LOX-12, LOX-15, LOX-5 odpowiednio do 12-HETE-EA, 15-HETE-EA, 11-HETE-EA [60]. Lipoksygenazy 12 i 15 wykazują taką samą regioswoistość w stosunku do kwasu arachidonowego jak i do AEA. Natomiast 5-LOX wykazuje różną regioswoistość w stosunku do obu substratów i katalizuje powstanie odpowiednio 11-HETE-EA z AEA oraz 5-HETE z kwasu arachidonowego [60]. Natomiast COX-2 utlenia AEA do prostaglandyno- -H2 -etanoloamidu (PGH2 -EA), który ulega hydrolizie pod wpływem swoistych syntaz komórkowych PGS do: 1-etanoloamid prostoglandyny E2 (PGE2 -EA), 1-etanoloamid prostoglandyny D2 (PGD2 -EA), 1-etanoloamid prostoglandyny F2 (PGF2 -EA), 1-etanoloamid prostoglandyny I2 (PGI2- -EA) [2]. Powstające prostanoidy działają przez aktywacją jednego lub więcej swoistych receptorów sprzężonych z białkiem G (GPCR), a także poprzez jądrowe receptory aktywowane przez proliferatory peroksysomów (PPAR) [98]. Wykazano, że utlenienie AEA przez COX-2 podwyż- sza stężenie cytotoksycznych PGE2 -EA i PGD2 -EA, w wyniku czego może dochodzić do apoptozy komórek nowotworowych, np. płuc JWF2 [62]. Jednak PGE2 -EA działa także przeciwzapalnie, hamując ekspresje IL-12 i IL-23 w komórkach mikrogleju, a analog PGF2 α-EA – bimatoprost jest stosowany w leczeniu jaskry [25,116]. Wykazano, że aktywacja receptorów CB2 obserwowana w komórkach gwiaździstych w zwłóknieniu wątroby prowadzi do zahamowania wzrostu komórek oraz nasilonej apoptozy komórek przez wzmo- żony stres oksydacyjny [52].

W wyniku hydroksylacji AEA z udziałem cytochromu P450 powstaje etanoloamid kwasu hydroksyeikozatetraenowego (20-HETE-EA), a w wyniku epoksygenacji etanoloamidu kwasu epoksyeikozatrienowego (5,6-EET-EA, 8,9-EET-EA, 11,12-EET-EA, 14,15-EET-EA) [88], przy czym tempo metabolizmu AEA jest najszybsze w wątrobie [73]. Stwierdzono, że izoenzym P450 3A4 w mikrosomach wątroby człowieka katalizuje powstanie 5,6-EET-EA, 8,9-EET-EA, 11,12-EET-EA, 14,15-EET-EA oraz 20-HETE- -EA [99]. Natomiast izoenzym P450 4F2 odpowiada przede wszystkim za metabolizm AEA w mikrosomach nerki i tworzy tylko jeden produkt 20-HETE-EA [88].

2-arachidonyloglicerol

Innym ważnym biologicznie endokannabinoidem jest 2-arachidonyloglicerol (2-AG). Jego biosynteza rozpoczyna się od hydrolizy fosfolipidów błonowych, głównie fosfatydyloinozytolu (PI), katalizowanej przez fosfolipazę C (PLC), w wyniku czego powstaje 1,2-diacyloglicerol (DAG), który ulega dalszej hydrolizie katalizowanej przez lipazę diacyloglicerolową (DAGL) do 2-AG [102] (ryc. 4). Substratami do biosyntezy 2-AG mogą być również inne fosfolipidy, takie jak fosfatydylocholina i fosfatydyloetanoloamina, jednak w komórkach OUN głównym substratem jest fosfatydyloinozytol [92]. Aktywność DAGL jest stymulowana jonami Ca2+, a hamowana przez inhibitory, takie jak: p-hydroksybenzoesan, HgCl2 , RHC-80267 (heksylokarbaminian cykloheksylidenoamino N-6-cykloheksylidenuamino-oksokarbonyloaminy) i O-3841 (ester 1-metoksymetylo-2-fluoro-metylo-fosfinoiloksy etylowy kwasu oktadeka-9-enowego) [51]. Stwierdzono, że biosynteza 2-AG ulega intensyfikacji pod wpływem działania guanozyno-5’-tio-trifosforanu (GTPγS), nawet przy niskim stężeniu jonów Ca2+[58]. W mózgu myszy wykazano występowanie dwóch izoenzymów DAGL-u, DAGL-α i DAGL-β, przy czym syntezę 2-AG katalizuje głównie DAGL-α, która uczestniczy we wstecznej sygnalizacji synaptycznej [1]. Natomiast niedobór DAGL-β w wątrobie zmniejsza o 90% stężenie 2-AG, co wskazuje na istotne znaczenie tej izoformy w biosyntezie 2-AG [109]. W wieku rozwojowym lipazy diacyloglicerolu występują głównie w aksonach, a u dojrzałych osobników w neuronach post- -synaptycznych [11].

Biosyntezę 2-AG może rozpocząć również fosfolipaza A1 (PLA1 ), hydrolizując PI do lizofosfatydyloinozytolu (Lizo-PI), który dalej ulega hydrolizie do 2-AG pod wpływem lizofosfolipazy C (Lizo-PLC) [102]. Lizofosfolipaza C różni się swoistością substratową od innych izoform fosfolipazy C, ponieważ działa tylko na lizofosfatydyloinozytol [107]. 2-AG może powstawać również w wyniku enzymatycznej konwersji kwasu 2-arachidonylolizofosfatydowego zależnej od ATP. Struktura chemiczna 2-arachidonylo-LPA różni się od struktury 2-AG obecnością grupy fosforanowej w 2-arachidonylo-LPA, co sugeruje, że te dwie cząsteczki są metabolicznie ści- śle powiązane ze sobą. Ponieważ prawie 60% kwasu arachidonowego jest przyłączone w pozycji SN2 LPA w wyniku hydrolizy kwasu 2-arachidonylolizo-fosfatydowego katalizowanej przez fosfatazy dochodzi do utworzenia 2-AG [78].

