Abstrakt

Od odkrycia komórek macierzystych szpiku kostnego (BMMSCs) wielu badaczy skoncentrowało się na poszukiwaniu innych, łatwiej dostępnych źródeł mezenchymalnych komórek macierzystych (MSCs). Odnaleziono i wyizolowano komórki zdolne do samoodnawiania swojej puli, potencjale różnicowania w kierunku różnych linii komórkowych i zdolnościach immunomodulacyjnych z zębów, więzadła ozębnowego i dziąsła. MSCs z jamy ustnej obejmują m.in. komórki macierzyste miazgi zębów (DPSCs), z ludzkich zębów mlecznych (SCHED), komórki macierzyste więzadła ozębnowego (PDLSCs), wierzchołkowej części brodawki zębowej (SCAP), komórki macierzyste woreczka zębowego (DFCs) i dziąsła (GMSCs). Obecnie jesteśmy świadkami olbrzymiej i stale rosnącej liczby badań naukowych prowadzonych na komórkach macierzystych z jamy ustnej. Doświadczenia in vitro, na modelach zwierzęcych in vivo oraz badania przedkliniczne wykazały, że MSCs z jamy ustnej mogą znaleźć zastosowanie w stomatologii i medycynie regeneracyjnej. Jest wiele dowodów naukowych, które potwierdzają zdolności tych komórek do regeneracji rogówki, miazgi zębów, ubytków przyzębnych, defektów tkanki kostnej, chrzęstnej, ścięgien, nerwów, mięśni i komórek śródbłonka, jak również poprawy stanu klinicznego w przypadku schorzeń o tle immunologicznym i immunologiczno- zapalnym. W artykule omówiono najnowsze doniesienia naukowe dotyczące biologii i potencjału MSCs z jamy ustnej oraz możliwości ich zastosowania w terapii komórkowej, inżynierii tkankowej i medycynie regeneracyjnej. Szczegółowo omówiono GMSCs, które są źródłem o największej dostępności i najmniej obciążającej procedurze pobrania, a do tej pory nie zostały dobrze scharakteryzowane.

Charakterystyka i rodzaje mezenchymalnych komórek macierzystych

Somatyczne komórki macierzyste znajdują się w tkankach dorosłych organizmów i charakteryzuje je zdolność do samoodnawiania swojej puli (self-renewal capacity) oraz potencjał różnicowania w komórki określonej tkanki czy narządu [90]. Ich główną rolą jest udział w miejscowych procesach naprawczych i regeneracyjnych. Ukierunkowane tkankowo komórki macierzyste można wyizolować z różnych miejsc: ze szpiku kostnego, z mięśni szkieletowych, z tkanki chrzęstnej, z błony maziowej, z tkanki tłuszczowej, z wątroby i z płuc, z tkanek mięśnia sercowego czy też z mleka ludzkiego, ale występują w tkankach w stosunkowo niewielkiej ilości [55].

Żródłem komórek macierzystych, które wzbudza największe zainteresowanie badaczy jest z całą pewnością szpik kostny, zawierający komórki macierzyste hematopoetyczne (krwiotwórcze) i komórki macierzyste niehematopoetyczne (mezenchymalne komórki macierzyste) [4]. Duża plastyczność mezenchymalnych komórek macierzystych szpiku kostnego (BMSCs – Bone Marrow Stem Cells, BMMSCs – Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells) jest tak imponująca, że przez niektórych autorów są traktowane jako komórki pluripotencjalne, które mogą różnicować się nie tylko w tkankę, z której pochodzą, ale także w komórki i tkanki wywodzące się z innych listków zarodkowych w procesie zwanym transdyferencjacją [9].

Trudności związane z izolacją BMSCs sprawiły, że zaczęto poszukiwać nowych źródeł MSCs o większej dostępności i mniej obciążającym dla pacjenta sposobie pozyskania. International Society for Cell Therapy (ISCT) w 2006 r. przedstawiło trzy warunki, których spełnienie pozwala określić, czy dana komórka może być włączona do puli mezenchymalnych komórek macierzystych (MSCs – mesenchymal stem cells) [20] Pierwszym z nich jest zdolność przylegania do podłoża (plastic adherence), kolejnym występowanie na błonie komórkowej specyficznej kombinacji antygenów powierzchniowych: CD73+ , CD90+ , CD105+ , CD11ß- , CD14- , CD19- , CD34- , CD45- , CD79α- , HLA klasy II – i ostatnim potencjał różnicowania w kierunku co najmniej trzech linii komórkowych in vitro (osteoblastów, adipocytów, chondroblastów). Linie komórkowe MSCs pozwalają na pozyskanie pojedynczych fibroblastycznych komórek o wydłużonym kształcie z centralnie umiejscowionym jądrem komórkowym zdolnych do formowania hodowli – CFU-Fs, a ich potencjał wzrostowy i proliferacyjny określa się za pomocą różnic w czasach podwojenia (PDT – population doubling time) [7]. Specyficzne warunki prowadzenia hodowli komórkowych i wykorzystanie odpowiedniej stymulacji, powodują różnicowanie MSCs w odmienne linie komórkowe, służące do oceny potencjału różnicowania in vitro.

Bogatym rezerwuarem MSCs okazała się jama ustna [21]. Gronthos i wsp. [36] już w 2000 r. pozyskali MSCs z miazgi zębów stałych i nazwali je komórkami macierzystymi miazgi zęba (DPSCs – Dental Pulp Stem Cells). W dalszej kolejności wyizolowano komórki macierzyste z ludzkich zębów mlecznych (SHED – Stem Cells from Human Exfoliated Deciduous Teeth), komórki macierzyste więzadła ozębnowego (PDLSCs – Periodontal Ligament Stem Cells), komórki macierzyste woreczka zębowego (DFCs – Dental Follicle Stem Cells), komórki macierzyste kości wyrostka zębodołowego (ABMSCs – Alveolar Bone Marrow Stem Cells) i komórki macierzyste wierzchołkowej części brodawki zębowej (SCAP – Stem Cells of the Apical Papilla) [63,66,67,78,81]. W ostatnich latach zidentyfikowano nowe źródła komórek macierzystych w obrębie jamy ustnej – dziąsło, w którym odnaleziono GMSCs (GMSCs – Gingival Mesenchymal Stem Cells) oraz okostną, z której wyizolowano PDSCs (PDSCs – Periosteum-derived Stem Cells) [28,65]. MSCs z jamy ustnej można podzielić na „zębowe” (zdolne do tworzenia kompleksów zębinowo- -miazgowych), do których zaliczyć należy: DPSCs, SHED i SCAP, a także na „niezębowe” (nietworzące kompleksów zębinowo-miazgowych): PDLSCs i GMSCs. Jednak dostępność wymienionych komórek także jest ograniczona, SHED, DFCs i SCAP można wyizolować jedynie na pewnych szczeblach rozwoju organizmu, natomiast pozyskanie DPSCs, PDLSCs, ABMSCs i PDSCs wymaga przeprowadzenia inwazyjnych zabiegów chirurgicznych. W przypadku DPSCs jest to związane z ekstrakcją zębów. Być może w przyszłości problem zostanie rozwią- zany dzięki bankom komórkowym, w których komórki macierzyste z zębów mlecznych i stałych wymagających usunięcia, jak również z tkanek otaczających zęby będą mogły być poddane krioprezerwacji [3].

Źródłem o największej dostępności MSCs wydaje się dziąsło. W celu wyizolowania GMSCs należy wykonać jedynie zabieg biopsji dziąsła. Jest to co prawda zabieg inwazyjny, ale o bardzo małym zasięgu i minimalnym, praktycznie nieistotnym ryzyku wystąpienia powikłań. Miejsce dawcze goi się bardzo szybko, bez pozostawienia blizny, co jest wiązane z osłabioną i krótką reakcją zapalną dziąsła, a także z podwyższonego stężenia antyfibrotycznego transformującego czynnika wzrostu β3 (TGF-β3 – transforming growth factor) w stosunku do stężenia profibrotycznego transformującego czynnika wzrostu β1 (TGF-β1) [24].

Komórki macierzyste dziąsła (GMSCs) jako nowy rodzaj MSCs z jamy ustnej

Przez wiele lat uważano, że komórki tworzące dzią- sło, podobnie jak pozostałe struktury w obrębie jamy ustnej, pochodzą wyłącznie z grzebienia nerwowego, o czym świadczy ekspresja charakterystycznych markerów przez fibroblasty dziąsłowe: nestyny, tubuliny-βIII, kwaśnego białka włókienkowego (GFAP – glial fibrillary acid protein) [49,62]. Najnowsze badania naukowe wykazały jednak, że co prawda około 90% MSCs dziąsła ma pochodzenie ektodermalne, ale pozostałe 10% wywodzi się z mezodermy, co świadczy o heterogeniczności tych komórek i może odpowiadać za odmienne właściwości obu subpopulacji [101].