W mózgu, który jest głównym miejscem występowania 2-AG stężenie tego endokannabinoidu jest około 800 razy wyższe niż AEA [17]. Ponadto 2-AG ma większe powinowactwo do receptorów CB1 oraz CB2 niż anandamid [101]. Stwierdzono, że wzrost stężenia 2-AG, powodując aktywację receptorów CB2 wpływa na obniżenie stresu oksydacyjnego oraz działa przeciwzapalnie przez zmniejszenie wytwarzania cytokiny IL-17, co może się przyczynić np. do regeneracji wątroby przez przyspieszenie proliferacji hepatocytów [21,105]. Wykazano również, że 2-AG aktywuje szlaki transdukcji sygnału w układzie hormonalnym i odpornościowym [31,101]. Na poziomie komórkowym 2-AG uczestniczy w aktywacji kanałów potasowych [41], hamuje uwalnianie neuroprzekaźników podwzgórza (GABA, glutaminian) [27,95], aktywuje MAP kinazy (kinazę p42/44, kinazę p38, kinazę c-Jun) [89,101], a także uczestniczy w wytwarzaniu tlenku azotu i PGE2 przez indukcję NOS i COX-2 [111]. Stwierdzono, że 2-AG bierze udział w hamowaniu wzrostu i proliferacji komórek nowotworowych przez aktywację receptorów CB1 [64]. 2-AG wpływa również na metabolizm komórkowy niezależnie od pobudzania receptorów kannabinoidowych przez aktywację białka Notch2 [37]. Ponadto wykazano, że nasilając generację RFT i wzrost stężenia Ca2+, 2-AG hamuje proliferację komórek gwiaździstych wątroby [93].

2-AG, podobnie jak AEA, jeśli nie jest związany z receptorami ulega natychmiast metabolizmowi zarówno w wyniku hydrolizy, jak i utleniania. Podstawowym enzymem odpowiedzialnym za degradację 2AG do gliceryny i kwasu arachidonowego jest lipaza monoacyloglicerolu (MAGL), która jest cytosolową hydrolazą serynową (ryc. 5) [33]. Duże stężenie mRNA tego enzymu stwierdzono w hipokampie, móżdżku, biegunie przedniego wzgórza i w korze mózgu, przy czym są to obszary zawierające również receptory kannabinoidowe CB1 [33]. Do głównych inhibitorów syntetycznych MAGL zalicza się KML29 (kwas 1,1,1,3,3,3-heksafluoropropan-2-yl-4-(di(benzo[d][1,3]diokso-5-yl)(hydro- -ksy)metylopiperydynokarboksylowy) i JZL184 (kwas (4-nitrofenylo-4-[di(1,3-benzo-dioksyl-5-yl)(hydroksy) metylopiperydynokarboksylowy). JZL184 karbonyluje grupy nukleofilowe seryny MAGL, powodując zahamowanie jej aktywności, prowadzi również do częściowego zahamowania aktywności FAAH [67]. Stwierdzono, że KML29 nawet 10-krotne podwyższa stężenie 2-AG, nie powodując przy tym zmiany stężenia AEA w mózgu, co wskazuje, że jest selektywnym inhibitorem MAGL, nie obniżając aktywności FAAH [108]. Wykazano, że np. w komórkach mikrogleju dochodzi do hydrolizy 2-AG,nawet w przypadku braku MAGL, co świadczy o istnieniu innych dróg degradacji 2-AG [77]. Zauważono, że za degradację 2-AG do gliceryny i kwasu arachidonowego może również odpowiadać FAAH [40], a także inne enzymy hydrolityczne, takie jak α/β hydrolazy 6 (ABH6) i 12 (ABH12). Stwierdzono, że w mózgu myszy w warunkach fizjologicznych udział ABH6 w degradacji 2-AG wynosi 4%, a ABH12 – 9% [13]. 2-AG może być również metabolizowany do 2-arachidonylo-LPA w wyniku dzia- łania kinaz monoacyloglicerolu, przy czym jest to reakcja odwrotna do szlaku biosyntezy 2-AG [78]. Hydrolizę 2-AG do kwasu arachidonowego i glicerolu katalizuje również nieswoista esteraza serynowa, butyrylocholinoesteraza (BChE), której inhibitorami są: AEBSF (fluorek 4-(2-aminoetylo) benzenosulfonylu) oraz PMSF (fluorek fenylometylosulfonylu) [9].

2-AG ulega również metabolizmowi pod wpływem COX-2 [61] oraz lipoksygenaz [59]. COX-2 utlenia 2-AG do 15-HETE-G i 11-HETE-G oraz do estru glicerylowego prostaglandyny H2 (PGH2 -G), który może ulec hydrolizie do estru glicerylowego prostaglandyny E2 (PGE2–G), I2 (PGI2 -G), estru glicerylowego prostaglandyny F2 (PGF2 -G) i D2 (PGD2 -G) [2], przy czym stwierdzono, że PGE2 -G wpływa na aktywność NF-κB [47], a także powoduje efekty przeciwstawne do jego prekursorów, takie jak wzmocnione przekaźnictwo synaptyczne w komórkach hipokampa glutaminergicznego i indukcję neurotoksyczności [91]. PGE2 -G poprzez receptory CB1 i prostanoidowe mechanizmy receptorowe indukuje kinazy ERK i p38 MAPK, hamując proces neurodegeneracji [117]. Hamowanie syntezy PGD2 -G przez inhibitory lipazy DAGL potwierdza bezpośredni związek syntezy DAG i biosyntezy prostaglandyn glicerolu [61]. Z powyż- szych rozważań wynika, że COX-2 odgrywa główną rolę w różnych szlakach przekaźnictwa sygnałowego z udziałem DAG, zwłaszcza, że największą aktywność COX-2 obserwuje się w mózgu oraz w komórkach układu immunologicznego [61]. W degradacji 2-AG uczestniczą również lipoksygenazy-12 i -15, katalizując powstawanie odpowiednio 15-HETE-G oraz 12-HETE-G, przy czym lipoksygenaza-12 ma taką sama regioswoistość zarówno w stosunku do AA, jak i do 2-AG, ale o 40% efektywniej katalizuje degradację 2-AG [59]. 2AG ulega również epoksygenacji przez cytochrom P450, w wyniku któ- rej powstają glicerydy kwasu epoksyeikozatrienowego (GEET), odpowiedzialne za rozszerzanie naczyń krwionośnych [6].

Niezależnie od udziału endokannabinoidów w metabolizmie komórkowym zarówno AEA, jak i 2-AG, aktywując receptory kannabinoidowe mogą wywoływać śmierć komórki. Indukcja śmierci komórek jest związana ze zmianami morfologicznymi, takimi jak kondensacja chromatyny i fragmentacja DNA oraz zmianami metabolicznymi wynikającymi ze wzrostu aktywności kaspazy 3/7, które są osłabiane przez selektywnych antagonistów receptora CB1 [35]. Śmierć komórki może być również indukowana aktywacją receptorów CB2 i TRPV1 [35,44].

W związku z wielokierunkowym działaniem biologicznym składników endogennego systemu kannabinoidowego (ECS), poszukuje się agonistów/antagonistów receptorów kannabinoidowych o potencjalnym zastosowaniu w farmakoterapii celowanej nakierowanej na ECS. Chociaż kannabinoidy pochodzenia roślinnego od dawna są wykorzystywane w medycynie, coraz częściej pojawiają się próby farmakoterapii z wykorzystaniem związków syntetycznych będących ligandami receptorów kannabinoidowych lub modulatorami enzymów uczestniczących w metabolizmie endokannabinoidów. Uważa się, że związki oddziałujące na ECS mogą brać udział w farmakoterapii, m.in.: chorób metabolicznych, OUN, układu krążenia i oddechowego oraz w leczeniu uzależnień [82,83]. Przykładem leku będącego antagonistą receptora CB1 jest Rimonabant. Natomiast do leków będących agonistami receptorów kannabinoidowych należą: Nabilon – syntetyczny analog THC zapobiegający nudnościom i wymiotom oraz Sativex – zawierający Δ-9-THC i kannabidiol łagodzący stany spastyczne w stwardnieniu rozsianym oraz bóle neuropatyczne w chorobach nowotworowych [16]. W ostatnich latach pojawiają się również doniesienia na temat potencjalnych leków regulujących pośrednio poziom endokannabinoidów. Jednym z przykładów jest URB597, znany również jako preparat KDS-4103, którego działanie przeciwdepresyjne i przeciwbólowe wykorzystano w badaniach klinicznych przez firmę farmaceutyczną Kadmus. Natomiast inne inhibitory FAAH (PMSF, AM374, AM381, O-1887, OL-135, URB-532, URB-602) oraz MAGL (RB602, NAM, OMDM169, JZL184, KML29) są badane na modelach zwierzęcych [12]. Jednak ciągłym problemem jest diametralne zróżnicowanie odpowiedzi organizmu w zależność od dawki, co powoduje, że stosowane preparaty mogą zarówno działać terapeutycznie, jak również powodować progresje wielu stanów chorobowych. Przykładem jest Rimonabant, selektywny antagonista receptora CB1, od 2006 r. stosowany jako lek w leczeniu otyłości oraz uzależnień, wycofany w 2008 r. z powodu częstych działań niepożądanych ze strony układu pokarmowego, oddechowego oraz OUN. Ze względu na potencjalne korzyści dla organizmu, uwzględniając możliwe działania niepożądane, nadal trwają poszukiwania nowych związków, dla których punktami uchwytu są składniki ECS.

Przypisy

• 1. Aaltonen N., Riera Ribas C., Lehtonen M., Savinainen J.R., LaitinenJ.T.: Brain regional cannabinoid CB1 receptor signalling and alternativeenzymatic pathways for 2-arachidonoylglycerol generation inbrain sections of diacylglycerol lipase deficient mice. Eur. J. Pharm.Sci., 2014; 51: 87-95
  Google Scholar
• 2. Alhouayek M., Muccioli G.G.: COX-2-derived endocannabinoidmetabolites as novel inflammatory mediators. Trends Pharmacol.Sci., 2014; 35: 284-292
  Google Scholar
• 3. Amoako A.A., Marczylo T.H., Lam P.M., Willets J.M., Derry A., ElsonJ., Konje J.C.: Quantitative analysis of anandamide and relatedacylethanolamides in human seminal plasma by ultra performanceliquid chromatography tandem mass spectrometry. J. Chromatogr. BAnalyt. Technol. Biomed. Life Sci., 2010; 878: 3231-3237
  Google Scholar
• 4. Andradas C., Caffarel M.M., Pérez-Gómez E., Salazar M., LorenteM., Velasco G., Guzmán M., Sánchez C.: The orphan G protein-coupledPiśmiennictworeceptor GPR55 promotes cancer cell proliferation via ERK. Oncogene,2011; 30: 245-252
  Google Scholar
• 5. Annuzzi G., Piscitelli F., Di Marino L., Patti L., Giacco R., CostabileG., Bozzetto L., Riccardi G., Verde R., Petrosino S., Rivellese A.A., DiMarzo V.: Differential alterations of the concentrations of endocannabinoidsand related lipids in the subcutaneous adipose tissue ofobese diabetic patients. Lipids Health Dis., 2010; 9: 43
  Google Scholar
• 6. Awumey E.M., Hill S.K., Diz D.I., Bukoski R.D.: Cytochrome P-450metabolites of 2-arachidonoylglycerol play a role in Ca2+-inducedrelaxation of rat mesenteric arteries. Am. J. Physiol. Heart Circ.Physiol., 2008; 294: 2363-2370
  Google Scholar
• 7. Balvers M.G., Verhoeckx K.C., Witkamp R.F.: Development andvalidation of a quantitative method for the determination of 12endocannabinoids and related compounds in human plasma usingliquid chromatography-tandem mass spectrometry. J. Chromatogr. B Analyt. Technol. Biomed. Life Sci., 2009; 877: 1583-1590
  Google Scholar
• 8. Bari M., Battista N., Fezza F., Finazzi-Agro A., Maccarrone M.: Lipidrafts control signaling of type-1 cannabinoid receptors in neuronalcells. Implications for anandamide-induced apoptosis. J. Biol. Chem.,2005; 280: 12212-12220
  Google Scholar
• 9. Barricklow J., Blatnik M.: 2-Arachidonoylglycerol is a substratefor butyrylcholinesterase: A potential mechanism for extracellularendocannabinoid regulation. Arch. Biochem. Biophys., 2013; 536: 1-5