GMSCs wyizolowano przez rozplem fibroblastów dziąsłowych [29] z komórek uwolnionych z dziąsła metodą dezagregacji enzymatycznej [32,48,87,92,109], jak też metodą sortowania magnetycznego (MACS – magnetic activated cell sorting) z wykorzystaniem kuleczek magnetycznych opłaszczonych swoistymi przeciwciałami monoklonalnymi skierowanymi przeciwko antygenowi STRO-1 [23]. Nie wyjaśniono jeszcze, skąd pochodzą GMSCs, ale najbardziej prawdopodobne wydaje się ich umiejscowienie w niszach okołonaczyniowych [13]. MSCs dziąsła wyizolowano także z tkanek w stanie zapalnym [33].

Komórki macierzyste dziąsła charakteryzują się obecno- ścią typowych dla MSCs markerów powierzchniowych: CD29 (integryna 1), CD44 (receptor kwasu hialuronowego), CD73 (ekto-5’-nukleozydaza), CD90 (Thy- 1), CD105 (endoglina), CD 106 (VCAM-1 – vascular cell adhesion molecule-1), CD146 (perivascular cell marker), CD 166 (activated leukocyte cell adhesion molecule), STRO-1 (putative stem cell marker) i niezawierające epitopów: CD14, CD34, CD45, które są charakterystyczne dla hematopoetycznych komórek macierzystych [87,88,92,105,109]. GMSCs wykazują także wysoką ekspresję markerów typowych dla komórek macierzystych: Oct4 (octamer-binding transcription factor), Sox2, Nanog, Nestyna, SSEA-4 (stage-specific embryonic antigen), CD146 (MCAM – melanoma cell adhesion molecule), CD166, CD271 (receptor neurotrofiny P75) i komórek mezenchymalnych: wimentyna [48]. GMSCs zachowują ekspresje cząsteczek CD aż w 85% po pasażu 16, co świadczy o dużej stabilności hodowli tych komó- rek [33].

Kolonie GMSCs w mikroskopie świetlnym składają się z wydłużonych komórek, przypominających fibroblasty i są homogennne już w hodowli pierwotnej, w przeciwieństwie do BMSCs, które uzyskują homogennność po 2-3 pasażach, a w koloniach długoczasowych są niestabilne [88]. GMSCs cechuje także większy potencjał wzrostowy i proliferacyjny – ich PDT wynosi 39,6±3,2 godziny w porównaniu z 80,4±1,2 godziny dla BMSCs [88]. Zastosowanie pochodnych matrycy szkliwnej (EMD – enamel matrix derivatives) zwiększało proliferację GMSCs in vitro [97]. Czas podwojenia GMSCs jest także krótszy niż PDLSCs [105]. Podobnie zdolność do formowania kolonii GMSCs jest większa niż PDLSCs, ponieważ liczba kolonii po 14 dniach inkubacji wynosiła odpowiednio dla obu linii komórkowych 23,5±3,2% i 12,9±0,6% (P<0,001), co można tłumaczyć dużymi zdolnościami regeneracyjnymi komórek dziąsła w porównaniu z komórkami ozębnej [32,105]. Potwierdza to także wyższy odsetek GMSCs w fazach S i G2 interfazy (48,4%) w odniesieniu do PDLSCs (19,46%) [32]. Można też przypuszczać, że komórki macierzyste pochodzące z tkanek rozwijających się, które są we wcześniejszych fazach zróżnicowania komórkowego – SCAP, DFCs – będą wykazywały większą zdolność do formowania kolonii niż GMSCs, chociaż obecnie nie dysponujemy żadnymi dowodami naukowymi [86]. Mimo dużej aktywności proliferacyjnej, kariotyp GMSCs po rozplemie ex vivo pozostaje niezmieniony (2n, n=23), co potwierdza dużą stabilność genetyczną tych komórek [88]. GMSCs nie ulegają także transformacji.

GMSCs, pod wpływem odpowiedniej stymulacji i ściśle określonych warunków prowadzenia hodowli, podobnie jak wszystkie MSCs, mogą różnicować w kierunku tkanki kostnej, tkanki tłuszczowej i tkanki chrzęstnej in vitro [15,23,27,29,32,33,48,65,92,97,105]. Ferré i wsp. [27] wykazali, że część GMSCs po 3 tygodniach hodowli indukującej potencjał chondrogeniczny wykazywała wysoką ekspresję kadheryny 11, która jest silnym markerem synowiocytów. GMSCs mogą różnicować się w kierunku tkanki nerwowej [22,97,101,109] oraz w komórki śródbłonka [109]. GMSCs pochodzące z grzebienia nerwowego są bardziej zdolne do różnicowania w kierunku tkanki chrzęstnej, a w warunkach hodowli promujących potencjał neurogeniczny wykazują wyższą ekspresję markerów charakterystycznych dla tkanki nerwowej: tubuliny-β, nestyny i neurofilamentu M, w porównaniu do GMSCc pochodzących z mezodermy [101]. Potencjał neurogeniczny GMSCs in vitro zwiększała stymulacja ultradźwiękami (LIPU – low intensity pulsed ultrasound) [22]. W warunkach hodowli promujących różnicowanie w kierunku endodermalnych linii komórkowych na szkiełkach pokrytych fibronektyną GMSCs wykazywały ekspresję Sox17, Foxα2, CRCX4 i CD31 [109]. GMSCs hodowane na podłożu kondycjonowanym ETGC- -CM (embryonic tooth germ cell-conditioned medium) cechowały się podwyższoną ekspresją fosfatazy zasadowej (ALP – alkaline phosphatase), osteopontyny (OPN – osteopontin), kostnej sialoproteiny (BSP – bone sialoprotein) i białka matrycy zębiny (DMP-1 – dentin matrix protein), co świadczy o ich potencjale odontogenicznym [32]. Różnicowanie in vitro oraz in vivo komó- rek macierzystych dziąsła i innych MSCs z jamy ustnej przedstawiono w tabeli 1. Natomiast tabela 2 przybliża ekspresję markerów tkankowoswoistych i zmiany zachodzące w morfologii komórek i obrazie kolonii pod wpływem odpowiedniej stymulacji.

Obecnie jest niewiele badań, które porównują potencjał różnicowania GMSCs z potencjałem innych komórek macierzystych. Yang i wsp. [105] wykazali, że potencjał różnicowania PDLSCs jest większy niż GMSCs. Dodanie do hodowli czynnika martwicy nowotworu TNF-α (tumor necrosis factor α) i IL-1β wpływało w sposób znaczący na zmniejszenie potencjału proosteogenicznego i proadipogenicznego PDLSCs. Podobną inhibicję uzyskano w przypadku GMSCs, jednak była ona słabsza niż w przypadku PDLSCs, co świadczy o tym, że potencjał różnicowania GMSCs jest mniej zależny od zmian zapalnych w środowisku tych komórek. Li i wsp. [58] potwierdzili, że potencjał różnicowania GMSCs pochodzących z tkanek objętych procesem zapalnym jest zmniejszony, przy jednocześnie zwiększonej ekspresji metaloproteinazy 1 i metaloproteinazy 2 (MMP – matrix metalloproteinases), IL-1, IL-6, TNF-α i kolagenu typu I w porównaniu z GMSCs pochodzącymi ze zdrowych tkanek. Dodanie do hodowli EMD zwiększało potencjał osteogeniczny GMSCs, na co wskazywała zwiększona ekspresja ALP, osoteokalcyny (OCN – osteocalcin) i ameloblastyny (AMBN – ameloblastin) [97].

Po podskórnej implantacji myszom poddanym immunosupresji GMSCs formowały tkankę łączną włóknistą przypominającą dziąsło [33]. Natomiast, gdy GMSCs były poddane uprzedniej inkubacji w warunkach promujących potencjał osteogeniczny, a następnie implantowane podskórnie myszom na odpowiednim nośniku (materiał kościozastępczy), wytwarzały po 8-10 tygodniach tkankę zmineralizowaną przypominającą kość [88,105]. Zorin i wsp. [114] jako rusztowanie i nośnik dla GMSCs wykorzystali materiał ceramiczny (OCP – octacalcium phosphate ceramic). Jednak w literaturze tematu można znaleźć także doniesienia, które negują wytwarzanie kości przez implantowane GMSCs w warunkach in vivo [109].

Wang i wsp. [92] wykazali, że po implantacji GMSCs na nośniku kolagenowym szczurom, w obrębie sztucznie wypreparowanych ubytków kostnych w żuchwie dochodziło do regeneracji tkanki kostnej po 2 miesiącach od implantacji. Potencjał regeneracyjny PDLSCs był większy niż GMSCs, gdy jako nośnik wykorzystano zmodyfikowane mikrosfery alginianowe (RGD – modified alginate microspheres) [69]. Natomiast Fawzy El-Sayed i wsp. [40] implantowali GMSCs na rusztowaniu kolagenowym lub materiale kościozastęprczym (DBCB) w obrębie ubytków kostnych w przyzębiu i uzyskali pełną regenerację utraconych tkanek, obserwując odtwarzanie kości, cementu i włókien więzadła ozębnowego. W jednym z najnowszych badań Xu i wsp. [100] po dożylnej administracji GMCSs myszom C57BL/6J z wypreparowanymi ubytkami kostnymi w żuchwie zaobserwowali zjawisko „homingu” komórkowego, ponieważ GMSCs zostały nie tylko zidentyfikowane w ubytkach kostnych, ale również promowały regenerację defektów. Nie w pełni zrozumiałe jest pobudzanie angiogenezy przez GMSCs. Hodowle komó- rek dziąsła syntetyzują angiogeniczne czynniki wzrostu: naczyniowo-śródbłonkowy czynnik wzrostu (VEGF – Vascular Endothelial Growth Factor), IL-8, białko chemotaktyczne monocytów 1 (MCP-1 – Monocyte Chemotactic Protein 1) i stymulują wzrost komórek śródbłonka in vitro. Nie można jednak stwierdzić, czy zdolności te są przypisane GMSCs, fibroblastom dziąsłowym, a może nawet innym komórkom składowym dziąsła.