  Google Scholar
• 10. Bisogno T., Berrendero F., Ambrosino G., Cebeira M., RamosJ.A., Fernandez – Ruiz J.J., Di Marzo V.: Brain regional distribution ofendocannabinoids: implications for their biosynthesis and biologicalfunction. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1999; 256: 377-380
  Google Scholar
• 11. Bisogno T., Howell F., Williams G., Minassi A., Cascio M.G., LigrestiA., Matias I., Schiano-Moriello A., Paul P., Williams E.J., GangadharanU., Hobbs C., Di Marzo V., Doherty P.: Cloning of the first sn1-DAGlipases points to the spatial and temporal regulation of endocannabinoidsignaling in the brain. J. Cell. Biol., 2003; 163: 463-468
  Google Scholar
• 12. Blankman J.L., Cravatt B.F.: Chemical probes of endocannabinoidmetabolism. Pharmacol. Rev., 2013; 65: 849-871
  Google Scholar
• 13. Blankman J.L., Simon G.M., Cravatt B.F.: A comprehensive profileof brain enzymes that hydrolyze the endocannabinoid 2-arachidonoylglycerol.Chem. Biol., 2007; 14: 1347-1356
  Google Scholar
• 14. Blázquez C., Galve-Roperh I., Guzmán M.: De novo-synthesizedceramide signals apoptosis in astrocytes via extracellular signalregulatedkinase. FASEB J., 2000; 14: 2315-2322
  Google Scholar
• 15. Booz G.W.: Cannabidiol as an emergent therapeutic strategyfor lessening the impact of inflammation on oxidative stress. FreeRadic. Biol. Med., 2011; 51: 1054-1061
  Google Scholar
• 16. Bostwick J.M.: Blurred boundaries: the therapeutics and politicsof medical marijuana. Mayo Clin. Proc., 2012; 87: 172-186
  Google Scholar
• 17. Bradshaw H.B., Rimmerman N., Krey J.F., Walker J.M.: Sex andhormonal cycle differences in rat brain levels of pain-related cannabimimeticlipid mediators. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp.Physiol., 2006; 291: R349-R358
  Google Scholar
• 18. Butini S., Brindisi M., Gemma S., Minetti P., Cabri W., Gallo G.,Vincenti S., Talamonti E., Borsini F., Caprioli A., Stasi M.A., Di SerioS., Ros S., Borrelli G., Maramai S. i wsp.: Discovery of potent inhibitorsof human and mouse fatty acid amide hydrolases. J. Med. Chem.,2012; 55: 6898-6915
  Google Scholar
• 19. Cadas H., di Tomaso E., Piomelli D.: Occurrence and biosynthesisof endogenous cannabinoid precursor, N-arachidonoyl phosphatidylethanolamine,in rat brain. J. Neurosci., 1997; 17: 1226-1242
  Google Scholar
• 20. Cadas H., Gaillet S., Beltramo M., Venance L., Piomelli D.: Biosynthesisof an endogenous cannabinoid precursor in neurons andits control by calcium and cAMP. J. Neurosci., 1996; 16: 3934-3942
  Google Scholar
• 21. Cao Z., Mulvihill M.M., Mukhopadhyay P., Xu H., Erdélyi K., HaoE., Holovac E., Haskó G., Cravatt B.F., Nomura D.K., Pacher P.: Monoacylglycerollipase controls endocannabinoid and eicosanoid signalingand hepatic injury in mice. Gastroenterology, 2013; 144: 808-817
  Google Scholar
• 22. Carracedo A., Gironella M., Lorente M., Garcia S., Guzmán M.,Velasco G., Iovanna J.L.: Cannabinoids induce apoptosis of pancreatictumor cells via endoplasmic reticulum stress-related genes. CancerRes., 2006; 66: 6748-6755
  Google Scholar
• 23. Cheng L.J., Xie J.H., Chen Y., Wang L.X., Zhou Q.L.: Enantioselectivetotal synthesis of (-)-Δ8-THC and (-)-Δ9-THC via catalyticasymmetric hydrogenation and S(N)Ar cyclization. Org. Lett., 2013;15: 764-767
  Google Scholar
• 24. Cianchi F., Papucci L., Schiavone N., Lulli M., Magnelli L., VinciM.C., Messerini L., Manera C., Ronconi E., Romagnani P., Donnini M.,Perigli G., Trallori G., Tanganelli E., Capaccioli S., Masini E.: Cannabinoidreceptor activation induces apoptosis through tumor necrosisfactor α-mediated ceramide de novo synthesis in colon cancer cells.Clin. Cancer Res., 2008; 14: 7691-7700
  Google Scholar
• 25. Correa F., Docagne F., Mestre L., Clemente D., Hernangómez M.,Loría F., Guaza C.: A role for CB2 receptors in anandamide signallingpathways involved in the regulation of IL-12 and IL-23 in microglialcells. Biochem. Pharmacol., 2009; 77: 86-100
  Google Scholar
• 26. Deutsch D.G., Chin S.A.: Enzymatic synthesis and degradationof anandamide, a cannabinoid receptor agonist. Biochem. Pharmacol.,1993; 46: 791-796
  Google Scholar
• 27. Di S., Malcher-Lopes R., Marcheselli V.L., Bazan N.G., TaskerJ.G.: Rapid glucocorticoid-mediated endocannabinoid release andopposing regulation of glutamate and g-aminobutyric acid inputsto hypothalamic magnocellular neurons. Endocrinology, 2005; 146:4292-4301
  Google Scholar
• 28. Di Marzo V., Breivogel C.S., Tao Q., Bridgen D.T., Razdan R.K., ZimmerA.M., Zimmer A., Martin B.R.: Levels, metabolism, and pharmacologicalactivity of anandamide in CB1 cannabinoid receptor knockoutmice: evidence for non-CB1, non-CB2 receptor-mediated actionsof anandamide in mouse brain. J. Neurochem., 2000; 75: 2434-2444
  Google Scholar
• 29. Di Marzo V., Ligresti A., Cristino L.: The endocannabinoid systemas a link between homoeostatic and hedonic pathways involved inenergy balance regulation. Int. J. Obes., 2009; 33: S18-S24
  Google Scholar
• 30. Di Marzo V., Melck D., Bisogno T., De Petrocellis L.: Endocannabinoids:endogenous cannabinoid receptor ligands with neuromodulatoryaction. Trends Neurosci., 1998; 21: 521-528
  Google Scholar
• 31. Di Marzo V., Piscitelli F., Mechoulam R.: Cannabinoids and endocannabinoidsin metabolic disorders with focus on diabetes. Handb.Exp. Pharmacol., 2011; 203: 75-104
  Google Scholar
• 32. Di Marzo V., Verrijken A., Hakkarainen A., Petrosino S., MertensI., Lundbom N., Piscitelli F., Westerbacka J., Soro-Paavonen A., MatiasI., Van Gaal L., Taskinen M.R.: Role of insulin as a negative regulatorof plasma endocannabinoid levels in obese and nonobese subjects.Eur. J. Endocrinol., 2009; 161: 715-722
  Google Scholar
• 33. Dinh T.P., Carpenter D., Leslie F.M., Freund T.F., Katona I., SensiS.L., Kathuria S., Piomelli D.: Brain monoglyceride lipase participatingin endocannabinoid inactivation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,2002; 99: 10819-10824
  Google Scholar
• 34. Felder C.C., Nielsen A., Briley E.M., Palkovits M., Priller J., AxelrodJ., Nguyen D.N., Richardson J.M., Riggin R.M., Koppel G.A., PaulS.M., Becker G.W.: Isolation and measurement of the endogenouscannabinoid receptor agonist, anandamide, in brain and peripheraltissues of human and rat. FEBS Lett., 1996; 393: 231-235
  Google Scholar
• 35. Fonseca B.M., Correia-da-Silva G., Teixeira N.A.: Anandamideinducedcell death: dual effects in primary rat decidual cell cultures.Placenta, 2009: 30: 686-692
  Google Scholar
• 36. Fonseca B.M., Costa M.A., Almada M., Correia-da-Silva G., TeixeiraN.A.: Endogenous cannabinoids revisited: a biochemistry perspective.Prostaglandins Other Lipid Mediat., 2013; 102: 13-30
  Google Scholar
• 37. Frampton G., Coufal M., Li H., Ramirez J., DeMorrow S.: Opposingactions of endocannabinoids on cholangiocarcinoma growthis via the differential activation of Notch signaling. Exp. Cell Res.,2010; 316: 1465-1478
  Google Scholar
• 38. Giuffrida A., Leweke F.M., Gerth C.W., Schreiber D., Koethe D.,Faulhaber J., Klosterkötter J., Piomelli D.: Cerebrospinal anandamidelevels are elevated in acute schizophrenia and are inversely correlatedwith psychotic symptoms. Neuropsychopharmacology, 2004;29: 2108-2114
  Google Scholar
• 39. Giuffrida A., Piomelli D.: Isotope dilution GC/MS determinationof anandamide and other fatty acylethanolamides in rat bloodplasma. FEBS Lett., 1998; 422: 373-376
  Google Scholar
• 40. Goparaju S.K., Ueda N., Yamaguchi H., Yamamoto S.: Anandamideamidohydrolase reacting with 2-arachidonoylglycerol, anothercannabinoid receptor ligand. FEBS Lett., 1998; 422: 69-73[41] Guo J., Ikeda S.R.: Endocannabinoids modulate N-type calciumchannels and G-protein-coupled inwardly rectifying potassiumchannels via CB1 cannabinoid receptors heterologously expressedin mammalian neurons. Mol. Pharmacol., 2004; 65: 665-674 42 Hansen H.S., Moesgaard B., Hansen H.H., Schousboe A., PetersenG.: Formation of N-acyl-phosphatidylethanolamine and N-acylethanolamine(including anandamide) during glutamate-inducedneurotoxicity. Lipids, 1999; 34: S327-S330 43 Herkenham M., Lynn A.B., Little M.D., Johnson M.R., Melvin L.S.,de Costa B.R., Rice K.C.: Cannabinoid receptor localization in brain.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990; 87: 1932-1936 44 Herrera B., Carracedo A., Diez-Zaera M., del Pulgar T.G., GuzmánM., Velasco G.: The CB2 cannabinoid receptor signals apoptosis viaceramide-dependent activation of the mitochondrial intrinsic pathway.Exp. Cell Res., 2006; 312: 2121-2131 45 Hiley C.R., Ford W.R.: Cannabinoid pharmacology in the cardiovascularsystem: potential protective mechanisms through lipidsignalling. Biol. Rev. Camb. Philos. Soc., 2004; 79: 187-205 46 Ho W.S., Randall M.D.: Endothelium-dependent metabolism byendocannabinoid hydrolases and cyclooxygenases limits vasorelaxationto anandamide and 2-arachidonoylglycerol. Br. J. Pharmacol.,2007; 150: 641-651 47 Hu S.S., Bradshaw H.B., Chen J.S., Tan B., Walker J.M.: ProstaglandinE2 glycerol ester, an endogenous COX-2 metabolite of 2-arachidonoylglycerol,induces hyperalgesia and modulates NFκB activity.Br. J. Pharmacol., 2008; 153: 1538-1549 48 Jacobsson S.O., Wallin T., Fowler C.J.: Inhibition of rat C6 gliomacell proliferation by endogenous and synthetic cannabinoids. Relativeinvolvement of cannabinoid and vanilloid receptors. J. Pharmacol.Exp. Ther., 2001; 299: 951-959 49 Jin X.H., Okamoto Y., Morishita J., Tsuboi K., Tonai T., Ueda N.:Discovery and characterization of a Ca2+-independent phosphatidylethanolamineN-acyltransferase generating the anandamide precursorand its congeners. J. Biol. Chem., 2007; 282: 3614-3623 50 Johannes L., Lamaze C.: Clathrin-dependent or not: is it still thequestion? Traffic, 2002; 3: 443-451 51 Johnston M., Bhatt S.R., Sikka S., Mercier R.W., West J.M., MakriyannisA., Gatley S.J., Duclos R.I. Jr.: Assay and inhibition of diacylglycerollipase activity. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2012; 22: 4585-4592 52 Julien B., Grenard P., Teixeira-Clerc F., Van Nhieu J.T., Li L., KarsakM., Zimmer A., Mallat A., Lotersztajn S.: Antifibrogenic role ofthe cannabinoid receptor CB2 in the liver. Gastroenterology, 2005;128: 742-755 53 Kaczocha M., Glaser S.T., Chae J., Brown D.A., Deutsch D.G.: Lipiddroplets are novel sites of N-acylethanolamine inactivation by fattyacid amide hydrolase-2. J. Biol. Chem., 2010; 285: 2796-2806 54 Kaczocha M., Hermann A., Glaser S.T., Bojesen I.N., DeutschD.G.: Anandamide uptake is consistent with rate-limited diffusionand is regulated by the degree of its hydrolysis by fatty acid amidehydrolase. J. Biol. Chem., 2006; 281: 9066-9075 55 Katayama K., Ueda N., Kurahashi Y., Suzuki H., Yamamoto S.,Kato I.: Distribution of anandamide amidohydrolase in rat tissueswith special reference to small intestine. Biochim. Biophys. Acta,1997; 1347: 212-218 56 Kim Y.H., Back S.K., Davies A.J., Jeong H., Jo H.J., Chung G., NaH.S., Bae Y.C., Kim S.J., Kim J.S., Jung S.J., Oh S.B..: TRPV1 in GABAergicinterneurons mediates neuropathic mechanical allodyniaand disinhibition of the nociceptive circuitry in the spinal cord.Neuron, 2012; 74: 640-647 57 Koga D., Santa T., Fukushima T., Homma H., Imai K.: Liquidchromatographic-atmospheric pressure chemical ionization massspectrometric determination of anandamide and its analogs in ratbrain and peripheral tissues. J. Chromatogr. B Biomed. Sci. Appl., 1997; 690: 7-13 58 Kondo S., Kondo H., Nakane S., Kodaka T., Tokumura A., WakuK., Sugiura T.: 2-arachidonoylglycerol, an endogenous cannabinoidreceptor agonist: identification as one of the major species of monoacylglycerolsin various rat tissues, and evidence for its generationthrough Ca2+-dependent and –independent mechanisms. FEBS Lett.,1998; 429:152-156 59 Kozak K.R., Crews B.C., Morrow J.D., Wang L.H., Ma Y.H., WeinanderR., Jakobsson P.J., Marnett L.J.: Metabolism of the endocannabinoids,2-arachidonylglycerol and anandamide, into prostaglandin,thromboxane, and prostacyclin glycerol esters and ethanolamides.J. Biol. Chem., 2002; 277: 44877-44885 60 Kozak K.R., Marnett L.J.: Oxidative metabolism of endocannabinoids.Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids, 2002; 66: 211-220 61 Kozak K.R., Rowlinson S.W., Marnett L.J.: Oxygenation of the endocannabinoid,2-arachidonylglycerol, to glyceryl prostaglandins bycyclooxygenase-2. J. Biol. Chem., 2000; 275: 33744-33749 62 Kuc C., Jenkins A., Van Dross R.T.: Arachidonoyl ethanolamide(AEA)-induced apoptosis is mediated by J-series prostaglandins andis enhanced by fatty acid amide hydrolase (FAAH) blockade. Mol.Carcinog., 2012; 51: 139-149 63 Li K., Fichna J., Schicho R., Saur D., Bashashati M., Mackie K., LiY., Zimmer A., Göke B., Sharkey K.A., Storr M.: A role for O-1602 andG protein-coupled receptor GPR55 in the control of colonic motilityin mice. Neuropharmacology, 2013; 71: 255-263 64 Liao Y.S., Wu J., Wang P., Zhang H.: Anandamide inhibits thegrowth of colorectal cancer cells through CB1 and lipid rafts. ZhonghuaZhong Liu Za Zhi, 2011; 33: 256-259 65 Liu J., Wang L., Harvey-White J., Huang B.X., Kim H.Y., Luquet S.,Palmiter R.D., Krystal G., Rai R., Mahadevan A., Razdan R.K., KunosG.: Multiple pathways involved in the biosynthesis of anandamide.Neuropharmacology, 2008; 54: 1-7 66 Liu J., Wang L., Harvey-White J., Osei-Hyiaman D., Razdan R.,Gong Q., Chan A.C., Zhou Z., Huang B.X., Kim H.Y., Kunos G.: A biosyntheticpathway for anandamide. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006;103: 13345-13350 67 Long J.Z., Nomura D.K., Cravatt B.F.: Characterization of monoacylglycerollipase inhibition reveals differences in central and peripheralendocannabinoid metabolism. Chem. Biol., 2009; 16: 744-753 68 Maccarrone M., Lorenzon T., Bari M., Melino G., Finazzi-AgroA.: Anandamide induces apoptosis in human cells via vanilloid receptors.Evidence for a protective role of cannabinoid receptors. J.Biol. Chem., 2000; 275: 31938-31945 69 Matias I., Gonthier M.P., Orlando P., Martiadis V., De PetrocellisL., Cervino C., Petrosino S., Hoareau L., Festy F., Pasquali R., RocheR., Maj M., Pagotto U., Monteleone P., Di Marzo V.: Regulation, function,and dysregulation of endocannabinoids in models of adiposeand β-pancreatic cells and in obesity and hyperglycemia. J. Clin.Endocrinol. Metab., 2006; 91: 3171-3180 70 Matsuda K., Mikami Y., Takeda K., Fukuyama S., Egawa S., SunamuraM., Maruyama I., Matsuno S.: The cannabinoid 1 receptorantagonist, AM251, prolongs the survival of rats with severe acutepancreatitis. Tohoku J. Exp. Med., 2005; 207: 99-107 71 Melck D., Rueda D., Galve-Roperh I., De Petrocellis L., GuzmánM., Di Marzo V.: Involvement of the cAMP/protein kinase A pathwayand of mitogen-activated protein kinase in the anti-proliferativeeffects of anandamide in human breast cancer cells. FEBS Lett.,1999; 463: 235-240 72 Melvin L.S., Milne G.M., Johnson M.R., Subramaniam B., WilkenG.H., Howlett A.C.: Structure-activity relationships for cannabinoidreceptor-binding and analgesic activity: studies of bicyclic cannabinoidanalogs. Mol. Pharmacol., 1993; 44: 1008-1015
  Google Scholar
• 73. Meyer R.P., Gehlhaus M., Knoth R., Volk B.: Expression and function of cytochrome p450 in brain drug metabolism. Curr. Drug.Metab., 2007; 8: 297-306
  Google Scholar
• 74. Moesgaard B., Hansen H.H., Hansen S.L., Hansen S.H., PetersenG., Hansen H.S.: Brain levels of N-acylethanolamine phospholipidsin mice during pentylenetetrazol-induced seizure. Lipids, 2003; 38:387-390