GMSCs uprzednio poddane inkubacji w obecności deksametazonu, a następnie wszczepiane podskórnie myszom SCID formowały nowotwory mieszane (o składowych wywodzących się z dwóch listków zarodkowych: mezodermy i ektodermy), które zawierały tkankę tłuszczową, komórki mięśni poprzecznie prążkowanych, chrząstkę, tkankę kostną, nabłonkową i nerwową. [62]. Badanie potwierdziło, że GMSCs mogą ulegać różnicowaniu do tkanek pochodzących zarówno z mezodermy, jak też z ektodermy.

Reasumując można stwierdzić, że GMSCs stanowią grupę komórek o możliwościach potencjalnego zastosowania w leczeniu regeneracyjnym. Koncepcja wykorzystania GMSCs budzi duże nadzieje dotyczące ich wykorzystania terapeutycznego nie tylko w leczeniu zapaleń przyzębia (regeneracja ubytków kostnych), ale także chorób ogólnoustrojowych (choroby kości i stawów, schorzenia neurologiczne).

Właściwości immunomodulacyjne GMSCs

Wielu badaczy wykazało, że GMSCs, podobnie jak inne mezenchymatyczne komórki macierzyste, mają właściwości immunomodulacyjne i mogą wyciszać odpowiedź immunologiczną układu odpornościowego [18,19,51,59, 60,61,68,74,89,91,103,113,178]. Wyniki tych prac zebrano i przedstawiono w tabeli 3.

Mechanizmy biologiczne determinujące potencjał immunomodulacyjny GMSCs są bardzo złożone. Najogólniej rzecz ujmując, są to wielopłaszczyznowe szlaki syntezy różnorodnych rozpuszczalnych czynników modulujących: 2,3-dioksygenazy indoleaminy (IDO – indoleamine 2,3 – dioxygenase), IL-10, prostaglandyny 2 (PGE2 – prostaglandine 2) i szeroko rozumiane interakcje między GMSCs a komórkami układu immunologicznego: komórkami dendrytycznymi, makrofagami, komórkami tucznymi, limfocytami T CD8(+) i T(H)-17 [84,87,108]. GMSCs w warunkach in vitro sprzyjały polaryzacji fenotypowej makrofagów prozapalnych M1 w kierunku komórek M2 o właściwościach przeciwzapalnych, przez zwiększenie ekspresji receptora mannozy (MR – mannose receptor, CD206) [111]. Komórki M2 charakteryzowały się zmniejszoną syntezą IL-6 i TNF-α i zwiększoną ekspresją IL-10. Sekrecja TNF-α na niskim poziomie była związana z zaburzoną aktywacją czynnika transkrypcyjnego NF-κB p50, a skutkiem wszystkich opisanych procesów była osłabiona infiltracja komórek immunologicznie kompetentnych. Hipoksja nasilała supresorowy wpływ GMSCs na obwodowe komórki jednojądrzaste krwi (PBMCs – peripheral blood mononuclear cells) poprzez ekspresję ligandu Fas (FasL) [47]. W innym badaniu GMSCs inhibowały syntezę cytokin prozapalnych przez komórki tuczne za pomocą sprzężenia zwrotnego TNF-α/PGE2 [84]. GMSCs pochodzące z grzebienia nerwowego prezentowały większą immunosupresyjność, co objawiało się większymi zdolnościami do wywoływania apoptozy aktywnych limfocytów T, w porównaniu z GMSCs pochodzącymi z mezodermy [101].

Po dożylnej aplikacji GMSCs obserwowano supresję ogólnoustrojowych procesów zapalnych: zapalenia stawów, alergii kontaktowej (CHS – contact hypersensitivity) i zapalenia jelita grubego na modelach zwierzęcych dzięki modulowaniu przez GMSCs funkcji komórek immunokompetentnych przez szlak Coxs/PGE2, akumulację limfocytów Treg i wzrost ekspresji IL-10 [10,84,101,109]. Tang i wsp. [87] po dożylnej administracji GMSCs myszom z allotransplantami skóry zaobserwowali wyciszenie odpowiedzi immunologicznej przez upregulację Treg. Podobnie Jiang i wsp. [47] wykazali supresorowy efekt GMSCs na procesy zapalne w obrębie uszkodzonej skóry, zmniejszenie syntezy TNF-α i pobudzenie ekspresji IL-10. Chen i wsp. [10] opisali, że w indukowanym zapaleniu stawów (CIA – collagen induced arthritis) GMSCs in vivo aktywowały limfocyty T regulatorowe (Treg) CD4+CD39+FoP3+ i zmniejszały wytwarzanie cytokin zapalnych: interferonu γ (IFN-γ – interferon-γ) i IL-17A. GMSCs brały również udział w syntezie proteiny TSG-6 (tumor necrosis factor (TNF)-α-stimulated protein 6), która wpływa modulatorowo na kaskadę cytokin prozapalnych i przyspiesza gojenie tkanek [60]. GMSCs podawane w postaci sferoidów 3D zmniejszały objawy zapalenia jamy ustnej indukowanego chemioterapią u myszy [61]. U podłoża tych obserwacji leżały: zwiększona synteza reaktywnych form tlenu, czynnika indukowanego hipoksją (HIF-1 – hypoxia-inducible factor) i HIF-2α oraz mitochondrialnej dysmutazy ponadtlenkowej, co przyczyniało się do zwiększonej oporności komórek na apoptozę indukowaną stresem oksydacyjnym.

Wyniki najnowszych badań wskazują na właściwości przeciwnowotworowe GMSCs [98]. Xia i wsp. [98] wykazali, że GMSCs in vitro migrowały w kierunku komórek nowotworowych raka płaskonabłonkowego kolczystokomórkowego języka (TSCC – tonque squamous cell carcinoma) linii Tca8113 i Cal 27. Po transdukcji TRAIL (TNF-α – related apoptosis-inducing ligand) lentiwirusem (LV) GMSCs indukowały apoptozę komórek nowotworowych. Właściwości te utrzymywały się in vivo u myszy po administracji transdukowanych GMSCs wraz z komórkami TSCC. Badanie wskazuje na potencjalne wykorzystanie komórek macierzystych dziąsła jako nośnika w terapii genowej nowotworów.

Być może właściwości immunomodulacyjne, immunosupresyjne i przeciwzapalne GMSCs pozwolą na ich wykorzystanie w terapii komórkowej chorób o tle immunologicznym i immunologiczno-zapalnym w przyszłości.

Możliwości wykorzystania komórek macierzystych z jamy ustnej w stomatologii oraz w medycynie regeneracyjnej

W stosunku do MSCs, jako narzędzi terapeutycznych, stawiane są bardzo wysokie oczekiwania w postaci nie tylko terapii komórkowej, ale również inżynierii tkankowej i medycyny regeneracyjnej. Wśród niewątpliwych korzyści takiego postępowania należy wymienić pełnowartościową regenerację tkankową bez formowania tkanek bliznowatych, zmniejszoną chorobowość związaną z preparacją okolicy biorczej w odniesieniu do pozyskiwania przeszczepów autogennych, minimalne ryzyko wystąpienia reakcji autoimmunologicznych i transmisji infekcji.

Dowody naukowe wskazują na nieco odmienne wła- ściwości MSCs z jamy ustnej w odniesieniu do BMSCs, a mianowicie na ich silniejsze ukierunkowanie odontogeniczne w porównaniu z potencjałem osteogenicznym oraz zdolności różnicowania w kierunku komórek nerwowych [46,83]. Cech charakterystycznych komórki te mogą nabywać już na etapie odontogenezy, podczas której złożone oddziaływania między komórkami ektodermalnymi i ektomezenchymalnymi prowadzą do tworzenia zębów i kształtowania ukierunkowania tkankowego MSCs [8].