  Google Scholar
• 75. Moesgaard B., Petersen G., Jaroszewski J.W., Hansen H.S.: Agedependent accumulation of N-acyl-ethanolamine phospholipids inischemic rat brain. A 31P NMR and enzyme activity study. J. Lipid.Res., 2000; 41: 985-990
  Google Scholar
• 76. Monteleone P., Matias I., Martiadis V., De Petrocellis L., Maj M.,Di Marzo V.: Blood levels of the endocannabinoid anandamide areincreased in anorexia nervosa and in binge-eating disorder, but notin bulimia nervosa. Neuropsychopharmacology, 2005; 30: 1216-1221
  Google Scholar
• 77. Muccioli G.G., Xu C., Odah E., Cudaback E., Cisneros J.A., LambertD.M., López Rodríguez M.L., Bajjalieh S., Stella N.: Identification ofa novel endocannabinoid-hydrolyzing enzyme expressed by microglialcells. J. Neurosci., 2007; 27: 2883-2889
  Google Scholar
• 78. Nakane S., Oka S., Arai S., Waku K., Ishima Y., Tokumura A., SugiuraT.: 2-Arachidonoyl-sn-glycero-3-phosphate, an arachidonic acidcontaining lysophosphatidic acid: occurrence and rapid enzymaticconversion to 2-arachidonoyl-sn-glycerol, a cannabinoid receptorligand, in rat brain. Arch. Biochem. Biophys., 2002; 402: 51-58
  Google Scholar
• 79. Oddi S., Fezza F., Pasquariello N., De Simone C., Rapino C., DaineseE., Finazzi-Agrò A., Maccarrone M.: Evidence for the intracellularaccumulation of anandamide in adiposomes. Cell. Mol. LifeSci., 2008; 65: 840-850
  Google Scholar
• 80. Okamoto Y., Morishita J., Tsuboi K., Tonai T., Ueda N.: Molecularcharacterization of a phospholipase D generating anandamide andits congeners. J. Biol. Chem. 2004; 279: 5298-5305
  Google Scholar
• 81. Oz M.: Receptor-independent actions of cannabinoids on cellmembranes: Focus on endocannabinoids. Pharmacol. Ther., 2006;111: 114-144
  Google Scholar
• 82. Pacher P., Bátkai S., Kunos G.: The endocannabinoid system asan emerging target of pharmacotherapy. Pharmacol. Rev., 2006;58: 389-462
  Google Scholar
• 83. Pacher P., Mechoulam R.: Is lipid signaling through cannabinoid 2 receptors part of a protective system? Prog. Lipid Res., 2011;50: 193-211
  Google Scholar
• 84. Pisani A., Fezza F., Galati S., Battista N., Napolitano S., FinazziAgroA., Bernardi G., Brusa L., Pierantozzi M., Stanzione P., MaccarroneM.: High endogenous cannabinoid levels in the cerebrospinalfluid of untreated Parkinson’s disease patients. Ann. Neurol., 2005;57: 777-779
  Google Scholar
• 85. Pollastro F., Taglialatela-Scafati O., Allarà M., Muñoz E., Di MarzoV., De Petrocellis L., Appendino G.: Bioactive prenylogous cannabinoidfrom fiber hemp (Cannabis sativa). J. Nat. Prod., 2011; 74:2019-2022
  Google Scholar
• 86. Premkumar L.S., Abooj M.: TRP channels and analgesia. LifeSci., 2013; 92: 415-424
  Google Scholar
• 87. Richardson D., Ortori C.A., Chapman V., Kendall D.A., BarrettD.A.: Quantitative profiling of endocannabinoids and related compoundsin rat brain using liquid chromatography-tandem electrosprayionization mass spectrometry. Anal. Biochem., 2007; 360: 216-226
  Google Scholar
• 88. Rouzer C.A., Marnett L.J.: Endocannabinoid oxygenation bycyclooxygenases, lipoxygenases, and cytochromes P450: cross-talkbetween the eicosanoid and endocannabinoid signaling pathways.Chem. Rev., 2011; 111: 5899-5921
  Google Scholar
• 89. Rueda D., Galve-Roperh I., Haro A., Guzman M.: The CB1 cannabinoidreceptor is coupled to the activation of c-Jun N-terminalkinase. Mol. Pharmacol., 2000; 58: 814-820
  Google Scholar
• 90. Sałaga M., Sobczak M., Fichna J.: Inhibition of fatty acid amidehydrolase (FAAH) as a novel therapeutic strategy in the treatmentof pain and inflammatory diseases in the gastrointestinal tract. Eur.J. Pharm. Sci., 2014; 52: 173-179
  Google Scholar
• 91. Sang N., Zhang J., Chen C.: COX-2 oxidative metabolite of endocannabinoid2-AG enhances excitatory glutamatergic synaptictransmission and induces neurotoxicity. J. Neurochem., 2007; 102:1966-1977
  Google Scholar
• 92. Savinainen J.R., Järvinen T., Laine K., Laitinen J.T.: Despite substantialdegradation, 2-arachidonoylglycerol is a potent full efficacyagonist mediating CB1 receptor-dependent G-protein activationin rat cerebellar membranes. Br. J. Pharmacol., 2001; 134: 664-672
  Google Scholar
• 93. Siegmund S.V., Qian T., De Minicis S., Harvey-White J., KunosG., Vinod K.Y., Hungund B., Schwabe R.F.: The endocannabinoid2-arachidonoyl glycerol induces death of hepatic stellate cells viamitochondrial reactive oxygen species. FASEB J., 2007; 21: 2798-2806
  Google Scholar
• 94. Siegmund S.V., Seki E., Osawa Y., Uchinami H., Cravatt B.F.,Schwabe R.F.: Fatty acid amide hydrolase determines anandamideinducedcell death in the liver. J. Biol. Chem., 2006; 281: 10431-10438
  Google Scholar
• 95. Sigel E., Baur R., Rácz I., Marazzi J., Smart T.G., Zimmer A.,Gertsch J.: The major central endocannabinoid directly acts at GABAAreceptors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108: 18150-18155
  Google Scholar
• 96. Simon G.M., Cravatt B.F.: Anandamide biosynthesis catalyzedby the phosphodiesterase GDE1 and detection of glycerophosphoN-acylethanolamine precursors in mouse brain. J. Biol. Chem., 2008;283: 9341-9349