Badania naukowe wykazały, że DPSCs, SHED i SCAP zawieszone na odpowiednim nośniku (np. cząsteczki hydroksyapatytu/fosforanu trójwapniowego – HA/TCP, zębina ludzka) po podskórnej implantacji myszom poddanym immunosupresji wytwarzały zmineralizowaną tkankę przypominającą zębinę i tworzyły kompleksy zębinowo-miazgowe po 6-8 tygodniach od implantacji [5,12,40,56]. SHED nie organizowały jednak funkcjonalnych kompleksów zębinowo-miazgowych [66]. Goller i wsp. [30] potwierdzili, że modyfikacja bloczków zębinowych używanych jako rusztowanie z użyciem kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA – ethylenediamietetraacetic acid) przyczyniała się do poprawy organizacji implantowanych komórek. Większe trudności są zwią- zane z regeneracją miazgi zęba ze względu na jej ograniczone unaczynienie, jednak najnowsze doniesienia naukowe wskazują, że jest to możliwe z użyciem DPSCs i SCAP [41,42,71], jak również kompleksów komórkowych (konstrukty miazgi) uzyskanych przez rozplem SHED in vitro na rusztowaniach z kwasu polimlekowego z dodatkiem białka morfogenetycznego kości 2 (BMP – bone morphogenetic protein) i TGF-ß1 [104]. Uzyskano pełną regenerację miazgi i kompleksu zębinowo-miazgowego w zębach z zakończonym rozwojem korzeni u psów, gdy w miejsce utraconej tkanki implantowane były DPSCs wraz z czynnikiem stymulującym wzrost kolonii granulocytów (G-CSF – granulocyte-colony stimulating factor) [42,71]. DPSCs różnicowały się w funkcjonalne odontoblasty, które cechowała wysoka ekspresja swoistych markerów – enamelizyny i MMP 20.

Niektórzy autorzy udowodnili także, że możliwa jest regeneracja kompletnych korzeni zębów z użyciem MSCs. Sonoyama i wsp. [81] zastosowali w tym celu kompleks SCAP i PDLSCs, natomiast Yang i wsp. [104] DFCs na rusztowaniu TDM (treated dentin matrix). W jednym z najnowszych badań allogenne DPSCs/PDLSCs na nośniku HA/TCP wszczepiane w sztucznie wypreparowane zębodoły u świń umożliwiły prawidłowy rozwój korzeni zębów, które po obciążeniu koronami protetycznymi zachowywały pełną funkcjonalność [96].

Inną możliwością użycia MSCs jest leczenie zapaleń przyzębia, w wyniku których dochodzi do utraty struktur utrzymujących zęby w zębodole: kości wyrostka zębodo- łowego, wiązadła ozębnowego i cementu korzeniowego. Badania naukowe wykazały, że z użyciem PDLSCs na nośniku HA/TCP [78], jak również filmów komórkowych PDLSCs możliwa jest pełna regeneracja tkankowych ubytków periodontologicznych na modelu zwierzę- cym [1,18] i ludzkim [26]. Potencjał regeneracyjny PDLSCs nasilał się po inkubacji tych komórek w środowisku zawierającym witaminę C, co prowadziło do zwiększenia aktywności telomerazy [95]. Han i wsp. [38] udowodnili, że SCAP także mają potencjał cementogeniczny in vitro oraz in vivo. Najnowsze doniesienia wskazują, że wykorzystanie DPSCs oraz DFCs również przyczyniało się do regeneracji kości, więzadła zębodołowego i cementu korzeniowego po implantacji tych komórek w miejsce defektów tkankowych [37,53,100,107].

W procesach naprawczych i regeneracyjnych kości główną rolę odgrywa waskularyzacja, która poprzedza formowanie tkanki zmineralizowanej. Wszystkie MSCs z jamy ustnej pod wpływem odpowiedniej stymulacji in vitro oraz na modelach in vivo różnicują się w kierunku tkanki kostnej [11,23,27,28,29,32,33,36,48,50,53,69,76,79,80,82,86,87,92,97,105,109,112]. d’Aquino i wsp. [14] wykazali, że biokompleksy złożone z DPSCs i nośnika w postaci gąbki kolagenowej umożliwiały regenerację ubytków kostnych w żuchwie w badaniu na ludziach. Potencjał promineralizacyjny komórek macierzystych oraz poindukcyjny poziom ekspresji markerów swoistych dla tkanki kostnej wzrastał pod wpływem stymulacji czynnikiem wzrostu fibroblastów 2 (FGF – fibroblast growth factor) [57]. Jednak gdy potencjał chondrogeniczny in vitro jest cechą wspólną wszystkich MSCs, to regenerację tkanki chrzęstnej na modelach in vivo obserwowano jedynie w przypadku GMSCs i PDLSCs [92,93]. PDLSCs i GMSCs zanurzone w zmodyfikowanych mikrosferach alginianowych przyczyniały się również do regeneracji ścięgien in vivo u myszy i wykazywały ekspresją markerów swoistych dla tej tkanki: Scx, DCn, Tnmd, Bgy [69].

Komórki macierzyste z jamy ustnej, ze względu na swój rodowód, mogą się różnicować do wyspecjalizowanych komórek układu nerwowego, co zostało potwierdzone w badaniach in vitro [15,66,86,99,101]. U zwierząt z dysfunkcjami neurologicznymi, urazami układu nerwowego i zaburzeniami behawioralnymi towarzyszącymi zwyrodnieniowej chorobie ośrodkowego układu nerwowego, którym administrowano DPSCs [16,54,76,85,93,94,102] zauważono znaczącą poprawę stanu zdrowia. Większość badaczy uważa, że jest to przede wszystkim związane z aktywnością sekrecyjną tych komórek, która powoduje zmiany w mikrośrodowisku, jak również ze złożonymi oddziaływaniami międzykomórkowymi [76,64]. Do tej pory nie ma badań oceniających potencjał neurogeniczny in vivo pozostałych MSCs z jamy ustnej.

Omawiana grupa MSCs również tworzy potencjał miogeniczny. Badania naukowe wskazują na zdolność różnicowania SHED w kierunku mięśni gładkich i poprzecznie prążkowanych in vivo [52]. U psów i myszy z dystrofią mięśniową, którym podano SHED zauważono znaczącą poprawę stanu klinicznego [51,106]. DPSCs w hodowli z neonatalnymi kardiomiocytami szczurów po 4 tygodniach ulegały różnicowaniu do komórek przypominających kardiomiocyty [2]. U szczurów po zawale mięśnia sercowego iniekcje DPSCs zmniejszały obszar niedokrwienia przez indukcję angiogenezy najprawdopodobniej dzięki sekrecji parakrynnych czynników proangiogennych i antyapoptycznych [31]. W cytowanym badaniu nie obserwowano różnicowania przeszczepionych komórek w kierunku śródbłonka, mięśni gładkich, czy też kardiomiocytów. Song i wsp. [80] wykazali potencjał miogeniczny PDLSCs in vitro, który był indukowany przez dodatek 5-aza-2’-deoksycytydyny, jednak nie został potwierdzony w badaniach in vivo.

Poza wyżej opisanym potencjałem różnicowania MSCs z jamy ustnej, ciągle są analizowane nowe możliwo- ści ich zastosowania w innych gałęziach medycyny, co stanowi bodziec do dalszego prowadzenia badań w tym zakresie, które przynoszą zaskakujące i niezwykle interesujące wyniki. DPSCs i SHED w warunkach in vitro wykazywały zdolność do różnicowania w kierunku hepatocytów [43,44]. Obecność w środowisku hodowli siarkowodoru przyczyniała się do zwiększania tego potencjału [73]. Govindasamy i wsp. [35] wykazali, że DPSCs w kulturach in vitro mogą ulegać różnicowaniu do agregatów komórkowych przypominających komórki wyspowe trzustki, które wykazywały ekspresję tkankowoswoistych markerów: peptydu C, Pdx-1, Pax4, Pax6, Ngn3, Isl-1. Inni badacze potwierdzili te doniesienia wskazując na podobne właściwości SHED [45]. DPSCs i SHED w odpowiednich warunkach prowadzenia hodowli charakteryzowała ekspresja insuliny, glukagonu, somatostatyny, polipeptydu trzustkowego i α-amylazy 2a. Wyniki najnowszych badań wskazują, że DPSCs szczurów po transfekcji czynnikami transkrypcyjnymi Pdx1 i Neurog 3 ulegały różnicowaniu w kierunku komórek wytwarzających insulinę in vitro [72]. Co więcej, SHED były wykorzystane w celu regeneracji rogówki. Gomes i wsp. [34] po transferze filmów komórkowych SHED na powierzchnię rogówki królików z niedoborem limbicznych komórek macierzystych zaobserwowali zmiany strukturalne i integrację SHED w obrębie otaczających tkanek.

Wyniki przytoczonych badań wskazują na olbrzymią plastyczność MSCs z jamy ustnej, dzięki czemu stanowią uniwersalne źródło komórek, które mogą znaleźć zastosowanie w szeroko rozumianej medycynie regeneracyjnej dotyczącej nie tylko jamy ustnej, ale także tkanek i narządów odległych. Konieczne wydaje się dalsze prowadzenie badań pozwalających na lepsze zrozumienie biologii tych komórek, poszukiwanie optymalnych metod ich izolacji, rozplemu i przechowywania oraz opracowanie bezpiecznych protokołów wykorzystania w klinice.

Podsumowanie

MSCS z jamy ustnej mają bardzo duży potencjał regeneracyjny, który może być wykorzystany nie tylko w stomatologii, ale także w różnych dziedzinach medycyny. W tej grupie komórek GMSCs wydają się zajmować szczególną pozycję, ze względu na praktycznie ich nieograniczoną liczbę i łatwość pozyskania. Komórki macierzyste dziąsła charakteryzuje duża stabilność morfologiczna, ale potencjał ich różnicowania nie jest w pełni poznany. Najbardziej są udokumentowane ich zdolności osteogeniczne oraz immunomodulacyjne. W związku z powyż- szym koncepcja wykorzystania GMSCs w leczeniu zapaleń przyzębia (regeneracja ubytków kostnych), jednostek ogólnoustrojowych (choroby kości i stawów, zaburzenia neurologiczne, schorzenia o tle immunologicznym i immunologiczno-zapalnym) ma przed sobą bardzo interesujące perspektywy.

Przypisy

• 1. Akizuki T., Oda S., Komaki M., Tsuchioka H., Kawakatsu N., KikuchiA., Yamato M., Okano T., Ishikawa I.: Application of periodontalligament cell sheet for periodontal regeneration: a pilot study inbeagle dogs. J. Periodontal. Res., 2005; 40: 245-251
  Google Scholar
• 2. Arminán A., Gandia C., Bartual M., García-Verdugo J.M., LledóE., Mirabet V., Llop M., Barea J., Montero J.A., Sepúlveda P.: Cardiacdifferentiation is driven by NKX2.5 and GATA4 nuclear translocationin tissue-specific mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev., 2009;18: 907-918
  Google Scholar
• 3. Arora V., Arora P., Munshi A.K.: Banking stem cells from humanexfoliated deciduous teeth (SHED): saving for the future. J. Clin. Pediatr.Dent., 2009; 33: 289-294
  Google Scholar
• 4. Arvidson K., Abdallah M., Applegate L.A., Baldini N., Cenni E.,Gomez-Barrena E., Granchi D., Kassem M., Konttinen Y.T., MustafaK., Pioletti D.P., Sillat T., Finne-Wistrand A.: Bone regeneration andstem cells. J. Cell. Mol. Med., 2011; 15: 718-746
  Google Scholar
• 5. Batouli S., Miura M., Brahim J., Tsutsui T.W., Fisher L.W., GronthosS., Robey P.G., Shi S.: Comparison of stem-cell-mediated osteogenesisand dentinogenesis. J. Dent. Res., 2003; 82: 976-981 6 Beltran S.R., Svoboda K.K., Kerns D.G., Sheth A., Prockop D.J.: Anti-inflammatoryprotein tumor necrosis factor-α-stimulated protein
  Google Scholar
• 6. (TSG-6) promotes early gingival wound healing: an in vivo study.J. Periodontol., 2015; 86: 62-71
  Google Scholar
• 7. Bianco P., Robey P.G., Simmons P.J.: Mesenchymal stem cells: revisitinghistory, concepts, and assays. Cell Stem Cell., 2008; 2: 313-319
  Google Scholar
• 8. Bosshardt D.D., Stadlinger B., Terheyden H.: Cell-to-cell communication– periodontal regeneration. Clin. Oral Implants Res.,2015; 26: 229-239
  Google Scholar
• 9. Catacchio I., Berardi S., Reale A., De Luisi A., Racanelli V., VaccaA., Ria R.: Evidence for bone marrow adult stem cell plasticity:properties, molecular mechanisms, negative aspects, and clinicalapplications of hematopoietic and mesenchymal stem cells transdiferentiation.Stem Cells Int., 2013; 2013: 589139
  Google Scholar
• 10. Chen M., Su W., Lin X., Guo Z., Wang J., Zhang Q., Brand D., RyffelB., Huang J., Liu Z., He X., Le A.D., Zheng S.G.: Adoptive transfer of humangingiva-derived mesenchymal stem cells ameliorates colagen–induced arthritis via suppresion Th1 and Th17 and enhancement ofregulatory T cell differeniation. Arthritis Rheum., 2013; 65: 1181-1193
  Google Scholar
• 11. Choi J.K., Hwang H.I., Jang Y.J.: The efficiency of the in vitroosteo/dentinogenic differentiation of human dental pulp cells, periodontalligament cells and gingival fibroblasts. Int. J. Mol. Med.,2015; 35: 161-168
  Google Scholar
• 12. Cordeiro M.M., Dong Z., Kaneko T., Zhang Z., Miyazawa M., ShiS., Smith A.J., Nör J.E.: Dental pulp tissue engineering with stemcells from exfoliated deciduous teeth. J. Endod., 2008; 34: 962-969
  Google Scholar
• 13. Crisan M., Corselli M., Chen C.W., Péault B.: Multilineage stem cellsin the adult: a perivascular legacy? Organogenesis, 2011; 7: 101-104
  Google Scholar
• 14. d’Aquino R., De Rosa A., Lanza V., Tirino V., Laino L., GrazianoA., Desiderio V., Laino G., Papaccio G.: Human mandible bone defectrepair by the grafting of dental pulp stem/progenitor cells and collagensponge biocomplexes. Eur. Cell Mater., 2009; 18: 75-83
  Google Scholar
• 15. d’Aquino R., Tirino V., Desiderio V., Studer M., De Angelis G.C.,Laino L., De Rosa A., Di Nucci D., Martino S., Paino F., SampaolesiM., Papaccio G.: Human neural crest-derived postnatal cells exhibitremarkable embryonic attributes either in vitro or in vivo. Eur. CellMater., 2011; 21: 304-316
  Google Scholar
• 16. de Almeida F.M., Marques S.A., Ramalho B.S., Rodrigues R.F.,Cadilhe D.V., Furtado D., Kerkis I., Pereira L.V., Rehen S.K., MartinezA.M.: Human dental pulp cells: a new source of cell therapy ina mouse model of compressive spinal cord injury. J. Neurotrauma.2011; 28: 1939-1949
  Google Scholar
• 17. Ding G., Liu Y., An Y., Zhang C., Shi S., Wang W., Wang S.: Suppressionof T cell proliferation by root apical papilla stem cells invitro. Cells Tissues Organs, 2010; 191: 357-364
  Google Scholar
• 18. Ding G., Liu Y., Wang W., Wei F., Liu D., Fan Z., An Y., Zhang C.,Wang S.: Allogeneic periodontal ligament stem cell therapy for periodontitisin swine. Stem Cells, 2010; 28: 1829-1838
  Google Scholar
• 19. Ding G., Niu J., Wei F.: Current understanding of orofacial tissuederived mesenchymal stem cells: an immunological perspective.Histol. Histopathol., 2015; 30: 255-265
  Google Scholar
• 20. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I., Slaper-Cortenbach I., MariniF., Krause D., Deans R., Keating A., Prockop D.J., Horowitz E.: Minimalcriteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. TheInternational Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy,2006; 8: 315-317
  Google Scholar
• 21. Eleuterio E., Trubiani O., Sulpizio M., Di Giuseppe F., PierdomenicoL., Marchisio M., Giancola R., Giammaria G., Miscia S., Caputi S., DiIlio C., Angelucci S.: Proteome of human stem cells from periodontalligament and dental pulp. PLoS One, 2013; 8: e71101
  Google Scholar
• 22. El-Bialy T., Alhadlaq A., Wong B., Kucharski C.: Ultrasound effecton neural differentiation of gingival stem/progenitor cells. Ann.Biomed. Eng., 2014; 42: 1406-1412
  Google Scholar
• 23. El-Sayed K.M., Paris S., Graetz C., Kassem N., Mekhemar M.,Ungefroren H., Fändrich F., Dörfer C.: Isolation and characterisationof human gingival margin-derived STRO-1/MACS+ and MACS – cellpopulations. Int. J. Oral Sci., 2015; 7: 80-88
  Google Scholar
• 24. Eslami A., Gallant-Behm C.L., Hart D.A., Wiebe C., HonardoustD., Gardner H., Häkkinen L., Larjava H.S.: Epression of integrin αvβ6and TGF-β in scarless vs. scar-forming wound healing. J. Histochem.Cytochem., 2009; 57: 543-557
  Google Scholar
• 25. Favzy El-Sayed K.M., Paris S., Becker S.T., Neuschl M., De BuhrW., Sälzer S., Wulff A., Elrefai M., Darhous M.S., El-Masry M., WiltfangJ., Dörfer C.E.: Periodontal regeneration employing gingivalmargin-derived stem/progenitor cells: an animal study. J. Clin. Periodontol.;2012; 39: 861-870
  Google Scholar
• 26. Feng F., Akiyama K., Liu Y., Yamaza T., Wang T.M., Chen J.H., WangB.B., Huang G.T., Wang S., Shi S.: Utility of PDL progenitors for in vivotissue regeneration: a report of 3 cases. Oral Dis., 2010; 16: 20-28
  Google Scholar