  Google Scholar
• 97. Simon G.M., Cravatt B.F.: Endocannabinoid biosynthesis proceedingthrough glycerophospho-N-acyl ethanolamine and a rolefor α/β-hydrolase 4 in this pathway. J. Biol. Chem., 2006; 281: 26465-26472
  Google Scholar
• 98. Smith W.L., Urade Y., Jakobsson P.J.: Enzymes of the cyclooxygenasepathways of prostanoid biosynthesis. Chem. Rev., 2011; 111:5821-5865
  Google Scholar
• 99. Snider N.T., Kornilov A.M., Kent U.M., Hollenberg P.F.: Anandamidemetabolism by human liver and kidney microsomal cytochromep450 enzymes to form hydroxyeicosatetraenoic and epoxyeicosatrienoicacid ethanolamides. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2007;321: 590-597
  Google Scholar
• 100. Steffens M., Feuerstein T.J., Van Velthoven V., Schnierle P.,Knörle R.: Quantitative measurement of depolarization-inducedanandamide release in human and rat neocortex. Naunyn-SchmiedebergsArch. Pharmacol., 2003; 368: 432-436
  Google Scholar
• 101. Sugiura T., Kishimoto S., Oka S., Gokoh M.: Biochemistry, pharmacologyand physiology of 2-arachidonoylglycerol, an endogenouscannabinoid receptor ligand. Prog. Lipid. Res., 2006; 45: 405-446
  Google Scholar
• 102. Sugiura T., Kondo S., Sukagawa A., Nakane S., Shinoda A., ItohK., Yamashita A., Waku K.: 2-Arachidonoylglycerol: a possible endogenouscannabinoid receptor ligand in brain. Biochem. Biophys.Res. Commun., 1995; 215: 89-97
  Google Scholar
• 103. Sun Y.X., Tsuboi K., Okamoto Y., Tonai T., Murakami M., Kudo I.,Ueda N.: Biosynthesis of anandamide and N-palmitoylethanolamineby sequential actions of phospholipase A2 and lysophospholipase D.Biochem. J., 2004; 380: 749-756
  Google Scholar
• 104. Suplita R.L.2nd, Gutierrez T., Fegley D., Piomelli D., HohmannA.G.: Endocannabinoids at the spinal level regulate, but do not mediate,nonopioid stress induced analgesia. Neuropharmacology, 2006;50: 372-379
  Google Scholar
• 105. Teixeira-Clerc F., Belot M.P., Manin S., Deveaux V., CadoudalT., Chobert M.N., Louvet A., Zimmer A., Tordjmann T., Mallat A.,Lotersztajn S.: Beneficial paracrine effects of cannabinoid receptor 2 on liver injury and regeneration. Hepatology, 2010; 52: 1046-1059
  Google Scholar
• 106. Trezza V., Vanderschuren L.J.: Divergent effects of anandamidetransporter inhibitors with different target selectivity on social play behavior in adolescent rats. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2009;328: 343-350
  Google Scholar
• 107. Ueda H., Kobayashi T., Kishimoto M., Tsutsumi T., Okuyama H.:A possible pathway of phosphoinositide metabolism through EDTAinsensitivephospholipase A1 followed by lysophosphoinositide-specificphospholipase C in rat brain. J. Neurochem., 1993; 61: 1874-1881
  Google Scholar
• 108. Ueda N., Tsuboi K.: Discrimination between two endocannabinoids.Chem. Biol., 2012; 19: 545-547
  Google Scholar
• 109. Ueda N., Tsuboi K., Uyama T.: N-acylethanolamine metabolismwith special reference to N-acylethanolamine-hydrolyzing acid amidase(NAAA). Prog. Lipid Res., 2010; 49: 299-315
  Google Scholar
• 110. Van Dross R., Soliman E., Jha S., Johnson T., Mukhopadhyay S.:Receptor-dependent and receptor-independent endocannabinoidsignaling: a therapeutic target for regulation of cancer growth. LifeSci., 2013; 92: 463-466
  Google Scholar
• 111. Vannacci A., Giannini L., Passani M.B., Di Felice A., Pierpaoli S.,Zagli G., Fantappie O., Mazzanti R., Masini E., Mannaioni P.F.: The endocannabinoid2-arachidonylglycerol decreases the immunologicalactivation of guinea pig mast cells: involvement of nitric oxide andeicosanoids. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2004; 311: 256-264
  Google Scholar
• 112. Wagner J.A., Abesser M., Karcher J., Laser M., Kunos G.: Coronaryvasodilator effects of endogenous cannabinoids in vasopressinpreconstrictedunpaced rat isolated hearts. J. Cardiovasc. Pharmacol., 2005; 46: 348-355
  Google Scholar
• 113. Wahn H., Wolf J., Kram F., Frantz S., Wagner J.A.: The endocannabinoidarachidonyl ethanolamide (anandamide) increases pulmonaryarterial pressure via cyclooxygenase-2 products in isolatedrabbit lungs. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 2005; 289: 2491-2496
  Google Scholar
• 114. Wei B.Q., Mikkelsen T.S., McKinney M.K., Lander E.S., CravattB.F.: A second fatty acid amide hydrolase with variable distributionamong placental mammals. J. Biol. Chem., 2006; 281: 36569-36578
  Google Scholar
• 115. Wellner N., Diep T.A., Janfelt C., Hansen H.S.: N-acylation ofphosphatidylethanolamine and its biological functions in mammals.Biochim. Biophys. Acta, 2013; 1831: 652-662
  Google Scholar
• 116. Woodward D.F., Krauss A.H., Wang J.W., Protzman C.E., NievesA.L., Liang Y., Donde Y., Burk R.M., Landsverk K., Struble C.: Identificationof an antagonist that selectively blocks the activity ofprostamides (prostaglandin-ethanolamides) in the feline iris. Br. J.Pharmacol., 2007; 150: 342-352
  Google Scholar
• 117. Yang H., Zhang J., Andreasson K., Chen C.: COX-2 oxidativemetabolism of endocannabinoids augments hippocampal synapticplasticity. Mol. Cell. Neurosci., 2008; 37: 682-695
  Google Scholar

Pełna treść artykułu