• 27. Ferré F.C., Larjava H., Loison-Robert L.S., Berbar T., Owen G.R.,Berdal A., Chérifi H., Gogly B., Häkkinen L., Fournier B.P.: Formationof cartilage and synovial tissue by human gingival stem cells. StemCells Dev., 2014; 23: 2895-2907
  Google Scholar
• 28. Ferretti C., Borsari V., Falconi M., Gigante A., Lazzarini R., FiniM., Di Primio R., Mattioli-Belmonte M.: Human periosteum-derivedstem cells for tissue engineering applications: the role of VEGF. Stem.Cell. Rev., 2012; 8: 882-890
  Google Scholar
• 29. Fournier B.P., Ferre F.C., Couty L., Lataillade J.J., Gourven M.,Naveau A., Coulomb B., Lafont A., Gogly B.: Multipotent progrenitorcells in gingival connective tissue. Tissue Eng. Part A, 2010; 16:2891-2899
  Google Scholar
• 30. Galler K.M., D’Souza R.N., Federlin M., Cavender A.C., HartgerinkJ.D., Hecker S., Schmalz G.: Dentin conditioning codeterminescell fate in regenerative endodontics. J. Endod., 2011; 37: 1536-1541
  Google Scholar
• 31. Gandia C., Arminan A., Garcia-Verdugo J.M., Lledó E., Ruiz A.,Miñana M.D., Sanchez-Torrijos J., Payá R., Mirabet V., Carbonell–Uberos F., Llop M., Montero J.A., Sepúlveda P.: Human dental pulpstem cells improve left ventricular function, induce angiogenesis,and reduct infarct size in rats with acute myocardial infarction. StemCells, 2008; 26: 638-645
  Google Scholar
• 32. Gao Y., Zhao G., Li D., Chen X., Pang J., Ke J.: Isolation and multipledifferentiation potential assessment of human gingival mesenchymalstem cells. Int. J. Mol. Sci., 2014; 15: 20982-20996
  Google Scholar
• 33. Ge S., Mrozik K.M., Menicanin D., Gronthos S., Bartold P.M.:Isolation and characterization of mesenchymal stem cell-like cellsfrom healthy and inflamed gingival tissue: potential use for clinicaltherapy. Regen. Med., 2012; 7: 819-832
  Google Scholar
• 34. Gomes J.A., Geraldes Monteiro B., Melo G.B., Smith R.L., CavenaghiPereira da Silva M., Lizier N.F., Kerkis A., Cerruti H., Kerkis I.:Corneal reconstruction with tissue-engineered cell sheets composedof human immature dental pulp stem cells. Invest. Ophthalmol. Vis.Sci., 2010; 51: 1408-1414
  Google Scholar
• 35. Govindasamy V., Ronald V.S., Abdullah A.N., Nathan K.R., AbAziz Z.A., Abdullah M., Musa S., Kasim N.H., Bhonde R.R.: Differentiationof dental pulp stem cells into islet-like aggregates. J. Dent.Res., 2011; 90: 646-652
  Google Scholar
• 36. Gronthos S., Mankani M., Brahim J., Robey P.G., Shi S.: Postnatalhuman dental pulp stem cells (DPSCs) in vitro and in vivo. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 2000; 97: 13625-13630
  Google Scholar
• 37. Guo W., Chen L., Gong K., Ding B., Duan Y., Jin Y.: Heterogeneousdental follicle cells and the regeneration of complex periodontaltissue. Tissue Eng. Part A, 2012; 18: 459-470
  Google Scholar
• 38. Han C., Yang Z., Zhou W., Jin F., Song Y., Wang Y., Huo N., ChenL., Qian H., Hou R., Duan Y., Jin Y.: Periapical follicle stem cell: a promisingcandidate for cementum/periodontal ligament regenerationand bio-root engineering. Stem Cells Dev., 2010; 19: 1405-1414
  Google Scholar
• 39. Hilkens P., Gervois P., Fanton Y., Vanormelingen J., Martens W.,Struys T., Politis C., Lambrichts I., Bronckaers A.: Effect of isolationmethodology on stem cell properties and multilineage differentiationpotential of human dental pulp stem cells. Cell Tissue Res.,2013; 353: 65-78
  Google Scholar
• 40. Huang G.T., Sonoyama W., Liu Y., Liu H., Wang S., Shi S.: Thehidden treasure in apical papilla: the potential role in pulp/dentinregeneration and bioroot engineering. J. Endod., 2008; 34: 645-651
  Google Scholar
• 41. Huang G.T., Yamaza T., Shea L.D., Djouad F., Kuhn N.Z., TuanR.S., Shi S.: Stem/progenitor cell-mediated de novo regeneration ofdental pulp with newly deposited continuous layer of dentin in anin vivo model. Tissue Eng. Part A, 2010; 16: 605-615
  Google Scholar
• 42. Iohara K., Murakami M., Takeuchi N., Osako Y., Ito M., IshizakaR., Utunomiya S., Nakamura H., Matsushita K., Nakashima M.: A novelcombinatorial therapy with pulp stem cells and granulocytecolony-stimulating factor for total pulp regeneration. Stem CellsTransl. Med., 2013; 2: 521-533
  Google Scholar
• 43. Ishkitiev N., Calenic B., Aoyama I., Li H., Yaegaki K., Imai T.: Hydrogensulfide increases hepatic differentiation in tooth-pulp stemcells. J. Breath Res., 2012; 6: 017103
  Google Scholar
• 44. Ishkitiev N., Yaegaki K., Calenic B., Nakahara T., Ishikawa H., MitievV., Haapasalo M.: Deciduous and permanent dental pulp mesenchymalcells acquire hepatic morphologic and functional featuresin vitro. J. Endod., 2010; 36: 469-474
  Google Scholar
• 45. Ishkitiev N., Yaegaki K., Kozhuharova A., Tanaka T., Okada M.,Mitev V., Fukuda M., Imai T.: Pancreatic differentiation of humandental pulp CD117+ stem cells. Regen. Med., 2013; 8: 597-612
  Google Scholar
• 46. Jamal M., Chogle S., Goodis H., Karam S.M.: Dental stem cells andtheir potential role in regenerative medicine. J. Med. Sci., 2011; 4: 53-61
  Google Scholar
• 47. Jiang C.M., Liu J., Zhao J.Y., Xiao L., An S., Gou Y.C., Quan H.X.,Cheng Q., Zhang Y.L., He W., Wang Y.T., Yu W.J., Huang Y.F., Yi Y.T.,Chen Y., Wang J.: Effects of hypoxia on the immunomodulatory propertiesof human gingiva-derived mesenchymal stem cells. J. Dent.Res., 2015; 94: 69-77
  Google Scholar
• 48. Jin S.H., Lee J.E., Yun J.H., Kim I., Ko Y., Park J.B.: Isolation andcharacterization of human mesenchymal stem cells from gingivalconnective tissue. J. Periodontal Res., 2015; 50: 461-467
  Google Scholar
• 49. Kaltschmidt B., Kaltschmidt C., Widera D.: Adult craniofacialstem cells: sources and relation to the neural crest. Stem Cell Rev.2012; 8: 658-671
  Google Scholar
• 50. Kawase T., Okuda K., Kogami H., Nakayama H., Nagata M., SatoT., Wolff L.F., Yoshie H.: Human periosteum-derived cells combinedwith superporous hydroxyapatite blocks used as an osteogenicbone substitute for periodontal regenerative therapy: an animal implantationstudy using nude mice. J. Periodontol., 2010; 81: 420-427
  Google Scholar
• 51. Kerkis I., Ambrosio C.E., Kerkis A., Martins D.S., Zucconi E., FonsecaS.A., Cabral R.M., Maranduba C.M., Gaiad T.P., Morini A.C., VieiraN.M., Brolio M.P., Sant’Anna O.A., Miglino M.A., Zatz M.: Earlytransplantation of human immature dental pulp stem cells frombaby teeth to golden retriever muscular dystrophy (GRMD) dogs:local or systemic. J. Transl. Med., 2008; 6: 35
  Google Scholar
• 52. Kerkis I., Kerkis A., Dozortsev D., Stukart-Parsons G.C., GomesMassironi S.M., Pereira L.V., Caplan A.I., Cerruti H.F.: Isolation andcharacterization of a population of immature dental pulp stem cellsexpressing OCT-4 and other embryonic stem cell markers. Cells TissuesOrgans, 2006; 184: 105-116
  Google Scholar
• 53. Khorsand A., Eslaminejad M.B., Arabsolghar M., Paknejad M.,Ghaedi B., Rokn A.R., Moslemi N., Nazarian H., Jahangir S.: Autologousdental pulp stem cells in regeneration of defect created in canineperiodontal tissue. J. Oral Implantol., 2013; 39: 433-443
  Google Scholar
• 54. Király M., Kádár K., Horváthy D.B., Nardai P., Rácz G.Z., LaczaZ., Varga G., Gerber G.: Integration of neuronally predifferentiatedhuman dental pulp stem cells into rat brain in vivo. Neurochem.Int., 2011; 59: 371-381
  Google Scholar
• 55. Kuçi S., Kuçi Z., Latifi-Pupovci H., Niethammer D., HandgretingerR., Schumm M., Bruchelt G., Bader P., Klingebiel T.: Adult stem cellsas an alternative source of multipotential (pluripotential) cells inregenerative medicine. Curr. Stem Cell Res. Ther., 2009; 4: 107-117
  Google Scholar
• 56. Lee J.H., Lee D.S., Choung H.W., Shon W.J., Seo B.M., Lee E.H.,Cho J.Y., Park J.C.: Odontogenic differentiation of human dental pulpstem cells induced by preameloblast-derived factors. Biomaterials,2011; 32: 9696-9706
  Google Scholar
• 57. Lee T.H., Kim W.T., Ryu C.J., Jang Y.J.: Optimization of treatmentwith recombinant FGF-2 for proliferation and differentiation ofhuman dental stem cells, mesenchymal stem cells, and osteoblasts.Biochem. Cell Biol., 2015; 93: 298-305
  Google Scholar
• 58. Li N., Liu N., Zhou J., Tang L., Ding B., Duan Y., Jin Y.: Inflammatoryenvironment induces gingival tissue-specific mesenchymalstem cells to differentiate towards a pro-fibrotic phenotype. Biol.Cell., 2013; 105: 261-275
  Google Scholar
• 59. Li Z., Jiang C.M., An S., Cheng Q., Huang Y.F., Wang Y.T., Gou Y.C.,Xiao L., Yu W.J., Wang J.: Immunomodulatory properties of dentaltissue-derived mesenchymal stem cells. Oral Dis., 2014; 20: 25-34
  Google Scholar
• 60. Liu D., Xu J., Liu O., Fan Z., Liu Y., Wang F., Ding G., Wei F., ZhangC., Wang S.: Mesenchymal stem cells derived from inflamed periodontalligaments exhibit impaired immunomodulation. J. Clin. Periodontol.,2012; 39: 1174-1182
  Google Scholar
• 61. Liu O., Xu J., Ding G., Liu D., Fan Z., Zhang C., Chen W., Ding Y.,Tang Z., Wang S.: Periodontal ligament stem cells regulate B lymphocytefunction via programmed cell death protein 1. Stem Cells,2013; 31: 1371-1382
  Google Scholar
• 62. Marynka-Kalmani K., Treves S., Yafee M., Rachima H., Gafni Y.,Cohen M.A., Pitaru S.: The lamina propria of adult human oral mucosaharbors a novel stem cell population. Stem Cells, 2010; 28: 984-995
  Google Scholar
• 63. Matsubara T., Suardita K., Ishii M., Sugiyama M., Igarashi A., OdaR., Nishimura M., Saito M., Nakagawa K., Yamanaka K., Miyazaki K.,Shimizu M., Bhawal U.K., Tsuji K., Nakamura K. i wsp.: Alveolar bonemarrow as a cell source for regenerative medicine: differences betweenalveolar and iliac bone marrow stromal cells. J. Bone Miner.Res., 2005; 20: 399-409
  Google Scholar
• 64. Mead B., Logan A., Berry M., Leadbeater W., Scheven B.A.: Intraviterallytransplanted dental pulp stem cells promote neuroprotectionand axon regeneration of retinal ganglion cells after optic nerveinjury. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 2013; 54: 7544-7556
  Google Scholar
• 65. Mitrano T., Grob M.S., Carrión F., Nova-Lamperti E., Luz P.A.,Fierro F.S., Quintero A., Chaparro A., Sanz A.: Culture and characterizationof mesenchymal stem cells from human gingival tissue. J.Periodontol., 2010; 81: 917-925
  Google Scholar
• 66. Miura M., Gronthos S., Zhao M., Lu B., Fisher L.W., Robey P.G., ShiS.: SHED: stem cells from human exfoliated deciduous teeth. Proc.Natl. Acad. Sci. USA, 2003; 100: 5807-5812
  Google Scholar
• 67. Morszczeck C., Götz W., Schierholz J., Zeilhofer F., Kühn U., MöhlC., Sippel C., Hoffmann K.H.: Isolation of precursor cells (PCs) fromhuman dental follicle of wisdom teeth. Matrix Biol., 2005; 24: 155-165
  Google Scholar
• 68. Morszczeck C., Völlner F., Saugspier M., Brandl C., Reichert T.E., DriemelO., Schmalz G.: Comparison of human dental follicle cells (DFCs) andstem cells from human exfoliated deciduous teeth (SHED) after neuraldifferentiation in vitro. Clin. Oral Investig., 2010; 14: 433-440
  Google Scholar
• 69. Moshaverinia A., Chen C., Xu X., Akiyama K., Ansari S., ZadehH.H., Shi S.: Bone regeneration potential of stem cells derived fromperiodontal ligament or gingival tissue sources encapsualated inRGD-modified alginate scaffold. Tisse Eng. Part A, 2014; 20: 611-621
  Google Scholar
• 70. Moshaverinia A., Xu X., Chen C., Akiyama K., Snead M.L., Shi S.:Dental mesenchymal stem cells encapsulated in an alginate hydrogelco-delivery microencapsulation system for cartilage regeneration.Acta Biomater., 2013; 9: 9343-9350
  Google Scholar
• 71. Murakami M., Horibe H., Iohara K., Hayashi Y., Osako Y., TakeiY., Nakata K., Motoyama N., Kurita K., Nakashima M.: The useof granulocyte-colony stimulating factor induced mobilization forisolation of dental pulp stem cells with high regenerative potential.Biomaterials, 2013; 34: 9036-9047
  Google Scholar
• 72. Nozaki T., Ohura K.: Regulation of miRNA during direct reprogrammingof dental pulp cells to insulin-producing cells. Biochem.Biophys. Res. Commun., 2014; 444: 195-198
  Google Scholar
• 73. Okada M., Ishkitiev N., Yaegaki K., Imai T., Tanaka T., Fukuda M.,Ono S., Haapasalo M.: Hydrogen sulfide increases hepatic differentiationof human tooth-pulp stem cells compared wth human bone–marrow stem cells. Int. Endod. J., 2014; 47: 1142-1150
  Google Scholar
• 74. Pierdomenico L., Bonsi L, Calvitti M., Rondelli D., Arpinati M.,Chirumbolo G., Becchetti E., Marchionni C., Alviano F., Fossati V.,Staffolani N., Franchina M., Grossi A., Bagnara G.P.: Multipotentmesenchymal stem cells with immunosuppressive activity can beeasily isolated from dental pulp. Transplantation, 2005; 80: 836-842
  Google Scholar
• 75. Rizk A., Rabie A.B.: Human dental pulp stem cells expressingtransforming growth factor β3 transgene for cartilage-like tissueengineering. Cytotherapy, 2013; 15: 712-725
  Google Scholar
• 76. Sakai K., Yamamoto A., Matsubara K., Nakamura S., Naruse M.,Yamagata M., Sakamoto K., Tauchi R., Wakao N., Imagama S., HibiH., Kadomatsu K., Ishiguro N., Ueda M.: Human dental pulp-derivedstem cells promote locomotor recovery after complete transectionof the rat spinal cord by multiple neuro-regenerative mechanisms.J. Clin. Invest., 2012; 122: 80-90
  Google Scholar
• 77. Samee M., Kasugai S., Kondo H., Ohya K., Shimokawa H., KurodaS.: Bone morphogenetic protein-2 (BMP-2) and vascular endothelialgrowth factor (VEGF) transfection to human periosteal cells enhancesosteoblasts differentiation and bone formation. J. Pharamacol.Sci., 2008; 108: 18-31
  Google Scholar
• 78. Seo B.M., Miura M., Gronthos S., Bartold P.M., Batouli S., BrahimJ., Young M., Robey P.G., Wang C.Y., Shi S.: Investigation of multipotentpostnatal stem cells from human periodontal ligament. Lancet,2004; 364: 149-155
  Google Scholar
• 79. Seo B.M., Sonoyama W., Yamaza T., Coppe C., Kikuiri T., AkiyamaK., Lee J.S., Shi S.: SHED repair critical-size calvarial defects in mice.Oral. Dis., 2008; 14: 428-434
  Google Scholar
• 80. Song M., Kim H., Choi Y., Kim K., Chung C.: Skeletal myogenicdifferentiation of human periodontal ligament stromal cells isolatedfrom orthodontically extracted premolars. Korean J. Orthod.,2012; 42: 249-254
  Google Scholar
• 81. Sonoyama W., Liu Y., Fang D., Yamaza T., Seo B.M., Zhang C.,Liu H., Gronthos S., Wang C.Y., Wang S., Shi S.: Mesenchymal stemcell-mediated functional tooth regeneration in swine. PLoS One,2006; 1: e79
  Google Scholar
• 82. Sonoyama W., Liu Y., Yamaza T., Tuan R.S., Wang S., Shi S., HuangG.T.: Characterization of the apical papilla and its residing stemcells from human immature permanent teeth: a pilot study. J. Endod.,2008; 34: 166-171
  Google Scholar
• 83. Stevens A., Zuliani T., Olejnik C., LeRoy H., Obriot H., Kerr-ConteJ., Formstecher P., Bailliez Y., Polakowska R.R.: Human dental pulpstem cells differentiate into neural crest – derived melanocytes andhave label-retaining and sphere-forming abiliteis. Stem Cells Dev.,2008; 17: 1175-1184
  Google Scholar
• 84. Su W.R., Zhang Q.Z., Shi S.H., Nguyen A.L., Le A.D.: Human gingiva-derivedmesenchymal stromal cells attanuate contact hypersensitivityvia prostaglandin E2-dependent mechanisms. Stem Cells,2011; 29: 1849-1860
  Google Scholar
• 85. Taghipour Z., Karbalaie K., Kiani A., Niapour A., Bahramian H.,Nasr-Esfahani M.H., Baharvand H.: Transplantation of undifferentiatedand induced human exfoliated deciduous teeth-derived stemcells promote functional recovery of rat spinal cord contusion injurymodel. Stem Cells Dev., 2012; 21: 1794-1802
  Google Scholar
• 86. Tamaki Y., Nakahara T., Ishikawa H., Sato S.: In vitro analysis ofmesenchymal stem cells derived from human teeth and bone marrow.Odontology, 2013; 101: 121-132
  Google Scholar
• 87. Tang L., Li N., Xie H., Jin Y.: Characterization of mesenchymalstem cells from human normal and hyperplastic gingiva. J. CellPhysiol., 2011; 226: 832-842
  Google Scholar
• 88. Tomar G.B., Srivastava R.K., Gupta N., Barhanpurkar A.P., PoteS.T., Jhaveri H.M., Mishra G.C., Wani M.R.: Human gingiva-derivedmesenchymal stem cells are superior to bone marrow-derived mesenchymalstem cells for cell therapy in regenerative medicine. Biochem.Biophys. Res. Commun., 2010; 393: 377-383
  Google Scholar
• 89. Tomic S., Djokic J., Vasilijic S., Vucevic D., Todorovic V., Supic G.,Colic M.: Immunomodulatory properties of mesenchymal stem cellsderived from dental pulp and dental follicle are susceptible to activationby toll-like receptor agonists. Stem Cells Dev., 2011; 20: 695-708
  Google Scholar
• 90. Tuan R.S., Boland G., Tuli R.: Adult mesenchymal stem cells andcell-based tissue engineering. Arthritis Res. Ther., 2003, 5: 32-45
  Google Scholar
• 91. Wada N., Menicanin D., Shi S., Bartold P.M., Gronthos S.: Immunomodulatoryproperties of human periodontal ligament stemcells. J. Cell Physiol., 2009; 219: 667-676
  Google Scholar
• 92. Wang F., Yu M., Yan X., Wen Y., Zeng Q., Yue W., Yang P., Pei X.: Gingiva-derivedmesenchymal stem cell-mediated therapeutic approachfor bone tissue regeneration. Stem Cells Dev., 2011; 20: 2093-2102
  Google Scholar
• 93. Wang J., Wang X., Sun Z., Wang X., Yang H., Shi S., Wang S.: Stemcells from human-exfoliated deciduous teeth can differentiate intodopaminergic neuron-like cells. Stem Cells Dev., 2010; 19: 1375-1383
  Google Scholar
• 94. Wang J., Wei X., Ling J., Huang Y., Gong Q., Huo Y.: Identificationand characterization of side population cells from adult humandental pulp after ischemic culture. J. Endod., 2012; 38: 1489-1497
  Google Scholar
• 95. Wei F., Qu C. Song T., Ding G., Fan Z., Liu D., Liu Y., Zhang C., ShiS., Wang S.: Vitamin C treatment promotes mesenchymal stem cellsheet formation and tissue regeneration by elevating telomeraseactivity. J. Cell Physiol., 2012; 227: 3216-3224
  Google Scholar
• 96. Wei F., Song T., Ding G., Xu J., Liu Y., Liu D., Fan Z., Zhang C.,Shi S., Wang S.: Functional tooth restoration by allogenic mesenchymalstem cell-based bio-root regeneration in swine. Stem CellsDev., 2013; 22: 1752-1762
  Google Scholar
• 97. Wu S.M., Chiu H.C., Chin Y.T., Lin H.Y., Chiang C.Y., Tu H.P., FuM.M., Fu E.: Effects of enamel matrix derivative on the proliferationand osteogenic differentiation of human gingival mesenchymal stemcells. Stem Cell Res. Ther., 2014; 5: 52
  Google Scholar
• 98. Xia L., Peng R., Leng W., Jia R., Zeng X., Yang X., Fan M.: TRAILexpressinggingival-derived mesenchymal stem cells inhibit tumorigenesisof tongue squamous cell carcionoma. J. Dent. Res., 2015;94: 219-228
  Google Scholar
• 99. Xiao L., Tsutsui T.: Characterization of human dental pulp cellsderivedspheroids in serum-free medium: stem cells in the core. J.Cell. Biochem., 2013; 114: 2624-2636
  Google Scholar
• 100. Xu Q.C., Wang Z.G., Ji Q.X., Yu X.B., Xu X.Y., Yuan C.Q., DengJ., Yang P.S.: Systematically transplanted human gingiva-derivedmesenchymal stem cells contributing to bone tissue regeneration.Int. J. Clin. Exp. Pathol., 2014; 7: 4922-4929
  Google Scholar
• 101. Xu X., Chen C., Akiyama K., Chai Y., Le A.D., Wang Z., Shi S.:Gingivae contain neural-crest – and mesoderm-derived mesenchymalstem cells. J. Dent. Res., 2013; 92: 825-832
  Google Scholar
• 102. Yamagata M., Yamamoto A., Kako E., Kaneko N., Matsubara K.,Sakai K., Sawamoto K., Ueda M.: Human dental pulp-derived stemcells protect against hypoxic-ischemic brain injury in neonatal mice.Stroke, 2013; 44: 551-554
  Google Scholar
• 103. Yamaza T., Kentaro A., Chen C., Liu Y., Shi Y., Gronthos S., WangS., Shi S.: Immunomodulatory properties of stem cells from humanexfoliated deciduous teeth. Stem Cell Res. Ther., 2010; 1: 5
  Google Scholar
• 104. Yang B., Chen G., Li J., Zou Q., Xie D., Chen Y., Wang H., ZhengX., Long J., Tang W., Guo W., Tian W.: Tooth root regeneration usingdental follicle cell-sheets in combination with a dentin matrix-basedscaffold. Biomaterials, 2012; 33: 2449-2461
  Google Scholar
• 105. Yang H., Gao L.N., An Y., Hu C.H., Jin F., Zhou J., Jin Y., ChenF.M.: Comparison of mesenchymal stem cells derived from gingivaltissue and periodontal ligament in different incubation conditions.Biomaterials, 2013; 34: 7033-7047
  Google Scholar
• 106. Yang R., Chen M., Lee C.H., Yoon R., Lal S., Mao J.J.: Clones ofectopic stem cells in the regeneration of muscle defects in vivo. PLoSOne, 2010; 5: e13547
  Google Scholar
• 107. Yu X., Ge S., Chen S., Xu Q., Zhang J., Guo H., Yang P.: Human gingiva-derivedmesenchymal stromal cells contribute to periodontalregeneration in beagle dogs. Cells Tissues Organs, 2013; 198: 428-437
  Google Scholar
• 108. Zhang L., Ye J.S., Decot V., Stoltz J.F., De Isla N.: Research on stemcells as candidates to be differentiatetd into hepatocytes. Biomed.Mater. Eng., 2012; 22: 105-111
  Google Scholar
• 109. Zhang Q., Nguyen A.L., Shi S., Hill C., Wilder-Smith P., KrasievaT.B., Le A.D.: Three-dimensional spheroid culture of human gingivaderivedmesenchymal stem cells enhances mitigation of chemotherapy-inducedoral mucositis. Stem Cells Dev., 2012; 21: 937-947
  Google Scholar
• 110. Zhang Q., Shi S., Liu Y., Uyanne J., Shi Y., Shi S., Le A.D.: Mesenchymalstem cells derived from human gingiva are capable of immunomodulatoryfunctions and ameliorate inflammation-related tissuedestruction in experimental colitis. J. Immunol., 2009; 183: 7787-7798
  Google Scholar
• 111. Zhang Q.Z., Su W.R., Shi S.H., Wilder-Smith P., Xiang A.P., WongA., Nguyen A.L., Kwon C.W., Le A.D.: Human gingiva-derived mesenchymalstem cells elicit polarization of m2 macrophages and enhancecutaneous wound healing. Stem Cells, 2010; 28: 1856-1868
  Google Scholar
• 112. Zhang W., Walboomers X.F., Van Kuppevelt T.H., Daamen W.F.,Van Damme P.A., Bian Z., Jansen J.A.: In vivo evaluation of humandental pulp stem cells differentiated towards multiple lineages. J.Tissue Eng. Regen. Med., 2008; 2: 117-125
  Google Scholar
• 113. Zhao Y. Wang L., Jin Y., Shi S.: Fas ligand regulates the immunomodulatoryproperties of dental pulp stem cells. J. Dent. Res.,2012; 91: 948-954
  Google Scholar
• 114. Zorin V.L., Komlev V.S., Zorina A.I., Khromova N.V., SolovievaE.V., Fedotov A.Y., Eremin I.I., Kopnin P.B.: Octacalcium phosphate ceramicscombined with gingiva-derived stromal cells for engineeredfunctional bone grafts. Biomed. Mater., 2014; 9: 055005
  Google Scholar

Pełna treść artykułu